ES2201129T3 - Procedimiento para producir proteinas purificadas del papilomavirus. - Google Patents
Procedimiento para producir proteinas purificadas del papilomavirus.Info
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Abstract
LA PRESENTE INVENCION ESTA DIRIGIDA A PROTEINAS RECOMBINANTES PURIFICADAS DE PAPILLOMAVIRUS (PV) Y A METODOS DE FABRICACION, MEDICION, UTILIZACION Y FORMULACION DE LAS MISMAS.
Description
Procedimiento para producir proteínas purificadas
del papilomavirus.
La presente invención está dirigida a
procedimientos para preparar proteínas recombinantes purificadas del
papilomavirus (PV).
La Figura 1 muestra un vector de expresión en
levaduras bidireccional usado para expresar las proteínas de la
cápsida del papilomavirus L1 y/o L2.
La Figura 2 es una microfotografía electrónica de
PLV VPH6a L1 expresados en levaduras.
La Figura 3 es una microfotografía electrónica de
PLV VPH6a L1/L2 expresados en levaduras.
La Figura 4 es un esquema de la formación de la
cepa de S.cerevisiae 1558.
La Figura 5 es un esquema de la formación de la
cepa de S.cerevisiae 1569.
La Figura 6 esboza las principales etapas en un
procedimiento de purificación.
La Figura 7 es una lista de cepas.
La Figura 8 muestra una serie de análisis en
SDS-PAGE de VPH16 L1 + L2 purificados a partir de
levaduras. Además de la VLP final purificada, se incluyen
subproductos obtenidos en las etapas intermedias del proceso de
purificación. La tabla proporciona la identificación de la muestra
en cada calle. Se incluyen un gel marcado con Coomassie y técnicas
de Western blot que han usado como sondas antisueros frente a las
proteínas L1 y L2.
La Figura 9 es un esquema de los procesos de
purificación alternativos para el papilomavirus del conejo cola de
algodón.
Las infecciones por papilomavirus (PV) se
producen en una variedad de animales, incluyendo seres humanos,
ovejas, perros, gatos, conejos, monos, serpientes y vacas. Los
papilomavirus infectan las células epiteliales, generalmente
induciendo tumores espiteliales o fibroepiteliales benignos en el
lugar de la infección. Los PV son especies de agentes infecciosos
específicos; un papilomavirus humano no puede infectar a un animal
no humano.
Los papilomavirus pueden clasificarse en grupos
diferentes en función del hospedador que infectan. Además, los
papilomavirus humanos (PVH) se clasifican en más de 70 tipos en
función de la homología en la secuencia de ADN. Los tipos PV parecen
ser inmunógenos específicos de tipo, de manera que la presencia de
una inmunidad neutralizante de la infección por un tipo de
papilomavirus no confiere inmunidad frente a otro tipo de
papilomavirus.
En los seres humanos, diferentes tipos de PVH
causan enfermedades distintas. Los tipos de PVH a, 2, 3, 4, 7, 10 y
26-29 producen verrugas benignas en individuos tanto
sanos como inmunodeprimidos. Los tipos de PVH 5, 8, 9, 12, 14, 15,
17, 19-25, 36 y 46-50 dan lugar a
lesiones planas en individuos inmunodeprimidos. Los tipos de PVH 6,
1, 34, 39, 41-44 y 51-55 producen
condilomas no malignos de la mucosa genital o respiratoria. Los
tipos de PVH 16, 18, 31, 33, 35, 45 y 58 producen displasia
epitelial de la mucosa genital y están asociados con la mayoría de
los carcinomas in situ e invasivos del cuello del útero, la
vagina, la vulva y el canal anal.
Los papilomavirus son pequeños
(50-60nm) virus de ADN, icosaédricos y sin cubierta
que codifican hasta ocho genes tempranos y dos tardíos. Los marcos
de lectura abierta (ORF) de los genomas víricos se designan de E1 a
E7 y L1 y L2, donde "E" indica temprano y "L" indica
tardío. L1 y L2 codifican las proteínas de la cápsida del virus. Los
genes tempranos (E) están asociados con funciones tales como la
replicación del virus y la transformación celular.
La proteína L1 es la principal proteína de la
cápsida y tiene un peso molecular de 55-60 kDa. La
proteína L2 es una proteína de la cápsida secundaria que tiene un
peso molecular predicho de 55-60 kDa y un peso
molecular aparente de 75-100 kDs, determinado
mediante electroforesis en gel de poliacrilamida. Los datos
inmunológicos sugieren que la mayor parte de la proteína L2 es
interna a la proteína L1. El ORF de L1 está muy conservado entre los
diferentes papilomavirus. Las proteínas L2 están menos conservadas
entre los distintos papilomavirus.
Los genes L1 y L2 se han identificado como unas
buenas dianas para los agentes inmunoprofilácticos. También se ha
demostrado que algunos de los genes tempranos son posibles dianas
para el desarrollo de vacunas. Mediante estudios en los sistemas del
papilomavirus del conejo cola de algodón (PVCR) y del papilomavirus
bovino (PVB), se ha demostrado que inmunizaciones con estas
proteínas expresadas en bacterias o usando vectores vacunales se
protegía a los animales de la infección vírica. La expresión de
genes L1 de papilomavirus en sistemas de expresión de baculovirus o
usando vectores vacunales resultó en el ensamblaje de partículas
similares a virus (VLP) que se han usado para inducir respuestas con
títulos elevados de anticuerpos neutralizantes del virus que
correlacionan con la protección frente al desafío del virus. Es más,
se han usado los genes L1 y L2 para generar vacunas para la
prevención y el tratamiento de las infecciones por papilomavirus en
animales. Los genes L1 y L2 del PVH tipo 16 se han clonado en un
vector vírico vacunal; el vector resultante se usó para infectar
células de mamífero CV-1 para producir partículas
similares a virus (VLP).
El desarrollo y comercialización de vacunas
profilácticas y terapéuticas para la infección y la enfermedad por
PV, que contengan proteína L1, proteínas L1 + L2 o proteínas L1 o L1
+ L2 modificadas, se ha visto impedido por la falta de cantidades
grandes de virus purificado y de proteína purificada.
Dado que el PV no se cultiva con facilidad in
vitro, es difícil producir las cantidades necesarias de
proteínas L1 y L2 mediante la proliferación in vitro del
PV.
Los problemas de suministro resultantes
dificultan la caracterización del PV y de las proteínas del PV. Por
tanto, sería útil desarrollar una fuente fácilmente renovable de
proteínas brutas de PV, especialmente de las proteínas de PV L1 y L2
o de proteínas L1 y L2 modificadas. También sería útil desarrollar
procedimientos para purificar cantidades grandes de proteínas brutas
de papilomavirus hasta alcanzar unos niveles de pureza adecuados
para estudios inmunológicos y desarrollo de vacunas. Asimismo, sería
de utilidad producir grandes cantidades de proteínas de
papilomavirus con las propiedades para conferir inmunidad de las
proteínas nativas, tales como la configuración de la proteína
nativa. Además, sería útil desarrollar procedimientos de análisis de
las proteínas de PV y procedimientos para determinar la pureza
relativa de las proteínas así como de las composiciones que
contienen las proteínas. Dichas proteínas altamente purificadas
también serían útiles para preparar una variedad de reactivos útiles
en el estudio de la infección por PV; tales reactivos incluyen, pero
no se limitan a ellos, anticuerpos policlonales, anticuerpos
monoclonales y estándar analíticos. R.C. Rose y cols. en J. Virol.
67: 1936-1944 (1993), describen la purificación de
proteínas L1 de PVH en dos etapas cromatográficas consecutivas.
La presente invención está dirigida a las
proteínas de PV L1 y L2 altamente purificadas. La invención también
comprende procedimientos mediante los cuales se producen y purifican
proteínas de papilomavirus con las propiedades que confieren
inmunidad de las proteínas nativas de papilomavirus. La presente
invención está dirigida a la producción de vacunas profilácticas y
terapéuticas para tratar la infección por papilomavirus. Las
proteínas recombinantes de la presente invención son capaces de
formar partículas similares a virus. Esta VLP son inmunogénicas e
impiden la formación de verrugas en un modelo animal. La invención
se ilustra con proteínas L1 y L1 + L2 recombinantes derivadas de
levadura del papilomavirus de conejo de cola de algodón (PVCR) de
PVH tipo 6 (subtipo 6a) y PVH tipo 16 como sistemas modelo. La
purificación y los procedimientos analíticos de la presente
solicitud pueden adaptarse para otros tipos de PVH, otras proteínas
de PVH y otros sistemas de expresión recombinante.
La presente invención está dirigida a proteínas
de papilomavirus (PV) recombinantes purificadas y a procedimientos
para preparar, medir, usar y formularlas mismas.
Un procedimiento para producir una proteína
purificada de la cápsida de papilomavirus, que comprende:
(a) transformar una levadura hospedador con una
molécula de ADN recombinante, codificando la molécula de ADN
recombinante una proteína seleccionada de entre la proteína L1 de
papilomavirus y de las proteínas L1 + L2 de papilomavirus;
(b) cultivar el hospedador transformado en
condiciones que permitan la expresión de la molécula de ADN
recombinante para producir una proteína bruta recombinante de
papilomavirus; y
(c) purificar la proteína de papilomavirus
recombinante mediante una única etapa de cromatografía usando una
cromatografía de intercambio iónico para producir la proteína
purificada, teniendo dicha proteína una pureza de al menos 90%.
Se han generado L1 y L2 recombinantes derivadas
de bacterias procedentes del papilomavirus bovino. A niveles bajos,
se produjeron reacciones cruzadas de suero neutralizante de las
proteínas recombinantes bacterianas con el virus nativo,
presumiblemente a causa de las diferentes configuraciones de las
proteínas nativas y de las proteínas derivadas de bacterias.
Se han usado baculovirus recombinantes que
expresan ORF de PVH16L1 o PVH16L2 para infectar células de insecto
SF9 y producir proteína L1 y L2. Las análisis transferencia Western
mostraron que las proteínas L1 y L2 derivadas de los baculovirus
reaccionaban con anticuerpos frente al PVH 16. La L1 derivada de
baculovirus forma VLP.
Se ha informado acerca de la producción de
proteínas brutas PVH16L1 y PVH16L2 mediante cepas recombinantes de
Saccharomyces cerevisiae. Las proteínas se produjeron como
formas intracelulares y como productos de secreción. En el caso de
expresión intracelular de las proteínas, se descubrió que la mayor
parte de la proteína era insoluble al producirse la lisis de las
células en ausencia e reactivos desnaturalizantes. No se comunicó la
pureza de estas proteínas.
Se ha demostrado que las proteínas recombinantes
secretadas por la levadura contienen hidratos de carbono derivados
de la levadura. La presencia de estos oligosacáridos unidos por N
puede enmascarar los epítopos nativos. Además, las proteínas
recombinantes secretadas pueden contener otras modificaciones, como
por ejemplo retener la secuencia líder de secreción. Asimismo, el
proceso de secreción puede ser menos eficiente.
El desarrollo y comercialización de vacunas
profilácticas y terapéuticas para la infección y la enfermedad por
PV, que contengan proteína L1, proteínas L1 + L2 o proteínas L1 o L1
+ L2 modificadas, se ha visto impedido por la falta de cantidades
grandes de virus purificado y de proteína purificada. Dado que el PV
no se cultiva con facilidad in vitro, es difícil producir las
cantidades necesarias de proteínas L1 y L2 mediante la proliferación
in vitro del PV. Las dificultades asociadas con el cultivo
in vitro del PV también dan lugar a dificultades en la
caracterización química, inmunológica y biológica del PV y de las
proteínas de PV. Por tanto, sería útil fuente fácilmente renovable
de proteínas brutas de PV, especialmente de las proteínas de PV L1 y
L2 o de proteínas L1 y L2 modificadas. También sería útil
desarrollar procedimientos para purificar cantidades grandes de
proteínas brutas de papilomavirus hasta alcanzar unos niveles de
pureza adecuados para estudios inmunológicos y desarrollo de
vacunas. Asimismo, sería de utilidad producir grandes cantidades de
proteínas de papilomavirus con las propiedades para conferir
inmunidad de las proteínas nativas, tales como la configuración de
la proteína nativa. Además, sería útil desarrollar procedimientos de
análisis de las proteínas de PV y procedimientos para determinar la
pureza relativa de las proteínas así como de las composiciones que
contienen las proteínas. Dichas proteínas altamente purificadas
también serían útiles para preparar una variedad de reactivos útiles
en el estudio de la infección por PV; tales reactivos incluyen, pero
no se limitan a ellos, anticuerpos policlonales, anticuerpos
monoclonales y estándar analíticos.
Pueden formularse composiciones farmacéuticamente
útiles que comprendan el ADN o las proteínas codificadas por el ADN
según procedimientos conocidos, como por ejemplo mezclando un
vehículo farmacéuticamente aceptable. En el Remington's
Pharmaceutical Sciences pueden encontrarse ejemplos de dichos
vehículos y procedimientos de formulación. Para formar una
composición farmacéuticamente aceptable adecuada para su
administración eficaz, tales composiciones deben contener una
cantidad eficaz de la proteína o de la VLP. Dichas composiciones
pueden contener proteínas o VLP derivadas de más de un tipo de
PVH.
Las composiciones terapéuticas o diagnósticas se
administran a un individuo en cantidades suficientes para tratar o
diagnosticar las infecciones por PV. La cantidad eficaz puede variar
en función de una serie de factores tales como el estado de salud
del individuo, el peso, el sexo y la edad. Entre otros factores se
incluye el modo de administración. Generalmente, las composiciones
se administrarán en dosis variables desde aproximadamente 1 \mug a
aproximadamente 1 mg.
Las composiciones farmacéuticas pueden
administrarse al individuo mediante una serie de vías, tales como
subcutánea, tópica, oral, mucosa, intravenosa e intramuscular.
Las vacunas comprenden ADN, ARN o proteínas
codificadas por el ADN, que contienen los determinantes antigénicos
necesarios para inducir la formación en el individuo de anticuerpos
neutralizantes. Asimismo, tales vacunas son lo bastante seguras como
para administrarlas sin peligro de producir infección clínica; no
provocan efectos secundarios tóxicos; pueden administrarse a través
de una vía eficaz; son estables y son compatibles con los portadores
de vacunas.
Las vacunas pueden administrarse mediante una
serie de vías, tales como oral, parenteral, subcutánea, mucosal,
intravenosa o intramuscular. La dosis administrada puede variar con
el estado de salud, el peso, el sexo y la edad del individuo; la vía
de administración y el tipo de PV de la vacuna. La vacuna puede
usarse en formas de dosificación tales como cápsulas, suspensiones,
elixires y soluciones líquidas. La vacuna puede formularse con un
vehículo inmunológicamente aceptable.
Las vacunas se administran en cantidades
terapéuticamente eficaces, es decir, en las cantidades suficientes
para generar una respuesta inmunológica de protección. La cantidad
terapéuticamente eficaz puede variar según el tipo de PV. La vacuna
puede administrarse en una o varias dosis.
Las proteínas purificadas de la presente
invención se pueden usar en la formulación de composiciones
inmunogénicas. Tales composiciones, cuando se introducen en un
hospedador adecuado, son capaces de inducir una respuesta
inmunológica en el hospedador.
Por tanto, las proteínas purificadas de la
invención pueden usarse para generar anticuerpos. El término
"anticuerpo", como se usa en la presente invención, incluye
anticuerpos tanto monoclonales como policlonales, así como
fragmentos de los mismos, tales como fragmentos Fv, Fab y
F(ab)2, que son capaces de unir antígenos o
haptenos.
Las proteínas y derivados de proteínas de la
presente invención pueden usarse para determinar el serotipo de la
infección por PVH y para detectar de forma selectiva el PVH. Las
proteínas purificadas, las VLP y los anticuerpos son útiles para la
formulación de kits adecuados para detectar y determinar el serotipo
de PVH. Tal kit debe comprender un contenedor dividido en
compartimentos para mantener en confinamiento estricto al menos un
vial. Además, el contenedor puede comprender reactivos tales como
proteínas L1 o L2 de PVH6a o VPL o anticuerpos
anti-PVH6a o proteínas recombinantes L1 o L2 de
PVH16 o VLP o anticuerpos anti-PVH16, adecuados para
detectar una variedad de tipos de PVH. El vehículo puede también
contener medios para la detección, como por ejemplo antígeno marcado
o sustratos enzimáticos o similares.
Las proteínas purificadas también son útiles como
patrones inmunológicos, marcadores de peso molecular y marcadores de
tamaño molecular.
Dado que el código genético es degenerativo,
pueden usarse más de un codón para codificar un determinado
aminoácido y, por tanto, la secuencia de aminoácidos puede estar
codificada por cualquiera de un conjunto de oligonucleótidos de ADN
similar. Sólo un miembro del conjunto será idéntico a las secuencias
de PVH6a o de PVH 16, aunque, en las condiciones adecuadas, será
capaz de hibridar con ADN de PVH6a o PVH 16 incluso en presencia de
oligonucleótidos de ADN con falta de apareamiento entre las bases.
En condiciones alternativas, los oligonucleótidos de ADN con falta
de apareamiento todavía pueden hibridar con ADN de PVH6a o de PVH16
para permitir la identificación y aislado del ADN codificante de
PVH6a o de PVH16.
El ADN purificado de PVH6a o de PVH16 de la
invención puede usarse par aislar y purificar homólogos y fragmentos
de PVH6a procedente de otras fuentes. Para conseguir esto, el primer
ADN de PVH6a puede mezclarse con una muestra que contenga el ADN
codificante de homólogos de PVH6a, en condiciones adecuadas para la
hibridación. El complejo de ADN hibridado puede ser aislado, a
partir del cual se puede purificar el ADN que codifica el ADN
homólogo.
Se sabe que en los diversos codones que codifican
aminoácidos específicos hay una cantidad sustancial de redundancia.
Por tanto, esta invención también está dirigida a aquellas
secuencias de ADN que contienen codones alternativos que codifican
la traducción final del aminoácido idéntico. Para los propósitos de
esta descripción, como una variación degenerada se definirá una
secuencia que lleve uno o más codones reemplazados. También se
incluyen mutaciones en la secuencia de ADN o en la proteína
traducida que no alteran demasiado las propiedades físicas finales
de la proteína expresada. Por ejemplo, la sustitución de valina por
leucina, de arginina por lisina o de asparagina por glutamina pueden
no producir un cambio en la funcionalidad del polipéptido.
Se sabe que las secuencias de ADN que codifican
un péptido pueden alterarse de forma que codifiquen un péptido con
propiedades distintas de aquéllas que posee el péptido natural.
Entre los procedimientos que alteran las secuencias de ADN se
incluye, pero no se limitan a ella, la mutagénesis dirigida.
Para la clonación molecular de ADN de PVH6a se
puede usar una variedad de procedimientos conocidos en la materia.
Entre estos procedimientos se incluye, pero no se limita a,
expresión funcional directa de los genes de PVH6a tras la creación
de un ADNc que contenga el ADN de PVH6a o de una genoteca de ADN en
un sistema de vector de expresión adecuado. Otro procedimiento
consiste en detectar el ADNc que contiene ADN de PVH6a o la genoteca
de ADN construidos en un bacteriófago o en un plásmido vector de
transferencia, con una sonda oligonucleotídica marcada diseñada a
partir de la secuencia de aminoácidos del PVH6a. Otro procedimiento
consiste en la detección del ADNc que contiene ADN de PVH6a o la
genoteca de ADN construidos en un bacteriófago o en un plásmido
vector de transferencia, con un ADN parcial codificante del PVH6a.
Este ADN parcial se obtiene por amplificación específica mediante la
reacción en cadena de la polimerasa (PCR) de fragmentos de ADN de
PVH6a a través del diseño de oligonucleótidos degenerados como
cebadores a partir de la secuencia de aminoácidos de PVH6a
purificado. Otro procedimiento es aislar ARN a partir de células
productoras de PVH6a y traducir el ARN en proteínas a través de un
sistema de traducción in vitro o in vivo. La
traducción del ARN en un péptido o una proteína dará lugar a la
producción de al menos una porción proteica de PVH6a que puede
identificarse mediante, por ejemplo, la actividad de la proteína de
PVH6a o mediante reactividad inmunológica con un anticuerpo frente a
PVH6a. En este procedimiento, se pueden analizar acúmulos de ARN
aislado de células productoras de PVH6a para detectar la presencia
de un ARN que codifica al menos una porción de PVH6a.
Posteriormente, se pueden fraccionar los acúmulos de ARN para
purificar el ARN de PVH6a del ARN no perteneciente al PVH6a. El
péptido o la proteína producidos mediante este procedimiento pueden
analizarse para crear secuencias de aminoácidos que a su vez se usan
para proporcionar cebadores que produzcan ADNc de PVH6a, o el ARN
usado para la traducción puede analizarse para proporcionar
secuencias de nucleótidos que codifican PVH6a y producir sondas para
la detección de una genoteca de ADNc de PVH6a. Estos procedimientos
son conocidos en la materia y se pueden encontrar en, por ejemplo,
Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T. en Molecular Cloning: A
Laboratory Manual, segunda edición, Cold Spring Harbor Laboratory
Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989.
Para aquellos expertos en la materia, es evidente
que otros tipos de bibliotecas, así como bibliotecas construidas a
partir de otras células o tipos celulares. pueden ser útiles para
aislar ADN codificante de PVH6a. Otros tipos de bibliotecas
incluyen, pero no se limitan a, genotecas de ADNc derivadas de otras
células o líneas celulares que contienen PVH tipo 6a y genotecas de
ADN.
La preparación de genotecas de ADN se puede
realizar mediante técnicas estándar bien conocidas en la materia.
Las técnicas de construcción de genotecas de ADNc se pueden
encontrar, por ejemplo, en Sambrook, J. y cols., supra. Para
aquéllos expertos en la materia es evidente que el ADN que codifica
PVH6a puede también aislarse a partir de una genoteca de ADN
adecuada. La construcción de genotecas de ADN se puede realizar
mediante técnicas estándar conocidas en la materia. Las técnicas de
construcción de genotecas de ADN se pueden encontrar en Sambrook,
J., y cols., supra.
El ADN clonado de PVH6a o fragmentos del mismo
obtenidos mediante los procedimientos descritos en la presente
invención pueden expresarse de forma recombinante mediante clonación
molecular en un vector de expresión que contiene un promotor
adecuado y otros elementos reguladores de la transcripción
adecuados, y transferirse a células hospedadoras eucarióticas para
producir PVH6a recombinante. Las técnicas para tales manipulaciones
se describen completamente en Sambrook, J., y cols.,
supra, y son conocidas en la materia.
Un vector de expresión adecuadamente construido
debe contener: un origen de replicación para la replicación autónoma
en las células hospedadoras, marcadores seleccionables, un número
limitado de útiles sitios de actuación para las enzimas de
restricción, capacidad para realizar un elevado número de copias y
promotores activos. Un promotor se define como una secuencia de ADN
que dirige la unión de la ARN polimerasa al ADN e inicia la síntesis
de ARN. Un promotor fuerte es aquél que provoca la iniciación de los
ARNm a frecuencia elevada. Los vectores de expresión pueden incluir,
pero no están limitados a ellos, vectores de clonación, vectores de
clonación modificados, plásmidos específicamente diseñados o
virus.
Como vectores de expresión se puede usar una
serie de células fúngicas para expresar PVH6a o fragmentos del mismo
en células fúngicas. Entre las células fúngicas vectores de
expresión disponibles en el mercado que pueden ser adecuadas para la
expresión de PVH6a recombinante se incluyen, pero no se limitan a
ellas, pYES2 (Invitrogen), vector de expresión Pichia
(Invitrogen).
El vector de expresión puede ser introducido en
las células hospedadoras a través de una cualquiera de las técnicas,
que incluyen, pero no se limitan a, transformación, transfección,
lipofección, fusión de protoplastos y electroporación. Las células
que contienen el vector de expresión se propagan clonalmente y se
analizan de forma individual para determinar si producen proteína de
PVH6a. La identificación de clones de células hospedadoras que
expresan PVH6a puede realizarse mediante diversos medios, incluyendo
pero no limitándose, reactividad inmunológica con anticuerpos
anti-PVH6a, y la presencia de actividad PVH6a
asociada con la célula hospedadora, como por ejemplo unión de
ligando específico de PVH6a o transducción de señal definida como
una respuesta mediada por la interacción de ligandos específicos de
PCH6a con el PVH6a.
La expresión de fragmentos de ADN de PVH también
se puede llevar a cabo usando ARNm sintético producido in
vitro o ARNm nativo. ARNm sintético o ARNm aislado de células
productoras de PVH6a pueden traducirse de forma eficaz en diversos
sistemas acelulares, incluyendo pero no limitados a, extractos de
germen de trigo y extractos de reticulocitos, así como también se
pueden traducir eficazmente en sistemas basados en células,
incluyendo pero no limitados a, microinyección en oocitos de rana,
siendo la microinyección en oocitos de rana el sistema
preferido.
Ras la expresión de proteínas de PVH6a en una
célula hospedadora, la proteína de PVH6a se recupera para
proporcionar el PVH6a en una forma purificada.
Para los expertos en la materia resultará
evidente que los procedimientos para producir anticuerpos
monoespecíficos pueden usarse para crear anticuerpos específicos de
fragmentos polipeptídicos de PVH o polipéptidos nacientes de PVH de
longitud completa. Específicamente, resultará evidente para los
expertos en la materia que pueden generarse anticuerpos
monoespecíficos, específicos de proteínas de PVH completamente
funcionales o de fragmentos de las mismas.
Se describen procedimientos para la detección de
compuestos que modulan la expresión de ADN o ARN codificante de PVH,
así como la función o funciones de una proteína o proteínas de PVH6a
in vivo. Los compuestos que modulan estas actividades pueden
ser ADN, ARN, péptidos, proteínas o moléculas orgánicas no
proteínicas. Los compuestos pueden modular a través del aumento o
atenuación de la expresión de ADN o ARN codificante de PVH6a o de la
función de proteína de PVH6a. Los compuestos que modulan la
expresión de ADN o ARN codificante de PVH6a o de la función de
proteína de PVH6a pueden detectarse mediante una serie de ensayos.
El ensayo puede ser un simple ensayo de "sí/no" para determinar
si hay un cambio en la expresión o en la función. El ensayo puede
ser cuantitativo, comparando la expresión o la función de una
muestra de prueba con los niveles de expresión o de función en una
muestra estándar.
Pueden prepararse kits que contienen ADN de
PVH6a, fragmentos de ADN de PVH6a, anticuerpos frente al ADN de
PVH6a o a proteínas de PVH6a, ARN de PVH6a o proteínas de PVH6a.
Tales kits se usan para detectar en una muestra ADN que hibrida con
ADN de PVH6a o para detectar la presencia de proteína o proteínas de
PVH6a o de fragmentos peptídicos. Dicha caracterización es útil para
una variedad de propósitos que incluyen, pero no se limitan a,
análisis forenses y estudios epidemiológicos.
Las secuencias nucleotídicas complementarias a la
secuencia de ADN codificante del PVH6a pueden sintetizarse para
tratamiento antisentido. Estas moléculas antisentido pueden ser ADN,
derivados estables de ADN tales como fosforotioatos o
metilfosfonatos, ARN, derivados estables de ARN tales como
2'-O-alquilARN, u otros imitadores
de oligonucleótidos antisentido de PVH6a. Las moléculas antisentido
de PVH6a pueden introducirse en células mediante microinyección,
encapsulación en liposomas o mediante la expresión de vectores que
contienen la secuencia antisentido. La terapia antisentido con PVH6a
puede ser particularmente útil para el tratamiento de enfermedades
en las que la reducción de la actividad de PVH6a es beneficiosa.
El término "derivado químico" describe una
molécula que contienen fracciones químicas adicionales que
normalmente no forman parte de la molécula inicial. Tales fracciones
pueden mejorar la solubilidad, la semivida, la absorción etc. de la
molécula inicial. Ejemplos de dichas fracciones se describen en una
variedad de textos, tales como el
Remington's Pharmaceutical Sciences.
Remington's Pharmaceutical Sciences.
Los compuestos identificados según los
procedimientos descritos en la presente invención pueden usarse
solos, a las dosis adecuadas definidas por las pruebas rutinarias
para obtener la inhibición óptima del PVH6a o de su actividad al
tiempo que se minimiza cualquier posible toxicidad. Además, puede
ser deseable la administración simultánea o la administración
secuencial de otros agentes.
De forma ventajosa, los compuestos de la presente
invención pueden administrarse en una única dosis diaria, o la dosis
total diaria puede administrarse de varias dosis divididas. Es más,
los compuestos de la presente invención pueden administrarse
mediante una variedad de rutas, incluyendo pero no limitándose a,
las vías intranasal, transdérmica, mediante supositorios, por vía
oral y similares.
Respecto a la politerapia con más de un agente
activo, donde los agentes activos se encuentran en formulaciones de
dosificación distintas, los agentes activos pueden administrarse de
forma simultánea o cada uno de ellos puede administrarse a distintos
tiempos escalonados.
El régimen de dosificación que usa los compuestos
de la presente invención se selecciona según una serie de factores,
incluyendo el tipo, la especie, la edad, el peso, el sexo y la
enfermedad del paciente; la gravedad de la enfermedad a tratar; la
vía de administración; la función hepática y renal del paciente; y
el compuesto concreto empleado. Un médico de capacidad normal puede
fácilmente determinar y prescribir la cantidad eficaz del fármaco
requerido para impedir, frenar o detener el progreso de la
enfermedad. La precisión óptima en la consecución de unas
concentraciones del fármaco que se encuentren dentro del intervalo
que produce eficacia sin toxicidad, requiere un régimen basado en la
cinética de la disponibilidad del fármaco para dirigirse a los
sitios. Esto implica considerar la distribución, el equilibrio y la
eliminación de un fármaco.
En los procedimientos de ña presente invención,
los compuestos aquí descritos con detalle pueden formar el principio
activo y típicamente se administran mezclados con diluyentes,
excipientes o vehículos farmacéuticos adecuados (denominados
conjuntamente en la presente invención materiales
"transportadores"), adecuadamente seleccionados respecto de la
forma de administración deseada, es decir, comprimidos orales,
cápsulas, elixires, jarabe, supositorios, geles y similares, y
consistentes con la práctica farmacéutica convencional.
Por ejemplo, para la administración oral en forma
de un comprimido o una cápsula, el componente activo del fármaco
puede combinarse con un vehículo oral inerte, atóxico,
farmacéuticamente aceptable, como por ejemplo, etanol, glicerol,
agua y similares. Además, siempre que se desee o sea necesario, se
pueden incorporar a la mezcla ligantes, lubricantes, agentes
desintegrantes y colorantes adecuados. Entre los ligantes adecuados
se incluyen, sin limitaciones, almidón, gelatina, azúcares naturales
tales como glucosa o beta lactosa, edulcorantes de maíz, gomas
naturales y sintéticas como goma arábiga, goma tragacanto o alginato
sódico, carboximetilcelulosa, polietilenglicol, ceras y similares.
Los lubricantes usados en estas formas de dosificación incluyen, sin
limitaciones, oleato sódico, estearato sódico, estearato de
magnesio, benzoato de sodio, acetato sódico, cloruro sódico y
similares. Entre los desintegrantes se incluyen, sin limitaciones,
almidón, metilcelulosa, agar, bentonita, goma de xantano y
similares.
Para las formas líquidas, el componente activo
del fármaco se puede combinar con agentes de dispersión o de
suspensión adecuadamente saborizados, tales como gomas naturales y
sintéticas, por ejemplo, tragacanto, goma arábiga, metilcelulosa y
similares. Otros agentes de dispersión que se pueden usar incluyen
glicerina y similares. Para la administración parenteral, son
deseables las soluciones y las suspensiones estériles. Cuando se
desea la administración intravenosa, se emplean preparaciones
isotónicas que generalmente contienen conservantes adecuados.
Preparaciones tópicas que contienen el componente
activo del fármaco se pueden mezclar con una variedad de materiales
transportadores bien conocidos en la materia, tales como, por
ejemplo, alcoholes, gel de aloe vera, alantoína, glicerina,
vitaminas A y E, aceites, aceite mineral, propionato de miristilo
PPG2 y similares, para formar, por ejemplo, soluciones alcohólicas,
limpiadores tópicos, cremas de limpieza, geles cutáneos, lociones
cutáneas y champúes en forma de crema o de gel.
Los compuestos de la presente invención también
pueden administrarse en forma de sistemas de liberación liposomal,
tales como vesículas unilamelares pequeñas, vesículas unilamelares
grandes y vesículas multilamelares. Los liposomas se pueden formar a
partir de una variedad de fosfolípidos, tales como colesterol,
estearilamina o fosfatidilcolinas.
Los compuestos de la presente invención también
pueden ser liberados mediante el uso de anticuerpos monoclonales
como vehículos individuales a los que se acoplan las moléculas del
compuesto. Los compuestos de la presente invención también pueden
acoplarse a polímeros solubles como vehículos de fármacos capaces de
ser dirigidos. Tales polímeros pueden incluir polivinilpirrolidona,
copolímero de pirano,
polihidroxipropilmetacril-amidafenol,
polihidroxietilaspartamidafenol o
polietil-eneoxidepolilisina sustituida con residuos
de palmitoílo. Además, los compuestos de la presente invención
pueden acoplarse a un tipo de polímeros biodegradables útiles en la
consecución de la liberación controlada de un fármaco, por ejemplo
ácido poliláctico, poliepsilon caprolactona, ácido
polohidroxibutírico, poliortoésteres, poliacetales, polidihidro
piranos, policianoacrilatos y copolímeros en bloque, anfipáticos o
entrecruzados, de hidrogeles
Los siguientes ejemplos ilustran la presente
invención sin, sin embargo, limitar la misma.
La cepa de Saccharomyces cerevisiae
2150-2-3 (MATalpha,
leu2-04, adel, cirº) se obtuvo del Dr. Leland
Hartwell (Universidad de Washington, Seattle, WA). Las células de la
cepa 2150-2-3 se incubaron durante
toda la noche a 30ºC en 5 ml de medio YEHD (Carty y cols., J. Ind.
Micro 2 (1987) 117-121). Las células se lavaron 3
veces con agua destilada estéril, se resuspendieron en 2 ml de agua
destilada estéril y 0,1 ml de la suspensión celular se introdujeron
en placas, en seis placas con ácido 5-fluoroorótico
(FOA), para seleccionar los mutantes ura3 (Cold Spring Harbor
Laboratory Manual for Yeast Genetics). Las placas se incubaron a
30ºC. El medio contenía, por cada 250 ml de agua destilada: 3,5 g de
Difco Yeast Nitrogen Base sin aminoácidos y sulfato amónico; 0,5 g
de ácido 5-fluoroorótico; 25 mg de uracilo; y 10,0 g
de dextrosa.
El medio se esterilizó mediante filtración a
través de membranas de 0,2 \mum y a continuación se mezcló con 250
ml de Bacto-Agar al 4% (Difco) mantenido a 50ºC, 10
ml de una solución de adenina de 1,2 mg/ml y 5 ml de una solución de
L-leucina (180 mg/50 ml). El medio resultante se
dispensó en una cantidad de 210 ml por placa petri.
Después de 5 días de incubación, habían aparecido
numerosas colonias. Se aislaron colonias únicas raspando colonias de
las placas con FOA iniciales e introduciéndolas en las placas con
FOA recién formadas, para a continuación incubarlas a 30ºC. En una
serie de colonias procedentes del segundo conjunto de placas con FOA
se realizaron pruebas para determinar la presencia de la mutación
ura3 haciendo copias de las placas en placas con medio YEHD y placas
carentes de uracilo. El resultado deseado era un buen crecimiento en
las placas con YEHD y ausencia de crecimiento en las placas sin
uracilo. Se obtuvo un aislado (U9) con estas propiedades. Se guardó
como reserva de glicerol congelado (cepa nº325) a -70ºC para su uso
posterior.
Para preparar un vector para la ruptura del gen
MNN9, en primer lugar era necesario clonar el gen MNN9 a partir del
ADN genómico de S. cerevisiae. Esto se consiguió mediante la
tecnología de la reacción en cadena de la polimerasa estándar (PCR).
En base a la secuencia publicada del gen MNN9 de levadura
(Zymogenetics: solicitud de patente EPO nº 88117834.7, publicación
nº 0-314-096-A2) se
diseñaron un cebador 5'en dirección de la lectura y un cebador 3'
antisentido para la PCR de toda la longitud de la secuencia
codificante del MNN9. Como cebadores se usaron los siguientes
oligodesoxinucleótidos que contenían sitios de restricción
flanqueantes HindIII (subrayados):
cebador en sentido: 5'CTT AAA GCT T AT
GTC ACT TTC TCT TGT ATC G-3'
cebador antisentido: 5'TGA TAA GCT TGC TCA
ATG GTT CTC TTC CTC-3'
El codón de metionina iniciador para el gen MNN9
se destaca en negrita. La PCR se realizó usando como cebador ADN
genómico de la cepa de S.cerevisiae JRY188 (Rine y cols.),
Taq ADN polimerasa (Perkin Elmer) y 25 ciclos de amplificación (94ºC
1 min, 37ºC 2 min, 72ºC 3 min). El fragmento resultante de la PCR de
1,2 kpb se sometió a digestión con HindIII, se purificó en gel y se
ligó con pUC13(Pharmacia) digerido con HindIII y tratado con
fosfatasa alcalina. El plásmido resultante se designó p1183.
Para romper el gen MNN9 con el gen de levadura
URA3, el plásmido pBR322-URA3 (que contiene el
fragmento de 1,1 kpb resultante de la digestión con HindIII que
codifica el gen URA3 de S. cerevisiae subclonado en el sitio
HindIII de pBR322), se digirió con HindIII y el fragmento de 1,1 kpb
de ADN que lleva el gen funcional URA3 se purificó en gel, se
sometió a procedimientos para enromar sus extremos con la ADN
polimerasa T4 y se ligó con el plásmido digerido con PmII p1183
(PmII corta dentro de la secuencia codificante de MNN)). El plásmido
resultante, p1199, contiene una fragmentación en el gen MNN9 por el
gen funcional URA3.
Para la fragmentación del gen MNN9 en la cepa U9
(nº325), se digirieron 30 \mug del plásmido p1199 con HindIII para
crear un módulo lineal de ruptura mnn9::URA3. Las células de la cepa
325 sufrieron un proceso de transformación con el ADN del plásmido
p1199 digerido con HindIII mediante el método del esferoplasto
(Hinnen y cols., 1978, Proc. Natl. acad. Sci. USA
75:1929-1933) y los transformantes se seleccionaron
en un medio de agar sintético sin uracilo y con sorbitol 1,0 M. El
medio sintético contenía, por litro de agua destilada: agar, 20 g;
fuente de nitrógeno para levadura sin aminoácidos, 6,7 g; adenina,
0,04 g; L-tirosina, 0.05 g; sorbitol, 182 g;
glucosa, 20 g; y "Leucine Minus Solution #2", 10 ml. La
"Leucine Minus Solution #2"contiene por litro de agua
destilada: L-arginina, 2g;
L-histidina, 1 g; L-Leucina, 6g;
L-isoleucina, 6 g; L-lisina, 4g;
L-metionina, 1 g; L-fenilalanina, 6
g; L-treonina, 6 g; L-triptófano, 4
g.
Las placas fueron incubadas a 30ºC durante cinco
días al final de los cuales habían aparecido numerosas colonias. Se
hicieron preparaciones de ADN cromosómico de 10 colonias y se
pusieron en digestión con EcoRI y HindIII. Los digeridos de ADN
fueron evaluados con Southern blots (J. Sambrook y col. , Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, 2^{nd} edition, Cold Spring Harbor
Laboratory Press, 1989) utilizando el fragmento de 1,2 kpb resultado
de la digestión por la HindIII que contiene al gen MNN9 (aislado del
plásmido p1199) como sonda. Se identificó un aislado (cepa número
1372) que mostraba las desviaciones de banda del ADN en el Southern
blot, así como la aglutinación acentuada típica mostrada por los
mutantes del mnn9.
Para construir un módulo de fragmentación en el
que el gen URA3 rompe el gen HIS3 de S. cerevisiae, el
plásmido YEp6 se sometió a digestión con BamHI (K. Struhl y cols.,
1979, Proc. Natl. Acad. Sci., USA 76:1035) y el fragmento que
contenía el gen HIS3 se purificó en gel, se enromaron sus extremos
con la ADN polimerasa T4 y se ligó con pUC18 previamente digerido
con BamHI y tratado con la ADN polimerasa T4. El plásmido resultante
(denominado pp1501 o pUC18-HIS3) se digirió con NheI
(que corta en la secuencia codificante HIS3) y el fragmento del
vector se purificó en gel, se enromaron sus extremos con la ADN
polimerasa T4 y, a continuación, se trató con fosfatasa alcalina de
intestino de ternero. El gen URA3 se aisló del plásmido
pBR322-URA3 mediante digestión con HindI y el
fragmento de 1,1 kpb que contiene el gen URA3 se purificó, se
enromaron sus extremos con la ADN polimerasa T4 y se ligó con el
fragmento NheI mencionado pUC18-HIS3. El plásmido
resultante (denominado pUC18-his3::URA3 o
p1505)contiene un módulo de fragmentación en el que el gen
URA3 funcional produce la fragmentación del gen HIS3 de
levadura.
El plásmido FP8\DeltaH que contiene el gen de
S.cerevisiae PRBI fue suministrado por el Dr. E. Jones de la
Carnegie-Mellon Univ. (C. M. Moehle y cols., 1987,
Genetics 115: 255-263). Este plásmido se
digirió con HindI XhoI y el fragmento de ADN de 3,2 kpb que
contenía el gen PRB1 se purificó en gel y se convirtieron sus
extremos en romos mediante tratamiento con la ADN polimerasa T4. El
plásmido pUC18 se digirió con BamHI, se sometió a purificación en
gel y se enromaron sus extremos con la ADN polimerasa T4. El
fragmento del vector resultante se ligó con el fragmento del gen
PRB1 mencionado anteriormente para dar lugar al plásmido
pUC18-PRB1. El plásmido Yep6, que contiene el gen
HIS3, se digirió con BamHI. El fragmento BamHI de 1,7 kpb resultante
que contiene el gen funcional HIS3 se sometió a purificación en gel
y después se enromaron sus extremos mediante tratamiento con la ADN
polimerasa T4. El plásmido pUC18-PRB1 se digirió con
EcoRV y Ncol, que cortan dentro de la secuencia codificante de PRB1
y eliminan el sitio activo de la proteasa B y la secuencia
adyacente. El fragmento de 5,7 kpb EcoRV-Ncol que
contiene las porciones 5' y 3' residuales de la secuencia
codificante de PRB1 en pUC18 se sometieron a purificación en gel, se
enromaron sus extremos mediante tratamiento son la ADN polimerasa
T4, se desfosforiló con fosfatasa alcalina de intestino de ternero y
se ligó con el fragmento de extremos romos HIS3 descrito
anteriormente. El plásmido resultante (denominado
pUC18-prb1::HIS3, cepa nº 1245) contiene el gen HIS3
funcional en el lugar de la porción del gen PRB1 que se había
delecionado antes.
La cepa 1372 relacionada con U9, que contiene una
fragmentación en el gen MNN9 se describió en el Ejemplo 3. Se
introdujeron aislados clonales de la cepa 1372 en placas FOA (como
se describe en el Ejemplo 1) para seleccionar los mutantes
ura3. Se obtuvieron numerosos aislados ura3 de la cepa 1372 y
se seleccionó un aislado concreto (cepa
12930-190-S1-a) para
la posterior fragmentación del gen HIS3. El vector de fragmentación
del gen pUC18-his3::URA3 (p1505) se digirió con
XbaI y EcoRI para generar un módulo de fragmentación lineal
his3::URA3 y se usó para transformar la cepa
12930-190-S1-1
mediante el método de acetato de litio (Methods in Enzymology,
194:290(1991). Los transformantes Ura+ se seleccionaron en
medio de agar sintético sin uracilo, se sembraron de nuevo en el
mismo medio para detectar los aislados clonales y se volvieron a
cultivar en otras placas en un medio sin uracilo o histidina para
detectar los aislados que eran Ura+ y His-. Se seleccionó un aislado
(cepa 12930-230-1) para la posterior
fragmentación del gen PRB1. El vector de fragmentación del gen PRB1
(pUC18-prb1::HIS3, cepa nº 1245) se digirió con SacI
y XbaI para generar un módulo de fragmentación lineal prbl::HIS3 y
se usó para transformar la cepa
12930-230-1 mediante el método de
acetato de litio. Los transformantes His+ se seleccionaron en medio
agar sintético sin histidina y se volvieron a sembrar en el mismo
medio para detectar los aislados clonales. El ADN genómico se
preparó a partir de una serie de los aislados His+ resultantes, se
digirió con EcoRI y se sometió a una electroforesis en geles de
agarosa al 0,8%. A continuación se realizaron análisis Southern Blot
usando una sonda de 617 pb marcada con radioisótopos para el gen
PRB1 que había sido preparada mediante PCR usando como cebadores los
siguientes oligodesoxinucleótidos:
5'TGG TCA TCC CAA ATC TTG AAA 3'
5'CAC CGT AGT GTT TGG AAG GCA 3'
Se obtuvieron once aislados que mostraban la
esperada hibridación de la sonda con un fragmento de ADN de 2,44 kpb
prbl::HIS3. Esto contrastaba con la hibridación de la sonda con el
fragmento de 1,59 kpb del gen PRB1 salvaje. Uno de estos aislados
que contienen la fragmentación prb1::HIS3 deseada se seleccionó ara
su uso posterior y se denominó cepa número 1558.
El gen PEP4 de S.cerevisiae se clonó a
partir de una genoteca de la siguiente forma. Las células
E.coli que contienen la genoteca de levaduras pLS101 (Schultz
y Friesen, 1983, J. Bacteriol. 155: 8-14)) se
reprodujeron durante la noche en 5 ml de medio LB con 100 \mug/ml
de ampicilina. De este cultivo se realizaron diluciones 10^{-4} y
10^{-5} que se sembraron en placas con medio LB más ampicilina.
Las transferencias de las colonias de las placas se prepararon
usando filtros de nitrocelulosa. Se preparó una sonda de 600 pb para
el gen de levadura PEP4 mediante PCR usando la ADN polimerasa Taq,
ADN plasmídico total procedente de la genoteca de levaduras pLS101 y
los siguientes oligodesoxinucleótidos como cebadores, diseñados en
función de la secuencia de ADN publicada para el gen PEP4 (C.A.
Woolford y cols., Mol. Cell. Biol. 6:2500 (1986)).
Cebador en el sentido de la lectura: 5'GAG GCT
ACC AGC GAG CCG GGC-3'
Cebador antisentido: 5'-GGC CAG
TGG GCC AAC AGG TTC-3'
La PCR se realizó con 25 ciclos de amplificación
(94ºC durante 1 min, 37ºC durante 2 min, 72ºC durante 3 min). Se
procedió a la purificación en gel de la sonda de PCR, su
radiomarcaje e hibridación con los filtros con las colonias
descritos anteriormente. Varias colonias fueron positivas para la
hibridación con la sonda PEP4 y se volvieron a sembrar en placas con
medio LB con ampicilina para detectar colonias aisladas. El ADN
plasmídico se preparó mediante lisis alcalina con SDS (Sambrook y
cols., supra) a partir de varios de los aislados y se
digirió con BamHI. Se observaron las esperadas bandas
correspondientes al vector de 14 kpb y al inserto PEP4 de 6,9 kpb.
Tras digestión doble con EcoRI y XhoI, se observó la esperada banda
de 1,5 kpb correspondiente al PEP4. Uno de los aislados
(E.coli, cepa número 860)que mostraba los resultados
esperados se seleccionó para su posterior uso. El ADN plasmídico de
la cepa 860 se digirió con BamHI y el fragmento de ADN BamHI de 6,9
kpb que contiene el gen cromosómico PEP4 se subclonó en el sitio
BamHI de pUC13 para dar lugar al plásmido p890. A continuación, el
plásmido 890 se digirió con NcoI (que corta dentro de la secuencia
codificante de PEP4), se sometió a purificación en gel, se trató con
la ADN polimerasa T4 para enromar sus extremos y se ligó con el
fragmento de extremos romos y de 1,1, kpb que contiene el gen
funcional URA3 (preparado como en el Ejemplo 2). El plásmido
resultante que contiene el gen PEP4 fragmentado por el gen URA3 se
denominó pUC13-pep4::URA3 (cepa número 906).
Para fragmentar el gen HIS3 en la cepa U9, el
vector de fragmentación pUC18-his3::URA3 se digirió
con EcoRI y XbaI, y después se usó para transformar la cepa U9
mediante el método de acetato de litio. Los transformantes Ura+ se
seleccionaron en medio agar sin uracilo y se volvieron a sembrar en
el mismo medio para detectar los aislados clonales. Un número de los
aislados Ura+ resultantes de cultivaron de nuevo en placas con medio
agar sin uracilo o sin histidina, y se procedió a la detección
selectiva de aquéllos que eran Ura+ e His-. Un aislado (cepa número
1524) se seleccionó para la posterior fragmentación del gen PRB1. El
vector de fragmentación del gen PRB1
pUC18-prb1::HIS3 se digirió con SacI y XbaI y a
continuación se usó para la transformación de la cepa número 1524
mediante el método de acetato de litio. Los transformantes Hi+ se
seleccionaron en medio agar sin histidina y se volvieron a sembrar
para detectar los aislados clonales en el mismo medio. El ADN
genómico se preparó a partir de un número de los aislados His+ y se
evaluó mediante hibridación con técnicas de Southern Blot con una
sonda PRB1 marcada con radioisótopos. Uno de los aislados (cepa
número 1537) con la deseada fragmentación del gen PRB1 por HIS3 (es
decir, prb1::HIS3) se seleccionó para la posterior fragmentación del
gen PEP4. La cepa 1537 se introdujo en placas con FOA para obtener
aislados ura3 y se seleccionó un aislado (cepa número 1541) para su
posterior uso.
Para fragmentar el gen PEP4 en la cepa número
1541, el vector de fragmentación del gen PEP4
pUC13-pep4::URA3 se digirió con XhoI para generar un
módulo lineal de fragmentación pep4::URA3 y se usó para transformar
la cepa 1541 mediante el método de acetato de litio. Los
transformantes Ura+ se seleccionaron en medio agar sin uracilo y se
sembraron en el mismo medio para detectar los aislados clonales. El
ADN genómico se preparó a partir de una serie de los transformantes
Ura+ y se evaluó mediante Southern Blot usando una sonda marcada con
radioisótopos para el gen PEP4. Un aislado (cepa número 1569) con la
deseada fragmentación del gen PEP4 por el gen URA3 se seleccionó
para su uso posterior. La cepa número 1538 se preparó en un
experimento independiente realizado siguiendo virtualmente la misma
secuencia de etapas. La cepa número 1538 deriva de la cepa U9. La
cepa número 1538 contiene las mutaciones prb1 y pep4. Además, un
derivado ura3 de la cepa 1569 se obtuvo mediante subcultivo en
placas con FOA. El derivado ura3 resultante de la cepa1569 se
denominó cepa número 1592.
De una paciente en el periodo posparto de 25 años
de edad se obtuvo una lesión procedente de un condiloma acuminado
vulvar de tamaño grande. Un fragmento de la lesión se congeló en
nitrógeno líquido y se procesó con un mikrodismembrator II Braun (B.
Braun Instruments, Melsungen, Alemania). El material resultante se
solubilizó con dodecil sulfato sódico (SDS) al 0,6% (p/v), se trató
con proteinasa K (50 \mug/ml) y se extrajo con
fenol/cloroformo/alcohol isoamílico. El ADN se precipitó con etanol
y se cuantificó mediante espectrofotometría de UV. La presencia de
ADN de peso molecular elevado se estableció mediante electroforesis
en gel de agarosa seguida por marcaje con bromuro de etidio.
El tipo de ADN de PVH se determinó usando el
ensayo de captura híbrida comercializado como ViraType Plus (Digene
Diagnostics, Beltsville, MD). Las sondas PVH usadas se dividieron en
dos grupos cuya composición está basada en la asociación de cada
tipo con neoplasias del tracto genital. El grupo A de sondas
contenía los tipos de "bajo riesgo" PVH6, 11, 42, 43 y 44,
mientras que el grupo B contenía sondas de los tipos de "alto
riesgo" 16, 18, 31, 33, 35,.45, 51, 52 y 56. El ADN total se
digirió con PstIm BamHI y HindIII y se realizaron análisis de
Southern Blot en condiciones muy rigurosas (Tm- 15ºC) para
determinar el subtipo de PVH.
El ADN total extraído de la muestra de biopsia
positiva para PVH6a se digirió con la endonucleasa HindIII. Tras el
fraccionamiento por tamaño a través de un gel de agarosa preparativo
de temperatura de fusión baja al 0,8%, se escindió del gel una
región correspondiente a ADN de \sim8 kpb y la agarosa se digirió
con la enzima Gelasa^{TM}(Epicentre Technologies, Inc.,
Madison, WI). La muestra se ligó con pUC18 (Pharmacia, Inc.,
Piscataway, NJ) que se había digerido con HindIII y sometido a
defosforilación. Tras la transformación de células competentes DH5
de E-coli (Gibco, BRL, Gaithersburg, MD), se
rastreó la genoteca plasmídica para detectar los clones positivos
para PVH6a mediante hibridación de las colonias usando un
oligodesoxinucleótido antisentido marcado con ^{32}P que era
complementario al extremo 3'del gen L1 de PVH6a
(5'-GAC AGA TCT TAC CTT TTA GTT TTG GCG CGC TTA
C-3'-). Un plásmido PUC18 que contenía el genoma de
PVH6a de 8,1 kpb se aisló y se caracterizó mediante enzimas de
restricción y análisis de Southern blot. Este plásmido se denominó
pUC18-PVH6a. El ADN plasmídico se preparó usando el
kit Qiagen^{TM} Plasmid Maxi kit (Qiaten Inc. Chatsworth, CA).
Para determinar la secuencia completa del HPV6a,
se sintetizaron cebadores de secuenciación basados en la secuencia
del PVH6b publicada. Se secuenciaron las dos hebras del genoma
completo de PVH6a, compuesto por 8.1 kbp, del HPV6a por el método
didesoxi de terminación de la cadena usando el kit PRISM^{TM} y un
secuenciador automatizado (número 373A)de Applied Biosystems
(ABI) siguiendo las instrucciones del fabricante (ABI, Inv., Foster
City, CA). En los casos en los que la secuencia sentido y la
antisentido no coincidían, se sintetizaron cebadores específicos de
PVH6a adicionales para realizar una nueva secuenciación en ambas
direcciones sobre el área en cuestión para obtener un consenso.
Las secuencias de ADN de PVH6a y de PVH6b
mostraban una homología del 97%, con un total de cambios
identificados en 229 pb de 8.010 pb. Las diferencias más
significativas al comparar con la secuencia de PVH6b se encontraron
en la región control larga (RCL; nt 7.205-nt 106).
Aparte de los diversos cambios que afectaban a un único nucleótido
(nt)en la RCL en el PVH6a, se encontraron una inserción de 94
pb en el nt 7.350 y otra inserción de 19 pb en el nt 7.804. En el nt
7.615 se encontró una deleción de seis pares de bases frente al
genoma de PVH6a.
El ADN de PVH tipo 6a se usó como cebador para la
PCR. El gen de PVH6aL1 se amplificó mediante PCR usando la
polimerasa Vent (New England Biolabs, -Inc.), con 35 ciclos de
amplificación (94ºC durante 1 minuto, 48ºC durante 1 minuto, 72ºC
durante 1 minuto y 45 segundos) y como cebadores los siguientes
oligodesoxinucleótidos con sitios para Bg1II en las regiones
adyacentes (subrayadas):
cebador en el sentido de la lectura:
5'CTC AGA TCT CAC AAA ACA AAA TGT
GGC GGC CTA GCG ACA GCA CAG-3'
cebador antisentido:
5'GAG AGA TCT TAC CTT TTA GTT TTG GCG CGC
TTA C-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón de
metionina iniciador de PVH6aL1 (en negrita), una secuencia líder de
levadura no traducida. El producto de la amplificación de L1 de 1,5
kpb se digirió con Bg1III y se purificó en gel. Se construyó el
vector de expresión pGAL10 aislando un fragmento SphII de 1,4 kpb de
un vector promotor bidireccional GAL
pUC18-GAL1p-GAL10p, que contienen
el promotor divergente GAL1/GAL10 del plásmido pBM272
(proporcionado por el Dr. Mark Johnston, Washington University, St.
Louis), flanqueado por cada lado por una copia del terminador
transcripcional de levadura ADH1 [Bennetzen, J.L. y Hall,
B.D. (1982) J. Biol. Chem. 257: 3018-3025],
clonando un sitio BamHI localizado entre el promotor GAL1 y
la primera copia del terminador transcripcional ADH1, y un
pequeño sitio de clonación SmaI situado entre el promotor divergente
GAL10 y la segunda copia del terminador transcripcional
ADH1. Un vector de transferencia de levadura compuesto por
pBR322, el gen de levadura LEU2-d y la levadura de 2
\mum se trató con SphI y se ligó con el fragmento promotor
GAL SphI de 1,4 kpb. El vector resultante, pGAL10, se
linealizó con BamHI que corta entre el promotor GAL1 y el
terminador transcripcional ADH1. El vector pGAL10 digerido
con BamHI y el fragmento de PVH6aL1 producido mediante PCR digerido
con BgIII se ligaron y se usaron para transformar las células de
E.coli DH5 (BRL). Se aisló un plásmido
pC1/1-GAL, que contiene el gen PVH6aL1 y se denominó
p13173-357-6. El gen L1 en
p13173-357-6 se secuenció
(Secuenciador ABI 373A) y se mostró que era idéntico al gen L1 del
clon pUC18-PVH6a).
El plásmido
p13173-357-6 (pGAL10 + PVH6aL1) se
digirió con SmaI, que corta entre el promotor GAL10 y el
terminador de la transcripción ADH1. El gen PVH6aL2 de 1,4
kpb se amplificó mediante PCR usando como cebador el ADN de
pUC18-PVH6a, la polimerasa Vent (New EnglanD
Biolabs, Inc.), con 10 ciclos de amplificación mediante PCR (94ºC
durante 1 minuto; 48ºC durante 1 minuto; 72ºC durante 1 minuto y 45
segundos) y usando como cebadores los siguientes
oligodesoxinucleótidos, que contienen sitios SmaI adyacentes
(subrayados):
cebador en el sentido de la lectura:
5'-TCC CCC GGG CAC AAA ACA
AAA TGG CAC ATA GTA GGG CCC GAC GAC-3'
cebador antisentido:
5' TCC CCC GGG CTA GGC CGC CAC ATC TGA AAA
AAA TAA GC-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón de
metionina iniciador de PVH6Al2 (en negrita), una secuencia líder de
levadura no traducida. El fragmento de PCR se digirió con SmaI, se
purificó en gel y se ligó con el plásmido digerido con SmaI
p13173-357-6. Se aisló un plásmido
pGAL10 que contenía los genes de PVH6aL1 y L2 y se denominó
p14049-7-2. Se secuenció el gen L2
(secuenciador ABI 373A) y se encontró que era idéntico al gen L2 del
clon pUC18-PVH6a.
Para transformar las cepas de S.cerevisiae
1569 (MATa, leu2-04, prb1, ade1, pep4, cirº) y 1558
(MATa, leu2-04, prb1, mnn9, ade1, pep4, cirº) se
usaron los plásmidos p13173-357-6
(pGAL10 + PVH6aL1) y p14049-7-2
(pGAL10 +
PVH6aL1 y L2). Las cepas recombinantes resultantes obtenidas usando la cepa hospedador número 1558 fueron las cepas 1644 (PVH6aL1) y 1670 (PVH6aL1 + L2), como recoge la tabla. Se indujo el crecimiento de los aislados clonales a 30ºC en medio YEHD con 2% de galactosa, durante 68-78 horas. Después de recoger las células, se procedió a la fragmentación de los precipitados celulares con perlas de cristal y los lisados celulares de analizaron para detectar la expresión de las proteínas PVH6aL1 o PVH6aL2 mediante análisis de inmunotransferencia. Las muestras que contenían 40 \mug de la proteína celular total se sometieron a electroforesis en geles de Tris-glicina al 10% en condiciones reductoras y de desnaturalización y sometidas a análisis de electrotransferencia en filtros de nitrocelulosa. La proteína L1 se detectó mediante métodos inmunológicos usando antisuero de conejo frente a la proteína de fusión trpE-pVH11 (Brown, D.R. y cols., Virology 201:46-54) como anticuerpo primario y, como anticuerpo secundario, los anticuerpos IgG de mono anticonejo unidos a la peroxidasa de rábano (HRP) (Amersham, Inc.). Los filtros se procesaron usando el kit de detección quimioluminiscente ECL^{TM} (Amsersham, Inc.). En todas las muestras, excepto en el control negativo (vector control sin los genes L1 o L2), se detectó una banda de proteína L1 de 50-55 kDa.
PVH6aL1 y L2). Las cepas recombinantes resultantes obtenidas usando la cepa hospedador número 1558 fueron las cepas 1644 (PVH6aL1) y 1670 (PVH6aL1 + L2), como recoge la tabla. Se indujo el crecimiento de los aislados clonales a 30ºC en medio YEHD con 2% de galactosa, durante 68-78 horas. Después de recoger las células, se procedió a la fragmentación de los precipitados celulares con perlas de cristal y los lisados celulares de analizaron para detectar la expresión de las proteínas PVH6aL1 o PVH6aL2 mediante análisis de inmunotransferencia. Las muestras que contenían 40 \mug de la proteína celular total se sometieron a electroforesis en geles de Tris-glicina al 10% en condiciones reductoras y de desnaturalización y sometidas a análisis de electrotransferencia en filtros de nitrocelulosa. La proteína L1 se detectó mediante métodos inmunológicos usando antisuero de conejo frente a la proteína de fusión trpE-pVH11 (Brown, D.R. y cols., Virology 201:46-54) como anticuerpo primario y, como anticuerpo secundario, los anticuerpos IgG de mono anticonejo unidos a la peroxidasa de rábano (HRP) (Amersham, Inc.). Los filtros se procesaron usando el kit de detección quimioluminiscente ECL^{TM} (Amsersham, Inc.). En todas las muestras, excepto en el control negativo (vector control sin los genes L1 o L2), se detectó una banda de proteína L1 de 50-55 kDa.
Mediante análisis Western se detectó la proteína
L2 en forma de una banda proteica de 70 kDa, usando una dilución
1:250 de suero de ratones que habína sido inmunizados 3 veces con
una proteína de fusión trpE-PVH6aL2 preparada,
esencialmente, según el método de Carter y cols., como el principal
anticuerpo y, como anticuerpo secundario, la IgG antiratón de ovejas
ligada a HRP (Amersham, Inc.) (dilución 1:1.000).
Para el análisis ME (Structure Probe, West
Chester, PA), se introdujo una alícuota de cada muestra en mallas de
cobre de 200 mesh recubiertas de carbono. Una gota de ácido
fosfotúngstico (PTA) al 2% se vertió en la malla durante 20 segundos
y a p 7,0. Las mallas se dejaron secar al aire antes del análisis
TME. Las técnicas microscópicas se realizaron usando un microscopio
de transmisión de electrones JEOL 100CX (JEOL USA, Inc.) y una
tensión de aceleración de 100 kV. Las microfotografías generadas
tienen un aumento final de 100.000.
En todas las muestras de levadura que hospedaban
los plásmidos de coexpresión de PVH6aL1 o de PCH6aL1 y L2 se
observaron VLP con un diámetro dentro del intervalo de
50-55 nm. En las muestras de levadura control no se
observaron VLP.
El crecimiento en la superficie de una placa de
cultivo de la cepa 1670 se transfirió en condiciones de asepsia a un
medio líquido sin leucina que contenía (por l): 8,5 g de fuente de
nitrógeno para la levadura Difco sin aminoácidos y sulfato de
amonio; 0,2 g de adenina; 0,2 g de uracilo; 10 g de ácido succínico;
5 g de sulfato de amonio; y 0,25 g de L-tirosina;
antes de la esterilización, este medio se ajustó a un pH de
5,0-5,3 con NaOH. Después del crecimiento durante 25
horas a 28ºC, en un agitador giratorio a 250 rpm, se prepararon
viales de cultivo congelados añadiendo glicerol estéril hasta una
concentración final de 17% (p/v), antes de su almacenamiento a -70ºC
(1 ml por criovial). En el mismo medio se desarrollaron los inóculos
para la fermentación de la cepa 1670 (500 ml por probeta de 2 l) y
se comenzó transfiriendo los contenidos descongelados de dos viales
de cultivo congelados a las probetas de 2 l e incubando a 28ºC en un
agitador giratorio a 250 rpm durante 25 horas.
La fermentación de la cepa 1670 se realizó con un
fermentador New Brunswick SF-116 de 10 l de volumen
de trabajo después de la inoculación. El medio de producción usado
contenía (por litro): 20 g de extracto de levadura Difco; 10 g de
peptona Sheffield HySoy; 20 g de glucosa; 20 g de galactosa; antes
de la esterilización, se ajustó el pH del medio a 5,3. Todo el
contenido de la probeta de inóculo de 2 l (500 ml) se transfirió al
fermentador, que se incubó a 28ºC, 5 l de aire por minuto, a 400
rpm y a una presión de 24,13 pa. La agitación se aumentó en función
de las necesidades, para mantener niveles de oxígeno disuelto
superiores a una saturación de 40%. El progreso de la fermentación
se controló realizando mediciones de los niveles de glucosa con
muestras extraídas del proceso (Beckman Glucose 2 Analizer) y
espectrometría de masas en línea con el proceso
(Perkin-Elmer 1200). Después de una incubación de 69
horas, se consiguió una densidad celular de 9,9 g de peso celular
seco por litro. Se procedió a la concentración del cultivo mediante
filtración con fibras huecas (cartuchos Amicon
H5MP01-43 en un sistema de filtración Amicon
DC-10) a una capacidad de 2 litros, diafiltración con 2l de suero salino tamponado con fosfato y la posterior concentración (a una capacidad de 1 litro) antes de su introducción en tubos de centrífuga de 500 ml. Los precipitados celulares se recogieron mediante centrifugación a 8.000 rpm (rotor Sorval GS3) durante 20 minutos a 4ºC. Después de decantar el sobrenadante, los precipitados(peso celular húmedo total de 225 g) se almacenaron a -70ºC para su posterior uso.
DC-10) a una capacidad de 2 litros, diafiltración con 2l de suero salino tamponado con fosfato y la posterior concentración (a una capacidad de 1 litro) antes de su introducción en tubos de centrífuga de 500 ml. Los precipitados celulares se recogieron mediante centrifugación a 8.000 rpm (rotor Sorval GS3) durante 20 minutos a 4ºC. Después de decantar el sobrenadante, los precipitados(peso celular húmedo total de 225 g) se almacenaron a -70ºC para su posterior uso.
Ejemplo 17 (de
referencia)
Todas las etapas se realizan a 4ºC, a no ser que
se indique otra cosa.
Las células de la cepa número 1670 se almacenaron
congeladas a -70ºC. Las células congeladas (peso húmedo = 38,0 g) se
descongelaron a 20ºC-23ºC y se resuspendieron en 50
ml de "tampón L1" (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM,
EDTA 1,7 mM). Se añadieron inhibidores de la proteasa PMSF y
pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7
\muM, respectivamente. La pasta celular se fragmentó a una presión
de aproximadamente 55.158,4 kpa, pasándola tres veces en un
microfluidificador M110 (Microfluidics Corp., Newton, MA). La pasta
celular fragmentada se centrifugó a 5.000 g durante 10 minutos para
eliminar restos celulares. El sobrenadante líquido que contenía el
antígeno L1 + L2 se recuperó.
\newpage
El sobrenadante líquido se diluyó 1:5 añadiendo
tampón A (MOPS 20 mM a pH 7,0) y se aplicó a una columna de captura
de intercambio aniónico (ID 5,0 cm x 4,0 cm) de resina Fractogel®EMD
TMAE-650 (S) (EM Separations, Gibbstown, NJ)
equilibrado en Tampón A. Tras un lavado con el Tampón A, se produjo
la elución del antígeno con un gradiente de 0-1,0 M
de NaCl en Tampón A. La determinación de las fracciones de la
columna que contenían la proteína L1 se realizó mediante
inmunotransferencia.
Las fracciones que contenían la proteína L1
determinadas mediante inmunotransferencia se analizaron para
determinar la cantidad de proteína total mediante el método de
Bradford, seguido por SDS-PAGE usando tinciones de
plata y técnicas de Western blot.
Las fracciones TMAE que mostraban pureza
comparable y que estaban enriquecidas en la proteína L1 se
acumularon. Se procedió a la concentración del antígeno mediante
fraccionamiento con sulfato amónico. La solución se ajustó a una
concentración de sulfato amónico saturada al 63% añadiendo reactivo
sólido en agitación suave, durante 30 minutos. La muestra se
centrifugó a 12.000 g. El precipitado se resuspendió en 20 ml de PBS
(fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, NaCl 150 mM).
El precipitado resuspendido se sometió a una
cromatografía en columna de exclusión por tamaño (2,6 cm ID x 89 cm)
de resina Sephacryl 500 HR (Pharmacia Piscataway, NJ). Como tampón
de carrera se usó PBS.
La cromatografía se realizó a
20ºC-23ºC. Las fracciones se analizaron con
SDS-PAGE usando métodos de detección con tinción de
plata y Western blot. Las fracciones más puras se guardaron. El
acúmulo resultante se concentró.
El producto final se analizó con
SDS-PAGE usando tinción con Coomassie coloidal. Se
estimó que las proteínas L1 y L2 eran homogéneas al 85%. La
identidad de las proteínas L1 y L2 se confirmó mediante técnicas de
Western blot usando los antisueros adecuados. El producto final se
alicuotó y se almacenó a -70ºC. Este procedimiento dio lugar a 3,0
mg de proteína.
Los análisis con microscopio electrónico se
realizaron mediante Structrure Probe (West Chester, PA). Una
alícuota de la muestra se colocó en una malla de cobre de 200 mesh
recubierta de carbono. Durante 20 segundos se introdujo en la malla
una gota de ácido fosfotúngstico al 2% y a pH 7,0. La malla se dejó
secar al aire antes del análisis TME. Toda la microscopia se realizó
usando un microscopio de transmisión de electrones JEOL 100 CX (JEOL
USA, Inc.) a una tensión de aceleración de 100 kv. Las
microfotografías generadas tienen un aumento final de 100.000. Se
confirmó la presencia de partículas similares a virus de un tamaño
dentro del intervalo de 50-55 nm.
El gen PVCRL1 se amplificó mediante PCR a partir
del plásmido pLAII, que contiene el genoma vírico de PVCR completo
(Dr. Peter Howley, NCI), usando la polimerasa Vent (New England
Biolabs, Inc.); con 35 ciclos de amplificación (94ºC durante 1
minuto; 50ºC durante 1 minuto; 72ºC durante 2 minutos) y se usaron
como cebadores los siguientes oligodesoxinucleótidos que contienen
sitios BgIII adyacentes (subrayados):
cebador en el sentido de la lectura:
5'-GAA GAT CTT CAA AAC AAA ATG GCA
GTG TGG CTG TCT AC-3'
cebador antisentido:
5' GAA GAT CTT TAT TAA GTA CGT CTC TTG CGT
TTAG-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón de
metionina iniciador de PVCRL1 (en negrita), una secuencia líder de
levadura no traducida. El fragmento de L1 de 1,6 kb formado por PCR
se digirió con Bg1II, se purificó en gel y se subclonó en el sitio
Bg1II del vector pSP72 (Promega) para dar lugar al plásmido
pSP72-PVCR-L1
(p12930-314-4-1).
Un subclon se secuenció completamente y se
encontró que tenía 4 nucleótidos diferentes al comparar con la
secuencia publicada de PVCRL1. Los cambios no produjeron cambios en
los aminoácidos. El gen L1 se separó del plásmido
pSP72-PVCR-L1 en forma de fragmento
Bg1II y se subclonó dentro del único sitio BamHI, localizado entre
el promotor GAL10 de la levadura y el terminador de la
transcripción ADH1, en un vector de expresión de levaduras
que contiene el promotor GAL10 de YEp52 (Broach y cols., Exp.
Manipulation of Gene Expression, 1983, 83:
81-116) y el terminador de la transcripción ADH1 en la misma estructura del vector. El plásmido resultante se denominó p12930-323-6-1.
81-116) y el terminador de la transcripción ADH1 en la misma estructura del vector. El plásmido resultante se denominó p12930-323-6-1.
\newpage
El gen PVCRL2 se amplificó mediante PCR usando la
polimerasa Vent (New England Biolabs, Inc.)a partir del plásmido
pLAII después de digerir el plásmido con Sa1I, purificar en gel el
fragmento de 7,9 kb y ligarlo consigo mismo. Se realizaron treinta y
cinco ciclos de amplificación (90ºC durante 1 minuto; 50ºC durante 1
minuto; 72ºC durante 2 minutos) y se usaron como cebadores los
siguientes oligodesoxinucleótidos que contienen sitios EcoRI
adyacentes (subrayados):
cebador en el sentido de la lectura:
5'-GGA ATT CAC AAA ACA
AAA.TGG TTG CAC GGT CAC GAAAA- 3'
cebador antisentido:
5'-3'GGA ATT CTT ATT CTG
CGT AGA CAG CCA CAC TG-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón de
metionina iniciador de PVCRL2 (en negrita), una secuencia líder de
levadura no traducida. El producto de la PCR de 1,5 kb se digirió
con EcoRI, se purificó en gel y se subclonó en el sitio EcoRI del
promotor bidireccional del vector
pUC18-GAL1p-GAL10p, que contiene el
promotor divergente de levadura GAL1/GAL10. Este vector
contiene un único sitio BamHI entre el promotor GAL1 y una
primera copia de terminador de la transcripción ADH1, únicos
sitios EcoRI y SmaI situados entre el promotor GAL10 y una
segunda copia del terminador de la transcripción ADH1. El
módulo de expresión resultante está contenido en un fragmento SphI
de 1,4 kb. Un clon
(p12930-295-2-2) con
el inserto L2 deseado adyacente al promotor GAL10 se secuenció por
completo y se mostró que contenía cambios en 6 nucleótidos con
respecto de la secuencia publicada, 4 de los cuales produjeron
cambios en los aminoácidos. El análisis de la secuencia del ADN
cebador original confirmó que los cambios también estaban presentes
en pLAII y que no habían sido introducidos por la PCR. El vector
pUC18-GAL1p-GAL10p con el gen L2 se
cortó con SphI y el fragmento de 2,9 kb hospedador del módulo de
expresión
ADH1t-GAL1p-GAL10p-L2-ADH1t
se ligó al fragmento Sph1 grande del vector de transferencia de
levadura. El plásmido resultante se denominó
p12930-323-2-3.
Los plásmidos
p12930-323-6-1 y
p12930-323-2-3 se
usaron para transformar las cepas de S. cerevisiae números
1569, 1538, BJ5462 [E. W. Jones, Methods in Enzimology
194 (1991) 428-453] y BJ1995 [Jones, ibid.].
Se indujo el crecimiento de los aislados clonales a 30ºC en medio
YEHD con 2% de galactosa, durante 48-72 horas.
Después de recoger las células, los precipitados celulares se
fragmentaron con perlas de cristal, se añadió
TritonX-100 a una concentración final de 0,5% y los
lisados celulares resultantes se evaluaron para detectar la
expresión de PVCRL1 y L2 mediante análisis de inmunotransferencia.
Las muestras con 40 \mug de proteína celular total se sometieron a
electroforesis en geles de Tris-glicina al 12%
(Novex), en condiciones reductoras y de desnaturalización y a
electrotransferencia en membranas de PVDF (Novex). Las proteínas
PVCRL1 y L2 se detectaron usando antisuero policlonal de conejo
antiL1 o antiL2 (regalo del Dr. John Kreider, Hershey Medical
Center) como anticuerpos principales y, como anticuerpo secundario,
la proteína A acoplada a la peroxidasa de rábano (Amesham, Inc.).
Las membranas se procesaron usando el kit de detección
quimioluminiscente ECL^{TM} (Amersham, Inc.). En todas las
muestras que contenían el plásmido de expresión L1 se detectó una
banda de proteína L1 de 55-61 kDa y en todas las
muestras procedentes de los clones de levaduras que contenían el
plásmido de expresión L2 se detectó una banda de proteína L2 de
\sim90 kDa.
En las muestras derivadas de los clones de
levaduras con el plásmido de expresión L1 con antisuero antiL2 o
viceversa no se detectó ninguna señal (figura 6).
En función de estos resultados de expresión, se
seleccionaron las siguientes cepas de levadura recombinantes para
posteriores estudios: cepa número 1582, que es una cepa hospedadora
número 1569 con el plásmido
p12930-323-6-1; y la
cepa número 1583, que es una cepa hospedadora número 1538 con el
plásmido
p12930-323-2-3.
Ejemplo 21 (de
referencia)
Las células de la cepa número 1582, almacenadas a
-70ºC, se descongelaron y suspendieron en un volumen igual de tampón
de rotura (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA 1,7
mM). A la pasta se añadieron los inhibidores de la proteasa PMSF y
pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7
\muM, respectivamente. Las células se lisaron con 10 ciclos en un
microfluidificador. Los lisados se aclararon mediante centrifugación
a 5.000 g durante 10 minutos. El sobrenadante se depositó en la
superficie de un cojín de 5 cm de sacarosa al 45% (p/v) en tampón
L1, y la L1 se precipitó mediante centrifugación a 1000.000 g
durante 4 horas. El precipitado se resuspendió en un décimo del
volumen del tampón L1. El precipitado resuspendido se aclaró
mediante centrifugación a 5.000 g durante 10 minutos. Se añadió
Tween-80 al sobrenadante hasta una concentración
final de 0,01% y se procedió al fraccionamiento del sobrenadante a
temperatura ambiente mediante cromatografía de exclusión por tamaño
en una columna de 1700 ml (5 cm ID) de resina
Sephacryl-S-1000 (Pharmacia). Como
tampón de carrera de esta columna se usó fosfato sódico 10 mM, a pH
7,2, NaCL 150 mM, Tween-80 al 0,01%. Las fracciones
con el material inmunorreactivo por ensayo de inmunotransferencia se
agruparon y concentraron a un sexto del volumen mediante
ultrafiltración usando una célula agitada Amicon con una membrana
YM-100 de lámina plana de 76 mm de diámetro (PMCO
100.000). El producto se filtró en condiciones estériles a través de
una membrana Millex-GV de 0,22 \mum
(Millipore).
La identidad del producto final se confirmó
mediante ténicas de Western blot y mediante análisis de la secuencia
N terminal. La pureza se determinó mediante SDS-PAGE
con tinciones de plata y con Coomassie y mediante electroforesis
capilar en solución de filtrado (SSCE) con detección óptica a 215
nm. La SSCE determinó una pureza de L1 del 75%. La microscopia
electrónica mostró la presencia de VLP de tamaño entre
50-55 nm de diámetro.
Para detectar la presencia de VLP, las muestras
se fraccionaron según el tamaño mediante cromatografía de exclusión
por tamaño. La cromatografía se realizó con un HPLC Biopump serie
410 de Perkin Elmer con un autoinyector ISS 100 equipado con un lazo
de inyección de 200 microlitros. La columna fue un gel TSK G5000PW
de 7,5 x 600 mm (TOSOHAAS, Montgomeryville, PA). Para controlar la
elución proteica de la columna se realizó la detección óptica a 280
nm con un detector de puente de diodos LC-235 de
Perkin-Elmer. La fase móvil fue NaCl 0,5 M en tampón
fosfato sódico 10 mM a pH 7,2. La velocidad de flujo fue de 0,5
ml/min y se recogieron fracciones de 1 mililitro. La columna de
calibración se realizó con patrones proteicos de Sigma así como con
antígeno de superficie recombinante de hepatitis B
(Recombivax^{TM}, Merck & Co., West Point, PA). La detección
del antígeno en las fracciones recogidas durante la elución se
realiza mediante ensayos de inmunotransferencia.
Una muestra de 10 microlitros de cada fracción se
aplicó a una tira de membrana PVDF (Immobilon-P,
Millipore Corp., Bedford, MA) previamente humedecida y colocada
sobre un papel de transferencia húmedo. La muestra empapó la
membrana y la membrana se introdujo en una solución bloqueante (5%
p/v) de leche deshidratada y desnatada disuelta en NaCl 0,15 M,
azida de sodio al 0,02% (p/v) y fosfato sódico 0,01M, a pH 7,2 y se
incubó a temperatura ambiente en agitación suave durante un mínimo
de tres horas. Se procedió a la decantación de la solución
bloqueante y se sustituyó con una solución de anticuerpos
primarios.
Los anticuerpos primarios usados varían en
función del antígeno que se va a detectar:
PVCRL1 se detectó con una sonda de suero de
conejo antiPVCR de "respuesta tardía" (Biodesign International,
Kennebunk, ME). PVCRL2 se detectó con una sonda de suero de conejo
antiPVCRL2. PVH6aL1 se detectó con una sonda formada por el
anticuerpo monoclonal MAB837 (Chemicon International, Inc.,
Temecula, CA). PVH6aL2 se detectó con una sonda formada por suero de
fusión antiPVH6aL2-trpE.
La visualización de los complejos inmunológicos
se realizó mediante procedimientos convencionales usando un segundo
anticuerpo conjugado con una fosfatasa alcalina y con el sustrato
cromogénico NBT/BCIP.
La proteína de la cápsida PVCRL1 purificada se
adsorbió con Al(OH)3 a una concentración de 100
\mug/ml.
Ejemplo 22 (de
referencia)
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células de la cepa número 1582, almacenadas a
-70ºC, se descongelaron y suspendieron en un volumen igual de tampón
de rotura (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA 1,7
mM). A la pasta se añadieron los inhibidores de la proteasa PMSF y
pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7
\muM, respectivamente. Las células se lisaron usando un sistema de
fragmentación BioNeb Cell (Glas-Col Apparatus Co.,
Terra Haute, IN). Los lisados se aclararon mediante centrifugación a
5.000 g durante 10 minutos.
El sobrenadante se depositó en la superficie de
un cojín de 5 cm de sacarosa al 45% (p/v) en tampón L1, y la L1 se
precipitó mediante centrifugación a 1000.000 g durante 4 horas. El
precipitado se resuspendió en un décimo del volumen del tampón L1.
El precipitado resuspendido se aclaró mediante centrifugación a
5.000 g durante 10 minutos.
\newpage
El sobrenadante se diluyó a 1:5 con PBS, se
aclaró otra vez mediante centrifugación en un rotor Sorvall
SA-600 a 6.500 rpm durante 10 minutos a 4ºC. El
sobrenadante se filtró a través de un filtro de jeringuilla de 0,22
micrómetros y se fraccionó mediante cromatografía de intercambio
aniónico.
La cromatografía de intercambio aniónico se
realizó con una HLC Biopump de la serie 410 de
Perkin-Elmer con un lazo de inyección de 5
mililitros. El medio de cromatografía fue una resina Fractogel EMF
TMAE-650 (S) de
25-40 micrómetros (EM Separations, Gibbstown, NJ) en una columna de cristal de 150 mm x 10 mm ID. Para controlar la elución de la proteína de la columna, se realizó la detección óptica a 280 nm con un detector de puente de diodos
LC-235 de Perkin-Elmer. La columna se equilibró previamente con NaCl 0,15 M en tampón fosfato sódico 0,01 M a pH 7,2 (Tampón A). La velocidad de flujo de la columna fue de 0,75 ml/min. La muestra se cargó en la columna y la columna se lavó con Tampón A para eliminar el material sin unir. La elución del material unido se produjo con un gradiente lineal de concentración de cloruro sódico, 0,15 M a 0,65 M, durante 5 minutos y a continuación en un gradiente lineal de 0,65 M a 1,15 M durante 30 minutos. La detección del antígeno en las fracciones recogidas durante la elución se realizó mediante ensayos de inmunotransferencia. Las fracciones que contenían el material inmunoreactivo (es decir, las fracciones eluidas entre NaCl 0,81 M y 1,05 M) se recogieron.
25-40 micrómetros (EM Separations, Gibbstown, NJ) en una columna de cristal de 150 mm x 10 mm ID. Para controlar la elución de la proteína de la columna, se realizó la detección óptica a 280 nm con un detector de puente de diodos
LC-235 de Perkin-Elmer. La columna se equilibró previamente con NaCl 0,15 M en tampón fosfato sódico 0,01 M a pH 7,2 (Tampón A). La velocidad de flujo de la columna fue de 0,75 ml/min. La muestra se cargó en la columna y la columna se lavó con Tampón A para eliminar el material sin unir. La elución del material unido se produjo con un gradiente lineal de concentración de cloruro sódico, 0,15 M a 0,65 M, durante 5 minutos y a continuación en un gradiente lineal de 0,65 M a 1,15 M durante 30 minutos. La detección del antígeno en las fracciones recogidas durante la elución se realizó mediante ensayos de inmunotransferencia. Las fracciones que contenían el material inmunoreactivo (es decir, las fracciones eluidas entre NaCl 0,81 M y 1,05 M) se recogieron.
Las fracciones agrupadas se concentraron en
dispositivos de concentración centrífuga Macrosep (Filtron
Technology Corp., Northborough, MA) a 1/5 de su volumen.
El concentrado se fraccionó mediante
cromatografía de exclusión por tamaño usando resina Sephacryl
S-1000 SF (Pharmacia, Piscataway, NJ) en una columna
ID de 87 cm x 27 mm. La velocidad de flujo de la columna fue de 2,5
ml/min. La elución de la proteína se controló por absorbancia a 280
nm. El antígeno se detectó mediante inmunotransferencia.
Las fracciones que contenían el material
inmunorreactivo se acumularon y concentraron mediante
ultrafiltración usando una célula agitada (Amicon, Inc., Beverly,
MA) con una membrana de lámina plana YM-100 de 43 mm
de diámetro (Amicon, Inc., Beverly, MA) en atmósfera de nitrógeno a
una presión de 68,94 kpa.
El producto final se caracterizó mediante
SDS/PAGE con tinción con Coomassie y mediante electroforesis capilar
en solución de filtrado (SSCE). El producto final obtenido por SSCE
en el esquema 2 tenía una pureza de 88%.
Ejemplo 23 (de
referencia)
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células de la cepa número 1582, almacenadas a
-70ºC, se descongelaron y suspendieron en un volumen igual de tampón
de rotura (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA 1,7
mM). A la pasta se añadieron los inhibidores de la proteasa PMSF y
pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7
\muM, respectivamente. Las células se lisaron usando un sistema de
fragmentación BioNeb Cell (Glas-Col Apparatus Co.,
Terra Haute, IN). Los lisados se aclararon mediante centrifugación a
5.000 g durante 10 minutos.
El sobrenadante se depositó en la superficie de
un cojín de 5 cm de sacarosa al 45% (p/v) en tampón L1, y la L1 se
precipitó mediante centrifugación a 1000.000 g durante 4 horas. El
precipitado se resuspendió en un décimo del volumen del tampón L1.
El precipitado resuspendido se aclaró mediante centrifugación a
5.000 g durante 10 minutos.
La extracción del sobrenadante se realizó con ½
de volumen de cloroformo. La capa acuosa se eliminó y aclaró
mediante centrifugación a 12.000 rpm en una Microfuge Beckman
durante 5 minutos a temperatura ambiente.
El sobrenadante se diluyó a 1:5 con PBS, se
aclaró otra vez mediante centrifugación en un rotor Sorvall
SA-600 a 6.500 rpm durante 10 minutos a 4ºC. El
sobrenadante se filtró a través de un filtro de jeringuilla de 0,22
micrómetros y se fraccionó mediante cromatografía de intercambio
aniónico.
La cromatografía de intercambio aniónico se
realizó con una HLC Biopump de la serie 410 de
Perkin-Elmer con un lazo de inyección de 5
mililitros. El medio de cromatografía fue una resina Fractogel EMF
TMAE-650 (S) de
25-40 micrómetros (EM Separations, Gibbstown, NJ) en una columna de cristal de 150 mm x 10 mm ID. Para controlar la elución de la proteína de la columna, se realizó la detección óptica a 280 nm con un detector de puente de diodos
LC-235 de Perkin-Elmer. La columna se equilibró previamente con NaCl 0,15 M en tampón fosfato sódico 0,01 M a pH 7,2 (Tampón A). La velocidad de flujo de la columna fue de 0,75 ml/min. La muestra se cargó en la columna y la columna se lavó con Tampón A para eliminar el material sin unir. La elución del material unido se produjo con un gradiente lineal de concentración de cloruro sódico, 0,15 M a 0,65 M, durante 5 minutos y a continuación en un gradiente lineal de 0,65 M a 1,15 M durante 30 minutos. La detección del antígeno en las fracciones recogidas durante la elución se realizó mediante ensayos de inmunotransferencia. Las fracciones que contenían el material inmunorreactivo (es decir, las fracciones eluidas entre NaCl 0,81 M y 1,05 M) se recogieron.
25-40 micrómetros (EM Separations, Gibbstown, NJ) en una columna de cristal de 150 mm x 10 mm ID. Para controlar la elución de la proteína de la columna, se realizó la detección óptica a 280 nm con un detector de puente de diodos
LC-235 de Perkin-Elmer. La columna se equilibró previamente con NaCl 0,15 M en tampón fosfato sódico 0,01 M a pH 7,2 (Tampón A). La velocidad de flujo de la columna fue de 0,75 ml/min. La muestra se cargó en la columna y la columna se lavó con Tampón A para eliminar el material sin unir. La elución del material unido se produjo con un gradiente lineal de concentración de cloruro sódico, 0,15 M a 0,65 M, durante 5 minutos y a continuación en un gradiente lineal de 0,65 M a 1,15 M durante 30 minutos. La detección del antígeno en las fracciones recogidas durante la elución se realizó mediante ensayos de inmunotransferencia. Las fracciones que contenían el material inmunorreactivo (es decir, las fracciones eluidas entre NaCl 0,81 M y 1,05 M) se recogieron.
Las fracciones agrupadas se concentraron en
dispositivos de concentración centrífuga Macrosep (Filtron
Technology Corp., Northborough, MA) a 1/5 de su volumen.
El concentrado se fraccionó mediante
cromatografía de exclusión por tamaño usando resina Sephacryl
S-1000 SF (Pharmacia, Piscataway, NJ) en una
columna ID de 87 cm x 27 mm. La velocidad de flujo de la columna fue
de 2,5 ml/min. La elución de la proteína se controló por
absorbancia a 280 nm. El antígeno se detectó mediante
inmunotransferencia.
Las fracciones que contenían el material
inmunorreactivo se acumularon y concentraron mediante
ultrafiltración usando una célula agitada (Amicon, Inc., Beverly,
MA) con una membrana de lámina plana YM-100 de 43 mm
de diámetro (Amicon, Inc., Beverly, MA) en atmósfera de nitrógeno a
una presión de 68,94 kpa.
El producto final se caracterizó mediante
SDS/PAGE con tinción con Coomassie y mediante electroforesis
capilar en solución de filtrado (SSCE). El producto final obtenido
por SSCE en el esquema 3 tenía una pureza de 95%.
Las muestras de VLP de PVCR (\sim0,2
miligramos/mililitro) se calentaron durante 15 minutos a 100ºC en
2-mercaptoetanol al 1% y SDS al 1% (p/v). La
muestra se aplicó electrocinéticamente junto con un marcador de
referencia, ácido melítico, a un capilar fusionado de sílice de ID
42 cm (22 cm al detector) x 0,05 mm, previamente equilibrado con
10 volúmenes de lumen de NaOH 0,1 N, agua y reactivo de cribado
ProSort (Applied Biosystems, Foster City, CA). Se aplicó un
voltaje de separación de 300 voltios/cm usando un instrumento de
Applied Biosystems, modelo 270A-HT CE. La elución
de la muestra se controló mediante la absorbancia a 215 nm y los
datos se recogieron usando un software Nelson Turbochrom 3.
5 conejos blancos New Zealand se inmunizaron por
vía intramuscular con 135 \mug de VLP L1 (pureza de 75%)
adsorbidas en alumbre o con 100 \mug de antígeno de superficie
recombinante de hepatitis B (pureza de 99%) adsorbido en hidróxido
de aluminio, como control negativo. Los animales recibieron dos
inyecciones más en 8 semanas antes de exponerles al PVCR 10 días
después de la última inyección. Los sueros extraídos antes de la
inmunización, durante cada inyección y antes de la exposición al
virus se analizaron mediante ELISA específico de L1. Placas de 96
pocillos se revistieron con 5 \mug de lisado bruto de PVCRL1 o
PVCRL2 derivados de levaduras. Se eliminó la proteína y las placas
se bloquearon en leche deshidratada al 10% (Carnation) + TTBS (TRIS
20 mM, a pH 7,4, NaCl 500 mM, Tween al 0,1%) durante dos horas a
4ºC. Después del lavado de las placas con TTBS, se añadieron sueros
de conejo diluidos a leche al 1% + TTBS y se incubaron durante dos
horas a 4ºC. Las placas se lavaron con TTBS y se incubaron con una
dilución 1:1.000 de fosfatasa alcalina-IgG
anticonejo (Kirkegaard y Perry Labs., Inc.) en leche al 1% + TTBS
durante dos horas a 4ºC. Las placas se lavaron con TTBS y se
revelaron añadiendo p- nitrofenilfosfato (Kirkegaard y Perry Labs.,
Inc.). La reacción se interrumpió añadiendo EDTA al 5%. La
absorbancia se midió a 405 nm. El título se consideró positivo
cuando la relación de la absorbancia L1/L2 era de 2:1.
Los títulos de anticuerpos antiL1 permanecían 4
semanas después de la primera inyección y aumentaban con cada
inyección adicional. Los animales que actuaban como control eran
negativos. Seis semanas después de la exposición al PVCR, los
animales vacunados no presentaban verrugas en 15 sitios de 15
(virus diluido al 1:2 o al 1:12), mientras que en los animales
control se formaron verrugas en 12 de los 15 sitios (virus diluido
al 1:2) o en 9 de los 15 sitios (virus diluido al 1:12). Tras 15
semanas, los animales vacunados todavía no presentaban
verrugas.
Los ensayos de neutralización de virus se
realizaron (esencialmente según el método de Christensen y
cols., 1991, Virology 181: 572-579),
mezclando suero de conejo con PVCR y exponiendo posteriormente a
los animales al PVCR tratado. El parámetro para determinar los
anticuerpos neutralizantes fue la neutralización completa del virus
(3 de 3 sitios sin formación de verrugas). Se analizaron los sueros
de 5 animales vacunados y de 5 animales control. Los sueros
recogidos tras 1 dosis de VLP de PVCRL1 contenían anticuerpos que
neutralizaron completamente el virus sin diluir en el 80% de los
conejos (4/5). Después de 2 ó 3 dosis de VLP de PVCRL1, el 100% de
los conejos (5/5) tenían anticuerpos neutralizantes del virus. Los
sueros control no mostraron ninguna actividad neutralizante del
virus. En función de los títulos finales, el suero de los animales
vacunados seleccionados se podía diluir entre 10 y 1.000 veces y
todavía seguía siendo neutralizante al 100%.
El plásmido
pSP72-PVCR-L1
(p12930-314-4-1) se
digirió con Bg1II y el fragmento Bg1II de 1,5 kpb que contenía el
ORF de PVCRL1 con una secuencia de levadura líder sin traducir en
5' se sometió a purificación en gel. El plásmido
p12930-323-2-3 se
digirió con BamHI, que corta entre el promotor GAL1 y el
terminador de la transcripción ADH1. El fragmento del vector
lineal se purificó en gel y a continuación se ligó con el
fragmento Bg1II de PVCRL1 mencionado anteriormente, para dar lugar
al plásmido
p12930-366-1-2. Este
plásmido resultante contiene el ORF de PVCRL1 bajo el control del
promotor GAL1 y el ORF de PVCRL2 bajo el control del
promotor GAL10.
El vector
pUC18-GAL1p-GAL10p que contenía el
gen L2 se digirió con SphI y el fragmento de 2,9 kb que hospedaba
el módulo de expresión ADH1t-GAL1p-
GAL10p-L2-ADH1t se purificó en gel y
se enromó mediante tratamiento con la ADN polimerasa T4. El vector
de transferencia de levaduras Yep24 [Botstein y cols., Gene 8:17
(1979) se digirió con BamHI, se enromó con la ADN polimerasa T4, se
defosforiló con fosfatasa alcalina de intestino de ternero y, a
continuación, se ligó con el módulo de expresión romo de L2
mencionado anteriormente para dar lugar al plásmido p1594.
El plásmido
p12930-366-1-2
(pC1/1-GAL1/10p-PVCR/L1 + L2) se usó
para transformar las cepas de S.cerevisiae números 1569 y
BJ5462 (sistema de un plásmido) y los transformantes resultantes se
seleccionaron en medio agar sintético sin leucina. En un experimento
paralelo, la cepa número 1592 se transformó de forma simultánea con
el vector de expresión de PVCR-L1
p12930-323-6-1 y el
vector de expresión de
Yep24-GAL10p-L2 p1594 (sistema de
dos plásmidos) y los transformantes resultantes que contenían ambos
vectores se seleccionaron en medio agar sintético sin leucina ni
uracilo. El crecimiento de los aislados clonales de ambos sistemas,
de un plásmido y de dos plásmidos, se indujo a 30ºC en medio
complejo YEHD con galactosa al 2%, durante 48-72
horas. Después de recoger las células, los precipitados celulares se
fragmentaron con perlas de cristal. Se añadió
TritonX-100 hasta una concentración final de 0,5% y
los lisados celulares se analizaron para determinar la expresión de
PVCRL1 y L2 mediante inmunotransferencia. Las muestras que contenían
50 \mug de proteína celular total se sometieron a electroforesis
en gradiente de geles Tris-glicina 8%-16% (Novex)
en condiciones reductoras y de desnaturalización y a
electrotransferencia en membranas de PCDF (Novex). Las proteínas
PVCRL1 y L2 se detectaron usando antisueros policlonales de conejo
antiL1 o antiL2 (regalo del Dr. John Kreider, Hershey Medical
Center) como anticuerpos primarios y, como anticuerpo secundario,
proteína A acoplada a la peroxidasa de rábano (Amersham, Inc.). En
todas las muestras procedentes de clones de levaduras que contenían
el plásmido de expresión L1 + L2, se detectó una banda de proteína
L1 de 55-61 kDa y una banda de proteína L2 de 90
kDa. En las muestras derivadas de clones de levadura que contenían
el plásmido de expresión de L1 no se detectó ninguna señal de L2
(figura 6). En las muestras procedentes de células que contenían
sólo el plásmido de expresión de L2 no se detectó ninguna señal de
L1.
Las proteínas expresada en levaduras PVCRL1 y
PVCRL1 y L2 se purificaron parcialmente y se concentraron para
realizar estudios de microscopia electrónica (ME). De uno a 1,5
litros de medio YEHD con 2% de galactosa se inocularon con las cepas
de S.cerevisiae números 1569 o BJ5462, se transformaron con
el vector de expresión simultánea de L1 + L2
p12930-366-1-2 y se
indujo el crecimiento a 30ºC durante 48-72 horas. En
un experimento paralelo, se indujo el crecimiento de forma similar
en células de la cepa 1569 cotransformadas con el vector de
expresión dePVCR-L!
P12930-323-6-1 y el
plásmido de Yep24-GAL10p-L2, p1594.
Las células se recogieron y los precipitados celulares se congelaron
a -70ºC. Las siguientes etapas se realizaron a 4ºC. Los precipitados
celulares se descongelaron y se suspendieron en un volumen igual de
"tampón L1" (fosfato sódico 20 mM a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA
1,7 mM). A la pasta se añadieron los inhibidores proteicos PMSF y
Pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 \muM y 1,7
\muM, respectivamente. Las células se lisaron con
3-5 ciclos en un microfluidificador. Los lisados se
aclararon mediante centrifugación a 5.000 g durante 10 minutos. El
sobrenadante se depositó en la superficie de un cojín de 5 cm de
sacarosa al 45% v/v) en tampón L1, y las proteínas L1, L2 o L1 Y L2
se precipitaron mediante centrifugación a 1000.000 g durante 4
horas. El precipitado se resuspendió en un décimo del volumen del
tampón L1. El precipitado resuspendido se aclaró mediante
centrifugación a 5.000 g durante 10 minutos.
Para los análisis de ME (Structure Probe, West
Chester, PA), se colocó una alícuota de cada muestra en mallas de
cobre de 200 mesh recubiertas con carbono. Una gota de ácido
fosfotúngstico (PTA) al 2% se introdujo en la malla durante 20
segundos y a p 7,0. Las mallas se dejaron secar al aire antes del
análisis de TME. Las técnicas microscópicas se realizaron usando un
microscopio de transmisión de electrones JEOL 100CX (JEOL USA, Inc.)
y una tensión de aceleración de 100 kv. Las microfotografías
generadas tienen un aumento final de 100.000.
En todas las muestras de levadura que hospedaban
bien el plásmido de expresión de PVCRL1 o los plásmidos de
coexpresión de PVCRL1 y L, se observaron VLP con un diámetro menor
de 25 nm. No se observaron VLP en las muestras control de levadura
ni en las muestras de levaduras que hospedaban el plásmido de
expresión de L2 solo.
Los inóculos de estas cepas se desarrollaron en
medio sintético sin leucina, como se ha descrito anteriormente para
transferir a frascos de cultivo en agitación. Los frascos de
agitación usados se prepararon para una capacidad de aireación alta
(70 ml de líquido por cada frasco de 300 ml, Tunair Labware) y los
medios se suplementaron con ca. 0,5 ml/l de un antiespumante (UNCON
LB-625, Union Carbide). El medio complejo
enriquecido contenía (por litro):
40 g de extracto de levadura Difco; 20 g de peptona Sheffield HySoy; 30 g de glucosa; 50 g de galactosa; el pH del medio se ajustó a un valor de 5,3, antes de la esterilización. El medio químicamente definido usado fue similar al descrito por Oura (Biotechnol. Bioengineer. 16: 1197-1212. 1974) pero complementado con (por litro): 0,1 g de colina Cl; 0,4 g de adenina; 30 g de glutamato monosódico como fuente de nitrógeno; 0,2 g de uracilo; 20 g de glucosa;
40 g de galactosa. En los frascos se inocularon 3 ml del inóculo y se incubaron durante 66 horas a 28ºC, a 250 rpm en un agitador de rotación. A intervalos, se extrajeron muestras de los frascos para verificar la expresión mediante imunotransferencia usando antisuero antiPVCRL1 u antiPVH6aL1.
40 g de extracto de levadura Difco; 20 g de peptona Sheffield HySoy; 30 g de glucosa; 50 g de galactosa; el pH del medio se ajustó a un valor de 5,3, antes de la esterilización. El medio químicamente definido usado fue similar al descrito por Oura (Biotechnol. Bioengineer. 16: 1197-1212. 1974) pero complementado con (por litro): 0,1 g de colina Cl; 0,4 g de adenina; 30 g de glutamato monosódico como fuente de nitrógeno; 0,2 g de uracilo; 20 g de glucosa;
40 g de galactosa. En los frascos se inocularon 3 ml del inóculo y se incubaron durante 66 horas a 28ºC, a 250 rpm en un agitador de rotación. A intervalos, se extrajeron muestras de los frascos para verificar la expresión mediante imunotransferencia usando antisuero antiPVCRL1 u antiPVH6aL1.
Mediante técnicas estándar (Sambrook y cols.,
supra) se extrajo el ADN genómico total de células Caski
(ATCC número CRL 1550). El ADN se digirió con las endonucleasas Bst1
1071 y SphI y se realizó una electroforesis a través de un gel
preparativo de agarosa al 0,8% de baja temperatura de fusión. Una
región correspondiente a ADN de \sim3,5 kpb se escindió del gel y
la agarosa se digirió con la enzima Gelasa^{TM} (Epicentre
Technologies, Inc.). El ADN purificado en gel se enromó con la ADN
polimerasa T4 y se ligó con ligantes de oligodesoxinucleótidos romos
y fosforilados que contienen un sitio HindIII oculto. La mezcla de
ligación se digirió por completo con HindIII y el ADN de \sim3,5
kpb se fraccionó por tamaño a través de un gel de agarosa, como se
ha descrito anteriormente. El ADN purificado en gel se ligó con el
ADN del plásmido pUC18 que había sido digerido con HindIII y
defosforilado. Tras la transformación de células de E.coli
DH5 competentes (BRL), la genoteca de plásmidos se rastreó para
buscar los clones positivos para PVh16 mediante hibridación usando
un oligodesoxinucleótido antisentido marcado con ^{32}P
complementario al extremo 3'del gen de PVH16L1
(5'-GAG AGA TCT TAC AGC TTA CGT TTT TTG CGT TTA
GC-3'). Mediante enzimas de restricción y análisis
Southern blot se aisló y caracterizó un plásmido pUC18 que contenía
un fragmento genómico de PVH16 de \sim3,3 kpb. Este 16L1/L2 y
contiene todas las secuencias de ADN que codifican L1 y L2. El ADN
plasmídico se preparó usando el kit Qiagen^{TM} Plasmid Maxi
)Qiagen, Inc.).
Como cebador de la PCR se usó el clon
pUC18-PVH16L1/L2. El gen de PVH16L1 se amplificó
mediante PCR usando la polimerasa Vent (New England Biolabs, Inc.),
con 10 ciclos de amplificación (94ºC durante 1 minuto, 48ºC durante
1 minuto, 72ºC durante 1 minuto y 45 segundos) y como cebadores los
siguientes oligodesoxinucleótidos con sitios para Bg1II en las
regiones adyacentes (subrayadas):
cebador en el sentido de la lectura:
5'- CTC AGA TCT CAC AAA ACA AAA TGT
CTC TTT GGC TGC CTA TGT AGG GC -3'
cebador antisentido:
5'- GAG AGA TCT TAC AGC TTA CGT TTT TTG
CGT TTA GC-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón
iniciador de metionina de PVH6aL1 (en negrita), una secuencia líder
de levadura no traducida. El producto de la PCR de 1,5 kpb se
digirió con Bg1II, se purificó en gel y se ligó con el vector pGAL10
digerido con BamHI. Se aisló un plásmido pGAL10 que contenía el gen
de PVH16L1 y se denominó
p14049-37-1. El gen L1 de
p14049-37-1 se secuenció usando el
kit PRISM^{TM} (ABI, Inc.) y un secuenciador ABI, mode 373ª,
siguiendo las instrucciones del fabricante. Se mostró que el gen L1
de este aislado contenía 3 cambios nucleotídicos respecto de la
secuencia prototipo corregida publicada (Kirnbauer, R. y cols.
(1993) J. Virol. 67: 6929-6936), que dan lugar a dos
cambios en aminoácidos: His-202 a Asp;
Thr-266 a Ala. El análisis de la secuencia del ADN
cebador original confirmó que estos cambios también se encontraban
en el clon genómico pUC18-PVH16L1/L2 y no fueron
introducidos por la PCR.
\newpage
El plásmido
p14049-37-1 se digirió con SmaI, que
corta entre el promotor GAL10 y el terminador de la
transcripción ADH1. El gen PVH16L2 de 1,4 kpb se amplificó
mediante PCR usando como cebador el ADN de
pUC18-PVH16L1/L2 y con la polimerasa Vent (New
Englan Biolabs, Inc.), con 10 ciclos de amplificación mediante PCR
(94ºC durante 1 minuto; 48ºC durante 1 minuto; 72ºC durante 1 minuto
y 45 segundos) y usando como cebadores los siguientes
oligodesoxinucleótidos, que contienen sitios SmaI adyacentes
(subrayados):
cebador en el sentido de la lectura:
5'-TCC CCC GGG CAC AAA ACA
AAA TGG CAC ACA AAC GTT CTG CAA AAC-3'
cebador antisentido:
5' TCC CCC GGG CTA GGC AGC CAA AGA GAC
ATC-3'
El cebador en el sentido de la lectura introduce,
en la posición inmediatamente anterior cadena arriba al codón de
metionina iniciador de PVH16L2 (en negrita), una secuencia líder de
levadura no traducida. El producto de la PCR de 1,4 kpb se digirió
con SmaI, se purificó en gel y se ligó con el vector
p14049-37-1 digerido con SmaI. Se
aisló un plásmido que contenía los genes de PVH16L1 y L2 y se
denominó p14049-42-2. El gen L2 de
p14049-42-2 se secuenció usando el
kit PRISM^{TM} (ABI, Inc.) y un secuenciador ABI, mode 373A,
siguiendo las instrucciones del fabricante. Se mostró que el gen L2
de este aislado contenía 5 cambios nucleotídicos respecto de la
secuencia prototipo corregida publicada (Kirnbauer, R. y cols.
(1993) supra), resultando en un cambio de aminoácido:
Ser-269 a Pro. El análisis de la secuencia del clon
genómico pUC18-PVH16L1/L2 confirmó que este cambio
también se encontraban en el ADN cebador y no fue introducido por la
PCR.
Ejemplo 33 (de
referencia)
Los plásmidos
p14049-37-1 y
P14049-42-2 se usaron para
transformar la cepa de S. cerevisiae número 1558. Las cepas
recombinantes resultantes fueron las número 1678
(PVH16-L1) y 1679)PVH16L1+L2), como se
muestra en la tabla. Se indujo el crecimiento de los aislados
clonales a 30ºC en medio YEHD con 2% de galactosa, durante
68-78 horas. Después de recoger las células, los
precipitados celulares se fragmentaron con perlas de cristal y los
lisados celulares se analizaron para detectar la expresión de las
proteínas PVH16L1 o PVH16L2 mediante análisis de
inmunotransferencia. Las muestras con 40 \mug de proteína celular
total se sometieron a electroforesis en geles de
Tris-glicina al 10% en condiciones reductoras y de
desnaturalización, y a electrotransferencia en filtros de
nitrocelulosa. La proteína PVH16L1 se detectó usando antisuero
policlonal de conejo frente a la proteína de fusión
trpE-PVH11L1)D. Brown y cols., Virology
201:46-54) como anticuerpo primario y, como
anticuerpo secundario, el anticuerpo IgG de mono ligada a HRP
(Amersham, Inc.). Los filtros se procesaron usando el kit de
detección quimioluminiscente ECL^{TM} (Amersham, Inc.). En todas
las muestras, excepto en la usada como control negativo (vector
control sin el gen L1 o L2), se detectó una banda de proteína L1 de
50-55 kDa. La proteína L2 se detectó en forma de
banda proteica de 70 kDa mediante inmunotransferencia usando suero
de ratón antiPVH16L2 frente a las proteínas de fusión
trpE-L2 expresadas en E.coli como anticuerpos
primarios. Como anticuerpo secundario se usó IgG de cabra antiratón
ligada a HRP (Amersham, Inc.) y los filtros se procesaron como se ha
descrito anteriormente.
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células estaban almacenadas congeladas a
-70ºC. Las células congeladas (peso húmedo=27,6 g) se descongelaron
a 20ºC-23ºC y se resuspendieron en 40 ml de
"tampón L1" (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA
1,7 mM). Se añadieron inhibidores de la proteasa PMSF y pepstatina A
hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7 \muM,
respectivamente. La pasta celular se fragmentó a una presión de
aproximadamente 55.158,4 kpa pasándola tres veces en un
microfluidificador M110 (Microfluidics Corp., Newton, MA). La pasta
celular fragmentada se centrifugó a 5.000 g durante 10 minutos para
eliminar restos celulares. El sobrenadante líquido que contenía el
antígeno L1 + L2 se recuperó.
El sobrenadante líquido se diluyó a 1:5 añadiendo
tampón A (MOPS 20 mM a pH 7,0) y se aplicó a una columna de captura
de intercambio aniónico (ID 5,0 cm x 4,8 cm) de resina Fractogel®EMD
TMAE-650 (S) (EM Separations, Gibbstown, NJ)
equilibrado en Tampón A. Tras un lavado con el Tampón A, se produjo
la elución del antígeno con un gradiente de 0-1,0 M
de NaCl en Tampón A. La determinación de las fracciones de la
columna que contenían la proteína L1 se realizó mediante
inmunotransferencia.
\newpage
Las fracciones que contenían la proteína L1
determinadas mediante inmunotransferencia se analizaron para
determinar la cantidad de proteína total mediante el método de
Bradford, seguido por SDS-PAGE usando tinciones de
plata y técnicas de Western blot.
Las fracciones TMAE que mostraban pureza
comparable y que estaban enriquecidas en la proteína L1 se
acumularon. Se procedió a la concentración del antígeno mediante
fraccionamiento con sulfato amónico. Las muestras se ajustaron a una
concentración de sulfato amónico saturada al 48% añadiendo reactivo
sólido en agitación suave, durante 30 minutos. Las muestras se
introdujeron en hielo y se dejó que se produjera la precipitación
durante la noche. Las muestras se centrifugaron a 12.000 g. El
precipitado se resuspendió en 20 ml de PBS (fosfato sódico 6,25 mM,
a pH 7,2, NaCl 150 mM).
Los precipitados resuspendidos se sometieron, de
forma independiente, a una cromatografía en columna de exclusión por
tamaño (2,6 cm ID x 89 cm) de resina Sephacryl 500 HR (Pharmacia
Piscataway, NJ). Como tampón de carrera se usó PBS. Las fracciones
se analizaron con SDS-PAGE usando métodos de
detección con tinción de plata y Western blot. Las fracciones más
puras se guardaron. Los acúmulos resultantes se concentraron en una
célula agitada YM-100 de 50 ml usando membranas de
lámina plana de 43 mm (Amicon, Beverly, MA) a una presión de N_{2}
de 27,58-41,37 kpa.
El producto final se analizó con
SDS-PAGE usando tinción con Coomassie coloidal. Se
estimó que las proteínas L1 y L2 eran homogéneas al 70%. La
identidad de las proteínas L1 y L2 se confirmó mediante técnicas de
Western blot usando los antisueros adecuados. El producto final se
alicuotó y se almacenó a -70ºC. Este procedimiento dio lugar a un
total de 0,53 mg de proteína.
Los análisis con microscopio electrónico se
realizaron mediante Structrure Probe (West Chester, PA). Una
alícuota de la muestra se colocó en una malla de cobre de 200 mesh
recubierta de carbono. Durante 20 segundos se introdujo en la malla
una gota de ácido fosfotúngstico al 2% y a pH 7,0. La malla se dejó
secar al aire antes del análisis TME. Toda la microscopia se realizó
usando un microscopio de transmisión de electrones JEOL 100 CX (JEOL
USA, Inc.) a una tensión de aceleración de 100 kv. Las
microfotografías generadas tienen un aumento final de 100.000. Se
confirmó la presencia de partículas similares a virus de un tamaño
dentro del intervalo \leq25 nm.
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células estaban almacenadas congeladas a
-70ºC. Las células congeladas (peso húmedo=92,8 g) se descongelaron
a 20ºC-23ºC y se resuspendieron en 105 ml de
"tampón L1" (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM, EDTA
1,7 mM). Se añadieron inhibidores de la proteasa PMSF y pepstatina A
hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7 \muM,
respectivamente. La pasta celular se fragmentó a una presión de
aproximadamente 110.316 kpa pasándola tres veces en un
microfluidificador M110-Y (Microfluidics Corp.,
Newton, MA). La pasta celular fragmentada se centrifugó a 6.100 g
durante 15 minutos para eliminar restos celulares. El sobrenadante
líquido que contenía el antígeno L1 + L2 se recuperó.
El sobrenadante líquido se diluyó a 1:5 añadiendo
tampón A (MOPS 20 mM a pH 7,0) y se aplicó a una columna de captura
de intercambio aniónico (ID 5,0 cm x 4,2 cm) de resina Fractogel®EMD
TMAE-650 (S) (EM Separations, Gibbstown, NJ)
equilibrado en Tampón A. Tras un lavado con el Tampón A, se produjo
la elución del antígeno con un gradiente de 0-1,0 M
de NaCl en Tampón A. La determinación de las fracciones de la
columna que contenían la proteína L1 se realizó mediante
inmunotransferencia.
Las fracciones que contenían la proteína L1
determinadas mediante inmunotransferencia se analizaron para
determinar la cantidad de proteína total mediante el método de
Bradford, seguido por SDS-PAGE usando tinciones de
plata y técnicas de Western blot
Las fracciones TMAE que mostraban pureza
comparable y que estaban enriquecidas en la proteína L1 se
acumularon. Se procedió a la concentración del antígeno mediante
fraccionamiento con sulfato amónico. Las muestras se ajustaron a una
concentración de sulfato amónico saturada al 35% añadiendo reactivo
sólido en agitación suave, durante 10 minutos. Las muestras se
introdujeron en hielo y se dejó que se produjera la precipitación
durante 4 horas. Las muestras se centrifugaron a 12.000 g. El
precipitado se resuspendió en 20,0 ml de PBS (fosfato sódico 6,25
mM, a pH 7,2, NaCl 150 mM) que contenía EDTA 1 mM.
Los precipitados resuspendidos se sometieron, de
forma independiente, a una cromatografía en columna de exclusión por
tamaño (2,6 cm ID x 89 cm) de resina Sephacryl 500 HR (Pharmacia
Piscataway, NJ). Como tampón de carrera se usó PBS + EDTA 1 mM. Las
fracciones se analizaron con SDS-PAGE usando métodos
de detección con tinción de plata y Western blot. Las fracciones más
puras se guardaron. Los acúmulos resultantes se concentraron en una
célula agitada YM-100 de 50 ml usando membranas de
lámina plana de 43 mm (Amicon, Beverly, MA) a una presión de N_{2}
de 27,58-41,37 kpa.
El producto final se analizó con
SDS-PAGE usando tinción con Coomassie coloidal. Se
estimó que las proteínas L1 y L2 eran homogéneas al 70%. La
identidad de las proteínas L1 y L2 se confirmó mediante técnicas de
Western blot usando los antisueros adecuados. El producto final se
alicuotó y se almacenó a -70ºC. Este procedimiento dio lugar a un
total de 3,8 mg de proteína.
Ejemplo 34 (de
referencia)
Los procedimientos usados para la preparación de
cultivos de cepas congeladas, desarrollo de inóculos, fermentación y
recuperación celular de la cepa 1679 fueron esencialmente como se ha
descrito anteriormente. Después de 67 horas de incubación, se
alcanzó una densidad celular de 4,2 g de peso celular seco por litro
y produjo un total de 93 g de precipitado celular húmedo después de
la recuperación.
Los procedimientos usados para la preparación de
cultivos de cepas congeladas, desarrollo de inóculos, fermentación y
recuperación celular de la cepa 1678 fueron esencialmente como se ha
descrito anteriormente. Después de 70,5 horas de incubación, los
contenidos de dos fermentaciones de 10 l de acumularon (una
densidad celular de 8,7 g de peso celular seco por litro), que
produjeron un total de 258 g de precipitado celular húmedo después
de la recuperación.
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células de la cepa 1678 estaban almacenadas
congeladas a -70ºC. Las células congeladas (peso húmedo=
128 g) se descongelaron a 20ºC-23ºC y se resuspendieron en 140 ml de "tampón L1 modificado" (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM). Se añadieron inhibidores de la proteasa PMSF y pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7 \muM, respectivamente. La pasta celular se fragmentó a una presión de aproximadamente 110.316 kpa pasándola tres veces en un microfluidificador M110-Y (Microfluidics Corp., Newton, MA). La pasta celular fragmentada se centrifugó a 11.000 g durante 40 minutos para eliminar restos celulares. El sobrenadante líquido que contenía el antígeno L1 se recuperó.
128 g) se descongelaron a 20ºC-23ºC y se resuspendieron en 140 ml de "tampón L1 modificado" (fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 100 mM). Se añadieron inhibidores de la proteasa PMSF y pepstatina A hasta unas concentraciones finales de 2 mM y 1,7 \muM, respectivamente. La pasta celular se fragmentó a una presión de aproximadamente 110.316 kpa pasándola tres veces en un microfluidificador M110-Y (Microfluidics Corp., Newton, MA). La pasta celular fragmentada se centrifugó a 11.000 g durante 40 minutos para eliminar restos celulares. El sobrenadante líquido que contenía el antígeno L1 se recuperó.
El sobrenadante líquido se diluyó a 1:5 añadiendo
tampón A (MOPS 20 mM a pH 7,0) y se aplicó a una columna de captura
de intercambio aniónico (ID 5,0 cm x 6,4 cm) de resina Fractogel®EMD
TMAE-650 (S) (EM Separations, Gibbstown, NJ)
equilibrado en Tampón A. Tras un lavado con el Tampón A, se produjo
la elución del antígeno con un gradiente de 0-1,0 M
de NaCl en Tampón A. La determinación de las fracciones de la
columna que contenían la proteína L1 se realizó mediante
inmunotransferencia.
Las fracciones que contenían la proteína L1
determinadas mediante inmunotransferencia se analizaron para
determinar la cantidad de proteína total mediante el método de
Bradford, seguido por SDS-PAGE usando tinciones de
plata y técnicas de Western blot
Las fracciones TMAE que mostraban pureza
comparable y que estaban enriquecidas en la proteína L1 se
acumularon. Se procedió a la concentración del antígeno mediante
fraccionamiento con sulfato amónico. Las muestras se ajustaron a una
concentración de sulfato amónico saturada al 35% añadiendo reactivo
sólido en agitación suave, durante 10 minutos. Las muestras se
introdujeron en hielo y se dejó que se produjera la precipitación
durante 5 horas. Las muestras se centrifugaron a 12.000 g. El
precipitado se resuspendió en 20,0 ml de PBS (fosfato sódico 6,25
mM, a pH 7,2, NaCl 150 mM).
Los precipitados resuspendidos se sometieron, de
forma independiente, a una cromatografía en columna de exclusión por
tamaño (2,6 cm ID x 89 cm) de resina Sephacryl 500 HR (Pharmacia
Piscataway, NJ). Como tampón de carrera se usó PBS. Las fracciones
se analizaron con SDS-PAGE usando métodos de
detección con tinción de plata y Western blot. Las fracciones más
puras se guardaron. Los acúmulos resultantes se concentraron en una
célula agitada YM-100 de 50 ml usando membranas de
lámina plana de 43 mm (Amicon, Beverly, MA) a una presión de N_{2}
de 27,58-41,37 kpa.
El producto final se analizó con
SDS-PAGE usando tinción con Coomassie coloidal. Se
estimó que la proteína L1 era homogénea al 70%. La identidad de la
proteína L1 se confirmó mediante técnicas de Western blot usando los
antisueros adecuados. El producto final se alicuotó y se almacenó a
-70ºC. Este procedimiento dio lugar a un total de 7,4 mg de
proteína.
Las muestras de diluyeron (cuando fue necesario)
al 1:10 en Milli-Q-H_{2}O y 10
\mul de la muestra se dispersaron sobre membranas PCDF de
PolyScreen^{TM} (NEN Research Products, Boston, MA). Después de
que las manchas se secaron, las membranas se lavaron con agua y se
dejaron secar. Se preparó una solución de anticuerpo primario
mediante dilución del antisuero adecuado en tampón de transferencia
(5% de leche desnatada en fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, ClNa 150
mM, 0,02% de NaN_{3}). La incubación se realizó durante al menos
una hora a 20ºC-23ºC. Cada mancha se lavó durante 1
minuto, cambiando tres veces el PBS (fosfato sódico 6,25 mM, a pH
7,2, ClNa 150 mM). La solución de anticuerpos secundarios se preparó
diluyendo el adecuado antisuero conjugado ligado a la fosfatasa
alcalina en tampón de transferencia. La incubación se realizó, en
las mismas condiciones, durante al menos 1 hora. Las manchas se
lavaron como antes y se detectaron usando un sustrato NBT/BCIP de 1
etapa (Pierce, Rockford, IL).
Los anticuerpos usados para la detección fueron
los siguientes:
PVH6aL1 se detectó mediante MAB 837 (Chemicon
International, Inc., Temecula, CA). PVH6aL2 se detectó mediante los
grupos de suero de fusión de ratón antiPVH6aL2-trpE
números 641 y 647 (de producción casera por M. Rosolowski). PVH16L1
se detectó mediante MAB 885 (Chemicon International, Inc., Temecula,
CA). PVH16L2 se detectó mediante el suero de fusión de ratón
antiPVH16L2-trpE número 611 (de producción casera
por K .Jansen).
La proteína total se determinó usando el kit
comercializado Coomassie Plus® kit (Pierce, Rockford, IL). Las
muestras se diluyeron a los niveles adecuados en
Milli-Q-H_{2}O. Los volúmenes
requeridos fueron de 0,1 ml y de 1,0 ml para los protocolos
estándar y de microensayos, respectivamente. Para ambos protocolos,
se usó BSA (Pierce, Rockford, IL) para generar la curva estándar. El
ensayo se realizó siguiendo las recomendaciones del fabricante. Las
curvas estándar se representaron usando software CricketGraph® en un
ordenador Mcintosh Iici.
Todos los geles, tampones y aparatos
electroforéticos se obtuvieron de Novex (San Diego, CA) y se
utilizaron según las recomendaciones del fabricante). Brevemente,
las muestras se diluyeron a concentraciones proteicas iguales en
Milli-Q-H_{2}O y se mezclaron en
una relación 1:1 con tampón de incubación de la muestra que contenía
DTT 200 mM. Las muestras se incubaron durante 15 minutos a 100 ºC y
se cargaron en geles de Tris- glicina al 12% previamente fundidos.
Se procedió a la electroforesis de las muestras a 125 V durante 1
hora y 45 minutos. Los geles se revelaron usando tinción de plata
mediante una variación del método de Heukeshoven y Dernick [
Electrophoresis, 6 (1985) 103-112] o tinción con
Coomassie coloidal usando un kit comercializado (Integrated
Separation systems, Natick, MA). En el caso del Western blot, las
proteínas se transfirieron a membranas PVDF a 25 V durante 40
minutos. Las membranas se secaron e incubaron con soluciones de
anticuerpos, como para las técnicas de inmunotransferencia.
Las VLP purificadas se formulan según
procedimientos conocidos, tales como la mezcla de vehículos,
estabilizantes o un adyuvante vacunal farmacéuticamente aceptables.
Las VLP inmunogénicas de la presente invención pueden prepararse
para su uso como vacunas combinándolas con una composición
fisiológicamente aceptable, tales como, por ejemplo, PBS, suero
salino o agua destilada. Las VLP inmunogénicas se administras en un
intervalo de dosificación de 0,1 \mug a 100\mug, preferiblemente
de aproximadamente 1 \mug a aproximadamente 20 \mug, para
obtener el efecto inmunogénico deseado. La cantidad de VLP por
formulación puede variar según una serie de factores incluyendo pero
no limitándose a la enfermedad, el peso, la edad y el sexo del
individuo. La administración de la formulación de VLP se puede
realizar de varias formas, incluyendo pero no limitándose a, por vía
oral, subcutánea, tópica, mucosal e intramuscular. Dichas
formulaciones de VLP pueden estar comprendidas por un único tipo de
VLP (es decir, VLP de PVH6a) o por una mezcla de VLP (es decir, VLP
de PVH6a, PVH11, PVH16 y PVH18).
Opcionalmente, puede estar presente un
conservante antimicrobiano, por ejemplo, tiomersal. Los antígenos
inmunogénicos de la presente invención puede emplearse, si se desea,
en combinación con estabilizantes de vacunas y adyuvantes de
vacunas. Los estabilizantes tópicos son compuestos específicos, por
ejemplo polianiones tales como, heparina, hexasulfato de inositol,
betaciclodextrina sulfatada, excipientes menos específicos, por
ejemplo, aminoácidos, sorbitol, manitol, xilitol, glicerol,
sacarosa, dextrosa, trihalosa, y variaciones en las condiciones d la
solución, por ejemplo, pH neutro, elevada fuerza iónica (ca.sales
0,5 M-2M), cationes divalentes (Ca^{2+},
Mg^{2+}). Entre los ejemplos de adyuvantes se encuentran
Al(OH)_{3} y Al(PO_{4}). Las vacunas de la
presente invención pueden almacenarse en refrigeración o en forma
liofilizada.
Las VLP purificadas se usan para generar
anticuerpos. El término "anticuerpo", como se usa en la
presente invención, incluye anticuerpos tanto monoclonales como
policlonales así como fragmentos de los mismos, tales como
fragmentos Fv, Fab y F(ab)2 capaces de unir antígenos
o haptenos. Los anticuerpos se usan de varias maneras, incluyendo
pero no limitándose a, la purificación de VLP recombinantes, la
purificación de proteínas L1 o L2 nativas y kits. Los kits
comprenderían un vehículo dividido en compartimentos adecuado para
mantener en su interior al menos un vial. Además, el vehículo
comprendería reactivos tales como el anticuerpo antiVLP o la VLP
adecuada para detectar PVH o fragmentos de PVH o anticuerpos frente
a PVH. El vehículo puede también contener medios para la detección,
como por ejemplo antígenos marcados o sustratos enzimáticos o
similares. Los anticuerpos o las VLP o los kits son útiles para
varios propósitos, incluyendo pero no limitándose a, análisis
forenses y estudios epidemiológicos.
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células estaban almacenadas a -70ºC. Las
células congeladas (peso húmedo=180 g) se descongelaron a
20ºC-23ºC y se resuspendieron en 900 ml de "tampón
de rotura" (MOPS 50 mM, a pH 7,2, NaCl 500 mM, CaCl_{2} 1 mM).
Se añadieron inhibidores de la proteasa AEBSF y pepstatina A hasta
unas concentraciones finales de 1 mM y 1,7 \muM, respectivamente.
La pasta celular se fragmentó a una presión de aproximadamente
110316,8 kpa pasándola 4 veces en un microfluidificador
M110-Y (Microfluidics Corp., Newton, MA). A la pasta
celular fragmentada se añadió un volumen suficiente de detergente
Triton X100® al 10% (Pierce, Rockford, IL) para llevar la
concentración de TX100 a un valor de 0,5%. La pasta se agitó durante
20 horas. El lisado tratado con Triton X100 se centrifugó a 12.000 g
durante 40 minutos para eliminar restos celulares. El sobrenadante
líquido que contenía el antígeno L1 se recuperó.
El sobrenadante líquido se sometió a
diafiltración frente a cinco volúmenes de fosfato sódico 20 mM, a pH
7,2, NaCl 1,5 M usando un módulo de membrana de flujo tangencial de
300K (Filtron, Northborough, MA). Mediante técnicas de
radioinmunoensayo y de Western blot se mostró que el material
retenido en ña membrana contenía la proteína L1.
El material retenido se introdujo en una columna
de afinidad de alta resolución (ID 11,0 cm x 5,3 cm) de resina SP
Spherodex (M)® (IBF,
Villeneuve-la-Garenne, France)
equilibrada en fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 0,5 M. Tras un
lavado con el tampón de equilibrado y una etapa de lavado con
fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 1,0 M, se produjo la elución de
la proteína L1 con una etapa de lavado con fosfato sódico 20 mM, a
pH 7,2, NaCl 2,5 M. Las fracciones se recogieron durante los lavados
y la elución. Las fracciones de la columna se analizaron para
determinar la proteína total mediante el método de Bradford. A
continuación, las fracciones se analizaron mediante Western blot y
SDS-PAGE con detección con Coomassie coloidal. Las
fracciones también se analizaron mediante radioinmunoensayo.
Las fracciones SP Spherodex que mostraron pureza
comparable y enriquecidas con proteína L1 se guardaron.
El producto final se analizó con Western blot y
SDS-PAGE con detección con Coomassie coloidal. Se
estimó que la proteína L1 tenía una homogeneidad \geq90. La
identidad de la proteína L1 se confirmó mediante técnicas de Western
blot. El producto final se filtró en condiciones de asepsia a
través de una membrana de 0,22 \mum y se almacenó a 4ºC. Este
procedimiento dio lugar a un total de 100 mg de proteína.
Los análisis de microscopia electrónica se
realizaron mediante Structure Probe (West Chester, PA). Una alícuota
de cada muestra se colocó en una malla de cobre de 200 mesh
recubierta con carbono. Una gota de ácido fosfotúngstico (PTA) al 2%
se introdujo en la malla durante 20 segundos y a p 7,0. La malla se
dejó secar al aire antes del análisis de TME. Todas las técnicas
microscópicas se realizaron usando un microscopio de transmisión de
electrones JEOL 100CX (JEOL USA, Inc.) y una tensión de aceleración
de 100 kv. Las microfotografías generadas tienen un aumento final de
100.000.
La proteína total se determinó usando el kit
comercializado Coomassie Plus® kit (Pierce, Rockford, IL). Las
muestras se diluyeron a los niveles adecuados en
Milli-Q-H_{2}O. Los volúmenes
requeridos fueron de 0,1 ml y de 1,0 ml para los protocolos
estándar y de microensayos, respectivamente. Para ambos protocolos,
se usó BSA (Pierce, Rockford, IL) para generar la curva estándar. El
ensayo se realizó siguiendo las recomendaciones del fabricante. Las
curvas estándar se representaron usando software CricketGraph® en un
ordenador Mcintosh Iici.
Todos los geles, tampones y aparatos
electroforéticos se obtuvieron de Novex (San Diego, CA) y se
utilizaron según las recomendaciones del fabricante). Brevemente,
las muestras se diluyeron a concentraciones proteicas iguales en
Milli-Q-H_{2}O y se mezclaron en
una relación 1:1 con tampón de incubación de la muestra que contenía
DTT 200 mM. Las muestras se incubaron durante 15 minutos a 100 ºC y
se cargaron en geles de Tris-glicina al 12%
previamente fundidos. Se procedió a la electroforesis de las
muestras a 125 V durante 1 hora y 45 minutos. Los geles se revelaron
usando tinción de Coomassie coloidal usando un kit comercializado
(Integrated Separations Systems, Natick, MA).
En el caso del Western blot, las proteínas se
transfirieron a membranas PVDF a 25 V durante 40 minutos. Las
membranas se lavaron con
Milli-Q-H_{2}O y se dejaron secar
al aire. El anticuerpo primario fue antisuero policlonal de conejo
frente a la proteína de fusión trpE-PVH11L1 (regalo
del Dr. D. Brown). La solución de anticuerpos se preparó mediante
dilución del antisuero en tampón de transferencia (5% de leche
desnatada en fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, ClNa 150 mM, 0,02%
de NaN_{3}). La incubación se realizó durante al menos 1 hora a
20ºC-23ºC. Cada mancha se lavó durante 1 minuto,
cambiando el PBS tres veces (fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, NaCl
150 mM). La solución del anticuerpo secundario se preparó diluyendo
antisuero conjugado ligado a la fosfatasa
alcalina-IgG anticonejo de cabra (Pierce, Rockford,
IL) en tampón de transferencia. La incubación avanzó durante al
menos 1 hora en las mismas condiciones. Las manchas se lavaron como
antes y la detección se realizó usando un sustrato NBT/BCIP de 1
etapa (Pierce, Rockford, IL).
Todas las etapas se realizaron a 4ºC, a menos que
se especifique otra cosa.
Las células estaban almacenadas a -70ºC. Las
células congeladas (peso húmedo=60 g) se descongelaron en un baño de
agua a 45ºC y se resuspendieron en 300 ml de "tampón de rotura"
(MOPS 50 mM, a pH 7,2, NaCl 500 mM, CaCl_{2} 1 mM). Se añadieron
inhibidores AEBSF de la proteasa y pepstatina A hasta unas
concentraciones finales de 1 mM y 1,7 \muM, respectivamente. La
pasta celular se fragmentó a una presión de aproximadamente 110316,8
kpa pasándola 5 veces en un microfluidificador
M110-Y (Microfluidics Corp., Newton, MA). A la pasta
celular fragmentada se añadió un volumen suficiente de detergente
Triton X100® al 10% (Pierce, Rockford, IL) para llevar la
concentración de TX100 a un valor de 0,5%. La pasta se agitó durante
18 horas. El lisado tratado con Triton X100 se centrifugó a 12.000 g
durante 40 minutos para eliminar restos celulares. El sobrenadante
líquido que contenía el antígeno L1 se recuperó.
El sobrenadante líquido se sometió a
diafiltración frente a cinco volúmenes de fosfato sódico 20 mM, a pH
7,2, NaCl 0,5 M usando un módulo de membrana de flujo tangencial de
300K (Filtron, Northborough, MA). Mediante técnicas de
radioinmunoensayo y de Western blot se mostró que el material
retenido en la membrana contenía \geq90% de la cantidad original
de la proteína L1.
El material retenido se introdujo en una columna
de afinidad de alta resolución (ID 5,0 cm x 10,0 cm) de resina
POROS® 50HS (perseptive Biosystems, Cambridge, MA) equilibrada en
fosfato sódico 20 mM, a pH 7,2, NaCl 0,5 M. Tras un lavado con el
tampón de equilibrado se produjo la elución de la proteína L1 en un
gradiente lineal de concentraciones de NaCl de 0,5 M- 1,5 en fosfato
sódico 20 mM a pH 7,2, NaCl. Las fracciones se recogieron durante
los lavados y la elución. Las fracciones de la columna se analizaron
para determinar la proteína total mediante el método de Bradford. A
continuación, las fracciones se analizaron mediante Western blot y
SDS-PAGE con detección con Coomassie coloidal. Las
fracciones también se analizaron mediante radioinmunoensayo.
Las fracciones de la columna que mostraron pureza
comparable y enriquecidas con proteína L1 se guardaron. Las
fracciones agrupadas se filtraron en condiciones de asepsia a través
de una membrana de 0,22 \mum. El producto se concentró en una
célula agitada de 50 ml usando membranas YM-100 de
lámina plana de 43 mm (Amicon, Beverly, MA) a una presión de N_{2}
de 27,58-41,37 kpa. El producto se almacenó a 4ºC.
Este procedimiento dio lugar a un total de 2,7 mg de proteína.
Posteriormente, una muestra del producto final se
concentró mediante precipitación con TCA y se analizó con las
técnicas de transferencia Western y SDS-PAGE con
detección con Coomassie coloidal. Mediante densitometría de geles
teñidos con Coomassie coloidal se mostró que la proteína L1 tenía
una homogeneidad \geq90%. La identidad de la proteína L1 se
confirmó mediante transferencia Western.
Los análisis de microscopia electrónica se
realizaron mediante Structure Probe (West Chester, PA). Una alícuota
de cada muestra se colocó en una malla de cobre de 200 mesh
recubierta con carbono. Una gota de ácido fosfotúngstico (PTA) al 2%
se introdujo en la malla durante 20 segundos y a p 7,0. La malla se
dejó secar al aire antes del análisis de TME. Todas las técnicas
microscópicas se realizaron usando un microscopio de transmisión de
electrones JEOL 100CX (JEOL USA, Inc.) y una tensión de aceleración
de 100 kv. Las microfotografías generadas tienen un aumento final de
100.000.
La proteína total se determinó usando el kit
comercializado Coomassie Plus® kit (Pierce, Rockford, IL). Las
muestras se diluyeron a los niveles adecuados en
Milli-Q-H_{2}O. Los volúmenes
requeridos fueron de 0,1 ml y de 1,0 ml para los protocolos
estándar y de microensayos, respectivamente. Para ambos protocolos,
se usó BSA (Pierce, Rockford, IL) para generar la curva estándar. El
ensayo se realizó siguiendo las recomendaciones del fabricante. Las
curvas estándar se representaron usando software CricketGraph® en un
ordenador Mcintosh Iici.
Todos los geles, tampones y aparatos
electroforéticos se obtuvieron de Novex (San Diego, CA) y se
utilizaron según las recomendaciones del fabricante). Brevemente,
las muestras se diluyeron a concentraciones proteicas iguales en
Milli-Q-H_{2}O y se mezclaron en
una relación 1:1 con tampón de incubación de la muestra que contenía
DTT 200 mM. Las muestras se incubaron durante 15 minutos a 100 ºC y
se cargaron en geles de Tris- glicina al 12% previamente fundidos.
Se procedió a la electroforesis de las muestras a 125 V durante 1
hora y 45 minutos. Los geles se revelaron usando tinción con
Coomassie coloidal usando un kit comercializado (Integrated
Separations Systems, Natick, MA).
En el caso del Western blot, las proteínas se
transfirieron a membranas PVDF a 25 V durante 40 minutos. Las
membranas se lavaron con Milli-Q-H2O
y se dejaron secar al aire. El anticuerpo primario fue MAB 837
(Chemicon International, Inc., Temecula, CA), que había sido unido
covalentemente a la enzima fosfatasa alcalina (j. Cook, MRL). La
solución del anticuerpo se preparó mediante la dilución del
antisuero en tampón de transferencia (5% de leche desnatada en
fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, ClNa 150 mM, 0,02% de NaN_{3}).
La incubación se realizó durante al menos 1 hora a
20ºC-23ºC. Cada mancha se lavó durante 1 minuto,
cambiando el PBS tres veces (fosfato sódico 6,25 mM, a pH 7,2, NaCl
150 mM). Las manchas se detectaron usando un sustrato NBT/BCIP de 1
(Pierce, Rockford, IL).
(1)INFORMACIÓN GENERAL:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- SOLICITANTE: Lehman, Ernest D.
\hskip3,4cmCook, James C III.
\hskip3,4cmGeorge, Hugh A.
\hskip3,4cmHofmann, Kathryn J.
\hskip3,4cmJansen, Kathrin U.
\hskip3,4cmJoyce, Joseph G.
\hskip3,4cmMarkus, Henry Z.
\hskip3,4cmSchultz, Loren D.
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TÍTULO DE LA INVENCIÓN: PROTEINAS PURIFICADAS DEL PAPILOMAVIRUS
\vskip0.666000\baselineskip
- (iii)
- NÚMERO DE SECUENCIAS: 20
\vskip0.666000\baselineskip
- (iv)
- DIRECCIÓN POSTAL:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- DESTINATARIO: Carty, Christine E.
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- CALLE: 126 E. Lincoln Avenue, PO Box 2000
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CIUDAD: Rahway
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- ESTADO: New Jersey
\vskip0.333000\baselineskip
- (E)
- PAÍS: EE.UU.
\vskip0.333000\baselineskip
- (F)
- CÓDIGO POSTAL: 07065-0907
\vskip0.666000\baselineskip
- (v)
- FORMA DE LECTURA INFORMÁTICA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- TIPO MEDIO: Disquete
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- ORDENADOR: PC IBM COMPATIBLE
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- SISTEMA OPERATIVO: PC-DOS/MS-DOS
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- SOFTWARE: PatentIn Release 1.0, versión 1.25
\vskip0.666000\baselineskip
- (vi)
- FECHA DE SOLICITUD ACTUAL:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- NÚMERO DE SOLICITUD: US 08/339.368
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- FECHA DE PRESENTACIÓN: 14 de noviembre de 1994
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CLASIFICACIÓN:
\vskip0.666000\baselineskip
- (viii)
- INFORMACIÓN DEL ABOGADO/AGENTE:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- NOMBRE: Carty, Christine E.
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- NÚMERO DE REGISTRO: 36.099
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- REFERENCIA/EXPEDIENTE: 19341Y
\vskip0.666000\baselineskip
- (ix)
- INFORMACIÓN DE TELECOMUNICACIÓN:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- TELÉFONO: (908)594-6734
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TELEFAX: (908) 594-4720
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 1:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 30 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 1:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipCTTAAAGCTT ATGTCACTTT CTCTTGTATC
\hfill30
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 2:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 30 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 2:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTGATAAGCTT GCTCAATGGT TCTCTTCCTC
\hfill30
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 3:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 3:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTGGTCATCCC AAATCTTGAA A
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 4:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 4:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipCACCGTAGTG TTTGGAAGCG A
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 5:
\vskip0.666000\baselineskip
(i) CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.666000\baselineskip
(A) LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.666000\baselineskip
(B) TIPO: ácido nucleico
\vskip0.666000\baselineskip
(C) CADENA: sencilla
\vskip0.666000\baselineskip
(D) TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
(ii) TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
(xi) DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº
5:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAGGCTACCA GCGAGCCGGG C
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 6:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 6:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGGCCAGTGGG CCAACAGGTT C
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 7:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 34 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 7:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAGAGATCTT ACCTTTTAGT TTTGGCGCGC TTAC
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 8:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 45 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 8:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipCTCAGATCTC ACAAAACAAA ATGTGGCGGC CTAGCGACAG CACAG
\hfill45
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 9:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 34 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 9:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAGAGATCTT ACCTTTTAGT TTTGGCGCGC TTAC
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 10:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 45 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 10:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTCCCCCGGGC ACAAAACAAA ATGGCACATA GTAGGGCCCG ACGAC
\hfill45
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 11:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 38 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 11:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTCCCCCGGGC TAGGCCGCCA CATCTGAAAA AAATAAGC
\hfill38
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 12:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 38 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 12:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAAGATCTTC AAAACAAAAT GGCAGTGTGG CTGTCTAC
\hfill38
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 13:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 34 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 13:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAAGATCTTT ATTAAGTACG TCTCTTGCGT TTAG
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 14:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 39 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\newpage
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 14:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGGAATTCACA AAACAAAATG GTTGCACGGT CACGAAAAC
\hfill39
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 15:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 32 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 15:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGGAATTCTTA TTCTGCGTAG ACAGCCACAC TG
\hfill32
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 16:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 35 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 16:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAGAGATCTT ACAGCTTACG TTTTTTGCGT TTAGC
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 17:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 47 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 17:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipCTCAGATCTC ACAAAACAAA ATGTCTCTTT GGCTGCCTAT GTAGGCC
\hfill47
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 18:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 35 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 18:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipGAGAGATCTT ACAGCTTACG TTTTTTGCGT TTAGC
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 19:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 45 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 19:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTCCCCCGGGC ACAAAACAAA ATGCGACACA AACGTTCTGC AAAAC
\hfill45
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.666000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN DE LA SEC ID Nº 20:
\vskip0.666000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.333000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 33 pares de bases
\vskip0.333000\baselineskip
- (B)
- TIPO: ácido nucleico
\vskip0.333000\baselineskip
- (C)
- CADENA: sencilla
\vskip0.333000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: lineal
\vskip0.666000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.666000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEC ID Nº 20:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
\dddseqskipTCCCCCGGGC TAGGCAGCCA AAGAGACATC TGA
\hfill33
Claims (5)
1. Un procedimiento para producir una proteína
purificada de la cápsida de papilomavirus, que comprende:
- (a)
- transformar una levadura hospedadora con una molécula de ADN recombinante que codifica una proteína seleccionada de entre la proteína L1 de papilomavirus y las proteínas L1 + L2 de papilomavirus;
- (b)
- cultivar el hospedador transformado en condiciones que permitan la expresión de la molécula de ADN recombinante para producir una proteína bruta recombinante de papilomavirus; y
- (c)
- purificar la proteína bruta recombinante de papilomavirus con una única etapa de cromatografía usando cromatografía de intercambio iónico para producir la proteína purificada, siendo la proteína al menos un 90% pura.
2. Un procedimiento según la reivindicación 1, en
el que la levadura es Saccharomyces cerevisiae.
3. Un procedimiento según las reivindicaciones 1
ó 2, en el que la cromatografía de intercambio iónico se realiza
sobre una resina POROS®.
4. Un procedimiento según las reivindicaciones 1,
2 ó 3, en el que el papilomavirus se selecciona de entre
papilomavirus humano y papilomavirus de conejo de cola de
algodón.
5. Un procedimiento según la reivindicación 4, en
el que el papilomavirus humano se selecciona de entre PVH6a, PVH6b,
PVH11, PVH16, PVH18, PVH31, PVH33, PVH35, PVH41, PVH45 y PVH58.
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