JP5234535B2 - 哺乳動物未成熟卵子の体外成熟培養用添加剤及びそれを用いた成熟卵子の作出方法 - Google Patents
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Description
1.ヒト羊膜上皮細胞の採取
妊婦へのインフォームドコンセントを施行後、帝王切開分娩時に胎盤と卵膜の供与を受けた。胎盤・卵膜より羊膜のみを物理的に剥離し、羊膜表面の血球等をセルスクレーパーを用いて除去した後、約2 cm 角に細切した。0.1% トリプシンおよび0.01% EDTAを含む酵素液中に羊膜を移し、37℃ にて15分間の酵素反応を合計4回行い、分離された細胞を遠心分離により回収した。この細胞を羊膜上皮細胞(以下、「hAEC (human Amnionic Epithelial Cells)」と呼ぶことがある)とし、10%FBS、1% NEAA(Non-Essential Amino Acids)、10 ng/mL 上皮成長因子(EGF) を含むDMEM基礎培養液中で培養した。
市販のddY系統マウスを用い、餌・水は自由摂取とし、室温22 ± 3 ℃、光周期は明期:14時間、暗期:10時間の環境下で飼育した。4-6週齢のマウスへ8 IU の妊馬血清性性腺刺激ホルモンを投与し、その48時間後に頸椎脱臼による安楽死を行い、卵巣を摘出した。100 μM 3-イソブチル-1-メチルキサンチン(IBMX)、25 mM HEPESおよび2% FBS を含むDMEM培養液中に卵巣を移し、29 G注射針を用いて成熟卵胞を裂き、内容物を回収した。図1は、回収されたマウスの未成熟卵子、及び本発明に係るIVMにより成熟した卵子を示す。未成熟な卵子である卵核胞(germinal vesicle: GV)期卵子は、卵子細胞質内に大きな核を有し、数層の顆粒膜細胞に囲まれている(図1-A)。このようなGV卵子をCEO(cumulus enclosed GV oocyte)として回収し、以下の実験に用いた。
未成熟卵子を取り囲む卵丘細胞は、卵子の成熟に対し、促進および補助的な働きを有することが知られている。一般に、卵丘細胞が剥がれてしまった未成熟卵子は裸化GV卵子(denuded GV oocyte: DO)と称され、DOの体外成熟率はCEOよりも低いことが報告されている。そこで、この様なDOの体外成熟に対する羊膜上皮細胞の影響を検討するため、先端の内径が約80 μm となるように作製したガラスピペットを用い、ピペッティングを繰り返すことにより、CEOの周囲の顆粒膜細胞を人為的に剥離した。顆粒膜細胞が完全に剥がれた卵子をDOとして以下の実験に用いた(図1-C)。
体外でのマウスGV期卵子(CEOおよびDO)の成熟(第一減数分裂)に対するhAECの影響を検討するため、以下の3つの条件下にてCEO(実験1)およびDO(実験2)のそれぞれを培養した。a)共培養群;IVMを行う3日前に、6 x 104/well(5 x 104/cm2)の細胞密度でhAECを4 ウェルプレート に播種し、10% FBS、1% NEAAを含むDMEM(Dulbecco's Modified Eagle Medium)培養液を用いて培養した。マウス卵巣より採取したCEOまたはDOを、hAECと共に培養した群を共培養群とした(図1-B、C)。b)培養上清群;支持細胞を用いずに共培養群と同様の条件でhAECを3日間培養した培養液(培養上清)を用いてIVMを行った。c)コントロール群;10% FBS、1% NEAAを含むDMEM培養液のみを用いてIVMを行った。いずれの実験系も、CO2インキュベーター内で、37℃、5%CO2、95%空気の条件下にて実施し、培養時間は15-17時間とした。
CEOおよびDOのIVMに対するhAECの影響は次の通りに評価した。1)GVBD率の算出;GV期卵子の第一減数分裂は、GV期卵子の核膜消失(卵核胞崩壊、germinal vesicle breakdown: GVBD)から始まる。したがって、GVBDを起こした細胞の存在率(GVBD率)を求めることで、IVMによる未成熟卵子の成熟率の指標として用いることが可能である。具体的には、各条件におけるIVMの開始から2時間後に卵子を観察し、細胞質内にGVを認めない(GVBDを起こした)卵子をカウントし、その割合を算出した。2)M-II期への到達率;成熟培養17時間後、第一減数分裂を完了し、排卵時と同じステージである第二減数分裂中(methephase-II: M-II)期まで達した卵子をカウントし、その割合を算出した。IVM後のCEOの観察は、0.1%ヒアルロニダーゼ酵素液中でピペッティングを繰り返し、卵丘細胞を除去した後に行った。体外成熟の完了は、囲卵腔内への第一極体の放出を指標として評価した。一部の卵子を10 μg/mL Hoechst 33342 を用いてDNAを染色した。
各条件下におけるIVMは3回以上行い、実験より得られたGVBD率およびM-II到達率は平均値±標準偏差で示した。データはχ2(カイ2乗)検定法により統計学的に解析した。危険率を5%とし、それ以下の場合は有意差があるものとした。
PMSG投与48時間のddYマウスより、合計で159個の卵丘細胞付着GV卵子(CEO、図1-A)を採取した。これらのCEOを、羊膜上皮細胞上でIVMを行う共培養群(図1-B)、hAECの培養上清を成熟培養液とした培養上清群、コントロール群の3群に分け、マウス未成熟卵子のIVMに対するhAECの影響を検討した。GV期卵子の成熟(第一減数分裂)は、先ず、卵子の核膜が消失する卵核胞崩壊(GVBD)が起こり、次いで染色体の凝縮や第一減数分裂が進行する。本実験では、GVBD率を未成熟卵子の成熟率の指標として用いる。体外成熟培養2時間後、3つの条件下で培養したCEOのGVBD率を表1に示した。共培養群、培養上清群、コントロール群の3群におけるGVBD率は、それぞれ98.3 ± 1.7%、98.4 ± 1.6%、97.0 ± 2.1%であり、培養条件の違いによる有意差は認められなかった。
未成熟GV卵子の成熟には卵丘細胞の存在が必要であることが報告されており、一般的に、卵丘細胞を有していない裸化GV期卵子(denuded GV oocyte: DO)の成熟率は、卵丘細胞を有したCEOよりも低いことが知られている。(1)の結果より、hAECはCEOのIVMを促進する何らかの因子を分泌していることが明らかとなった。そこで、DOの体外成熟に対する羊膜上皮細胞の影響を検討した。採取したCEOの一部を用いて、その卵丘細胞を剥離し、131個のDOを準備した。CEOと同様、共培養群、培養上清群、コントロール群の3つの培養系にて体外成熟培養を行い、GVBD率M-II期到達率を比較した。成熟培養2時間後、コントロールDOの75.5±13.2%にGVBDが認められたのに対し、羊膜上皮細胞との共培養群および培養上清群のGVBD率は95.6 ± 0.4%および98.3 ± 1.7%と、いずれも有意に高い値を示した(P < 0.05、表3)。
1.ヒト可溶化羊膜組成物の調製(その1)
あらかじめインフォームドコンセントを施行し、帝王切開分娩時に胎盤を入手した。胎盤から羊膜を機械的に剥離して、血液成分を除去した。この羊膜より細胞成分を除去し、羊膜の膜成分のみを可溶化(可溶化羊膜)した。具体的には、次の方法により、ヒト羊膜の可溶化物を水中に含む組成物を調製した。
1) 分離羊膜 1.8 g (湿重量)を50 mlチューブに入れる。
2) 45 ml PBS (-) を加え、室温で5分間強く震盪。
3) 同上をさらに2回繰り返す。上清を捨てる。
4) 0.1 N NaOH 45 mlを加え、室温で強く震盪5分間。上清捨てる。
5) 0.1 N NaOH 45 mlを加え、室温で強く震盪5分間。上清捨てる。
6) 0.1 N NaOH 45 mlを加え、室温で強く一夜震盪。上清捨てる。
7) 0.1 N NaOH 45 mlを加え、室温で強く一夜震盪。上清捨てる。
8) 蒸留脱イオン水45 mlを加え、室温で強く震盪5分間。上清捨てる。
9) 同上をさらに2回繰り返す。上清を捨てる。
10) 45 mlの250 mM酢酸を加え、90℃湯煎で溶解するまで、時々震盪。
11) 0.1 Mアンモニア水で中和。
12)可溶化羊膜組成物として保存。
次の方法により、ヒト羊膜の可溶化物を水中に含む組成物を調製した。
1) 分離羊膜 1.8 g (湿重量)を50 mlチューブに入れる。
2) 45 ml PBS (-) を加え、室温で5分間強く震盪。
3) 45 ml 0.1 NaOH で20 回洗浄。
4) 蒸留脱イオン水45 mlで3回洗浄。
5) 45 mlの250 mM酢酸を加え、90℃湯煎で溶解するまで、時々震盪。
6) 0.1 Mアンモニア水で中和。
7)可溶化羊膜組成物として保存。
次の方法により、ヒト羊膜の可溶化物を水中に含む組成物を調製した。
1) 分離羊膜 1.8 g (湿重量)を50 mlチューブに入れる。
2) 45ml 0.02 M EDTAで7回洗浄。
3) 45ml PBSで 3回洗浄。
4) 蒸留脱イオン水45 mlで3回洗浄。
5) 45 mlの250 mM酢酸を加え、90℃湯煎で溶解するまで、時々震盪。
6) 0.1 Mアンモニア水で中和。
7) 蒸留脱イオン水で透析、3,000 RPM、3時間遠心。
8)可溶化羊膜組成物として保存。
上記の「1.ヒト可溶化羊膜組成物の調製(その1)」の方法で調製したヒト可溶化羊膜組成物(0.128mg/mL)を、培養面積0.32cm2の培養ディッシュに入れ、培養ディッシュの底面を可溶化羊膜組成物でコーティングし、乾燥した。
使用した成熟メス、カニクイザルは4才ないし7才で、体重は2.2kgないし3.2 kgであった。カニクイザルは、8:00から20:00までの人工的照明下で、幅500 X 奥行き800 X 高さ800 mmのサイズのケージで個別に飼育した。動物飼育室の温度は25±2 ℃、湿度は50±5 %に維持した。給餌は、午前中にサル用の固形飼料(CMK-1、日本クレア株式会社)を20g/kg/日、午後に20-50gのサツマイモやバナナを与えた。また水は、自動供給装置によって常時給水とした。成熟メス、カニクイザルの、月経初日の個体又は6ヶ月以上月経が確認出来ない個体にGnRH (Gonadotropin Releasing Hormone)(Leuplin; 武田薬品工業株式会社) を0.9mg/head皮下投与し、約2週間後に再度卵巣観察を行った。卵巣活動の休止が確認された個体に、FSH (Fertinorm; Serono, Canton Zug,スイス) 25IU/kg を9日間連続筋肉内投与し、途中5日目に卵胞の発育を確認した。その後10日目にヒト絨毛性ゴナドトロピン(hCG;Human Chorionic Gonadotropin)(Puberogen;第一三共株式会社)を、 400IU/kgを筋肉内投与した。hCG投与から24時間目、または40時間目に腹腔鏡下にてシリンジを接続した20 G X 2 3/4" テルモスパイナル針 (テルモ)にて発育卵胞を穿刺し、卵丘-卵子複合体を吸引採取した。
培養液は Tissue Culture Medium 199 (TCM 199) (GIBCO, N.Y., USA) に10% FBS、ペニシリン ストレプトマイシン (100IU/ml)を添加したもの(以下、「TCM199+10% FBS」と呼ぶことがある) を用いた。卵丘-卵子複合体の一部から採取した卵丘細胞を、PBS(-)で2回洗浄した後、TCM199+10% FBS中に静置し、体外成熟培養に供試した。また、カニクイザル卵胞由来細胞、カニクイザル卵管上皮細胞は、他の個体から卵胞および卵管を採取し、機械的に細切した後、TCM199+10% FBSを用いて培養し、凍結保存した。IVMに供するために使用前日に融解し、4ウェルプレートにコンフルエントになるまで培養した。
(1):GV卵子を用い、成長因子であるEGF(Epidermal Growth Factor) (Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA)をそれぞれ0ng/ml, 10ng/mlまたは 20ng/ml添加し、支持細胞(卵丘細胞、卵胞由来細胞、卵管上皮細胞)使用と、支持細胞なしの可溶化羊膜コートディッシュのみと比較を行った。培養液はTCM199+10% FBSを用い、37℃、5% CO2の条件下で体外成熟培養を行った。第一極体を放出した卵子を成熟卵子とみなしホールマウント標本の作製を行った。
第一極体を放出した卵子による顕微授精(ICSI:Intracytoplasmic Sperm Injection)は、マイクロマニュピレーターを装備した倒立顕微鏡を用い、インジェクターの先端にICSI用のガラス針(HUMAGEN)を接続して行った。
第一極体を放出した卵子をカルノア液(酢酸:エタノール=1:3)で24時間固定した後、1%酢酸オルセイン溶液で30分間染色を行った。染色後、脱色と封入(酢酸:グリセリン:水=1:1:3)を行い観察した。核相の観察によって、第一極体と第二減数分裂中期の核が確認されたものを成熟卵子として集計した。
得られた結果は、Statcel 2が入った、アドインソフトウェアプログラムFisher's exact probability test (Excel 2004 , Microsoft, USA)により解析した。
カニクイザルGV卵子190個を用いてMII卵子への成熟実験を行った結果を表5に示した。hCG投与から40時間目に採卵したGV卵子におけるEGF添加無しの支持細胞の違いによる体外成熟率は、卵管上皮細胞(35.7%)と支持細胞なしの可溶化羊膜コートディッシュ (28.6%)が高い傾向にあり、卵丘細胞(6.7%)と卵胞由来細胞(18.0%)では低い傾向にあった。EGF (10ng/ml)添加においては卵胞由来細胞(25.0%)と卵管上皮細胞(26.9%)とでは差はなかったが、卵丘細胞(14.3%)と可溶化羊膜コートディッシュ(14.3%)は低い結果を示した。EGF(20ng/ml)添加の条件では、卵管上皮細胞が41.7%と高い割合で成熟し、コントロールは0% であった。一方、支持細胞なしの可溶化羊膜コートディッシュは、種々の支持細胞群とほぼ同程度または良好な成熟率が見られた。ホールマウント標本の観察結果から、70%以上の卵子において第一極体とmetaphase II spindleが確認でき、高率にMII期へと成熟したことが分かった(図2C、図3C)。
Claims (8)
- 羊膜由来細胞の可溶化羊膜組成物を含有する、哺乳動物未成熟卵子の体外成熟培養用添加剤であって、該可溶化羊膜組成物は、羊膜細胞を加熱下において酢酸又は塩化水素の水溶液で酸処理し、次いでアンモニア水で中和することにより得られたものである、添加剤。
- 前記可溶化羊膜組成物がコーティング材の形態である、請求項1記載の添加剤。
- 前記羊膜が、哺乳動物由来である請求項1又は2記載の添加剤。
- 前記哺乳動物が、ヒトである請求項3記載の添加剤。
- 前記羊膜由来細胞が、羊膜上皮細胞である請求項1ないし4のいずれか1項記載の添加剤。
- 前記未成熟卵子が、卵核胞または第1減数分裂中期の成熟段階にある請求項1ないし5のいずれか1項記載の添加剤。
- 請求項1ないし6のいずれか1項記載の添加剤の共存下において、生体外にて未成熟卵子を培養することにより成熟卵子を作出する方法。
- 前記可溶化羊膜組成物を基体上にコーティングし、乾燥して成る可溶化羊膜コートされた基体上で未成熟卵子を培養することにより成熟卵子を作出する請求項7記載の方法。
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