EP1090993A1 - Für das lrp-Gen codierende Nukleotidsequenzen - Google Patents

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EP1090993A1
EP1090993A1 EP00121159A EP00121159A EP1090993A1 EP 1090993 A1 EP1090993 A1 EP 1090993A1 EP 00121159 A EP00121159 A EP 00121159A EP 00121159 A EP00121159 A EP 00121159A EP 1090993 A1 EP1090993 A1 EP 1090993A1
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
polynucleotide
sequence
lrp
amino acid
seq
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Withdrawn
Application number
EP00121159A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Bettina Dr. Möckel
Walter Dr. Pfefferle
Alfred Prof. Pühler
Jörn Dr. Kalinowski
Brigitte Dr. Bathe
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Evonik Operations GmbH
Original Assignee
Degussa GmbH
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
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Publication of EP1090993A1 publication Critical patent/EP1090993A1/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
    • C12P13/04—Alpha- or beta- amino acids
    • C12P13/08—Lysine; Diaminopimelic acid; Threonine; Valine
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09—Recombinant DNA-technology
    • C12N15/11—DNA or RNA fragments; Modified forms thereof; Non-coding nucleic acids having a biological activity
    • C12N15/52—Genes encoding for enzymes or proenzymes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/195—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from bacteria
    • C07K14/34—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from bacteria from Corynebacterium (G)
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
    • C12P13/04—Alpha- or beta- amino acids

Definitions

  • the invention relates to coding for the lrp gene Nucleotide sequences and methods for fermentative Production of amino acids, especially lysine and Isoleucine using coryneform bacteria, in which affect the expression of the lrp gene.
  • L-amino acids are found in animal nutrition, in the Food industry, in human medicine and in pharmaceutical industry application.
  • LRP leucine-responsive protein
  • Organisms such as Bradyrhizobium japonicum (King and O'Brian, Journal of Bacteriology, 179, 1828-1831, 1997), Klebsiella aerogenes (Janes and Bender, Journal of Bacteriology, 181, 1054-1058, 1999), Sulfolobus acidocaldarius (Charlier et al., Gene, 201, 63-68, 1997) and in the gram positive Bacillus subtilis bacterium (Belitsky et al., Journal of Bacteriology, 179, 5448-5457, 1997).
  • Lrp also affects in E. coli Expression of many genes, either negative or positive. in the general is the expression of gene products that are effective in biosynthetic pathways. Gene products that are effective in the catabolic process Usually negatively regulated accordingly. In some cases potentiates the effect of Lrp by adding L-leucine, while L-leucine addition can also have a negative effect (Newman et al., In: Neidhardt et al. Escherichia coli and Salmonella typhimurium: Cellular and molecular biology. American Society for Microbiology, Washington D.C., 1513-1525, 1996). LRP results in a large number in E.
  • E. coli regulated by genes and operons found in the Amino acid biosynthesis and amino acid catabolism play a central role.
  • E. coli for example following operons negatively regulated by Lrp: livJ, which for a binding protein for a high affinity uptake system from branched chain amino acids (Haney et al., Journal of Bacteriology, 174, 108-115, 1992) and lysU that encoded for the lysine tRNA synthetase (Gazeau et al., FEBS Letters, 300, 254-258, 1994).
  • genes positively influenced by coli include ilvIH, gltBDF and leuABCD (Lin et al., Journal of Bacteriology, 174, 1948-1955, 1992).
  • the inventors set themselves new measures for the improved fermentative production of L-amino acids especially L-lysine and L-isoleucine to provide coryneform bacteria.
  • the invention also relates to polynucleotides which are in the essentially consist of a polynucleotide sequence which are available through hybridization screening a corresponding gene bank that contains the complete gene the polynucleotide sequence according to SEQ ID No. 1 contains with a probe that the sequence of the said Polynucleotides according to SEQ ID No. 1 or a fragment thereof contains and isolation of said DNA sequence.
  • Polynucleotide sequences according to the invention are suitable as hybridization probes for RNA, cDNA and DNA to cDNA isolate full length encoding Lrp protein and to isolate such cDNA or genes that are high Sequence similarity to that of the lrp gene.
  • Polynucleotide sequences according to the invention are still suitable as a primer for the production of DNA from genes which encode Lrp proteins through the polymerase chain reaction (PCR).
  • Such oligonucleotides serving as probes or primers contain at least 30, preferably at least 20, whole particularly preferably at least 15 consecutive Bases. Oligonucleotides with a are also suitable Length of at least 40 or 50 base pairs.
  • Polynucleotide generally refers to polyribonucleotides and polydeoxyribonucleotides, which can be unmodified RNA or DNA or modified RNA or DNA.
  • polypeptides according to the invention include a polypeptide according to SEQ ID No. 2, especially those with the biological activity of the Lrp protein and also such which are at least 70% identical to the Polypeptide according to SEQ ID No. 2, preferably at least 80% and especially those with at least 90% to 95% identity the polypeptide according to SEQ ID No. 2 and the above Have activity.
  • the invention further relates to a method for fermentative production of amino acids, in particular L-lysine and L-isoleucine using coryneform bacteria that especially already produce amino acids by the new lrp gene amplified depending on the target substance or weakens.
  • Enhancement in this context describes the increase in the intracellular activity of one or more enzymes in a microorganism which are encoded by the corresponding DNA, for example by increasing the copy number of the gene or genes, using a strong promoter or using a gene which encodes a corresponding enzyme with a high activity and, if necessary, combines these measures.
  • Attenuation in this context describes the reduction or elimination of the intracellular activity of one or more enzymes (proteins) in a microorganism which are encoded by the corresponding DNA, for example by using a weak promoter or using a gene or allele which is responsible for a encoding the corresponding enzyme with a low activity or inactivating the corresponding enzyme (protein) and possibly combining these measures.
  • the microorganisms that are the subject of the present are L-lysine from glucose, sucrose, Lactose, fructose, maltose, molasses, starch, cellulose or from glycerin and ethanol. It can be Representative of coryneform bacteria, in particular of the genus Act Corynebacterium. In the genus Corynebacterium is especially the species Corynebacterium glutamicum too name that is known in the professional world for its ability To produce L-amino acids.
  • the inventors succeeded in creating the new one for the Lrp protein isolating encoding lrp gene from C. glutamicum.
  • E. coli can also use plasmids as pBR322 (Bolivar, Life Sciences, 25, 807-818 (1979)) or pUC9 (Viera et al., 1982, Gene, 19: 259-268) become.
  • Particularly suitable hosts as E. coli strains are the restriction and recombination defect.
  • An example of this is the strain DH5 ⁇ mcr, that of Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645-4649).
  • suitable vectors are subcloned and then sequenced as it is e.g. in Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74: 5463-5467, 1977).
  • the new one encoding the lrp gene DNA sequence obtained from C. glutamicum as SEQ ID NO 1 Is part of the present invention. Furthermore was from the present DNA sequence with those described above Methods the amino acid sequence of the corresponding protein derived. In SEQ ID NO 2 is the resulting one Amino acid sequence of the lrp gene product shown.
  • Coding DNA sequences which result from SEQ ID NO 1 due to the degeneracy of the genetic code are also part of the invention.
  • DNA sequences which hybridize with SEQ ID NO 1 or parts of SEQ ID NO 1 are part of the invention.
  • Conservative amino acid exchanges such as, for example, the exchange of glycine for alanine or of aspartic acid for glutamic acid in proteins are also considered in the professional world
  • Sense mutations are known which do not lead to a fundamental change in the activity of the protein, ie are function-neutral. Furthermore, it is known that changes to the N- and / or C-terminus of a protein do not significantly impair or even stabilize its function.
  • DNA sequences with SEQ ID NO 1 or parts of SEQ ID NO 1 hybrid, part of Invention.
  • DNA sequences are part of the Invention by the polymerase chain reaction (PCR) using primers that are result from SEQ ID NO 1.
  • PCR polymerase chain reaction
  • Such oligonucleotides have typically a length of at least 15 base pairs.
  • the inventors further found that the additional Overexpression of one or more of the respective enzymes Biosynthetic pathway, glycolysis, the citric acid cycle, anaplerotic metabolism or the export of amino acids individually or in combination with each other Advantages for the production of amino acids, in particular L-lysine and L-isoleucine result.
  • L-lysine and L-isoleucine may be advantageous to eliminate undesirable side reactions (Nakayama: “Breeding of Amino Acid Producing Micro-organisms", in: Overproduction of Microbial Products, Krumphanzl, Sikyta, Vanek (eds.), Academic Press, London, UK, 1982).
  • the microorganisms produced according to the invention can continuously or discontinuously in a batch process (Set cultivation) or in fed batch (feed process) or repeated fed batch process (repetitive feed process) for the purpose of producing amino acids, especially L-lysine and L-isoleucine can be cultivated.
  • Set cultivation or in fed batch (feed process) or repeated fed batch process (repetitive feed process) for the purpose of producing amino acids, especially L-lysine and L-isoleucine can be cultivated.
  • a Summary of known cultivation methods are in the Textbook by Chmiel (Bioprocess Engineering 1. Introduction to Bioprocess engineering (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) or in the textbook by Storhas (bioreactors and peripheral facilities (Vieweg Verlag, Braunschweig / Wiesbaden, 1994)).
  • the culture medium to be used must be in a suitable manner The requirements of the respective tribes meet. Descriptions of culture media of various microorganisms are in the "Manual of Methods for General Bacteriology" of the American Society for Bacteriology (Washington D.C., USA, 1981) included. Sugar and Carbohydrates such as Glucose, sucrose, lactose, Fructose, maltose, molasses, starch and cellulose, oils and Fats such as B. soybean oil, sunflower oil, peanut oil and Coconut fat, fatty acids such as B. palmitic acid, stearic acid and linoleic acid, alcohols such as e.g. B. glycerin and ethanol and organic acids such as B.
  • Sugar and Carbohydrates such as Glucose, sucrose, lactose, Fructose, maltose, molasses, starch and cellulose
  • oils and Fats such as B. soybean oil, sunflower oil, peanut oil and
  • acetic acid can be used. These substances can be used individually or as a mixture become.
  • Organic nitrogen can be used as the nitrogen source containing compounds such as peptones, yeast extract, Meat extract, malt extract, corn steep liquor, Soybean meal and urea or inorganic compounds such as ammonium sulfate, ammonium chloride, ammonium phosphate, Ammonium carbonate and ammonium nitrate can be used.
  • the Nitrogen sources can be used individually or as a mixture be used.
  • Phosphoric acid, Potassium dihydrogen phosphate or dipotassium hydrogen phosphate or the corresponding sodium salts are used.
  • the culture medium must also contain salts of metals such as.
  • Magnesium sulfate or iron sulfate, which is for the Growth are necessary. After all, essential Growth substances such as amino acids and vitamins in addition to above substances are used.
  • the culture medium Suitable precursors can also be added.
  • the feedstocks mentioned can be used for culture in the form of a one-off approach or appropriately to be fed during cultivation.
  • Basic compounds are used to control the pH of the culture such as sodium hydroxide, potassium hydroxide, ammonia or Ammonia water or acidic compounds such as phosphoric acid or sulfuric acid used in a suitable manner.
  • Antifoam agents such as e.g. Fatty acid polyglycol esters are used.
  • For Maintaining the stability of plasmids can do that Medium-suitable selective substances e.g. Antibiotics to be added.
  • Oxygen or those containing oxygen are maintained Gas mixtures such as Air into the culture registered.
  • the temperature of the culture is usually at 20 ° C to 45 ° C and preferably at 25 ° C to 40 ° C.
  • the Culture continues until a maximum of desired amino acid has formed. That goal will usually within 10 hours to 160 hours reached.
  • the analysis of the amino acids can be done by Anion exchange chromatography with subsequent Ninhydrin derivatization take place, as in Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958), 1190), or it can be done by reversed phase HPLC as in Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167-1174) described.
  • the method according to the invention is used for fermentative purposes Production of amino acids, especially L-lysine and L-isoleucine.
  • Chromosomal DNA from Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 was isolated as described in Tauch et al., (1995, plasmid 33: 168-179) and with the restriction enzyme Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Germany, product description Sau3AI, code no. 27-0913 -02) partially split.
  • the DNA fragments were dephosphorylated with shrimp alkaline phosphatase (Roche Molecular Biochemicals, Mannheim, Germany, product description SAP, code no. 1758250).
  • the DNA of the cosmid vector SuperCos1 (Wahl et al.
  • the cosmid DNA treated in this way was mixed with the treated ATCC13032 DNA and the mixture was treated with T4 DNA ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg, Germany, product description T4 DNA ligase, code no.27-0870-04) .
  • the ligation mixture was then packaged in phages using the Gigapack II XL Packing Extract (Stratagene, La Jolla, USA, product description Gigapack II XL Packing Extract, Code no. 200217).
  • the E. coli strain NM554 Raleigh et al. 1988, Nucleic Acid Res. 16: 1563-1575
  • the cells were taken up in 10 mM MgSO 4 and mixed with an aliquot of the phage suspension.
  • the cosmid DNA of a single colony was obtained with the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Product No. 27106, Qiagen, Hilden, Germany) isolated according to the manufacturer 's instructions and with the Restriction enzyme Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Germany, Product Description Sau3AI, Product No. 27-0913-02) partially split.
  • the DNA fragments were made with shrimp alkaline phosphatase (Roche Molecular Biochemicals, Mannheim, Germany, product description SAP, Product No. 1758250) dephosphorylated.
  • To Isolation was carried out by gel electrophoresis the cosmid fragments in the size range from 1500 to 2000 bp with the QiaExII Gel Extraction Kit (Product No.
  • the DNA of the sequencing vector pZero-1 purchased from Invitrogen (Groningen, Netherlands, Product Description Zero Background Cloning Kit, Product No. K2500-01) was with the restriction enzyme BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Germany, Product description BamHI, Product No. 27-0868-04) split.
  • BamHI Amersham Pharmacia, Freiburg, Germany, Product description BamHI, Product No. 27-0868-04
  • the ligation of the cosmid fragments in the Sequencing vector pZero-1 was as described by Sambrook et al. (1989, Molecular Cloning: A laboratory Manual, Cold Spring Harbor) performed, the DNA mixture with T4 ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg, Germany) via Was incubated overnight. This ligation mixture was subsequently into the E.
  • the nucleotide sequence obtained is in SEQ ID NO 1. Die Analysis of the nucleotide sequence revealed an open reading frame of 462 base pairs, which was designated as the lrp gene.
  • the lrp gene encodes a polypeptide of 154 amino acids.
  • the primers shown were synthesized by MWG Biotech (Ebersberg, Germany) and the PCR reaction using Pfu polymerase (Stratagene, Product. No. 600135, La Jolla, USA) and the PTC 100 thermocycler (MJ Research Inc ., Waltham, USA).
  • the primers lrp_up_for and lrp_do_rev contain an XmaI (lrp_up_for) and an XbaI (lrp_do_rev) interface respectively, which are given in parentheses in the illustration.
  • the first 397 bp DNA amplificate designated lrp part 1, was obtained with the oligonucleotides lrp_up_for and lrp_up_rev. It contains the 5 ' region of the lrp gene (nucleotide 1-18) upstream "region of the gene with 332 nucleotides and additionally the 21 bp extension derived from the oligonucleotide lrp_up_rev, which is complementary to the 5 ' end of the primer lrp_do_for.
  • the second 402 bp DNA fragment, lrp part 2 was obtained with the oligonucleotides lrp_do_for and lrp_do_rev and contains the 3 ' region of the lrp gene (nucleotide 426-462) and 366 bp downstream "of the gene.
  • the two PCR products lrp-part 1 and lrp-part 2 were used together as a DNA template in a third PCR reaction, whereby due to the overlapping, complementary DNA area the Hinstrang "from lrp-Part 1 with the Reverse strand "of lrp part 2.
  • the extension of this overlapping DNA region or the addition of the oligonucleotides lrp_up_for and lrp_do_rev leads to the generation of a 778 bp PCR amplificate, which leads to the generation of an lrp deletion derivative, as shown in SEQ ID No. 9.
  • the lrp deletion derivative obtained in Example 3 corresponds to SEQ ID NO. 9, was cut with the restriction enzymes XmaI- and XbaI (Amersham-Pharmarcia, Freiburg, Germany), after separation in an agarose gel (0.8%) using the Qiagenquick Gel Extraction Kit (Qiagen, Hilden, Germany) isolated from the agarose gel and with the cloning vector pK19mobsacB mobilized by Schfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994). This was previously split with the restriction enzymes XmaI- and XbaI, mixed with the lrp deletion allele and treated with T4-DNA ligase (Amersham-Pharmaecia, Freiburg, Germany).
  • the E. coli strain S17-1 (Simon et al., Bio / Technologie 1: 784-791, 1993) was then subjected to the ligation approach (Hanahan, In. DNA cloning. A practical approach. Vol. 1. ILR-Press, Cold Spring Habor, New York, 1989) electroporated.
  • the plasmid-carrying cells were selected by plating the transformation mixture onto LB agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manual. 2 nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), which was supplemented with 25 mg / l kanamycin had been.
  • Plasmid DNA was isolated from a transformant using the QIAprep Spin Miniprep Kit from Qiagen and the cloned lrp deletion allele was verified by sequencing by MWG Biotech (Ebersberg, Germany).
  • the plasmid was named pK19mobscB ⁇ lrp.
  • the strain was deposited as E. coli S17-1 / pK19mobsacB ⁇ lrp under number DSM 13702 on August 31, 2000 with the German Collection for Microorganisms and Cell Cultures (DSMZ, Braunschweig, Germany).
  • the vector pK19mobsacB ⁇ lrp mentioned in Example 4 was electroporated according to the electroporation method of Tauch et al., (1989 FEMS Microbiology Letters 123: 343-347). The vector cannot replicate independently in DSM5715 and only remains in the cell if it has integrated into the chromosome.
  • the selection of clones with integrated pK19mobsacB ⁇ lrp was carried out by plating the electroporation batch onto LB agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory circuit. 2 nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), which with 15 mg / l kanamycin had been supplemented.
  • the strain was named C. glutamicum DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp designated.
  • the C. glutamicum strain obtained in Example 5 DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp was used for the production of Cultivated lysine suitable nutrient medium and the lysine content determined in the culture supernatant.
  • the strain was first incubated on agar plate for 24 hours at 33 ° C.
  • a pre-culture was inoculated (10 ml medium in 100 ml Erlenmeyer flask).
  • the complete medium CgIII was used as the medium for the preculture.
  • the preculture was incubated for 48 hours at 33 ° C. at 240 rpm on the shaker.
  • a main culture was inoculated from this preculture so that the initial OD (660 nm) of the main culture was 0.1 OD.
  • the medium MM was used for the main culture.
  • CSL, MOPS and the salt solution were adjusted to pH 7 with ammonia water and autoclaved.
  • the sterile substrate and vitamin solutions were then added, and the dry autoclaved CaCO 3 was added.
  • the cultivation was carried out in a volume of 10 ml in a 100 ml Erlenmeyer flasks with baffles. The cultivation took place at 33 ° C and 80% humidity.
  • the OD was measured at a measuring wavelength of 660 nm with the Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH, Kunststoff) determined.
  • the amount of lysine formed was included an amino acid analyzer from Eppendorf-BioTronik (Hamburg, Germany) by ion exchange chromatography and post-column derivatization with ninhydrin detection certainly.
  • Table 1 shows the result of the test. tribe OD (660) Lysine HCl g / l DSM5715 7.9 13.53 DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp 7.8 14.27
  • the primers shown were from MWG Biotech (Ebersberg, Germany) and synthesized the PCR reaction using Pfu polymerase (Stratagene, Product. No. 600135, La Jolla, USA) and the PTC 100 thermal cycler (MJ Research Inc., Waltham, USA).
  • the primer lrp_up_for and lrp_do_rev contain an inserted XmaI (lrp_up_for) or an XbaI (lrp_do_rev) interface that are given in parentheses in the illustration.
  • the first 397 bp DNA amplificate designated lrp part 1, was obtained with the oligonucleotides lrp_up_for and lrp_up_rev. It contains the 5 ' region of the lrp gene (nucleotide 1-18) upstream "region of the gene with 332 nucleotides and additionally the 21 bp extension derived from the oligonucleotide lrp_up_rev, which is complementary to the 5 ' end of the primer lrp_do_for.
  • the second 402 bp DNA fragment, lrp part 2 was obtained with the oligonucleotides lrp_do_for and lrp_do_rev and contains the 3 ' region of the lrp gene (nucleotide 426-462) and 366 bp downstream "of the gene.
  • the two PCR products lrp-part 1 and lrp-part 2 were used together as a DNA template in a third PCR reaction, whereby due to the overlapping, complementary DNA area the Hinstrang "from lrp-Part 1 with the Reverse strand "of lrp part 2.
  • the extension of this overlapping DNA region or the addition of the oligonucleotides lrp_up_for and lrp_do_rev leads to the generation of a 778 bp PCR amplificate, which leads to the generation of an lrp deletion derivative, as shown in SEQ ID No. 9.
  • the lrp deletion derivative obtained in Example 3 corresponds to SEQ ID NO. 9, was cut with the restriction enzymes XmaI- and XbaI (Amersham-Pharmarcia, Freiburg, Germany), after separation in an agarose gel (0.8%) using the Qiagenquick Gel Extraction Kit (Qiagen, Hilden, Germany) isolated from the agarose gel and with the cloning vector pK19mobsacB mobilized by Schfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994). This was previously split with the restriction enzymes XmaI- and XbaI, mixed with the lrp deletion allele and treated with T4-DNA ligase (Amersham-Pharmaecia, Freiburg, Germany).
  • the E. coli strain S17-1 (Simon et al., Bio / Technologie 1: 784-791, 1993) was then subjected to the ligation approach (Hanahan, In. DNA cloning. A practical approach. Vol. 1. ILR-Press, Cold Spring Habor, New York, 1989) electroporated.
  • the plasmid-carrying cells were selected by plating the transformation mixture onto LB agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manual. 2 nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), which was supplemented with 25 mg / l kanamycin had been.
  • Plasmid DNA was isolated from a transformant using the QIAprep Spin Miniprep Kit from Qiagen and the cloned lrp deletion allele was verified by sequencing by MWG Biotech (Ebersberg, Germany).
  • the plasmid was named pK19mobscB ⁇ lrp.
  • the strain was deposited as E. coli S17-1 / pK19mobsacB ⁇ lrp under number DSM 13702 on August 31, 2000 with the German Collection for Microorganisms and Cell Cultures (DSMZ, Braunschweig, Germany).
  • the vector pK19mobsacB ⁇ lrp mentioned in Example 4 was electroporated according to the electroporation method of Tauch et al., (1989 FEMS Microbiology Letters 123: 343-347). The vector cannot replicate independently in DSM5715 and only remains in the cell if it has integrated into the chromosome.
  • the selection of clones with integrated pK19mobsacB ⁇ lrp was carried out by plating the electroporation batch onto LB agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory circuit. 2 nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), which with 15 mg / l kanamycin had been supplemented.
  • the plasmid pK9mobsacB ⁇ lrp fragment was used according to the method "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" from Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Germany, 1993) with the Dig hybridization kit Boehringer company marked.
  • Chromosomal DNA of a potential deletion mutant was determined using the method of Eikmanns et al. (Microbiology 140: 1817-1828 (1994)) isolated and cut with the restriction enzyme SphI and PstI in separate batches. The resulting fragments were separated using agarose gel electrophoresis and hybridized at 68 ° C. using the Boehringer Dig hybridization kit. Two hybridizing fragments of approximately 1640 bp and 960 bp were obtained in the control strain, while two hybridizing fragments of approximately 580 bp and 1300 bp were obtained in the mutant. This showed that the strain DSM5715 has lost its complete copy of the lrp gene and instead only has the incomplete copy with the deletion of approximately 380 bp. The strain was named C. glutamicum DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp.
  • the C. glutamicum strain obtained in Example 5 DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp was used for the production of Cultivated lysine suitable nutrient medium and the lysine content determined in the culture supernatant.
  • the strain was first incubated on agar plate for 24 hours at 33 ° C.
  • a pre-culture was inoculated (10 ml medium in 100 ml Erlenmeyer flask).
  • the complete medium CgIII was used as the medium for the preculture.
  • the preculture was incubated for 48 hours at 33 ° C. at 240 rpm on the shaker.
  • a main culture was inoculated from this preculture so that the initial OD (660 nm) of the main culture was 0.1 OD.
  • the medium MM was used for the main culture.
  • CSL, MOPS and the salt solution were adjusted to pH 7 with ammonia water and autoclaved.
  • the sterile substrate and vitamin solutions were then added, and the dry autoclaved CaCO 3 was added.
  • the cultivation was carried out in a volume of 10 ml in a 100 ml Erlenmeyer flasks with baffles. The cultivation took place at 33 ° C and 80% humidity.
  • the OD was measured at a measuring wavelength of 660 nm with the Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH, Kunststoff) determined.
  • the amount of lysine formed was included an amino acid analyzer from Eppendorf-BioTronik (Hamburg, Germany) by ion exchange chromatography and post-column derivatization with ninhydrin detection certainly.
  • Table 1 shows the result of the test. tribe OD (660) Lysine HCl g / l DSM5715 7.9 13.53 DSM5715 / pK19mobsacB ⁇ lrp 7.8 14.27

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Abstract

Die Erfindung betrifft ein isoliertes Polynukleotid, enthaltend eine Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe a) Polynukleotid, das mindestens zu 70 % identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält, b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70 % identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2, c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Basen der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c), und Verfahren zur fermentativen Herstellung von L-Aminosäuren unter Verstärkung oder Abschwächung des lrp-Gens.

Description

Gegenstand der Erfindung sind für das lrp-Gen kodierende Nukleotidsequenzen und Verfahren zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren, insbesondere Lysin und Isoleucin unter Verwendung von coryneformen Bakterien, in denen die Expression des lrp-Gens beeinflußt wird.
Stand der Technik
L-Aminosäuren finden in der Tierernährung, in der Lebensmittelindustrie, in der Humanmedizin und in der pharmazeutischen Industrie Anwendung.
Es ist bekannt, daß diese Aminosäuren durch Fermentation von Stämmen coryneformer Bakterien insbesondere Corynebacterium glutamicum hergestellt werden. Wegen der großen Bedeutung wird ständig an der Verbesserung der Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensbesserungen können fermentationstechnische Maßnahmen wie z.B. Rührung und Versorgung mit Sauerstoff, oder die Zusammensetzung der Nährmedien wie z.B. die Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder die Aufarbeitung zur Produktform durch z.B. Ionenaustauschchromatographie oder die intrinsischen Leistungseigenschaften des Mikroorganismus selbst betreffen.
Zur Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser Mikroorganismen werden Methoden der Mutagenese, Selektion und Mutantenauswahl angewendet. Auf diese Weise erhält man Stämme, die resistent gegen Antimetabolite wie z.B. das Lysin-Analogon S-(2-Aminoethyl)-Cystein oder auxotroph für regulatorisch bedeutsame Aminosäuren sind und L-Aminosäuren produzieren. Seit einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der rekombinanten DNA-Technik zur Stammverbesserung L-Aminosäure produzierender Stämme von Corynebacterium eingesetzt LRP (leucine-responsive protein) ist ein zuerst für Escherichia coli beschriebener globaler Regulator, der die Transkription einer Reihe von Genen beeinflußt, deren Genprodukte am Transport, der Biosynthese und dem Abbau von Aminosäuren beteiligt sind (Calvo und Matthews, Microbiological Reviews 58, 466-490, 1994).
In den letzten Jahren wurden ähnliche Gene auch in anderen Organismen wie Bradyrhizobium japonicum (King und O'Brian, Journal of Bacteriology, 179, 1828-1831, 1997), Klebsiella aerogenes (Janes und Bender, Journal of Bacteriology, 181, 1054-1058, 1999), Sulfolobus acidocaldarius (Charlier et al., Gene, 201, 63-68, 1997) und in dem gram positiven Bakterium Bacillus subtilis (Belitsky et al., Journal of Bacteriology, 179, 5448-5457, 1997) identifiziert.
Das Lrp Protein reguliert in E. coli seine eigene Expression. Lrp beeinflußt außerdem in E. coli die Expression vieler Gene, entweder negativ oder positiv. Im allgemeinen wird dabei die Expression von Genprodukten, die in biosynthetischen Wegen wirksam sind, stimuliert. Genprodukte, die katabolisch wirksam sind werden in der Regel entsprechend negativ reguliert. In einigen Fällen potenziert sich die Wirkung von Lrp durch Zugabe von L-Leucin, während L-Leucin-Zugabe auch negativ wirken kann (Newman et al., In: Neidhardt et al. Escherichia coli and Salmonella typhimurium: Cellular and molecular biology. American Society for Microbiology, Washington D.C., 1513-1525, 1996). Durch LRP werden in E. coli eine große Zahl von Genen und Operons reguliert, die in der Aminosäurebiosynthese und dem Aminosäurekatabolismus eine zentrale Rolle spielen. In E. coli werden beispielsweise folgende Operons durch Lrp negativ reguliert: livJ, welches für ein Bindeprotein für ein hochaffines Aufnahmesystem von verzweigtkettigen Aminosäuren kodiert (Haney et al., Journal of Bacteriology, 174, 108-115, 1992) und lysU, daß für die Lysin tRNA Synthetase kodiert (Gazeau et al., FEBS Letters, 300, 254-258, 1994). Zu den bisher bekannten in E. coli positiv beeinflußten Genen gehören u.a. ilvIH, gltBDF und leuABCD (Lin et al., Journal of Bacteriology, 174, 1948-1955, 1992).
Letztgenanntes Operon ist von grundsätzlichem Interesse für die Leucinbiosynthese und von besonderem Interesse für die Lysinbiosynthese von Corynebacterium glutamicum. Es wird vermutet, daß eine Verbindung besteht zwischen Leucin-Auxotrophie und hohen Lysin-Produktivitäten (Schrumpf et al., Applied Microbiology and Biotechnology, 37, 566-571, 1992). Patek et al. (Applied and Environmental Microbiology, 60, 133-140, 1994) zeigten, daß eine Inaktivierung von leuA in einigen Lysinproduzenten von C. glutamicum zu erhöhten Lysinausbeuten führt. Tosaka et al. (Agricultural Biological Chemistry, 43, 265-270, 1979) konnten bei einer Mutante von Brevibacterium lactofermentum durch Zugabe von L-Leucin eine Erniedrigung der Lysinbildung bei gleichzeitiger Erhöhung der Threoninbildung erreichen.
Aufgabe der Erfindung
Die Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt neue Maßnahmen zur verbesserten fermentativen Herstellung von L-Aminosäuren insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin mit coryneformen Bakterien zur Verfügung zu stellen.
Beschreibung der Erfindung
Gegenstand der Erfindung ist ein isoliertes Polynukleotid aus coryneformen Bakterien, enthaltend eine Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe
  • a) Polynukleotid, das mindestens zu 70 % identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
  • b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
  • c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a), oder b) und
  • d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Basen der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c).
    • Gegenstand der Erfindung ist ebenfalls das Polynukleotid gemäß Anspruch 1, wobei es sich bevorzugt um eine replizierbare DNA handelt, enthaltend:
  • (i) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ-ID-No. 1, oder
  • (ii) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Codes entspricht, oder
  • (iii) mindestens eine Sequenz, die mit der zur Sequenz i) oder (ii) komplementären Sequenz hybridisiert, und gegebenenfalls
  • (iv) funktionsneutralen Sinnmutationen in (i).
    • Weitere Gegenstände sind
  • ein Polynukleotid gemäß Anspruch 2, enthaltend die Nukleotidsequenz wie in SEQ ID No. 1 dargestellt,
  • ein Polynukleotid gemäß Anspruch 2, das für ein Polypeptid codiert, das die Aminosäuresequenz, wie in SEQ ID No. 2 dargestellt, enthält.
    • Gegenstand der Erfindung sind ebenso Polynukleotide, die im wesentlichen aus einer Polynukleotidsequenz bestehen, die erhältlich sind durch Screening mittels Hybridisierung einer entsprechenden Genbank, die das vollständige Gen mit der Polynukleotidsequenz entsprechend SEQ ID No. 1 enthält, mit einer Sonde, die die Sequenz des genannten Polynukleotids gemäss SEQ ID No. 1 oder ein Fragment davon enthält und Isolierung der genannten DNA-Sequenz.
    Polynukleotidsequenzen gemäss der Erfindung sind geeignet als Hybridisierungs-Sonden für RNA, cDNA und DNA, um cDNA in voller Länge zu isolieren, die für Lrp-Protein codieren und solche cDNA oder Gene zu isolieren, die eine hohe Ähnlichkeit der Sequenz mit der des lrp Gens aufweisen.
    Polynukleotidsequenzen gemäss der Erfindung sind weiterhin geeignet als Primer zur Herstellung von DNA von Genen, die für Lrp-Proteine codieren, durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR).
    Solche als Sonden oder Primer dienende Oligonukleotide enthalten mindestens 30, bevorzugt mindestens 20, ganz besonders bevorzugt mindestens 15 aufeinanderfolgende Basen. Geeignet sind ebenfalls Oligonukleotide mit einer Länge von mindestens 40 oder 50 Basenpaaren.
    Figure 00060001
    Isoliert" bedeutet aus seinem natürlichen Umfeld herausgetrennt.
    Polynukleotid" bezieht sich im allgemeinen auf Polyribonukleotide und Polydeoxyribonukleotide, wobei es sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte RNA oder DNA handeln kann.
    Unter Polypeptiden" versteht man Peptide oder Proteine, die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene Aminosäuren enthalten.
    Die Polypeptide gemäß Erfindung schliessen ein Polypeptid gemäß SEQ ID No. 2, insbesondere solche mit der biologischen Aktivität der Lrp-Proteins und auch solche ein, die zu wenigstens 70 % identisch sind mit dem Polypeptid gemäss SEQ ID No. 2, bevorzugt zu wenigstens 80% und besonders die zu wenigstens 90 % bis 95 % Identität mit dem Polypeptid gemäß SEQ ID No. 2 und die genannte Aktivität aufweisen.
    Die Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin mittels coryneformer Bakterien, die insbesondere bereits Aminosäuren produzieren, indem man das neue lrp-Gen in Abhängigkeit von der Zielsubstanz verstärkt oder abschwächt.
    Der Begriff Verstärkung" beschreibt in diesem Zusammenhang die Erhöhung der intrazellulären Aktivität eines oder mehrerer Enzyme in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechende DNA kodiert werden, indem man beispielsweise die Kopienzahl des Gens bzw. der Gene erhöht, einen starken Promoter verwendet oder ein Gen verwendet, das für ein entsprechendes Enzym mit einer hohen Aktivität kodiert und gegebenenfalls diese Maßnahmen kombiniert.
    Der Begriff Abschwächung" beschreibt in diesem Zusammenhang die Verringerung oder Ausschaltung der intrazellulären Aktivität eines oder mehrere Enzyme (Proteine) in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechende DNA kodiert werden, indem man beispielsweise einen schwachen Promotor verwendet oder ein Gen bzw. Allel verwendet, das für ein entsprechendes Enzym mit einer niedrigen Aktivität kodiert bzw. das entsprechende Enzym (Protein) inaktiviert und gegebenenfalls diese Maßnahmen kombiniert.
    Die Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind, können L-Lysin aus Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose oder aus Glycerin und Ethanol herstellen. Es kann sich um Vertreter coryneformer Bakterien insbesondere der Gattung Corynebacterium handeln. Bei der Gattung Corynebacterium ist insbesondere die Art Corynebacterium glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt für ihre Fähigkeit bekannt ist, L-Aminosäuren zu produzieren.
    Geeignete Stämme der Gattung Corynebacterium, insbesondere der Art Corynebacterium glutamicum, sind zum Beispiel die bekannten Wildtypstämme
  • Corynebacterium glutamicum ATCC13032
  • Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
  • Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870
  • Corynebacterium melassecola ATCC17965
  • Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539
  • Brevibacterium flavum ATCC14067
  • Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
  • Brevibacterium divaricatum ATCC14020
    • und daraus hergestellte Aminosäure produzierende Mutanten bzw. Stämme, wie beispielsweise
    die L-Lysin produzierenden Stämme
    • Corynebacterium glutamicum FERM-P 1709
    • Brevibacterium flavum FERM-P 1708
    • Brevibacterium lactofermentum FERM-P 1712
    • Corynebacterium glutamicum FERM-P 6463
    • Corynebacterium glutamicum FERM-P 6464 und
    • Corynebacterium glutamicum DSM5715
    oder die L-Isoleucin produzierenden Stämme
    • Corynebacterium glutamicum ATCC 14309
    • Corynebacterium glutamicum ATCC 14310
    • Corynebacterium glutamicum ATCC 14311
    • Corynebacterium glutamicum ATCC 15168 und
    • Corynebacterium ammoniagenes ATCC 6871.
    Den Erfindern gelang es, das neue, für das Lrp-Protein kodierende lrp-Gen von C. glutamicum zu isolieren.
    Zur Isolierung des lrp-Gens oder auch anderer Gene von C. glutamicum wird zunächst eine Genbank dieses Mikrorganismus in E. coli angelegt. Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten Lehrbüchern und Handbüchern niedergeschrieben. Als Beispiel seien das Lehrbuch von Winnacker: Gene und Klone, Eine Einführung in die Gentechnologie (Verlag Chemie, Weinheim, Deutschland, 1990) oder das Handbuch von Sambrook et al.: Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) genannt. Eine sehr bekannte Genbank ist die des E. coli K-12 Stammes W3110, die von Kohara et al. (Cell 50, 495 - 508 (1987)) in λ-Vektoren angelegt wurde. Bathe et al. (Molecular and General Genetics, 252:255-265, 1996) beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032, die mit Hilfe des Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 84:2160-2164) im E.coli K-12 Stamm NM554 (Raleigh et al., 1988, Nucleic Acids Research 16:1563-1575) angelegt wurde. Börmann et al. (Molecular Microbiology 6(3), 317-326)) wiederum beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032 unter Verwendung des Cosmids pHC79 (Hohn und Collins, Gene 11, 291-298 (1980)). Zur Herstellung einer Genbank von C. glutamicum in E. coli können auch Plasmide wie pBR322 (Bolivar, Life Sciences, 25, 807-818 (1979)) oder pUC9 (Viera et al., 1982, Gene, 19:259-268) verwendet werden. Als Wirte eignen sich besonders solche E. coli-Stämme, die restriktions- und rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der Stamm DH5αmcr, der von Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645-4649) beschrieben wurde. Die mit Hilfe von Cosmiden klonierten langen DNA-Fragmente können anschließend wiederum in gängige für die Sequenzierung geeignete Vektoren subkloniert und anschließend sequenziert werden, so wie es z.B. bei Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74:5463-5467, 1977) beschrieben ist.
    Auf diese Weise wurde die neue für das Gen lrp kodierende DNA-Sequenz von C. glutamicum erhalten, die als SEQ ID NO 1 Bestandteil der vorliegenden Erfindung ist. Weiterhin wurde aus der vorliegenden DNA-Sequenz mit den oben beschriebenen Methoden die Aminosäuresequenz des entsprechenden Proteins abgeleitet. In SEQ ID NO 2 ist die sich ergebende Aminosäuresequenz des lrp-Genproduktes dargestellt.
    Kodierende DNA-Sequenzen, die sich aus SEQ ID NO 1 durch die Degeneriertheit des genetischen Codes ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung. In gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID NO 1 oder Teilen von SEQ ID NO 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung. In der Fachwelt sind weiterhin konservative Aminosäureaustausche wie z.B. Austausch von Glycin gegen Alanin oder von Asparaginsäure gegen Glutaminsäure in Proteinen als Sinnmutationen" (sense mutations) bekannt, die zu keiner grundsätzlichen Veränderung der Aktivität des Proteins führen, d. h. funktionsneutral sind. Weiterhin ist bekannt, daß Änderungen am N- und/oder C-Terminus eines Proteins dessen Funktion nicht wesentlich beeinträchtigen oder sogar stabilisieren können. Angaben hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat et al. (Journal of Bacteriology 169:751-757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene 77:237-251 (1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences 3:240-247 (1994)), bei Hochuli et al. (Bio/Technology 6:1321-1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie. Aminosäuresequenzen, die sich in entsprechender Weise aus SEQ ID NO 2 ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
    In gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID NO 1 oder Teilen von SEQ ID NO 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung. Schließlich sind DNA-Sequenzen Bestandteil der Erfindung, die durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) unter Verwendung von Primern hergestellt werden, die sich aus SEQ ID NO 1 ergeben. Derartige Oligonukleotide haben typischerweise eine Länge von mindestens 15 Basenpaaren.
    Anleitungen zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels Hybridisierung findet der Fachmann unter anderem im Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebl et al. (International Journal of Systematic Bacteriology (1991) 41: 255-260). Anleitungen zur Amplifikation von DNA-Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonukleotide synthesis: a practical approach (IRL Press, Oxford, UK, 1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994).
    Die Erfinder fanden heraus, daß das lrp-Gens wichtig für die Herstellung von Aminosäuren, insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin ist.
    Die Erfinder fanden weiterhin heraus, daß die zusätzliche Überexpression ein oder mehrerer Enzyme des jeweiligen Biosyntheseweges, der Glykolyse, des Zitronensäurezyklus, des anaplerotischen Stoffwechsels oder des Aminosäure-Exportes einzeln oder in Kombination miteinander weitere Vorteile für die Herstellung von Aminosäuren, insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin ergibt.
    So kann beispielsweise für die Herstellung von L-Lysin
    • gleichzeitig das für die Dihydrodipicolinat-Synthase kodierende dapA-Gen (EP-B 0 197 335), oder
    • gleichzeitig das für die Glycerinaldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase kodierende gap-Gen (Schwinde et al., Journal of Bacteriology 175: 3905-3908 (1993)), oder
    • gleichzeitig das für die Malat:Chinon Oxidoreduktase kodierende mqo-Gen (Molenaar et al., European Journal of Biochemistry 254, 395 - 403 (1998)), oder
    • gleichzeitig das für die Pyruvat-Carboxylase kodierende pyc-Gen (DE-A-19 831 609), oder
    • gleichzeitig das für den Lysin-Export kodierende LysE-Gen (DE-A-195 48 222)
    überexprimiert werden.
    So kann beispielsweise für die Herstellung von L-Isoleucin
    • gleichzeitig das für die Threonin-Dehydratase kodierende ilvA-Gen (Möckel et al., Journal of Bacteriology (1992) 8065-8072)) oder das für eine "feed back resistente" Threonin- Dehydratase kodierende ilvA(Fbr)-Allel (Möckel et al., (1994)Molecular Microbiology 13: 833-842), oder
    • gleichzeitig das für die Glycerinaldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase kodierende gap-Gen (Schwinde et al., Journal of Bacteriology 175: 3905-3908 (1993)), oder
    • gleichzeitig das für die Malat:Chinon Oxidoreduktase kodierende mqo-Gen (Molenaar et al., European Journal of Biochemistry 254, 395 - 403 (1998)), oder
    • gleichzeitig das für die Pyruvat-Carboxylase kodierende pyc-Gen (DE-A-19 831 609)
    überexprimiert werden.
    Weiterhin kann es für die Produktion von Aminosäuren insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin vorteilhaft sein unerwünschte Nebenreaktionen auszuschalten (Nakayama: "Breeding of Amino Acid Producing Micro-organisms", in: Overproduction of Microbial Products, Krumphanzl, Sikyta, Vanek (eds.), Academic Press, London, UK, 1982).
    Die erfindungsgemäß hergestellten Mikroorganismen können kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch - Verfahren (Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zum Zwecke der Produktion von Aminosäuren, insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über bekannte Kultivierungsmethoden sind im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozesstechnik 1. Einführung in die Bioverfahrenstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen (Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) beschrieben.
    Das zu verwendende Kulturmedium muß in geeigneter Weise den Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen von Kulturmedien verschiedenener Mikroorganismen sind im Handbuch "Manual of Methods for General Bacteriology" der American Society for Bacteriology (Washington D.C., USA, 1981) enthalten. Als Kohlenstoffquelle können Zucker und Kohlehydrate wie z.B. Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke und Cellulose, Öle und Fette wie z. B. Sojaöl, Sonnenblumenöl, Erdnussöl und Kokosfett, Fettsäuren wie z. B. Palmitinsäure, Stearinsäure und Linolsäure, Alkohole wie z. B. Glycerin und Ethanol und organische Säuren wie z. B. Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe können einzeln oder als Mischung verwendet werden. Als Stickstoffquelle können organische Stickstoff haltige Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen können einzeln oder als Mischung verwendet werden. Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die entsprechenden Natrium haltigen Salze verwendet werden. Das Kulturmedium muß weiterhin Salze von Metallen enthalten wie z.B. Magnesiumsulfat oder Eisensulfat, die für das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe wie Aminosäuren und Vitamine zusätzlich zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium können überdies geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise während der Kultivierung zugefüttert werden.
    Zur pH - Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure oder Schwefelsäure in geeigneter Weise eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummittel wie z.B. Fettsäurepolyglykolester eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe z.B. Antibiotika hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten werden Sauerstoff oder Sauerstoffhaltige Gasmischungen wie z.B. Luft in die Kultur eingetragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise bei 25°C bis 40°C. Die Kultur wird solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum der gewünschten Aminosäure gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht.
    Die Analyse der Aminosäuren kann durch Anionenaustauschchromatographie mit anschließender Ninhydrin Derivatisierung erfolgen, so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958), 1190) beschrieben, oder sie kann durch reversed phase HPLC erfolgen so wie bei Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167-1174) beschrieben.
    Das erfindungsgemäße Verfahren dient zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren, insbesondere L-Lysin und L-Isoleucin.
    Beispiele
    Die vorliegende Erfindung wird im folgenden anhand von Ausführungsbeispielen näher erläutert.
    Beispiel 1 Herstellung einer genomischen Cosmid-Genbank aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032
    Chromosomale DNA aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 wurde wie bei Tauch et al., (1995, Plasmid 33:168-179) beschrieben, isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Code no. 27-0913-02) partiell gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit shrimp alkalischer Phosphatase (Roche Molecular Biochemicals, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Code no. 1758250) dephosphoryliert. Die DNA des Cosmid-Vektors SuperCos1 (Wahl et al. (1987) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 84:2160-2164), bezogen von der Firma Stratagene (La Jolla, USA, Produktbeschreibung SuperCos1 Cosmid Vektor Kit, Code no. 251301) wurde mit dem Restriktionsenzym XbaI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung XbaI, Code no. 27-0948-02) gespalten und ebenfalls mit shrimp alkalischer Phosphatase dephosphoryliert. Anschließend wurde die Cosmid-DNA mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Code no. 27-0868-04) gespalten. Die auf diese Weise behandelte Cosmid-DNA wurde mit der behandelten ATCC13032-DNA gemischt und der Ansatz mit T4-DNA-Ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase, Code no.27-0870-04) behandelt. Das Ligationsgemisch wurde anschließend mit Hilfe des Gigapack II XL Packing Extracts (Stratagene, La Jolla, USA, Produktbeschreibung Gigapack II XL Packing Extract, Code no. 200217) in Phagen verpackt. Zur Infektion des E. coli Stammes NM554 (Raleigh et al. 1988, Nucleic Acid Res. 16:1563-1575) wurden die Zellen in 10 mM MgSO4 aufgenommen und mit einem Aliquot der Phagensuspension vermischt. Infektion und Titerung der Cosmidbank wurden wie bei Sambrook et al. (1989, Molecular Cloning: A laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei die Zellen auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1:190) + 100µg/ml Ampicillin ausplattiert wurden. Nach Inkubation über Nacht bei 37°C wurden rekombinante Einzelklone selektioniert.
    Beispiel 2 Isolierung und Sequenzierung des lrp-Gens
    Die Cosmid-DNA einer Einzelkolonie wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Product No. 27106, Qiagen, Hilden, Germany) nach Herstellerangaben isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Product No. 27-0913-02) partiell gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit shrimp alkalischer Phosphatase (Roche Molecular Biochemicals, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Product No. 1758250) dephosphoryliert. Nach gelelektrophoretischer Auftrennung erfolgte die Isolierung der Cosmidfragmente im Größembereich von 1500 bis 2000 bp mit dem QiaExII Gel Extraction Kit (Product No. 20021, Qiagen, Hilden, Germany). Die DNA des Sequenziervektors pZero-1 bezogen von der Firma Invitrogen (Groningen, Niederlande, Produktbeschreibung Zero Background Cloning Kit, Product No. K2500-01) wurde mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Product No. 27-0868-04) gespalten. Die Ligation der Cosmidfragmente in den Sequenziervektor pZero-1 wurde wie von Sambrook et al. (1989, Molecular Cloning: A laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei das DNA-Gemisch mit T4-Ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg, Deutschland) über Nacht inkubiert wurde. Dieses Ligationsgemisch wurde anschließend in den E. coli Stamm DH5αMCR (Grant, 1990, Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A., 87:4645-4649) elektroporiert (Tauch et al. 1994, FEMS Microbiol Letters, 123:343-7) und auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1:190) + 50 µg/ml Zeocin ausplattiert. Die Plasmidpräparation der rekombinanten Klone erfolgte mit dem Biorobot 9600 (Product No. 900200, Qiagen, Hilden, Germany). Die Sequenzierung erfolgte nach der Dideoxy-Kettenabbruch-Methode von Sanger et al. (1977, Proceedings of the National Academies of Sciences U.S.A., 74:5463-5467) mit Modifikationen nach Zimmermann et al. (1990, Nucleic Acids Research, 18:1067). Es wurde der "RR dRhodamin Terminator Cycle Sequencing Kit" von PE Applied Biosystems(Product No. 403044, Weiterstadt, Germany) angewandt. Die gelelektrophoretische Auftrennung und Analyse der Sequenzierreaktion erfolgte in einem "Rotiphorese NF Acrylamid/Bisacrylamid" Gel (29:1) (Product No. A124.1, Roth, Karlsruhe, Germany) mit dem "ABI Prism 377" Sequenziergerät von PE Applied Biosystems (Weiterstadt, Germany).
    Die erhaltenen Roh-Sequenzdaten wurden anschließend unter Anwendung des Staden-Programpakets (1986, Nucleic Acids Research, 14:217-231) Version 97-0 prozessiert. Die Einzelsequenzen der pZero1-Derivate wurden zu einem zusammenhängenden Contig assembliert. Die computergestützte Kodierbereichsanalyse wurden mit dem Programm XNIP (Staden, 1986, Nucleic Acids Research, 14:217-231) angefertigt. Weitere Analysen wurden mit den "BLAST search programs" (Altschul et al., 1997, Nucleic Acids Research, 25:3389-3402), gegen die non-redundant NCBI-Datenbank der "National Library of Medicine" (USA) durchgeführt.
    Die erhaltene Nukleotidsequenz ist in SEQ ID NO 1. Die Analyse der Nukleotidsequenz ergab ein offenes Leseraster von 462 Basenpaaren, welches als lrp-Gen bezeichnet wurde. Das lrp-Gen kodiert für ein Polypeptid von 154 Aminosäuren.
    Beispiel 3 Einbau einer Deletion/Insertion in das lrp-Gen
    Hierzu wurde aus dem Stamm ATCC13032 nach der Methode von Tauch et al. (1995, Plasmid 33:168-179) chromosomale DNA isoliert. Aufgrund der aus Beispiel 2 für C.glutamicum bekannten Sequenz des lrp-Gens wurden die im folgenden beschriebenen Oligonukleotide für die Erzeugung des lrp Deletionsallels ausgewählt.
  • lrp-up-for (Siehe auch SEQ ID No.3)
    5'-GGC G(CC CGG) GGG CGT GCG C-3'
  • lrp_up_rev (Siehe auch SEQ ID No.4 )
    5'-Extension-CCC ATC CAC TAA ACT TAA ACA-Seite-AAT GGA ATC TAG CTT CAT ATA TTG CAC-3'
  • lrp_do_for: (Siehe auch SEQ ID No. 5)
    5'-Extension-TGT TTA AGT TTA GTG GAT GGG-Seite-GCT ATG AAA GTG GTG AAA CCA GCT-3'
  • lrp_do_rev (Siehe auch SEQ ID No. 6)
    5'-CCG G(TC TAG) AGG ATC CGC AAT TCC-3'
    • Die dargestellten Primer wurden von der Firma MWG Biotech (Ebersberg, Deutschland) synthetisiert und die PCR-Reaktion unter Verwendung der Pfu-Polymerase (Stratagene, Product. No. 600135, La Jolla, USA) und des PTC 100-Thermocyclers (MJ Research Inc., Waltham, USA) durchgeführt. Die Primer lrp_up_for und lrp_do_rev enthalten eingefügt eine XmaI (lrp_up_for) bzw. eine XbaI (lrp_do_rev) Schnittstelle, die in der Darstellung in Klammern angegeben sind.
    Das erste 397 bp DNA-Amplifikat, als lrp-Teil 1 bezeichnet, wurde mit den Oligonukleotiden lrp_up_for und lrp_up_rev erhalten. Es beinhaltet den 5'-Bereich des lrp-Gens (Nukleotid 1-18), den upstream" Bereich des Gens mit 332 Nukleotiden und zusätzlich die vom Oligonukleotid lrp_up_rev stammende 21 bp-Extension, die komplementär ist zu dem 5'-Ende des Primers lrp_do_for.
    Zur Sequenzkontrolle erfolgte die Sequenzierung des Fragmentes lrp-Teil 1 nach der Didesoxy-Kettenabbruch-Methode, wie es von Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74:5463-5467, 1977) beschrieben ist. Die ermittelte Sequenz ist in SEQ ID No.7 dargestellt.
    Das zweite 402 bp DNA-Fragment, lrp-Teil 2, wurde mit den Oligonukleotiden lrp_do_for und lrp_do_rev erhalten und beinhaltet die 3'-Region des lrp-Gens (Nukleotid 426-462), und 366 bp downstream" des Gens.
    Dieses wurde ebenso wie bei Sanger et al. beschrieben (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74:5463-5467, 1977) sequenziert. Die ermittelte Sequenz ist in SEQ ID No.8 gezeigt.
    Die beiden PCR-Produkte lrp-Teil 1 und lrp-Teil 2 wurden in einer dritten PCR-Reaktion gemeinsam als DNA-Template verwendet, wobei sich aufgrund des überlappenden, komlementären DNA-Bereiches der Hinstrang" von lrp-Teil 1 mit dem Rückstrang" von lrp-Teil 2 verbinden konnte. Die Extension dieses überlappenden DNA-Bereiches bzw. die Zugabe der Oligonukleotide lrp_up_for und lrp_do_rev, führt zur Erzeugung eines 778 bp PCR-Amplifikats, welches zur Erzeugung eines lrp-Deletionsderivates führt, wie dargestellt in SEQ ID No. 9.
    Beispiel 4 Einbau des Δlrp-Allels in das Chromosom
    Das in Beispiel 3 erhaltene 778 bp große lrp-Deletionsallel, wurde mittels Deletionsmutagenese unter Zuhilfenahme des bei Schäfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994) beschriebenen sacB-Systems in das Chromosom von C. glutamicum eingebaut. Dieses System erlaubt dem Fachmann die Identifizierung bzw. die Selektion von Allel-Austauschen, die sich durch homologe Rekombination vollziehen.
    1. Konstruktion des Austauschvektors pK19mobsacBΔlrp
    Das in Beispiel 3 erhaltene lrp-Deletionsderivat entsprechend SEQ ID NO. 9, wurde mit den Restriktionsenzymen XmaI- und XbaI (Amersham-Pharmarcia, Freiburg, Germany) geschnitten ,nach Auftrennung in einem Agarosegel (0,8%) mit Hilfe des Qiagenquick Gel Extraction Kit (Qiagen, Hilden, Germany) aus dem Agarosegel isoliert und mit dem bei Schäfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994) mobilisierbaren Klonierungsvektor pK19mobsacB zur Ligation eingesetzt. Dieser wurde zuvor mit dem Restriktionsenzymen XmaI- und XbaI aufgespalten, mit dem lrp- Deletionsallel gemischt und mit T4-DNA-Ligase (Amersham-Pharmaecia, Freiburg, Germany) behandelt.
    Anschließend wurde der E.coli Stamm S17-1 (Simon et al.,Bio/Technologie 1: 784-791, 1993) mit dem Ligationsansatz (Hanahan, In. DNA cloning. A practical approach. Vol.1. ILR-Press, Cold Spring Habor, New York, 1989) elektroporiert. Die Selektion der Plasmid-tragenden Zellen erfolgte durch Ausplattieren des Tansformationsansatztes auf LB Agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manuel. 2nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war.
    Plasmid-DNA wurde aus einer Transformante mit Hilfe des QIAprep Spin Miniprep Kit der Firma Qiagen isoliert und das klonierte lrp-Deletionsallel mittels Sequenzierung durch die Firma MWG Biotech (Ebersberg, Deutschland) verifiziert. Das Plasmid wurde pK19mobscBΔlrp genannt. Der Stamm wurde als E. coli S17-1/pK19mobsacBΔlrp unter der Nummer DSM 13702 am 31.08.2000 bei der deutschen Sammlung für Mikrooorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) hinterlegt.
    Beispiel 5 Deltionsmutagenese des lrp-Gens in dem C. glutamicum Stamm DSM 5715
    Der in Beispiel 4 genannte Vektor pK19mobsacBΔlrp wurde nach der Elekroporationsmethode von Tauch et al.,(1989 FEMS Microbiology Letters 123: 343-347) elekroporiert. Der Vektor kann in DSM5715 nicht selbständig replizieren und bleibt nur dann in der Zelle erhalten, wenn er ins Chromosom integriert hat. Die Selektion von Klonen mit integriertem pK19mobsacBΔlrp erfolgte durch Ausplattieren des Elekroporationsansatzes auf LB-Agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manuel. 2nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), der mit 15 mg/l Kanamycin supplementiert worden war. Angewachsene Klone wurden auf LB-Agarplatten mit 25 mg/l Kanamycin ausgestrichen und für 16 Stunden bei 33°C inkubiert. Um die Excision des Plasmides zusammen mit der vollständigen chromosomalen Kopie des lrp-Gens zu erreichen, wurden die Klone anschließend auf LB-Agar mit 10% Sucrose angezogen. Das Plasmid pK19mobsacB enthält eine Kopie des sacB-Gens, welches Sucrose in die für C. glutamicum toxische Levansucrase umwandelt. Auf LB-Agar mit Sucrose wachsen daher nur solche Klone an, bei denen das integrierte pK19mobsacBΔlrp wiederum excisiert hat. Bei der Excision kann zusammen mit dem Plasmid entweder die vollständige chromosomale Kopie des lrp-Gens excisieren, oder die unvollständige Kopie mit der internen Deletion. Um nachzuweisen, daß die unvollständige Kopie von lrp im Chromosom verblieben ist, wurde das Plasmid pK9mobsacBΔlrp Fragment nach der Methode "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) mit dem Dig-Hybridisierungskit der Firma Boehringer markiert. Chromosomale DNA einer potentiellen Deletionsmutante wurde nach der Methode von Eikmanns et al. (Microbiology 140: 1817-1828 (1994)) isoliert und jeweils mit dem Restriktionsenzymen SphI und PstI in getrennten Ansätzen geschnitten. Die entstehenden Fragmente wurden mit Agarosegel-Elektrophorese aufgetrennt und mit dem Dig-Hybrisierungskit der Firma Boehringer bei 68°C hybridisiert. Bei dem Kontrollstamm wurden zwei hybridisierende Fragmente von ca. 1640bp und 960 bp erhalten, während bei der Mutante zwei hybridisierende Fragmente von ca. 580 bp und 1300 bp erhalten wurden. Damit konnte gezeigt werden, daß der Stamm DSM5715 seine vollständige Kopie des lrp-Gens verloren hat und stattdessen nur noch über die unvollständige Kopie mit der Deletion von ca. 380 bp verfügt.
    Der Stamm wurde als C. glutamicum DSM5715/pK19mobsacBΔlrp bezeichnet.
    Beispiel 6 Herstellung von Lysin
    Der in Beispiel 5 erhaltene C. glutamicum Stamm DSM5715/pK19mobsacBΔlrp wurde in einem zur Produktion von Lysin geeigneten Nährmedium kultiviert und der Lysingehalt im Kulturüberstand bestimmt.
    Dazu wurde der Stamm zunächst auf Agarplatte für 24 Stunden bei 33°C inkubiert. Ausgehend von dieser Agarplattenkultur wurde eine Vorkultur angeimpft (10 ml Medium im 100 ml Erlenmeyerkolben). Als Medium für die Vorkultur wurde das Vollmedium CgIII verwendet. Die Vorkultur wurde 48 Stunden bei 33°C bei 240 rpm auf dem Schüttler inkubiert. Von dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur angeimpft, so daß die Anfangs-OD (660 nm) der Hauptkultur 0,1 OD betrug. Für die Hauptkultur wurde das Medium MM verwendet.
    Medium MM
    CSL (Corn Steep Liquor) 5 g/l
    MOPS 20 g/l
    Glucose (getrennt autoklaviert) 50g/l
    Salze:
    (NH4)2SO4) 25 g/l
    KH2PO4 0,1 g/l
    MgSO4 * 7 H2O 1,0 g/l
    CaCl2 * 2 H2O 10 mg/l
    FeSO4 * 7 H2O 10 mg/l
    MnSO4 * H2O 5,0mg/l
    Biotin (sterilfiltriert) 0,3 mg/l
    Thiamin * HCl (sterilfiltriert) 0,2 mg/l
    CaCO3 25 g/l
    CSL, MOPS und die Salzlösung wurden mit Ammoniakwasser auf pH 7 eingestellt und autoklaviert. Anschließend wurden die sterilen Substrat- und Vitaminlösungen zugesetzt, sowie das trocken autoklavierte CaCO3 zugesetzt.
    Die Kultivierung erfolgte in 10 ml Volumen in einem 100 ml Erlenmeyerkolben mit Schikanen. Die Kultivierung erfolgte bei 33°C und 80% Luftfeuchte.
    Nach 48 Stunden wurde die OD bei einer Meßwellenlänge von 660 nm mit dem Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH, München) ermittelt. Die gebildete Lysinmenge wurde mit einem Aminosäureanalysator der Firma Eppendorf-BioTronik (Hamburg, Deutschland) durch Ionenaustauschchromatographie und Nachsäulenderivatisierung mit Ninhydrindetektion bestimmt.
    In Tabelle 1 ist das Ergebnis des Versuches dargestellt.
    Stamm OD(660) Lysin-HCl g/l
    DSM5715 7,9 13,53
    DSM5715/pK19mobsacBΔlrp 7,8 14,27
    Beispiel 3 Einbau einer Deletion/Insertion in das lrp-Gen
    Hierzu wurde aus dem Stamm ATCC13032 nach der Methode von Tauch et al. (1995, Plasmid 33:168-179) chromosomale DNA isoliert. Aufgrund der aus Beispiel 2 für C.glutamicum bekannten Sequenz des lrp-Gens wurden die im folgenden beschriebenen Oligonukleotide für die Erzeugung des lrp Deletionsallels ausgewählt.
  • lrp-up-for (Siehe auch SEQ ID No.3)
    5'-GGC G(CC CGG) GGG CGT GCG C-3'
  • lrp_up_rev (Siehe auch SEQ ID No.4 )
    5'-Extension-CCC ATC CAC TAA ACT TAA ACA-Seite-AAT GGA ATC TAG CTT CAT ATA TTG CAC-3'
  • lrp_do_for: (Siehe auch SEQ ID No. 5)
    5'-Extension-TGT TTA AGT TTA GTG GAT GGG-Seite-GCT ATG AAA GTG GTG AAA CCA GCT-3'
  • lrp_do_rev (Siehe auch SEQ ID No. 6)
    5'-CCG G(TC TAG) AGG ATC CGC AAT TCC-3'
    • Die dargestellten Primer wurden von der Firma MWG Biotech (Ebersberg, Deutschland) synthetisiert und die PCR-Reaktion unter Verwendung der Pfu-Polymerase (Stratagene, Product. No. 600135, La Jolla, USA) und des PTC 100-Thermocyclers (MJ Research Inc., Waltham, USA) durchgeführt. Die Primer lrp_up_for und lrp_do_rev enthalten eingefügt eine XmaI (lrp_up_for) bzw. eine XbaI (lrp_do_rev) Schnittstelle, die in der Darstellung in Klammern angegeben sind.
    Das erste 397 bp DNA-Amplifikat, als lrp-Teil 1 bezeichnet, wurde mit den Oligonukleotiden lrp_up_for und lrp_up_rev erhalten. Es beinhaltet den 5'-Bereich des lrp-Gens (Nukleotid 1-18), den upstream" Bereich des Gens mit 332 Nukleotiden und zusätzlich die vom Oligonukleotid lrp_up_rev stammende 21 bp-Extension, die komplementär ist zu dem 5'-Ende des Primers lrp_do_for.
    Zur Sequenzkontrolle erfolgte die Sequenzierung des Fragmentes lrp-Teil 1 nach der Didesoxy-Kettenabbruch-Methode, wie es von Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74:5463-5467, 1977) beschrieben ist. Die ermittelte Sequenz ist in SEQ ID No.7 dargestellt.
    Das zweite 402 bp DNA-Fragment, lrp-Teil 2, wurde mit den Oligonukleotiden lrp_do_for und lrp_do_rev erhalten und beinhaltet die 3'-Region des lrp-Gens (Nukleotid 426-462), und 366 bp downstream" des Gens.
    Dieses wurde ebenso wie bei Sanger et al. beschrieben (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74:5463-5467, 1977) sequenziert. Die ermittelte Sequenz ist in SEQ ID No.8 gezeigt.
    Die beiden PCR-Produkte lrp-Teil 1 und lrp-Teil 2 wurden in einer dritten PCR-Reaktion gemeinsam als DNA-Template verwendet, wobei sich aufgrund des überlappenden, komlementären DNA-Bereiches der Hinstrang" von lrp-Teil 1 mit dem Rückstrang" von lrp-Teil 2 verbinden konnte. Die Extension dieses überlappenden DNA-Bereiches bzw. die Zugabe der Oligonukleotide lrp_up_for und lrp_do_rev, führt zur Erzeugung eines 778 bp PCR-Amplifikats, welches zur Erzeugung eines lrp-Deletionsderivates führt, wie dargestellt in SEQ ID No. 9.
    Beispiel 4 Einbau des Δlrp-Allels in das Chromosom
    Das in Beispiel 3 erhaltene 778 bp große lrp-Deletionsallel, wurde mittels Deletionsmutagenese unter Zuhilfenahme des bei Schäfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994) beschriebenen sacB-Systems in das Chromosom von C. glutamicum eingebaut. Dieses System erlaubt dem Fachmann die Identifizierung bzw. die Selektion von Allel-Austauschen, die sich durch homologe Rekombination vollziehen.
    2. Konstruktion des Austauschvektors pK19mobsacBΔlrp
    Das in Beispiel 3 erhaltene lrp-Deletionsderivat entsprechend SEQ ID NO. 9, wurde mit den Restriktionsenzymen XmaI- und XbaI (Amersham-Pharmarcia, Freiburg, Germany) geschnitten ,nach Auftrennung in einem Agarosegel (0,8%) mit Hilfe des Qiagenquick Gel Extraction Kit (Qiagen, Hilden, Germany) aus dem Agarosegel isoliert und mit dem bei Schäfer et al., Gene, 14, 69-73 (1994) mobilisierbaren Klonierungsvektor pK19mobsacB zur Ligation eingesetzt. Dieser wurde zuvor mit dem Restriktionsenzymen XmaI- und XbaI aufgespalten, mit dem lrp- Deletionsallel gemischt und mit T4-DNA-Ligase (Amersham-Pharmaecia, Freiburg, Germany) behandelt.
    Anschließend wurde der E.coli Stamm S17-1 (Simon et al.,Bio/Technologie 1: 784-791, 1993) mit dem Ligationsansatz (Hanahan, In. DNA cloning. A practical approach. Vol.1. ILR-Press, Cold Spring Habor, New York, 1989) elektroporiert. Die Selektion der Plasmid-tragenden Zellen erfolgte durch Ausplattieren des Tansformationsansatztes auf LB Agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manuel. 2nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war.
    Plasmid-DNA wurde aus einer Transformante mit Hilfe des QIAprep Spin Miniprep Kit der Firma Qiagen isoliert und das klonierte lrp-Deletionsallel mittels Sequenzierung durch die Firma MWG Biotech (Ebersberg, Deutschland) verifiziert. Das Plasmid wurde pK19mobscBΔlrp genannt. Der Stamm wurde als E. coli S17-1/pK19mobsacBΔlrp unter der Nummer DSM 13702 am 31.08.2000 bei der deutschen Sammlung für Mikrooorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) hinterlegt.
    Beispiel 5 Deltionsmutagenese des lrp-Gens in dem C. glutamicum Stamm DSM 5715
    Der in Beispiel 4 genannte Vektor pK19mobsacBΔlrp wurde nach der Elekroporationsmethode von Tauch et al., (1989 FEMS Microbiology Letters 123: 343-347) elekroporiert. Der Vektor kann in DSM5715 nicht selbständig replizieren und bleibt nur dann in der Zelle erhalten, wenn er ins Chromosom integriert hat. Die Selektion von Klonen mit integriertem pK19mobsacBΔlrp erfolgte durch Ausplattieren des Elekroporationsansatzes auf LB-Agar (Sambrock et al., Molecular Cloning: a laboratory manuel. 2nd Ed. Cold Spring Habor, New York, 1989), der mit 15 mg/l Kanamycin supplementiert worden war. Angewachsene Klone wurden auf LB-Agarplatten mit 25 mg/l Kanamycin ausgestrichen und für 16 Stunden bei 33°C inkubiert. Um die Excision des Plasmides zusammen mit der vollständigen chromosomalen Kopie des lrp-Gens zu erreichen, wurden die Klone anschließend auf LB-Agar mit 10% Sucrose angezogen. Das Plasmid pK19mobsacB enthält eine Kopie des sacB-Gens, welches Sucrose in die für C. glutamicum toxische Levansucrase umwandelt. Auf LB-Agar mit Sucrose wachsen daher nur solche Klone an, bei denen das integrierte pK19mobsacBΔlrp wiederum excisiert hat. Bei der Excision kann zusammen mit dem Plasmid entweder die vollständige chromosomale Kopie des lrp-Gens excisieren, oder die unvollständige Kopie mit der internen Deletion. Um nachzuweisen, daß die unvollständige Kopie von lrp im Chromosom verblieben ist, wurde das Plasmid pK9mobsacBΔlrp Fragment nach der Methode "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) mit dem Dig-Hybridisierungskit der Firma Boehringer markiert.
    Chromosomale DNA einer potentiellen Deletionsmutante wurde nach der Methode von Eikmanns et al. (Microbiology 140: 1817-1828 (1994)) isoliert und jeweils mit dem Restriktionsenzymen SphI und PstI in getrennten Ansätzen geschnitten. Die entstehenden Fragmente wurden mit Agarosegel-Elektrophorese aufgetrennt und mit dem Dig-Hybrisierungskit der Firma Boehringer bei 68°C hybridisiert. Bei dem Kontrollstamm wurden zwei hybridisierende Fragmente von ca. 1640bp und 960 bp erhalten, während bei der Mutante zwei hybridisierende Fragmente von ca. 580 bp und 1300 bp erhalten wurden. Damit konnte gezeigt werden, daß der Stamm DSM5715 seine vollständige Kopie des lrp-Gens verloren hat und stattdessen nur noch über die unvollständige Kopie mit der Deletion von ca. 380 bp verfügt.
    Der Stamm wurde als C. glutamicum DSM5715/pK19mobsacBΔlrp bezeichnet.
    Beispiel 6 Herstellung von Lysin
    Der in Beispiel 5 erhaltene C. glutamicum Stamm DSM5715/pK19mobsacBΔlrp wurde in einem zur Produktion von Lysin geeigneten Nährmedium kultiviert und der Lysingehalt im Kulturüberstand bestimmt.
    Dazu wurde der Stamm zunächst auf Agarplatte für 24 Stunden bei 33°C inkubiert. Ausgehend von dieser Agarplattenkultur wurde eine Vorkultur angeimpft (10 ml Medium im 100 ml Erlenmeyerkolben). Als Medium für die Vorkultur wurde das Vollmedium CgIII verwendet. Die Vorkultur wurde 48 Stunden bei 33°C bei 240 rpm auf dem Schüttler inkubiert. Von dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur angeimpft, so daß die Anfangs-OD (660 nm) der Hauptkultur 0,1 OD betrug. Für die Hauptkultur wurde das Medium MM verwendet.
    Medium MM
    CSL (Corn Steep Liquor) 5 g/l
    MOPS 20 g/l
    Glucose (getrennt autoklaviert) 50g/l
    Salze:
    (NH4)2SO4) 25 g/l
    KH2PO4 0,1 g/l
    MgSO4 * 7 H2O 1,0 g/l
    CaCl2 * 2 H2O 10 mg/l
    FeSO4 * 7 H2O 10 mg/l
    MnSO4 * H2O 5,0mg/l
    Biotin (sterilfiltriert) 0,3 mg/l
    Thiamin * HCl (sterilfiltriert) 0,2 mg/l
    CaCO3 25 g/l
    CSL, MOPS und die Salzlösung wurden mit Ammoniakwasser auf pH 7 eingestellt und autoklaviert. Anschließend wurden die sterilen Substrat- und Vitaminlösungen zugesetzt, sowie das trocken autoklavierte CaCO3 zugesetzt.
    Die Kultivierung erfolgte in 10 ml Volumen in einem 100 ml Erlenmeyerkolben mit Schikanen. Die Kultivierung erfolgte bei 33°C und 80% Luftfeuchte.
    Nach 48 Stunden wurde die OD bei einer Meßwellenlänge von 660 nm mit dem Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH, München) ermittelt. Die gebildete Lysinmenge wurde mit einem Aminosäureanalysator der Firma Eppendorf-BioTronik (Hamburg, Deutschland) durch Ionenaustauschchromatographie und Nachsäulenderivatisierung mit Ninhydrindetektion bestimmt.
    In Tabelle 1 ist das Ergebnis des Versuches dargestellt.
    Stamm OD(660) Lysin-HCl g/l
    DSM5715 7,9 13,53
    DSM5715/pK19mobsacBΔlrp 7,8 14,27
    Folgende Figuren sind beigefügt:
  • Figur 1: Karte des Plasmids pK19mobsacBΔlrp.
    • Die verwendeten Abkürzungen und Bezeichnungen haben folgende Bedeutung. Längenangaben sind als ca.-Werte aufzufassen.
    sacB:
    sacB-Gen
    oriV:
    Replikationsursprung V
    KmR:
    Kanamycin Resistenz
    XmaI
    Schnittstelle des Restriktionsenzyms XmaI
    XbaI
    Schnittstelle des Restriktionsenzyms XbaI
    Δlrp:
    unvollständiges Fragment des lrp-Gens mit interner 380 bp Deletion
    Figure 00350001
    Figure 00360001
    Figure 00370001
    Figure 00380001

    Claims (12)

    1. Isoliertes Polynukleotid aus coryneformen
      Bakterien, enthaltend eine Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe
      a) Polynukleotid, das mindestens zu 70 % identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
      b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70 % identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
      c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und
      d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Basen der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c).
    2. Polynukleotid gemäß Anspruch 1,
      wobei das Polynukleotid eine in coryneformen Bakterien replizierbare, bevorzugt rekombinante DNA ist.
    3. Polynukleotid gemäß Anspruch 1,
      wobei das Polynukleotid eine RNA ist.
    4. Polynukleotid gemäß Anspruch 2,
      enthaltend die Nukleinsäuresequenz wie in SEQ ID No. 1 dargestellt.
    5. Replizierbare DNA gemäß Anspruch 2, enthaltend
      (i) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ-ID-No. 1, oder
      (ii) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Codes entspricht, oder
      (iii) mindestens eine Sequenz, die mit der zur Sequenz (i) oder (ii) komplementären Sequenz hybridisiert, und gegebenenfalls
      (iv) funktionsneutrale Sinnmutationen in (i).
    6. Polynukleotidsequenz gemäß Anspruch 2, das
      für ein Polypeptid codiert, das die Aminosäuresequenz in SEQ ID No. 2 darstellt, enthält.
    7. Verfahren zur Herstellung von L-Aminosäuren,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man folgende Schritte durchführt:
      a) Fermentation der die gewünschte L-Aminosäure produzierenden Bakterien, in denen man zumindest das lrp Gen abschwächt oder verstärkt.
      b) Anreicherung des gewünschten Produkts im Medium oder in den Zellen der Bakterien, und
      c) Isolieren der L-Aminosäure.
    8. Verfahren gemäß Anspruch 7,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man Bakterien einsetzt, in denen man zusätzlich weitere Gene des Biosyntheseweges der gewünschten L-Aminosäure verstärkt.
    9. Verfahren gemäß Anspruch 7,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man Bakterien einsetzt, in denen die Stoffwechselwege zumindest teilweise ausgeschaltet sind, die die Bildung der gewünschten L-Aminosäure verringern.
    10. Verfahren gemäß Anspruch 7,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man einen mit einem Plasmidvektor transformierten Stamm einsetzt, und der Plasmidvektor die für das lrp-Gen codierende Nukleotidsequenz trägt.
    11. Verfahren gemäß Anspruch 7,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man in das lrp-Gen des Bakeriums eine Deletion oder Insertion zur Abschwächung einführt.
    12. Verfahren gemäß einem oder mehreren der Ansprüche 8 bis 11,
      dadurch gekennzeichnet,
      daß man coryneforme Bakterien verwendet, die L-Aminosäure herstellen.
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