FR3110165A1 - Nouveaux composés fluorescents pour le marquage de tissu tumoral - Google Patents
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Abstract
La présente invention a pour objet de nouveaux composés fluorescents utilisables pour le marquage de tissu tumoral, leur procédé de préparation, ainsi que leur application comme outil de surveillance, de diagnostic ou d’aide à la chirurgie de cancers.
Description
La présente invention a pour objet de nouveaux composés fluorescents utilisables pour le marquage de tissu tumoral, leur procédé de préparation, ainsi que leur application comme outil de surveillance, de diagnostic ou d’aide à la chirurgie de cancers.
Le marquage de tissu tumoral par des composés fluorescents présente un grand intérêt dans le domaine de l'imagerie médicale, car il permet entre autres la localisation de tumeurs.
Des composés fluorescents sont utilisés depuis plus de cinquante ans en médecine comme marqueurs dans des techniques d'imagerie non invasives pour la surveillance et/ou le diagnostic.
Problème technique
L’émergence de nouvelles technologies d’imagerie de fluorescence au service de la chirurgie, nécessitant une sensibilité et une précision améliorées conduit à la recherche de nouvelles molécules fluorescentes toujours plus performantes.
Dans le contexte de maladies telles que le cancer, il est notamment nécessaire d’avoir une distribution préférentielle des molécules fluorescentes dans les tissus tumoraux par rapport aux tissus sains, ainsi qu’une persistance suffisamment longue de la fluorescence pour permettre une meilleure spécificité de marquage et fournir une aide à l’acte chirurgical, par exemple pour délimiter des zones de tumeurs à éliminer.
Certains marqueurs fluorescents existants présentent une persistance de fluorescence limitée, ce qui oblige à opérer le patient dans la foulée de l’injection du marqueur et ne permet pas d’obtenir une délimitation satisfaisante du tissu tumoral. Dans d’autres cas, l’accumulation du marqueur dans les tissus n’est pas suffisamment importante, ce qui entraîne un faible marquage et donc des problèmes de détection. La localisation de lésions ou de tumeurs puis leur élimination par exemple par chirurgie n’est alors pas complète.
Un autre problème présenté par les marqueurs fluorescents existants, notamment le vert d’indocyanine (ICG), qui est l’un des seuls colorants utilisés pour le marquage des tumeurs au cours de l’acte chirurgical, est la nécessité de la présence de néo-vaisseaux tumoraux pour obtenir un marquage du tissu tumoral.
La présente invention permet de s’affranchir des problèmes de l’art antérieur précédemment explicités en fournissant des molécules fluorescentes ayant une distribution préférentielle dans les tissus tumoraux par rapport aux tissus sains et une persistance suffisante pour leur utilisation dans des techniques d'imagerie pour la surveillance, le diagnostic, et/ou l’assistance à la chirurgie.
La présente invention concerne un composé de formule (I)
[Chem. 1]
(I)
dans laquelle
n1 et n2 sont chacun un entier de 0 à 15,
R1, R2, R3, R4, R5et R6sont chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, SO3R10et X-R1 1-Y,
R10étant H, Na ou K,
X étant O, S ou NH,
R1 1étant choisi parmi alkyle en C1à C15, aryle, hétéroaryle, (alkyl en C1à C15)aryle, (alkyl en C1à C15)hétéroaryle, aryl(alkyle en C1à C15) et hétéroaryl(alkyle en C1à C15);
Y étant choisi parmi H, halogène, COOR10ou amide ;
R7et R8étant chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, alkyle en C1à C15 ,et X-R1 1-Y;
R9étant choisi parmi H, OH, SH, NH2et X-R1 1-Y,
ledit composé comportant au moins un groupement X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10.
[Chem. 1]
(I)
dans laquelle
n1 et n2 sont chacun un entier de 0 à 15,
R1, R2, R3, R4, R5et R6sont chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, SO3R10et X-R1 1-Y,
R10étant H, Na ou K,
X étant O, S ou NH,
R1 1étant choisi parmi alkyle en C1à C15, aryle, hétéroaryle, (alkyl en C1à C15)aryle, (alkyl en C1à C15)hétéroaryle, aryl(alkyle en C1à C15) et hétéroaryl(alkyle en C1à C15);
Y étant choisi parmi H, halogène, COOR10ou amide ;
R7et R8étant chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, alkyle en C1à C15 ,et X-R1 1-Y;
R9étant choisi parmi H, OH, SH, NH2et X-R1 1-Y,
ledit composé comportant au moins un groupement X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10.
La présente invention concerne également le procédé de préparation des composés de formule (I) selon l’invention, ainsi que le procédé de marquage de tissu tumoral avec un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention.
Le premier objet de la présente invention concerne un composé de formule (I)
[Chem. 2]
(I)
dans laquelle
n1et n2sont chacun un entier de 0 à 15,
R1, R2, R3, R4, R5et R6sont chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, SO3R10et X-R1 1-Y,
R10étant H, Na ou K,
X étant O, S ou NH,
R1 1étant choisi parmi alkyle en C1à C15, aryle, hétéroaryle, (alkyl en C1à C15)aryle, (alkyl en C1à C15)hétéroaryle, aryl(alkyle en C1à C15) et hétéroaryl(alkyle en C1à C15) ;
Y étant choisi parmi H, halogène, COOR10ou amide ;
R7et R8étant chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, alkyle en C1à C15 ,et X-R1 1-Y;
R9étant choisi parmi H, OH, SH, NH2et X-R1 1-Y,
ledit composé comportant au moins un groupement X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10.
[Chem. 2]
(I)
dans laquelle
n1et n2sont chacun un entier de 0 à 15,
R1, R2, R3, R4, R5et R6sont chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, SO3R10et X-R1 1-Y,
R10étant H, Na ou K,
X étant O, S ou NH,
R1 1étant choisi parmi alkyle en C1à C15, aryle, hétéroaryle, (alkyl en C1à C15)aryle, (alkyl en C1à C15)hétéroaryle, aryl(alkyle en C1à C15) et hétéroaryl(alkyle en C1à C15) ;
Y étant choisi parmi H, halogène, COOR10ou amide ;
R7et R8étant chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, alkyle en C1à C15 ,et X-R1 1-Y;
R9étant choisi parmi H, OH, SH, NH2et X-R1 1-Y,
ledit composé comportant au moins un groupement X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10.
Au sens de la présente invention, on entend par « alkyles en C1à C15», une chaîne hydrocarbonée, cyclique, linéaire ou ramifiée, contenant de 1 à 15 atomes de carbone, de préférence de 2 à 6 atomes de carbone et plus préférentiellement encore de 4 à 6 atomes de carbone, notamment 5 atomes de carbone et pouvant être notamment une chaîne méthyle, éthyle, n-propyle, iso-propyle, n-butyle, iso-butyle, sec-butyle, tert-butyle, n-pentyle, 1-méthylbutyle, 2,2-diméthylbutyle, 2-méthylpentyle, 2,2-diméthylpropyle, isopentyle, néopentyle, 2-pentyle, hexyle, 2-hexyle, 3-hexyle, 3-méthylpentyle, heptyle, octyle, nonyle, décyle, dodécyle, palmityle.
Au sens de la présente invention, on entend par « aryles » un groupement aromatique, contenant un ou plusieurs cycles aromatiques, éventuellement substitué.
Au sens de la présente invention, on entend par « hétéroaryles » un groupement aromatique, contenant un ou plusieurs cycles aromatiques, éventuellement substitué, et comportant au moins un hétéroatome différent du carbone et de l’hydrogène.
Au sens de la présente invention, on entend par « arylalkyles », un groupement aryle substitué par un ou plusieurs groupements alkyles, lesdits groupements alkyles pouvant être des groupements alkyles en C1à C15 ,contenant de préférence de 1 à 15 atomes de carbone.
Au sens de la présente invention, on entend par « hétéroarylalkyles », un groupement hétéroaryle substitué par un ou plusieurs groupements alkyles, lesdits groupements alkyles pouvant être des groupements alkyles en C1à C15 ,contenant de préférence de 1 à 15 atomes de carbone.
Selon un mode de réalisation particulier, dans la formule ci-dessus, n1ou n2sont indépendamment l’un de l’autre, égaux à 1, 2, 3, 4 ou 5, plus préférentiellement encore 3 ou 4.
Selon un autre mode de réalisation particulier, dans la formule ci-dessus n1=n2et est de préférence égal à 1, 2, 3, 4 ou 5, plus préférentiellement encore 3 ou 4.
Selon un autre mode de réalisation particulier, la molécule est symétrique. Dans ce cas, elle comprend un seul groupe X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10 qui est porté par R9et/ou 2 groupes X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10 ,l’un porté par l’un de R1, R2, R3ou R7, de préférence l’un de R1, R2ou R3et l’autre porté par l’un de R4, R5, R6ou R8, de préférence l’un de R4, R5ou R6.
Le composé de formule (I) selon l’invention peut de préférence être choisi parmi les composés de formules générales suivantes :
[Chem. 3]
[Chem. 4]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis précédemment.
[Chem. 3]
[Chem. 4]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis précédemment.
Selon un mode de réalisation particulier, les composés selon l’invention peuvent être choisis parmi les composés de formules suivantes
[Chem. 5]
,
[Chem. 6]
,
[Chem. 7]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis précédemment.
[Chem. 5]
,
[Chem. 6]
,
[Chem. 7]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis précédemment.
Selon un mode de réalisation préféré, les composés selon l’invention peuvent être choisis parmi les composés suivants :
[Chem. 8]
[Chem. 9]
[Chem. 10]
[Chem. 11]
[Chem. 12]
[Chem. 13]
[Chem. 14]
[Chem. 15]
[Chem. 16]
.
[Chem. 8]
[Chem. 9]
[Chem. 10]
[Chem. 11]
[Chem. 12]
[Chem. 13]
[Chem. 14]
[Chem. 15]
[Chem. 16]
.
Le second objet de la présente invention concerne le procédé de préparation des composés de formule (I) selon l’invention comportant une étape de réaction entre :
[Chem. 17]
et
[Chem. 18]
[Chem. 17]
et
[Chem. 18]
Cette réaction est effectuée de préférence par chauffage au reflux en présence d’acétate de sodium dans un mélange d’acide acétique et d’anhydride acétique.
Le troisième objet de l’invention concerne le procédé de marquage de tissu tumoral avec un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention.
Au sens de la présente invention, on entend par « tissu tumoral » le tissu constitué de cellules tumorales qui sont des cellules prolifératives anormales, et d’un tissu de soutien, aussi appelé stroma tumoral ou tissu interstitiel, fait de cellules et de substance extra-cellulaire dans laquelle est située la vascularisation tumorale.
Les composés fluorescents selon l’invention ont la particularité après leur diffusion dans l’organisme d’être piégés dans le tissu tumoral, alors qu’ils sont éliminés des tissus sains. Il a été observé que cette élimination des tissus sains est croissante au cours du temps. En général, entre 24 et 72 heures, de préférence entre 36 et 60 heures et plus préférentiellement 48 heures après l’administration de ces composés, leur élimination des tissus sains est totale. Ils restent cependant piégés dans les tissus tumoraux. Cette propriété permet d’avoir une nette différenciation des tissus tumoraux par rapport aux tissus sains et ainsi l’utilisation de ces composés dans des applications de surveillance, diagnostic et/ou d’assistance à la chirurgie dans un contexte de maladies cancéreuses. Cette différenciation perdure pendant 6 à 48 heures, de préférence 12 à 36 heures, permettant de programmer le diagnostic ou la chirurgie de manière ciblée.
Les composés selon l’invention peuvent ainsi notamment être utilisés dans le cadre de cancers du sein ou de cancers digestifs et notamment du pancréas. En effet, dans le cancer du pancréas, les tumeurs sont particulièrement difficiles à éliminer dans leur globalité par chirurgie car elles ne sont pas facilement délimitées. L’utilisation des composés selon l’invention permet d’obtenir une meilleure visualisation des contours des tumeurs grâce à la différenciation de marquage entre le tissu tumoral et le tissu sain, et ainsi une résection tumorale plus efficace par chirurgie.
L’invention porte également sur l’utilisation d’un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention dans une méthode de marquage de tissu tumoral.
Cette méthode de marquage des tissus nécessite l’administration des composés par voie intraveineuse, intra-artérielle, ou dans un autre vaisseau, notamment un vaisseau lymphatique, soit en injection locale, soit en application locale, préférentiellement par voie intraveineuse.
Un autre objet de l’invention concerne une composition comprenant un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention et au moins un adjuvant pharmaceutiquement acceptable.
L’invention porte également sur l’un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention ou une composition comprenant un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention pour son utilisation dans le traitement chirurgical de tumeurs.
L’invention concerne également une méthode de détection de tissu tumoral comprenant une étape de marquage de tissu tumoral avec un des composés selon l’invention ou préparé selon le procédé de l’invention, et une étape de détection par imagerie médicale en fluorescence ou spectrométrie de fluorescence.
Figures
Fig. 1
Fig. 2
Exemples
Exemple 1 :
[Chem. 19]
Composé (1)
Un mélange de 4-[(5-carboxypentyl)oxy]-6-sulfo-1-(4-sulfobutyl)-2,3,3-triméthyl-benz(e)indolium (sel interne et de disodium) (9 g ; 15 mmol), 2-chloro-1-formyl-3-(hydroxyméthylene)-1-cyclohexene (1,30 g ; 7,50 mmol), et acétate de sodium (3g ; 36,6 mmol) dans un mélange acide acétique et anhydride acétique 60/30 est chauffé au reflux pendant 10 minutes. Le milieu réactionnel est refroidi à température ambiante et le précipité est séparé par filtration et lavé avec de l’éther diéthylique pour fournir 4,33 g (rendement : 43,9 %) d’un solide vert. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 19]
Composé (1)
Un mélange de 4-[(5-carboxypentyl)oxy]-6-sulfo-1-(4-sulfobutyl)-2,3,3-triméthyl-benz(e)indolium (sel interne et de disodium) (9 g ; 15 mmol), 2-chloro-1-formyl-3-(hydroxyméthylene)-1-cyclohexene (1,30 g ; 7,50 mmol), et acétate de sodium (3g ; 36,6 mmol) dans un mélange acide acétique et anhydride acétique 60/30 est chauffé au reflux pendant 10 minutes. Le milieu réactionnel est refroidi à température ambiante et le précipité est séparé par filtration et lavé avec de l’éther diéthylique pour fournir 4,33 g (rendement : 43,9 %) d’un solide vert. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 2 :
[Chem. 20]
Composé (2)
Au composé (1) (1 g ; 0,76 mmol) en solution dans 500 mL de méthanol, est ajouté du méthylate de sodium (440 mg; 7,6 mmol) . Le milieu réactionnel est chauffé au reflux pendant 16 h et concentré sous vide, puis filtré. Le résidu obtenu est lavé avec du méthanol froid et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 450 mg d’un solide vert (rendement : 45%). Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 20]
Composé (2)
Au composé (1) (1 g ; 0,76 mmol) en solution dans 500 mL de méthanol, est ajouté du méthylate de sodium (440 mg; 7,6 mmol) . Le milieu réactionnel est chauffé au reflux pendant 16 h et concentré sous vide, puis filtré. Le résidu obtenu est lavé avec du méthanol froid et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 450 mg d’un solide vert (rendement : 45%). Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 3 :
[Chem. 21]
Composé (3)
Au composé (1) (400 mg; 0,30 mmol)) en solution dans 20 mL d’un mélange 50/50 méthanol/ NMP (N-méthyl-2-pyrrolidone) est ajouté MeSNa (106 mg; 1,5 mmol). Le milieu réactionnel est chauffé au reflux pendant 4 h, puis du diéthyléther (20 mL) est additionné au mélange. Le précipité est filtré et lavé avec le même solvant pour fournir 254 mg de produit brut (rendement : 61% ; odeur de soufre). Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 21]
Composé (3)
Au composé (1) (400 mg; 0,30 mmol)) en solution dans 20 mL d’un mélange 50/50 méthanol/ NMP (N-méthyl-2-pyrrolidone) est ajouté MeSNa (106 mg; 1,5 mmol). Le milieu réactionnel est chauffé au reflux pendant 4 h, puis du diéthyléther (20 mL) est additionné au mélange. Le précipité est filtré et lavé avec le même solvant pour fournir 254 mg de produit brut (rendement : 61% ; odeur de soufre). Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 4 :
[Chem. 22]
Composé (4)
Un mélange de 6-sulfo-1-(4-sulfobutyl)-2,3,3-triméthylbenz(e)indolium (sel interne et de DCHA) (2 g ; 4,7 mmol), 2-chloro-1-formyl-3-(hydroxyméthylene)-1-cyclohexene (0,40 g ; 2,35 mmol), et acétate de sodium (0,9 g ; 11 mmol) dans un mélange acide acétique et anhydride acétique 50/20 est chauffé au reflux pendant 15 minutes. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 1,6 g (rendement : 63,8 %) d’une poudre de couleur brique. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 22]
Composé (4)
Un mélange de 6-sulfo-1-(4-sulfobutyl)-2,3,3-triméthylbenz(e)indolium (sel interne et de DCHA) (2 g ; 4,7 mmol), 2-chloro-1-formyl-3-(hydroxyméthylene)-1-cyclohexene (0,40 g ; 2,35 mmol), et acétate de sodium (0,9 g ; 11 mmol) dans un mélange acide acétique et anhydride acétique 50/20 est chauffé au reflux pendant 15 minutes. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 1,6 g (rendement : 63,8 %) d’une poudre de couleur brique. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 5 :
[Chem. 23]
Composé (5)
A de l’acide 3-(4-hydroxyphényl)propionique (660 mg ; 4 mmol) sont ajoutés 8 mL of KOH 1M méthanolique, 16 mL de DMSO et le composé (4) (500 mg ; 0,25 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 8h, puis 150 mL d’acétate d’éthyle sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 260 mg (rendement : 45 %) d’une poudre verte. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 23]
Composé (5)
A de l’acide 3-(4-hydroxyphényl)propionique (660 mg ; 4 mmol) sont ajoutés 8 mL of KOH 1M méthanolique, 16 mL de DMSO et le composé (4) (500 mg ; 0,25 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 8h, puis 150 mL d’acétate d’éthyle sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 260 mg (rendement : 45 %) d’une poudre verte. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 6 :
[Chem. 24]
Composé (6)
Au compose (4) (520 g ; 0,49 mmol) sont ajoutés de l’acide 4-aminohydrocinnamique (816 mg ; 4,9 mmol), 25 mL de DMSO et de la triéthylamine (500 mg ; 4,9 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 8h, puis 200 mL d’acétone sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’acétone et séché sous vide pour fournir 430 mg (rendement : 74%) d’une poudre rouge. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 24]
Composé (6)
Au compose (4) (520 g ; 0,49 mmol) sont ajoutés de l’acide 4-aminohydrocinnamique (816 mg ; 4,9 mmol), 25 mL de DMSO et de la triéthylamine (500 mg ; 4,9 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 8h, puis 200 mL d’acétone sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’acétone et séché sous vide pour fournir 430 mg (rendement : 74%) d’une poudre rouge. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 7 :
[Chem. 25]
Composé (7)
A de l’acide 4-mercaptohydrocinnamique (91mg ; 0,5 mmol) sont ajoutés 1 mL of KOH 1M méthanolique, 16 mL de DMSO et le composé (4) (500 mg ; 0,25 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 30 minutes, puis 50 mL d’acétate d’éthyle sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 310 mg (rendement : 54 %) d’une poudre verte. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
[Chem. 25]
Composé (7)
A de l’acide 4-mercaptohydrocinnamique (91mg ; 0,5 mmol) sont ajoutés 1 mL of KOH 1M méthanolique, 16 mL de DMSO et le composé (4) (500 mg ; 0,25 mmol). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 30 minutes, puis 50 mL d’acétate d’éthyle sont ajoutés goutte-à-goutte. Le précipité est séparé par filtration, lavé avec de l’éthanol et de l’acétone et séché sous vide pour fournir 310 mg (rendement : 54 %) d’une poudre verte. Le produit brut est purifié par chromatographie flash sur colonne (phase inverse gel de silice C18, acétonitrile 0-25% / eau).
Exemple 8 : Comparaison d’un composé selon l’invention et d’un agent fluorescent de l’art antérieur (ICG) pour l’imagerie in vivo des tumeurs mammaires
L’ICG (ou vert d’indocyanine / Infracyanine) est un agent fluorescent de l’art antérieur, déjà approuvé pour l’utilisation chez l’homme pour l’évaluation des fonctions cardiaques et hépatiques, ainsi qu’en ophtalmologie, pour les pathologies rétiniennes. Il est également en évaluation dans de nombreux essais cliniques à travers le monde pour le guidage du geste chirurgical lors des exérèses tumorales, ou la cartographie des ganglions drainant les tumeurs, par imagerie proche infra-rouge.
L’ICG a été comparé au composé (2) selon l’invention dont la synthèse est décrite à l’exemple 2 précédent, ce composé est dénommé CJ215 dans cette étude.
L’étude a inclus 30 souris au total réparties en trois groupes. Les greffes tumorales ont toutes été réalisées avec 50 000 cellules 4T1-Dendra2 /20 μl injectées dans 2 glandes mammaires en contralatéral pour chacune des souris.
L’ICG (ou vert d’indocyanine / Infracyanine) est un agent fluorescent de l’art antérieur, déjà approuvé pour l’utilisation chez l’homme pour l’évaluation des fonctions cardiaques et hépatiques, ainsi qu’en ophtalmologie, pour les pathologies rétiniennes. Il est également en évaluation dans de nombreux essais cliniques à travers le monde pour le guidage du geste chirurgical lors des exérèses tumorales, ou la cartographie des ganglions drainant les tumeurs, par imagerie proche infra-rouge.
L’ICG a été comparé au composé (2) selon l’invention dont la synthèse est décrite à l’exemple 2 précédent, ce composé est dénommé CJ215 dans cette étude.
L’étude a inclus 30 souris au total réparties en trois groupes. Les greffes tumorales ont toutes été réalisées avec 50 000 cellules 4T1-Dendra2 /20 μl injectées dans 2 glandes mammaires en contralatéral pour chacune des souris.
Les injections des biomarqueurs (composé2dénommé CJ215 dans cette étude et ICG) ont été réalisées à J9 post-greffe tumorale (afin de limiter l’apparition de nécrose dans les tumeurs).
L’évolution de l’intensité des signaux de fluorescence relevée pour chacun des biomarqueurs au cours du temps a été évaluée par image microscopique. La capacité des deux marqueurs à produire un signal spécifiquement localisé à la tumeur a été appréciée quantitativement par le calcul du rapport du signal spécifique lié à la tumeur au signal non spécifique dans les tissus environnants.
L’évolution de l’intensité des signaux de fluorescence relevée pour chacun des biomarqueurs au cours du temps a été évaluée par image microscopique. La capacité des deux marqueurs à produire un signal spécifiquement localisé à la tumeur a été appréciée quantitativement par le calcul du rapport du signal spécifique lié à la tumeur au signal non spécifique dans les tissus environnants.
Le protocole d’imagerie a été réalisé aux temps 2h, 24h, 48h, 4 et 6 jours post-injection pour toutes les souris. Toutes les images réalisées à chaque temps d’acquisition, ont été acquises sur imageur IVIS Spectrum (Perkin Elmer) avec les paramètres suivants :
Pour la détection de la forme GFP de la Dendra2 (détection de la tumeur) :
- Excitation à 465 nm
- Emission entre 520 et 580 nm
Pour la détection des biomarqueurs :
- Excitation à 745 nm
- Emission entre 800 et 840 nm
Les mesures quantitatives ont été réalisées sur les images brutes non déconvoluées. Pour les deux fluorophores, la durée d’acquisition a été paramétrée en mode automatique. Dans ce mode, le système détermine le temps d’acquisition nécessaire pour atteindre la valeur cible imposée (6 000 counts) dans le temps imparti (fixé à 2 min).
Pour la détection de la forme GFP de la Dendra2 (détection de la tumeur) :
- Excitation à 465 nm
- Emission entre 520 et 580 nm
Pour la détection des biomarqueurs :
- Excitation à 745 nm
- Emission entre 800 et 840 nm
Les mesures quantitatives ont été réalisées sur les images brutes non déconvoluées. Pour les deux fluorophores, la durée d’acquisition a été paramétrée en mode automatique. Dans ce mode, le système détermine le temps d’acquisition nécessaire pour atteindre la valeur cible imposée (6 000 counts) dans le temps imparti (fixé à 2 min).
La Figure 1 rapporte les valeurs médianes et écarts-types des rapports d’intensité tumeur/abdomen en fonction des temps post-injection du CJ215 et de l’ICG.
La mesure du ratio des intensités tumeur/abdomen illustrée sur cette figure permet de montrer que :
- les rapports d’intensité sont significativement plus élevés pour le composé2 (CJ215) comparativement à l’ICG, quel que soit le temps post-injection (de 1,5 fois à 2h à plus de 3 fois à J+6) ce qui traduit une capacité à identifier un signal spécifique dans les tumeurs de façon plus précoce et plus spécifique avec le composé2 (CJ215). Ces résultats indiquent également la possibilité d’améliorer très significativement la spécificité du signal à la tumeur en augmentant le délai entre l’injection du composé2 (CJ215) et l’imagerie ;
- le rapport signal sur bruit augmente continuellement pour le composé2 (CJ215) jusqu’à 6 jours post-injection, dernier jour d’examen considéré dans ce protocole. A ce stade, l’ICG n’est plus observable dans les tumeurs (ceci dès 48h). La grande stabilité du signal intratumoral du composé2 (CJ215), comparativement aux tissus environnants qui éliminent le produit, offre ainsi une meilleure capacité à identifier les tumeurs et contribue ainsi à améliorer significativement la délimitation fine des marges tumorales, qui reste problématique avec l’ICG.
La mesure du ratio des intensités tumeur/abdomen illustrée sur cette figure permet de montrer que :
- les rapports d’intensité sont significativement plus élevés pour le composé2 (CJ215) comparativement à l’ICG, quel que soit le temps post-injection (de 1,5 fois à 2h à plus de 3 fois à J+6) ce qui traduit une capacité à identifier un signal spécifique dans les tumeurs de façon plus précoce et plus spécifique avec le composé2 (CJ215). Ces résultats indiquent également la possibilité d’améliorer très significativement la spécificité du signal à la tumeur en augmentant le délai entre l’injection du composé2 (CJ215) et l’imagerie ;
- le rapport signal sur bruit augmente continuellement pour le composé2 (CJ215) jusqu’à 6 jours post-injection, dernier jour d’examen considéré dans ce protocole. A ce stade, l’ICG n’est plus observable dans les tumeurs (ceci dès 48h). La grande stabilité du signal intratumoral du composé2 (CJ215), comparativement aux tissus environnants qui éliminent le produit, offre ainsi une meilleure capacité à identifier les tumeurs et contribue ainsi à améliorer significativement la délimitation fine des marges tumorales, qui reste problématique avec l’ICG.
Exemple 9 : Comparaison de deux composés selon l’invention et d’un agent fluorescent de l’art antérieur (ICG) en imagerie ex vivo de tumeurs pancréatiques .
Un modèle d'adénocarcinome pancréatique orthotopique chez la souris a été développé. Les cellules tumorales ont été amplifiées par voie sous-cutanée chez des souris SCID et les fragments résultants ont ensuite été implantés chirurgicalement dans le pancréas de souris nues BALB/c irradiées.
Le développement de la tumeur a été suiviin vivopar IRM (4.7T, PharmaScan, Bruker Biospin) à trois moments, D14, 28 et 36. Les animaux ont été soumis à une faible fluorescence afin de minimiser l'autofluorescence. L'imagerie fluorescente a été réalisée avec une caméra à dispositif à couplage de charge (CCD) (PhotonRT, BiospaceLab) avec une excitation à 700 nm et un filtre d'émission à 770 nm.
À l'issue de séances d'imagerie in vivo réalisées à 2h, 48h et 164h, des images fluorescentes ex vivo ont été acquises. Les composés fluorescents selon l’invention2 (CJ215) et CJ319 (dont la structure est détaillée ci-dessous) ont été injectés par voie intraveineuse à 2 mg/kg, 39 jours après l'implantation des fragments de tumeur, alors que les volumes moyens des tumeurs étaient d'environ 70 mm³. Le vert d'indocyanine (ICG), un colorant largement utilisé dans l’imagerie per-opératoire des tumeurs, a été inclus comme témoin.
[Chem. 26]
(CJ319)
Un modèle d'adénocarcinome pancréatique orthotopique chez la souris a été développé. Les cellules tumorales ont été amplifiées par voie sous-cutanée chez des souris SCID et les fragments résultants ont ensuite été implantés chirurgicalement dans le pancréas de souris nues BALB/c irradiées.
Le développement de la tumeur a été suiviin vivopar IRM (4.7T, PharmaScan, Bruker Biospin) à trois moments, D14, 28 et 36. Les animaux ont été soumis à une faible fluorescence afin de minimiser l'autofluorescence. L'imagerie fluorescente a été réalisée avec une caméra à dispositif à couplage de charge (CCD) (PhotonRT, BiospaceLab) avec une excitation à 700 nm et un filtre d'émission à 770 nm.
À l'issue de séances d'imagerie in vivo réalisées à 2h, 48h et 164h, des images fluorescentes ex vivo ont été acquises. Les composés fluorescents selon l’invention2 (CJ215) et CJ319 (dont la structure est détaillée ci-dessous) ont été injectés par voie intraveineuse à 2 mg/kg, 39 jours après l'implantation des fragments de tumeur, alors que les volumes moyens des tumeurs étaient d'environ 70 mm³. Le vert d'indocyanine (ICG), un colorant largement utilisé dans l’imagerie per-opératoire des tumeurs, a été inclus comme témoin.
[Chem. 26]
(CJ319)
L'imagerie de fluorescenceex vivodécrite sur la Figure 2 a montré que 2 heures après l'injection, les deux composés fluorescents selon l’invention étaient présents dans le pancréas et la tumeur en quantités à peu près équivalentes. Cependant, 48 heures après l'injection, une distribution préférentielle claire a été observée pour la tumeur, les deux composés produisant un signal fluorescent environ quatre fois plus élevé dans la tumeur que dans le tissu pancréatique environnant. Cet effet a persisté six jours après l'injection, bien que le signal ait diminué au fil du temps. En comparaison, le vert d'indocyanine n'a montré aucune accumulation spécifique dans le pancréas ou la tumeur.
Ces résultats montrent la supériorité des composés de l’invention par rapport à un agent fluorescent de l’art antérieur au niveau de leur distribution spécifique dans un tissu tumoral.
Ces résultats montrent la supériorité des composés de l’invention par rapport à un agent fluorescent de l’art antérieur au niveau de leur distribution spécifique dans un tissu tumoral.
Claims (9)
- Composé de formule (I)
[Chem. 27]
(I)
dans laquelle
n1et n2sont chacun un entier de 0 à 15,
R1, R2, R3, R4, R5et R6sont chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, SO3R10et X-R1 1-Y,
R10étant H, Na ou K,
X étant O, S ou NH,
R1 1étant choisi parmi alkyle en C1à C15, aryle, hétéroaryle, (alkyl en C1à C15)aryle, (alkyl en C1à C15)hétéroaryle, aryl(alkyle en C1à C15) et hétéroaryl(alkyle en C1à C15) ;
Y étant choisi parmi H, halogène, COOR10ou amide ;
R7et R8étant chacun choisis parmi H, OH, SH, NH2, alkyle en C1à C15 ,et X-R1 1-Y;
R9étant choisi parmi H, OH, SH, NH2et X-R1 1-Y,
ledit composé comportant au moins un groupement X-R1 1-Y avec Y qui est COOR10. - Composé selon la revendication 1 choisi parmi les composés de formules suivantes :
[Chem. 28]
[Chem. 29]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis à la revendication 1. - Composé selon l’une des revendications précédentes choisi parmi les composés de formules suivantes
[Chem. 30]
,
[Chem. 31]
,
[Chem. 32]
dans lesquelles R1, R2, R3, R4, R5, R6, R7, R8et R9sont tels que définis à la revendication 1. - Composé selon l’une des revendications précédentes choisi parmi les composés de formules suivantes
[Chem. 33]
[Chem. 34]
[Chem. 35]
[Chem. 36]
[Chem. 37]
[Chem. 38]
[Chem. 39]
[Chem. 40]
[Chem. 41]
. - Procédé de préparation des composés selon l’une des revendications 1 à 4 comportant une étape de réaction entre :
[Chem. 42]
et
[Chem. 43]
. - Procédé de marquage de tissu tumoral avec un des composés selon l’une des revendications 1 à 4 ou préparé selon la revendication 5.
- Utilisation d’un des composés selon l’une des revendications 1 à 4 ou préparé selon la revendication 5 dans une méthode de marquage de tissu tumoral.
- Composé selon l’une des revendications 1 à 4 ou préparé selon la revendication 5 ou composition comprenant un composé selon l’une des revendications 1 à 4 ou préparé selon la revendication 5 pour son utilisation dans le traitement chirurgical de tumeurs.
- Méthode de détection de tissu tumoral comprenant une étape de marquage de tissu tumoral avec un des composés selon l’une des revendications 1 à 4 ou préparé selon la revendication 5, et une étape de détection par imagerie médicale en fluorescence ou spectrométrie de fluorescence.
.
Priority Applications (9)
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|---|---|---|---|
| FR2004868A FR3110165B1 (fr) | 2020-05-15 | 2020-05-15 | Nouveaux composés fluorescents pour le marquage de tissu tumoral |
| KR1020227043701A KR20230010713A (ko) | 2020-05-15 | 2021-05-12 | 종양 조직 표지를 위한 새로운 형광 화합물 |
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| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| WO2014101339A1 (fr) * | 2012-12-28 | 2014-07-03 | 浙江海正药业股份有限公司 | Composé colorant cyanine et son procédé de préparation, et agent à double fonction pour thérapie photodynamique et son procédé de préparation |
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Patent Citations (1)
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Non-Patent Citations (4)
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|---|
| HUIYUAN ZHANG ET AL: "A Versatile Prodrug Strategy to In Situ Encapsulate Drugs in MOF Nanocarriers: A Case of Cytarabine-IR820 Prodrug Encapsulated ZIF-8 toward Chemo-Photothermal Therapy", ADVANCED FUNCTIONAL MATERIALS, vol. 28, no. 35, 1 July 2018 (2018-07-01), DE, pages 1802830, XP055764974, ISSN: 1616-301X, DOI: 10.1002/adfm.201802830 * |
| MICHAEL P. A. WILLIAMS ET AL: "Synthesis, Photophysical, Electrochemical, Tumor-Imaging, and Phototherapeutic Properties of Purpurinimide- N -substituted Cyanine Dyes Joined with Variable Lengths of Linkers", BIOCONJUGATE CHEMISTRY, vol. 22, no. 11, 16 November 2011 (2011-11-16), pages 2283 - 2295, XP055271457, ISSN: 1043-1802, DOI: 10.1021/bc200345p * |
| SAKKARAPALAYAM M MAHALINGAM ET AL: "Supplementary Information Evaluation of Novel Tumor-Targeted Near-Infrared Probe for Fluorescence-Guided Surgery of Cancer", 8 October 2018 (2018-10-08), XP055765038, Retrieved from the Internet <URL:https://pubs.acs.org/doi/suppl/10.1021/acs.jmedchem.8b01115/suppl_file/jm8b01115_si_001.pdf> [retrieved on 20210114] * |
| VAN DER WAL STEFFEN ET AL: "Synthesis and systematic evaluation of symmetric sulfonated centrally CC bonded cyanine near-infrared dyes for protein labelling", DYES AND PIGMENTS, ELSEVIER APPLIED SCIENCE PUBLISHERS BARKING, GB, vol. 132, 20 April 2016 (2016-04-20), pages 7 - 19, XP029566721, ISSN: 0143-7208, DOI: 10.1016/J.DYEPIG.2016.03.054 * |
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