ITMI20072343A1

ITMI20072343A1 - Processo per la produzione di biomassa algale ad alto contenuto lipidico

Info

Publication number: ITMI20072343A1
Application number: IT002343A
Authority: IT
Inventors: Renzo Bignazzi; Federico Capuano; Addario Ezio Nicola D; Ferra Francesca De; Emiliano Fioravanti; Giacomo Rispoli
Original assignee: Eni Spa
Priority date: 2007-12-14
Filing date: 2007-12-14
Publication date: 2009-06-15
Also published as: CN101918534A; MX2010006544A; NZ586314A; IL206363A; US20110020913A1; AU2008337959A1; TN2010000270A1; ES2362917B2; AU2008337959B2; EG26012A; WO2009077087A1; MA31996B1; IL206363A0; BRPI0820895A2; US9085759B2; ES2362917A1

Description

DESCRIZIONE

L’invenzione si riferisce ad un processo per la produzione di biomassa algale ad alto contenuto lipidico.

Più in particolare l’invenzione si riferisce ad un processo per la produzione di biomassa algale ad alto contenuto lipidico che si basa sulla combinazione di sistemi di coltivazione quali open ponds e fotoreattori opportunamente integrati con sistemi di addensamento della biomassa.

Le microalghe vengono attualmente coltivate per la produzione di molecole di pregio quali acidi grassi poli-insaturi, vitamine e gelificanti che vengono collocate nel mercato nutrizionale, farmaceutico e cosmetico. I maggiori produttori di biomasse algali utilizzano sistemi di coltivazione di vario tipo che dipendono principalmente dal ceppo algale e dalle condizioni climatiche. Ad esempio, in condizioni estremamente favorevoli di temperatura e luminosità come in Israele e in California, possono essere impiegati con successo open ponds. In Germania vengono invece utilizzati reattori tubolari installati all’interno di serre. In Portogallo si usano sia le open ponds che i fotoreattori.

L’utilizzo di sistemi aperti quali le open ponds è inoltre favorito quando vengono coltivate specie algali con caratteristiche estremofile come la Dulaniella salina che è capace di crescere a concentrazioni di sale del 10-15 % e quindi di resistere a numerose forme di contaminazione esterna. Questo non accade per specie capaci di crescere in acqua dolce che, per evitare problemi di contaminazione, possono essere coltivate in sistemi chiusi come i fotoreattori.

La coltivazione di alghe per il settore nutrizionale, farmaceutico e cosmetico si caratterizza per capacità produttive piuttosto limitate ed alto valore dei prodotti. Per questo motivo possono essere tollerati sistemi di produzione piuttosto costosi come ad esempio i fotoreattori, mentre la via attualmente più seguita per la produzione di microalghe da collocare in settori commerciali meno pregiati come ad esempio quello dell’acquacoltura si basa su sistemi di coltivazione economici come le open ponds.

Il passaggio dai settori sopra menzionati, in cui tradizionalmente trovano impiego le microalghe, al settore ambientale/energetico richiede lo sviluppo di tecnologie tali da portare a forti incrementi della capacità produttiva (dall’ordine delle centinaia-migliaia di t/anno ai milioni di t/anno) e alla forte riduzione dei costi di produzione (dalle centinaia di $/kg alle centinaia di $/t).

Gli obiettivi di produttività dei sistemi di coltivazione possono essere raggiunti tramite forti miglioramenti finalizzati all’ottimizzazione dell’assorbimento della radiazione biologicamente attiva e alla riduzione dei fenomeni di fotoinibizione in modo da incrementare fortemente le efficienze del processo di fotosintesi clorofilliana.

Sono numerose le attività di ricerca in corso con lo scopo di massimizzare la produttività della biomassa dei diversi sistemi di coltivazione e per aumentarne il contenuto lipidico.

La produzione di microalghe con l’obiettivo di riciclare la CO2 emessa dagli impianti industriali e produrre biomassa sfruttabile a fini energetici, come ad esempio gli oli vegetali da usare per la conversione in biodiesel, è attualmente a livello sperimentale.

Gli sforzi in atto relativi allo sviluppo di fotoreattori non sembrano risolutivi poiché esistono molti dubbi sugli aumenti della produttività rivendicati che tuttavia non appaiono sufficienti a raggiungere la riduzione dei costi necessaria. (Rif.: Patent Application WO 03/094598 ”Photobioreactor and Process for Biomass Production and Mitigation of Pollutants in Flue Gases. Company Green Fuel Technology”).

Inoltre, non esistono evidenze di letteratura relative all’intero processo di produzione di oli da biomasse algali e la loro transesterificazione se non quelli descritti in AICHE Annual Meeting 2006, 12-17 November “Microalgal Oil Extraction and in-Situ Transesterification” Justin M. Ferrentino and Ihab H. Farag. Chemical Engineering, University of New Hampshire, Kingsbury Hall, 33 College Road, Durham, NH 03824, in corso presso l’università del New Hampshire, che tentano di evitare il ricorso a solventi organici normalmente impiegati per l’estrazione degli oli facendo ricorso a tecniche di rottura delle pareti cellulari e successiva centrifugazione o alla transesterificazine in situ.

E’ stato ora trovato un sistema di coltivazione delle microalghe basato sulla combinazione di sistemi di coltivazione quali open ponds e fotoreattori opportunamente integrati con sistemi di addensamento della biomassa, capace di garantire alta produttività, fornire biomassa ad alto contenuto lipidico, prevenire l’inquinamento microbiologico, mantenere la produzione continuativa e stabile nel tempo.

In particolare costituisce oggetto della presente invenzione un processo per la produzione di biomassa algale ad alto contenuto lipidico comprendente, in accordo con lo schema riportato in figura 1: (a) la produzione degli inoculi per realizzare la fase (b), in fotoreattori;

(b) la coltivazione massiva della biomassa algale in open ponds inoculate con la fase (a);

(c) una fase di addensamento della biomassa algale condotta in modo blando;

(d) una fase di induzione della produzione dei lipidi in cui vengono impiegati moduli costituiti da fotoreattori o open ponds;

(e) una fase di separazione della biomassa ad alto contenuto lipidico.

Operando secondo il processo della presente invenzione si è in grado di:

i) coltivare specie ad alto grado di purezza gestendo opportunamente eventuali contaminazione esterne (svuotamento delle ponds di coltivazione e loro reinoculo);

ii) coltivare le microalghe limitando l’impiego dei fotoreattori alla sola produzione degli inoculi delle specie pure con conseguente riduzione dei costi;

iii) minimizzare i volumi di processo necessari per raggiungere le condizioni di induzione della produzione lipidica mediante l’introduzione della fase (c);

iv) rendere continuo il processo tramite l’impiego combinato di più moduli di fotoreattori ed open ponds.

La fase (a) di produzione degli inoculi può avvenire in fotoreattori di varie forme e dimensioni: reattori tubolari di forma lineare cilindrica o ellittica, reattori planari di forma parallelepipedica e cilindrica tipo quelli descritti in “Tredici M.R. (2004) Mass production of microalgae: photobioreactors. In Richmond A (ed.) Handbook of Microalgal Culture. Blackwell Publishing, Oxford (UK), pp. 178-214”. Questi ultimi sono da preferire poiché sono realizzati mediante film di materiale plastico supportato da una semplice struttura esterna metallica e sono quindi di basso costo. Essi sono di norma gestiti con un tempo di ritenzione idraulica dell’ordine di 1-2 giorni e portano a concentrazioni di biomassa di circa 2 g di sostanza secca/litro. Il rapporto tra il volume di processo dei sistemi di coltivazione della fase (a) e quelli della fase (b) dipende dalle condizioni climatiche locali e dal ceppo algale coltivato. Di norma esso è compreso nell’intervallo 0,05 – 0,15 e preferibilmente è pari a 0,1.

La brodocoltura ottenuta è utilizzata per inoculare i sistemi di coltivazione su base discontinua (giornaliera o plurigiornaliera).

Alternativamente essa può essere utilizzata su base continua per aumentare la concentrazione della biomassa algale nelle open ponds della fase (b) e prevenire quindi l’insorgenza di fenomeni di contaminazione esterna. Come agente di crescita è utilizzato il mezzo acquoso di riciclo proveniente dalla fase (c) reintegrato con i nutrienti necessari (essenzialmente sali di azoto e fosforo). La corrente acquosa di reintegro può essere costituita da acque di scarico industriali da sottoporre a trattamento terziario. In questo caso la coltivazione algale metabolizza le sostanze contenenti azoto fosforo in esse contenute contribuendo alla loro depurazione. Come CO2 necessaria alla crescita algale può essere utilizzata quella contenuta nei flue gas industriali (impianti termoelettrici, di generazione dell’idrogeno, etc.).

La fase (b) di crescita algale può avvenire in open ponds siano esse circolari che longitudinali. Le tipiche raceway ponds di forma longitudinale sono da preferire. Anche in questo caso i tempi di ritenzione idraulica sono di 1-2 giorni. La loro gestione può avvenire sia in semicontinuo (prelievo della brodocoltura ed alimentazione degli agenti di crescita (acqua e nutrienti) al mattino o in continuo con interruzione durante la notte. Questa seconda opzione, opportunamente integrata con sistemi di controllo dell’altezza del battente liquido del sistema di coltivazione comandati da rilevatori della crescita algale (misura della densità ottica, della clorofilla ed eventuale loro rapporto) è da preferire.

In caso di insorgenza di fenomeni di inquinamento, i sistemi impiegati per realizzare sia la fase (a) che la fase (b) possono essere periodicamente decontaminate (lavaggi con acqua o con soluzioni acquose di disinfettanti)

La fase (c) di addensamento della biomassa riduce di molto il volume di processo (almeno dieci volte) rendendo vantaggioso l’utilizzo dei fotoreattori o riducendo drasticamente il volume delle ponds.

Questa fase viene eseguita mediante separazione gravitazionale in sedimentatori tipicamente impiegati negli impianti di trattamento acque. E’ stato trovato che la sedimentazione di ceppi algali di acque dolci come ad esempio Scenedesmus sp. è fortemente agevolata dall’impiego di polielettroliti cationici (i.e. poliacrilammidi) impiegati in ragione di 2-5 ppm (passaggio della concentrazione algale da 0,4-0,5 g/litro a 40-50 g/litro in 1,5 ore circa).

La fase (d) di maturazione delle cellule è eseguita con l’obiettivo di realizzare le condizioni di coltivazione che portano ad aumentare il tenore della frazione lipidica della biomassa. Al riguardo il mezzo di crescita verrà mantenuto in limitazione di azoto, pertanto la corrente proveniente dalla fase (c) verrà prevalentemente integrata, se necessario, con sorgenti di fosforo ed eventualmente di micronutrienti. I sistemi di coltivazione utilizzabili in questa fase possono essere costituiti sia da open ponds che da fotoreattori. La concentrazione della biomassa nella corrente proveniente dalla fase (c) verrà stabilita in dipendenza dal sistema di maturazione scelto (dell’ordine dei g/litro per le open ponds e della decina dei g/litro per i fotoreattori).

La fase (e) può essere realizzata con sistemi analoghi a quelli adottati nella fase (c). La fase acquosa che si separa può essere inviata direttamente al trattamento finale prima dello scarico oppure riciclata previo spurgo per evitare l’accumulo di metaboliti nell’intero sistema.

La prima opzione si attua qualora la coltivazione algale venga impiegata non solo per la produzione di biomassa ma anche per la depurazione di acque reflue (trattamento terziario). La seconda è invece utilizzata quando non sono disponibili acque reflue e ci si trova di fronte alla necessità di limitare le esigenze di acqua. La corrente di spurgo è generalmente compresa tra 1% e 20% preferenzialmente pari al 10 % della corrente acquosa totale generata dalla separazione.

Esempio 1

“Coltivazione in semicontinuo con diluizione giornaliera”.

Specie monoalgale Chlorella sorokiniana.

È stato utilizzato il ceppo collezione Chlorella sorokiniana che normalmente cresce in acqua dolce. L’inoculo da immettere nei sistemi di coltura descritti nel seguito veniva preparato nel modo seguente:

- Un campione di coltura monoalgale precedentemente conservato a -85°C in una soluzione al 10% di glicerina veniva scongelato lasciandolo a temperatura ambiente, quindi veniva sottoposto a centrifugazione per allontanare il surnatante.

- La pasta cellulare così ottenuta veniva inoculata in tre beute da 250 ml contente 50 ml di soluzione contenente nutrienti.

- La coltura veniva fatta crescere in camera climatica illuminata ad una temperatura costante di 30°C in presenza di CO2 allo 0,5% in aria.

- Dopo una settimana circa la beuta raggiungeva una concentrazione di 0,2 g/l, questa coltura veniva utilizzata come inoculo per tre beute da 1 litro contente 500 ml di soluzione contente nutrienti e posta in camera climatica.

- Dopo 2 giorni la coltura presentava una concentrazione di 0,4 g/l, questa coltura costituiva l’inoculo delle bottiglie Roux da 5 litri usati nella sperimentazione in laboratorio per la preparazione dell’inoculo necessario alla sperimentazione successiva.

In totale venivano preparati 60 litri di inoculo usando 12 bottiglie Roux (per le prove successive l’inoculo veniva ridotto proporzionalmente al volume dei reattori) che venivano illuminate con lampade al tungsteno da 17500 Lux. La CO2 necessaria alla crescita veniva prelevata da bombole ed alimentate ad un flusso orientativo di 25 litri/ora per Roux. Saltuariamente veniva misurato il pH delle singole Roux e allorquando si notavano spostamenti di 0,2 unità rispetto alla neutralità si provvedeva a modificare manualmente il flusso della CO2.

Mezzo di coltivazione: tutti i sistemi di coltivazione (beute, roux, fotoreattori, open ponds) sono stati sperimentati usando il seguente mezzo di crescita:

KNO3, 1,75 g/l;

KH2PO4, 1,25 g/l;

K2HPO4, 0,1g/l;

CaCl2, 0,01 g/l;

FeSO4•7H2O, 0,003 g/l;

MgSO4•7H2O, 1,5 g/l;

Microelementi: 1ml/l della seguente soluzione: H3BO3 2,86 g, MnCl2•4H2O 1,81 g, CuSO4•5H2O 80 mg, ZnSO4•7H2O 220 mg, Na2MoO4 210 mg, FeSO4•7H2O 25g, EDTA 33,5g e 1 goccia di H2SO4 concentrato per litro. pH di esercizio: 7,0;

La composizione sopra riportata è stata ottenuta modificando il tipico mezzo di coltivazione M4N riportato in letteratura per la coltivazione di microlaghe. In particolare è stato ridotto il contenuto di KNO3 (da 5,0 a 1,75 g/l, nella composizione classica è previsto un forte eccesso del composto azotato evitando così di aggiungerlo giornalmente), aggiunto K2HPO4 in ragione di 0,1 g/l, e ridotto il contenuto di MgSO4•7H2O (da 2,5 a 1,5 g/l).

Sistema sperimentale

La microalga Chlorella sorokiniana è stata sperimentata usando un sistema di tipo bench costituito da open ponds e un fotoreattore installato all’aperto. L’impianto comprendeva quattro unità di coltivazione: tre open ponds da 375 litri con una superficie areale illuminata di 2,5 m2 ed un fotoreattore da 39 litri con superficie areale illuminata di 0,98 m2. Le open ponds, seguendo il design di quelle che costituiscono i sistemi su larga scala (paddle wheel-mixed raceway ponds), erano munite di pala circolare per mantenere la coltura microalgale in costante agitazione (velocità di 30 cm/s) e presentavano una divisione longitudinale in modo da creare, tramite l’agitazione della pala, un flusso continuo e circolare.

Il fotoreattore era costituito da una serie di 10 tubi dal diametro di 45 mm per 2 m di lunghezza ognuno. L’agitazione della coltura, in questo caso, era garantita dal gas (alternativamente CO2 o aria) che veniva fatto fluire all’interno dei tubi che erano provvisti, inoltre, di un sistema di refrigerazione per impedire che la temperatura superi i 32°C. Le open ponds erano sprovviste del sistema di controllo della temperatura. Ogni unità era provvista di sensori per il monitoraggio della temperatura, del pH e della concentrazione dell’ossigeno disciolto. La fonte di carbonio era costituita da CO2 gassosa, che veniva immessa direttamente all’interno dei reattori e regolata tramite la misura di pH.

In figura 2 si riporta uno schema dell’impianto bench sopra descritto, nello schema viene evidenziato che la fonte di CO2 impiegata era costituita dai gas esausti provenienti da una caldaia alimentata con metano di rete.

La sperimentazione svolta con l’assetto sperimentale descritto viene di seguito illustrata.

Il fotoreattore F-1 e le tre open ponds P-1, P-2, P-3 sono state inoculate in ragione del 5 % del loro volume con le coltivazioni algali eseguite in roux da laboratorio come specificato in precedenza. Il fotoreattore è stato inoculato tre giorni dopo le ponds. Dopo circa una settimana di coltivazione si raggiungevano le condizioni di plateau con concentrazioni di biomassa pari a 0,3 – 0,5 g/l nelle ponds e di 1 - 2 g/l nel fotoreattore. Si passava quindi a gestire i sistemi in discontinuo alle seguenti velocità di diluizione: pond P-1 30%, pond P-2 45%, pond P-3 60% e fotoreattore F-1 30%. I prelievi della brodocoltura e le alimentazioni del mezzo di crescita nei quantitativi necessari ad eseguire le diluizioni richieste venivano eseguite nelle prime ore del mattino (dalle 7 alle 8).

Durante la prova veniva monitorato giornalmente il peso secco della coltura, la radiazione solare, la temperatura, la concentrazione di ossigeno disciolto ed il pH.

Nella figura 3 si riportano gli andamenti della concentrazione della biomassa algale nelle open ponds e nel fotoreattore. Si può notare, come è ben noto dalla letteratura, che i valori di concentrazione delle colture in sistemi chiusi (fotoreattore) sono maggiori rispetto ai sistemi aperti.

In figura 4 si riportano rispettivi i valori dei produttività areale dei diversi sistemi di crescita calcolati tramite la relazione:

(C x V) /S /T

dove:

C = Concentrazione biomassa, g/l

V = Volume della coltura prelevata giornalmente (litri)

S = Superficie dei sistemi di coltivazione (foot print, m2)

T = Tempo (1 giorno)

Campioni di biomassa algale al primo, terzo e sesto giorno della sperimentazione in semicontinuo prelevati sia dalle open ponds che dal fotoreattore sono stati analizzati per determinare il contenuto di lipidi, proteine, carboidrati, carotenoidi e clorofilla. Le metodologie impiegate e i risultati ottenuti sono mostrati nella tabella 1.

Si può notare che il contenuto delle sostanze analizzate si è mostrato piuttosto stabile, particolarmente per quanto riguarda il contenuto lipidico.

Come si nota dalle figure precedenti, con questo assetto sperimentale le open ponds, si sono dimostrate poco stabili nel tempo. Infatti dopo circa dieci giorni di sperimentazione le cellule algali hanno subito un repentino inquinamento da parte di batteri e protozoi con la conseguente quasi totale scomparsa della proliferazione algale in circa due giorni. Per contro il fotoreattore, mostrava una produttività costante nel tempo.

Nelle figure 5 e 6 si riportano le fotografie al microscopio delle coltura prime e dopo l’inquinamento. Nella figura 6 è possibile notare la presenza di diversi protozoi che proliferano nel mezzo di coltura.

Questo può essere attribuito principalmente alla tipologia del sistema di coltivazione che data la sua ampia esposizione all’ambiente esterno lo rende facilmente esposto alla colonizzazione da parte di altri specie viventi che crescono in competizione con quella coltivata. Da notare che questi fenomeni possono essere favoriti dalla non elevata concentrazione della specie algale che con il tempo tende a soccombere.

Esempio 2

“Coltivazione in continuo con interruzione notturna”. Per cercare di risolvere i problemi di inquinamento delle ponds osservati nel corso della prova precedente, si è adottata una metodologia di coltivazione basata sull’inoculo in continuo delle ponds con la biomassa in monocoltura proveniente dal fotoreattore e sulla diluizione costante delle ponds stesse. Questo in modo da favorire la proliferazione della biomassa algale e ridurre quella delle specie inquinanti.

Lo schema del sistema è mostrato in figura 7.

Si è usata una diluizione pari al 30% che in base alle prove precedenti ha dato le concentrazioni più alte della biomassa e la produttività è rimasta sostanzialmente analoga a quella osservata con le diluizioni più alte.

Sono stati sperimentati il solo fotoreattore F-1 la pond P-1 collegati in serie.

La procedura per la produzione degli inoculi per le due unità di crescita è stata quella descritta nell’esempio 1.

Il fotoreattore veniva alimentato in continuo per 12 ore al giorno con il mezzo di coltura ad una portata di 1,0 litro/ora. La corrente uscente dal fotoreattore era alimentata alla pond P-1. Quest’ultima veniva altresì alimentata con il mezzo di coltura alla portata di 8,4 l/ora. La portata in uscita da questo sistema risultava pertanto pari a 9,4 l/ora. In questo modo si mantiene una velocità di diluizione uguale a quella adottata nella prova 1 con diluizione al 30% (9,4 l/ora * 12 ore/giorno : 375 l = 0,30). Analogamente la velocità di diluizione del fotoreattore risultava pari al 30% (1,0 l/ora * 12 ore/giorno : 40 l = 0,30).

Tenuto conto che la pond veniva alimentata per 12 ore/giorno, il tempo di ritenzione idraulico comples sivo risultava pari a 3,3 giorni (375 l : 112,8 l/giorno = 3,3 giorni) analogamente a quella del fotoreattore (40 l : 12 l/giorno = 3,3 giorni).

In queste condizioni il sistema si è rivelato stabile e non sono stati notati i fenomeni di inquinamento riscontrati nella prova precedente. Dopo circa trenta giorni l’esperimento si poteva ritenere concluso.

Nelle figure 8 e 9 sono riportati gli andamenti della concentrazione della biomassa e della produttività areale riscontrati nei due sistemi di coltivazione. Il confronto della Figura 3 con la 8 mostra che la concentrazione della biomassa nel fotoreattore si sono mostrate in linea con quelle osservate nell’esempio 1 (circa 2 g/l) mentre quella della pond si sono rivelate superiori (all’incirca 0,7 contro 0,5 g/l). L’aumento della concentrazione nella pond è dovuto probabilmente al contributo di biomassa algale alimentata in continuo dal fotoreattore (circa 2 g/ora). La portata in massa, a regime, uscente dalla open pond risultava quindi pari a 6,6 g di biomassa/ora circa.

Anche in questo caso campioni di biomassa algale sono stati prelevati ogni tre giorni durante la sperimentazione in continuo sia dalle open ponds che dal fotoreattore. I valori delle analisi dei lipidi, proteine, carboidrati, carotenoidi e clorofilla sono mostrati nella tabella 2.

Si può notare come la composizione cellulare sia molto simile a quella riscontrata nell’esempio 1. prova

Esempio 3

“Coltivazione in continuo con open pond di maturazione finale”.

Con lo scopo di aumentare il contenuto lipidico la biomassa è stata sottoposta a stress per deficienza di azoto. A tal fine è stato realizzata una nuova configurazione sperimentale aggiungendo, a valle del sistema descritto nella prova precedente, un’ulteriore pond (P-1M), indicata come pond di maturazione. Essa aveva un volume utile di 112,8 litri (dimensioni: 0,75 metri quadri di base, per 15,0 cm di altezza di coltura) anch’essa gestita in continuo. Le correnti entranti ed uscenti dalla pond di maturazione erano pari a 9,4 l/ora. Il suo volume utile è stato scelto in modo di ottenere un tempo di ritenzione idraulico pari a 1 giorno (rispetto ai 3,3 giorni degli altri due reattori).

La condizione di stress da limitazione di azoto è stata realizzata eliminando la somministrazione del terreno di coltura e della CO2.

Lo schema dell’impianto per questa prova è mostrato in figura 10.

Per evitare che, nonostante la mancata somministrazione del terreno di coltura, la pond di maturazione venga alimentata con azoto proveniente da un eccesso di KNO3 somministrato alla pond P-1 (condizione normalmente adottata nei sistemi tradizionali di crescita) è stata diminuita la concentrazione di KNO3 nel mezzo di coltura entrante (da 1,75 g/l a 0,45 g/l) nella suddetta pond in modo da fornire la quantità strettamente necessaria per la crescita microalgale.

Di conseguenza la concentrazione dell’azoto nella corrente uscente da questa pond, che andava ad alimentare la pond di maturazione, era molto bassa con valori che oscillavano intorno ai 0,006 g/litro.

Si rimarca che per raggiungere questo risultato non è stato necessario variare la concentrazione del KNO3 nel terreno di coltura in alimentazione al fotoreattore F-1 (sempre 1,75 g/l), lasciando quindi le sue condizioni di crescita inalterate.

In queste condizioni sperimentali la produttività della pond di maturazione era pressoché nulla ma i valori di peso secco rimanevano molto simili a quelli della pond P-1, nella figura 11 vengono mostrati i valori di peso secco e delle pond P-1 e P-1M, mentre nella figura 12 si riporta la produttività areale giornaliera della biomassa algale dell’intero sistema costituito dal fotoreattore, dalla pond di crescita P-1 e dalla pond di maturazione P-1 M.

Osservando i valori della composizione cellulare risulta evidente che durante la fase di maturazione le cellule reagiscono alla condizione di stress producendo più lipidi a spese principalmente delle proteine (tabella 3).

Ai fini della produttività lipidica per unità di superficie, l’aumento della percentuale di lipidi nelle cellule compensa largamente la minore produttività areale di biomassa dell’intero sistema come mostrato nel seguente calcolo, confermando l’efficacia della soluzione adottata.

Esempio 2 (lipidi prodotti).

22,56 g biomassa/m2/giorno(Produttività areale complessiva) x 0,16 (% lipidi nella biomassa) = 3,6 g lipidi /m2/giorno (produttività areale giornaliera di lipidi).

Esempio 3 (lipidi prodotti).

17 g biomassa /m2/giorno(Produttività areale complessiva) x .37 (% lipidi nella biomassa) =

6,29g lipidi /m2/giorno (produttività areale giornaliera di lipidi).

Come si può notare è stato registrato un incremento della produzione di lipidi di più del 40%.

Tabella 1

Analisi della biomassa algale prodotta durante la prova dell’esempio 1

Metodo analitico Quantità Sostanza

% p/p secco Bradford,Bio-rad Protein

Proteine Assay.Analytical 61,7 ± 2,5

Biochem 72, 248 (1976)

Metodo SCOR-UNESCO

Clorofilla a+b 3,64 ± 0,2

(1996)

Carotenoidi Kubin & Kubinova (1985) 0,93 ± 0,1

Bligh and Dyer, Journal

Lipidi of Biochem Physiology 14,33 ± 1,3

37, 911-917 (1959)

Trevelyan and Harrison, Carboidrati Arch Biochem Biophys, 17,94 ± 0,5

39(2):419-39 (1952)

Tabella 2

Analisi della biomassa algale prodotta durante la prova dell’esempio 2

Metodo analitico Quantità Sostanza

% p/p secco Bradford, Bio-rad

Protein Assay.

Proteine 60,3 ± 2,0

Analytical Biochem 72,

248 (1976)

Metodo SCOR-UNESCO

Clorofilla a+b 3,23 ± 0,3

(1996)

Carotenoidi Kubin & Kubinova (1985) 0,87 ± 0,2

Bligh and Dyer, Journal

16,10 ± Lipidi of Biochem Physiology

1,1

37, 911-917 (1959)

Trevelyan and Harrison, Carboidrati Arch Biochem Biophys, 16,74 ± 0,5

39(2):419-39 (1952)

Tabella 3

Analisi della biomassa algale prodotta durante la prova dell’esempio 3

Metodo analitico Quantità Sostanza

% p/p secco Bradford,Bio-rad Protein

Proteine Assay. Analytical 43,2 ± 2,3

Biochem 72, 248 (1976)

Metodo SCOR-UNESCO

Clorofilla a+b 0,9 ± 0,2

(1996)

Carotenoidi Kubin & Kubinova (1985) 1,1 ± 0,3 Bligh and Dyer, Journal

Lipidi of Biochem Physiology 37,2 ± 1,5

37, 911-917 (1959)

Trevelyan and Harrison, Carboidrati Arch Biochem Biophys, 15,2 ± 0,5

39(2):419-39 (1952)

Claims

RIVENDICAZIONI 1. Processo per la produzione di biomassa algale ad alto contenuto lipidico comprendente: (a) la produzione degli inoculi per realizzare la fase (b), in fotoreattori (b) la coltivazione massiva della biomassa algale in open ponds inoculate con la fase (a); (c) una fase di addensamento della biomassa algale condotta in modo blando; (d) una fase di induzione della produzione dei lipidi in cui vengono impiegati moduli costituiti da fotoreattori o open ponds; (e) una fase di separazione della biomassa ad alto contenuto lipidico.
2. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui la fase (a) di produzione degli inoculi avviene in fotoreattori planari di forma cilindrica realizzati mediante film di materiale plastico supportato da una semplice struttura esterna metallica.
3. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui gli inoculi ottenuti nella fase (a) sono utilizzati per inoculare open ponds su base discontinua o su base continua.
4. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui il mezzo acquoso di riciclo proveniente dalla fase (c) viene reintegrato con i nutrienti necessari ed è utilizzato come agente di crescita delle fasi (a) e (b).
5. Processo secondo la rivendicazione 4 in cui il mezzo acquoso di riciclo proveniente dalla fase (c) viene reintegrato con una corrente acquosa costituita da acque di scarico industriali da sottoporre a trattamento terziario.
6. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui la CO2 necessaria alla coltivazione algale viene fornita da flue gas industriali.
7. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui la fase (b) di coltivazione della biomassa algale avviene in open ponds di forma longitudinale tipo “paddle wheel-mixed raceway ponds” munite di pala circolare per mantenere la coltura microalgale in costante agitazione.
8. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui le open ponds vengono gestite in semicontinuo, con prelievo della brodocoltura ed alimentazione degli agenti di crescita al mattino, o in continuo con interruzione durante la notte.
9. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui la fase di (c) di addensamento della biomassa algale viene eseguita mediante separazione gravitazionale in sedimentatori tipicamente impiegati negli impianti di trattamento acque.
10. Processo secondo la rivendicazione 9 in cui l’addensamento della biomassa viene ottenuto mediante l’impiego di polielettroliti cationici.
11. Processo secondo la rivendicazione 1 in cui la fase di induzione della produzione dei lipidi avviene nel mezzo di crescita mantenuto in limitazione di azoto.