KR20060040671A - 단구성 기원의 자기 유래 자가 관용성 유도 세포 및약제학적 제제에 있어서의 이의 용도 - Google Patents
단구성 기원의 자기 유래 자가 관용성 유도 세포 및약제학적 제제에 있어서의 이의 용도 Download PDFInfo
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Abstract
본 발명은 자가 관용성 장애와 연관된 질환, 특히 자가면역 질환 및 알레르기를 예방 및/또는 치료하는데 적합한 단구성 기원의 세포; 및 이들 세포를 함유하는 약제학적 제제에 관한 것이다. 상기 세포는, 이러한 세포를 투여해야 하는 환자와 관련하여 환자 자신으로부터 유래한다 (자기 유래이다). 본 발명은 추가로, 자기 유래 조절성 T 세포를 생성 및/또는 증식시키는 방법에 관한 것이다.
단구성 기원, 자가 관용성 유도 세포, 자가면역 질환, 알레르기, 자기 유래 조절성 T 세포
Description
본 발명은 환자에게서 면역학적 자가 관용성 (self-tolerance)을 유도할 수 있는, 단구성 기원의 자기 유래 (autologous) 세포에 관한 것이다. 이들 세포는 "STIC" (자가 관용성 유도 세포)로 후술된다. 본 발명은 추가로, 자가 관용성 장애와 연관된 질환, 특히 자가면역 질환 및 알레르기를 예방 및/또는 치료하기 위한 약제학적 제제에 있어서의 STIC의 용도에 관한 것이다.
본 발명에 관련하여 용어 "자기 유래"는 STIC가, 이러한 STIC를 투여해야 하는 개개 환자의 혈액으로부터의 단구로부터 유래되는 것을 지시한다.
본 발명의 세포가 조절성 T-세포 (TregCD4+25+)를 유도할 수 있다는 사실이 본 발명자들에 의해 밝혀졌다. 따라서, 본 발명은 조절성 T-세포의 유도 및/또는 시험관내 제조에 관한 것이다.
면역계는 잠재적으로 병원성인 항원, 예를 들면, 미생물로부터 신체를 보호해 주면서도, 정상적으로는 자신의 신체 구성분과 반응하는 것을 피하는데, 즉 건강한 면역계는 "자기 항원"에 대해 내성 (관용)이 있다.
자기 항원에 대항하여 특이적 적응 (후천) 면역 반응이 일어날 경우에 자가 관용성 장애가 발생한다. 외래 항원에 대항하여 유발된 적응 면역 반응에 따른 정상적인 결과는 외래 항원을 신체로부터 제거하는 것이다. 그러나, 적응 면역 반응이 자기 항원에 대항하여 발생하는 경우에는, 면역 효과기 (effector) 기전이 이러한 항원을 완전히 제거하는 것은 통상적으로 불가능하기 때문에, 지속적인 반응이 유발된다. 그 결과, 면역 효과기 경로가 조직에 대해 치명적일 수도 있는 만성적 염증 손상을 유발시킨다 [참고: Immuno Biology 5, The Immune System In Health and Disease, Garland Publishing 2001, Chapter 13, pages 501-522].
적응 면역 반응은 항원 특이적 T 및/또는 B 세포를 활성화시킴으로써 개시되고, 자가면역 역시 동일한 방식으로 개시되는 것으로 여겨진다 [Immuno Biology, 상기 인용 문헌 참고, p. 501].
본 발명의 한 가지 바람직한 양태는 STIC를 함유하는 약제학적 제제를 사용하여 자가면역 질환을 치료 및/또는 예방하는 것에 관한 것이다.
자가면역 질환은 2가지 주요 패턴으로 특징지워질 수 있다. 자가면역 증상이 신체의 특이적 기관에만 제한되는 질환은 "기관-특이적" 자가면역 질환으로서 공지되어 있는 반면, "전신성" 자가면역 질환에서는 많은 신체 조직이 병에 걸렸다. 기관-특이적 자가면역 질환의 예는 하시모토 갑상선염 (Hashimoto's thyroiditis) 및 그레이브스병 (Graves' disease) (이들 질환 각각은 주로 갑상선에서 발병한다), 및 유형 I 인슐린-의존성 당뇨병 (이는 췌장섬에서 발병한다)이다. 전신성 자가면역 질환의 예는 전신성 홍반성 루푸스 및 원발성 쇼그렌 증후군 (Sjogren's syndrome)인데, 이들 질환은 피부, 신장 및 뇌와 같이 다양한 조직에서 모두 발병할 수 있다 [Immuno Biology, 상기 인용 문헌 참고, page 503).
주로 T 세포-매개성인 것으로 여겨지는 자가면역 질환, 예를 들면, 인슐린-의존성 당뇨병, 류마티스성 관절염, 및 다발성 경화증이 있는 반면, 다른 경우에는 세포 표면 또는 매트릭스 항원에 대한 항체 형성이 중요한 역할을 하는 질환, 예를 들어, 자가면역 용혈성 빈혈, 자가면역 혈소판감소성 자반증, 구드패스츄어 증후군 (Goodpasture's syndrome), 심상성 천포창 (pemphigus vulgaris) 또는 급성 류마티스성 발열이 있으며; 기타 질환으로는, T 세포와 B 세포 둘 다가 관여하는 면역-복합체 질환, 예를 들어, 혼합 필수 한랭글로불린혈증, 전신성 홍반성 루푸스 또는 류마티스성 관절염이 있다 [Immuno Biology, 상기 인용 문헌 참고, Fig. 13.1 on page 502].
본 발명의 추가 양태는 약제학적 제제로서 제형화된 본 발명의 STIC를 사용하여 알레르기를 치료하는 것에 관한 것이다.
조절성 T 세포가 면역 생체 항상성, 즉 모든 감염성 또는 항원 관련 표적에 대해 조정된 면역 반응 (면역학적 자가 관용성 포함)을 제어하는데 있어 중요한 역할을 한다는 사실이 최근에 제시되었다 [참고: Takeshi Takahashi and Shimon Sakaguchi, International Review of Cytology, 225 , 1-32 (2003); Shimon Sakaguchi, Vox Sang 83 , 151-153 (2002), Kathryn J. Wood and Shimon Sakaguchi, Nature Reviews Immunology, 3 . 199-210 (2003)].
상기 다카하시 (Takahashi) 등의 인용 문헌 1면의 초록에 언급된 바와 같이, "축적된 증거들은 자가 반응성 T 세포를 T 세포 매개성 우위 제어하는 것이 면역학적 자가 관용성을 유지시키는데 기여하고, 이의 교대가 자가면역 질환의 발병을 유발시킬 수 있다고 지시하였다. 이러한 조절성 T 세포 집단을 서술하고자 노력한 결과, 정상적인 본래 그대로의 동물 (인간 포함)에서 CD4+ 집단 내의 CD25+ 세포가 조절 활성을 보유하고 있다는 사실이 밝혀졌다. CD25+ 플러스 CD4+ 조절성 T 세포는 정상적 흉선에 의해, 기능적으로 별개인 T 세포 아집단으로서 생성된다. 이들은 자가면역을 예방하는데 있어 결정적 역할을 할 뿐만 아니라 각종 면역 반응을 제어하는데 있어서도 결정적 역할을 한다".
T 세포 매개성 자가면역 질환 이외에도, 면역계의 B 세포 구획은 자기 세포 (비만 세포 포함), 조직 및 기관 구조에 대항하여 지시된 항체의 생성과 연관된 자가면역 질환을 촉발시킬 수 있다.
T 헬퍼 (helper) 세포가 특이적 항원의 제시시 클로널 B 세포 확장을 자극하는 방식으로, B 세포 활성화가 T 세포 조력에 의존한다는 것은 널리 공지되어 있다. 이들 항원은 단편화 알레르기 항원으로부터 유래될 수 있으므로, T 세포 내에서 프로세싱되어 소분자 펩티드로 될 수 있다. 이어서, 이들은 항원-특이적 활성화를 자극하기 위해 MHC-제한 방식으로 제시된다.
한편으론 알레르기성 질환을 유발시킬 수 있고, 또 다른 한편으론 자가 관용성 장애를 유도시킬 수 있는 (상기 참고) 특이적 알레르기 항원에 의해 야기된 과도하거나 제어 불가능한 B 세포 활성화를 방지하기 위해서는, 조절성 T 세포가, T 세포 관련 B 세포 활성화를 방해할 수 있고 과도하면서도 제어 불가능한 항체 생성을 방지할 수 있는 능력을 지녀야 한다.
자가면역 질환과 유사하게, 알레르기성 질환 역시 조절성 T 세포 (CD4+/CD25+ T 세포)의 양을 증가시키는 것에 의해 영향을 받고 제어될 수 있다. 특히, EAE ("실험용 알레르기성 뇌척수염")으로 고통받고 있는 마우스에게서, CD4+ T 세포를 이들 동물에게 투여한지 대략 2주 후에 상기 질환이 완화되었고, 치료는 추가의 모든 질환 유도에 대한 내성과 연관이 있다는 사실이 밝혀졌다 [참고: Bach, J.F. "Regulatory T Cells under Scrutiny" Nature Reviews Immunology 3: 189-198 (2003); Lando, Z. et al. "Effect of cyclophosphamide on suppressor-cell activity in mice unresponsive to EAE" J. Immunol. 123: 21556-2160 (1979)]. 이러한 효과들은 NOD 마우스를 대상으로 한 실험에서 밝혀진 것과 유사한데, 이러한 실험에서는 CD4+ 세포를 투여함으로써 자가면역성 당뇨병의 진행을 중지시킬 수 있고, 이로 인해 상기 마우스에게서 새로운 자가면역 질환이 발병하지 못하게 할 수 있다 [Bach, J. F., 상기 인용 문헌 참고].
자가면역 반응과 연관될 수 있는 알레르기성 질환에 대한 예는 신체와 접촉하는 비-자기 단백질, 유기 및 무기 물질에 의해 유도된 모든 유형의 알레르기이다. 이와 관련하여 특히 중요한 것은 꽃가루 등에 의해 유도된 알레르기, 예를 들면, 건초열, 및 약물, 화학약품, 바이러스, 세균, 진균, 집먼지, 식품 성분, 금속, 가스, 동물의 신체 성분 [예: 피부 낙설 (skin-scale) 또는 모발], 및 동물 배설물 과 같은 알레르기 항원에 의해 유도된 알레르기이다.
지금까지는, 자가 관용성 장애로 인해 발생한 질환을 예방 및/또는 치료하는데 이용 가능한 효과적인 치료법이 없었다.
기관 특이적 자가면역 질환과 관련해서는, 코르티손과 같은 소염제를 이용한 대체 치료, 이식 치료 또는 대증 요법이 통상적으로 적용된다. 전신성 자가면역 질환과 관련해서는, 면역 억제제가 종종 치료에 사용된다. 이들 "요법"은 명백하게도, 많은 국면에 있어 문제를 일으키며, 심각한 부작용으로 고통받게 한다.
인구의 5% 이하가 자가면역 질환을 앓고 있는 것으로 추정된다 [Sakagushi, 상기 인용 문헌 참고, page 151, left column]. 따라서, 건강을 해치는 부작용을 유발시키지 않으면서도 지금까지 해당 질환 치료시 적용되어 왔던 방법과 약물에 따른 고비용의 부담이 없고 조작하기가 용이한, 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하는데 유효한 방안이 절실히 요망된다.
따라서, 본 발명의 근간을 이루는 문제는 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 개선된 방안을 제공하는 것이다.
이러한 문제를 해결하기 위해, 척추동물, 특히 포유류, 보다 바람직하게는 인간으로부터의 단구성 기원의 자기 유래 자가 관용성 유도 세포 (STIC)를 사용하는 것이 제안되었다. 이들 세포는 다음에 기재되는 본 발명의 방법에 의해 수득 가능한데, 이러한 방법에 의해 개개인의 체내에 조절성 T-림프구 (CD4+/CD25+ T-세포)의 양을 증가시킬 수 있는 변형된 세포가 생성된다. 대략 105개 세포/kg 체중 (BW)를 투여한 후에, 이들 세포는 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하는데 적합하다.
도 1은 본 발명에 따르는 세포를 변형시키기 전 (좌측 그래프) 및 변형시킨 후 (우측 그래프), 본래의 단구성 세포에 대한 GM-7의 결합 능력을 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다. x축은 결합된 세포 수를 지시한다.
도 2는 CD14+/GM-7+ 및 CD14+/GM-7- 세포의 억제인자 활성을 비교하기 위해 공여자 B로부터 조사된 세포, MHC-불일치 공여자 A로부터의 반응인자 세포, 및 개체 B로부터의 CD14+ 단구 (GM-7-: 회색 칼럼; GM-7+: 검정색 칼럼)의 혼합 림프구 배양물을 도시한 것이다.
도 3은 면역억제성 CD14+/CD3+-세포의 형성에 대한, 배양 개시시 단구를 증강시키기 위해 세포를 정제하는 것의 영향을 결정하기 위해, CD14+-단구의 양과 단구 분획 중의 CD2+-림프구의 양 뿐만 아니라 TAIC로서 유효한 CD14+/CD3+-세포의 양을 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다.
도 4는 TAIC의 억제인자 활성에 대한 인돌아민-2,3-디옥시게나제 (IDO)의 억제제 (1-MT)의 영향을 결정하기 위해 상기 억제제 (1-MT)와 함께 2가지 실험에서 예비 항온 배양된, PHA-자극된 림프구 (PhaLy) 및 TAIC ("Mo+Ly" 또는 "Mo")의 혼합 림프구 배양물을 도시한 것이다.
도 5는 혈액 세포 중의 생체내-GM-7-발현에 대한 TAIC의 영향을 결정하기 위해, TAIC를 수술후 주사하기 이전 (좌측 그림) 및 이후 (우측 그림) 환자 혈액 내에서의 GM-7-발현을 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다.
도 6은 덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염으로 고통받고 있는 마우스의 결장 절편의 H&E 염색을 도시한 것으로, 그룹 3의 처리되지 않은 동물의 결장 (도 6A/B), DSS 처리한 후 +1일째에 STIC로 처리한 그룹 1 동물의 결장 (도 6C/D), +1일째에 "대조군 세포"로 처리한 그룹 4 동물의 결장 (도 6E) 및 +7일째에 STIC로 처리한 동물의 결장 (도 6F) 상태를 예시하고 있다 (도 6A/C/E에서의 배율 x 2.5; 도 6B/D/F에서의 배율 x 10).
도 7은 DSS 처리를 완료한 후 3주간에 걸친, 덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염으로 고통받고 있는 마우스의 체중 변화를 도시한 것이다. 그룹 1 동물 (■)은 +1일째에 STIC로 처리하였고, 그룹 2 동물 (▲)은 +7일째에 STIC로 처리하였으며, 그룹 3 동물 (▼)은 처리하지 않은 반면, 그룹 4 동물 (●)은 +1일째에 "대조군 세포"로 처리하였다. 해당 값은 그룹당 5 내지 7마리 마우스로부터 수득한 평균 값이고, 표준 편차는 항상 ±15% 아래이다.
도 8은 덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염으로 고통받고 있는 마우스의 조직화학적으로 염색된 결장 절편의 스코어링 결과를 도시한 것이다. 그룹 1 동물은 +1일째에 STIC로 처리하였고, 그룹 2 동물은 +7일째에 STIC로 처리하였으며, 그룹 3 동물은 처리하지 않은 반면, 그룹 4 동물은 +1일째에 "대조군 세포"로 처리하였다 (스코어 0 = 폐색되지 않고 건강한 것으로 발견됨; 스코어 1 = 최소의 결장염; 스코어 2 = 중간 정도의 결장염; 스코어 3 = 중증 결장염; 및 스코어 4 = 전체 점막의 파괴를 수반한 궤양성 결장염).
도 9는 세포 요법을 투여하는 실험을 시작한지 6주 후의 마우스의 중량을 기준으로 한, 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델 마우스의 체중 변화를 도시한 것이다. 그룹 1 동물 (◆)은 6주 후에 STIC로 처리하였고, 그룹 2 동물 (■)은 처리하지 않았고, 그룹 3 동물 (▲)은 6주 후에 "대조군 세포"로 처리하였다. 해당 값은 그룹당 6마리 마우스로부터 수득한 평균 값이고, 표준 편차는 항상 ±15% 아래이다.
도 10은 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델에서 STIC가 투여된 마우스 (그룹 1); 처리되지 않은 대조군 마우스 (그룹 2); 및 "대조군 세포"가 투여된 마우스 (그룹 3)의 결장 길이 (도 10A) 및 비장 중량 (도 10B) 측정 결과를 도시한 것이다. 해당 값은 평균값±SEM이다.
도 11은 세포 전이시킨지 6주 후에 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델 마우스의 조직화학적으로 염색된 결장 절편을 스코어링한 결과를 도시한 것이다. 그룹 1 동물에게는 STIC를 투여하였고, 그룹 2 동물은 처리하지 않고 어떠한 세포도 주사하지 않은 반면, 그룹 3 동물에게는 "대조군 세포"를 투여하였다. 해당 값은 평균값±SEM이다. (스코어 0 = 폐색되지 않고 건강한 것으로 발견됨; 스코어 1 = 최소의 결장염; 스코어 2 = 중간 정도의 결장염; 스코어 3 = 중증 결장염; 및 스코어 4 = 전체 점막의 파괴를 수반한 궤양성 결장염).
도 12는 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델 마우스의 결장 절편의 H&E 염색을 도시한 것으로, 이는 처리되지 않은 그룹 2의 2마리 동물의 결장 (도 12A/B), "대조군 세포"로 처리된 그룹 3의 2마리 동물의 결장 (도 12C/D) 및 STIC로 처리된 그룹 1의 2마리 동물의 결장 (도 12E/F) 상태를 예시하고 있다 (배율 x 100).
발명의 요약
단구성 기원의 자기 유래 자가 관용성 유도 세포 (STIC)를 제조하기 위한 방법의 주요 단계는
(a) 상기 세포를 투여해야 하는 개개 환자의 혈액으로부터 단구를 분리하는 단계;
(b) 이러한 단구를, 대식 세포 콜로니 자극 인자 (M-CSF로서 후술됨)를 성장 증진제로서 함유하는 적합한 배양 배지에서 증식시키는 단계;
(c) 상기 단구를 γ-인터페론 (γ-IFN으로서 후술됨)으로 자극하는 단계; 및
(d) 단계 c)에서 형성된 자가 관용성 유도 세포를 상기 배양 배지로부터 격리시킴으로써, 이러한 자가 관용성 유도 세포를 수득하는 단계
를 포함한다.
유사한 방법이 독일 특허원 DE 102 31 655.4 및 국제 특허출원 PCT/EP03/07551에 기재되어 있다. 전술된 선행 특허원에서는, 상기와 같이 하여 제조된 세포가 "이식 조직편 허용 유도성 세포" (TAIC)로서 명명되었다. 이들 세 포는 수용자에게서 동종 공여자 조직의 허용을 유도하기 위해 사용된다. 중요하게는, DE 102 31 655.4 및 PCT/EP03/07551에 기재된 TAIC는 공여자의 단구로부터 유래된 것이고, 조직 이식편 허용을 유도하기 위해 수용자에게 투여한다. 이는 TAIC가, TAIC로 처리하고자 하는 개개인에 대해 동종이라는 것을 의미한다.
이와는 반대로, 본 발명은 "자기 유래 처치" 개념에 기초하는데, 이는 자가 관용성 장애, 특히 자가면역 질환 및/또는 알레르기로 인해 고통받고 있는 개개인을, 자기 유래 단구로부터 유래되는 자가 관용성 유도 세포 (STIC)로 처치하는 것을 의미한다.
따라서, TAIC와 STIC 둘 다가 본질적으로 동일한 공정에 의해 단구로부터 유래되긴 하지만, TAIC는 치료하고자 하는 환자에 대해 동종 (同種)인 반면, STIC는 이와 관련하여 자기 유래 (自己 由來)이다.
STIC를 생성시키는 방법과 관련하여, γ-IFN으로 자극하는 것이 결정적인 단계를 나타내는 것으로 밝혀졌다 (실시예 2 참고).
본 발명의 맥락에서, 단구성 기원의 자가 관용성 유도 세포 (STIC)란 상기 언급된 방법의 단계 (d)로부터 수득되는 세포 집단을 지칭한다. 이러한 세포 집단은 자가 관용성을 유도하는데 유효한, 단구로부터 유래된 세포 다음으로 림프구 (실시예 4 참고) 뿐만 아니라 단핵 세포 분획으로부터 유래된 임의의 추가 세포, 예를 들어, 과립구를 포함하기도 한다. STIC-집단 내에 단구로부터 유래된 세포의 양은 총 세포 수를 기준으로 하여 바람직하게는 50 내지 90%, 보다 바람직하게는 60 내지 70%이다.
본 발명과 관련하여 용어 "총 세포 수"는 고려 중인 세포 집단 내의 생명 유지에 필요한 세포의 양을 지칭한다. 이러한 양은 "트립판 블루 염료 배제 기술"에 의해 결정할 수 있는데, 이는 상기 염료가 광학적 수단에 의해 생명 유지에 필요한 세포를 생명 유지에 필요하지 않은 세포와 구별할 수 있게 해주기 때문이다.
본 발명에 따르는 STIC는 자가 관용성을 유도하기 위해, 통상적으로 104 내지 106개 세포/체중 kg, 바람직하게는 105개 세포/체중 kg의 양으로 사용될 수 있다. STIC 투여는 반복해서 수행할 수 있다.
본 발명에 따르는 STIC는 동물 시험과 배양물 모두에서 악성 종양 형성과 관련한 위험이 전혀 없는 것으로 입증되었으며; 이는 본 발명에 따르는 세포가 유래하는 본래의 단구 세포 특성상 기타 어떠한 방식으로든 전혀 예상하지 못한 결과이다.
다음에 상세히 설명되는 바와 같이, 최적의 자가 관용성 유도 특성을 지닌 세포의 추가 아집단은 단구로부터 유래되는, STIC에 존재하는 세포 분획으로부터 분리시킬 수 있다.
본래의 세포 (단구)를 시험관내 배양하고 이를 γ-인터페론으로 자극하면, 하이브리도마 세포주 DSM ACC2542에 의해 발현되는 모노클로널 항체 GM-7과 결합하는 세포 아집단 (실시예 3 참고)을 포함하는 STIC가 형성된다. 이러한 모노클로널 항체 GM-7은 면역글로불린 이소형 IgG2a의 항체 (이의 경쇄는 카파-이소형을 나타낸다)이다. 이러한 항체의 특징적인 성질은, 항체가 본 발명에 따르는 배양 조건에 의해 변형된 단구와 결합하는 엄격한 능력에 있는데, 이는 본래의 단구 세포는 인식되지 않기 때문, 즉 상기 항체가 본래의 세포와는 결합하지 않기 때문이다 (실시예 3 참고). 또한, 20명의 자원자를 대상으로 한 실험에서는, GM-7이 말초혈 중의 인간 세포와 결합하지 않는 것으로 입증되었다 (도 5 참고).
PCT/EP03/07551에 기재된 바와 같이, 상기 항체는 당업자에게 공지된 방법을 사용하여, 인간 단구로부터 유래된 TAIC (STIC에 상응함)를 이용하여 마우스를 면역시킴으로써 제조하였다 [참고: Davis, W.C. "Methods in Molecular Biology: Monoclonal Antibody Protocols", New York: Humana Press Inc. Totowa, 1995]. 이어서, 상기 마우스로부터의 골수종 세포와 상기 항체를 생성하는 B 세포를 융합시킴으로써 하이브리도마 세포주를 생성시켰다. 이러한 세포주를 생성시키는데 사용된 방법은 당해 분야에 공지되어 있다 [참고: Davis, W.C. "Methods in Molecular Biology: Monoclonal Antibody Protocols", New York: Humana Press Inc. Totowa, 1995; Kohler, G., Milstein, C. "Continuous cultures of fused cells secreting antibody of predefined specificity", Nature 256, 495-497 (1975)]. 항체 GM-7을 생산하는 하이브리도마 세포주는 부다페스트 조약 규칙에 따라서 수탁번호 DSM ACC2542로 DSMZ (Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkultur GmbH, Braunschweig, Germany)에 기탁되었다.
도 1은 본 발명에 따르는 시험관내 변형 후, 단구성 세포에 대한 GM-7의 결합 능력을 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다. 단핵 세포 분획으로부터 직접적으로 수득된 CD14-양성 단구는 항체 GM-7과 결합하지 않는다는 것을 알 수 있다 (흐린 음영 회색은 비-음영 항체 대조군과 합치된다). 이와는 대조적으로, M-CSF의 존재 하에 배양하고 γ-IFN으로 자극한 후에는, 단구 일부가 모노클로널 항체 GM-7에 의해 인식되는 항원을 발현한다. 모노클로널 항체 GM-7은 이소형 κ-IgG2a로서 특징지워진다. 본 발명에 따르는 방법은 결과적으로, 변형된 단구의 세포막 상에서의 항원 발현의 표현형 패턴 상의 변화를 유발시킨다 (도 1).
모노클로널 항체 GM-7은 본 발명에 따르는 방법에 의해 생성된 세포들 중에서 가장 효과적인 자가 관용성 유도 세포를 유도시키는 세포 집단과 특이적으로 결합한다 (도 5 참고).
따라서, 본 발명의 바람직한 양태는 항체 GM-7과 결합할 수 있는 STIC에 관한 것이다. 이들 세포는 STICGM7로서 후술된다.
따라서, 본 발명에 따르는 항체 GM-7은 자가 관용성을 유도하는 세포 (STIC)를 선별 및 정제하는데 월등히 유효하고 조작이 용이한 제제를 나타낸다. 이러한 항체를 사용함으로써, 본 발명에 따라서 균질하고도 고도로 유효한 STIC 집단을 생성시키는 것이 가능하다.
본 발명의 바람직한 양태에 따르면, 항체 GM-7과 결합하는 항원을 발현하는, 상기 언급된 본 발명의 방법의 단계 c)에서 형성된 자가 관용성 유도 세포는 단계 c) 후에 배양 배지로부터 직접적으로 선별할 수 있거나, 또는 하이브리도마 세포주 DSM ACC2542에 의해 생산된 항체 GM-7에 결합시킴으로써, 상기 언급된 본 발명의 방법의 단계 d)에 따라서 배양 배지로부터 상기 세포를 격리시킨 후에 수득된 세포 집단으로부터 각각 선별할 수 있다.
본 발명에 따르는 STIC를 선별하기 위해, 상기 항체가 샘플 중에 존재하는 자가 관용성 유도 세포와 결합할 수 있게 해주는 조건 하에, 상기 항체를 상기 샘플과 접촉시킨다. 이러한 결합 반응으로부터 비롯된 반응 복합체를 연속해서 샘플로부터 격리시킨다. 이를 위해, 항체를 캐리어 물질 상에 고정화시킨 후에 샘플과 접촉시킬 수 있는데; 예를 들어, 이를 크로마토그래피 목적상 적합한 매트릭스 또는 소위 "자기 비드"에 결합시킬 수 있다. 이러한 과정으로 대용량의 샘플로부터 자가 관용성 유도 세포를 선별 및 농축시킬 수 있다.
자가 관용성 유도 세포를 수득하기 위해, 샘플로부터 반응 복합체를 분리시킨 후에 항체와 자가 관용성 유도 세포 간의 결합을 격리시킨다. 이는 당해 분야에 공지된 방법, 예를 들면, 경쟁 치환법 또는 염 용액으로의 세척 방법에 의해 수행할 수 있다. 상응하는 방법이, 예를 들어, 다음 문헌에 기재되어 있다 [참고: Utz U. et al. ("Analysis of the T-cell Receptor repertoire of human T-cell leukemia virus type-1 (HTLV-1) Tax-specific CD8+ Cytotoxic T Lymphocytes from patients with HTLV-1 associated disease: Evidence for the oligoclonal expansion" J. of Virology Feb. 1996, 843-851].
더우기, 모노클로널 항체 GM-7은 환자의 시험관내 혈액 및/또는 조직 샘플 중에서 본 발명에 따르는 단구성 기원의 자가 관용성 유도 세포의 정성적 및 정량적 검출을 가능케 한다. 자가 관용성 유도 세포의 존재 여부와, 적용 가능한 경우에는 이의 양을 지시해주는, 샘플 중에서의 반응 복합체의 형성은 공지된 방법으로 탐지한다.
반응 복합체를 검출하기 위해, 항체 GM-7을, 예를 들어, 이러한 항체와 공유적으로 결합하는 검출 가능한 분자와 직접적으로 커플링 ("표지")시키는 것이 가능하다. 검출 가능한 적합한 분자의 상당 수가 분자 진단학 분야에 보고되었으며, 이의 예에는 형광성 염료, 예를 들면, 플루오레세인 이소티오시아네이트 또는 테트라메틸 로다민-5-이소티오시아네이트, 발광성 염료, 방사성 표지된 분자 및 효소, 예를 들면, 퍼옥시다제가 포함된다 [참고: Lottspeich, F., Zorbas, H. "Bioanalytik", Spektrum Akademischer Verlag GmbH, Heidelberg-Berlin, 1998].
항체 검출은 이러한 항체를 표지시키기 위해 선택된 분자에 따라서 이루어진다. 본 발명과 관련하여, 항체 GM-7을 형광성 분자 플루오레세인 이소티오시아네이트 (FITC)와 커플링시켜, 항체의 검출이 유동 세포계수법 및/또는 형광 현미경검사를 통하여 수행될 수 있도록 하였다. 항체를 FITC로 표지시키는 방법은 당업자들에게 공지되어 있다.
또 다른 한편, 반응 복합체는 2차 항체를 사용하는 2-단계 공정으로 검출할 수 있다. 이와 관련하여, 표지되지 않은 항체 GM-7을 추가의 표지된 항체와의 반응 복합체에서 검출할 수 있다 [참고: Lottspeich, F., Zorbas, H. "Bioanalytik", Spektrum Akademischer Verlag GmbH, Heidelberg-Berlin, 1998]. 이러한 2-단계 검출 방법은 본 발명에 따르는 항체의 결합을 직접적으로 검출하는 것 보다 상당히 더 민감한데, 이는 여러 차례 표지된 2차 항체가 하나의 GM-7 항체에 결합될 수 있기 때문이다 (시그널 증폭).
항체 GM-7은 결과적으로, STIC로 처리된 환자의 말초혈 중에서의 STIC의 검출을, 예를 들어, "모니터링" 형태로 가능케 하는데, 이 동안에 말초혈 중의 세포 수는 특정 시간 간격으로 결정된다.
당업자에게 명백한 바와 같이, 비-인간 척추동물의 단구, 특히 본 발명에 따라서 변형된 영장류 및 돼지의 단구로부터 유래된 STIC에 대항한 모노클로널 항체를 제조하는 것이 가능하다. 이와 관련하여, 상응하는 숙주 동물을 면역시키고 상응하는 하이브리도마 세포주를 생성시키는 것은 인간 기원의 STIC에 대해 상기 언급된 바와 같이 수행한다.
본 발명의 특히 바람직한 양태는 항원 CD3과 CD14를 세포 표면 상에 동시 발현하는, 본 발명의 STIC 아집단에 관한 것이다. 이들 세포는 STICCD3+/CD14+로서 후술된다. 다음에 보다 상세히 설명되는 바와 같이, 상기 세포는 조절성 T-림프구의 형성을 유도시키는 것으로 밝혀졌다.
표면 항원 CD3과 CD14를 동시 발현하는 STIC는 상기 언급된 본 발명의 방법의 단계 c)에서 형성된 자가 관용성 유도 세포로부터 직접적으로 선별할 수 있거나, 이들은 상기 언급된 본 발명의 방법의 단계 d)에 따라서 배양 배지로부터 세포를 격리시킨 후에 수득된 세포 집단으로부터 선별할 수 있거나, 또는 STICGM7 집단으로부터 선별할 수 있다.
추가로, PCT/EP03/07551의 TAIC를 참고로 하면, 본원에 기재된 방법에 따라서 제조된 세포가 유전자 Foxp3, CTLA4 및 인테그린 αEβ7를 강력하게 발현한다는 사실이 밝혀졌다 (PCT/EP03/07551의 실시예 12에 상응하는 실시예 6 참고). 이와는 대조적으로, 이들 유전자는 본래의 단구에 의해서는 전혀 발현되지 않거나 적은 수준으로만 발현된다. 따라서, 유전자 Foxp3, CTLA4 및 인테그린 αEβ7의 발현을 상향 조절하는 것이 STICCD3+/CD14+-세포의 특징이다.
실시예 6에 논의되는 바와 같이, 마커 Foxp3, CTLA4 및 인테그린 αEβ7의 발현은 기존에 조절성 T-림프구에 대해서만 보고되었다. 표면 항원 CD4와 CD25를 동시 발현하는 T-림프구는 조절성 T-림프구의 아집단이고, 이는 또한 "억제인자 세포"로서 지시되기도 한다. 이들의 기능은 신체의 면역 반응을 억제하는 것이다. 특히, Foxp3은 조절성 T-세포의 발생에 대한 제어 유전자로서 작용하고 이들 세포에 의해 특이적으로 발현되는 특이적 전사 인자로서 여겨진다. 본 발명에 따르면, STICCD3+/CD14+-세포가 총 RNA 1 ㎍당 1 x 10-9 ㎍ 이상, 보다 바람직하게는 5 x 10-9 ㎍ 이상의 Foxp3-RNA를 발현하고, 특히 바람직한 방식으로는 1 x 10-8 ㎍ 이상의 Foxp3-RNA를 발현한다.
CTLA4는 T-림프구, 특히 CD4/CD25 양성 T-림프구의 조절 기능을 탐지하기 위한 마커로서 유사하게 관찰된다 (실시예 6에 인용된 문헌 참고). 본 발명에 따르면, STICCD3+/CD14+-세포는 총 RNA 1 ㎍당 바람직하게는 5 x 10-7 ㎍ 이상, 보다 바람직하게는 3 x 10-6 ㎍ 이상의 CTLA4-RNA를 발현해야 하고, 특히 바람직한 방식으로는 5 x 10-6 ㎍ 이상의 CTLA4-RNA를 발현한다.
상피성 카드헤린 (Cadherin)을 인식하는 인테그린 αEβ7은 최근에, 상피성 환경과 상호 작용하는 고도로 강력한 조절성 T-림프구의 아집단에 대한 신규한 마커로서 다음 문헌에 보고되었다 [참고: Lehmann et al. in PNAS 99 , pages 13031-13036 (2002)]. STICCD3+/CD14+-세포에서의 인테그린 αEβ7-RNA의 발현 양은 본 발명에 따라서, 총 RNA 1 ㎍당 바람직하게는 1 x 10-12 ㎍ 이상, 보다 바람직하게는 1 x 10-11 ㎍ 이상이어야 하고, 특히 바람직한 방식으로는 1 x 10-10 ㎍ 이상, 가장 바람직하게는 1 x 10-9 ㎍ 이상이어야 한다.
실시예 6의 표에 제시된 바와 같이, 본 발명의 세포를 림프구와 함께 직접적으로 동시 배양하면, 강력하게 상향 조절된 유전자 Foxp3, CTLA4 및 인테그린 αEβ7 발현을 나타내는 조절성 T-림프구의 수, 특히 림프구 집단 내의 CD4+/CD25+ 세포 수가 현격하게 증가된다. 상기 실시예는 이러한 효과가 본 발명의 세포를 림프구와 함께 간접적으로 동시 배양한 경우에는 관찰되지 않는다는 사실을 추가로 입증해준다.
이들 결과는 본 발명의 세포에 의한 조절성 T-림프구의 형성 및/또는 증식의 자극이 이들 세포에 의한 자가 관용성의 유도에 관여한다는 것을 지시해준다.
실시예 7 (PCT/EP03/07551의 실시예 13에 상응함)은 PCT/EP03/07551의 TAIC 를 참고로 하여 면역 반응 억제를 유도하는데 있어서 본 발명의 세포가 관여한다는 가설을 확인시켜 준다. 이 실시예에서는, 수용자 동물로부터의 림프구를 시험관 내에서 각각의 공여자 동물로부터의 면역 억제성 세포와 함께 항온 배양하였다. 관용성을 유도하기 위해, 공여자 유래된 TAIC와 함께 예비-항온 배양시킨 수용자로부터의 림프구를 TAIC 대신 동물에게 주사하였다. 공여자 특이적 관용성이 이러한 방식으로 또한 유도될 수 있었지만, 공여자 유래된 TAIC와 함께 동시 배양되지 않은 수용자 림프구가 투여된 동물에게서는 관용성이 발생하지 못하였다.
본 발명의 STIC 그 자체를 약제학적 제제로서 사용할 수 있다. 상기 언급된 바와 같은 본 발명의 방법의 단계 d)로부터 수득된 세포를 직접 사용할 수 있다. 이로써 수득된 집단 총 세포의 약 10 내지 50%가 초기 단구 분리물 (단핵 세포 분획)으로부터 유래하는 림프구 및 과립구에 의해 형성된다. 이들 세포는 배양 단계시 단구로부터 유래된 본 발명의 STIC의 형성을 지지해주며 (실시예 4 참고); 이들은 본 발명의 STIC가 약제학적 제제로서 사용된 경우에도 자가 관용성의 유도를 방해하지 않는다.
그러나, 본 발명의 추가의 바람직한 양태에 따르면, 아집단 STICGM7 및/또는 STICCD3+/CD14+는 본 발명의 방법 (상기 참고)으로부터 수득된 STIC 집단 전체로부터 분리할 수 있고, 이를 자가 관용성 유도에 사용할 수 있다.
배양 배지 (실시예 2 참고)에서는, STIC 및/또는 STICGM7 및/또는 STICCD3+/CD14+를 이들의 자가 관용성 유도 효과가 상실되지 않게 하면서 48시간 이상 동안 유지 시킬 수 있다.
약제학적 제제로서 사용하기 위해서는, 예를 들어, 인간 ABO 적합성 혈청 (보편적으로 사용하기에 적합함) 중에 현탁시킨 STIC 및/또는 아집단 STICGM7 및/또는 STICCD3+/CD14+를 단 이입 (short transfusion)으로서 정맥내 투여할 수 있다.
이러한 맥락에서, 약제학적 제제는 기관 특이적 또는 전신성 자가면역 질환을 치료하기 위해, 본 발명의 STIC를 통상적인 소염제 및/또는 통상적인 면역억제제, 예를 들어, 스테로이드, 특히 코르티손, 메토트렉세이트, 사이클로포스파미드, 아자티오프린, 5-아미노살리실산 (5-ASA), TNF-α 항체, α-인터페론 및 B 세포 항체, 예를 들면, 리툭시맙 (Rituximab)과 조합하여 포함할 수 있다.
추가로, 본 발명의 STIC는 항히스타민제, 테오필린 제제, β-유사작용제, 스테로이드, 특히 코르티손, 및 크로모글리신산과 조합하여, 알레르기를 치료하는데 사용할 수 있다.
본 발명에 따르는 방법에 대한 출발 세포는 자기 유래의 혈액 단구, 즉 본 발명의 세포를 투여해야 하는 개개 환자 자신의 혈액으로부터의 단구이다. 바람직하게는, 자기 유래 단구가 인간 혈액으로부터의 단구이다. 이러한 단구는 모든 분리 공정, 특히 백혈구 성분채집술 (leukapheresis)에 의해 또는 전혈로부터의 단핵 세포 분획 (연막)으로부터 수득할 수 있다. 백혈구 성분채집술이 특히 바람직하다.
백혈구 성분채집술은 인간 대상체로부터 전혈을 채집하고, 이를 분획별로 나눈 다음, 단핵 세포 분획을 제외한 분획들을 인간 대상체에게 재수혈하는, 시판용 성분채집용 장치를 사용하는 다단계 과정에 대한 일반적인 용어이다. 이러한 과정은, 예를 들어, EP 0 591 194 B1에 추가로 상세히 요약된 바와 같이 수행할 수 있다.
또 다른 한편, 혈액을 먼저, 항응고제로 표준 처리한 후에, 당해 분야에 공지된 방법을 사용하여, 바람직하게는 원심분리시킴으로써 혈장과 백혈구 및 적혈구로 분리시킬 수 있다. 원심분리 후, 혈장이 상등액에 존재할 것이며; 이 아래에는 백혈구를 온전히 함유하는 층이 놓여 있다. 이러한 층은 연막으로서 지칭되기도 한다. 이 아래에는 적혈구를 함유하는 상이 놓여 있다 (헤마토크리트: hematocrit).
본 발명에 따르는 방법과 관련해서 언급하면, 단핵 세포 분획을 먼저, 예를 들어, 공지된 방법에 따라서 원심분리시킴으로써 분리 및 격리시켜 단구를 수득한다. 바람직한 방법 양태에 따르면, 상기 단핵 세포 분획을 림프구 분리용 배지 (Ficoll Hypaque) 상으로 적용한 다음, 원심분리시킨다 (실시예 1 참고). 실시예 1에는 단핵 세포 분획 내에 여전히 함유되어 있는 적혈구와 사멸 세포를 원심분리시킴으로써 격리시키고, 단구를 포함한 백혈구가 상기 분리용 배지 상에 분리물로서 존재하는 본 발명의 바람직한 양태가 기재되어 있다. 그 후, 백 상 (white phase)을 조심스럽게 피펫 제거하고, 분리물 내에 단구를 증강시키기 위해, 반복적으로 원심분리시킨 다음 세척한다. 이러한 과정 동안, 단구는 림프구 일부와 함께 원심분리용 용기 바닥에 모아질 것이다.
본 발명의 방법의 특히 바람직한 양태에 따르면, 단구 함유 분리물을 수득하기 위한 조건은 분리물이 세포 총 수를 기준으로 하여 단구 다음으로 림프구를 약 10 내지 50% 함유하도록 제어된다. 바람직하게는, 상기 분리물이 세포 총 계수를 기준으로 하여, 단구 약 50 내지 90%, 특히 바람직하게는 60 내지 70%와, 림프구 약 10 내지 50%, 특히 바람직하게는 20 내지 50%를 함유하는데, 나머지는 과립구에 의해 임의로 제공될 것이다.
실시예 4에 제시된 바와 같이, 본래의 단구를 M-CSF 및 γ-인터페론과 함께 배양하는 동안, 세포 총 계수를 기준으로 하여 림프구가 20 내지 30% 정도로 존재하게 되면, 상당히 다량의 CD3/CD14-이중 양성 STIC가 생성될 것인데, 이는 단지 적은 양의 림프구 (약 5%) 만이 존재하는 경우에도 마찬가지일 것이다 (도 3 참고).
충분한 양의 STIC를 생성하기 위해서는, 먼저 단구를 증식시키는 것이 필요하다. 이를 위해, 단구에 적합한 공지된 성장 배지를 사용할 수 있지만, 이러한 배지는 성장 인자 M-CSF (대식 세포-콜로니-자극 인자)를 함유해야만 한다. M-CSF (CSF-1로 지칭되기도 함)은 단구, 섬유아세포, 림프구 및 내피 세포에 의해 생성된다. 배양 배지 중의 M-CSF의 농도는 배지 1리터당 바람직하게는 2 내지 20 ㎍, 보다 바람직하게는 4 내지 6 ㎍, 특히 바람직하게는 5 ㎍일 수 있다.
바람직하게는, 성장 배지가 과립구 대식 세포 콜로니 자극 인자 (GM-CSF)를 함유하지 않는데, 이는 STIC의 수율이 상기 인자의 존재 하에 감소되기 때문이다.
연속해서 또는 동시에, 상기 세포를 γ-IFN으로 자극해야만 하는데, 즉 γ-IFN의 존재 하에 배양해야만 한다. 단구를 γ-IFN으로 자극하는 것은 이러한 성장 인자를 함유하는 배양 배지에서 3 내지 6일 동안 지속되는 초기 증식 상 이후에 일어난다. 바람직하게는, M-CSF의 존재 하에 배양을 개시한 후 4일째에 γ-IFN 자극을 시작하고, 이러한 자극을 항온 배양기 조건하, 즉 37℃ 및 5% CO2 대기 하에, 바람직하게는 24 내지 72시간, 보다 바람직하게는 48시간 동안 연장한다.
배지 중의 γ-IFN의 농도는 0.1 내지 20 ng/ml, 바람직하게는 1 내지 10 ng/ml, 특히 바람직하게는 5 ng/ml일 수 있다.
γ-IFN으로의 자극은 성장 인자를 함유하는 배지에서 단구의 증식과 동시에 시작할 수 있다. 그러나, 상기 언급된 바와 같이 초기 증식 상을 3 내지 6일 동안 지속시킨 후에 자극하는 것이 바람직하다. 세포의 증식과 γ-IFN으로의 자극은 전반적으로, 8일을 초과하여 일어나지 않는 것이 바람직하다. 어떠한 경우든, γ-IFN으로의 처리는 증식 상 후에 24시간 이상, 최대 72 시간, 바람직하게는 48시간 동안 지속되도록 수행해야 한다. 세포를 증식 및 자극하는 기간은 결과적으로, 바람직하게 총 4 내지 8일간 지속되어야 한다.
본 발명의 바람직한 양태에 따르면, 증식 및 γ-인터페론으로의 자극은 실시예 2에 지시된 바와 같이, 성장 인자를 함유하는 배양 배지에서 단구를 먼저 증식시킨 후, 0.1 내지 20 ng/ml, 바람직하게는 1 내지 10 ng/ml, 특히 바람직하게는 5 ng/ml의 농도가 배지 중에서 수득되는 양으로 γ-IFN를 3 내지 6일 후에 배양 배지에 가하는 방식으로 수행한다.
바람직하게는, 본 발명에 따르는 방법을, 이의 표면을 태아 송아지 혈청 (FCS) 또는 바람직하게는 인간 ABO 적합성 혈청으로 미리 피복시킨 바 있는 배양 용기에서 수행한다 (실시예 2 참고). FCS로 피복시키는 것은, 사용 전에 배양 용기의 표면을 FCS로 덮은 다음, 수 시간의 상호작용 기간, 특히 4 내지 72시간, 바람직하게는 12 내지 48시간, 특히 24시간 후에, 표면에 부착되지 않은 FCS를 적당한 방식으로 제거함으로써 수행할 수 있다. 인간 ABO 적합성 혈청으로 피복하는 것은 상기 언급된 바와 동일한 방식으로 수행한다.
배양 단계 동안, 세포는 약 24시간 후에 배양 용기 바닥에 침강될 것이다. 이때 이들의 부착 특성으로 인해, 단구 및 해당 공정 동안 단구로부터 유래된 STIC는 각각의 배양 용기 바닥에 부착될 것이다. 실시예 2에 기재된 바와 같이, 배양 동안 배양 배지를 변화시킬 경우에는, 상등액을, 예를 들어, 피펫 제거하거나 경사 제거함으로써 초기에 조심스럽게 제거한 다음, 신선한 배양 배지를 이에 채워 넣는다. 그러나, 바람직하게는 바닥에 부착되는 세포는 세척하지 않거나 단지 조심스럽게 세척하여, 존재하는 어떠한 림프구도 제거되지 못하게 한다.
부착되는 세포를 떨어지게 하는 것은, 예를 들어, 미세한 세포 스크래퍼 또는 압설자를 사용하여 기계적으로 수행할 수 있다.
그러나, 본 발명에 따르는 방법의 바람직한 양태에 따르면, 세포를 완전히 떨어지게 하는 것은 적합한 효소, 예를 들면, 트립신으로 처리함으로써 수행된다 (실시예 2 참고). 이러한 트립신 용액 (0.1 내지 0.025 g/l, 바람직하게는 0.05 g/l)은 5% CO2의 존재 하의 35 내지 39℃, 바람직하게는 37℃에서 2 내지 10분 동안 세포 상에 대해 작용하도록 할 수 있다.
이어서, 효소 활성을 통상의 방법으로 차단시키고, 지금 자유로이 부유하는 STIC를 원심분리에 의한 통상의 방식으로 수득할 수 있다. 이때 이들은 적합한 배지 (예: PBS) 중의 임의의 현탁물로, 즉시 사용에 이용 가능한다. 그러나, 이들을 영양 배지에서 수 일, 특히 대략 2 내지 3일 동안 유지시킬 수도 있으며 (실시예 2 참고); 이러한 보존용 배지는 성장 인자나 γ-IFN를 전혀 함유하지 말아야 한다. 세포를 STIC와 같은 영양 배지에서 48시간 이상 동안 유지시킬 수 있다.
보다 장기간에 걸쳐 저장하기 위해, 세포를 급속 동결시킬 수 있다. 살아 있는 세포를 급속 동결시키는 프로토콜은 당해 기술 분야에 공지되어 있다 [참고: Griffith M., et al. ("Epithelial Cell Culture, Cornea", in Methods of tissue engineering, Atala A. and Lanza R.P., Academic Press 2002, Chapter 4, pages 131-140]. 본 발명에 따르는 세포를 급속 동결시키는데 바람직한 현탁 배지는 DMSO가 보충된 FCS 또는 ABO 적합성 혈청이다.
본 발명의 한 양태에 따르면, 단계 c) 또는 d)로부터 수득된 자가 관용성 유도 세포를 함유하는 세포 현탁액을, 아집단 STICGM7를 수득하도록 항체 GM-7과 결합하는 세포에 대해 추가로 정제할 수 있다. 이러한 정제 방법은 상기에 상세히 언급되어 있다.
본 발명의 추가의 바람직한 양태에 따르면, 상기 세포는 세포 표면 상에 항원 CD3과 CD14를 동시 발현하는 STIC 집단으로부터 선별한다. 이러한 세포의 선별 방법은 당해 분야에 공지되어 있다. 이러한 방법의 예는 "형광-활성화 세포 분류법" (FACS), "면역 자기 비드 분류법" 및 "자기 활성화 세포 분류법" (MACS), 또는 소위 "로제팅 방법 (Rosetting Method)"이다 [참고: Gmelig-Meyling, F. et al. "Simplified procedure for the separation of human T- and non-T-cells", Vox Sang. 33: 5-8 (1977)].
STIC 아집단 STICCD3+/CD14+의 선별은 상기 언급된 본 발명의 방법의 단계 c) 또는 d)로부터 수득된 STIC 집단, 또는 STICGM7-아집단으로부터 직접적으로 수행될 수 있다. 후자 방식은 STICCD3 +/ CD14 +의 순차적 증강이 일어나게 할 방법을 진행시키는 것이다.
본 발명의 바람직한 양태에서는, 본 발명에 따르는 STICCD3+/CD14+ 아집단 세포 자체가, 자가면역 질환을 생체내 예방 및/또는 치료하기 위한 약제학적 조성물을 제조하는데 사용된다.
이러한 자가면역 질환의 예는 다음과 같다:
·자가면역 특성을 지닌 류마티스성 질환, 특히 류마티스성 관절염, SLE, 쇼그렌 질환, 피부 경화증, 피부 근염, 다발성 근염, 라이터 증후군 (Reiter's syndrom);
·당뇨병;
·혈액 및 혈관의 자가면역 질환, 특히 자가면역 용혈성 빈혈 (AIHA), 자가면역 혈소판감소성 자반증 (ITP), 항인지질 항체 증후군, 혈관염 [결절군 다발성 동맥염, 웨게너스 (Wegener's) 육아종증, 과민성 혈관염, 거세포성 동맥염], 전신성 홍반성 루푸스, 혼합 필수 한랭글로불린혈증;
·간의 자가면역 질환, 특히 자가면역성 간염, 원발성 담즙성 간경변 및 원발성 경화성 담관염;
·갑상선의 자가면역 질환, 특히 하시모토병 (Hashimoto's disease), 그레이브스병;
·중추 신경계의 자가면역 질환, 특히 다발성 경화증, 중증 근무력증; 및
·수포성 피부 질환, 특히 심상성 천포창, 증식성 천포창, 낙엽상 천포창, 시니어-어셔 증후군 (Senear-Usher syndrome) 및 브라질리안 천포창.
자가 관용성을 유도하기 위한 STIC의 유용성은 자가면역 질환과 닮은 인공적으로 유도된 결장염의 2가지 모델 시스템 중의 마우스에 대해 밝혀졌다 (실시예 8 및 9 참고).
이들 모델은 덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염 (실시예 8)과, 마우스에서 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델 (실시예 9)이다. 양 모델 마우스에게서, 인간 궤양성 결장염과 닮은 증상을 나타내는 만성 결장염이 발병하였다.
양 모델 시스템에서는 발병 직후에 STIC를 투여하는 것이, 처리하지 않은 동물이나 STIC를 함유하지 않은 "대조군 세포"로 처리한 동물과 비교해서 결장염 특유의 증상을 억제시켜 준다.
상기 논의된 바와 같이, 과도한 면역 반응이 알레르기 발생에 관여하기도 한다. 아집단으로서 CD4+/CD25+ 세포를 포함하는 CD4+ 세포가 실험용 알레르기성 뇌척수염 (EAE)의 진행을 경감시킬 수 있다는 사실이 문헌 [Bach et al. 상기 문헌 참고]에 의해 밝혀졌다. 본원에 제시된 바와 같이, STIC를 투여하면 CD4+/CD25+ T 세포 집단의 증가가 유도되기 때문에, 상기 세포는 알레르기를 치료하는데 또한 유용하다.
따라서, 본 발명의 추가의 바람직한 양태에 따르면, STIC 함유 약제는 알레르기를 예방 및/또는 치료하는데 사용된다.
약제학적 제제는 바람직하게는 제제 1 ml당 약 1 x 105 내지 1 x 107개 세포, 보다 바람직하게는 제제 1 ml당 약 1 x 106개 세포의 양으로 약제학적으로 허용되는 담체 중에 현탁된, 본 발명의 방법의 단계 d)로부터 수득되는 본 발명에 따르는 생명 유지에 필요한 STIC를 함유할 수 있다.
본 발명의 추가의 바람직한 양태에서는, 본 발명에 따르는 STICGM7 아집단 세포 자체가, 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 생체내 예방 및/또는 치료하기 위한 약제학적 조성물을 제조하는데 사용된다.
본 발명의 한 양태에서는, 상기 약제학적 제제가 바람직하게는 제제 1 ml당 약 1 x 106 내지 1 x 108개 세포, 보다 바람직하게는 제제 1 ml당 약 1 x 106개 세포의 양으로 약제학적으로 허용되는 액상 담체 중에 현탁된, 항체 GM-7과 결합하는 본 발명에 따르는 생명 유지에 필요한 STICGM7 세포를 함유할 수 있다.
본 발명의 가장 바람직한 양태에서는, 상기 약제학적 제제가 바람직하게는 제제 1 ml당 약 5 x 105 내지 5 x 107개 세포, 보다 바람직하게는 제제 1 ml당 약 5 x 106개 세포의 양으로, 항원 CD3과 CD14를 동시 발현하는 본 발명에 따르는 생명 유지에 필요한 STICCD3+/CD14+ 세포를 함유할 수 있다.
상기 언급된 약제학적 제제는 생리학적으로 널리 관용되는 배지에 현탁된 본 발명에 따르는 세포를 함유할 수 있다. 적합한 배지는, 예를 들어, 링거 용액, 생리 식염수 또는 5 내지 20% 인간 알부민 용액 등이다.
본 발명에 따르는 STIC를 함유하는 약제학적 조성물은 개개 질환이 침범한 신체 부위(들)에 따라서 각종 투여 경로를 통하여 투여할 수 있다. 본 발명의 바람직한 양태에서는, 상기 약제학적 조성물을 정맥내, 문맥내, 피하, 피내, 복강내 또는 수막강내 투여할 수 있다. 약제학적 조성물은 특이적 기관, 예를 들어 간 또는 근육 내로 흡입을 통하여 직접 투여할 수 있거나 체강 내로 직접 투여할 수 있다.
활성 성분으로서 STIC를 함유하는 약제학적 제제는 자가면역 질환 발병에 책임이 있는 유전자가 공지되어 있는 경우에는, 이러한 자가면역 질환을 예방하는데 사용할 수도 있다. 특정 개체가 한 가지 이상의 자가면역 질환과 연관된 유전자의 운반체로서 진단된 경우에는, 유년기의 자기 유래 단구로부터 유래된 STIC를 투여함으로써 상기 질환의 돌연한 발생을 예방할 수 있다. 본 발명의 바람직한 양태에서는, 자기 유래 STIC를 자기 유래 림프구 및 개개 유전자에 의해 발현된 펩티드와 함께 동시 배양한다. 이로써, 개개의 유전자 생성물에 대해 특이적인 자기 유래 조절성 T-림프구가 발생할 것이다. 이어서, 이들 조절성 T-림프구를 다음 실시예 7 (PCT/EP03/07551의 실시예 13에 상응함)에 기재되는 바와 같이 각각의 개체에게 재투여할 수 있다.
본 발명의 추가 양태에서는, 자가면역 질환이, 예를 들어 류마티스성 관절염에서와 같이 이따금씩 발생하는 경우에는 이러한 질환을 예방하기 위해 STIC를 사용할 수 있다. STIC를 함유하는 약제학적 조성물을 해당 질환이 처음으로 돌발하거나 후속 돌발 후에 투여하는 경우에는, 추가의 돌발을 예방할 수 있다.
본 발명에 따르는 세포 제제는 본 발명의 방법의 단계 d)로부터 수득되는 생명 유지에 필요한 STIC를 함유할 수 있다. 또 다른 한편, 상기 제제는 항체 GM-7과 결합하는 STICGM7 세포 아집단, 또는 항원 CD3과 CD14를 세포 표면 상에 동시 발현하는 STICCD3+/CD14+ 세포 아집단에 속하는 세포를 함유할 수 있다. 상기 제제는 액상 담체 배지에 현탁된 각각의 세포를 바람직하게는 1 x 105개 이상 세포/ml, 보다 바람직하게는 5 x 105개 이상 세포/ml, 가장 바람직하게는 1 x 106개 이상 세포/ml의 양으로 함유할 수 있다. 배지는 세포에 의해 널리 관용되는 세포 배양물 또는 수송 배지, 예를 들면, 5 내지 20% 인간 알부민 용액일 수 있다. 또 다른 한편, 상기 제제 내의 세포를 급속 동결시킬 수 있고, 이는 적합한 저장 배지, 예를 들면, 50% 인간 알부민 용액과 10% DMSO를 수반한 RPMI 내에 함유될 수 있다.
최종적으로, 본 발명은 또한, 본 발명의 자가 관용성 유도 세포 (STIC, STICGM7 또는 STICCD3+/CD14+)를 시험관 내에서 자기 유래의 조절성 T-림프구를 생성 또는 확장시키기 위해 사용하는 방법에 관한 것이다. 실시예 6 (PCT/EP03/07551의 실시예 12에 상응함)에 제시된 바와 같이, TAIC (STIC에 상응함)를 림프구와 함께 시험관 내에서 직접적으로 동시 배양하면, 조절성 T-림프구, 특히 CD4+/CD25+ 림프구가 상당히 증식된다. 따라서, 특정 개체의 단구로부터 유래된 STIC를 자기 유래 림프구와 함께 직접적으로 동시 배양함으로써, 자기 유래의 조절성 T-림프구, 특히 CD4+/CD25+ 림프구를 생성 및/또는 확장시키는 것이 가능하다.
본 발명에 따라서 시험관 내에서 직접적으로 배양한다는 것은 STIC와 림프구를 실시예 6에 예시되는 바와 같이, 동일한 배지 내에서 직접적으로 물리적 접촉시켜 동시 배양하는 것을 의미한다.
이러한 방법에서는, 상기 배지가 바람직하게는 각각의 세포, 즉 STIC와 림프구를 대략 등가 세포수로 함유하고, 각각 바람직하게는 1 x 105개 이상 세포/ml, 보다 바람직하게는 5 x 105개 이상 세포/ml, 가장 바람직하게는 1 x 106개 이상 세포/ml의 양으로 액상 담체 배지 중에 현탁되고; 상기 배지는 세포에 의해 널리 관용되는 세포 배양물 또는 수송 배지, 예를 들면, 5 내지 20% 인간 알부민 용액일 수 있다. 동시 배양은 바람직하게는, 약 37℃ 하에, 예를 들어, 항온 배양기 내에서, 바람직하게는 약 3 내지 5일, 보다 바람직하게는 4일 동안 생리적 조건 하에 수행해야 한다.
실시예 7 (PCT/EP03/07551의 실시예 13에 상응함)에 제시된 바와 같이, 이식 조직편 허용은 공여자 단구로부터 발생된 TAIC를 수용자에게 투여함으로써 유도시킬 수 있을 뿐만 아니라 상기 언급된 바와 같이 공여자 단구로부터 생성된 TAIC와 함께 시험관 내에서 미리 직접적으로 동시 배양시킨 수용자 림프구를 수용자에게 재투여함으로써 유도시킬 수 있다. 유사하게, 자가 관용성은 환자 자신의 단구로부터 생성된 STIC와 함께 미리 직접적으로 동시 배양시킨 자기 유래의 림프구를 환자에게 재투여함으로써 유도시킬 수 있다.
따라서, 본 발명의 추가 양태에 따르면, 처리하고자 하는 개개인으로부터의 림프구를, 이러한 개개인의 단구로부터 유래하는 STIC와 함께 직접적으로 동시 배양함으로써, 조절성 T-림프구를, 상기 치료하고자 하는 개개인으로부터 유래하는 림프구로부터 시험관 내에서 제조할 수 있다. 동시 배양된 림프구를 수용자에게 재투여하면, 실시예 7에 제시된 바와 같이 자가 관용성의 유도가 일어날 것이다.
이로써 제조된 조절성 T-림프구는 본원에 기재된 바와 같이 FACS에 의해 분리할 수 있고 (상기 참고), 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 약제학적 제제에 사용할 수 있는데, 여기서는 상기 세포가 상기 언급된 바와 같이 약제학적으로 허용되는 담체 중에 현탁된다.
본 발명은 다음 실시예를 통하여 추가로 상세하게 예시된다.
본 실시예 내에서 별도로 규정하지 않는 한, 사용된 배지와 물질의 조성은 다음과 같다:
1. 페니실린/스트렙토마이신 용액:
생리적 염화나트륨 용액 (NaCl 0.85%) 1ml당 페니실린 G의 나트륨 염으로서의 페니실린 10,000 단위 및 스트렙토마이신 설페이트로서의 스트렙토마이신 1000 ㎍ (Gibco Catalogue No. 15140122).
2. 트립신-EDTA
0.5 g 트립신 및 0.2 g EDTA (4 Na)/l
3. RPMI 1640 (1x, 액상(11875))은 L-글루타민을 함유한다
RPMI (Roswell Park Memorial Institute) 배지 1640은 포유류 세포에 광범위하게 사용될 수 있는 증강된 제형이다.
[참고: Moore G.E., et al., J.A.M.A. 199: 519 (1967)]
4. PBS (Dulbecco's 인산염 완충 식염수) [참고: J. Exp. Med. 98: 167 (1954)]:
| 성분 | g/l |
| KCl | 0.2 |
| KH2PO4 | 0.2 |
| NaCl | 8.00 |
| Na2PHO4 | 1.15 |
5. 피콜-하이파크 (Ficoll-Hypaque):
림프구 분리용 배지 (삭카로스/에피클로로하이드린 공중합물 Mg 400,000; 밀도 1.077, 나트륨 디아트리조에이트로 조정됨).
6. L-글루타민
액상: 29.2 mg/ml
7. 대식 세포-콜로니 자극 인자 (M-CSF)
이. 콜라이 (E. coli)로부터의 재조합 인간 M-CSF; 단량체 (18.5 kD)로서, N-말단 메티오닌을 포함한 135개 아미노산 잔기를 함유함; 몰 질량이 37 kD인 동종-이량체 (homodimer)로서 존재함; (SIGMA 카탈로그 번호 M 6518).
8. γ-인터페론 (γ-IFN)
이. 콜라이로부터의 재조합 인간 γ-IFN; 143개 아미노산 잔기를 함유하는 16.7 kD 단백질 (CHEMICON 카탈로그 번호 IF002).
9. 덱스트란 설페이트 나트륨
Sigma-Aldrich 31403, 염, MW 40 kD.
실시예
1
전혈로부터의 단구 분리
전혈은 다음 2가지 상이한 방법에 의해 인간 환자로부터 수득하였다:
a) 백혈구 성분채집술: 제조업자의 지시 (COBE Spectra Version 4.7/5.1/6.0/7.0)에 따라서 단핵 모드 (MNZ)의 COBE® Spectra™ 성분채집술 시스템 (Gambro BCT, Lakewood, CO, USA)을 사용하여, 백혈구 성분채집술을 수행하였다.
b) 통상적인 혈액 성분 분리: 혈액 응고를 피하고 세포에 영양 공급하기 위해, 삼중 챔버 봉지 세트 중에서 전혈 450 ml를, H2O 1 리터당 3.27 g의 시트르산, 26.3 g의 삼나트륨 시트레이트, 25.5 g의 덱스트로스 및 22.22 g의 나트륨 디하이드록시 포스페이트를 함유하는 안정화제 용액 63 ml와 혼합하였다. 이 용액의 pH는 5.6 내지 5.8이었다.
이어서, 혈액 성분을 분리시키기 위해, 상기 혼합물을 20℃에서 7분 동안 4000 rpm으로 "신속한 원심분리"를 수행하였다. 이로써, 적혈구 (corpuscular) 성분과 비-적혈구 성분의 3겹 층배열이 형성되었다. 이러한 목적을 위해 제공된 압축기 내에서 상기 봉지 세트를 사용함으로써, 적혈구를 하단 봉지 내로 압착시키고, 혈장은 상단 봉지 내로 압착시키며, 소위 연막은 중간 봉지 내에 유지시키는데, 이는 대략 50 ml 용적을 함유하였다.
이어서, 양 방법으로부터 신선하게 수득된 단핵 세포 분획 50 ml의 양을 각 25ml씩 2 부분으로 나눈 다음, 이들 각각을, 사전에 2개의 50 ml 팔콘 (Falcon) 튜 브 내로 도입시킨 25 ml의 피콜-하이파크 분리용 배지 상으로 층 형성시켰다.
상기 제제를 30분 동안 2500 rpm으로 연속해서 (제동없이) 원심분리시켰다. 그 후, 단핵 세포 분획 내에 여전히 존재하는 사멸 세포와 모든 적혈구는 피콜 상 아래에 놓여져 있는 반면, 단구를 포함한 백혈구는 피콜 상에 백색 분열간기 (interphase)로서 분리되었다.
이어서, 단구를 포함한 백색 분열간기를 조심스럽게 피펫팅하여 제거하고, 인산염 완충 생리 식염수 (PBS) 10 ml와 혼합하였다.
이어서, 상기 제제를 10분 동안 제동을 걸면서 1800 rpm으로 3회 원심분리시키고; 각 원심분리 공정 후에 상등액을 피펫팅하여 제거하고, 신선한 PBS를 도입하였다.
원심분리용 용기 (피콜 튜브) 바닥에 모아진 세포 펠릿은 단핵 세포 분획, 즉 단구를 함유하였다.
c) 마우스 실험 8 및 9 (유전적으로 동일한 마우스를 사용하여 수행함)에 필요한 단구는 동계 (syngeneic) 공여자 마우스의 비장으로부터 수득하였다. 이러한 비장을 약간의 압력 하에 소 메쉬형 시브 내로 통과시키고, 이로써 분리된 세포를 PBS에 재현탁시켰다. 이와 같이 현탁시킨 비장 세포를, 사전에 50 ml 팔콘 튜브 내로 도입시킨 25 ml 피콜-하이파크 분리용 배지 상으로 층 형성시켰다. 이어서, 상기 언급된 바와 동일한 방식으로 상기 과정을 지속시켰다.
실시예 2
단구의 증식 및 변형
단구를 배양하고 증식시키는 것은 다음 조성의 영양 배지에서 수행하였다:
| RPMI 1640 배지 | 440ml |
| 태아 송아지 혈청(FCS), 또는 ABO 적합성 혈청 | 50ml |
| 페니실린/스트렙토마이신 용액 | 5ml |
| 총 용적 | 500ml |
상기 영양 배지는 2.5 ㎍/500 ml의 M-CSF를 함유하였다.
실시예 1에서 분리된 단구를, 상기 영양 배지 10 ml 중에서 총 106개 세포의 양으로 현탁시키고, 페트리 디쉬 (petri dish) (직경 100mm) 상으로 옮겼다. 이러한 페트리 디쉬에, 순수한 불활성화 FCS를 미리 채워 놓고, 24시간 후에 FCS를 경사 제거하여, 이러한 방식으로 FCS-피복된 디쉬를 수득하였다.
상기 페트리 디쉬에 적당한 뚜껑을 덮고, 37℃ 하의 항온 배양기에서 3일 동안 유지시켰다. 24시간 후에, 세포는 페트리 디쉬 바닥에 침강하였다. 격일로 상등액을 피펫팅하여 제거하고, 페트리 디쉬에 신선한 영양 배지 10 ml를 다시 채워 넣었다.
4일째에는, 10 ml 영양 배지 중의 50 ng의 γ-인터페론을 가하고, 상기 디쉬를 다시 밀봉한 다음, 37℃ 하의 항온 배양기 내에서 48시간 더 유지시켰다.
이의 후속으로, PBS를 사용하여 각각 1:10으로 희석시킨 트립신 용액 10 ml를 피펫팅하여 페트리 디쉬에 도입하였다. 밀봉시킨 페트리 디쉬를 37℃ 하의 항온 배양기에 10분 동안 놓아 두었다.
그 후, 페트리 디쉬 바닥에 부착되어 있는 세포의 분리는 세포의 대부분 (>90%)이 상등액에 부유하도록 하는 방식으로 세포 스크래퍼를 이용하여 수행하였 다.
총 상등액 (10 ml 트립신 용액 + 10 ml 배지)을 피펫팅하여 제거하고, 50 ml 팔콘 튜브에서 합한 다음, 10분 동안 1800 rpm으로 원심분리시켰다. 이어서, 상등액을 경사 제거하고, 신선한 영양 배지 (상기 참고)를 침전물 (나머지 세포 펠릿)에 부가하였는데, 106개 세포당 1 ml의 영양분을 가하였다. 정확한 용량을 결정하기 위한 세포 계수치의 결정은 공지된 방법에 따라서 이루어졌다 [참고: Hay R.J., "Cell Quantification and Characterisation" in Methods of Tissue Engineering, Academic Press 2002, Chapter 4, p. 55-84].
이러한 세포 현탁액을 원심분리 (1800 rpm, 10분, 상기 참고)시키고, 세포 펠릿을 PBS 내로 혼입하거나 또는 인간에게 적용하는 경우에는 NaCl (생리) 내로 혼입하였다. 연속해서, 정맥내 투여를 직접 또는 48시간 내에 수행할 수 있다.
또 다른 한편으론, 트립신 함유 상등액을 원심분리 및 경사 제거한 후, FCS/DMSO를 동결 배지로서 세포에 가하고, 이들을 10 ml의 용적으로 급속 동결시켰다.
동결 배지는 95% FCS와 5% DMSO를 함유하였다. 각 경우에 있어, 대략 106개 세포를 배지 1 ml에 혼입하고, 다음 단계로 냉각시켰다:
얼음 상에서 30분;
예비-냉각된 스티로포르 (Styropor) 박스에서 -20℃ 하에 2시간;
스티로포르에서 -80℃ 하에 24시간;
-180℃ 하에 액체 질소 (N2) 중의 작은 튜브에서 저장.
도 1은 본래의 단구성 세포의 배양 및 γ-IFN 자극 후에 사용된 단구 상에서의 항원 발현 상의 표현형 변화를 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다. 본래의 단구성 세포를 배양 및 γ-IFN 자극시키면, 변형 전의 세포 (도 1의 좌측 그래프)와 비교해서 변형 후에 (도 1의 우측 그래프) GM-7의 결합이 상당히 증가하였다.
다음 실시예 3 내지 7은 PCT/EP03/07551로부터 취한 것이다. 이들은 상기 문헌에 기재된 이식 조직편 허용 유도성 세포 (TAIC)를 성상 확인시켜 준다. PCT/EP03/07551의 TAIC와 본 발명의 자가 관용성 유도 세포 (STIC)와의 유사성 때문에, 이들 실시예에 보고된 결과 역시 STIC에도 적용된다.
보다 정밀하게 언급하면, 다음 실시예 3 내지 7의 결과는 다음을 나타낸다:
■ 본래의 단구를 M-CSF와 함께 배양하고, 모노클로널 항체 GM-7의 이용 가능성을 통하여 γ-IFN 자극시킨 후에 수득된 TAIC 집단으로부터, 억제인자 기능이 최적화된 세포 집단을 분리할 수 있고 (실시예 3);
■ 단구 분획 내에 존재하는 림프구는 TAIC로서 유효한 CD14+/CD3+ 세포의 생성에 상당한 영향을 미치며 (실시예 4);
■ IDO-억제제 1-메틸트립토판은 TAIC의 억제인자 기능에 전혀 영향을 미치지 않으며 (실시예 5);
■ 공여자 A의 TAIC를 공여자 B의 림프구와 함께 시험관 내에서 직접적으로 동시 배양하면, 조절성 T 세포, 즉 CD4+/CD25+-림프구 형성이 유도되고 (실시예 6);
■ 생체 내에서 공여자-TAIC와 수용자-림프구 간의 물리적 세포 대 세포 상호 작용으로 인해, 기관 거부 반응을 예방할 수 있는 조절성 T-세포의 발생이 유도된다 (실시예 7).
실시예 3
TAIC에 대한 항체 GM-7의 결합
PCT/EP03/07551에 기재된 바와 같이 제조한 인간 TAIC로 마우스를 면역시킴으로써, 모노클로널 항체 GM-7를 생성시켰다. 이러한 항체를 생산하는 하이브리도마 세포는 기탁기관 ("Deutsche Sammlung fur Mikroorganismen")에 수탁번호 DSM ACC2542로 기탁되었다. 다음에 보고된 결과는 상기 항체가, 본 발명에 따라서 6일간 M-CSF로 다른 위치 (ex situ)에서 변형시키고 2일간 γ-IFN로 자극시킨 바 있는 CD14+ 세포 상에서만 발현하는 항원과 특이적으로 결합한다는 사실을 입증해준다.
도 1은 시험관내 변형 후, 즉 TAIC로의 변환 후 단구성 세포에 대한 GM-7의 결합 능력을 유동 세포계수법으로 결정하여 도시한 것이다. 연막으로부터 직접적으로 수득된 CD14-양성 단구는 항체 GM-7과 결합하지 않는다는 사실을 알 수 있다 (좌측 그림; 회색 음영은 항체 대조군에 상응할 수 있다). 이와는 반대로, 단구 일부가 M-CSF 하에서의 배양과 γ-IFN로의 자극 후에 특정 항원을 발현하는데, 이러한 항원은 모노클로널 항체 GM-7에 의해 인식된다. 실시예 2에 기재된 바와 같이 배양한 후, 변환된 단구의 약 80%가 모노클로널 항체 GM-7과 결합할 수 있다 ( 우측 그림).
추가의 실험에서는, CD14+/GM-7+ 세포의 억제인자 활성을 혼합 림프구 배양물 (MLC) 중에서 CD14+/GM-7- 세포의 억제인자 활성과 비교하였다. MLC는 다음 문헌에 기재된 바와 같이 수행하였다 [참고: Kurnick, J.T. "Cellular Assays" in: Diagnostic Immunopathology, [Colvin R.B., Bhan A.K., McCluskey, R.U. (ed.), Raven Press, New York, pages 751-771 (1994)].
본 실시예에서는, TAIC가 개체 B로부터 유래된다. 도 2에 도시된 바와 같이, GM-7 양성 및 GM-7 음성 TAIC의 억제인자 활성 간에는 상당한 차이 (유의차)가 존재한다. 6일간 M-CSF로 처리하고 2일간 γ-IFN로 자극한 후에 수득된 TAIC 집단의 GM-7 양성 분획 만이, 개체 B 세포로의 자극 후 개체 A의 반응인자 세포의 T-세포 증식 활성에 대한 상당한 억제 효과를 나타낸다.
실시예 4
단구 배양 동안 CD3
+
/CD14
+
-세포의 형성에 대한 림프구의 영향
TAIC로서 유효한 CD14+/CD3+-세포의 발생에 대한, 단구 분획 내에 존재하는 림프구의 영향은 2가지 상이한 설정물을 비교함으로써 결정하였다.
제1 설정물 ("Mo"로서 후속 지시됨)의 경우에는, 단구 분획을 실시예 1에 기재된 바와 같은 연막의 분열간기로부터 초기에 채집하였다. 실시예 2에 기재된 바와 같이, 세포를 연속해서 M-CSF와의 배양 단계에 전달하였다. 배양 출발 시점으 로부터 1시간 이내에, 조직 배양 플라스크 바닥에 부착되어 있는 단구를 각 10 ml PBS로 5회 세척함으로써, 배양물에 존재하는 림프구의 양을 < 5% (4.8±2.4%)로 감소시켰지만, 이로써 수득된 증강된 단구 (CD14+)의 양은 90% 이상 (92±5.6%)이었다. 상기 설정물 내의 부가의 세포 성분은 B-림프구와 과립구였다.
제2 설정물 ("Mo+Ly"로서 후속 지시됨) 내의 세포를 또한, 실시예 1에 기재된 바와 같이 단구 분획으로서 연막의 분열간기로부터 채집하였다. 그러나, 설정물 "Mo"와는 상이한, 조직 배양 플라스크 바닥에 부착되어 있는 세포는 실시예 2에 기재된 바와 같이, 배양을 시작한지 24시간 후에 1회만 세척하였다. 그 결과, 45±5.3% CD14+-단구와 23.5±8.9% CD2+-림프구로 구성된 세포 집단이 수득되었다. 설정물 "Mo"에서와 같이 림프구와 과립구가 또한 상기 설정물에 존재하였다.
설정물당 총 세포 집단 내의 각각의 세포 유형 양을 결정하는 것은 3가지 실험용 설정물 각각에 대한 유동 세포계수법을 통하여 수행하였다 (도 3 참고). 그 결과가 표준 편차를 포함한 평균치로서 보고된다.
CD14+/CD3+-세포는 배양 초기에는 (0일째) 설정물 "Mo"에서 결정될 수 없을 뿐만 아니라 설정물 "Mo+Ly"에서도 결정될 수 없다. 5일 간의 배양 기간 후, 실험을 종결하고, 실시예 2에 기재된 바와 같이 조직 배양 플라스크의 바닥으로부터 세포를 떨어지게 한 후 FACS 분석에 의해 세포를 성상 확인하였다. 그 결과, CD14+-세포의 상대량이 이들 설정물에서 감소되었는데, 설정물 "Mo"에서는 92%에서 42%로 감소되고 설정물 "Mo+Ly"에서는 45%에서 28%로 감소된 것으로 밝혀졌다. 외관상으로는, 림프구가 단구보다 더 빠르게 증식하는데, 림프구의 상대량은 설정물 "Mo"에서는 4.8%에서 69.8%로 증가하였고 설정물 "Mo+Ly"에서는 23.5%에서 50.6%로 증가하였다. 배양 동안, TAIC로서 유효한 CD14+/CD3+-세포가 양 배양물에서 형성된다. 이러한 맥락에서, CD14+/CD3+-세포의 양 증가가 단지 7.2±3.2% 만을 나타내는 설정물 "Mo"와는 대조적으로, 설정물 "Mo+Ly"에서는 32.0±5.3%의 상당히 높은 CD14+/CD3+-세포량 증가가 관찰된다는 사실이 중요하다.
이들 결과는 배양 초기에 90% 이상의 상대량으로 단구를 증강시키기 위해 세포를 정제하는 것이, TAIC 집단에서 면역억제성 CD14+/CD3+-세포의 생성에 대해 부정적인 영향을 미치는 반면, 실시예 1 및 2에 기재된 방법은 상당히 높은 수율의 CD14+/CD3+-세포를 제공해준다는 사실을 입증해준다.
실시예 5
TAIC의 면역억제 활성에 대한 IDO 억제제 1-메틸-트립토판의 영향 결정
효소 인돌아민-2,3-디옥시게나제 (IDO)의 억제제인 1-메틸트립토판 (1-MT)이 "Mo" 및 "Mo+Ly" 설정물 (실시예 4 참고)에서 생성된 TAIC의 억제인자 기능에 영향을 미치는지를 명료하게 하기 위해, 1-MT의 존재 및 부재 하에 PHA (피토해마글루티닌) 자극된 T-세포를 수반한 각종 혼합 림프구 배양물 (MLC)을 확립하였다.
이들 혼합 림프구 배양물 중에서, 2 ㎍ PHA를 수반한 50,000개의 림프구를 96-웰 판의 웰에 옮긴 다음, 144시간에 걸쳐 증식시켰다 ("PhaLy"로서 지시됨). PHA를 부가하지 않은 배지에서만 배양된 림프구를 추가의 대조군 ("Ly"로서 지시됨)으로서 수행하였다.
상이한 보조-배양물에서의 PHA-자극된 림프구의 증식을 결정하기 위해, 다음 4가지 설정물을 수행하고 조사하였다:
PhaLy + "Mo+Ly": PHA-자극된 림프구 및 TAIC [실시예 4에 따르는 설정물 "Mo+Ly"로부터의 105개 세포].
PhaLy + "Mo+Ly" + 1-MT: 2 μmol 1-MT의 존재 하에 PHA-자극된 림프구 및 TAIC [실시예 4에 따르는 설정물 "Mo+Ly"로부터의 105개 세포].
PhaLy + "Mo": PHA-자극된 림프구 및 TAIC [실시예 4에 따르는 설정물 "Mo"로부터의 105개 세포].
PhaLy + "Mo" + 1-MT: 2 μmol 1-MT의 존재 하에 PHA-자극된 림프구 및 TAIC [실시예 4에 따르는 설정물 "Mo"로부터의 105개 세포].
144시간 동안 배양한 후, 모든 대조군 또는 보조-배양물을 3[H]-티미딘 ("펄스됨")의 존재 하에 24시간 동안 추가로 배양한 후, 방사성 표지된 티미딘의 혼입량을 분당 계수치 (cpm)로서 결정하였다 (도 4 참고). 이러한 배열에서는 결정된 방사능 양이 DNA 내로 혼입된 표지된 티미딘 양에 대한 측정치이므로, 이는 림프구 증식 속도에 대한 측정치이다. 도 4에 보고된 값은 3가지 실험 각각의 3회 결정치 로부터의 평균 값 ± 표준 편차에 상응한다.
상기 결과는 PHA로 자극되지 않은 림프구 ("Ly")는 상당히 증식되지 않는다는 사실을 입증해주었으며, 관찰된 평균 방사능 양은 367 cpm이었다 (도 4 참고). 이와는 반대로, 2 ㎍ PHA로 자극하면 림프구 ("PhaLy")의 증식 속도가 상당히 증가하며, 이들 샘플에서 가장 많은 혼입량은 평균 18459 cmp으로 측정되었다.
TAIC를 림프구 배양물에 부가하면, 실시예 4로부터의 설정물 "Mo+Ly"로부터의 세포가 부가된 경우에는 증식 속도가 강력하게 감소되었으며 (PhaLy + "Mo+Ly", 결정치 1498 cpm), 실시예 4로부터의 설정물 "Mo"로부터의 세포가 부가된 경우에는 증식 속도가 상기 보다는 덜 강력하게 감소되었다 (PhaLy + "Mo", 측정치 3369 cpm).
자극된 림프구를 수반한 "Mo" 및 "Mo+Ly"를 함유하는 설정물에 2 μmol 1-메틸-트립토판 (1-MT)를 부가한 후에 수득된 결과는, 1-메틸-트립토판 (1-MT)이 TAIC의 억제인자 기능을 상승적으로 증가시킴으로써, 설정물 "Mo"로부터의 TAIC를 사용한 경우 (측정치 390 cpm) 보다 설정물 "Mo+Ly"로부터의 TAIC를 사용한 경우 (측정치 267 cpm)에 보다 강력한 감소가 이루어졌다는 것을 입증해주었다.
실시예 6
조절성 T-세포를 생성하기 위해 동종 림프구와 인간 TAIC를 시험관 내에서 동시 배양함
TAIC가 수용자에게서 조절성 T-세포, 즉 CD4+/CD25+-림프구의 형성을 유도시 키는지를 조사하기 위해, TAIC와 림프구와의 몇 가지 상이한 시험관내 배양을 수행하고, 이로부터 비롯되는 조절성 T-세포의 형성을 분석하였다.
이를 위해, 공여자 A의 TAIC를 공여자 B의 림프구와 함께 시험관 내에서 직접 또는 간접적으로 동시 배양하였다. 직접적인 동시 배양에서는, (공여자 A)의 TAIC와 (공여자 B의) 림프구 간의 직접적인 세포-대-세포 접촉이 가능하였지만, 간접적인 동시 배양에서는 막 ("세포 배양 삽입물", 0.4 ㎛ 공극 크기, Falcon, 주문 번호 353090)이 배지의 교환을 허용하였지만, 두 세포 집단의 물리적 접촉을 억제하였다. 직접 또는 간접적인 동시 배양은 항온 배양기 조건 하에, 즉 37℃ 및 5% CO2 대기 하에 바람직하게는 3 내지 5일, 보다 바람직하게는 4일 동안 수행하였다.
배양한 후, 조절성 T-세포 (CD4+/CD25+) 각각의 수를 양 설정물에서 뿐만 아니라 대조군 (여기서는 TAIC 또는 림프구를 각각 단독으로 배양하였다)에서 결정하였다. 추가로, 혼합 림프구 배양물에서 가장 유의적인 억제인자 기능을 지닌 TAIC-세포 집단의 성분을 나타내는 CD3+/CD14+-세포의 수를 대조군 설정물 (여기서는 TAIC를 단독으로 배양하였다)에서 결정하였다.
모든 설정물에서, FACS 분석에 따라 세포의 표면 항원을 결정하고, 세포 총 수 중의 각각의 세포 집단의 양을 분석하였다.
추가로, 조절성 T-세포에 의해 특이적으로 발현된 3가지 신규한 마스터(master) 유전자 (Foxp3, CTLA-4 및 인테그린 αEβ7)의 상대적 발현을 각각의 세포 집단에서 PCR함으로써 결정하였다 (표 참고). Foxp3은 조절성 T-세포의 발생에 대한 제어 유전자로서 고려되고 이들 세포에 의해 특이적으로 발현되는 특이적 전사 인자이다 [참고: Hori, S. et al., "Control of Regulatory T-cell Development by the Transcription Factor Foxp3", Science 299 , 1057-1061 (2003)].
CTLA-4는 CD4+/CD25+-T-세포의 조절 기능을 결정하기 위한 마커로서 사용되는 추가의 인자이다 [참고: Khattri, R. et al., "An essential role for Scurfin in CD4+/CD25+ T regulatory cells", Nature Immunology, online publication, doi:10.1038/ni909 (2003); Shimizu, J. et al. "Stimulation of CD25+/CD4+ regulatory T cells through GITR breaks immunological self-tolerance", Nature Immunology, online publication, doi:10.1038/ni759 (2003); Cobbold, S. P. et al. "Regulatory T cells in the induction and maintenance of peripheral transplantation tolerance", Transpl. Int. 16(2) , 66-75 (2003)].
인테그린 αEβ7은 상피성 카테린과 결합하고 조절성 CD25+-T-세포의 가장 강력한 아집단에 대한 마커로서 사용될 수 있는 인테그린이다 [참고: Lehmann, J. et al. "Expression of the integrin αEβ7 identifies unique subsets of CD25+ as well as CD25- regulatory T cells" PNAS 99(20) , 13031-13036 (2002)].
Foxp3-, CTLA-4- 및 인테그린 αEβ7-발현의 결정은 대조군으로서 2개의 "하 우스키핑 유전자"인 GAPDH 및 β-악틴을 사용하여 정량적 PCR함으로써 수행하였다. 결정된 값은 한편으론, 서로에 대한 관계에 놓아두었는데, CD14+/CD3--세포에 대해 수득된 값이 1로 설정되었고, 또 다른 한편으론 RNA 절대량이 총 RNA ㎍당 ㎍으로 지시되어, 시험관 내에서 TAIC에 의해 발휘된 억제 측정치 및 CD4+/CD25+ 이중 양성 세포 형성을 각각의 유전자의 발현 속도와 상호 관련시켰다. 당업자에게 공지되어 있는 표준 방법을 정량적 PCR에 사용하였다 [참고: Lottspeich, F., Zorbas, H. "Bioanalytik", Spektrum Akademischer Verlag GmbH, Heidelberg- Berlin, 1998].
다음 표는 직접적인 동시-배양으로부터 수득된 림프구 집단 내에서의 이중 양성 세포 CD4+/CD25+의 비율(%)이, 간접적인 동시-배양 또는 대조군으로부터 수득된 CD4+/CD25+ 림프구의 양 (이는 각각 2.38% 및 2.65%에 거의 상응한다)과 비교해서 8.7% 정도로 많이 증가한다는 것을 보여준다.
CD4+/CD25+ 세포 아집단은 CD4+/CD25- 세포에서의 발현과 비교해서, 시험된 모든 마스터 유전자로부터 가장 높은 상대량의 mRNA를 발현한다 (표 참고). Foxp3의 발현이 대략 10배수 (37 대 3.75) 정도 증가하긴 하지만, CTLA-4 발현은 훨씬 더 높은 최대 발현에 도달된다 (4699 대 0.376). 동시-배양 동안 CD4+/CD25+ 세포에서의 제3 마스터 유전자 인테그린 αEβ7의 발현 증가는 거의 CTLA-4에 대해서 만큼이나 높은데, 이는 인테그린 αEβ7 mRNA의 절대량이 CD4+/CD25- 세포에서의 3.4 x 10-12 ㎍ mRNA/㎍ 총 RNA와 비교해서, CD4+/CD25+ 세포에서 1.4 x 10-9 ㎍ mRNA/㎍ 총 RNA로 상승되기 때문이다.
[표]
표면 마커 CD3, CD4, CD14, CD25를 참고로 하여 직접 및 간접적인 동시-배양 후 세포 총 량 중에서의 특이적 세포 집단의 양 결정; 및 이들 세포 집단에서 3가지 유전자 (Foxp3, CTLA-4 및 인테그린 αEβ7)의 RNA의 절대량 및 상대적 발현량 결정
| 대조군 | 직접 동시-배양 | 간접 동시-배양 | ||||||
| TAIC | 림프구 | 림프구 | 림프구 | |||||
| CD14+/ CD3+ | CD14+/ CD3- | CD4+/ CD25+ | CD4+/ CD25- | CD4+/ CD25+ | CD4+/ CD25- | CD4+/ CD25+ | CD4+/ CD25- | |
| FACS [% 양성 세포] | 41 | 20 | 2.65 | 30.8 | 8.7 | 49 | 2.38 | 27.6 |
| 상대적 Foxp3-발현 [PCR] | 50 | 1 | 15 | 1.5 | 37 | 3.76 | 10 | 1.5 |
| RNA 절대량 Foxp3 | 1.6x10-8 | 3.2x10-10 | 4.8x10-9 | 8x10-10 | 1.2x10-8 | 1.2x10-9 | 3.2x10-9 | 4.8x10-10 |
| 상대적 CTLA4-발현 [PCR] | 12500 | 1 | 0.375 | 0.1 | 4699 | 0.376 | ||
| RNA 절대량 CTLA4 | 6.5x10-6 | 5.2x10-10 | 1.9x10-10 | 5.2x10-10 | 2.4x10-6 | 1.9x10-10 | ||
| RNA 절대량 인테그린 αEβ7 | 3.4x10-9 | 검출 가능하지 않음 | 1.4x10-9 | 3.4x10-12 | ||||
간접적인 동시-배양 후, CD4+/CD25+ 아집단에서의 Foxp3-mRNA의 상대량은 단 지 10에 상응하는데, 이는 대조군의 림프구에 의해 발현된 상대량 (이는 15의 Foxp3-mRNA 상대량을 발현한다) 만큼이나 낮다.
대조군의 림프구에 의해 발현된 CTLA-4-mRNA의 상대량은 CD4+/CD25+ -집단에서는 0.375 정도로 낮고 CD4+/CD25- 집단에서는 0.1 정도로 낮다.
TAIC 세포의 CD14+/CD3+ 아집단에서의 CTLA-4의 발현은 Foxp3의 발현과 유사하였고, 또한 기타 모든 세포 집단에서 보다는 상당히 더 높았다.
이와 관련하여, CD14+/CD3+ 아집단에서의 CTLA-4 발현 (상대값 12,500)이 상대값 50을 나타낸 Foxp3-발현 보다 훨씬 더 배가되었다는 사실은 주목할만한 일이다.
TAIC의 CD14+/CD3- 아집단에서는 인테그린 αEβ7 의 발현이 전혀 검출 가능하지 않은 반면, 분석된 다른 2가지 유전자의 발현 행위와 유사하게, ㎍ RNA/㎍ 총 RNA의 절대치로서 측정된 TAIC의 CD14+/CD3+ 아집단에서의 상기 인테그린의 발현은 최고치에 도달하였다 (3.4 x 109 ㎍/㎍ 총 RNA).
정상적인 림프구와 비교해서, 단구로부터 유래된 TAIC 상에서의 3가지 림프구 마커 Foxp3, CTLA-4 및 인테그린 αEβ7의 상당한 발현 증가는 전적으로 예상치 못한 일이며, 단구 또는 단구로부터 유래된 세포 상에서는 지금까지 전혀 관찰된 바가 없었다.
결론적으로 언급하면, 상기 제시된 바와 같은 본 실시예의 결과는 다음 사실을 입증해준다: Foxp3-, CTLA-4- 및 인테그린 αEβ7-발현 수준이 각각의 세포의 면역조절 특성과 상관이 있다는 가정으로부터 출발할 경우에는, TAIC의 CD3+/CD14+ 아집단의 억제인자 활성이 이들 3가지 유전자의 높은 발현과 연관이 있다는 사실이 본원에서 입증되었다. 이는 이들 마커가 지금까지는 단지 림프구에 대해서만 보고되었고 단구성 기원의 세포에서는 전혀 보고된 바가 없다는 사실을 고려할 때 상당히 놀라운 일이다.
TAIC를 림프구와 함께 직접 동시-배양하면, 간접적인 동시-배양과 림프구 만을 배양하는 것과 비교해서 상당히 많은 양의 CD4+/CD25+ 림프구가 생성된다는 사실이 추가로 밝혀졌다. 이는 TAIC의 투여 후에 생체 내에서 (즉, 환자에게서) 조절성 T-세포가 또한 형성된다는 가설을 뒷받침해준다. 이들 결과는 CD4+/CD25+ 림프구의 공지된 면역조절 기능과 부합되고, 이들 세포 중에서의 Foxp3-, CTLA-4- 및 인테그린 αEβ7-mRNA의 함량이 간접 동시-배양된 림프구 또는 대조군 림프구에서 보다 상당히 더 많다는 사실과 부합된다.
실시예 7
시험관 내에서 TAIC와 동시-배양된 림프구에 의한 이식 조직편 관용의 생체내 유도
실시예 6에 제시된 결과 및 결론은 생체내 동물 실험에서 확인되었다. 본 실시예에서는, 선별된 근친계 조합물의 동물에게, 5일 간에 걸쳐 공여자로부터의 TAIC와 미리 직접적으로 동시-배양시킨, 수용자로부터의 림프구를 주사하였다. 다른 동물에게는, 대조군으로서 배지 내에 단독으로 배양시킨 수용자로부터의 림프구를 주사하였다.
동종 심장 이식에 앞서, 자가 유래의 동시-배양된 수용자로부터의 림프구가 투여된 동물에서는 공여자 특이적 관용이 발생된 반면, 배양되지 않은 수용자로부터의 본래의 대조군 림프구가 투여된 대조군 동물은 이식된 심장을 10 내지 14일 이내에 급격히 거부하였다.
이는 또한, TAIC와 동시 배양시킨 림프구를 수술후 주사하기 이전 (좌측 그림) 및 이후 (우측 그림) 환자 혈액 내에서의 GM-7-발현을 유동 세포계수법으로 결정함으로써 나타내었다. GM-7 결합성 세포 분획이 주사하기 이전의 약 0.5%에서 주사한 이후에는 약 21%로 상승하였는데, 이는 GM-7과 결합할 수 있는 조절성 T 세포가 발생하였다는 지표이다.
이들 결과는 공여자-TAIC와 수용자-림프구 간의 물리적 세포-대-세포 상호작용이, 수용자의 동계 면역계를 변형시킬 수 있는 조절성 T-세포의 생성을 유도시켜, 잠재적으로 동종(이계) 반응성 T-세포를 억제시키고, 이로써 기관 거부 반응을 방지시킨다는 사실을 지시해준다.
실시예 8
덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염을 치료하기 위한 자가 관용성 유도 세포 (STIC)의 용도
덱스트란 설페이트 나트륨을 음료수에 넣어 경구 투여함으로써, 마우스에게서 결장염을 화학적으로 유도시킬 수 있다. 7일 간에 걸쳐 투여하면, 급성 결장염이 발생하는데, DDS 투여를 4회 이상의 주기로 수행한 다음 10일 간은 정상적인 물을 공급하는 과정을 반복하면, 인간 궤양성 결장염과 닮은 만성 결장염이 발병하게 된다.
이러한 시스템은 면역학적 또는 분자 조사를 위해 널리 확립되었고 [참고: Herfarth, H. et al. "Nuclear factor κB activity and intestinal inflammation in dextran sulphate sodium (DSS)-induced colitis in mice is suppressed by gliotoxin" Clin. Exp. Immunol. 120 , 59-65 (2000); Egger, B et al. "Mice lacking transforming growth factor α have an increased susceptibility to dextran sulfate-induced colitis" Gastroenterology 113, 825-832 (1997)], 본원에서는 인간 자가면역성 궤양성 결장염과 닮은 DSS-유도된 만성 결장염을 치료하는데 있어서의 STIC의 잠재력 (효능)을 조사하기 위해 사용된다.
정상 암컷 BALB/c 마우스 (각각 20 g)가 물과 표준 식사에 무제한으로 접근하도록 두었다. 이들 마우스에게, 다음 개요에 따라서 5% (w/v) 덱스트란 설페이트 나트륨을 함유하는 물 (DSS; 이 용액은 본원에서 DSS 물로서 후술된다)을 4회 주기로 투여한 다음 처리시키지 않은 물을 투여하였다:
제1 주기: 1일째 내지 7일째에는 DSS 물을 공급하고 (7일간);
8일째 내지 17일째에는 정상적인 물을 공급함 (10일간);
제2 주기: 18일째 내지 24일째에는 DSS 물을 공급하고 (7일간);
25일째 내지 34일째에는 정상적인 물을 공급함 (10일간);
제3 주기: 35일째 내지 41일째에는 DSS 물을 공급하고 (7일간);
42일째 내지 51일째에는 정상적인 물을 공급함 (10일간);
제4 주기: 52일째 내지 58일째에는 DSS 물을 공급함 (7일간).
58일째 이후에는, 모든 마우스에게서 만성 결장염 증상이 나타났는데, 이는 적어도 2개월 동안 지속되었다 (도 6A 및 6B).
이어서, 이들 마우스를 다음 4가지 상이한 그룹으로 무작위로 배정하였다:
그룹 1 (n=5): DSS 물로 영양 공급한 제4 주기를 완료한 후 +1일째 (59일째)에, 해당 마우스에게 0.25 ml PBS 중의 62.5 국제 단위 헤파린을 정맥내 투여한 다음 (혈전증을 예방하기 위함), 30초 후에 유전적으로 동일한 공여자 마우스로부터의 5 x 106개 STIC (실시예 2 참고)를 1 ml의 PBS 중에서 정맥내 투여하였다.
그룹 2 (n=7): DSS 물로 영양 공급한 제4 주기를 완료한 후 +7일째 (65일째)에, 해당 마우스에게 0.25 ml PBS 중의 62.5 국제 단위 헤파린을 정맥내 투여한 다음 (혈전증을 예방하기 위함), 30초 후에 유전적으로 동일한 공여자 마우스로부터의 5 x 106개 STIC (실시예 2 참고)를 1 ml의 PBS 중에서 정맥내 투여하였다.
그룹 3 (n=12): DSS로 처리시키긴 하였지만, 어떠한 세포도 주사하지 않은 제1 대조군 그룹.
그룹 4 (n=6): DSS로 처리시킨 제2 대조군 그룹; DSS 물로 영양 공급한 제4 주기를 완료한 후 +1일째 (59일째)에, 해당 마우스에게 0.25 ml PBS 중의 62.5 국 제 단위 헤파린을 정맥내 투여한 다음 (혈전증을 예방하기 위함), 30초 후에 유전적으로 동일한 공여자 마우스로부터의 5 x 106개 "대조군 세포" (실시예 1 참고)를 1 ml의 PBS 중에서 정맥내 투여하였다 ("대조군 세포"는 골수 세포, 말초혈 세포 및 비장 세포의 혼합물로서, 이는 실시예 2에 따라서 STIC를 생성시키기 위한 배양 전의 세포, 즉 동계 마우스의 비장으로부터 수득한 배양되지 않은 세포를 나타낸다).
DSS 물로 영양 공급한 제4 주기를 완료한지 3주 후, 즉 79일째에 모든 마우스를 희생시켰다.
실험 과정 내내, 동물의 체중을 DSS 유도 동안 및 그 다음 3주 동안 1주에 3회 측정하였다. 이들 동물의 체중 변화는 이들에게 세포 요법을 투여하기 시작한 59일째의 마우스 중량을 기준으로 한 % (체중 손실 또는 증가)로 표현하였다. 약 5 내지 15% 범위 내의 변화가 유의적인 것으로 간주된다.
DSS 처리가 종결된 후 3주간에 걸친 마우스의 체중 변화가 도 7에 도시되어 있다. 이로부터 알 수 있는 바와 같이, +1일째에 STIC를 투여하면 (그룹 1 = □), 적당한 수준의 연령-의존성 체중 증가가 유발되는데, 이는 질병이 진행되는 동안에, 처리시키지 않은 동물 (그룹 3 = ▼)이나, +1일째에 "대조군 세포"로 처리시킨 동물 (그룹 4 = ●)이나, 또는 +7일째에 STIC로 처리시킨 동물 (그룹 2 = ▲)에게서는 전혀 관찰할 수 없었다. 해당 값은 그룹당 5 내지 7마리 마우스로부터 수득한 평균 값이고, 표준 편차는 항상 ±15% 아래이다.
추가의 실험에서는, 결장 조직을 헤마톡실린 (Hematoxylin) & 에오신 (Eosin) (H & E)으로 조직학적으로 염색시켰다. H & E 염색은 문헌 [참고: Woods, A.E. and Ellis, R.C. (eds.), Laboratory Histopathology: A Complete Reference, vol. 1 & 2; Churchill & Livingstone, 1994]에 기재된 바와 같이 수행하였다. 염색된 점막의 상태는, 다음 개요에 따라서 실험 계획에 관한 내용을 전혀 모르고 (blinded) 독립적으로 활동하는 2명의 병리학자가 스코어링하였다:
스코어 0 = 폐색되지 않고 건강한 것으로 발견됨;
스코어 1 = 최소의 결장염;
스코어 2 = 중간 정도의 결장염;
스코어 3 = 중증 결장염; 및
스코어 4 = 전체 점막의 파괴를 수반한 궤양성 결장염.
이러한 스코어링 결과가 도 8에 도시되어 있다. DSS 물을 공급한 제4 주기를 완료한지 3주 후에, 그룹 3의 대조군 동물 (세포 주사하지 않음)은 평균 스코어가 약 4인 반면, 그룹 1의 동물 (+1일째에 STIC를 투여함) 또는 그룹 2의 동물 (+7일째에 STIC를 투여함)은 평균 스코어가 각각 약 1 (그룹 1) 및 약 1.5 (그룹 2)로 상당히 감소하였다. "대조군 세포"로 처리한 동물 (그룹 4)은 평균 스코어가 약 3인데, 이는 처리하지 않은 마우스 (그룹 3)의 스코어 만큼이나 높다.
이들 결과는 도 6에서 알 수 있는 바와 같이, 염색된 결장 절편을 조직학적으로 평과한 결과 (H & E 염색, 상기 참고)와 부합된다. 이러한 평가는 STIC로의 처치 효과를 결정하는데 있어 대부분 결정적이다 (중요하다). 도 6A (배율 x 2.5) 및 도 6B (배율 x 10)은 점막이 크게 붕괴되고 주변 조직이 염증 세포에 의해 심각하게 침범된 그룹 3의 처리되지 않은 동물의 결장 상태를 도시한 것이다. 이들 도면은 결장염이 많이 진행된 상태 (시기)를 보여준다. 처리되지 않은 동물에서 결장염이 상당히 진행된 것 (도 6A/B)과는 반대로, +1일째에 STIC가 투여된 그룹 1의 동물에게서는 점막 형태가 상당 부분 유지되었다 [도 6C (배율 x 2.5) 및 6D (배율 x 10)]. 이들 동물에게서는 단지 미미한 수준의 점막 파괴와 염증 징후가 나타날 수는 있지만, 주변 조직으로의 침범은 전혀 없었다. +1일째에 "대조군 세포"로 처리된 그룹 4 동물의 결장 절편 (도 6E; 배율 x 2.5)과, +7일째에 STIC로 처리된 그룹 2 동물의 결장 절편 (도 6F; 배율 x 2.5) 둘 다는 결장염이 많이 진행된 증상을 나타내는데, 처리되지 않은 동물에서 관찰된 것 (도 6A/B)과 유사하게 점막이 크게 붕괴되고 주변 조직이 염증 세포에 의해 심각하게 침범되었다.
상기 실험 결과, 결장염을 유도하기 위한 DSS 처리를 끝낸 후 +1일째에 STIC를 투여하는 것이 결장염의 증상을 억제하거나 명백하게 완화시킬 수 있는 것으로 밝혀졌다. STIC-처리된 동물은 상당한 체중 감소를 나타내지 않았고 (도 7), 이들의 조직학적 스코어는 처리되지 않은 동물과 비교해서 상당히 감소하였으며 (도 8), 결장 점막의 전반적인 상태도 결장 절편의 조직학적 염색에 의해 알 수 있는 바와 같이 거의 정상이었다 (도 6C/D). +7일째에 투여된 STIC (그룹 2)는 이러한 STIC를 투여하기에 앞서 7일 동안 발병한 결장염을 치료할 수 없었다. 이미 발병한 결장염을 원래 상태로 되돌릴 (반전) 수는 없지만, 처리되지 않은 그룹 3 동물과 비교해서 보다 낮은 그룹 2 동물의 조직학적 스코어로부터 알 수 있는 바와 같 이, 결장염의 진행이 중지되었다 (도 8). 이러한 현상은 본 실시예에서 사용된 DSS-유도된 결장염 모델에 대해 특이적인 것이며, 다른 질환에 대해서는 이러한 현상을 쉽게 전가할 수 없다.
동계 마우스의 비장으로부터 수득된 비-배양 세포를 나타내는 비장 세포, 말초혈 세포 및 골수 세포의 혼합물은 결장염을 치료하는데 있어 실행 가능하지 않았는데, 이는 이들 세포로 처리된 동물 (그룹 4)이 처리되지 않은 동물 만큼이나 중증의 증상을 나타냈기 때문이다 (도 6E/F; 도 7 및 8). 이는 STIC 만이 결장염을 치료할 수 있고, 배양 동안 이러한 STIC를 발생시키는 세포 혼합물 중에 존재하는 다른 세포들은 그렇치 못하였다는 명백한 증거를 제공해준다.
실시예 9
CD4
+
CD62L
+
림프구의 전이에 의해 SCID 마우스에서 유도된 결장염을 치료하기 위한 자가 관용성 유도 세포 (STIC)의 용도
SCID (중증 복합 면역결핍증) 마우스에서 결장염을 인공적으로 유도시키는 것은 STIC를 분석하고 자가면역 질환을 치료하는데 있어서의 그들의 잠재력 (효능)을 분석하기 위한 또 다른 접근법이다.
SCID 마우스는 T 세포나 B 세포를 전혀 보유하고 있지 않다. 그들의 면역계는 갑상선 세포의 특이적 아집단의 전이에 의해 재구성될 수 있다. CD4+CD62L+ 또는 CD62Lhigh 세포로 지칭되는 이들 세포가 면역계에서 다시 집단을 형성하지만, 제어할 수 없다는 점에서 이들 세포는 만성 염증을 수반한 자발적 결장염의 발병을 유도하기도 한다. 이러한 모델 시스템은 자가면역 질환의 한 예로서 결장염 발병에 관여하는 세포 집단을 보다 구체적으로 분석해줄 수 있는, 소위 "마우스에서 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델"이다 [참고: 예를 들어, Mudter, J. et al. "A new model of chronic colitis in SCID mice induced by adoptive transfer of CD62L+ CD4+ T cells: Insights into the regulatory role of interleukin-6 on apoptosis" Pathobiology 70, 170-176 (2002)].
상기 모델은 규제 해제된 (deregulated) 면역계에 의해 유도된 결장염을 치료하는데 있어서의 STIC의 잠재력을 조사하기 위해 본원에 사용되었다. 이러한 모델은 보다 기계적인 연구를 허용하지만, DSS 모델 시스템 (상기 실시예 8 참고)과 비교해서 보다 약한 시스템인 것으로 간주되는데, 이는 면역계가 완전히 재집단화되지 않았기 때문이다.
SCID BALB/c 마우스 (각각 18 내지 22 g)에게, "Macs" 자기-비드 세포 분류용 시스템 (Milteny Biotech, Germany)을 사용하여 정상의 BALB/c 마우스의 비장으로부터 분리한 1 x 106개 CD4+/CD62L-셀렉틴high T 세포를 PBS 중에서 복강내 주사하였다. 상기 마우스는 물과 표준 식사에 무제한 접근하도록 유지시켰다.
CD4+/CD62L-셀렉틴high T 세포를 전이시킨 후 4 내지 6주 이내에 마우스에게서 결장염이 발병하였다. 이러한 결장염의 발병은 체중 변화를 판단함으로써 결정하였다.
이어서, 이들 마우스를 다음 3가지 상이한 그룹으로 무작위로 배정하였다:
그룹 1 (n=10): CD4+/CD62L-셀렉틴high T 세포를 투여함으로써 결장염 유도를 개시한지 6주 후에, 해당 마우스에게 0.25 ml PBS 중의 62.5 국제 단위 헤파린을 정맥내 투여한 다음 (혈전증을 예방하기 위함), 30초 후에 유전적으로 동일한 공여자 마우스로부터의 5 x 106개 STIC (실시예 2 참고)를 1 ml의 PBS 중에서 정맥내 투여하였다.
그룹 2 (n=10): CD4+/CD62L-셀렉틴high T 세포 만을 투여하긴 하였지만, 6주 후에는 추가의 어떠한 세포도 주사하지 않은 제1 대조군 그룹.
그룹 3 (n=10): CD4+/CD62L-셀렉틴high T 세포를 투여한 제2 대조군 그룹. 6주 후에, 해당 마우스에게 0.25 ml PBS 중의 62.5 국제 단위 헤파린을 정맥내 투여한 다음 (혈전증을 예방하기 위함), 30초 후에 유전적으로 동일한 공여자 마우스로부터의 5 x 106개 "대조군 세포" (실시예 2 참고)를 1 ml의 PBS 중에서 정맥내 투여하였다. "대조군 세포"는 실시예 8에 규정된 바와 동일하다 (골수 세포, 말초혈 세포 및 비장 세포의 비-배양 혼합물).
질병 유도성 T 세포를 전이시킨지 10 내지 12주 후, 또는 기본 대조군 그룹 2 내에서의 체중 변화로써 판단하여 대조군 동물에게서 결장염 징후가 발생한 경우에 모든 랫트를 희생시켰다.
실시예 8에 기재된 DSS 모델과 유사하게, 동물 체중을 전 실험 기간 동안 1주에 3회 측정하였다. 동물 체중 상의 변화는 이들에게 세포 요법을 투여한 경우 에는 실험을 개시한지 6주 후의 마우스 중량을 기준으로 한 % (체중 손실 또는 증가)로 표현하였다. 약 5 내지 15% 범위 내의 변화가 유의적인 것으로 간주된다.
전 실험 기간 동안 마우스 체중 상의 변화가 도 9에 도시되었다. 6주 후, 모든 그룹의 마우스는 거의 동일한 체중이었다. 6주 후에 STIC를 투여한 그룹 (그룹 1 = ◆)은 그 후에 적당한 수준의 연령-의존성 체중 증가를 유발하였지만, 처리되지 않은 동물 그룹으로부터의 마우스 (그룹 2 = ■) 뿐만 아니라 6주 후에 "대조군 세포"로 처리된 마우스 (그룹 3 = ▲)는 해당 질환이 진행되는 동안에 체중 증가가 비교적 저하되거나 (그룹 2) 전혀 증가되지 않았다 (그룹 3). 해당 값은 그룹당 6마리 마우스로부터 수득한 평균 값이고, 표준 편차는 항상 ±15% 아래이다.
동물을 희생시킨 직후, 이들 동물의 결장 길이와 비장 중량을 결정하였다. 양 값을 이용하여 염증 정도를 평가할 수 있지만, 극히 신중을 요하지는 않는다.
도 10은 결장 길이의 측정 결과 (도 10A)와 비장 중량의 측정 결과 (도 10B)를 도시한 것이다. 이들 도면으로부터 알 수 있는 바와 같이, STIC로 처리한 동물(그룹 1)의 결장은 대조군 동물 보다 상당히 더 길었고 (약 11 cm), 그들의 비장은 상당히 더 작았다 (약 50 mg). 그룹 2의 대조군 동물은 결장이 단축되었고 (약 10.3 cm) 비장이 더 확대되었는데 (약 100 mg), 이는 중증의 염증이 있다는 지표인 반면, 대조군 세포가 투여된 동물 (그룹 3)에게서는 대조군 동물 (그룹 2)과 비교해서 덜 중증의 결장염 증상이 발병하였지만 (결장 길이 약 10.6 cm 및 비장 중량 약 60 mg), STIC로 처리된 동물 (그룹 1)과 비교해서는 결장염이 더 많이 진행되었다.
연속해서, 추가의 실험에서는, 결장 조직을 헤마톡실린 & 에오신 (H & E)으로 조직학적으로 염색시켰다 [H & E 염색; 참고: Woods, A.E. and Ellis, R.C. (eds.), Laboratory Histopathology: A Complete Reference, vol. 1 & 2; Churchill & Livingstone, 1994]. 앞서 실시예 8에 기재된 바와 같이, 실험 계획에 관한 내용을 전혀 모르고 독립적으로 활동하는 2명의 병리학자가 점막 상태에 대해 스코어링하였다. 점막에 대한 스코어링 개요는 실시예 8에서와 동일하였다:
스코어 0 = 폐색되지 않고 건강한 것으로 발견됨;
스코어 1 = 최소의 결장염;
스코어 2 = 중간 정도의 결장염;
스코어 3 = 중증 결장염; 및
스코어 4 = 전체 점막의 파괴를 수반한 궤양성 결장염.
평균 스코어가 도 11에 도시되어 있다. 처리군을 전이시킨지 6주 후에, 그룹 2의 대조군 동물 (세포 주사하지 않음)은 평균 스코어가 약 3인데, 이는 중증 결장염을 지시해준다. 6주 후에 STIC가 투여된 그룹 1의 마우스 및 대조군 세포가 투여된 그룹 2의 마우스는 평균 스코어가 각각 약 1.5 (최소의 결장염을 지시함; 그룹 1) 및 약 2.5 (중간 정도의 결장염을 지시함; 그룹 2)로 상당히 감소하였다.
이들 결과는 도 12 (배율 x 100)에서 알 수 있는 바와 같이, H & E로 염색된 결장 절편을 조직학적으로 평과한 결과와 부합된다. 도 12 A/B는 CD62Lhigh T 세포를 이용하여 결장염을 유도시킨 후에 처치하지 않은 채로 둔 그룹 3 동물의 결장 상태를 도시한 것이다. 양 예는 단핵 세포로 현저하게 침윤되었고, 점막 원형이 상당 부분 손실되었으며, 크립트 (crypt)가 손상되었고, 점막하 및 고유근 (muscularis propria) 층이 침윤되었다는 것을 보여준다. 기재된 바와 같이 "대조군 세포" (혈액, 골수 및/또는 비장 조직으로부터 유래된 비-M-CSF 및 γ-인터페론-자극된 단구)를 주사하는 것은, 도 12C/D에서 관찰될 수 있는 바와 같이 단핵 세포 침윤과 점막 손실을 예방하지 못하였다. 양 표본은 또한, 림프구로의 상당한 점막하 침윤을 나타내지만, 고유근은 여전히 본래 상태를 유지하였다. CD62Lhigh T 세포로 결장염을 유도시킨 후에 STIC를 투여하면, 점막 원형 보존이 향상되었다 (도 12E/F). 양 표본의 결장 절편에서는 단지 미미한 수준의 림프구 침윤 만이 관찰되었고, 분석된 장 절편 내에서는 점막하 및 고유근 층에 대한 손상과 크립트 손실이 전혀 관찰되지 않았다.
덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)-유도된 만성 결장염을 치료하기 위해 STIC를 투여하여 획득된 결과와 유사하게 (상기 실시예 8 참고), 마우스에게 만성 실험용 결장염의 CD62L+/CD4+ SCID 전이 모델을 사용하여, STIC가 상기와 같이 유도된 결장염의 증상을 억제하거나 명백하게 완화시킬 수 있다는 사실이 본원에서 밝혀졌다. STIC-처리된 동물은 중증의 결장 염증으로 고통받고 있는 대조군 마우스 그룹에 비해, 적당한 수준의 연령-의존성 체중 증가를 나타내었고 (도 9), 그들의 결장은 상당히 더 길었으며 (도 10A) 비장 중량은 상당히 더 낮았다 (도 10B). 최종적으로, STIC-처리된 마우스의 조직학적 스코어는 처리되지 않은 동물과 비교해서 상 당히 더 낮았으며 (도 11), STIC로 처리된 마우스의 결장 절편을 조직학적 분석한 결과, 단지 미미한 수준의 결장염 증상을 나타내거나 결장염 증상을 전혀 나타내지 않은 것으로 밝혀졌다 (도 12).
결장염을 STIC로 처치한 효과와 비교해서, 동계 마우스의 비장으로부터 수득한 비-배양 세포를 나타내는 비장 세포, 말초혈 세포 및 골수 세포의 혼합물은 상당히 저하된 효능을 나타내었는데, 이는 이들 세포로 처리된 동물 (그룹 3)은 STIC로 처리된 동물에게서 발견된 것 보다 더 중증의 증상을 나타내기 때문이다 (도 9, 10A/B, 11 및 12). DSS 모델 시스템을 사용하여 실시예 8에서 수득한 결과와는 대조적으로, CD62Lhigh 세포를 이용하여 결장염을 유도시킨 모델에서는 대조군 세포가 상기 증상을 어느 정도 완화시킬 수 있는데, 이는 대조군 세포가 투여된 동물에게서는 어떠한 세포도 투여되지 않은 대조군 동물과 비교해서 덜 중증인 증상이 나타나기 때문이다.
실시예 8의 결과에 따르면, 이는 본 발명의 STIC가 자가면역 질환을 치료할 수 있다는 명백한 증거를 또한 제공해준다.
Claims (39)
- a) 해당 세포를 투여해야 하는 환자의 혈액으로부터 단구를 분리하는 단계;b) 세포성 성장 인자 M-CSF를 함유하는 적합한 배양 배지에서 상기 단구를 증식시키는 단계;c) 상기 단구를 γ-IFN을 함유하는 배양 배지에서, 단계 b)와 동시에 또는 이후에 배양하는 단계; 및d) 단계 c)에서 형성된 세포를, 배양 배지로부터 격리시킴으로써 수득하는 단계를 포함하는 것을 특징으로 하여, 환자에게서 자가 관용성 장애 (disturbed self-tolerance)와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 자기 유래 세포의 제조 방법.
- 제1항에 있어서, 단구가 인간 기원의 것임을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 또는 제2항에 있어서, 분리물 중의 세포 총 수를 기준으로 하여 단구 다음으로 림프구가 10% 이상의 양으로 존재하는 방식으로, 단구를 혈액으로부터 분리시키는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제3항 중의 어느 한 항에 있어서, 단계 c)에서 형성되거나 또는 단계 d)에서 수득된 세포가, 하이브리도마 세포주 DSM ACC2542에 의해 생성된 항체 와의 결합에 의해 선별되는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제4항 중의 어느 한 항에 있어서, 제1항의 단계 c)에서 형성되거나 또는 단계 d)에서 수득된 세포, 또는 제4항에 따르는 선별 단계에서 수득된 세포들 중에서, 세포 표면 상에 항원 CD3과 CD14를 동시 발현하는 세포가 선별되는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제5항 중의 어느 한 항에 있어서, 배양 배지 중의 M-CSF 농도가 1 내지 20 ㎍/l인 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제6항 중의 어느 한 항에 있어서, 단계 b)에 이어, γ-IFN을 함유하는 배양 배지에서 단구를 24 내지 72시간 동안 배양하는데, 이와 같이 γ-IFN의 존재 하에서의 배양이, 배양 단계 b)를 시작한지 3 내지 6일 후에 시작하는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제7항에 있어서, 배양 배지 중의 γ-IFN 농도가 0.1 내지 20 ng/ml인 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제8항 중의 어느 한 항에 있어서, 단계 b)와 c)에서의 총 배양 기간이 4 내지 8일인 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제9항 중의 어느 한 항에 있어서, 제1항의 단계 d)에 이어, 또는 제4항 또는 제5항에 따르는 선별 단계에 이어, 세포를 적합한 세포 배양 배지, 또는 PBS 또는 NaCl 용액 중에 현탁시키는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제10항 중의 어느 한 항에 있어서, 세포를 동결용 배지에 현탁시킨 후, 급속 동결시키는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제11항에 있어서, 동결용 배지가 태아 송아지 혈청 (FCS) 또는 인간 ABO 적합성 혈청 및 DMSO를 포함하는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제1항 내지 제12항 중의 어느 한 항에 따르는 방법에 의해 수득 가능한, 환자에게서 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한, 자기 유래 세포.
- 제 13항에 있어서, 세포가 세포 표면상에 항원 CD3와 CD14를 동시 발현하는 것을 특징으로 하는 세포.
- 제13항 또는 제14항에 있어서, 인간 기원의 것임을 특징으로 하는 세포.
- 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 세포를 적합한 배지 중에서 함유하는 세포 제제.
- 환자에게서 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한, 단구성 기원의 자기 유래 세포를 함유하는 약제학적 조성물.
- 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 세포 또는 제16항에 따르는 세포 제제를 함유하는 약제학적 조성물.
- 자가면역 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한, 제17항 또는 제18항에 따르는 약제학적 조성물.
- 알레르기를 예방 및/또는 치료하기 위한, 제17항 또는 제18항에 따르는 약제학적 조성물.
- 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 약제학적 조성물을 제조하기 위한, 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 세포, 또는 제16항에 따르는 세포 제제의 용도.
- 제21항에 있어서, 자가면역 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 용도.
- 제22항에 있어서, 자가면역 질환이, 자가면역 특성을 지닌 류마티스성 질환, 당뇨병, 혈액 및 혈관의 자가면역 질환, 간의 자가면역 질환, 갑상선의 자가면역 질환, 중추 신경계의 자가면역 질환 및 수포성 피부 질환 중에서 선택된 한 가지 이상의 질환인 것을 특징으로 하는 용도.
- 제21항에 있어서, 알레르기를 예방 및/또는 치료하기 위한 용도.
- 제24항에 있어서, 알레르기가 비-자기 단백질, 유기 물질 및/또는 무기 물질에 의해 유도된 알레르기 중에서 선택되는 것을 특징으로 하는 용도.
- 제25항에 있어서, 알레르기가 건초열, 및/또는 약물, 화학약품, 바이러스, 세균, 진균, 식품 성분, 금속, 가스, 고양이 피부 낙설 (skin-scale) 및/또는 동물 모발에 의해 유도된 알레르기 중에서 선택되는 용도.
- 자기 유래 (autologous) 조절성 T-림프구를 시험관 내에서 생성 및/또는 증식시키기 위한, 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 자가 관용성 유도 세포, 또는 제16항에 따르는 세포 제제의 용도.
- 제27항에 있어서, 조절성 T-림프구가, 세포 표면 상에 항원 CD4와 CD25를 동 시 발현하는 용도.
- a) 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 자가 관용성 유도 세포, 또는 제16항에 따르는 세포 제제를 자기 유래 T-림프구 제제와 함께 배양하는 단계; 및b) 조절성 T-림프구를 배양 배지로부터 임의로 수득하는 단계를 포함하는 것을 특징으로 하여, 자기 유래 조절성 T-림프구를 생성 및/또는 증식시키는 방법.
- 제29항에 있어서, 조절성 T-림프구가, 세포 표면 상에 항원 CD4와 CD25를 동시에 발현하는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제29항 또는 제30항에 있어서, 조절성 T-림프구가 FACS 분류법에 의해 배양 배지로부터 수득되는 것을 특징으로 하는 방법.
- 제29항 내지 제31항 중의 어느 한 항에 따른 방법에 의해 수득 가능한 조절성 T-림프구.
- 환자에게서 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하는데 적합한 선별하기 위한, 하이브리도마 세포주 DSM ACC2542에 의해 생성된 항체의 용 도.
- 약제학적 유효량의 제13항 내지 제15항 중의 어느 한 항에 따르는 자기 유래 세포, 또는 제16항에 따르는 자기 유래 세포 제제를 환자에게 투여하는 것을 특징으로 하여, 이러한 환자에게서 자가 관용성 장애와 연관된 질환을 예방 및/또는 치료하는 방법.
- 제34항에 있어서, 자가면역 질환을 예방 및/또는 치료하기 위한 방법.
- 제35항에 있어서, 자가면역 질환이, 자가면역 특성을 지닌 류마티스성 질환, 당뇨병, 혈액 및 혈관의 자가면역 질환, 간의 자가면역 질환, 갑상선의 자가면역 질환, 중추 신경계의 자가면역 질환 및 수포성 피부 질환 중에서 선택된 한 가지 이상의 질환인 방법.
- 제34항에 있어서, 알레르기를 예방 및/또는 치료하기 위한 방법.
- 제37항에 있어서, 알레르기가 비-자기 단백질, 유기 물질 및/또는 무기 물질에 의해 유도된 알레르기 중에서 선택되는 방법.
- 제38항에 있어서, 알레르기가 건초열, 및/또는 약물, 화학약품, 바이러스, 세균, 진균, 식품 성분, 금속, 가스, 동물 피부 낙설, 모발 및/또는 동물 배설물에 의해 유도된 알레르기 중에서 선택되는 방법.
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