ES2362917A1 - "procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido en lípidos". - Google Patents

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Abstract

La presente invención se refiere a un procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos, que comprende: (a) la producción de inóculos con fin de efectuar la fase (b) en fotorreactores; (b) el cultivo masivo de la biomasa de algas en estanques abiertos inoculados con la fase (a); (c) una fase de espesamiento de la biomasa de algas efectuada en condiciones templadas; (d) una fase de inducción de la producción de lípidos, en la que se utilizan módulos que comprenden fotorreactores o estanques abiertos; (e) una fase de separación de la biomasa con un alto contenido de lípidos.

Description

Procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos.
La presente invención se refiere a un procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos.
Más en particular, la invención se refiere a un procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos, basado en una combinación de sistemas de cultivo tales como estanques abiertos y fotorreactores adecuadamente integrados con sistemas de espesamiento de la biomasa.
Actualmente, se cultivan microalgas para la producción de moléculas de alto valor, tales como ácidos grasos poliinsaturados, vitaminas y agentes gelificantes, que se introducen en el mercado nutricional, farmacéutico y cosmético.
Los mejores productos de biomasa de algas utilizan diversos tipos de sistemas de cultivo que dependen principalmente de la cepa de alga y de las condiciones climáticas. En condiciones extremadamente favorables de temperatura y luz, tal como en Israel y California, por ejemplo, pueden utilizarse con éxito estanques abiertos. Por el contrario, en Alemania, se utilizan reactores tubulares instalados en invernaderos. En Portugal se utilizan tanto estanques abiertos como fotorreactores.
Es preferido además el uso de sistemas abiertos, tales como estanques abiertos, cuando se cultivan especies de algas que tienen característica extremofílicas, tales como Dulaniella salina, capaces de crecer en entornos con concentraciones de sal del 10-15% y, por tanto, de resistir numeras formas externas de contaminación. Esto no ocurre para especies capaces de crecer en agua dulce que, para evitar problemas de contaminación, pueden cultivarse en sistemas cerrados, tales como fotorreactores.
El cultivo de algas para los campos nutricional, farmacéutico y cosmético se caracteriza por capacidades productivas bastante limitadas con un alto valor de los productos. Por esta razón, pueden tolerarse sistemas de producción relativamente caros, tales como los fotorreactores, mientras que el método más ampliamente utilizado para la producción de microalgas que se deben usar en campos comerciales menos valiosos, tales como el de la acuicultura, se basa en sistemas de cultivo económicos, tales como estanques abiertos.
El paso de los campos mencionados anteriormente, en los que se utilizan tradicionalmente microalgas, a campos medioambientales/campos de energía, requiere el desarrollo de tecnologías que sean tales que lleven a un fuerte incremento en la capacidad de producción (del orden de cientos/miles de toneladas por año a millones de toneladas por año) y a una fuerte reducción en los costes de producción (de cientos de dólares/kilogramo a cientos de dólares/
tonelada).
Los objetivos de productividad de los sistemas de cultivo pueden alcanzarse por medio de fuertes mejoras dirigidas a optimizar la adsorción de radiación biológicamente activa y una reducción en fenómenos de fotoinhibición con el fin de incrementar fuertemente la eficiencia del procedimiento de fotosíntesis de clorofila.
Hay numerosas actividades de investigación en marcha con el objetivo de optimizar la productividad de biomasa de los diferentes sistemas de cultivo y de incrementar su contenido de lípidos.
La producción de microalgas con el objetivo de reciclar el CO_{2} liberado por plantas industriales y producir biomasa que puede explotarse para fines de energía, tal como, por ejemplo, aceites vegetales a utilizar para su conversión a biodiesel, está en una etapa experimental en este momento.
Los esfuerzos que se están realizando para el desarrollo de fotorreactores no parecen ser resolutivos, puesto que hay muchas dudas en cuanto a los incrementos de productividad reivindicados, que, por otro lado, no parecen ser suficientes para obtener la necesaria reducción de costes. (Ref: Solicitud de patente WO 03/094598 "Photobioreactor and Process for Biomass Production and Mitigation of Pollutants in Flue Gases. Company Green Fuel Technology").
Además, no existe evidencia en la literatura relativa al procedimiento completo para la producción de aceites a partir de biomasas de algas y su transesterificación, excepto las descritas en el Congreso Anual AICHE 2006, 12-17 de noviembre, "Microalgal Oil Extraction and in situ Transesterificatión", Justin M. Ferrentino e Ihab H. Farag. Chemical Engineering, Universidad de New Hampshire, Kingsbury Hall, 33 College Road, Durham, NH 03824, en marcha en la Universidad de New Hampshire, que están tratando de evitar recurrir a disolventes orgánicos normalmente utilizados para la extracción de aceites, explotando métodos de rotura de las paredes celulares y centrifugación posterior o transesterificación in situ.
Se ha encontrado ahora un sistema de cultivo de microalgas basado en una combinación de sistemas de cultivo, tales como estanques abiertos y fotorreactores, adecuadamente integrados con sistemas de espesamiento de la biomasa, capaz de garantizar una alta productividad, proporcionando una biomasa con un alto contenido de lípidos, impidiendo la contaminación microbiológica, manteniendo una producción continua y estable en el tiempo.
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En particular, un objetivo de la presente invención se refiere a un procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos, que comprende, de acuerdo con el esquema mostrado en la figura 1:
(a)
la producción de inóculos con fin de efectuar la fase (b) en fotorreactores;
(b)
el cultivo masivo de la biomasa de algas en estanques abiertos inoculados con la fase (a);
(c)
una fase de espesamiento de la biomasa de algas efectuada en condiciones templadas;
(d)
una fase de inducción de la producción de lípidos, en la que se utilizan módulos que comprenden fotorreactores o estanques abiertos;
(e)
una fase de separación de la biomasa con un alto contenido de lípidos.
Al funcionar según el procedimiento de la presente invención, es posible:
i)
cultivar especies que tengan un alto grado de pureza, gestionando adecuadamente la posible contaminación externa (vaciado de los estanques de cultivo y reinoculación de los mismos);
ii)
cultivar microalgas limitando el uso de fotorreactores a la producción de inóculos de especies puras solamente, con una consiguiente reducción de costes;
iii)
minimizar los volúmenes del proceso necesarios para alcanzar las condiciones de inducción de la producción de lípidos introduciendo la fase (c);
iv)
hacer que el procedimiento sea continuo por el uso combinado de diversos módulos de fotorreactores y estanques abiertos.
La fase (a) para la producción de inóculos puede efectuarse en fotorreactores que tengan diversas formas y dimensiones: reactores tubulares lineales que tengan una forma cilíndrica o elíptica, reactores planares paralelepipédicos o cilíndricos, tales como los descritos en "Tredici M.R. (2004) Mass production of microalgae: photobioreactors. En el Handbook of Microalgal Culture de Richmond A (ed.). Blackwell Publishing, Oxford (UK), páginas 178-214". Se prefieren estos últimos, ya que son producidos por medio de películas hechas de material plástico soportado por una simple estructura de metal exterior y, por tanto, son baratos. Funcionan normalmente con un tiempo de retención hidráulica del orden de 1-2 días y llevan a concentraciones de biomasa de alrededor de 2 g de sustancia seca/litro. La relación entre el volumen del proceso de los sistemas de cultivo de la fase (a) y los de la fase (b) depende de las condiciones climáticas locales y de la cepa de alga cultivada. Está normalmente dentro del intervalo comprendido entre 0,05 y 0,15 y es preferentemente igual a 0,1.
El caldo de cultivo obtenido se utiliza para inocular sistemas de cultivo sobre una base discontinua (diaria o multidiaria).
Alternativamente, puede utilizarse sobre una base continua para incrementar la concentración de la biomasa de algas en los estanques abiertos de la base (b) y, por tanto, impedir el comienzo de fenómenos de contaminación externa. Los medios de reciclado acuosos que proceden de la fase (c), reintegrados con los nutrientes necesarios (esencialmente nitrógeno y sales de fósforo), se utilizan como agentes de crecimiento. La corriente de relleno acuosa puede consistir en agua residual industrial que se debe someter a un tratamiento terciario. En este caso, el cultivo de algas metaboliza las sustancias que contienen nitrógeno y fósforo incluidos en ellas, contribuyendo así a su purificación. Como CO_{2} necesario para el crecimiento de las algas, puede utilizarse el contenido en gases de escape industriales (plantas termoeléctricas, plantas de generación de hidrógeno, etc.).
La fase (b) para el crecimiento de las algas puede tener lugar en estanques abiertos, tanto circulares como longitudinales. Se prefieren estanques de circulación típicos que tienen una forma longitudinal. Asimismo, en este caso, los tiempos de retención hidráulica son de 1 a 2 días. Su funcionamiento puede ser semicontinuo tomando una muestra del caldo de cultivo y alimentando los agentes de crecimiento (agua y nutrientes) por la mañana, o bien continuo con interrupción durante la noche. Se prefiere esta última opción, integrada adecuadamente con sistemas de control de la altura del nivel de líquido del sistema de cultivo controlado por los indicadores del crecimiento de las algas (medición de la densidad óptica, clorofila y relación posible entre ellas).
En el caso del comienzo de fenómenos de contaminación, los sistemas utilizados para efectuar la fase (a) y la fase (b) pueden descontaminarse periódicamente (lavados con agua o lavado con soluciones acuosas de desinfectantes).
La fase (c) para el espesamiento de la biomasa reduce ampliamente el volumen del proceso (al menos diez veces) haciendo ventajoso el uso de fotorreactores o reduciendo drásticamente el volumen de los estanques.
Esta fase se efectúa por medio de separación gravitacional en equipos de sedimentación utilizados típicamente en plantas de tratamiento de agua. Se ha encontrado que la sedimentación de cepas de algas de agua dulce, tal como, por ejemplo, Scenedesmus sp., se facilita ampliamente por el uso de polielectrolitos catiónicos (es decir, poliacriloamidas) utilizados en una cantidad de 2-5 ppm (paso de la concentración de algas de 0,4 a 0,5 g/litro hasta 40-50 g/litro en aproximadamente 1,5 horas).
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La fase (d) para la maduración celular se efectúa con el objetivo de obtener condiciones de cultivo que conduzcan a un incremento en el contenido de la fracción de lípidos de la biomasa. A este respecto, el medio de crecimiento será mantenido con nitrógeno limitado, con lo que la corriente que procede de la fase (c) se integrará principalmente, si fuera necesario, con fuentes de fósforo y, posiblemente, con micronutrientes. Los sistemas de cultivo que pueden utilizarse en esta fase pueden comprender estanques abiertos y fotorreactores. La concentración de biomasa en la corriente que procede de la fase (c) se establece dependiendo del sistema de maduración seleccionado (del orden de un g/litro para estanques abiertos y decenas de g/litro para fotorreactores).
La fase (e) puede llevarse a cabo con sistemas análogos a los adoptados en la fase (c). La fase acuosa que se separa puede enviarse directamente al tratamiento final antes de que sea descargada o reciclada, después de la purga, para evitar la acumulación de metabolitos en todo el sistema.
La primera opción se adopta cuando el cultivo de algas se utiliza no sólo para la producción de biomasa, sino también para la purificación de agua residual (tratamiento terciario). Por el contrario, la segunda opción se utiliza cuando no está disponible agua residual y es necesario limitar las demandas de agua. La corriente de purga está comprendida generalmente entre el 1 y el 20% y preferentemente es igual al 10% de la corriente acuosa total generada por la separación.
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Ejemplo 1
Cultivo semicontinuo con dilución diaria
Especie monoalgácea Chlorella sorokiniana.
Se utilizó la cepa de colección Chlorella sorokiniana, que crece normalmente en agua dulce.
El inóculo que se debe introducir en los sistemas de cultivo descritos a continuación se preparó como sigue:
-
Se descongeló una muestra de cultivo monoalgáceo previamente preservada a -85ºC en una solución al 10% de glicerina dejándola a temperatura ambiente y se centrifugó a continuación para eliminar el sobrenadante.
-
Se inoculó la pasta celular así obtenida en tres frascos de 250 ml que contenían 50 ml de solución con nutrientes.
-
Se dejó crecer el cultivo en una cámara climática iluminada a una temperatura constante de 30ºC en presencia de CO_{2} en 0,5% de aire.
-
Aproximadamente una semana después, el frasco alcanzó una concentración de 0,2 g/l, y se utilizó este cultivo como inóculo para tres frascos de 1 litro que contenían 500 ml de solución con nutrientes y se le colocó en una cámara climática.
-
Después de dos días, el cultivo tenía una concentración de 0,4 g/l y formó el inóculo de las botellas Roux de 5 litros utilizadas en la experimentación de laboratorio para la preparación del inóculo necesario para la experimentación subsiguiente.
Se preparó un total de 60 litros de inóculo utilizando 12 botellas Roux (para los ensayos subsiguientes, el inóculo se redujo proporcionalmente al volumen de los reactores) que se iluminaron por medio de lámparas de tungsteno de 17.500 Lux. El CO_{2} necesario para el crecimiento se suministró desde bombonas y se alimentó a un flujo medio de 25 litros/hora por botella Roux. Se midió de vez en cuando el pH de las botellas Roux individuales y, cuando se observaron desplazamientos de \pm 0,2 unidades con respecto a la neutralidad, se modificó manualmente el flujo de
CO_{2}.
Medio de cultivo: todos los sistemas de cultivo (frascos, botellas Roux, fotorreactores, estanques abiertos) se probaron utilizando el siguiente medio de crecimiento:
1
Microelementos: 1 ml/l de la siguiente solución: H_{3}BO_{3} 2,86 g, MnCl_{2}\cdot4H_{2}O 1,81 g, CuSO_{4}\cdot5H_{2}O 80 mg, ZnSO_{4}\cdot
7H_{2}O 220 mg, Na_{2}MoO_{4} 210 mg, FeSO_{4}\cdot7H_{2}O 25 g, EDTA 33,5 g y 1 gota de H_{2}SO_{4} concentrado por litro. Ph de operación: 7,0.
La composición anterior se obtuvo modificando el medio de cultivo típico M4N indicado en la literatura para el cultivo de microalgas. En particular, se redujo el contenido de KNO_{3} (desde 5,0 hasta 1,75 g/l; en la composición clásica, se contempla un fuerte exceso del componente nitrogenado, evitando así una adición diaria), se añadió K_{2}HPO_{4} en una cantidad de 0,1 g/l y se redujo el contenido de MgSO_{4}\cdot7H_{2}O (desde 2,5 hasta 1,5 g/l).
Sistema experimental
La microalga Chlorella sorokiniana se probó utilizando un sistema tipo banco que comprenda estanques abiertos y un fotorreactor instalado a la intemperie.
La planta incluía cuatro unidades de cultivo: tres estanques abiertos de 375 litros con una superficie de 2,5 m^{2} y un fotorreactor de 39 litros con una superficie iluminada de 0,98 m^{2}. Los estanques abiertos, siguiendo el diseño de los que forman los sistemas a gran escala (estanques de circulación mixtos con rueda de paletas), se equiparon con una rueda de paletas para mantener el cultivo de microalgas en agitación constante (variedad de 30 cm/s) y tenían una división longitudinal para crear un flujo continuo y circular por medio del movimiento de las paletas.
El fotorreactor comprendía un conjunto de 10 tubos, cada uno con un diámetro de 45 mm y 2 m de largo. El removido del cultivo se garantizó en este caso por gas (CO_{2} y aire, alternativamente), que se envió al interior de los tubos, los cuales, además, estaban equipados con un sistema de refrigeración para impedir que la temperatura fuera superior a 32ºC. Los estanques abiertos no estaban equipados con un sistema de control de temperatura. Cada unidad estaba equipada con sensores para vigilar la temperatura, el pH y la concentración del oxígeno disuelto.
La fuente de carbono consistía en CO_{2} gaseoso, enviado directamente al interior del reactor y regulado por medio de medición del pH.
La figura 2 muestra un esquema de la planta banco descrita anteriormente, indicándose en el esquema que la fuente de CO_{2} utilizada comprendía gases de escape procedentes de una caldera alimentada con metano del sistema de suministro.
La experimentación llevada a cabo con la configuración experimental descrita anteriormente se ilustra a continuación.
El fotorreactor F-1 y los tres estanques abiertos P-1, P-2, P-3 se inocularon en una cantidad de 5% de su volumen con los cultivos de algas efectuados en botellas Roux de laboratorio como se ha especificado previamente. El fotorreactor se inoculó tres días después de los estanques. Después de aproximadamente una semana de cultivo, se alcanzaron las condiciones de meseta con concentraciones de biomasa de 0,3-0,5 g/l en los estanques y 1-2 g/l en el fotorreactor. Los sistemas se hicieron funcionar de manera discontinua a las siguientes tasas de dilución: estanque P-1 30%, estanque P-2 45%, estanque P-3 60% y fotorreactor F-1 30%. La toma de muestras del caldo de cultivo y la alimentación en el medio de crecimiento en las cantidades necesarias para efectuar las diluciones requeridas se efectuaron en las primeras horas de la mañana (de 7 a 8).
Durante el ensayo, se vigiló diariamente el peso en seco del cultivo junto con la radiación solar, la temperatura, la concentración del oxígeno disuelto y el pH.
La figura 3 muestra las tendencias de la concentración de la biomasa de algas en los estanques abiertos y los fotorreactores. Puede observarse, como es bien conocido en la literatura, que los valores de concentración de los cultivos en sistemas cerrados (fotorreactor) son más altos con respecto a los de sistemas abiertos.
La figura 4 muestra los respectivos valores de productividad areal de los diferentes sistemas de crecimiento calculados por medio de la relación:
2
en la que:
C = concentración de biomasa g/l
V = volumen del cultivo tomado diariamente (litros)
S = superficie de los sistemas de cultivo (huella, m^{2})
T = tiempo (1 día).
Se analizaron muestras de biomasa de algas en los días primero, tercero y sexto de la experimentación en tomas semicontinuas de los estanques abiertos y del fotorreactor para determinar el contenido de lípidos, proteínas, carbohidratos, carotenoides y clorofila. Los métodos utilizados y los resultados obtenidos se muestran en la tabla 1.
Puede observarse que el contenido de las sustancias analizadas demostró ser relativamente estable, en particular en lo que concierne al contenido de lípidos.
Tal como puede observarse en las figuras previas, los estanques abiertos demostraron tener una pobre estabilidad a lo largo de un periodo de tiempo con esta configuración experimental. De hecho, después de aproximadamente diez días de experimentación, las células de las algas sufrieron una contaminación repentina por parte de bacterias y protozoos con la consiguiente desaparición casi total de la proliferación de algas en alrededor de dos días. Por el contrario, el fotorreactor mostró una actividad constante con el tiempo.
Las figuras 5 y 6 muestran fotografías de microscopio de los cultivos, antes y después de la contaminación. En la figura 6, puede observarse la presencia de varios protozoos que proliferan en el medio de cultivo. Esto puede atribuirse principalmente al tipo de sistema de cultivo que, debido a su amplia exposición al ambiente exterior, hace que pueda exponerse fácilmente a la colonización por parte de las otras especies vivas que crecen en competición con la que se está cultivando. Deberá observarse que estos fenómenos pueden verse favorecidos por la concentración relativamente baja de la especie de alga que tiende a producirse con el tiempo.
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Ejemplo 2
Cultivo continuo con interrupción nocturna
Con el fin de intentar resolver problemas de contaminación de los estanques observados durante el ensayo previo, se adoptó un método de cultivo basado en la inoculación continua de los estanques con la biomasa en monocultivo procedente del fotorreactor y dilución constante de los propios estanques. Esto fue para favorecer la proliferación de la biomasa de algas y reducir la de las especies contaminantes.
El esquema del proceso se muestra en la figura 7.
Se utilizó una dilución igual al 30%, que, sobre la base de los ensayos previos, proporcionaba las concentraciones más altas de la biomasa, y se mantuvo la productividad en un nivel sustancialmente análogo al observado con las diluciones más altas.
Se probaron el fotorreactor F-1 solo y el estanque P-1, conectados en serie.
El procedimiento para la producción del inóculo para las dos unidades de crecimiento fue el descrito en el ejemplo 1.
El fotorreactor se alimentó con el medio de cultivo, de forma continua, durante 12 horas al día, a un caudal de 1,0 litros/hora. La corriente que salía del fotorreactor se alimentó al estanque P-1. Este último se alimentó también con el cultivo a un caudal de 8,4 litros/hora. Por tanto, el caudal en la salida de este sistema demostró ser igual a 9,4 litros/hora. De esta manera, una tasa de dilución se mantiene igual a la utilizada en el ensayo 1 con una dilución de alrededor del 30% (9,4 l/h * 12 horas/día: 375 l = 0,30).
Análogamente, la tasa de dilución del fotorreactor demostró ser igual al 30% (1,0 l/hr * 12 horas/día: 40 l =
0,30).
Teniendo en cuenta que el estanque se alimentó durante 12 horas al día, el tiempo total de retención hidráulica demostró ser igual a 3,3 días (375 l 112,8 l/día = 3,3 días), análogamente al del fotorreactor (40 1: 12 l/día = 3,3
días).
El sistema demostró ser estable en estas condiciones y no se observaron los fenómenos de contaminación encontrados durante el ensayo previo. Se consideró concluido el experimento después de aproximadamente 30 días.
Las figuras 8 y 9 muestran las tendencias de la concentración de biomasa y la productividad areal encontradas en los dos sistemas de cultivo.
Una comparación de la figura 3 con la figura 8 muestra que la concentración de biomasa en el fotorreactor demostró estar en línea con las observadas en el ejemplo 1 (aproximadamente 2 g/l), mientras que la del estanque demostró ser más alta (alrededor de 0,7 frente a 0,5 g/l). El incremento de concentración en el estanque es debido probablemente a la contribución de la biomasa de algas alimentada de forma continua al fotorreactor (alrededor de 2 g/hora). Por tanto, el caudal másico, en condiciones de régimen, que salía del estanque abierto era igual a 6,6 g de biomasa/hora aproximadamente.
\newpage
Asimismo, en este caso, se tomaron muestras de biomasa de algas cada tres días durante la experimentación continua, tanto de los estanques abiertos como del fotorreactor. En la tabla 2, se indican los valores de análisis de los lípidos, proteínas carbohidratos, carotenoides y clorofila.
Puede observarse que la composición celular es muy similar a la especificada en el ensayo del Ejemplo 1.
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Ejemplo 3
Cultivo continuo con estanque abierto de maduración final
Con el fin de incrementar el contenido de lípidos, la biomasa se sometió a tensión por deficiencia de nitrógeno. Para esta finalidad, se produjo una nueva configuración experimental añadiendo, aguas abajo del sistema descrito en el ensayo previo, un estanque adicional (P-1M) indicado como estanque de maduración. Éste tenía un volumen útil de 112,8 litros (dimensiones: base de 0,75 metros cuadrados por 15,0 cm de altura de cultivo) gestionado también de manera continua. Las corrientes que entraban y salían del estanque de maduración eran iguales a 9,4 l/hora. Se seleccionó su volumen útil para obtener un tiempo de retención hidráulico igual a 1 día (con respecto a 3,3 días de los otros dos reactores).
La condición de tensión por limitación de nitrógeno se efectuó eliminando la alimentación del medio de cultivo y CO_{2}.
El esquema de la planta para este ensayo se muestra en la figura 10.
Con el fin de impedir que el estanque de maduración se alimentara con nitrógeno procedente de un exceso de KNO_{3} alimentado al estanque P-1 (una condición que se adopta normalmente en sistemas de crecimiento tradicionales), a pesar de la falta de administración del medio de cultivo, se redujo la concentración de KNO_{3} en el medio de cultivo (desde 1,75 g/l hasta 0,45 g/l) que entraba en el estanque anterior para suministrar una cantidad que era estrictamente necesaria para el crecimiento de microalgas.
En consecuencia, la concentración de nitrógeno en la corriente que salía de este estanque y que se alimentó al estanque de maduración era extremadamente baja con valores de aproximadamente 0,006 g/litro.
Deberá observarse que, para alcanzar este resultado, no fue necesario variar la concentración de KNO_{3} en el medio de cultivo que se alimentaba al fotorreactor F-1 (de nuevo 1,75 g/l), dejando en consecuencia inalteradas sus condiciones de crecimiento.
En estas condiciones experimentales, la productividad del estanque de maduración fue casi nula, pero los valores de peso en seco permanecieron muy similares a los del estanque P-1. La figura 11 muestra los valores de peso en seco de los estanques P-1 y P-1M, mientras que la figura 12 indica la productividad areal diaria de la biomasa de algas de todo el sistema que comprende el fotorreactor, el estanque de crecimiento P-1 y el estanque de maduración
P-1M.
Observando los valores de la composición celular, es evidente que, durante la fase de maduración, las células reaccionan a la condición de tensión produciendo más lípidos en detrimento principalmente de las proteínas (tabla
3).
Para la finalidad de la productividad de lípidos por unidad de superficie, el incremento en porcentaje de lípidos en las células compensa ampliamente la productividad areal inferior de la biomasa de todo el sistema como se muestra en el siguiente cálculo, que confirma la eficacia de la solución adoptada.
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Ejemplo 2
Lípidos producidos
22,56 g de biomasa/m^{2}/día (productividad areal total) x 0,16 (% de lípidos en la biomasa) = 3,6 g de lípidos/m^{2}/día (productividad areal diaria de lípidos).
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Ejemplo 3
Lípidos producidos
17 g de biomasa/m^{2}/día (productividad areal total) x 0,37 (% de lípidos en la biomasa) = 6,29 g de lípidos/m^{2}/día (productividad areal diaria de lípidos).
\newpage
Tal como puede observarse, se registró un incremento en la producción de lípido de más del 40%.
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TABLA 1 Análisis de la biomasa de algas producida durante el ensayo del ejemplo 1
4 
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TABLA 2 Análisis de la biomasa de algas producida durante el ensayo del ejemplo 2
5
TABLA 3 Análisis de la biomasa de algas producida durante el ensayo del ejemplo 3
6

Claims (11)

1. Procedimiento para la producción de biomasa de algas con un elevado contenido de lípidos, caracterizado porque comprende:
(a)
la producción de inóculos con el fin de llevar a cabo la fase (b), en fotorreactores;
(b)
el cultivo masivo de la biomasa de algas en estanques abiertos inoculados con la fase (a);
(c)
una fase de espesamiento de la biomasa de algas, llevada a cabo en condiciones templadas;
(d)
una fase de inducción de la producción de lípidos, en la que se utilizan módulo que comprenden fotorreactores o estanques abiertos;
(e)
una fase de separación de la biomasa con un elevado contenido de lípidos.
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2. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque la fase (a) para la preparación de los inóculos se lleva a cabo en fotorreactores planares que tienen una forma cilíndrica producida por medio de una película de material plástico soportada por una simple estructura metálica externa.
3. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque los inóculos preparados durante la fase (a) se utilizan para inocular estanques abiertos sobre una base discontinua o una base continua.
4. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque el medio acuoso reciclado que procede de la fase (c) se reintegra con los nutrientes necesarios y se utiliza como agente de crecimiento de la fase (a) y la fase (b).
5. Procedimiento según la reivindicación 4, caracterizado porque el medio acuoso reciclado procedente de la fase (c) se reintegra con una corriente acuosa que comprende agua residual industrial que se debe someter a tratamiento terciario.
6. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque el CO_{2} necesario para el cultivo de algas es proporcionado por gases de escape industriales.
7. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque la fase (b) para el cultivo de la biomasa de algas tiene lugar en estanques abiertos que presentan una forma longitudinal, del tipo "estanques de circulación mixtos con rueda de paletas", equipados con una rueda de paletas para mantener el cultivo de microalgas en agitación constante.
8. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque los estanques abiertos se hacen funcionar de manera semicontinua, con la toma de muestras del caldo de cultivo y la alimentación de los agentes de crecimiento por la mañana, o de forma continua con interrupción durante la noche.
9. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque la fase de espesamiento (c) de la biomasa de algas se lleva a cabo por medio de separación gravitacional en balsas de sedimentación típicamente utilizadas en plantas de tratamiento de agua.
10. Procedimiento según la reivindicación 9, caracterizado porque el espesamiento de la biomasa se obtiene utilizando polielectrolitos catiónicos.
11. Procedimiento según la reivindicación 1, en el que la fase de inducción de la producción de lípidos tiene lugar en el medio de crecimiento mantenido con limitación de nitrógeno.
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