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Zusammenfassung
der Erfindung
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Die
Erfindung bezieht sich auf einen drucksensitiven Klebstoff gemäß dem Anspruch
1 und den abhängigen
Ansprüchen
2 bis 11. Weiterhin bezieht sich die Erfindung auf Methoden zur
Reparatur von Knochen oder Knorpel, die das Anbringen einer Implantatmatrix
gemäß der Erfindung
an den Knochen oder Knorpel einschließen.
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Bei
den Methoden der Reparatur von Knochen oder Knorpel unter Verwendung
einer biologisch abbaubaren Implantatmatrix bietet die Erfindung
außerdem
eine Verbesserung, die die Anwendung einer am Gewebe haftenden Implantatmatrix
gemäß der Erfindung
zum Beheben der Schädigung
einschließt.
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Gemäß einem
weiteren Aspekt bezieht sich die Erfindung auf implantierbare Erzeugnisse
zur Verwendung für
die Freisetzung eines bioaktiven Agens in eine physiologische Umgebung,
wobei besagte Erzeugnisse ein biologisch aktives Agens einschließen, das
in eine Implantatmatrix gemäß der Erfindung
eingesetzt ist.
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Ausführliche
Beschreibung der Erfindung
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Die
vorliegende Erfindung zielt auf Verbesserungen bei Matrices für die Reparatur
von Gewebe, die bioverträgliche,
biologisch abbaubare Polymere umfassen. Die Matrix enthält ein Terpolymer
gemäß den Ansprüchen, das
eine Wasserlöslichkeit
von etwa 0,01 bis etwa 500 mg/mL bei ungefähr 25°C sowie eine Haftfestigkeit
von etwa 600 bis etwa 150.000 Pa hat, sodass die Matrix am Gewebe
haften kann. Eine bevorzugte derartige Matrix enthält ein Polymer,
das eine Glasübergangstemperatur
von unter 0°C
hat. Die verbesserte Matrix kann außerdem einen Füllstoff
oder ein bioaktives Agens oder beide enthalten. Eine besonders nützliche
Eigenschaft der verbesserten Matrices besteht darin, dass die Matrix
an Geweben wie Knochen oder Knorpel haftet. Außerdem ähnelt die Matrix in ihrer Textur
einem Teig oder Kitt; daher eignet sie sich insbesondere dazu, geformt
zu werden, sodass sie in eine Stelle hinein passt, an der eine Reparatur
erforderlich ist.
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Die
Implantatmatrices und Klebstoffe gemäß der Erfindung können (als
Bindemittel) an den Oberflächen
prothetischer Vorrichtungen angewandt werden, die in Kontakt mit
Knochen stehen, oder sie können
(als Füllstoff)
innerhalb von Schadstellen oder Löchern von Knochen sowie um
diese herum oder auch an Knorpeloberflächen eingesetzt werden. Die
Matrix oder der Klebstoff wird allmählich biologisch abgebaut.
während des
biologischen Abbaus wird die Matrix oder der Klebstoff durch sich
entwickelndes Knochen- oder Knorpelgewebe ersetzt, und zwar auf
eine Art und Weise, die eine natürliche
Heilung des Gewebes erlaubt. Daher stellt die Matrix oder der Klebstoff
ein wirksames Mittel zum Behandeln oder zur Reparatur von Knochen
oder Knorpel dar.
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Wenn
die Matrix oder der Klebstoff außerdem ein bioaktives Agens
enthält,
dient sie bzw. er als Depotvorrichtung für die Freisetzung des bioaktiven
Agens. Die Freisetzung des Agens erfolgt, während die Matrix oder der Klebstoff
nach der Implantation biologisch abgebaut wird.
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Es
wurden zahlreiche Versuche unternommen, eine Reparaturmatrix zu
entwickeln, die die Wiederherstellung von Knochen oder Knorpel erleichtern
und außerdem
bioaktive Agenzien, etwa Wachstumsfaktoren, bereit stellen kann.
Eine derartige Matrix könnte
anstelle eines Knochentransplantats verwendet werden. Bislang haben
sich nur bei Matrices, die aus Naturstoffen wie Kollagen bestehen,
positive Ansätze
gezeigt. Kollagen ist jedoch schwierig so herzustellen und zu kontrollieren,
dass es den vorgeschriebenen Standards entspricht. Außerdem genügen Kollagenmatrices
nicht den Ansprüchen
der Chirurgen, weil sie schwierig zu formen und/oder zu handhaben
sind.
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Bei
anderen Ansätzen,
Knochentransplantate zu ersetzen, kamen unter Anderem zum Einsatz:
konventionelle bioresorbierbare Polymere, keramische Materialien
wie Tricalciumphosphat (TCP), natürliche Polymere wie Kollagen,
Proteoglykane, Stärke
oder Hyaluronsäure
sowie modifizierte Knochenmatrix. Diese Ansätze ergaben bislang nur Zuführungsmatrices
(delivery matrices), die (a) die Heilung erschweren, (b) nachteilige
Gewebereaktionen hervor rufen, (c) nicht sterilisiert werden können, (d)
schwierig anzuwenden sind oder (e) nicht so hergestellt werden können, dass
sie die gesetzlichen Anforderungen erfüllen.
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Beispielsweise
wurden bei einem Ansatz konventionelle bioresorbierbare Copolymere
wie PLG (Polylactid mit Glykolid) angewandt, um Wachstumsfaktoren
zu verabreichen. Es war jedoch sehr schwierig, PLG mit dem Wachstumsfaktor
zu kombinieren, ohne diesen zu deaktivieren. Andere Nachteile bei
der Anwendung von PLG bestanden darin, dass es nach seiner Implantation
die Knochenheilung verhinderte und gelegentlich aseptischen Sinustrakt
und Entzündung
verursachte sowie umgebendes Knochengewebe zerstörte.
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Bei
einem anderen Versuch, eine wirksame Knochenreparaturmatrix zu entwickeln,
wurde ein Knochenwachstumsfaktor implantiert, der auf einem keramischen
Material wie TCP absorbiert war. Hier ergab sich aber das Problem,
dass die TCP-Teilchen von der schadhaften Stelle so schnell weg
wanderten, dass sie den Wachstumsfaktor nicht effizient zuführen konnten.
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Eine
größere Schwierigkeit
bei den bisherigen Versuchen mit Zuführungssystemen (delivery systems) bestand
darin, dass das biologisch abbaubare Material nicht vor dem chirurgische
Eingriff mit dem Wachstumsfaktor gemischt werden konnte. Das Mischen
der Zuführungsmatrix
mit dem bioaktiven Material unmittelbar vor oder während des
chirurgischen Eingriffs ist sehr schwierig und kann zu ungleichmäßigen Ergebnissen
führen.
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Die
biologisch abbaubaren Matrices und Klebstoffe gemäß der Erfindung
lösen mehrere
der Probleme, die bisherige Zuführungssysteme
mit sich brachten. Sie sind bei der Zufuhr bioaktiver Proteine,
etwa Wachstumsfaktoren, besonders nützlich, weil sich die Polymerkomponente
in Lösungsmitteln
auflöst,
die mit Proteinen verträglich
sind. Daher ist es möglich,
die bioaktive Komponente schon vorher in die Polymer-Klebstoff-Matrix
einzubringen, also einige Zeit vor einem chirurgischen Eingriff
und unter akzeptablen, den Vorschriften entsprechenden Bedingungen
einschließlich
der Sterilisierung des Produkts ohne Inaktivierung der bioaktiven
Komponenten. Daher wird die Qualitätskontrolle während der
Präparation
von Zuführungssystemen,
bei denen die hier beschriebenen Klebstoffprodukte zum Einsatz kommen,
deutlich verbessert.
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Andere
Vorteile der Polymer-Implantat-Matrices und -Klebstoffe gemäß der Erfindung
liegen darin, dass sie in vivo bioverträglich und biologisch abbaubar
sind. Der Begriff „bioverträglich" bedeutet, dass das Polymer
nicht toxisch sowie nicht mutagen ist und höchstens eine minimale bis mäßige entzündliche
Reaktion hervor ruft. Der Begriff „biologisch abbaubar" bedeutet, dass das
Polymer nach der Implantation sich entweder zu Produkten zersetzt
oder in Produkte resorbiert wird, die vom Organismus über bestehende
biochemische Wege genutzt oder anderweitig aus ihm entfernt werden.
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Die
hier beschriebenen Matrices enthalten Polymere, die innerhalb einer
Zeitspanne von etwa drei Stunden bis etwa zwei Jahren biologisch
abbaubar sind. Diese Zeitspanne kann – je nach der gewünschten Anwendung – variiert
werden. Eine bevorzugte Zeitspanne liegt zwischen etwa einem Tag
und etwa einem Monat und eine andere zwischen ungefähr zwei
Wochen und ungefähr
drei Monaten. Die Zeitspanne für
den biologischen Abbau ist die Zeitspanne, nach der das Polymer
mit den üblichen
histologischen Verfahren an der Implantationsstelle nicht mehr nachweisbar
ist.
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Daher
liegt ein wichtiger Vorteil der hier beschriebenen Polymer-Implantat-Matrices
darin, dass kein zweiter chirurgischer Eingriff zum Entfernen der
Matrix erforderlich ist, weil diese sich mit der Zeit zersetzt und ihre
Abbauprodukte vom Organismus aufgenommen werden.
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Ein
notwendiges Merkmal der klebfähigen,
biologisch abbaubaren Polymere für
die verbesserten Matrices gemäß der Erfindung
ist ihre Wasserlöslichkeit.
Die Polymere sind bei rund 25°C
(Umgebungstemperatur) in Wasser zu etwa 0,01 bis etwa 500 mg/mL
löslich.
Normalerweise sind sie in Wasser zu etwa 0,1 bis etwa 500 mg/mL
löslich.
Vor zugsweise liegt ihre Löslichkeit
in Wasser zwischen ungefähr
5 und ungefähr
400 mg/mL.
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Einige
Forscher haben bei Tieren, denen Poly(α-Hydroxycarbonsäure)-Implantate
eingesetzt worden waren, über
aseptische Nekrose, Entzündung
oder Sinustrakts berichtet. Man nimmt allgemein an, dass diese nachteiligen
Reaktionen durch lokale Azidose aufgrund des Abbaus des Polymers
verursacht wurden. Die Anwendung besser löslicher ionomerer Formen der
Polymere vermeidet die Gefahr der Ausbildung einer lokalen Azidose
an Implantatstellen, weil die Polymere sich lösen und verdünnt oder
wegtransportiert werden, bevor merkliche Mengen säurehaltiger
Abbauprodukte gebildet werden.
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Die
Wasserlöslichkeit
erleichtert die Auflösung
der Polymere durch Serum an der Oberfläche der Implantatmatrix sowie
die nachfolgende Verteilung in umgebende Körperflüssigkeiten, wo sie für die Hydrolyse an
entfernten Stellen mobilisiert werden können. Dieses Merkmal ist wichtig,
weil die Hydrolyse einiger Polymere zu einem lokalen pH-Gradienten
führt,
der das lokale Zellwachstum beeinträchtigen kann. Eine an der Implantatstelle
auftretende Hydrolyse erzeugt eine unnatürliche Konzentration von Hydrolyseprodukten
(und einen erhöhten
Säuregrad)
an der Oberfläche
der Matrix. Ein solcher Säuregrad
kann eine gerade ablaufende Wiederherstellung des Gewebes durchaus
beeinträchtigen.
Die wasserlöslichen
Polymere, die in den verbesserten Matrices gemäß der Erfindung zum Einsatz
kommen, sorgen ständig
für Bedingungen,
die an der Implantatoberfläche
das lokale Milieu für
die Lebensfähigkeit
und das Wachstum der Zellen optimieren.
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Bestimmte
Polymere – die
Polyester -, die in den Matrices gemäß der Erfindung verwendet werden, haben
eine Glas übergangstemperatur
(Tg) von unter 0°C. Wenn sie zusammen mit einem
Füllstoff
angewandt werden, haben Polymere mit einem Tg-Wert
von unter 0°C
ausgezeichnete Handhabungseigenschaften.
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Ein
notwendiges Merkmal aller Polymere für die Verwendung in den Matrices
und Klebstoffen gemäß der Erfindung
ist ein Grenzwert des Haftvermögens.
Dieses stellte sich als wichtig für die Optimierung der Implantatwirksamkeit
heraus. Das Haftvermögen
ist eine intrinsische Eigenschaft, die nicht ohne weiteres mit den Polymereigenschaften
korreliert werden kann, jedoch empirisch leicht zu bewerten ist.
Es ist ein Merkmal, das sich von einer großen Vielfalt von Polymerparametern
herleitet, darunter vom Polymertyp, also von der Natur der kovalenten
Bindungen, die die Monomere miteinander verknüpfen, ferner vom Molekulargewicht
und von der inneren Struktur sowie von der Beschaffenheit der Oberfläche, an
der die Matrix haften wird. Fachleute können die Hafteigenschaften
von Polymeren leicht bewerten, beispielsweise mithilfe bekannter
Methoden, wie sie in den Beispielen weiter unten beschrieben sind.
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Die
Polymere, die in den Matrices und den Klebstoffen gemäß der Erfindung
eingesetzt werden, zeigen Haftvermögen auf unterschiedlichen Substraten,
zum Beispiel trockenen Substraten wie Glas und auch auf in Wasser
gequollenem Poly(2-Hydroxyethylmethacrylat) („pHEMA") auf Glas, das nasses Gewebe simuliert.
Normalerweise widerstehen die Polymere auf einem Glassubstrat einer
maximalen Zugspannung von ungefähr
1.000 bis ungefähr
150.000 Pa, vorzugsweise von rund 10.000 bis rund 40.000 Pa; am
günstigsten
sind Werte zwischen ungefähr
12.000 und ungefähr
16.000 Pa. Die Polymere widerstehen auf einem pHEMA-Substrat einer
maximalen Zugspannung von etwa 600 bis etwa 90.000 Pa, vorzugsweise
von etwa 2.500 bis etwa 40.000 Pa; am günstigsten sind hier Werte zwischen
ungefähr
5.500 und ungefähr
8.500 Pa. Daher liegt der Bereich der Haftfestigkeit zwischen ungefähr 600 bis
ungefähr
150.000 Pa.
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Die
Polymere sind bei Temperaturen von etwa 60°C oder darunter von Hand formbar.
Normalerweise sind sie bei rund 4°C
bis rund 60°C
formbar, vorzugsweise bei rund 15°C
bis rund 50°C;
am günstigsten
sind Temperaturen zwischen etwa 20°C und etwa 30°C. Das Ausmaß der Formbarkeit
bei einer bestimmten Temperatur hängt von den Eigenschaften des
gewählten
Polymers sowie von dessen Molekulargewicht ab. Die das Polymer enthaltende
Matrix bleibt formbar, nachdem sie in den Organismus implantiert
wurde.
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Die
Polyester gemäß der Erfindung
können
weiter modifiziert werden, beispielsweise durch Reaktion mit einem
zyklischen Carbonsäureanhydrid,
wobei eine verbleibende Hydroxy-Funktionalität in die carboxy-terminalen
Formen umgesetzt wird, die für
die Präparation
dieser Polyester-Ionomere
nützlich
sind.
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Die
zur Präparation
der Polyester-Ionomere dienenden carboxy-terminalen Polyester gemäß der Erfindung
werden so ausgewählt,
dass sie bei Umgebungstemperatur einen Grenzwert der Wasserlöslichkeit zwischen
ungefähr
0,01 und ungefähr
500 mg/mL haben, vorzugsweise etwa 0,5 bis etwa 350 mg/mL. Die Polyestervorläufer haben
ein Gewichtsmittel des Molekulargewichts von rund 400 bis rund 10.000;
noch typischer sind Werte zwischen etwa 1.000 und etwa 5.000. Die
Umsetzung dieser Verbindungen durch Neutralisation mit pharmazeutisch
verträglichen
Basen ergibt Polyester-Ionomere, die eine höhere Wasserlöslichkeit
als die carboxy-terminalen Polyestervorläufer aufweisen, jedoch andere
Polymer-Funktionalitäten
beibehalten.
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Die
Polyester-Ionomere gemäß der Erfindung
werden aus Polyestern mit einer endständigen Carboxygruppe hergestellt.
Allgemein wird der carboxy-terminale Polyester in einem organischen
Lösungsmittel
gelöst
und durch Zugabe einer stöchiometrischen
Menge einer physiologisch verträglichen
Base neutralisiert. In einer Ausführungsform wird die Neutralisation
mit einer geringeren als der stöchiometrischen
Basenmenge durchgeführt;
dadurch wird eine Zusammensetzung erreicht, die einen carboxy-terminalen
Polyester sowie sein korrespondierendes Ionomer enthält, wobei
das Mengenverhältnis
dieser Komponenten vom Neutralisationsgrad abhängt. Zu den Basen, die für die Bildung
der Polyester-Ionomere geeignet sind, gehören Hydroxide der Metalle aus
der Gruppe Ia oder der Gruppe IIa, vorzugsweise die Hydroxide von
Lithium, Natrium, Kalium, Magnesium und Calcium, sowie physiologisch
verträgliche
salzbildende Amine. Nach der Neutralisation des carboxy-terminalen
Polyesters kann das resultierende Ionomer mithilfe der üblichen
Verfahren isoliert werden. Das Ionomer wird normalerweise getrocknet,
bevor es bei der Herstellung von Implantat-Matrices und -Klebstoffen
eingesetzt wird.
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Die
carboxy-terminalen Polyester gemäß der Erfindung
können
nach bekannten Verfahren der Polyestersynthese dargestellt werden.
Die eine oder mehreren endständigen
Carboxygruppen solcher Verbindungen können durch Reaktion von hydroxy-funktionalen
Polyestern beispielsweise mit einer stöchiometrischen Menge eines
zyklischen Anhydrids einer C1-C6-Dicarbonsäure gebildet
werden, etwa des Bernsteinsäureanhydrids.
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Die
für die
Präparation
der Ionomere verwendeten Polyester-Vorpolymere können nach bekannten Verfahren
der Polyestersynthese dargestellt werden; dabei werden normalerweise
z. B. Metallkatalysatoren zum Fördern
der Esterbildung eingesetzt. Ein Problem bei den Verfahren nach
dem bisherigen Stand der Technik besteht in der Schwierigkeit, den
Metallkatalysator aus den entstandenen Polyestern zu entfernen.
Die Entfernung des Katalysators ist vor Allem dann entscheidend,
wenn die Polyester in medizinischen Anwendungen eingesetzt werden
sollen.
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Es
wurde festgestellt, dass Polyester von Hydroxycarbonsäuren mit
hohen Ausbeuten und in hoher Reinheit sowie mit guter Steuerung
von Struktur/Funktionalität
darzustellen sind, indem man die korrespondierenden zyklischen Ester
mit einem hydroxy-funktionalen Initiator reagieren lässt, und
zwar bei hohen Temperaturen und unter praktisch wasserfreien Bedingungen.
Eine bevorzugte Methode, die Polyester darzustellen, besteht also
darin, einen Initiator, zum Beispiel einen einwertigen oder zweiwertigen
Alkohol, mit mindestens einem zyklischen Hydroxycarbonsäureester
reagieren zu lassen, und zwar bei hohen Temperaturen sowie unter
praktisch wasserfreien Bedingungen. Die Reaktion wird vorzugsweise
mit den reinen Stoffen (ohne Lösungsmittel)
bei einer Temperatur von etwa 100 bis 180°C, vorzugsweise bei etwa 120
bis 160°C,
durchgeführt.
Der Begriff „praktisch
wasserfreie Bedingungen" bedeutet,
dass die üblichen
Maßnahmen
getroffen werden, um Wasser von der Reaktionsmischung fernzuhalten;
dazu können
gewöhnlich
solche Maßnahmen
gehören
wie das Vortrocknen des Reaktionsgefäßes durch Erhitzen sowie die
Durchführung
der Reaktion unter trocknenden Bedingungen.
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Die
Struktur der Polyester gemäß der Erfindung
wird gesteuert durch Auswahl und Stöchiometrie der/des bei der
Reaktion eingesetzten zyklischen Hydroxycarbonsäureester/s sowie durch die
zugesetzte Initiatormenge; dabei führen geringere relative Initiatormengen
zu einem höheren
mittleren Molekulargewicht des Produkts, und höhere relative Initiatormengen
führen
zu einem geringeren mittleren Molekulargewicht des Produkts.
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Der
hydroxy-funktionale Initiator kann entweder ein einwertiger Alkohol
sein, beispielsweise ein C1-C4-Alkanol,
oder aber ein zwei- oder mehrwertiger Alkohol. Alternativ kann der
hydroxy-funktionale Initiator eine Hydroxycarbonsäure sein,
beispielsweise Glykolsäure.
Die als Produkte entstandenen hydroxy-terminalen Polyester können zu
einem carboxy-terminalen Polyester umgesetzt werden, mit dem die
Polyester-Ionomere durch Reaktion mit einer stöchiometrischen Menge eines
zyklischen Anhydrids dargestellt werden können.
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Die
Darstellung von Polyesterpolymeren für die Herstellung der Polyester-Ionomere
kann auch in Gegenwart eines zyklischen Carbonsäureanhydrids durchgeführt werden,
damit direkt die korrespondierende carboxy-terminale Polyesterverbindung
entsteht. Die Reaktion wird unter den gleichen Bedingungen ausgeführt, wie
sie weiter oben für
die Darstellung des Polyesters beschrieben wurden. In den meisten
Fällen
wird die Reaktion mit etwa äquimolaren
Mengen eines einwertigen Alkohols als Initiator und des zyklischen
Anhydrids durchgeführt.
Wenn der Initiator ein zweiwertiger Alkohol ist, so wird das Molzahlenverhältnis von
zyklischem Anhydrid zu Initiator vorzugsweise auf etwa 2 : 1 angehoben.
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Polyester-Ionomere
gemäß der Erfindung
sind solche, die aus Lactid, Glykolid und Caprolacton oder Valerolacton
zusammengesetzt sind. Polymere aus Lactid/Glykolid/Caprolacton (PLGC)
ist besonders vorteilhaft. PLGC-Terpolymere, die ein Molekulargewicht
im Be reich zwischen etwa 1.000 und etwa 3.000 haben, sind besonders
vorzuziehen. Terpolymere, in denen Lactid und Glykolid jeweils ungefähr 35 bis
45% und Caprolacton oder Valerolacton etwa 10 bis etwa 30% des Terpolymers
ausmachen, sind besonders gut verwendbar.
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Wie
weiter oben dargelegt, können
die Zusammensetzung des Polymers sowie sein Molekulargewicht und
seine physikalischen Eigenschaften variiert werden. Für Fachleute
ist außerdem
einsichtig, dass Verbindungen dem Polymer zugemischt oder mit ihm
polymerisiert werden können,
soweit sie für
eine zusätzliche Festigkeit
oder andere wünschenswerte
physikalischen Eigenschaften erforderlich sind; dabei kommen die nach
dem Stand der Technik bekannten Materialien zum Einsatz. Beispielsweise
können
Materialien vom TCP- oder einem anderen Keramiktyp, die eine höhere Viskosität bewirken,
der Mischung zugegeben werden.
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Die
Zersetzungsgeschwindigkeit von Polymeren wie den PLGC-Terpolymeren
kann durch Modifikation der Endgruppen variiert werden. Beispielsweise
zersetzen sich PLGC-Terpolymere mit OH-Endgruppen sehr langsam;
PLGC-Terpolymere, bei denen die OH-Endgruppen teilweise neutralisiert
wurden, z. B. durch Neutralisation von ungefähr 40 bis 60% der Endgruppen
mit Natriumhydroxid, zersetzen sich mit einer mäßig geringen Geschwindigkeit;
und PLGC Terpolymere, bei denen die meisten der OH-Endgruppen neutralisiert
wurden, z. B. mit Natriumhydroxid, zersetzen sich innerhalb einiger
Tage. Exemplarische Endgruppen sind OH– und
COONa+, aber es kann jedes Ion oder jede
funktionale Gruppe verwendet werden, das bzw. die an den Polymeren
angebracht werden kann. Das Ausmaß der Endgruppenmodifikation
kann eine drastische Auswirkung auf die Zersetzungsgeschwindigkeit
haben.
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Zusätzlich zu Änderungen
der Endgruppen können
Variationen von Molekulargewicht und Zusammensetzung gewählt werden,
um geeignete Substanzen zu erzielen. Ein höheres Molekulargewicht (MW)
erhöht die
Zeitspanne bis zur Zersetzung. Weiterhin erhöht das Zumischen eines Polymers
mit hohem MW diese Zeitspanne, und das Zumischen eines Polymers
mit niedrigem MW verringert sie.
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Wenn
die Matrix dazu dient, Knochenschädigungen zu reparieren, dann
wird das Polymer im Allgemeinen so gewählt, dass seine Zersetzung
in einer Zeitspanne von drei Stunden bis zwei Jahren erfolgt. Vorzugsweise
wird sich das Polymer innerhalb etwa eines Monats zersetzen; am
günstigsten
ist eine Zeitspanne von etwa zwei Wochen. Die gewünschte Zersetzungszeit
hängt von
der Beschaffenheit der zu reparierenden Stelle ab, darunter vom
lokalen Gewebetyp, ferner von der durch die implantierte Matrix
bewirkten Unterstützungsfunktion
sowie von Beschaffenheit und Konzentration der bioaktiven Komponente,
sofern die Implantatmatrix eine solche enthält. Die ins Auge gefassten
Zersetzungszeiten können
durch entsprechende Wahl von Polymer/Füllstoff-Kombinationen individuell
eingestellt werden.
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In
der Matrix kann das Polymer mit einem bioaktiven Agens, einem oder
mehren Füllstoffen
oder Beidem kombiniert sein. Wenn die Matrix einen Füllstoff
enthält,
dann macht dieser normalerweise etwa 1 bis etwa 90 Gewichtsprozent
aus, vorzugsweise rund 30 bis rund 70 Gewichtsprozent; am günstigsten
sind ungefähr 35
bis ungefähr
50 Gewichtsprozent Füllstoff.
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Die
Füllstoff
kann partikulär,
faserig, organisch, anorganisch oder eine Mischung von organisch
und anorganisch sein. Zu den geeigneten Füllstoffen zählen Knochenchips, Tricalciumphosphat,
Hydroxylapatit („HA"), Dünndarm-Submucosa
(„SIS", Small Intestine
Submucosa, wie beschrieben in den US-Patenten 4,902,508, erteilt
am 20. Februar 1990 und 4,956,178, erteilt am 11. September 1990),
Bioglasgranulen, synthetische Polymere, Calciumcarbonat, Calciumsulfat
und Kollagen oder andere extrazelluläre Matrixverbindungen oder
unterschiedliche Mischungen davon.
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Wenn
der Füllstoff
partikulär
ist, liegt seine mittlere Teilchengröße zwischen ungefähr 20 μm und ungefähr 2.000 μm, vorzugsweise
zwischen ungefähr
75 und ungefähr
700 μm;
am günstigsten
ist es, wenn sie zwischen ungefähr
100 μm und
ungefähr
500 μm liegt.
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Wie
weiter oben dargelegt, kann die Implantatmatrix ein bioaktives Agens
oder mehrere bioaktive Agenzien enthalten. Ein bioaktives Agens
ist eine Verbindung oder ein Material, die bzw. das die lebenden
Zellen in ihrer unmittelbaren Umgebung beeinflusst; beispielsweise
fördert
es den Heilungsprozess.
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Für die Anwendung
in der vorliegenden Erfindung bevorzugte bioaktive Agenzien sind
Wachstumsfaktoren, wachstumsfaktor-bindende Proteine oder Zellen.
Beispiele für
geeignete Wachstumsfaktoren sind folgende: ein Fibroblastenwachstumsfaktor,
ein Transforming Growth Factor (transformierender Wachstumsfaktor),
z. B. TGF-β1, ein knochen-morphogenetisches Protein,
ein epidermaler Wachstumsfaktor, ein insulinartiger Wachstumsfaktor
oder ein Platelet Derived Growth Factor (PDGF, von Plättchen abgeleiteter
Wachstumsfaktor).
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Beispiele
für wachstumsfaktor-bindende
Proteine sind insulinartig wachstumsfaktor-bindende Proteine (IGFBP's), etwa IGFBP 3
und IGFBP 5. Beispiele für
geeignete Zellen sind Knochenmarkzellen und mesenchymale Stammzellen.
Das bioaktive Material kann auch ein osteogenes (knochenbildendes)
Agens sein, das die Bildung von Knochengewebe nach der Implantation
in eine geschädigte
Knochenstelle stimuliert oder beschleunigt. Beispiele osteogener
Agenzien sind demineralisiertes Knochenpulver, zerkleinertes Schwammgewebe
von Knochen, abgesaugtes Knochenmark, knochenbildende Zellen und
Knochenmaterial anderer Herkunft.
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Das
bioaktive Agens kann auch eine antibakterielle Substanz sein. Beispiele
für zweckmäßige antibakterielle
Agenzien sind Gentamicin und Vancomycin.
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Wenn
in der Matrix oder dem Klebstoff ein bioaktives Agens enthalten
ist, dann wird es zu einem Anteil von ungefähr 10–5 bis
ungefähr
33 Gewichtsprozent, bezogen auf die Matrix, zugemischt. Normalerweise
wird das Agens mit einem Anteil von etwa 10–2 bis
etwa 20 Gewichtsprozent, bezogen auf die Matrix, zugemischt. Bevorzugt
ist ein Anteil zwischen rund 10–1 und
rund 5 Gewichtsprozent.
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Wenn
das bioaktive Agens ein Wachstumsfaktor ist, wird es der Matrix
oder dem Klebstoff im Allgemeinen zu einem Anteil von etwa 10–5 bis
etwa 1 Gewichtsprozent, bezogen auf die Matrix, zugemischt. Wenn Zellen
als aktive Komponente dienen, so liegt der Anteil zwischen rund
0,5 und rund 50 Gewichtsprozent. Wenn als Agens demineralisierter
Knochen oder Knochenmark eingesetzt wird, so liegt der Anteil vorzugsweise
zwischen etwa 5 und etwa 95% Gewichtsprozent. Bei TGF-β1 liegt
der bevorzugte Anteil zwischen etwa 10–4 und
etwa 0,05 Gewichtsprozent TGF-β1, bezogen auf die Matrix.
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Der
prozentuale Anteil eines bioaktiven Agens sollte so bemessen sein,
dass es in vivo auf effiziente Weise aus der implantierten Matrix
freigesetzt wird, im Allgemeinen innerhalb einer Zeitspanne von
etwa einem Tag bis zu etwa 30 Tagen und länger, abhängig von der Beschaffenheit
und der Applikation der Mischung.
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Die
Freisetzungsgeschwindigkeit eines bioaktiven Agens, etwa von TGF-β1,
kann, wie weiter oben dargelegt, durch Modifikation des Polymers
variiert werden, z. B., durch Änderung
seiner Endgruppen, seines Molekulargewichts oder seiner Zusammensetzung.
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Zu
anderen Agenzien, die der Matrix zugesetzt werden können, gehören folgende:
ein Extrakt aus Vollblut, Erythrozytenkonzentrat, Blutplättchen (Thrombozyten),
Plasma (frisch oder kurz zuvor eingefroren), Serum, Haut, Knochen,
Knorpel, Sehnen oder Mikroorganismen sowie synthetische Proteine
und so weiter. Geeignete Proteine können aus einer großen Vielfalt
von Proteinklassen ausgewählt
werden, beispielsweise Keratinen, Kollagenen, Albuminen, Globulinen,
Hormonen, Enzymen o. ä.
Das Material kann aus einfachen Peptiden oder einfachen Proteinen
bestehen, aber auch aus konjugierten Proteinen wie Glykoproteinen,
Mucoproteinen, Lipoproteinen, Häm-Proteinen
oder Nucleoproteiden.
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Auch
Antioxidanzien können
der Matrix beigegeben sein. Zu den für die Anwendung geeigneten
Antioxidanzien zählen
Tocopherol, Zitronensäure,
butyliertes Hydroxyanisol, butyliertes Hydroxytoluol, tert-Butylhydrochinon,
Propylgallat, Natriumascorbat und andere Antioxidanzien, die von
der FDA (Food and Drug Administration) als „allgemein sicher" eingestuft wurden.
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Daher
können
die Implantatmatrices hergestellt werden durch Mischen des Polymers
mit einem oder mehreren bioaktiven Agenzien und optional mit anderen
Bindemitteln, beispielsweise mit Additiven zum optimalen Aufrechterhalten
der biologischen Aktivität
und der Polymerfunktionalität
während
der Sterilisierung, und durch anschließendes Sterilisieren und Verpacken
der Implantatzubereitung für
die chirurgische Applikation.
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Die
Sterilisierung kann durch Gamma- oder Elektronenbestrahlung mit
etwa 1 bis etwa 3 mRad erzielt werden. Wenn das bioaktive Agens
ein Protein oder ein Peptid ist, kann die biologische Aktivität während der Sterilisierung
optimiert werden, indem dem Ansatz folgendes zugegeben wird: 1)
ein Fremdprotein, beispielsweise Albumin oder Gelatine, und 2) ein
Radikalfänger
(Antioxidans), beispielsweise Propylgallat, 3-tert-Butyl-4-hydroxyanisol
(BHA) oder Ascorbinsäure,
und zwar in solchen Mengen, dass die strahlungsinduzierte Zersetzung
des biologisch aktiven Peptids wirksam retardiert wird. Die Sterilisierung
wird vorzugsweise bei niedriger Temperatur, beispielsweise bei –70°C, durchgeführt.
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Wenn
in der Matrix mit einem biologisch aktiven Peptid oder Protein ein
Füllstoff
verwendet wird, dann ist es vorteilhaft, eine Mischung der biologisch
aktiven Verbindung mit einem Fremdprotein, wie Eiweiß oder Gelatine,
zuzubereiten und den Füllstoff
mit dieser Zubereitung zu beschichten, bevor der Füllstoff
dem Polymer zugemischt wird.
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Bevorzugte
Matrices für
die Reparatur von Knochen enthalten Folgendes:
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Die
Implantatmatrices gemäß der Erfindung
können
nach üblichen
Verfahren zubereitet werden. Wenn die Matrix ein bioaktives Agens
enthält,
kann das Polymer mit dem Agens gemischt werden oder dazu dienen, es
einzukapseln, wiederum nach bekannten Verfahren wie Mischen und
Komprimieren sowie Mikroeinkapselung.
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Die
vorliegende Erfindung stellt auch ein implantierbares Erzeugnis
für die
Anwendung beim Freisetzen eines bioaktiven Agens in eine physiologische
Umgebung zur Verfügung,
das eine bioverträgliche,
am Gewebe haftende Implantatmatrix gemäß der Erfindung sowie eines
oder mehrere bioaktive Agenzien enthält. Bevorzugte implantierbare
Erzeugnisse sind solche, in denen das bioaktive Agens ein das Wachstum
fördernder
Faktor ist.
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Zwar
wurden die Polymere hier für
die Anwendung bei der Reparatur von Geweben wie Knochen und Knorpel
sowie in einer Zuführungsmatrix
für ein
bioaktives Agens in vivo beschrieben, doch sind diese Beschreibungen
nur erläuternd.
Es gibt zahlreiche andere Anwendungen für biologisch abbaubare, haftfähige Polymere
gemäß der Erfindung.
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Beispielsweise
können
die Polymere bei der Behandlung von Knochentumoren eingesetzt werden. Diese
Behandlung beinhaltet normalerweise die Exzision (das Herausschneiden)
des Tumors sowie von Teilen des umliegenden Knochengewebes, wobei
im Knochen ein großer
Hohlraum entsteht. Das Transplantieren von autogenem Knochen (also
von Knochen, der dem Patienten an einer anderen Körperstelle
entnommen wurde), ist das konventionelle und übliche Verfahren zum Ausfüllen derartiger
Knochendefekte. Zwar führt
das Einsetzen autogenen Knochens zu einer schnellen Einbindung des
in den Hohlraum neu hineinwachsenden Knochengewebes, doch beeinträchtigt diese
Methode die Gesundheit des Patienten zusätzlich, weil das Herausschneiden
des gesunden Knochengewebes einen weiteren chirurgischen Eingriff
erfordert. Außerdem
haben manche Patienten, besonders solche mit Osteoporose, sehr begrenzte
Mengen an Knochenmaterial, das für
die Transplantation geeignet ist.
-
Eine
Alternative dazu kann ein Fremdtransplantat sein, also Knochen,
der einer anderen Person entnommen und in den Knochenhohlraum eingesetzt
wird. Solche Fremdtransplantate sind jedoch mit gewissen Risiken
verbunden; dazu zählen
die Übertragung
von Infektionen oder gar von unerkannten bösartigen Zellen vom Spender-
auf den Empfängerpatienten,
ferner das Problem der Immunschranken zwischen den Individuen. Außerdem sind
die notwendigen Arbeitsschritte kompliziert und aufwändig. Daher
bieten die Implantatmatrices gemäß der Erfindung
eine deutliche Verbesserung gegenüber den traditionellen Behandlungen
von Knochentumoren.
-
Die
in den Matrices und Klebstoffen gemäß der Erfindung eingesetzten
Polymere werden normalerweise so zubereitet, dass sie eher einen
viskosen Klebstoff als einen herkömm lichen Festkörper darstellen. Wenn
das Polymer mit einem partikulären
Füllstoff
gemischt wird, um die bioverträgliche
Matrix oder den bioverträglichen
Klebstoff zu erzeugen, dann kann das Polymer dazu dienen, die Teilchen
des Füllstoffs
zu beschichten. Ein Beispiel für
einen geeigneten partikulären
Füllstoff
ist ein keramisches Material wie TCP. Wenn die Teilchen mit dem
Polymerklebstoff beschichtet sind, bilden sie eine selbsthaftende
teigartige Masse, die leicht geformt werden kann, um operativ in
schadhafte Knochenstellen eingepasst zu werden. Soll ein bioaktives
Agens, beispielsweise ein Protein-Wachstumsfaktor, in die Matrix
eingebracht werden, kann es auf die Teilchen des bioverträglichen
festen Füllstoffs
absorbiert werden, bevor diese mit dem Polymerklebstoff bestrichen
werden.
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Die
Erfindung bezieht sich auch auf Verbesserungen von Methoden zur
Reparatur von Knochen oder Knorpel mittels einer biologisch abbaubaren
Implantatmatrix, wobei die Verbesserung die Anwendung einer an Gewebe
haftenden Matrix gemäß der Erfindung
umfasst, mit der der Knochen oder der Knorpel wiederhergestellt
wird.
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Bevorzugte
Verbesserungen sind solche, bei denen die Matrix ein bioaktives
Agens enthält,
insbesondere solche, bei denen das bioaktive Agens ein wachstumsfördernder
Faktor ist.
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Wenn
eine Matrix gemäß der Erfindung
dazu genutzt wird, Knochen oder Knorpel zu reparieren, ermittelt
der Operateur zunächst
die Größe des Hohlraums
oder der Lücke,
der bzw. die zu füllen
ist, oder er ermittelt die Abmessungen der zu reparierenden Stelle.
Dann entnimmt er die ent sprechende Menge der Polymer-Klebstoff-Matrix
aus der Verpackung. Normalerweise ist die Verpackung dicht, sodass
kein Wasserdampf an das Polymer in der Mischung gelangen kann; es
sollte jedoch klar sein, dass auch einer der zahlreichen anderen
Behältertypen
als Verpackung verwendet werden kann.
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Nach
dem Entnehmen aus der Verpackung formt der Operateur die haftfähige Implantatmatrix
bei Umgebungstemperatur gemäß den Abmessungen
der zu reparierenden Stelle. Bei einer Knochenreparatur wird die
Matrix entsprechend den Abmessungen des Hohlraums oder der Lücke geformt.
Bei einer Bindegewebsreparatur wird sie so geformt, dass sie auf
die Reparaturstelle passt. Dann wird die haftfähige Matrix in einer solchen
Weise in den Hohlraum eingefügt
oder auf die Reparaturstelle gesetzt, dass sie auf dem Knochen oder Knorpel
so lange haften kann, wie es zu dessen Wiederherstellung erforderlich
ist. Normalerweise drückt
der Operateur die geformte Matrix gegen das geschädigte und
oft nasse Gewebe. Weil die Matrix ein gewisses Haftvermögen hat,
wenn sie mit Druck auf den umgebenden Knochen oder das umgebende
Bindegewebe appliziert wird, sitzt sie fest und wird ausreichend
lange an der betreffenden Stelle verbleiben, um die Wiederherstellung
des Knochens oder des Gewebes zu bewirken.
-
Wenn
die Matrix ein bioaktives Agens enthält, wird sie normalerweise
an einer Stelle im Körper
implantiert, an der eine Anreicherung des bioaktiven Agens förderlich
ist. Bei der Behandlung eines durch Osteoporose begünstigten
Bruchs beispielsweise, der eine Lücke oder einen Knochenschaden
hervorgerufen hat, wird eine Implantatmatrix, die ein wachstumsfördernden
Agens enthält,
so ge formt, dass sie sich dem Knochendefekt oder dem Hohlraum anpasst.
Dann wird sie von dem Operateur an der entsprechenden Stelle eingesetzt.
Analog kann die Matrix in Weichteile implantiert oder injiziert
werden, um eine fortdauernde Freisetzung des Wirkstoffs zu erreichen.
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Zubereitung
-
Poly(Lactid/Glykolid/ε-Caprolacton)-Ionomer
-
Apparatives.
Mit Hilfe der Gel-Permeations-Chromatographie (GPC) wurden die Molekulargewichte (MW)
und die Molekulargewichtsverteilungen (MW/Mn) von Polymerproben
relativ zu Polystyrol-Standards (Polysciences Corporation) ermittelt.
Die Systemkonfiguration wurde beschrieben von R. F. Storey und T.
P. Hickey, J. Polymer Sci. 31, 1825 (1993). In der vorliegenden
Beschreibung bezieht sich der Begriff Molekulargewicht, wenn nicht
anders angegeben, durchgehend auf das Gewichtsmittel des Molekulargewichts.
-
Allgemeines Verfahren
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1. Synthese von säure-terminalen
Polymeren
-
Die
Glasgeräte
wurden 24 h lang bei 145 bis 155°C
getrocknet, mit Gummi-Septa versehen und in einem trockenen Stickstoffstrom
abgekühlt.
Die Polymerisierungen liefen in 250-mL-Erlenmeyer-Kolben ab; deren
24/40-Schliffverbindungen waren mit evakuierten und mit Teflonfolie überzogenen
Glasstopfen verschlossen. In einen Kolben (250 mL), in dem sich
ein magnetischer Rührstab
befand, wurde Folgendes hinein gegeben D,L-Lactide (18,17 g, 1,26 × 10–1 mol),
Glykolid (14,63 g, 1,26 × 10–1 mol), ε-Caprolacton (7,20
g, 6,30 × 10–2 mol),
Glykolsäure
(1,66 g, 2,18 × 10–2 und
Bernsteinsäureanhydrid
(2,19 g, 2,18 × 10–2 mol).
Der Kolben wurde mit Stickstoff gespült und dann in einem Wärmebad auf
konstant 135°C
gehalten, wobei 20 h lang ständig
gerührt
wurde. Nach einer Reaktionszeit von 65 h wurde die Temperatur auf
110°C abgesenkt.
Die Polymerisierung lief 146 h lang und wurde dann in einem Eis/Wasser-Bad
gestoppt.
-
2. Ablauf der analytischen
Titration (Probe mit 2.000 g/mol)
-
In
einen 125-mL-Erlenmeyer-Kolben wurde eine Polymerprobe (ca. 2.000
g/mol; 0,30 bis 0,40 g) hinein gegeben. Die Polymerprobe wurde in
THF (50 mL) vollständig
gelöst,
und zur Lösung
wurde Wasser (15 mL) zugegeben. Der Polymerlösung wurde Phenolphthalein
(1 g/100 mL MeOH; 5 Tropfen) zugesetzt, und der Kolben wurde in
ein Eisbad getaucht. Die Probe wurde mit einer wässrigen NaOH-Lösung (0,5047
N) titriert, bis am Endpunkt eine leichte Rosa-Färbung auftrat. Aus den Werten
von mindestens drei Titrationen wurde ein mittleres Äquivalentgewicht
berechnet.
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3. Ablauf der Titration
in der Polymermasse (Probe mit 2.000 g/mol)
-
In
einen 1.000-mL-Erlenmeyer-Kolben wurde eine Polymerprobe (ca. 2.000
g/mol; 34,32 g) hinein gegeben, und das Polymer wurde in THF (450
mL) gelöst.
Mit dem durch die analytische Titration (s. o., Punkt 2) bestimmten
mittleren Äquivalentgewicht
wurde die genaue Menge des Titra tionsmittels berechnet (85,3 mL, 0,5047
N wässrige
NaOH-Lösung), die
notwendig ist, um die Polymerprobe vollständig zu neutralisieren. Diese Menge
wurde der Polymerlösung
langsam zugesetzt, während
sie in einem Eisbad gerührt
wurde.
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Beispiele
-
Beispiel 1: Bestimmung
der Hafteigenschaften
-
Allgemeines
Vorgehen: Die Hafteigenschaften der Polymere wurden in einem Zugversuch
gemäß dem folgenden
Verfahren ermittelt:
-
Mikroskop-Objektträger aus
Glas wurden gereinigt, indem sie zuerst 10 Minuten lang in heiße Schwefelsäure eingetaucht
wurden. Dann wurden die Objektträger
mit ultrareinem Wasser gründlich
gespült.
Anschließend
wurden sie 1 Minute lang in eine warme Mischung von Ammoniumhydroxid
und Wasserstoffperoxid (Volumenverhältnis 4 : 1) eingetaucht. Die
Objektträger
wurden erneut mit ultrareinem Wasser gespült und mit gefiltertem Stickstoffgas
getrocknet. Die so gereinigten Glasobjektträger sind die trockenen Glassubstrate.
-
Jeder
Objektträger
wurde in eine Halterung eingesetzt, die 4,84 cm2 seiner
Oberfläche
frei ließ.
Eine wässrige
Lösung
mit 3 Gewichtsprozent des Polymers in nanoreinem Wasser wurde auf
diese frei liegende Fläche
gegeben, und der Objektträger
wurde im Vakuum getrocknet. Alle Proben wurden vor dem mechanischen
Test in einem Exsikkator aufbewahrt.
-
Für den Vergleich
des Haftvermögens
an nassen Oberflächen
wurden andere Objektträger
mit Poly(2-Hydroxyethylmethacrylat) (pHEMA) vorbereitet. Die pHEMA-Filme
wurden mit einer Lösung
von 4 Gewichtsprozent des Polymers in Methanol hergestellt, und
zwar nach dem oben beschriebenen Verfahren. Die Lösung wurde
mit Stickstoffgas und danach 3 Stunden lang im Vakuum getrocknet.
-
Die
mechanischen Tests wurden mit einem Instron der Serie 4400 durchgeführt. Um
die Hafteigenschaften des Polymerfilms zu testen, wurde der Glasobjektträger mit
dem zu testenden Polymer 5 Minuten lang mit einer Kraft von 5 Newton
auf einen sauberen, trockenen Glasobjektträger gepresst. Dann wurden mit
dem Instron die Zugspannung und die Dehnung gemessen, bei der sich
die beiden Glasobjektträger
voneinander trennten, wenn sie in einem Winkel von etwa 90° zu ihrer
Oberfläche
auseinander gezogen wurden. Die Trenngeschwindigkeit betrug 0,5
mm pro Minute.
-
Eine
separater Test des Haftvermögens
wurde an den Objektträgern
durchgeführt,
die mit gequollenem pHEMA präpariert
waren, um eine nasse Gewebeoberfläche zu simulieren. Der auf
das Glas gegossene pHEMA-Film wurde vor dem Test 30 Minuten lang
in einer Feuchtekammer mit 100% Luftfeuchtigkeit aufbewahrt. Der
Glasobjektträger
mit dem zu überprüfenden Polymer
wurde dann 5 Minuten lang mit einer Kraft von 5 Newton auf den pHEMA-Objektträger gepresst.
-
A. Versuchsergebnisse
bei Homopolymeren (nicht Teil der Erfindung)
-
Die
Ergebnisse dieser Tests mit Poly(Aminosäure)-Homopolymeren als Beispielen
sind in Tabelle 1 zusammen gefasst.
-
-
Überraschenderweise
ergab sich, dass verschiedene Homopolymere, beispielsweise pGlu
(15.300), pLys (22.700) und pLys (42.000), am pHEMA haften. Es wurde
festgestellt, dass alle diese Homopolymere an der Glasoberfläche haften.
-
Es
wurde ermittelt, dass die Haftfestigkeit verschiedener Materialien
durch Variation des Homopolymers und/oder des Molekulargewichts
des Homopolymers beeinflusst werden kann. Diese Ergebnisse können auf
andere Aminosäuren
ihrer Klasse extrapoliert werden, die in diesen Mischungen nützlich wären. Außerdem könnten die
Homopolymere durch gemischte Polymere wie Copolymere, ein Terpolymer,
Blockcopolymere oder deren Mischungen ersetzt werden.
-
B. Versuchsergebnisse
bei Polymer-Monomer-Komplexen (nicht Teil der Erfindung)
-
Die
Ergebnisse dieser Tests mit typischen Polymer-Monomer-Komplexen
sind in Tabelle 2 aufgeführt.
-
Tabelle
2: Polymer-Monomer-Komplexe
-
Es
wurde festgestellt, dass sich das Haftvermögen von pGlu-Polymeren (1.000
und 15.300) auf Glas verbesserte, wenn die Menge an Lys-Monomer
erhöht
wurde. An gequollenem pHEMA steigerte ein höheres pGlu : Lys-Monomer-Mengen verhältnis das
Haftvermögen.
Das Haftvermögen
von pLys (22.700 und 42.000) auf Glas verringerte sich, wenn die
Menge des Glue-Monomers erhöht
wurde. Schließlich
steigerte der Zusatz von Glue-Monomer das Haftvermögen von
pLys (92.000) an gequollenem pHEMA.
-
Diese
Ergebnisse demonstrieren, wie eine bestimmte Haftfestigkeit an unterschiedlichen
Materialien erreicht werden kann. Der verwendete Typ des Aminosäure-Homopolymers
oder das Molekulargewicht des Homopolymers kann gezielt eingestellt
werden, um eine gewünschte
Hafteigenschaft an verschiedenen Materialien zu erzeugen. Die Homopolymere
können
durch gemischte Polymere wie Copolymere, ein Terpolymer, Blockcopolymere
oder deren Mischungen ersetzt werden.
-
C. Versuchsergebnisse
bei Polymermischungskomplexen
-
Die
Ergebnisse der Tests mit typischen Polymermischungskomplexen sind
in Tabelle 3 aufgeführt.
-
Tabelle
3: Polymermischungen
-
Es
wurde festgestellt, dass Polymermischungen von pGln mit pGlu (15.300)
an beiden Substraten gegenüber
dem pGln-Homopolymer (siehe Tabelle 1) eine bemerkenswerte Verbesserung
des Haftvermögens sowie
der Zugspannung und der Dehnung zeigten. Die Probe von pGln : pGlu
(15300) [1 : 2] war einer der bevorzugtesten Klebstoffe. Zu den
be vorzugtesten Klebstoffen gehörten
auch die Polymermischungen von pGln mit pLys (42.000). pGln und
pLys (42.000) selbst zeigten ein gutes Haftvermögen an Glas, aber ihren Mischungen
stellten noch bessere Klebstoffe dar.
-
Mischungen
von Aminosäure-Homopolymeren
waren als Klebstoffe am meisten zu bevorzugen. Diese Tests illustrieren
eine große
Anzahl zweckmäßiger Kombinationen
von Aminosäurepolymer-Mischungen,
die für
die Anwendung in der vorliegenden Erfindung geeignet sind. Die Mischungen
können
auf drei oder mehr Polymere erweitert werden und umfassen, wenn
erforderlich, Monomere, um die Hafteigenschaften auf die Zielsubstrate
anzupassen.
-
D. Haftvermögen bestimmter
Polyester
-
Die
Ergebnisse dieser Tests mit typischen Polyestern sind in Tabelle
4 zusammen gefasst.
-
-
Beispiel 2: Bestimmung
der Wasserlöslichkeit
der Polymere
-
- 1. Lösen
des Polymers (50 mg) in Tetrahydrofuran (THF) in einem 25-mL-Reagenzglas.
- 2. Verdampfen des THF durch Lufttrocknung bei Raumtemperatur,
sodass ein dünner
Polymerfilm zurück bleibt,
der den untersten Teil des Reagenzglases bedeckt.
- 3. Zugabe von Wasser (10 mL) in das Reagenzglas; Mischen von
Wasser und Polymer; Stehenlassen der Mischung bei Raumtemperatur
für 24
Stunden.
- 4. Abpipettieren der Lösung
in einen zuvor gewogenen Tiegel.
- 5. Verdampfen des Wassers unter Vakuum bei 40°C.
- 6. Wägen
des Tiegels, der das Polymer enthält, und Berechnen der gelösten Polymermenge
durch Subtraktion des Gewichts des leeren Behälters.
-
Beispiel
3: Matrix aus PLGC mit TGF-β
1 und TCP Reagenzien
TCP: | DePuy,
149 bis 250 μm
Durchmesser |
TGF-β1: | Genentech,
0,73 mg/mL |
PLGC-Polymer: | Poly(Lactid
: Glykolid : ε-Caprolacton)
(40 : 40 : 20) Na+-Ionomer (MW 2.000) (Zubereitung
siehe oben) |
Beschichtungspuffer: | 20
mM Na-Acetat, pH 5,0 (Sigma, Kat.-Nr. S-5889) |
Gelatinepuffer: | 2,5%
Gelatine (250 mg/10 mL Wasser), 100 Bloom General Foods |
Spülpuffer: | PBS
pH 7,4, Boehringer Mannheim, Kat.-Nr. 100-961 |
Antioxidans: | 0,2%
n-Propylgallat in Wasser (20 mg/10 mL; erhitzen im Mikrowellenofen,
um es in Lösung
zu bringen) Sigma, Kat.-Nr. P-3130 |
-
Verfahren
-
- 1. Zugabe der gewünschte Menge TGF-β1 zum
Beschichtungspuffer (2 mL/g TCP).
- 2. Mischen der TGF-β1-Beschichtungspuffer-Lösung mit trockenem TCP in einem
silikonisierten Polypropylenbehälter.
- 3. Inkubieren der Mischung bei Raumtemperatur, 3 Stunden lang
unter ständigem,
leichtem Rühren.
- 4. Absitzenlassen des TCP oder vorsichtiges Zentrifugieren;
Abtrennen des TGF-β1-Beschichtungspuffers durch Dekantieren.
- 5. Zugabe von Spülpuffer
(gleiches Volumen wie des Beschichtungspuffers); Mischen und Abtrennen
des Spülpuffers
durch Dekantieren.
- 6. Wiederholung des Spülschritts.
- 7. Zugabe von Antioxidans-Lösung
(gleiches Volumen wie des Spülpuffers);
Mischen und Abtrennen des Antioxidans durch Dekantieren.
- 8. Zugabe von Gelatinepuffer zum TGF-β1-beschichteten
TCP (1,25 mL Puffer/g TCP).
- 9. Zugabe der TCP/Puffer-Mischung zum viskosen PLGC-Polymer
und Mischen [0,796 g (44%) Polymer/1 g (56%) TCP].
- 10. Schnelles Gefrieren der Matrix mit flüssigem N2.
- 11. Gefriertrocknen der Matrix.
-
Die
Matrix sollte bei –70°C trocken
aufbewahrt werden. Sie nimmt leicht Wasser aus der Umgebungsluft
auf. Die Matrix kann durch Gammabestrahlung mit 2,5 Mrad in einer
N2-Atmosphäre in einer dichten Folienverpackung
sterilisiert werden.
-
Beispiel 4: Auflösung und
Freisetzung von Matrices aus Polyestermischungen
-
Dieses
Beispiel zeigt, wie die vorliegenden Implantatmatrices modifiziert
werden können,
um Abbau und Freisetzung einer biologischen Substanz innerhalb eines
gewünschten
Zeitraums einzustellen.
-
(a) Auflösungsgeschwindigkeit
-
Methode:
TCP (50 mg) wurde mit einer ausreichenden Menge Polymer gemischt,
um das gesamte TCP zu binden. Die Mischung wurde in einem Vakuumofen
vollständig
getrocknet. Die trockene Mischung wurde gewogen und in eine phosphatgepufferte
Salzlösung
(PBS) eingebracht (5 mL). Das Gewicht der Matrix, die zusammenhängend blieb,
wurde täglich
gemessen. Die Inkubation während
dieses Prozesses erfolgte bei Raumtemperatur. Als vollständige Auflösung wurde
der Punkt definiert, bei dem kein Matrixmaterial mehr zusammenhängend blieb.
-
In
Tabelle 5 sind die Ergebnisse dieses Tests mit variablen Mischungen
von PLG (A = MW 12.000 und B = MW 500) zusammen gefasst.
-
Tabelle
5: Untersuchung der Auflösung
an PLG-Mischungen
-
In
Tabelle 6 sind die Ergebnisse von Tests zusammen gefasst, die mit
statistischen PLGC-Terpolymeren mit einem Mengenverhältnis von
40% L, 40% G, 20% C mit unterschiedlichen Endgruppen durchgeführt wurden.
Jedes Terpolymer hatte ein Molekulargewicht von 2.000. Die Ionomer-Proben
wurden durch Carboxylieren des PLGC und anschließende Neutralisation der carboxylierten
Substanz mit NaOH zubereitet.
-
Tabelle
6: Untersuchung der Auflösung
an PLGC-Terpolymeren
*
-
(b) Freisetzungsgeschwindigkeit
-
Es
wurde die Freisetzung von TGF-β1 aus einer PLGC/TCP/TGF-β1-Matrix
gemessen, die zubereitet wurde wie in Beispiel 3 beschrieben. Das
TGF-β1 wurde extrahiert und folgendermaßen mit
ELISA (Enzym-Immunoassay) bewertet:
-
Unverdünntes Pferdeserum
(Sigma, Kat.-Nr. H-1270) und 0,02% Gewichtsprozent Natriumazid wurden
zur Probe zugefügt.
Die eingesetzte Menge an Serum hing von der TGF-β1-Konzentration ab;
es wurde eine Endkonzentration von etwa 0,4 bis 1 μg TGF-β1 pro
mL abgestrebt. Serum und TCP wurden mindestens 12 Stunden lang (über Nacht)
bei Raumtemperatur unter Rühren
inkubiert. Um TCP-Feinkörner
zu entfernen, wurde das Material in einem Mikrozentrifuge eine Minute
lang mit 500 g zentrifugiert.
-
Die
Proben wurden dann mit ELISA (Enzym-Immunoassay) bewertet, um die
biologische Aktivität
zu bestimmen. Das TGF-β
1-Capture-ELISA-Protokoll lautete folgendermaßen: Material
1.
Fester Träger: | Dynatech
Immulon II, Kat.-Nr. 011-010-3450 |
2.
Beschichtungspuffer: | 0,05
M Carbonatpuffer pH 9, 5 Na2CO3 (5,
3 g/L) |
3.
Capture-Mab: | Mab < TGF-β1 > 12H5, Genentech, Chargen-Nr. 8268-61 |
4.
Auswaschpuffer: | PBS,
0,05% Tween 20 |
5.
Detektions-Mab: | Mab < TGF-β1 > 4A11-HRP Genentech,
Chargen-Nr. 16904-30 (Mab = monoclonal antibody, monoklonaler Antikörper) |
6.
Standard: | TGF-β1,
Genentech; die gleiche Charge wurde als unbekannte Probe verwendet |
7.
Substrat: | 3,3',5,5'-Tetramethylbenzidin
(TMB), Kirkegaard & Perry,
Kat.-Nr. 50-76-100 |
8.
Stoplösung: | 1
M H2SO4 |
-
Verfahren
-
Eine
96-Zellen-Mikrotiterplatte wurde mit 0,5 μg/mL Mab 12H5 in Beschichtungspuffer
beschichtet und über
Nacht auf einer Temperatur von 4°C
gehalten, bei 100 μL/Zelle.
-
Die
Platte wurde in 6 Zyklen in einem Waschgerät des Typs Titertek Microplate
120 mit Auswaschpuffer ausgewaschen, und das letzte Volumen des
Auswaschpuffers wurde in den Zellen belassen. Die 96-Zellen-Mikrotiterplatte
wurde 10 Minuten lang mit dem Auswaschpuffer inkubiert; dann wurde
der Auswaschpuffer entfernt. Die TGF-β1-Proben
wurden in die ausgewaschene Platte hinein gegeben und einer Reihenverdünnung in
PBS mit 100 μL/Zelle
unterzogen. Die TGF-β1-Proben
wurden dann 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Platten
wurden erneut in 6 Zyklen mit Auswaschpuffer ausgewaschen. Sodann
wurde der Platte 4A11-HRP-Konjugat
zugefügt
und in Auswaschpuffer auf etwa 1 : 2000 verdünnt, bei 100 μL/Zelle.
Dann wurde die Platte 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert.
Die Platten wurden in 6 Zyklen mit Auswaschpuffer ausgewaschen.
Danach wurden der Platte 100 μL/Zelle
an Substrat zugesetzt. Nun wurde 5 Minuten lang die Entwicklung
der Farbe abgewartet. Dann wurden 50 μL/Zelle an Stoplösung zugesetzt.
Die Wellenlänge
wurde bei 450 nm an einem Gerät
des Typs Moleculare Devices Vmax abgelesen.
-
Die
Kurve der optischen Dichte (O. D.) wurden einer Kurvenanpassung
durch logarithmisch-lineare Regression unterzogen. Die Eichkurve
wurde mithilfe verdünnter
Standardlösungen
von TGF-β1 aufgestellt. Die unbekannte Konzentration
wurde mithilfe des Multiplikationsfaktors errechnet, mit dem die
Regressionskurve auf die Eichkurve bei einem Wert im linearen Bereich
verschoben werden konnte.
-
Die
Ergebnisse der Tests auf Freisetzung von TGF-β1 aus
der PLGC/TCP/TGF-β1-Matrix sind in Tabelle 7 zusammen gefasst.
-
Tabelle
7: Ausbeute von TGF-β
1 aus der Polymermatrix
a
-
Die
PLGC/TCP/TGF-β
1-Matrix, die in diesem Beispiel untersucht
wurde, wies eine hohe Auflösungsgeschwindigkeit
auf (siehe Teil (a), Tabelle 6; PLGC-COO
– Na
+ 100%), ferner eine hohe Freisetzungsgeschwindigkeit
von TGF-β
1. Beispiel
5: Zubereitung einer Ionomer/Submucosa-Matrix Reagenzien
TGF-β1: | Genentech,
0,73 mg/mL |
PLGC-Polymer: | Poly(Lactid
: Glykolid : ε-Caprolacton)
(40 : 40 : 20) Na-Ionomer; MW 2.000 |
Beschichtungspuffer: | 20
mL Na-Acetat, pH 5,0, (Sigma); 1% Gelatine-Endkonzentration während des
Beschichtens (100 Bloom General Foods) |
Antioxidans: | 0,2%
n-Propylgallat in Wasser |
Dünndarm-Submucosa | („SIS", Small Intestine
Submucosa): (zubereitet gemäß den US-Patenten
Nr. 4.902.508 und Nr. 4.956.178, siehe oben; zerkleinert und gefriergetrocknet) |
-
Verfahren
-
- 1. Mischen der gewünschte Menge TGF-β1 mit
Beschichtungspuffer und Submucosa (1 mL Puffer/100 mg Submucosa),
um einen Kitt zu erhalten.
- 2. Inkubieren der Mischung, 1 Stunde lang, bei Raumtemperatur.
- 3. Zugabe von Antioxidans-Lösung
zum Polymer und kurzes Rühren
bei Raumtemperatur, bis eine zähflüssige Lösung vorliegt
(pro g Polymer 4 mL einer Antioxidans-Lösung
mit 0,02 Gewichtsprozent).
- 4. Mischen der Submucosa/TGF-β1-Mischung mit der zähflüssigen Polymerlösung.
- 5. Einsetzen der Matrix in einen Behälter, der (a) in flüssigem N2 eingefroren werden kann und (b) so geformt
ist, dass das Material gleichmäßig vom
Polymer beschichtet werden kann, also eine Petrischale aus Glas.
- 6. Schnelles Einfrieren der Matrix in flüssigem N2.
- 7. Gefriertrocknen der Matrix.
- 8. Sterilisieren der Polymer/Matrix-Zubereitung, wie in Beispiel
3 beschrieben.
-
Die
nach diesem Verfahren zubereitete Polymermatrix hatte schließlich eine
Zusammensetzung von 67% Polyester-Ionomer und 33% Submucosa; sie
enthielt außerdem
5 μg/mL
TGF-β1.
-
Beispiel 6: Polyester-Löslichkeit
-
Die
Löslichkeit
verschiedener Polyester wurde nach dem Verfahren von Beispiel 2
gemessen. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen sind in Tabelle 8
zusammen gefasst.
-
Tabelle
8: Löslichkeit
von Polyestern
-
Beispiel 7: Reparatur
einer Kaninchenspeiche mit einem Matrix-Implantat
-
Eine
kittähnliche
Zuführungsmatrix,
die Polymer, Füllstoff
und eine biologisch aktive Komponente (TGF-β1; siehe
Beispiel 3) enthielt, wurde in vivo am Beispiel des Speichenknochens
eines Kaninchens bewertet.
-
Versuchsanordnung
-
Applikationsweg
-
Ein
zu testendes Erzeugnis oder die autogene Kontrolle wird an der Schadstelle
des Speichenknochens in Höhe
der Schaftmitte implantiert.
-
Überblick:
-
Ein
1,5 cm großes
Segment der rechten Speiche wird entfernt, sodass hier eine einseitige
Schadstelle entsteht. In diese Schadstelle wird ein zu testendes
Material oder ein Kontrollmaterial implantiert, oder es wird nichts
implantiert – je
nachdem, zu welcher Gruppe die Zuweisung erfolgte. Der Einschnitt
wird verschlossen, und die Kaninchen werden noch 8 Wochen lang am
Leben gelassen. Nach 8 Wochen werden beide Speichenknochen herausgenommen.
-
Versuchsdurchführung
-
Als
Anästhetikum
wird eine Xylazin/Ketamin-Mischung verwendet. Diese Mischung wird
hergestellt, indem Xylazin (1,42 mL; 100 mg/mL) dem Ketamin (10
mL; 100 mg/mL) zugemischt wird. Den Kaninchen wird anfänglich eine
Dosis von ungefähr
0,65 mL/kg intramuskulär
verabreicht (maximal 3 mL pro Kaninchen). Eine Ohrvene wird katheterisiert,
und weiteres Anästhetikum
wird, je nach Bedarf, durch diesen Katheter zugeführt, und
zwar ungefähr
ein Achtel (0,125) der Anfangsdosis. Über der rechte Speiche werden
die Haare abgeschnitten, und dann wird an der betreffenden Stelle
rasiert oder enthaart sowie aseptisch für den chirurgischen Eingriff
vorbereitet.
-
Chirurgischer Eingriff
-
In
Höhe der
Mitte des rechten Unterarms wird an der vorderen Innenseite eingeschnitten.
Die Weichteile werden zur Seite geschoben, um die Speiche freizulegen.
Das interosseale Ligament zwischen Speiche und Elle wird abgetrennt,
und in Höhe
der Schaftmitte wird die Knochenhaut der Speiche etwa 1,7 cm lang herausgeschnitten.
Ein steriler Spatel wird zwischen Speiche und Elle platziert, und
ein 1,5 cm großes
Segment der Speiche wird entfernt. Hierzu dient ein Sägeblatt,
das an einer Sagittalsäge
befestigt ist. Die Stelle wird während
der Osteoektomie mit reichlich physiologischer Salzlösung berieselt,
um eine zu starke Erwärmung
der Knochenränder
zu verhindern.
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Versuchsabfolge
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Jede
Schadstelle der Speichenknochen wird mit einem der zu testenden
Materialien oder mit einem autogenen Transplantat gefüllt oder
frei gelassen. Nachdem das Material an der betreffenden Stelle formgerecht
eingebracht wurde, werden die Weichteile wieder angesetzt und mit
einem absorbierbaren Faden vernäht,
und der Hautschnitt wird verschlossen und mit einem nicht absorbierbaren
Faden vernäht.
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Die
Menge an Material, die implantiert wurde, wird folgendermaßen ermittelt:
Die Zubereitung wird nach der Präparation,
aber vor dem Implantieren, gewogen (dazu dient ein steriles Wägeschiffchen
aus Folie oder eine ähnliche
Vorrichtung). Zum Schluss wird die restliche, also nicht implantierte,
Zubereitung gewogen.
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Die
operierte Stelle wird geröntgt,
um die anatomische Lage des Materials zu dokumentieren, und die Kaninchen werden
wieder ihre Käfige
gesetzt. In den ersten 3 Tagen nach der Operation wird Buprenorphinhydrochlorid
(0,15 mg SQ) als Schmerzmittel verabreicht.
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Die
Kaninchen werden nach dem chirurgischen Eingriff 8 Wochen lang versorgt
und dann durch intravenöse
Verabreichung von Beuthanasia-D® Special
Solution getötet.
Die rechte und die linke Speiche werden entnommen und von den Weichteilen
befreit. Die operierte Speiche wird histologisch auf Vorhandensein
von Knochenmaterial innerhalb der Schadstelle untersucht (das deutet
darauf hin, dass eine Verbindung entstand), außerdem auf Vorhandensein von
Knorpel, Weichteilen oder Rissen innerhalb der Schadstelle (das
deutet auf eine möglicherweise
instabile Verbindung oder auf eine nicht entstandene Verbindung
hin). Die Ergebnisse werden histologisch folgendermaßen eingestuft:
0 = fehlgeschlagen, 1 = mangelhaft, 2 = mäßig, 3 = gut, 4 = ausgezeichnet.
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Die
Ergebnisse einer Studie, die nach diesem Verfahrens durchgeführt wurde,
sind in Tabelle 9 zusammen gefasst.
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Tabelle
9: Studie an Speichenkochen von Kaninchen mit PLGC-Ionomer/TGF-β
1-Matrix
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Dieser
Test demonstriert, dass die Matrices gemäß der Erfindung dazu dienen
können,
lange Knochen, etwa die Speiche, wiederherzustellen, die Mark enthalten,
reichlich mit Blut versorgt sind und mechanisch belastet werden.
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Beispiel 8: Handhabung/Formbarkeit
von Polymermatrices
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Die
Handhabungseigenschaften der Polymer-Implantatmatrices spielen während des
chirurgischen Eingriffs eine sehr große Rolle. Die kittähnliche
Matrix sollte so leicht formbar sein, dass sie in eine Schadstelle passend
einzufügen
ist, und so sie sollte so gut haften, dass sie in der Schadstelle
verbleibt. Die Kittmatrix sollte jedoch nicht so fest haften, dass
sie ohne weiteres an Oberflächen
wie der Latexhandschuhe des Chirurgen oder der chirurgischen Instrumente
haftet. Dieses Beispiel zeigt, wie eine typische Polymerklebstoffmatrix
entwickelt wurde, die diesen Anforderungen entspricht.
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TCP
(50 mg) wurde mit Wasser durchtränkt
(1 μL/mg);
dann wurde Polymer (zur Menge siehe Tabelle 10) mit der TCP-Lösung vermischt. Die Mischung
wurde unter Vakuum getrocknet oder gefriergetrocknet. Die kittähnliche
Klebstoffmatrices wurden nach folgenden Kriterien bewertet: (1)
Formbarkeit: hart oder weich; (2) Anhaften an Latexhandschuhen;
(3) Anhaften an Instrumenten.
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Getestete Polymere
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- PLG 50-50 = 50% Lactid, 50% Glykolid, statistisches Copolymer
- PLGC 40-50-10 = 40% Lactid, 50% Glykolid, 10% Caprolacton, statistisches
Terpolymer
- PLGC 40-40-20 = 40% Lactid, 40% Glykolid, 20% Caprolacton, statistisches
Terpolymer
- PLGC 40-40-20 COOH = PLGC 40-40-20, carboxyliert mit Bernsteinsäureanhydrid
- PLGC 40-40-20 COONa = PLGC 40-40-20 COOH, neutralisiert mit
NaOH, um COO-Na+-Endgruppen zu erzeugen
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Die
Ergebnisse der Handhabungs-Untersuchungen mit diesen Polymeren sind
in Tabelle 10 zusammengefasst.
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Tabelle
10: Ergebnisse der Studie zur Handhabung/Formbarkeit
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Dieses
Beispiel demonstriert, wie die Variation von Molekulargewicht, Zusammensetzung
und Endgruppen die Formbarkeit und die Hafteigenschaften der Matrix
beeinflusst. Durch Absenken des Molekulargewichts von PLG wurde
die Mischung leichter formbar, haftete aber auch stärker an
Latexhandschuhen. Wenn der Prozentsatz an Caprolacton erhöht wurde,
nahm die Formbarkeit zu, aber auch die Anhaftung an Handschuhen.
Durch Anfügen
der Carboxylgruppe an das Terpolymer wurde das Polymer härter, jedoch
ergab die Neutralisation des carboxylierten Terpolymers einen formbaren
Kitt, der an Latexhandschuhen nicht haftete. Die Probe von PLGC
40-40-20 Na enthielt TCP als Füllstoff
mit festem Träger.
Wenn ein anderer Füllstoff
verwendet wird, kann die Mischung auf ähnliche Weise angepasst werden,
um eine kittähnliche
Implantatmatrix mit den gewünschten
Merkmalen zu erhalten.
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Beispiel 9: Auswirkung
der Glasüberaangstemperatur
auf die Handhabung der Polymere
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Die
Differential-Scanning-Kalorimetrie (DSC) ist eine verbreitete Methode
der thermischen Analyse. Bei einer DSC-Messung werden Referenztiegel
und Probentiegel so aufgeheizt, dass ihre Temperaturen sich mit
einer konstanten, zuvor festgelegten Geschwindigkeit erhöhen. Dabei
wird die Differenz zwischen den Wärmeströmen zum Referenztiegel und
zum Probentiegel gemessen. Wenn der Wärmestrom zum Probentiegel höher ist
als der zum Referenztiegel, dann ist die gemessene Differenz der
Wärmeströme endotherm. Wenn
der Wärmestrom
zum Probentiegel geringer ist, so ist die gemessene Differenz der
Wärmeströme exotherm.
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Eine
DSC-Analyse von Polymeren gibt Informationen über die Glasübergangstemperaturen
(Tg). Ein Glasübergang und damit ein Tg-Wert ist in allen amorphen Polymeren festzustellen,
ebenso in amorphen Gebieten teilweise kristalliner Polymere. Der
Tg-Wert der letztgenannten hängt nicht
vom Kristallinitätsgrad
ab, aber das Ausmaß des Übergangs
nimmt mit steigendem Kristallinitätsgrad ab; daher ist der Übergang
in stark kristallinen Polymeren schwierig zu erkennen. Ein Polymer
ist bei Temperaturen oberhalb seines Tg-Werts weich
und biegsam, aber bei Temperaturen unterhalb seines Tg-Werts
ist es spröde
und steif. (Siehe M. C. Meikel, W. Y. Mak, S. Papaionannou, E. H.
Davies, N. Mordan, J. J. Reynolds, Biomaterials, 14(3), 177 (1993)
und J. L. Ford, P. Timmins, „Pharmaceutical
Thermal Analysis",
Kapitel 2, John Wiley & Sons,
New York (1989).) Dieses Beispiel demonstriert, dass der Tg-Wert ein wertvolles Hilfsmittel sein kann,
wenn zu bestimmen ist, ob ein Polymer formbar bleiben wird. Der
maximale und der minimale Tg-Wert können bei
unterschiedlichen Anwendungen und/oder festen Substraten etwas unterschiedlich
sein. Beim vorliegenden Beispiel wurde als festes Substrat TCP verwendet.
Die Ergebnisse dieser Tests sind in Tabelle 11 zusammen gefasst.
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Tabelle
11: Glasübergangstemperaturen
T
g und Handhabungsmerkmale