EP3780954A1 - Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon - Google Patents

Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon

Info

Publication number
EP3780954A1
EP3780954A1 EP19717903.9A EP19717903A EP3780954A1 EP 3780954 A1 EP3780954 A1 EP 3780954A1 EP 19717903 A EP19717903 A EP 19717903A EP 3780954 A1 EP3780954 A1 EP 3780954A1
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
graft
composition
oxygen
sealed container
extracellular
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Pending
Application number
EP19717903.9A
Other languages
German (de)
English (en)
Inventor
Franck Zal
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Hemarina SA
Original Assignee
Hemarina SA
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Hemarina SA filed Critical Hemarina SA
Publication of EP3780954A1 publication Critical patent/EP3780954A1/fr
Pending legal-status Critical Current

Links

Classifications

    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N1/00—Preservation of bodies of humans or animals, or parts thereof
    • A01N1/02—Preservation of living parts
    • A01N1/0236—Mechanical aspects
    • A01N1/0263—Non-refrigerated containers specially adapted for transporting or storing living parts whilst preserving, e.g. cool boxes, blood bags or "straws" for cryopreservation
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N27/00—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means
    • G01N27/26—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means by investigating electrochemical variables; by using electrolysis or electrophoresis
    • G01N27/403—Cells and electrode assemblies
    • G01N27/406—Cells and probes with solid electrolytes
    • G01N27/407—Cells and probes with solid electrolytes for investigating or analysing gases
    • G01N27/409—Oxygen concentration cells
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N1/00—Preservation of bodies of humans or animals, or parts thereof
    • A01N1/02—Preservation of living parts
    • A01N1/0205—Chemical aspects
    • A01N1/021—Preservation or perfusion media, liquids, solids or gases used in the preservation of cells, tissue, organs or bodily fluids
    • A01N1/0226—Physiologically active agents, i.e. substances affecting physiological processes of cells and tissue to be preserved, e.g. anti-oxidants or nutrients
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N1/00—Preservation of bodies of humans or animals, or parts thereof
    • A01N1/02—Preservation of living parts
    • A01N1/0236—Mechanical aspects
    • A01N1/0263—Non-refrigerated containers specially adapted for transporting or storing living parts whilst preserving, e.g. cool boxes, blood bags or "straws" for cryopreservation
    • A01N1/0273—Transport containers
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N1/00—Preservation of bodies of humans or animals, or parts thereof
    • A01N1/02—Preservation of living parts
    • A01N1/0278—Physical preservation processes
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01N—PRESERVATION OF BODIES OF HUMANS OR ANIMALS OR PLANTS OR PARTS THEREOF; BIOCIDES, e.g. AS DISINFECTANTS, AS PESTICIDES OR AS HERBICIDES; PEST REPELLANTS OR ATTRACTANTS; PLANT GROWTH REGULATORS
    • A01N1/00—Preservation of bodies of humans or animals, or parts thereof
    • A01N1/02—Preservation of living parts
    • A01N1/0236—Mechanical aspects
    • A01N1/0242—Apparatuses, i.e. devices used in the process of preservation of living parts, such as pumps, refrigeration devices or any other devices featuring moving parts and/or temperature controlling components
    • A01N1/0247—Apparatuses, i.e. devices used in the process of preservation of living parts, such as pumps, refrigeration devices or any other devices featuring moving parts and/or temperature controlling components for perfusion, i.e. for circulating fluid through organs, blood vessels or other living parts
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N2496/00—Reference solutions for assays of biological material
    • G01N2496/70—Blood gas control solutios containing dissolved oxygen, bicarbonate and the like

Definitions

  • the present invention relates to a method of monitoring (monitoring) the oxygenation of a graft, waiting for its transplantation.
  • the delivery of grafts requires particularly strict hygiene and temperature conditions in order to keep the graft in a state of being implanted.
  • the conventional graft delivery procedure comprises a first explantation step in which the graft is taken from a donor under aseptic conditions, usually in the operating room. The graft is then placed in a sealed pot which is placed in a first sealed plastic bag by a clip closure. This set is then placed in a second plastic bag of the same type and closed in the same way. The whole is arranged in an insulating transport cooler filled with a refrigerant substance (for example ice and / or eutectic gels) which makes it possible to maintain the graft at a temperature slightly above 0 ° C.
  • a refrigerant substance for example ice and / or eutectic gels
  • the bags covering the sealed pot preserve the graft from contact with the refrigerant and the ambient air potentially carrying germs. Arrived at destination, the set consisting of the two bags and the jar containing the graft is removed from the insulating transport cooler and introduced into the implantation room, which is also aseptic.
  • the graft has a limited life span, which varies by organ (for example 4 hours for a heart, 10 hours for a liver and lungs, 36 hours for a kidney).
  • the Applicant has now found a method answering this problem.
  • This method is simple to perform, and can extend the life of the graft.
  • the method according to the invention makes it possible to evaluate the oxygenation of the graft.
  • the subject of the invention is therefore a method for monitoring (or monitoring) the oxygenation of a graft, comprising:
  • the organ preservation solution is mixed with at least one oxygen carrier, to obtain a composition.
  • the organ preservation solution is mixed with at least one oxygen carrier selected from Annelides extracellular hemoglobin, its globins and globin protomers, to obtain a composition in the sealed container;
  • steps c) and d) being performed simultaneously or in any order.
  • the method according to the invention is thus concerned with a physiological parameter, i.e. the amount of dissolved oxygen present in the medium surrounding the graft. It thus accurately reflects the viability of the graft.
  • the method according to the invention may comprise a step e) of transporting the sealed container, in particular to the place of transplantation of the graft to a recipient.
  • the recipient is preferably a mammal.
  • the recipient is a human, in particular waiting for a transplant, or a non-human mammal, for example a pig.
  • the method according to the invention comprises a step a) of supplying an organ preservation solution in a sealed container.
  • an organ preservation solution is in particular as described below.
  • the organ preservation solution is mixed with at least one oxygen carrier.
  • the organ preservation solution comprises at least one oxygen carrier.
  • Such an oxygen carrier is advantageously selected from reversibly oxygen-binding molecules.
  • a transporter is chosen from Annelides extracellular hemoglobin, globins and globin protomers.
  • the method according to the invention thus comprises a step a) of mixing an organ preservation solution with at least one oxygen carrier, preferably at least one molecule chosen from Annelides extracellular hemoglobin. , globins and protomers of globin, to obtain a composition, in a sealed container.
  • step a) thus comprises:
  • At least one oxygen carrier preferably at least one globin, a globin protomer or an extracellular Annelides hemoglobin, and
  • the oxygen carrier according to the invention is preferably at least one molecule chosen from Annelides extracellular hemoglobin, globins and globin protomers.
  • the extracellular hemoglobin of Annelids is present in the three classes of Annelids: Polychaetes, Oligochaetes and Achetes. We speak of extracellular hemoglobin because it is naturally not contained in a cell, and can therefore circulate freely in the blood system without chemical modification to stabilize or make it functional.
  • Annelides extracellular hemoglobin is a giant biopolymer of molecular weight between 2000 and 4000 kDa, consisting of about 200 polypeptide chains between 4 and 12 different types that are generally grouped into two categories.
  • the first category comprising 144 to 192 elements, groups together so-called "functional" polypeptide chains which carry an active heme-type site and are capable of reversibly binding oxygen; they are globin-like chains with masses between 15 and 18 kDa and are very similar to vertebrate type a and b chains.
  • the second category counting from 36 to 42 elements, groups polypeptide chains called "structure” or “linkers” having little or no active site but allowing the assembly of subunits called twelfths or protomers.
  • Each molecule of hemoglobin consists of two superimposed hexagons which are called hexagonal bilayer and each hexagon is itself formed by the assembly of six subunits (or “twelfths” or “protomers”). ) in the form of a drop of water.
  • the native molecule consists of twelve of these subunits (dodecamer or protomer). Each subunit has a molecular weight between 200 and 250 kDa, and is the functional unit of the native molecule.
  • the extracellular hemoglobin of Annelids is selected from the extracellular hemoglobins of Polychaete Annelids, preferably from the extracellular hemoglobins of the family Arenicolidae and the extracellular hemoglobins of the family Nereididae. Even more preferentially, the extracellular hemoglobin of Annelides is chosen from the extracellular hemoglobin of Arenicola marina and the extracellular hemoglobin of Nereis, more preferably the extracellular hemoglobin of Arenicola marina.
  • the composition may also comprise at least one globin protomer of Annelides extracellular hemoglobin. Said protomer constitutes the functional unit of native hemoglobin, as indicated above.
  • composition may also comprise at least one globin chain of Annelides extracellular hemoglobin.
  • a globin chain may in particular be chosen from the Ax and / or Bx type globin chains of Annelides extracellular hemoglobin.
  • Annelides extracellular hemoglobin and its globin protomers have intrinsic superoxide dismutase (SOD) activity, and therefore require no antioxidants to function, in contrast to the use of mammalian hemoglobin, for which the molecules Antioxidants are contained inside the red blood cell and are not related to hemoglobin.
  • SOD superoxide dismutase
  • Annelides extracellular hemoglobin, its globin protomers and / or globins do not require a cofactor to function, unlike mammalian hemoglobin, especially human hemoglobin.
  • the extracellular hemoglobin of Annelides, its protomers of globin and / or its globins not having a blood typing, they make it possible to avoid any problem of immunological reaction.
  • the extracellular hemoglobin of Annelids in particular the extracellular hemoglobin of Arenicola marina, makes it possible to transfer oxygen to the graft for several hours, for example at least 10 hours, preferably at least 15 hours. hours, preferably at least 20 hours, preferably at least 21, 22, 23, 25 or 28 hours, especially compared to the preservation solution alone.
  • the extracellular hemoglobin of Annelides makes it possible to maintain the pO 2 of the solution or composition in which the graft is immersed at a constant level for several hours, for example at least 10 hours, preferably at least 15 hours, preferably at least 20 hours, preferably at least 21, 22, 23, 25, 28 or 30 hours.
  • the organ preservation solution makes it possible to maintain the basic metabolism of the constituent cells of the graft. It serves a triple purpose: to wash the arterial blood of the graft, to bring the graft homogeneously to the desired temperature of preservation, and to protect and prevent lesions caused by ischemia and reperfusion and to optimize the recovery of function.
  • the organ preservation solution is therefore clinically acceptable.
  • the organ preservation solution is an aqueous solution having a pH of between 6.5 and 7.5, comprising salts, preferably chloride, sulfate, sodium, calcium, magnesium and potassium ions; sugars, preferably mannitol, raffinose, sucrose, glucose, fructose, lactobionate (which is a sealant), or gluconate; antioxidants, preferably glutathione; active agents, preferably xanthine oxidase inhibitors such as allopurinol, lactates, amino acids such as histidine, glutamic acid (or glutamate), tryptophan; and optionally colloids such as hydroxyethyl starch, polyethylene glycol or dextran.
  • salts preferably chloride, sulfate, sodium, calcium, magnesium and potassium ions
  • sugars preferably mannitol, raffinose, sucrose, glucose, fructose, lactobionate (which is a sealant), or glucon
  • the organ preservation solution is chosen from:
  • Hydroxyethyl starch 50 g / L
  • IGL-1 ® having an osmolality of 320 mOsm / kg and a pH of 7.4, of the following formulation, for one liter in water:
  • Polyethylene glycol (molecular weight: 35 kDa): 1 g / L,
  • Lactobionic acid 80 mM
  • Multi Organs Abs ® 30 and SCOT Vascular Grafts ® Macopharma comprising in particular both the high molecular weight polyethylene glycol (20 kDa),
  • BMPS Belzer ® or Belzer solution infusion machine or KPS1, especially comprising 100 mEq / L of sodium, 25 mEq / L potassium, pH 7.4 at ambient temperature, and having an osmolarity of 300 mOsm / L,
  • Soltran ® having an osmolality of 486 mOsm / kg and a pH of 7.1, and of the following formulation for one liter in water:
  • Glucose 5 mM Ringer lactate ® , of the following formulation, in water, the pH being between 6.0 and 7.5 at room temperature, and having an osmolarity of 276.8 mOsmol / L:
  • Lactates 27.7 mM
  • Steen® solution comprising human serum albumin, dextran and extracellular electrolytes with a low concentration of potassium.
  • the composition of step a) has a pH of between 6.5 and 7.6, and comprises: at least one globin, a globin protomer or an extracellular hemoglobin of Annelides, preferably of Arenicolidae,
  • NaOH preferably in an amount of between 20 and 125 mM
  • KH 2 PO 4 preferably in an amount of between 20 and 25 mM
  • MgCl 2 preferably in an amount of between 3 and 5 mM
  • adenosine preferably in an amount of between 3 and 5 mM
  • glutathione preferably in an amount of between 2 and 4 mM
  • allopurinol preferably in an amount of between 0 and 1 mM
  • the extracellular hemoglobin of Annelides, its protomers of globin and / or its globins is present at a concentration, relative to the final volume of composition, of between 0.001 mg / ml and 100 mg / ml, preferably between 0.005 mg and 20 mg / ml, more preferably between 0.5 mg / ml and 5 mg / ml, in particular 1 mg / ml.
  • the composition of step a) has an osmolarity of between 250 and 350 mOsm / L, preferably between 275 and 310 mOsm / L, preferably about 302 mOsm / L.
  • the sealed container used in the process according to the invention, especially in step a), is any container suitable for the transport of graft.
  • Such containers are known from the prior art.
  • the container is as described in application FR2994163.
  • the sealed container corresponds to the Biotainer 2.8L kit. It can be included in a carrying case, such as the one marketed under the name Vitalpack® EVO TM by E3 Cortex.
  • the sealed container is a pot (or rigid primary packaging) - of sufficient size to contain the graft and the composition of step a) - closed by a lid provided with a handle.
  • the cover comprises an opening, preferably circular, allowing the passage of the oxygen probe. This opening is waterproof: the edges of the opening are preferably coated with a seal and allow the attachment of the oxygen sensor.
  • the sealed container is placed in a flexible plastic container as defined below, defining a first sealed internal volume called useful volume and a second sealed volume called reserve volume adjacent to the first volume, a sealing member extending between the two volumes to define a hermetic border between the two volumes.
  • the sealed container is placed in the useful volume.
  • the sealed container, placed in the useful volume of the container can be placed in a carrying case.
  • a refrigerant, especially used during transport, can be placed in the container.
  • the flexible plastic container defines a first hermetic interior volume (useful volume) and a second hermetic volume (reserve volume) adjacent to the first volume, a sealing member extending between the two volumes to define a boundary hermetic between the two volumes.
  • the first volume has at its end opposite the second volume a device for opening and sealing a first access to the first volume, the second volume being shaped so that a cut through the second volume, releases two prehensile portions of the container whose spacing removes the hermetic boundary between the two volumes to form a second access to the first volume distinct from the first access.
  • the cutting of the reserve volume protects the sealing element of any retention of liquid especially from the refrigerant substance used during transport.
  • any traces of liquid remain on the outer wall of the container, the inside of the prehensile portions (and therefore the sealing element) being preserved from any pollution.
  • the spacing of the prehensile portions ensures that no pollution can migrate to the sealing member.
  • the introduction of the sealed container by a first access and its extraction by a second access preserves the sealed container, preventing it from being exposed to possible contamination of the first access that would have occurred during packaging operations.
  • such a container is made by superposition of two sheets of flexible plastic material having free edges secured together.
  • the container can be easily made to the dimensions of the contents (sealed container).
  • the secured edges of the plastic sheets can be secured with peelable bonds. This then allows, by simple pulling, a corolla opening of the bag over its entire length and releases the contents without it being necessary to roll up the package around the sealed container.
  • the sealing element comprises a peelable connection between two plastic surfaces.
  • step a an organ preservation solution contained in a sealed container is thus obtained.
  • a hemoglobin, globin, or Annelid globin protomer composition and an organ preservation solution, contained in a sealed container are preferably obtained.
  • Step b) then comprises immersing the graft in this composition.
  • the graft can be any organ that can be transplanted.
  • the graft is a kidney, a heart, a pancreas, a lung, a liver or a whole heart-lungs.
  • a graft immersed in the solution obtained in step a) or in the composition obtained in step a) is then obtained.
  • the graft is fully immersed in the solution or composition.
  • the amount of solution or composition used varies according to the volume of the graft.
  • the weight ratio composition in milliliter: graft (in grams) is between 2: 1 and 4: 1.
  • the method according to the invention comprises introducing an oxygen probe into the solution or composition obtained in a), or into the composition of step b): this is step c).
  • the oxygen probe is directly introduced into the composition, and not on the graft.
  • the conventional graft oxygenation monitoring typically comprises the evaluation of the total organ oxygen consumption rate (WOOCR), and uses an oxygen probe which is placed directly on the irrigation systems of the graft, for example on the artery and the vein (thus upstream and downstream) of the graft.
  • WOOCR total organ oxygen consumption rate
  • Such manipulation is not necessarily easy to implement, takes a certain time (at least a few minutes), and can be harmful for the graft.
  • the oxygen sensor is directly introduced into the composition or the solution in which the graft bathes. This avoids any invasive step in the graft.
  • step c) of the process according to the invention preferably comprises the introduction of a single oxygen probe into the solution or composition obtained in a), or into the composition of step b).
  • the oxygen sensor is preferably unique.
  • the process according to the invention does not use two oxygen probes.
  • the oxygen probe introduced is not particularly brought into contact with the graft, in particular is not placed directly on a graft irrigation system (i.e. artery or vein).
  • the oxygen probe is introduced into the organ preservation solution comprising at least one oxygen carrier, in which the graft is immersed.
  • the oxygen probe, or oximeter, used makes it possible to measure the concentration of molecular oxygen in the liquid mixture obtained in a) or b), thus to measure the quantity of dissolved oxygen present in the solution or composition of step a) or in the composition of step b). This measure avoids any invasive step in the graft.
  • the oxygen probe is a Clark electrode. It comprises a probe head coated with a membrane, the probe head consisting of an electrode composed of a platinum cathode and a silver anode immersed in an electrolyte (in particular an alkaline solution of sodium phosphate Na 3 PO 4, for example at 50 g / L).
  • an electrolyte in particular an alkaline solution of sodium phosphate Na 3 PO 4, for example at 50 g / L.
  • the electrolyte - electrolyte assembly is separated from the liquid medium by the membrane, which is permeable to oxygen but impermeable to water and ions.
  • the operating principle is as follows: a potential difference (for example 800 mV) is established between anode and cathode, the oxygen present between the electrodes is reduced. The intensity of the resulting current is proportional to the oxygen concentration in the electrolyte.
  • a potential difference for example 800 mV
  • the oxygen sensor is a sensor for measuring dissolved oxygen by optical measurement, in particular by luminescence.
  • it does not include a membrane or electrolyte.
  • Such a probe is commercially available, especially under the reference Optod (Digisens range) by Ponsel.
  • the oxygen probe is a portable model, preferably a pocket model.
  • it is the ProfiLine Oxi 3205 model of WTW.
  • the probe is sealed. Preferably, it is fixed on the lid of the sealed container.
  • step c) the oxygen probe is placed directly in the composition, therefore in the medium in which the graft is immersed. This is much simpler and convenient, and faster. In addition, this step is not harmful for the graft because strictly non-invasive.
  • the oxygen probe may be directly introduced into the solution or composition obtained in step a), and then the graft is added to said composition.
  • the graft is first added to the solution or composition of step a), and then the oxygen probe is introduced into the resulting mixture.
  • the probe since the probe is in particular fixed on the lid of the sealed container, it can be introduced into the mixture at the same time as the step of fixing the lid on the sealed container, thus at the same time as step d).
  • the method according to the invention comprises a step d) of closing the sealed container.
  • steps c) and d) can be performed simultaneously or in any order.
  • the probe in the case where the probe is fixed on the lid of the sealed container, it can be introduced into the mixture at the same time as the step of fixing the lid on the sealed container; in this case steps c) and d) are simultaneous.
  • step c) takes place before step d); either after closing the container: in this case, step d) takes place before step c).
  • the graft can be transported in good conditions to its destination.
  • the monitoring of the oxygenation of the graft is performed in real time.
  • the transport can be carried out by any means (land or air transport), and requires no special condition. This is advantageous compared to the use of oxygen gas, which is present in specific containers (bottles in general) maintained at a given pressure, so less easy to transport (especially by air).
  • Step e) of transport can be carried out by placing the sealed container in a suitable container.
  • a suitable container is known from the prior art, and is suitable for graft transport.
  • this container is a carrying case, for example as described in application EP1688124. It is more particularly a bag for the transport of a graft for a transplant involving at least one inner wall delimiting at least two compartments each having a working part, a first compartment being intended to receive one or more bottles and / or pots of biological samples from the donor (for example blood) protected by a block of flexible and elastic material while a second compartment contains an isothermal tank for receiving the sealed container according to the invention.
  • the isothermal tank may comprise crushed ice or blocks of eutectic material.
  • the transport is carried out by placing the sealed container in a bag marketed under the name Vitalpack® EVO TM by E3 Cortex.
  • the graft can be preserved in dynamic perfusion.
  • the process according to the invention may also comprise, after step d) and / or e), a step e ') of establishing a calibration curve representing the pO 2 of the composition obtained in a) in which the graft is immersed, optionally normalized with respect to graft weight, as a function of time.
  • the pO 2 is in particular expressed in mmHg or in bar or in%.
  • this calibration curve makes it possible to deduce, for a given graft, the optimal duration of oxygenation. For example, for a kidney, obtaining a calibration curve makes it possible to deduce the maximum duration of oxygenation, if a pO 2 of at least 50% is desired.
  • the present invention also relates to a method for determining the viability of a graft, including the use of the calibration curve described above. This curve is obtained in particular according to the method described above.
  • Such a method for determining the viability of a graft comprises in particular the following steps:
  • step (i) providing an organ preservation solution in a sealed container.
  • step (i) comprises mixing an organ preservation solution with at least one oxygen carrier selected from Annelides extracellular hemoglobin, its globins and globin protomers, in order to obtain a composition, in a sealed container;
  • step (ii) the maximum time elapsing between step (ii) and the end of step (v) is determined according to the calibration curve described above, keeping said pO2 at a physiologically acceptable value.
  • physiologically acceptable pO 2 value is meant a value that allows viability of the graft.
  • the purpose of this study is to establish a link between the effects of extracellular hemoglobin Arenicola marina (M101) on the reduction of ischemia / reperfusion injury in static cold preservation and the mechanism of action of the molecule.
  • M101 extracellular hemoglobin Arenicola marina
  • sequential measurements are performed both at the functional level and at the cellular level.
  • HEM02life® Hemarina SA
  • HEM02life® Hemarina SA
  • the kidneys were washed with 200 ml of UW (Bridge to Life) organ preservation solution or 200 ml of UW + 1 g / L HEM02life®. The kidneys were weighed after tightening. The kidneys were immersed immediately in an organ reservoir hermetically sealed and filled with 800 ml of their respective solutions (standard solution: UW and UW + HEM02life® 1 g / L) at 6 ° C.
  • Oxygen binding the functionality of M101 is followed by spectrophotometry allowing the characterization of oxyhemoglobin (Hb02) and deoxyhemoglobin (deoxy-Hb).
  • the absorption spectra are recorded over the range 370-640 nm (UVmc2, SAFAS, Monaco) according to the method described by Thuiller et al. 201 1, Supplementation With a New Therapeutic Oxygen Carrier Reduces Chronic Fibrosis and Organ Dysfunction in Kidney Static Preservation: A New 02 Therapeutic Molecule Improves Static Kidney Preservation. Am J Transplant. 201 Sep 1; 1 (9): 1845-60.
  • Dissolved 02 (d02) and pH are measured using a 02 sensor (WTW Oxi 3205) and a pH sensor (WTW pH31 10) directly in the closed (hermetic) tank.
  • the spectral signature of M101 from 52h to 55h is characteristic of deoxyHb and shows that the molecule has transferred all its oxygen to the solution.
  • the pO 2 was measured at 100% O 2 dissolved in both tanks at t0 and did not decrease for 55 h at 6 ° C.
  • the pO 2 is indexed to 100% O 2 dissolved at 6 ° C at the beginning of the experiment. The first hour, the pO 2 decreases rapidly to 50% in both solutions.
  • the results on the pO 2 are in FIG. 1.
  • the pO 2 continues to decrease sharply in the solution which does not contain HEM02life® to reach 0% after 24 h.
  • HEM02life® is a good oxygen transporter and is able to distribute it as it is stored, up to 52 hours.
  • the parallel measurements of pO 2 and the functional analysis show that at that time, dissolved G0 2 is at 0% in the preservation solution, which means that HEM02life® delivered all its transported oxygen.
  • HEM02life® is a very good oxygen donor to a fluid. The molecule distributes oxygen to maintain 50% O 2 dissolved from 1 h to 30 h, then until the depletion of oxygen transported from 30h to 52h. A decline is observable at 30h and G02 dissolved slowly decreases to 0% at 52h. Without HEM02life®, 50% of the pO 2 is reached after 1 h, and the pO 2 is already 0% after 24 h.
  • the pH results are in FIG. 2.
  • the pH was measured. It is very stable in both tanks containing UW (pH 7.4), and UW + HEM02life® 1 g / L (pH 7.5).
  • the pH is very stable in the HEM02life® solution 1 g / L, around 7.4, from the beginning to 55 hours.
  • the pH in the UW preservation solution without HEM02life® 1 g / L decreases from 7.4 to 7.1 in 55 hours. The difference is probably explained by the acidosis of the reservoir containing the kidney without HEM02life® 1 g / L.

Landscapes

  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Dentistry (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Environmental Sciences (AREA)
  • Hematology (AREA)
  • Mechanical Engineering (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Biophysics (AREA)
  • Physiology (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • Electrochemistry (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • General Physics & Mathematics (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Pathology (AREA)
  • Agricultural Chemicals And Associated Chemicals (AREA)

Abstract

La présente invention a pour objet un procédé de suivi de l'oxygénation d'un greffon, comprenant : a) le mélange d'une solution de préservation d'organe avec au moins un transporteur d'oxygène, de préférence choisie parmi l'hémoglobine extracellulaire d'Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d'obtenir une composition, dans un récipient étanche; b) l'immersion du greffon dans la composition obtenue en a) pur obtenir une seconde composition; c) l'introduction d'une sonde à oxygène dans la composition obtenue en a), ou dans la seconde composition de l'étape b); et d) la fermeture du récipient étanche, les étapes c) et d) étant effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent.

Description

Procédé de suivi de la viabilité d’un greffon
La présente invention concerne un procédé de suivi (monitoring) de l’oxygénation d’un greffon, en attente de sa transplantation.
L'acheminement des greffons exige des conditions d'hygiène et de température particulièrement strictes afin de maintenir le greffon en état d'être implanté. La procédure classique d'acheminement d'un greffon comprend une première étape d'explantation au cours de laquelle le greffon est prélevé sur un donneur dans des conditions aseptiques, généralement au bloc opératoire. Le greffon est alors disposé dans un pot étanche qui est placé dans un premier sachet plastique hermétiquement clos par une fermeture à pince. Cet ensemble est ensuite disposé dans un second sachet plastique de même type et fermé de la même façon. Le tout est disposé dans une glacière de transport isolante remplie d'une substance réfrigérante (par exemple de la glace et/ou des gels eutectiques) qui permet de maintenir le greffon à une température légèrement supérieure à 0°C. Les sachets recouvrant le pot étanche préservent le greffon de tout contact avec la substance réfrigérante et avec l'air ambiant potentiellement porteur de germes. Arrivé à destination, l'ensemble constitué par les deux sachets et le pot contenant le greffon est retiré de la glacière de transport isolante et introduit dans la salle d'implantation, elle aussi aseptique.
Cette procédure est par conséquent délicate : l’emballage doit être stérile, adapté à l’organe, et le transport doit être effectué rapidement.
Malgré cela, le greffon a une durée de vie limitée, qui varie selon les organes (par exemple 4 heures pour un cœur, 10 heures pour un foie et poumons ; 36 heures pour un rein).
Il existe donc un besoin pour une méthode permettant d’augmenter la viabilité du greffon, et ce, y compris pendant son transport. Cette méthode doit être simple à mettre en oeuvre, et doit être compatible avec toute voie de transport (routier mais aussi aérien). Cette méthode doit permettre d’évaluer physiologiquement, de manière globale et rapide, le greffon.
La Demanderesse a maintenant trouvé un procédé répondant à ce problème. Ce procédé est simple à réaliser, et permet de prolonger la durée de vie du greffon. En particulier, le procédé selon l’invention permet d’évaluer l’oxygénation du greffon. L’invention a donc pour objet un procédé de suivi (ou monitoring) de l’oxygénation d’un greffon, comprenant :
a) la fourniture d’une solution de préservation d’organe dans un récipient étanche.
De préférence, la solution de préservation d’organe est mélangée avec au moins un transporteur d’oxygène, afin d’obtenir une composition. De préférence, la solution de préservation d’organe est mélangée avec au moins un transporteur d’oxygène choisi parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d’obtenir une composition, dans le récipient étanche ;
b) l’immersion du greffon dans la solution ou la composition obtenue en a), pour obtenir une seconde composition ;
c) l’introduction d’une sonde à oxygène dans la solution ou la composition obtenue en a), ou dans la seconde composition de l’étape b) ; et
d) la fermeture du récipient étanche,
les étapes c) et d) étant effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent.
Le procédé selon l’invention s’intéresse ainsi à un paramètre physiologique, i.e. la quantité de dioxygène dissous présent dans le milieu entourant le greffon. Il reflète ainsi précisément la viabilité du greffon.
Le procédé selon l’invention peut comprendre une étape e) de transport du récipient étanche, notamment jusqu’au lieu de transplantation du greffon à un receveur.
Le receveur est de préférence un mammifère. De préférence, le receveur est un humain, notamment en attente d’une greffe, ou bien un mammifère non humain, par exemple un porc.
Le procédé selon l’invention comprend une étape a) de fourniture d’une solution de préservation d’organe dans un récipient étanche. Une telle solution de préservation d’organes est notamment telle que décrite ci-après.
De préférence, la solution de préservation d’organe est mélangée avec au moins un transporteur d’oxygène. De préférence, la solution de préservation d’organe comprend au moins un transporteur d’oxygène. Un tel transporteur d’oxygène est avantageusement choisi parmi les molécules liant l’oxygène de façon réversible. De préférence un tel transporteur est choisi parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine. De préférence, le procédé selon l’invention comprend ainsi une étape a) de mélange d’une solution de préservation d’organe avec au moins un transporteur d’oxygène, de préférence au moins une molécule choisie parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d’obtenir une composition, dans un récipient étanche.
La composition de l’étape a) comprend ainsi :
- au moins un transporteur d’oxygène, de préférence au moins une globine, un protomère de globine ou une hémoglobine extracellulaire d’Annélides, et
- une solution de préservation d’organes.
Le transporteur d’oxygène selon l’invention est de préférence au moins une molécule choisie parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine. L’hémoglobine extracellulaire d’Annélides est présente chez les trois classes d'Annélides : les Polychètes, les Oligochètes et les Achètes. On parle d’hémoglobine extracellulaire car elle est naturellement non contenue dans une cellule, et peut donc circuler librement dans le système sanguin sans modification chimique pour la stabiliser ou la rendre fonctionnelle.
L’hémoglobine extracellulaire d’Annélides est un biopolymère géant de poids moléculaire compris entre 2000 et 4000 kDa, constitué d'environ 200 chaînes polypeptidiques comprises entre 4 et 12 types différents que l'on regroupe généralement en deux catégories.
La première catégorie, comptant 144 à 192 éléments, regroupe les chaînes polypeptidiques dites "fonctionnelles" qui portent un site actif de type hème, et sont capables de lier réversiblement l'oxygène ; ce sont des chaînes de type globine dont les masses sont comprises entre 15 et 18 kDa et qui sont très similaires aux chaînes de type a et b de vertébrés.
La deuxième catégorie, comptant 36 à 42 éléments, regroupe les chaînes polypeptidiques dites de "structure" ou « linkers » possédant peu ou pas de site actif mais permettant l'assemblage des sous-unités appelées douzièmes ou protomères.
Chaque molécule d'hémoglobine est constituée de deux hexagones superposés que l'on a nommés bicouche hexagonale (hexagonal-bilayer) et chaque hexagone est lui- même formé par l'assemblage de six sous-unités (ou "douzièmes" ou « protomères ») en forme de goutte d'eau. La molécule native est formée de douze de ces sous-unités (dodécamère ou protomère). Chaque sous-unité a une masse moléculaire comprise entre 200 et 250 kDa, et constitue l'unité fonctionnelle de la molécule native. De préférence, l'hémoglobine extracellulaire d’Annélides est choisie parmi les hémoglobines extracellulaires d’Annélides Polychètes, de préférence parmi les hémoglobines extracellulaires de la famille des Arenicolidae et les hémoglobines extracellulaires de la famille des Nereididae. Encore plus préférentiellement, l'hémoglobine extracellulaire d’Annélides est choisie parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina et l’hémoglobine extracellulaire de Nereis, plus préférentiellement l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina.
Selon l’invention, la composition peut également comprendre au moins un protomère de globine de l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides. Ledit protomère constitue l’unité fonctionnelle de l’hémoglobine native, comme indiqué ci-dessus.
Enfin, la composition peut également comprendre au moins une chaîne de globine de l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides. Une telle chaîne de globine peut notamment être choisie parmi les chaînes de globine de type Ax et/ou Bx d’hémoglobine extracellulaire d’Annélides.
L’hémoglobine extracellulaire d’Annélides et ses protomères de globine ont une activité superoxide dismutase (SOD) intrinsèque, et ne nécessitent, par conséquent, aucun antioxydant pour fonctionner, contrairement à l'utilisation d'une hémoglobine de mammifère, pour laquelle les molécules antioxydantes sont contenues à l'intérieur du globule rouge et ne sont pas liées à l'hémoglobine. D'autre part, l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses protomères de globine et/ou ses globines ne nécessitent pas de cofacteur pour fonctionner, contrairement à l'hémoglobine de mammifère, notamment humaine. Enfin, l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses protomères de globine et/ou ses globines ne possédant pas de typage sanguin, ils permettent d'éviter tout problème de réaction immunologique.
Comme démontré dans les exemples, l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, en particulier l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina, permet de transférer de l'oxygène au greffon pendant plusieurs heures, par exemple au moins 10 heures, de préférence au moins 15 heures, de préférence au moins 20 heures, de préférence au moins 21 , 22, 23, 25 ou 28 heures, notamment comparé à la solution de préservation seule.
De plus, l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, en particulier l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina, permet de maintenir la p02 de la solution ou composition dans laquelle baigne le greffon à un niveau constant, pendant plusieurs heures, par exemple au moins 10 heures, de préférence au moins 15 heures, de préférence au moins 20 heures, de préférence au moins 21 , 22, 23, 25, 28 ou 30 heures. La solution de préservation d’organes permet de maintenir le métabolisme de base des cellules constitutives du greffon. Elle répond à un triple objectif : assurer le lavage du sang artériel du greffon, amener de façon homogène le greffon à la température de conservation désirée, et protéger et prévenir des lésions provoquées par l’ischémie et la reperfusion et optimiser la reprise de fonction. La solution de préservation d’organes est donc cliniquement acceptable.
La solution de préservation d’organes est une solution aqueuse ayant un pH compris entre 6.5 et 7.5, comprenant des sels, de préférence des ions chlorure, sulfate, sodium, calcium, magnésium et potassium ; des sucres, de préférence le mannitol, le raffinose, le saccharose, le glucose, le fructose, le lactobionate (qui est un imperméant), ou le gluconate ; des antioxydants, de préférence le glutathion ; des agents actifs, de préférence des inhibiteurs de xanthine oxydase tel que l’allopurinol, des lactates, des acides aminés tel que l’histidine, l’acide glutamique (ou glutamate), le tryptophane ; et éventuellement des colloïdes tels que de l'hydroxyéthyl amidon, du polyéthylène glycol ou du dextran.
Selon un mode de réalisation préféré de l'invention, la solution de préservation d'organes est choisie parmi :
- la solution de l'Université du Wisconsin (UW ou Viaspan®), qui a une osmolalité de 320 mOsmol/kg et un pH de 7.4, de formulation suivante pour un litre, dans l’eau : Lactobionate de potassium: 100 mM
KOH: 100 mM
NaOH: 27 mM
KH2PO4: 25 mM
MgS04: 5 mM
Raffinose: 30 mM
Adénosine: 5 mM
Glutathion: 3 mM
Allopurinol: 1 mM
Hydroxyéthyl amidon: 50 g/L,
IGL-1®, ayant une osmolalité de 320 mOsm/kg et un pH de 7.4, de formulation suivante, pour un litre dans l’eau :
NaCI : 125 mM
KH2PO4: 25 mM
MgS04: 5 mM Raffinose: 30 mM
Lactobionate de potassium: 100 mM
Glutathion: 3 mM
Allopurinol: 1 mM
Adénosine: 5 mM
Polyéthylène glycol (poids moléculaire: 35 kDa): 1 g/L,
- Celsior®, ayant une osmolalité de 320 mOsm/kg et un pH de 7.3, de formulation suivante pour un litre dans l’eau :
Glutathion: 3 mM
Mannitol : 60 mM
Acide lactobionique: 80 mM
Acide glutamique : 20 mM
NaOH: 100 mM
Chlorure de calcium dihydraté: 0.25 mM
MgS04: 1.2 mM
KOI: 15 mM
Chlorure de magnésium hexahydraté: 13 mM
Histidine : 30 mM,
- SCOT 15 Multi Organes Abdominaux® et SCOT 30 Greffons Vasculaires® de Macopharma, comprenant notamment tous deux du polyéthylène glycol de haut poids moléculaire (20 kDa),
BMPS Belzer®, ou Belzer machine perfusion solution, ou KPS1 , comprenant notamment 100 mEq/L de sodium, 25 mEq/L de potassium, un pH de 7.4 à température ambiante, et ayant une osmolarité de 300 mOsm/L,
- Custodiol® HTK Solution, de formulation suivante pour un litre dans l’eau, le pH étant de 7.20 à température ambiante, et l’osmolalité étant de 310 mOsm/kg:
NaCI : 18.0 mM
KCI : 15.0 mM
KH2PO4 : 9 mM
2-cétoglutarate de potassium hydrogéné : 1.0 mM
Chlorure de magnésium hexahydraté: 4.0 mM
Histidine, HCl, H20 : 18.0 mM Histidine: 198.0 mM
Tryptophane: 2.0 mM
Mannitol: 30.0 mM
Chlorure de calcium dihydraté: 0.015 mM,
- Euro-Collins®, ayant une osmolalité de 355 mOsm/kg et un pH de 7.0, et de formulation suivantepour un litre dans l’eau:
Sodium : 10 mM
Potassium: 1 15 mM
Chlorure: 15 mM
H2PO4 - : 15 mM
HPO4 2- : 42.5 mM
HCO3 - : 10 mM
Glucose: 194 mM,
- Soltran®, ayant une osmolalité de 486 mOsm/kg et un pH de 7.1 , et de formulation suivante pour un litre dans l’eau:
Sodium : 84 mM
Potassium: 80 mM
Magnésium: 41 mM
Sulfate : 41 mM
Mannitol: 33,8 g/l
Citrate : 54 mM
Glucose: 194 mM,
- Perfadex®, ayant une osmolarité de 295 mOsmol/L et de formulation suivante dans l’eau :
50g/L de dextran 40 (poids moléculaire : 40.000),
Na+ : 138 mM,
K+ : 6 mM,
Mg2+ : 0.8 mM,
Cl- : 142 mM,
S04 2 : 0.8 mM,
(H2PO4- + HPO42 ) : 0.8 mM et
Glucose : 5 mM, - Ringer lactate®, de formulation suivante, dans l’eau, le pH étant compris entre 6.0 et 7.5 à température ambiante, et ayant une osmolarité de 276.8 mOsmol/L :
Na+ : 130 mM,
K+ : 5.4 mM,
Ca2+ : 1.8 mM,
Cl- : 1 1 1 mM,
Lactates : 27.7 mM,
- Plegisol®, de formulation suivante, dans l’eau :
KOI : 1.193 g/L,
MgCI2, 6 H20 : 3.253 g/L,
NaCI: 6.43 g/L,
CaCI2: 0.176 g/L,
- Solution de l'Hôpital Edouard Henriot, de formulation suivante dans l’eau, le pH étant égal à 7.4 à température ambiante, et ayant une osmolarité de 320 mOsmol/L :
KOH : 25mM,
NaOH : 125mM,
KH2P04 : 25mM,
MgCI2 : 5mM,
MgS04 : 5mM,
Raffinose : 30mM,
Lactobionate: 100mM,
Glutathion: 3mM,
Allopurinol: 1 mM,
Adenosine: 5mM,
Hydroxyéthyl amidon 50g/L,
- et la solution Steen®, comprenant de la sérum albumine humaine, du dextran et des électrolytes extracellulaires avec une faible concentration de potassium.
Toutes ces solutions de préservation d'organes sont des produits commerciaux.
De préférence, la composition de l’étape a) a un pH compris entre 6,5 et 7,6, et comprend : - au moins une globine, un protomère de globine ou une hémoglobine extracellulaire d’Annélides, de préférence d’Arenicolidae,
- des ions calcium, de préférence en quantité comprise entre 0 et 0.5 mM ;
- du KOH, de préférence en quantité comprise entre 20 et 100 mM ;
- du NaOH, de préférence en quantité comprise entre 20 et 125 mM ;
- du KH2P04, de préférence en quantité comprise entre 20 et 25 mM ;
- du MgCI2, de préférence en quantité comprise entre 3 et 5 mM ;
- au moins un sucre choisi parmi le raffinose et le glucose, de préférence en quantité comprise entre 5 et 200 mM ;
- de l’adénosine, de préférence en quantité comprise entre 3 et 5 mM ;
- du glutathion, de préférence en quantité comprise entre 2 et 4 mM ;
- de l’allopurinol, de préférence en quantité comprise entre 0 et 1 mM ; et
- au moins un composé choisi parmi l’hydroxyéthyl amidon, les polyéthylène glycols de différents poids moléculaires et la sérum albumine humaine, de préférence en quantité comprise entre 1 et 50 g/L.
Typiquement, l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses protomères de globine et/ou ses globines, est présente à une concentration, par rapport au volume final de composition, comprise entre 0,001 mg/ml et 100 mg/ml, préférentiellement entre 0,005 mg/ml et 20 mg/ml, plus préférentiellement entre 0,5 mg/ml et 5 mg/ml, en particulier 1 mg/ml.
Typiquement, la composition de l’étape a) a une osmolarité comprise entre 250 et 350 mOsm/L, de préférence comprise entre 275 et 310 mOsm/L, de préférence d’environ 302 mOsm/L.
Le récipient étanche utilisé dans le procédé selon l’invention, notamment à l’étape a), est tout récipient convenant pour le transport de greffon. De tels récipients sont connus de l’art antérieur. En particulier, le récipient est tel que décrit dans la demande FR2994163. De préférence, le récipient étanche correspond au kit Biotainer 2.8L. Il peut être inclus dans une sacoche de transport, telle que celle commercialisée sous la dénomination Vitalpack® EVO™ par E3 Cortex.
De préférence, le récipient étanche est un pot (ou emballage primaire rigide) - de taille suffisante pour contenir le greffon et la composition de l’étape a) - fermé par un couvercle muni d’une poignée. De préférence, le couvercle comprend une ouverture, de préférence circulaire, permettant le passage de la sonde à oxygène. Cette ouverture est étanche : les bords de l’ouverture sont de préférence revêtus d’un joint étanche et permettent la fixation de la sonde à oxygène.
De préférence, le récipient étanche est placé dans un conteneur en matière plastique souple tel que défini ci-après, définissant un premier volume intérieur hermétique appelé volume utile et un deuxième volume hermétique appelé volume de réserve adjacent au premier volume, un élément d'étanchéité s'étendant entre les deux volumes pour définir une frontière hermétique entre les deux volumes. En particulier le récipient étanche est placé dans le volume utile. Enfin, le récipient étanche, placé dans le volume utile du conteneur, peut être placé dans une sacoche de transport. Une substance réfrigérante, notamment utilisée pendant le transport, peut être placée dans le conteneur.
De préférence, le conteneur en matière plastique souple définit un premier volume intérieur hermétique (volume utile) et un deuxième volume hermétique (volume de réserve) adjacent au premier volume, un élément d'étanchéité s'étendant entre les deux volumes pour définir une frontière hermétique entre les deux volumes. Le premier volume comporte en son extrémité opposée au second volume un dispositif d'ouverture et de fermeture hermétique d'un premier accès au premier volume, le deuxième volume étant conformé de manière à ce qu'une découpe à travers le deuxième volume, libère deux portions préhensibles du conteneur dont l'écartement supprime la frontière hermétique entre les deux volumes pour former un deuxième accès au premier volume distinct du premier accès. Ainsi, la découpe du volume de réserve protège l'élément d'étanchéité de toute rétention de liquide notamment issu de la substance réfrigérante utilisée pendant le transport. En particulier, les éventuelles traces de liquide restent sur la paroi externe du conteneur, l'intérieur des portions préhensibles (et donc l'élément d'étanchéité) étant préservées de toute pollution. L'écartement des portions préhensibles assure qu'aucune pollution ne peut migrer vers l'élément d'étanchéité.
L'introduction du récipient étanche par un premier accès et son extraction par un deuxième accès préserve le récipient étanche, en empêchant que celui-ci puisse être exposé à une éventuelle contamination du premier accès qui aurait eu lieu lors des opérations d'emballage.
Avantageusement, un tel conteneur est réalisé par superposition de deux feuilles de matière plastique souples ayant des bords libres solidarisés entre eux. De cette manière, le conteneur peut être aisément réalisé aux dimensions du contenu (récipient étanche). Les bords solidarisés des feuilles de matière plastique peuvent être solidarisés à l'aide de liaisons pelables. Ceci permet alors, par simple traction, une ouverture en corolle du sachet sur toute sa longueur et dégage le contenu sans qu'il soit nécessaire de retrousser l'emballage autour du récipient étanche. Avantageusement, l'élément d'étanchéité comprend une liaison pelable entre deux surfaces de plastique.
A la fin de l’étape a), on obtient ainsi une solution de préservation d’organes contenue dans un récipient étanche.
A la fin de l’étape a), on obtient de préférence une composition, à base d’hémoglobine, de globine, ou de protomère de globine d’Annélides et d’une solution de préservation d’organes, contenue dans un récipient étanche.
L’étape b) comprend alors l’immersion du greffon dans cette composition. Le greffon peut être n’importe quel organe que l’on peut transplanter. De préférence, le greffon est un rein, un cœur, un pancréas, un poumon, un foie ou bien un ensemble cœur-poumons.
On obtient alors à la fin de l’étape b) un greffon immergé dans la solution obtenue à l’étape a) ou dans la composition obtenue à l’étape a). De préférence, le greffon est totalement immergé dans la solution ou la composition.
Ainsi, la quantité de solution ou composition utilisée varie selon le volume du greffon. Par exemple, le ratio pondéral composition (en millilitre) : greffon (en gramme) est compris entre 2 : 1 et 4 : 1 .
Ensuite, le procédé selon l’invention comprend l’introduction d’une sonde à oxygène dans la solution ou composition obtenue en a), ou dans la composition de l’étape b) : c’est l’étape c).
Il est important de noter que la sonde à oxygène est directement introduite dans la composition, et non sur le greffon. En effet, le suivi classique d’oxygénation du greffon comprend typiquement l’évaluation du taux de consommation d’oxygène de l’organe total (WOOCR pour whole organ oxygen consumption rate), et utilise une sonde à oxygène qui est placée directement sur les systèmes d’irrigation du greffon, par exemple sur l’artère et la veine (donc en amont et en aval) du greffon. Une telle manipulation n’est pas forcément aisée à mettre en œuvre, prend un certain temps (au moins quelques minutes), et peut être dommageable pour le greffon.
Au contraire, selon le procédé de la présente invention, la sonde à oxygène est directement introduite dans la composition ou la solution dans laquelle baigne le greffon. Cela évite toute étape invasive dans le greffon.
Ainsi, l’étape c) du procédé selon l’invention comprend de préférence l’introduction d’une seule sonde à oxygène dans la solution ou composition obtenue en a), ou dans la composition de l’étape b). La sonde à oxygène est de préférence unique. En particulier, le procédé selon l’invention n’utilise pas deux sondes à oxygène.
La sonde à oxygène introduite n’est notamment pas mise en contact avec le greffon, en particulier n’est pas placée directement sur un système d’irrigation du greffon (i.e. artère ou veine). De préférence, la sonde à oxygène est introduite dans la solution de préservation d’organe comprenant au moins un transporteur d’oxygène, dans laquelle baigne le greffon.
La sonde à oxygène, ou oxymètre, utilisée permet de mesurer la concentration en oxygène moléculaire dans le mélange liquide obtenu en a) ou b), donc de mesurer la quantité d’oxygène dissout présent dans la solution ou composition de l’étape a) ou dans la composition de l’étape b). Cette mesure évite toute étape invasive dans le greffon.
De préférence, la sonde à oxygène est une électrode de Clark. Elle comprend une tête de sonde revêtue d’une membrane, la tête de sonde étant constituée par une électrode composée d’une cathode en platine et d’une anode en argent plongeant dans un électrolyte (notamment une solution alcaline de phosphate de sodium Na3P04, par exemple à 50 g/L). L'ensemble électrodes - électrolyte est séparé du milieu liquide par la membrane, qui est perméable au dioxygène mais imperméable à l'eau et aux ions.
Le principe de fonctionnement est le suivant : on établit une différence de potentiel (par exemple 800 mV) entre anode et cathode, l’oxygène présent entre les électrodes est réduit. L’intensité du courant résultant est proportionnelle à la concentration en oxygène dans l’électrolyte.
De préférence, selon un autre mode de réalisation, la sonde à oxygène est un capteur de mesure d’oxygène dissous par mesure optique, notamment par luminescence. Dans ce cas, elle ne comprend ni membrane ni électrolyte. Une telle sonde est disponible commercialement, notamment sous la référence Optod (gamme Digisens) par Ponsel.
De préférence, la sonde à oxygène est un modèle portatif, de préférence un modèle de poche. De préférence, il s’agit du modèle ProfiLine Oxi 3205 de WTW.
De préférence, la sonde est étanche. De préférence, elle est fixée sur le couvercle du récipient étanche.
Selon la présente invention, dans l’étape c), la sonde à oxygène est placée directement dans la composition, donc dans le milieu dans lequel le greffon est immergé. Cela est beaucoup plus simple et pratique, et plus rapide. En outre, cette étape n’est pas dommageable pour le greffon, car strictement non invasive. Selon un mode de réalisation, la sonde à oxygène peut être directement introduite dans la ou solution ou composition obtenue à l’étape a), puis le greffon est ajouté dans ladite composition.
Selon un autre mode de réalisation, le greffon est d’abord ajouté dans la solution ou composition de l’étape a), puis la sonde à oxygène est introduite dans le mélange résultant. En effet, puisque la sonde est notamment fixée sur le couvercle du récipient étanche, elle peut être introduite dans le mélange en même temps que l’étape de fixation du couvercle sur le récipient étanche, donc en même temps que l’étape d).
Le procédé selon l’invention comprend une étape d) de fermeture du récipient étanche. Selon l’invention, les étapes c) et d) peuvent être effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent.
Comme indiqué précédemment, dans le cas où la sonde est fixée sur le couvercle du récipient étanche, elle peut être introduite dans le mélange en même temps que l’étape de fixation du couvercle sur le récipient étanche ; dans ce cas les étapes c) et d) sont simultanées.
Dans le cas où la sonde n’est pas encore fixée au couvercle, elle peut être introduite :
soit avant la fermeture du récipient : dans ce cas, l’étape c) a lieu avant l’étape d) ; soit après la fermeture du récipient : dans ce cas, l’étape d) a lieu avant l’étape c).
Une fois le récipient fermé, le greffon peut ainsi être transporté dans de bonnes conditions jusqu’à sa destination.
Notamment, grâce à la présence de la sonde à oxygène dans la composition, le suivi de l’oxygénation du greffon est effectué en temps réel.
En outre, par la présence d’une globine, d’un protomère de globine ou d’une hémoglobine extracellulaire d’Annélides dans la composition, le transport peut être effectué par n’importe quel biais (transport terrestre ou aérien), et ne nécessite pas de condition particulière. Cela est donc avantageux comparé à l’utilisation d’oxygène gazeux, qui est présent dans des conteneurs spécifiques (bouteilles en général) maintenus à une pression donnée, donc moins faciles à transporter (notamment par voie aérienne).
L’étape e) de transport peut être réalisée en plaçant le récipient étanche dans un conteneur adéquat. Un tel conteneur est connu de l’art antérieur, et convient pour le transport de greffon. De préférence, ce conteneur est une sacoche de transport, par exemple telle que décrite dans la demande EP1688124. Il s’agit plus particulièrement d’une sacoche pour le transport d’un greffon en vue d’une transplantation comportant au moins une paroi interne délimitant au moins deux compartiments ayant chacun une partie ouvrable, un premier compartiment étant destiné à recevoir un ou plusieurs flacons et/ou pots d’échantillons biologiques du donneur (par exemple sang) protégé par un bloc de matière souple et élastique, tandis qu'un deuxième compartiment contient une cuve isotherme destinée à recevoir le récipient étanche selon l’invention. La cuve isotherme peut comprendre de la glace pilée ou bien des blocs de matériau eutectique.
En particulier, le transport s’effectue en plaçant le récipient étanche dans une sacoche commercialisée sous la dénomination Vitalpack® EVO™ par E3 Cortex.
Selon la présente invention, le greffon peut être conservé en perfusion dynamique.
Le procédé selon l’invention peut également comprendre, après l’étape d) et/ou e), une étape e’) d’établissement d’une courbe d’étalonnage représentant la p02 de la composition obtenue en a) dans laquelle le greffon est immergé, optionnellement normalisée par rapport au poids du greffon, en fonction du temps.
La p02 est notamment exprimée en mmHg ou en bar ou en %.
L’obtention de cette courbe d’étalonnage permet de déduire, pour un greffon donné, la durée optimale d’oxygénation. Par exemple, pour un rein, l’obtention d’une courbe d’étalonnage permet de déduire la durée maximale d’oxygénation, si l’on souhaite une p02 d’au moins 50%.
Ainsi, la présente invention concerne également un procédé de détermination de la viabilité d’un greffon, comprenant l’utilisation de la courbe d’étalonnage décrite ci- dessus. Cette courbe est notamment obtenue selon le procédé décrit ci-dessus.
Un tel procédé de détermination de la viabilité d’un greffon comprend notamment les étapes suivantes :
(i) la fourniture d’une solution de préservation d’organe dans un récipient étanche. De préférence l’étape (i) comprend le mélange d’une solution de préservation d’organe avec au moins un transporteur d’oxygène choisi parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d’obtenir une composition, dans un récipient étanche ;
(ii) l’immersion du greffon dans la solution ou la composition obtenue en (i) ;
(iii) l’introduction d’une sonde à oxygène dans la solution ou la composition obtenue en (i), ou dans la composition de l’étape (ii) ;
(iv) la fermeture du récipient étanche, les étapes (iii) et (iv) étant effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent ; puis (v) le transport du récipient étanche, notamment jusqu’au lieu de transplantation du greffon à un receveur,
et dans lequel la durée maximale s’écoulant entre l’étape (ii) et la fin de l’étape (v) est déterminée selon la courbe d’étalonnage décrite ci-dessus, en conservant ladite p02 à une valeur physiologiquement acceptable.
Par « valeur de p02 physiologiquement acceptable », on entend une valeur qui permet la viabilité du greffon.
Il est à noter que toutes les conditions opératoires et modes de réalisation des étapes (i) à (v) sont telles que décrites pour les étapes a) à e) ci-dessus.
L’invention est maintenant illustrée à l’aide des exemples qui suivent.
Exemple 1 : Etude de conservation d’un rein de porc dans une solution de préservation additionnée ou non d’hémoglobine d’Annélides
Le but de cette étude est d'établir un lien entre les effets de l'hémoglobine extracellulaire d'Arenicola marina (M101 ) sur la réduction des lésions d'ischémie / reperfusion dans la préservation statique au froid et le mécanisme d'action de la molécule. Afin d'établir ce lien, des mesures séquentielles sont effectuées à la fois au niveau fonctionnel et au niveau cellulaire.
MÉTHODES
1. HEMQ2life®
L'hémoglobine extracellulaire d'Arenicola marina a été utilisée pour formuler un produit commercial, HEM02life® (Hemarina SA), un additif aux solutions de conservation. HEM02life® est fabriqué conformément aux bonnes pratiques de fabrication de l'UE en matière de médicaments.
2. La préservation du rein
Les deux reins ont été explantés du même animal (cochon), 18 minutes après l’arrêt circulatoire.
Les reins ont été lavés avec 200 ml de solution de préservation d'organes UW (Bridge to Life) ou 200 ml d’UW + 1 g/L HEM02life®. Les reins ont été pesés après le serrage. Les reins ont été immergés immédiatement dans un réservoir d'organe hermétiquement fermé et rempli de 800 ml de leurs solutions respectives (solution standard: UW et UW + HEM02life® 1 g/L) à 6°C.
Ensuite, les réservoirs ont été transportés au laboratoire dans des conditions hypothermiques à 4°C et les mesures successives pour la P02 et les biomarqueurs commencent à 1 heure.
Deux autres réservoirs (témoins) sont utilisés pour mesurer les mêmes paramètres sans rein à l'intérieur, et servent de témoins à la fois pour UW et UW + HEM02life® 1g/L Les réservoirs ont été placés sur une table d'agitation sous agitation lente.
3. Analyses
Analyses fonctionnelles de M101
La mesure séquentielle a été réalisée à 1 h, 4h, 6h, 24h, 30h, 48h, 55h: analyses fonctionnelles HEM02life®.
Liaison à l'oxygène: la fonctionnalité de M101 est suivie d'une spectrophotométrie permettant la caractérisation de l'oxyhémoglobine (Hb02) et de la désoxyhémoglobine (désoxy-Hb). Les spectres d'absorption sont enregistrés sur la gamme 370-640 nm (UVmc2, SAFAS, Monaco) selon la méthode décrite par Thuiller et al. 201 1 , Supplémentation With a New Therapeutic Oxygen Carrier Reduces Chronic Fibrosis and Organ Dysfunction in Kidney Static Préservation: A New 02 Therapeutic Molécule Improves Static Kidney Préservation. Am J Transplant. 201 1 Sep;1 1 (9):1845-60.
Surveillance de p02 et de pH
Des mesures séquentielles ont été prises à chaque heure de 1 h à 12h; 24h à 36h et 48 à 55h pour le pH et G02 dissous de la solution de préservation.
L'02 dissous (d02) et le pH sont mesurés à l'aide d'un capteur d’02 (WTW Oxi 3205) et d'un capteur de pH (WTW pH31 10) directement dans le réservoir fermé (hermétique).
RESULTATS
Les résultats sont en figures 1 et 2.
Analyses fonctionnelles de M101
Les analyses fonctionnelles montrent que la signature spectrale de M101 de tO à 52h révèle la présence d'hémoglobine sous forme oxyHb. La molécule reste sous forme oxyHb depuis le début jusqu'à 52h, ce qui signifie qu'il y a de l'oxygène disponible dans la solution de préservation.
La signature spectrale de M101 de 52h à 55h est caractéristique de la désoxyHb et montre que la molécule a transféré tout son oxygène à la solution.
Surveillance de p02 et de pH
Pour les témoins, la p02 a été mesurée à 100% d’02 dissous dans les deux réservoirs à tO et ne diminue pas pendant 55h à 6°C.
Cela signifie qu’il n’y a pas de consommation d’02 dans ces conditions sans rein.
Pour les reins, leur poids respectif est de 273.4g (UW + HEM02life® 1 g/L) et 268.0g (UW). La température de la pièce pendant l’expérience est maintenue à 6°C.
La p02 est indexée sur 100% d'02 dissous à 6°C au début de l’expérience. La première heure, la p02 diminue rapidement à 50% dans les deux solutions.
Les résultats sur la p02 sont en figure 1. La p02 continue à diminuer fortement dans la solution qui ne contient pas HEM02life® pour atteindre 0% après 24h. L'évolution de la p02 dans la solution de préservation contenant HEM02life® est ralentie puis stabilisée pendant 1 à 30 heures à environ 50% d'oxygène dissous (p50). Ce plateau correspond donc à la situation dans laquelle p02 = p50. Ce n'est qu'après 30h que l'oxygène dissous redescend lentement pour atteindre 0% à 52h.
Ces résultats, couplés avec les résultats fonctionnels, montrent que HEM02life® est un bon transporteur d'oxygène et est capable de le distribuer au fur et à mesure de la conservation, de tO jusqu'à 52 heures. A 52h, les mesures parallèles de p02 et l'analyse fonctionnelle montrent qu'à ce moment-là, G02 dissous est à 0% dans la solution de préservation, ce qui signifie que HEM02life® a livré tout son oxygène transporté. HEM02life® est un très bon donneur d'oxygène à un fluide. La molécule distribue l'oxygène pour maintenir 50% d'02 dissous de 1 h à 30h, puis jusqu'à l'épuisement de l'oxygène transporté de 30h à 52h. Un recul est observable à 30h et G02 dissous diminue lentement pour atteindre 0% à 52h. Sans HEM02life®, 50% de la p02 sont atteints après 1 h, et la p02 atteint déjà 0% après 24h.
Les résultats sur le pH sont en figure 2. Dans le réservoir ne contenant pas de rein, le pH a été mesuré. Il est très stable dans les deux réservoirs contenant UW (pH de 7.4), et UW + HEM02life® 1 g/L (pH de 7.5). Dans les réservoirs avec rein, le pH est très stable dans la solution additionnée de HEM02life® 1 g/L, aux alentours de 7.4, du début jusqu’à 55 heures. Le pH dans la solution de préservation UW sans HEM02life® 1 g/L diminue de 7.4 à 7.1 en 55 heures. La différence est probablement expliquée par l’acidose du réservoir contenant le rein sans HEM02life® 1 g/L.
Ces résultats démontrent clairement l'utilisation bénéfique de HEM02life® à 1 g/L en plus de la solution de préservation à basse température. L'évolution de la p02 montre que HEM02life® transfère l'oxygène 28 heures de plus que la solution de préservation seule. De plus, HEM02life® maintient l'oxygène dissous dans la solution à 50% pendant 30 heures, i.e. à un niveau constant permettant une bien meilleure préservation de l'organe. Les analyses biochimiques confirment ces résultats.

Claims

REVENDICATIONS
1. Procédé de suivi de l’oxygénation d’un greffon, comprenant :
a) la fourniture d’une solution de préservation d’organe et le mélange de cette solution avec au moins un transporteur d’oxygène, afin d’obtenir une composition, dans un récipient étanche ;
b) l’immersion du greffon dans la composition obtenue en a) pour obtenir une seconde composition ;
c) l’introduction d’une sonde à oxygène dans la composition obtenue en a), ou dans la seconde composition de l’étape b) ; et
d) la fermeture du récipient étanche,
les étapes c) et d) étant effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent.
2. Procédé selon la revendication 1 , dans lequel :
l’étape a) comprend le mélange de la solution de préservation d’organe avec au moins un transporteur d’oxygène choisi parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d’obtenir une composition, dans le récipient étanche ; et
l’étape b) comprend l’immersion du greffon dans la composition obtenue en a).
3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, comprenant une étape e) de transport du récipient étanche, notamment jusqu’au lieu de transplantation du greffon à un receveur.
4. Procédé selon l’une des revendications 1 à 3, dans lequel l’étape c) comprend l’introduction d’une seule sonde à oxygène dans la composition obtenue en a), ou dans la seconde composition de l’étape b).
5. Procédé selon l’une des revendications 1 à 4, dans lequel la sonde à oxygène de l’étape c) est une électrode de Clark ou capteur de mesure d’oxygène dissous par mesure optique, notamment par luminescence.
6. Procédé selon l’une des revendications 1 à 5, dans lequel la sonde à oxygène de l’étape c) comprend une tête de sonde revêtue d’une membrane, la tête de sonde étant constituée par une électrode composée d’une cathode en platine et d’une anode en argent plongeant dans un électrolyte, ladite membrane étant perméable au dioxygène mais imperméable à l'eau et aux ions.
7. Procédé selon l’une des revendications 1 à 6, comprenant une étape e’) d’établissement d’une courbe d’étalonnage représentant la p02 de la composition obtenue en a) dans laquelle le greffon est immergé, optionnellement normalisée par rapport au poids du greffon, en fonction du temps.
8. Procédé de détermination de la viabilité d’un greffon, comprenant l’utilisation de la courbe d’étalonnage obtenue selon le procédé de la revendication 7.
9. Procédé selon la revendication 8, comprenant:
(i) la fourniture d’une solution de préservation d’organe, de préférence en mélange avec au moins un transporteur d’oxygène, de préférence choisi parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Annélides, ses globines et ses protomères de globine, afin d’obtenir une composition, dans un récipient étanche ;
(ii) l’immersion du greffon dans la composition obtenue en (i) ;
(iii) l’introduction d’une sonde à oxygène dans la composition obtenue en (i), ou dans la composition de l’étape (ii) ;
(iv) la fermeture du récipient étanche, les étapes (iii) et (iv) étant effectuées simultanément ou dans un ordre indifférent ; puis
(v) le transport du récipient étanche, notamment jusqu’au lieu de transplantation du greffon à un receveur,
et dans lequel la durée maximale s’écoulant entre l’étape (ii) et la fin de l’étape (v) est déterminée selon la courbe d’étalonnage obtenue selon le procédé de la revendication 3, en conservant ladite p02 à une valeur physiologiquement acceptable.
10. Procédé selon l’une des revendications 2 à 9, dans lequel l'hémoglobine extracellulaire d’Annélides est choisie parmi les hémoglobines extracellulaires d’Annélides Polychètes, de préférence parmi les hémoglobines extracellulaires de la famille des Arenicolidae et les hémoglobines extracellulaires de la famille des Nereididae, plus préférentiellement, parmi l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina et l’hémoglobine extracellulaire de Nereis, plus préférentiellement l’hémoglobine extracellulaire d’Arenicola marina.
1 1. Procédé selon l’une des revendications 1 à 10, dans lequel la solution de préservation d’organes est une solution aqueuse ayant un pH compris entre 6.5 et 7.5, comprenant des sels, de préférence des ions chlorure, sulfate, sodium, calcium, magnésium et potassium ; des sucres, de préférence le mannitol, le raffinose, le saccharose, le glucose, le fructose, le lactobionate (qui est un imperméant), ou le gluconate ; des antioxydants, de préférence le glutathion ; des agents actifs, de préférence des inhibiteurs de xanthine oxydase tel que l’allopurinol, des lactates, des acides aminés tel que l’histidine, l’acide glutamique (ou glutamate), le tryptophane ; et éventuellement des colloïdes tels que de l'hydroxyéthyl amidon, du polyéthylène glycol ou du dextran.
EP19717903.9A 2018-04-17 2019-04-15 Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon Pending EP3780954A1 (fr)

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
FR1853340A FR3080002B1 (fr) 2018-04-17 2018-04-17 Procede de suivi de la viabilite d'un greffon
PCT/EP2019/059685 WO2019201863A1 (fr) 2018-04-17 2019-04-15 Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon

Publications (1)

Publication Number Publication Date
EP3780954A1 true EP3780954A1 (fr) 2021-02-24

Family

ID=62816766

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
EP19717903.9A Pending EP3780954A1 (fr) 2018-04-17 2019-04-15 Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon

Country Status (4)

Country Link
US (1) US20210172900A1 (fr)
EP (1) EP3780954A1 (fr)
FR (1) FR3080002B1 (fr)
WO (1) WO2019201863A1 (fr)

Families Citing this family (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2024023068A1 (fr) * 2022-07-26 2024-02-01 Hemarina Utilisation d'une molécule d'annélide pour le traitement et/ou la prévention d'au moins une maladie associée à l'activation du complément

Family Cites Families (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
FR2881723B1 (fr) 2005-02-08 2007-04-27 E3 Cortex Sa Sacoche pour le transport de greffons en vue de transplantation
WO2010128159A1 (fr) * 2009-05-07 2010-11-11 Hemarina Nouvelle hémoglobine et ses utilisations
FR2975869B1 (fr) * 2011-05-31 2017-03-03 Hemarina Composition de preservation d'organe et utilisations
FR2994163B1 (fr) 2012-07-31 2014-08-22 E3 Cortex Conteneur hermetique et procede d'emballage mettant en oeuvre un tel conteneur
US8785116B2 (en) * 2012-08-10 2014-07-22 Paragonix Technologies, Inc. Methods for evaluating the suitability of an organ for transplant

Also Published As

Publication number Publication date
US20210172900A1 (en) 2021-06-10
FR3080002B1 (fr) 2020-11-20
FR3080002A1 (fr) 2019-10-18
WO2019201863A1 (fr) 2019-10-24
BR112020021030A2 (pt) 2021-01-19

Similar Documents

Publication Publication Date Title
EP2713716B1 (fr) Composition comprenant une hemoglobine extracellulaire d'arenicolidae pour la preservation des organes et son utilisation
CA2695775C (fr) Utilisation d'une globine, d'un protomere de globine ou d'une hemoglobine extracellulaire pour la preservation d'organes, de tissus, ou de cellules d'organes ou de tissus, ou de culture de cellules
CA2887583C (fr) Procede pour conserver le sang placentaire
Gladwin et al. Storage lesion in banked blood due to hemolysis-dependent disruption of nitric oxide homeostasis
FR2625073A1 (fr) Liquide de perfusion pour la conservation d'organes
FR2785501A1 (fr) Solution de perfusion et/ou de conservation et/ou de reperfusion lors de la transplantation d'organes
FR2464073A1 (fr) Procede pour conserver la semence d'animaux domestiques
EP3346833B1 (fr) Utilisation de milieu de conservation injectable pour la conservation de cellules du sang placentaire, de la moelle osseuse et du sang périphérique
WO2019201863A1 (fr) Procédé de suivi de la viabilité d'un greffon
WO2011101565A1 (fr) Formulation liquide avec gaz dissous utilisable pour conserver de la matière biologique
WO2021032763A1 (fr) Utilisation d'hémoglobine d'annélides in vitro
CA2850714C (fr) Fluide medical comprenant une globuline et son utilisation pour la conservation d'organes collectes
BR112020021030B1 (pt) Método de monitoramento da oxigenação de um enxerto e método de determinação da viabilidade de um enxerto
EP1997374B1 (fr) Procédé de rinçage et de conservation d'un organe en vue de sa transplantation et solution mise en oeuvre dans ce procédé
US20100311035A1 (en) Preservation solution for organs and biological tissues
De Mendonca et al. Maintenance of 2, 3‐DPG and ATP Levels in Blood Stored for 30 Days at a Constant pH Obtained by Variation of CO2
Orita et al. Cytotoxic effects of cardioplegic solutions and cytoprotective effects of insulin on immature cardiac myocytes during hypothermic preservation

Legal Events

Date Code Title Description
STAA Information on the status of an ep patent application or granted ep patent

Free format text: STATUS: UNKNOWN

STAA Information on the status of an ep patent application or granted ep patent

Free format text: STATUS: THE INTERNATIONAL PUBLICATION HAS BEEN MADE

PUAI Public reference made under article 153(3) epc to a published international application that has entered the european phase

Free format text: ORIGINAL CODE: 0009012

STAA Information on the status of an ep patent application or granted ep patent

Free format text: STATUS: REQUEST FOR EXAMINATION WAS MADE

17P Request for examination filed

Effective date: 20201015

AK Designated contracting states

Kind code of ref document: A1

Designated state(s): AL AT BE BG CH CY CZ DE DK EE ES FI FR GB GR HR HU IE IS IT LI LT LU LV MC MK MT NL NO PL PT RO RS SE SI SK SM TR

AX Request for extension of the european patent

Extension state: BA ME

DAV Request for validation of the european patent (deleted)
DAX Request for extension of the european patent (deleted)
STAA Information on the status of an ep patent application or granted ep patent

Free format text: STATUS: EXAMINATION IS IN PROGRESS

17Q First examination report despatched

Effective date: 20240613