DE69614760T2

DE69614760T2 - Optische Trennung von Chlorhydrin mittles Mikroorganismen

Info

Publication number: DE69614760T2
Application number: DE69614760T
Authority: DE
Inventors: Hideaki Idogaki; Naoya Kasai; Toshio Suzuki
Original assignee: Daiso Co Ltd
Current assignee: Osaka Soda Co Ltd
Priority date: 1995-05-29
Filing date: 1996-05-28
Publication date: 2002-07-04
Anticipated expiration: 2016-05-29
Also published as: ES2161942T3; US5776766A; EP0745681A2; EP0745681B1; EP0745681A3; DE69614760D1

Description

Diese Erfindung betrifft die optische Trennung einer Chlorhydrin-Verbindung mittels eines Mikroorganismus. Insbesondere betrifft sie ein Verfahren zur Herstellung einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung aus der entsprechenden racemischen Verbindung mittels einer biologischen optischen Trennung unter Verwendung eines Mikroorganismus, wobei besagte optisch aktive Chlorhydrin-Verbindung von Nutzen ist als ein chiraler Baustein und als ein Zwischenprodukt zur Herstellung optisch aktiver Verbindungen, die verschiedene Anwendungen haben, wie als Medikamente, landwirtschaftliche Chemikalien, physiologisch aktive Substanzen und ferroelektrische Flüssigkristalle.
Diese Erfindung stellt ebenfalls ein Verfahren zur Produktion einer optisch aktiven 1,2-Diolverbindung und/oder eines optisch aktiven 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons zusätzlich zu der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung durch die biologische optische Trennung einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung bereit, wobei die Produktion der anderen Verbindungen von der Art der verwendeten Mikroorganismen ebenso abhängt wie von der Art der Substituenten der Ausgangs-Chlorhydrin-Verbindung.
Optisch aktive Verbindungen wurden üblicherweise mittels einer chemischen Synthese, bei der die entsprechende optisch aktive Ausgangsverbindung in die gewünschte Verbindung umgewandelt wird, oder durch eine optische Trennung produziert, die eine Behandlung der entsprechenden racemischen Verbindung mit einem optisch trennenden Mittel umfaßt; vor kurzem wurde jedoch über die Produktion der optisch aktiven Verbindung mittels einer biologischen optischen Trennung unter Verwendung einer asymetrischen Reduktion oder einer asymetrischen Hydrolyse einer racemischen Verbindung durch einen Mikroorganismus oder ein Enzym berichtet.
Zum Beispiel wird über ein Verfahren einer asymetrischen Reduktion eines β- Ketoesters durch eine mikrobielle Zelle oder ein Enzym berichtet, spezifisch eine asymetrische Reduktion eines 4-Cloracetoacetats durch Bäckerhefe, um ein optisch aktives 4- Chlor-3-Hydroxybutyrat zu ergeben (vgl. C. J. Sih et al., Ann. N. Y. Acad. Sci., Band 434, S. 186-193, 1984; C. J. Sih, BE 898386). Santaniello et al., haben über ein Verfahren zur Produktion von Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat durch eine asymetrische Reduktion von Ethyl-4-Chlor-3-Oxobutyrat durch Bäckerhefe berichtet (vgl. E. Santaniello et al., J. Chem. Research (S), S. 132-133, 1984). Auch Takahashi et al. haben über ein Verfahren zur Produktion eines optisch aktiven Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrats durch eine asymetrische Reduktion von Ethyl-4-Chlor-3-Oxobutyrat durch einen Mikroorganismus berichtet (vgl. JP- A-61-146191). Als ein Verfahren, das ein Enzym verwendet, haben J. Peters et al. über ein Verfahren zur Produktion von (S)-Methyl-3-Hydroxybutyrat und (R)-Ethyl 4-Chlor-3- Hydroxybutyrat mittels einer asymetrischen Reduktion von Methyl 3-Oxobutyrat oder Ethyl- 4-Chlor-3-Oxobutyrat unter Verwendung einer Carbonylreduktase berichtet, die von Rhodococcus erythropolis produziert wird (vgl. J. Peters et al., Appl. Microbiol. Biotechnol., Band 38, S 334-340, 1992; T. Zelinski et al., J. Biotechnol., Band 33, S. 283-292, 1994). Außerdem haben Shimizu et al. über ein Verfahren zur Produktion von (R)-Ethyl 4-Chlor-3- Hydroxybutyrat mittels einer asymetrischen Reduktion unter Verwendung einer Aldehydreduktase berichtet, die von Sporoboromyces salmonicolor AKU 4429 produziert wird (vgl. S. Shimizu et al., Biotechnol. Lett. Band 12, Nr. 8, S. 593-596, 1990; Appl. Environ. Microbiol., Band 56, Nr. 8, S. 2374-2377, 1990).
Jedoch ist es gemäß dieser Verfahren zur Produktion einer optisch aktiven β- Hydroxyesterverbindung aus einer prochiralen β-Ketoesterverbindung durch eine asymetrische Reduktion unter Verwendung eines Mikroorganismus oder eines Enzyms erforderlich, sehr teure Coenzyme wie NADH (Nicotinamid-Adenin-Dinucleotid) oder NADPH (Nicotinamid- Adenin-Dinucleotid-Phosphat) zu verwenden, und es ist weiterhin erforderlich, zusätzlich ein Enzym wie Glucoseoxidase oder Ameisensäuredehydrogenase wegen der Notwendigkeit einer Umwandlungsreaktion von der oxidierten in die reduzierte Form zu verwenden. Darüber hinaus wird die Reaktionsgeschwindigkeit durch besagte Umwandlungsreaktion von der oxidierten in die reduzierte Form bestimmt. Daher sind diese bekannten Verfahren unter dem industriellen Gesichtspunkt nicht ausreichend zufriedenstellend.
Nakamura et al. haben über ein Verfahren zur Produktion von (R)-4-Chlor-3- Hydroxybutyronitril unter Verwendung von 1,3-Dichlor-2-Propanol oder Epichlorhydrin als ein Substrat und Behandlung des Substrats mit einer Dehydrogenase berichtet, die von Corynebacterium sp. N-1074 in der Anwesenheit von KCN produziert wird (vgl. JP-A-3- 53889, JP-A-3-53890). Es wird auch berichtet, daß man ein optisch aktives 4-Chlor-3- Hydroxybutyronitril oder den entsprechenden Ester durch Behandlung eines racemischen 4- Chlor-3-Hydroxybutyronitrils mit einer Lipase in der Anwesenheit eines Fettsäureesters erhält (vgl. JP-A-2-27995). Die durch diese Verfahren erhaltenen optisch aktiven Produkte haben jedoch eine niedrige optische Reinheit und sind daher als ein industrielles Verfahren nicht geeignet.
Weiterhin haben Lee et al. über ein Verfahren zur Produktion einer (R)-1,2- Propandiolverbindung und einer (R)-1,2-Butandiolverbindung durch jeweilige Reduktion von 1-Hydroxy-2-Propanon und 1-Hydroxy-2-Butanon mit einer Glycerindehydrogenase berichtet [vgl. L. G. Lee, G. M. Whitesides, J. Org. Chem., Band 51, S. 25-36 (1986)]. Es ist auch ein Verfahren zur Umwandlung einer 1-Hydroxy-2-Ketonverbindung in eine (S)-1,2- Diolverbindung unter Verwendung von Zellen eines Mikroorganismus bekannt (vgl. JP-A-1- 320988). Diese Verfahren sind jedoch ein Verfahren zur Produktion einer 1,2-Diolverbindung unter Verwendung einer asymetrischen Reduktion mit einem Enzym oder einem Mikroorganismus, was klar unterschiedlich ist zum Verfahren der vorliegenden Erfindung, welches die Behandlung einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung mit den Zellen eines Mikroorganismus umfaßt, wobei nur ein optisch aktives Chlorhydrin in einem racemischen Gemisch in eine 1,2-Diolverbindung umgewandelt wird.
Außerdem sind zum Zwecke der Produktion eines optisch aktiven 3-Hydroxy-γ- Butyrolactons, welches als eine Zwischenstufe bei der Produktion einer optisch aktiven Verbindung zur Verwendung als Medikament von Nutzen ist, verschiedene chemische Verfahren und auch einige biologische Verfahren bekannt, zum Beispiel ein Verfahren zur Produktion eines optisch aktiven 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons oder des entsprechenden Esters durch Transesterifizierung eines 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons mit einer Lipase (vgl. EP 0439779); ein Verfahren zur Produktion von (R)-3-Hydroxy-γ-Butyrolacton durch asymetrische Reduktion von Ethyl 4-t-Butoxy-3-Oxobutyrat mit Bäckerhefe und Umwandlung des resultierenden (R)-4-t-Butoxy-3-Hydroxybutyrats in Gegenwart von Fluoressigsäure in die gewünschte Verbindung (vgl. Synthesis (1), S. 37-40, 1986). Diese Verfahren haben jedoch einige Probleme, die gelöst werden müssen, das heißt, sie erfordern komplizierte Prozeduren oder die Verwendung von sehr teuren Mitteln, und außerdem erfordern sie sehr teure oder kaum verfügbare Ausgangsmaterialien. Außerdem sind sie beschränkt auf die Produktion nur einer optisch aktiven Verbindung von zwei Isomeren. Dementsprechend sind diese Verfahren nicht zufriedenstellend für die einfache und billige Produktion eines optisch aktiven 3- Hydroxy-γ-Butyrolactons.
Die Erfinder haben zuvor ein Verfahren zur Produktion einer optisch aktiven Verbindung aus der entsprechenden racemischen Verbindung unter Verwendung eines Mikroorganismus gefunden, der eine der optischen Isomeren hydrolysieren und metabolisieren kann und der daher unter Verwendung des Isomers als einzige Kohlenstoffquelle wachsen kann, zum Beispiel ein Verfahren zur Produktion von S-(+)-3-Halogen-1,2-Propandiol unter Verwendung eines Bakteriums der Gattung Alcaligenes (vgl. JP-A-3-191795 und J. of Fermentation & Bioengeneering, Band 73, Nr. 6, S. 443-448, 1992); ein Verfahren zur Produktion von R-(-)-3-Halogen-1,2-Propandiol unter Verwendung eines Bakteriums der Gattung Pseudomonas (vgl. JP-A-3-191794 und Applied Microbiology and Biotechnology, Band 40, S. 273-278, 1993); ein Verfahren zur Produktion eines optisch aktiven Dichlorpropanols (R-Isomer) unter Verwendung eines Bakteriums der Gattung Alcaligenes (vgl. JP-A-3-180197 und J. of Industrial Microbiology, Band 10, S. 37-43, 1992); ein Verfahren zur Produktion eines optisch aktiven Dichlorpropanols (S-Isomer) unter Verwendung eines Bakteriums der Gattung Pseudomonas (vgl. JP-A-61-132196 und Agric. Biol. Chem., Band 54, Nr. 12, S. 3185-3190, 1990) und ein Verfahren zur Produktion eines optisch aktiven Epichlorhydrins durch Behandlung eines optisch aktiven Dichlorpropanols mit einem Alkali, wobei besagtes optisch aktive Dichlorpropanol unter Verwendung eine Bakteriums der Gattung Pseudomonas erhalten wurde (vgl. JP-A-1-55879 und Bulletin. of Association of Synthetic Organic Chemistry, Band 51, Nr. 5, S. 388-398, 1993).
Die Erfinder haben intensiv studiert, um ein verbessertes Verfahren zur Produktion einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung aus einem racemischen Chlorhydrin im Industriemaßstab zu finden, und haben gefunden, daß gewisse Mikroorganismen, insbesondere Bakterien der Gattungen Pseudomonas, Enterobacter, Citrobacter und Bacillus, nur eines der optischen Isomere eines racemischen Gemischs einer Chlorhydrin-Verbindung abbauen können, oder wegen einer abbauenden Aktivität eines der Isomere in eine optisch aktive 1,2- Diolverbindung umwandeln können, und gegebenenfalls es weiterhin umwandeln können in ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton, und daher kann eine optisch aktive 1,2- Diolverbindung und/oder ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton, ebenso wie eine optisch aktive Chlorhydrin-Verbindung erhalten werden. Gemäß den Untersuchungen der Erfinder wurde gefunden, daß, weil diese Mikroorganismen eines des racemischen Ausgangsgemisches nicht assimilieren können, es im Gegensatz zu den vorstehend erwähnten Verfahren für die Produktion von optisch aktivem Halogenpropandiol oder Dichlorpropanol daher nicht für die Produktion des optischen Isomers gleichzeitig mit der Züchtung des Mikroorganismus im Medium verwendet werden kann. Wenn jedoch die separat gezüchteten Zellen des Mikroorganismus auf eine racemische Chlorhydrin-Verbindung angewendet werden, wird nur eines der Isomere abgebaut, und das andere Isomer verbleibt im Reaktionssystem, aus dem die gewünschte optisch aktive Chlorhydrin-Verbindung gewonnen werden kann. Es wurde auch gefunden, daß in Abhängigkeit von der Art der Mikroorganismen und/oder der Art der Ausgangsverbindungen nur eines der optischen Isomeren in die entsprechende 1,2-Diolverbindung und/oder das 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton umgewandelt werden kann, und daher kann man eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung und/oder ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton zusätzlich zu einer optisch aktiven Chlorhydrin- Verbindung erhalten.
Daher ist es ein Ziel der Erfindung, ein Verfahren für die Produktion einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung bereitzustellen, das den stereoselektiven Abbau eines der optischen Isomere in einem billigen racemischen Gemisch der Chlorhydrin-Verbindung mit einem Mikroorganismus umfaßt und die Gewinnung des verbleibenden optisch aktiven Chlorhydrins aus dem Reaktionsgemisch.
Ein anderes Ziel der Erfindung ist es, ein Verfahren für die Produktion einer optisch aktiven 1,2-Diolverbindung und/oder eines optisch aktiven 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons zusätzlich zu einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung bereitzustellen, was die Behandlung eines racemischen Gemischs der Chlorhydrin-Verbindung mit einem Mikroorganismus umfaßt und die damit verbundene Entchlorung und Umwandlung in eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung und die weitere Umwandlung in ein optisch aktives 3- Hydroxy-γ-Butyrolacton und dann die Gewinnung dieser optisch aktiven Verbindungen zusammen mit der verbleibenden optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung.
Diese und andere Ziele und Vorteile der vorliegenden Erfindung werden mit der folgenden Beschreibung dem Durchschnittsfachmann offenbar sein.
Diese Erfindung stellt ein Verfahren für die Produktion einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung bereit, das die Behandlung eines racemischen Gemischs einer Chlorhydrin-Verbindung der Formel:
in der R¹ ein Wasserstoffatom oder ein niedrigerer Alkylrest ist; und R² ein substituierter oder unsubstituierter niedrigerer Alkylrest ist, wenn R¹ ein Wasserstoffatom ist, mit der Maßgabe, daß eine Hydroxymethylgruppe (-CH&sub2;OH) ausgeschlossen ist, oder R² ein Wasserstoffatom ist, wenn R¹ ein niedrigerer Alkylrest ist, mit einem Mikroorganismus, wobei selektiv nur eines der optischen Isomere in dem racemischen Gemisch abgebaut wird, und dann die Gewinnung des anderen optisch aktiven Isomeren, das in dem Reaktionssystem verbleibt, umfaßt.
In Abhängigkeit von der Art der Ausgangsverbindungen und des Mikroorganismus wird bei dem vorstehenden Verfahren eines der optischen Isomere umgewandelt, um eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung der Formel:
zu ergeben, in der R³ ein substituierter oder unsubstituierter niedrigerer Alkylrest ist, und auch ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton der Formel:
und somit werden eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung und/oder ein optisch aktives 3- Hydroxy-γ-Butyrolacton zusätzlich zu einer optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung erhalten.
In der vorliegenden Beschreibung bedeutet der Ausdruck "niedrigerer Alkylrest" für R¹ einen Alkylrest, der 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, wie eine Methyl-, Ethyl-, Propyl-, Butylgruppe. Der Ausdruck "niedrigerer Alkylrest" bei "substituierter oder unsubstituierter niedrigerer Alkylrest" für R² und R³ bedeutet einen Alkylrest, der 1 bis 3 Kohlenstoffatome hat, wie eine Methyl-, Ethyl-, Propylgruppe, und die Substituenten für den Alkylrest umfassen eine Cyanogruppe, einen niedrigeren Alkoxycarbonylrest der Formel: -COOR' (R' ist eine geradkettiger oder verzweigtkettiger Alkylrest, der 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, wie eine Methyl-, Ethyl-, Propyl-, Isopropyl-, Butylgruppe), oder einen niedrigeren Alkoxyrest der Formel: -OR"(R" ist ein geradkettiger oder verzweigtkettiger Alkylrest, der 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, wie eine Methyl-, Ethyl-, Propyl-, Isopropyl-, Butylgruppe). Bevorzugte Beispiele für den substituierten niedrigeren Alkylrest sind eine Cyanomethylgruppe, ein niedrigerer Alkoxycarbonylmethylrest und ein niedrigerer Alkoxymethylrest.
Die bei dieser Erfindung verwendeten Mikroorganismen umfassen jeden Mikroorganismus, der selektiv eines der optischen Isomeren der racemischen Chlorhydrin- Verbindung der Formel [1] abbauen kann, vorzugsweise Bakterien der Gattung Pseudomonas, Enterobacter, Citrobacter und Bacillus. Unter diesen sind besonders bevorzugt Pseudomonas sp. OS-K-29, Pseudomonas sp. DS-K-NR 818, Enterobacter sp. DS-S-75, Citrobacter freundii DS-S-13, Citrobacter freundii DS-K-40 und Bacillus sphaericus DS-ID-819. Diese Mikroorganismen haben nicht die Fähigkeit, die Chlorhydrin-Verbindung [1] zu assimilieren, und deshalb werden die Zellen, die durch ihre Züchtung erhalten werden, zum stereoselektiven Abbau der racemischen Chlorhydrin-Verbindung verwendet.
Eine Ausführungsform der racemischen Ausgangschlorhydrinderivate, die durch Formel [1] dargestellt werden, ist eine Verbindung der Formel [1], in der R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² eine substituierter oder unsubstituierter Alkylrest, in der der Alkylrest 1 bis 3 Kohlenstoffatome hat.
Eine Ausführungsform der racemischen Ausgangschlorhydrinderivate, die durch Formel [1] dargestellt werden, ist eine Verbindung der Formel [1], in der R² ausgewählt ist aus der Gruppe, die aus einer Ethylgruppe, einer Cyanomethylgruppe, einem Alkoxycarbonylmethylrest, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und einem Alkoxymethylrest, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, besteht.
Eine Ausführungsform der racemischen Ausgangschlorhydrinderivate, die durch Formel [1] dargestellt werden, ist eine Verbindung der Formel [1], in der R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat.
Eine Ausführungsform der racemischen Ausgangschlorhydrinderivate, die durch Formel [1] dargestellt werden, ist eine Verbindung der Formel [1], in der R² ausgewählt ist aus der Gruppe, die aus einer Methoxycarbonylmethylgruppe, einer Ethoxycarbonylmethylgruppe und einer Isopropoxycarbonylmethylgruppe besteht.
Eine Ausführungsform der racemischen Ausgangschlorhydrinderivate, die durch Formel [1] dargestellt werden, ist eine Verbindung der Formel [1], in der R¹ ein Alkylrest ist, der 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und R² ein Wasserstoffatom ist.
Die vorliegende Erfindung umfaßt ein Verfahren zur optischen Trennung einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung, in der die racemische Ausgangs-Chlorhydrin- Verbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und der Mikroorganismus Pseudomonas sp. OS-K-29 ist (Hinterlegungsnummer FERM BP-994), und wobei eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung der Formel:
produziert wird, in der R³ ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und weiterhin ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton der vorstehenden Formei zusätzlich zu der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung produziert wird.
Das vorstehende Verfahren der vorliegenden Erfindung umfaßt auch die folgende Ausführungsform:
Das vorstehende Verfahren, in dem R3' ausgewählt ist aus der Gruppe, die aus einer Methoxycarbonylmethylgruppe, einer Ethoxycarbonylmethylgruppe und einer Isopropoxycarbonylmethylgruppe besteht.
Das vorstehende Verfahren, in dem der Mikroorganismus Pseudomonas sp. DSK-K-NR 818 ist (Hinterlegungsnummer FERM BP-5491).
Das vorstehende Verfahren, in dem die racemischen Ausgangs-Chlorhydrin-Verbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in dem der Alkylrest 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und der Mikroorganismus ausgewählt ist aus der Gruppe, die aus Pseudomonas sp. DS-K-NR 818 (Hinterlegungsnummer FERM BP-5491), Enterobacter sp. DS-S-75 (Hinterlegungsnummer FERM BP-5494), Citrobacter freundii DS-S-13 (Hinterlegungsnummer FERM BP-5492), Citrobacter freundii DS-K-40 (Hinterlegungsnummer FERM BP-5493) und Bacillus sphaericus DS-ID-819 (Hinterlegungsnummer FERM BP-5495) besteht, und wobei ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton der vorstehenden Formel zusätzlich zu der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung produziert wird.
Das vorstehende Verfahren, in dem R² in der Ausgangsverbindung [1] ausgewählt ist aus der Gruppe, die aus einer Methoxycarbonylmethylgruppe, einem Ethoxycarbonylmethylgruppe, einer Propoxycarbonylmethylgruppe, einer Isopropoxycarbonylmethylgruppe und einem Butyloxycarbonylmethylgruppe besteht.
Eine bevorzugte Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren, wie es in dem folgenden Reaktionsschema-1 gezeigt ist (unter der Maßgabe, daß nur, wenn R³ in Formel [1a] ein niedrigerer Alkoxycarbonylmethylrest ist, das 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton [3a] produziert wird): Reaktionsschema-1
in dem R³ das selbe wie vorstehend definiert ist.
Bei dem Verfahren, wie es in dem vorstehenden Reaktionsschema-1 gezeigt ist, ist eine bevorzugtere Ausführungsform ein Verfahren unter Verwendung einer Verbindung der Formel [1a], in der R³ eine Cyanomethylgruppe oder ein niedrigerer Alkoxycarbonylmethylrest ist.
Bei dem Verfahren des vorstehenden Reaktionsschema-1, in dem R³ ein niedrigerer Alkoxycarbonylmethylrest ist, wird ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton [3a] zusätzlich zu der optisch aktiven 1,2-Diolverbindung [2a] produziert, und diese optisch aktive 1,2-Diolverbindung [2a] und das optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton [3a] sind üblicherweise in der Form der R-Isomere, wie in der folgenden Formel jeweils gezeigt.
in der R3' ein niedrigerer Alkoxycarbonylmethylrest ist.
Eine andere bevorzugte Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren, wie es durch das folgende Reaktionsschema-2 gezeigt wird: Reaktionsschema-2
in dem R3' das selbe wie vorstehend definiert ist.
Bei dem Verfahren des vorstehenden Reaktionsschema-2 werden auch andere Bakterien der Gattungen Enterobacter, Citrobacter und Bacillus als vorstehend erwähnt bevorzugt verwendet.
Das optisch aktive 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton [36], das durch das Verfahren erhalten wird, ist üblicherweise in der Form des S-Isomeren, wie durch die folgende Formel gezeigt wird, während im Falle der Verwendung von Bacillus sphaericus DS-ID-819 und bei Verwendung der Ausgangsverbindung [1b], in der R3' etwas anderes ist als eine n- Butyloxycarbonylmethylgruppe, das Produkt in der Form des R-Isomeren ist.
Eine weitere bevorzugte Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren, wie es durch das folgende Reaktionsschema-3 gezeigt wird: Reaktionsschema-3
in dem R1' eine niedrigerer Alkylrest ist.
Der spezifische, in der vorliegenden Erfindung verwendete Mikroorganismus, Pseudomonas sp. OS-K-29, wurde von den Erfindern aus einer Bodenprobe isoliert, und Pseudomonas DS-K-NR 818 ist eine Mutante davon. Diese Mikroorganismen wurden klassifiziert in Übereinstimmung mit Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, 8. und 9. Ausgabe, basierend auf ihren morphologischen und physiologischen Eigenschaften. Als Ergebnis sind sie Gram-negative, aerobe Stäbchen und haben polare Flagella und sind positiv im Test mit einer Oxidase und einer Katalase und wurden deshalb als eine Art der Gattung Pseudomonas identifiziert, und da sie weiterhin mit keiner bekannten Art identisch sind, wurden sie wie vorstehend erwähnt bezeichnet, und sie wurden beim National Institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan unter dem Budapester Vertrag mit der Hinterlegungsnummer FERM BP-994 beziehungsweise FERM BP-5491 hinterlegt.
Die mykologischen Eigenschaften von Pseudomonas sp. OS-K-29 werden in der JP-A- 1-55879 offenbart.
Pseudomonas OS-K-29 kann in jedem herkömmlichen Medium gezüchtet werden, in dem der Mikroorganismus wachsen kann. Das Medium enthält zum Beispiel eine Kohlenstoffquelle wie Kohlenwasserstoffe (z. B. Glucose, Galactose, Saccharose), Alkohole (z. B. Glycerin, racemisches 3-Halogen-1,2-Propandiol, (R)- oder (S)-3-Halogen-1,2- Fropandiol, racemisches 2,3-Dichlor-1-Propanol, (R)-2,3-Dichlor-1-Propanol), organische Säuren (z. B. Essigsäure, Citronensäure, Apfelsäure, Maleinsäure, Fumarsäure, Gluconsäure) oder ihre Salze oder ein Gemisch davon; eine Stickstoffquelle wie anorganische Stickstoffverbindungen (z. B. Ammoniumsulfat, Ammoniumnitrat, Ammoniumphosphat), organische Stickstoffverbindungen (z. B. Harnstoff, Pepton, Casein, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Maisquellwasser) oder ein Gemisch davon; und kann darüber hinaus ein anorganisches Salz (z. B. ein Phosphat, ein Magnesiumsalz, ein Kaliumsalz, ein Mangansalz, ein Eisensalz, ein Zinksalz, ein Kupfersalz) und darüber hinaus Vitamine enthalten. Um Zellen dieser Mikroorganismen zu erhalten, die hohe enzymatische Aktivitäten haben, kann das vorstehend erwähnte Medium und ein Nährmedium wie ein Peptonmedium, ein Bouillonmedium zur Züchtung des Mikroorganismus weiterhin ein racemisches 3-Halogen- 1,2-Propandiol, (R)- oder (S)-3-Halogen-1,2-Propandiol, ein racemisches 2,3-Dichlor-1- Propanol und (R)-2,3-Dichlor-1-Propanol enthalten. Es kann auch effektiv sein, ein völlig synthetisches Medium zu verwenden, das als einzige Kohlenstoffquelle racemisches 2,3- Dichlor-1-Propanol, (R)-2,3-Dichlor-1-Propanol oder ein racemisches 3-Halogen-1,2- Propandiol enthält. Die Züchtung der vorstehenden Mikroorganismen kann in herkömmlicher Weise durchgeführt werden, zum Beispiel bei einem pH-Wert von 6-9, vorzugsweise 6,5- 7,5, bei einer Temperatur von 20 bis 40ºC, vorzugsweise 25 bis 37ºC, unter aeroben Bedingungen für 10 bis 96 Stunden.
Die mykologischen Eigenschaften von Pseudomonas sp. DS-K-NR 818 sind wie folgt:

A. Morphologische Eigenschaften

Form der Zellen: Stäbchen
Größe der Zellen: 0,4-0,6 · 1,2-1,6 um
Pleomorphismus der Zellen: keiner
Mobilität: +, polare Flagellen
Sporen: keine
Gram-Färbung: negativ
Säureechtheit: keine

B. Wachstum in verschiedenen Medien

1. Bouillon-Agar-Medium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Geschwindigkeit des Koloniewachstums: normal
2) Form der Kolonien: rund
3) Form der Kolonieoberfläche: glatt
4) Kolonien im Zustand der Erhebung: konvex
5) Randbereich der Kolonien: vollständig
6) Zusammensetzung der Kolonien: homogen
7) Farbe der Kolonien: milchig-weiß
8) Glanz der Kolonien: trüb
9) Transparenz der Kolonien: translucent
10) Bildung von löslichem Pigment: keine

2. Bouillon-Agar-Schrägmedium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumsgeschwindigkeit: gut
2) Wachstumszustand: fadenförmig
3) Form der Kolonieoberfläche: glatt
4) Form der Kolonien im Querschnitt: flach
5) Glanz der Kolonien: trüb
6) Farbe der Kolonien: milchig-weiß
7) Transparenz der Kolonien: translucent

3. Stationäre Flüssigbouillonkultur (3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumszustand etwas trüb
2) Gaserzeugung: keine
3) Färbung des Mediums: keine
4) Verflüssigung von Gelatine: keine Verflüssigung
5) Lackmuslösung: keine Agglutination, keine Veränderung

C. Physiologische Eigenschaften

Decarboxylierung von Lysin: positiv
VP-Test: negativ
MR-Test: negativ
Reduktion von Nitrat: negativ
Produktion von Indol: negativ
PPA-Reaktion: negativ
Produktion von Schwefelwasserstoff: negativ
Verwendung von Citronensäure: positiv
Hydrolyse von Stärke: negativ
Denitrifizierung: negativ
Verwendung von anorganischen Salzen: positiv

Produktion von Pigment:

1) King's A Medium: negativ
2) King's B Medium: negativ
3) Pseudomonas P Medium: negativ
4) Pseudomonas F Medium: negativ
Katalase:. positiv
Oxidase: positiv
Ureasetest: positiv

OF-Test (nach dem Hugh Leifson-Verfahren, keine Gaserzeugung):

1) D-Glucose: negativ
2) Glycerin: oxidativ
3) D-Galactose: negativ
4) D-Fructose: negativ
5) D-Trehalose: negativ
Akkumulation von PHB: positiv

Verwendung der Kohlenstoffquelle:

1) D-Mannit: negativ
2) D-Fructose: positiv
3) D-Glucose: negativ
4) D-Gluconsäure: positiv
5) D-Galactose: negativ
b) Glycerin: positiv
7) p-Hydroxybenzoesäure: positiv
Optimaler pH-Wert für das Wachstum: 5-9
Optimale Temperatur für das Wachstum: 20-40ºC
Pseudomonas DS-K-NR 818 kann in jedem herkömmlichen Medium gezüchtet werden, in dem der Mikroorganismus wachsen kann. Das Medium enthält zum Beispiel eine Kohlenstoffquelle wie Kohlenwasserstoffe (z. B. Fructose), Alkohole (z. B. Glycerin, racemisches 3-Halogen-1,2-Propandiol, racemisches 2,3-Dichlor-1-Propanol), organische Säuren (z. B. Essigsäure, Citronensäure, Apfelsäure, Maleinsäure, Fumarsäure, Gluconsäure) oder ihre Salze oder ein Gemisch davon; eine Stickstoffquelle wie anorganische Stickstoffverbindungen (z. B. Ammoniumsulfat, Ammoniumnitrat, Ammoniumphosphat), organische Stickstoffverbindungen (z. B. Harnstoff, Pepton, Casein, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Maisquellwasser) oder ein Gemisch davon; und kann darüber hinaus ein anorganisches Salz (z. B. ein Phosphat, ein Magnesiumsalz, ein Kaliumsalz, ein Mangansalz, ein Eisensalz, ein Zinksalz, ein Kupfersalz) und darüber hinaus Vitamine enthalten. Um Zellen dieser Mikroorganismen zu erhalten, die hohe enzymatische Aktivitäten haben, kann das vorstehend erwähnte Medium und ein Nährmedium wie ein Peptonmedium, ein Bouillonmedium zur Züchtung des Mikroorganismus weiterhin ein racemisches 3-Halogen- 1,2-Propandiol, 2,3-Dichlor-1-Propanol enthalten. Es kann auch effektiv sein, ein völlig synthetisches Medium zu verwenden, das als einzige Kohlenstoffquelle racemisches 3- Halogen-1,2-Propandiol oder 2,3-Dichlor-1-Propanol enthält. Die Züchtung des vorstehenden Mikroorganismus kann in herkömmlicher Weise durchgeführt werden, zum Beispiel bei einem pH-Wert von 6-9, vorzugsweise 6,5-7,5, bei einer Temperatur von 20 bis 40ºC, vorzugsweise 25 bis 37ºC, unter aeroben Bedingungen für 10 bis 96 Stunden.
Die anderen bei dieser Erfindung verwendeten Mikroorganismen, Enterobacter sp. DS- 5-75, Citrobacter freundii DS-S-13, Citrobacter freundii DS-K-40 und Bacillus sphaericus DS-ID-819 wurden ebenfalls durch die Erfinder aus einer Bodenprobe isoliert. Diese Mikroorganismen wurden klassifiziert in Übereinstimmung mit Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, 9. Ausgabe, basierend auf ihren morphologischen und physiologischen Eigenschaften. Als Ergebnis ist Enterobacter sp. DS-S-75 ein Gram- negatives, fakultativ anaerobes Stäbchen und hat periphere Flagellen und ist positiv im V-P- Test, negativ im MR-Test und negativ bei der DNase-Aktivität und wurde daher als eine Art der Gattung Enterobacter identifiziert, und da er weiterhin mit keiner bekannten Art identisch sind, wurden er wie vorstehend erwähnt bezeichnet und wurde beim National Institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan unter dem Budapester Vertrag mit der Hinterlegungsnummer FERM BP-5494 hinterlegt. In ähnlicher Weise sind Citrobacter freundii DS-S-13 und Citrobacter freundii DS-K-40 Gram- negative, fakultativ anaerobe Stäbchen und haben periphere Flagellen und sind negativ im V- P-Test und können Zitronensäure als einzige Kohlenstoffquelle verwenden und wurden daher als eine Art der Gattung Citrobacter identifiziert. Gemäß einem weiteren Test produzieren sie Schwefelwasserstoff. Angesichts dieser Eigenschaften wurden sie als ein Stamm von Citrobacter freundii identifiziert und wurden wie vorstehend erwähnt bezeichnet und wurden beim National Institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan unter dem Budapester Vertrag mit der Hinterlegungsnummer FERM BP-5492 beziehungsweise FERM BP-5493 hinterlegt. In ähnlicher Weise ist Bacillus sphaericus DS-ID-819 ein Gram-positives, aerobes Stäbchen, hat periphere Flagellen, bildet Sporen und ist positiv im Katalase-Test und ist daher als eine Art der Gattung Bacillus identifiziert worden. In Anbetracht der physiologischen Eigenschaften zusätzlich zu diesen Eigenschaften wurde er als ein Stamm von Bacillus sphaericus bezeichnet und wurde beim National Institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan unter dem Budapester Vertrag mit der Hinterlegungsnummer FERM BP- 5495 hinterlegt.
Die mykologischen Eigenschaften von Enterobacter sp. DS-S-75 sind wie folgt:

A. Morphologische Eigenschaften

Form der Zellen: Stäbchen
Größe der Zellen: 0,6-0,8 · 1,5-2,8 um
Pleomorphismus der Zellen: keiner
Mobilität: +, periphere Flagellen
Sporen: keine
Gram-Färbung: negativ

B. Wachstum in verschiedenen Medien

1. Bouillon-Agar-Medium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Größe der Kolonien: 3-4 mm
2) Form der Kolonien: unregelmäßig
3) Geschwindigkeit des Koloniewachstums: schnell
4) Zustand der Kolonieoberfläche: glatt, schleimähnlich
5) Kolonien im Zustand der Erhebung: konvex
6) Randbereich der Kolonien: wellig
7) Farbe der Kolonien: milchig-weiß
8) Glanz der Kolonien: trüb
9) Transparenz der Kolonien: opak
10) Bildung von löslichem Pigment: keine

2. Bouillon-Agar-Schrägmedium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumsgeschwindigkeit: gut
2) Wachstumszustand: fadenförmig
3) Glanz der Kolonien: trüb
4) Farbe der Kolonien: milchig-weiß

3. Stationäre Flüssigbouillonkultur (3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumszustand: trüb
2) Färbung des Mediums: keine
3) Sediment: beobachtet
C. Physiologische Eigenschaften
Produktion von Indol: negativ
Katalase: positiv
Urease: positiv
Oxidase: negativ
β-Galactosidase: positiv
Lysindecarboxylase: positiv
Produktion von Schwefelwasserstoff: negativ
Verwendung von Citronensäure: positiv
Hydrolyse von Stärke: negativ
Verflüssigung von Gelatine: negativ
MR-Test: negativ
VP-Test: positiv
Reduktion von Nitrat: positiv
Denitrifizierung: positiv
DNase-Aktivität: negativ
NPTase: positiv
O-F-Test (Glucose) fermentativ
D-Glucose, Säure: positiv
D-Glucose, Gas: positiv

Abbau von Sacchariden (Produktion von Säure in +)

D-Mannit: +
Saccharose: +
Lactose: -
D-Sorbit: +

Verwendung der Kohlenstoffquelle:

D-Glucose: positiv
D-Galactose: positiv
Lactose: positiv
Saccharose: positiv
D-Mannit: positiv
Glycerin: positiv
D-Gluconsäure: positiv
p-Hydroxybenzoesäure: positiv
D-Galactit: positiv
D-Sorbit: positiv
Optimale Temperatur für das Wachstum: 30-37ºC
Optimaler pH-Wert für das Wachstum: 5-9
Die mykologischen Eigenschaften von Citrobacter freundii DS-S-13 sind wie folgt:

A. Morphologische Eigenschaften

Form der Zellen: Stäbchen
Größe der Zellen: 0,5-0,7 · 1,8-3,6 um
Pleomorphismus der Zellen: keiner
Mobilität: +, periphere Flagellen
Sporen: keine
Gram-Färbung: negativ

B. Wachstum in verschiedenen Medien

1. Bouillon-Agar-Medium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Größe der Kolonien: 2-4 mm
2) Form der Kolonien: rund
3) Geschwindigkeit des Koloniewachstums: schnell
4) Zustand der Kolonieoberfläche: glatt
5) Kolonien im Zustand der Erhebung: konvex
6) Randbereich der Kolonien: vollständig
7) Farbe der Kolonien: milchig-weiß
8) Glanz der Kolonien: glänzende Oberfläche
9) Transparenz der Kolonien: translucent
10) Bildung von löslichem Pigment: keine

2. Bouillon-Agar-Schrägmedium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumsgeschwindigkeit: gut
2) Wachstumszustand: stachelig
3) Glanz der Kolonien: glänzende Oberfläche
4) Farbe der Kolonien: milchig-weiß

3. Stationäre Flüssigbouillonkultur (3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumsbedingung trüb
2) Färbung des Mediums: keine
3) Sediment: beobachtet

C. Physiologische Eigenschaften

Produktion von Indol: negativ
Katalase: positiv
Urease: positiv
Oxidase: negativ
β-Galactosidase: positiv
Lysindecarboxylase: negativ
Produktion von Schwefelwasserstoff: positiv
Verwendung von Citronensäure: positiv
Hydrolyse von Stärke: negativ
Verflüssigung von Gelatine: negativ
MR-Test: positiv
VP-Test: negativ
Reduktion von Nitrat: positiv
Denitrifizierung: positiv
DNase-Aktivität: negativ
NPTase: negativ
O-F-Test (Glucose) fermentativ
D-Glucose, Säure: positiv
D-Glucose, Gas: positiv

Abbau von Sacchariden (Produktion von Säure in +)

D-Mannit: +
Saccharose: +
Lactose: +
D-Sorbit: +

Verwendung der Kohlenstoffquelle:

D-Glucose: positiv
D-Galactose: positiv
Lactose: positiv
Saccharose: positiv
D-Mannit: positiv
Glycerin: positiv
D-Gluconsäure: positiv
p-Hydroxybenzoesäure: positiv
D-Galactit: negativ
D-Sorbit: positiv
Optimale Temperatur für das Wachstum: 25-30ºC
Optimaler pH-Wert für das Wachstum: 5-9
Die mykologischen Eigenschaften von Citrobacter freundii DS-K-40 sind wie folgt:

A. Morphologische Eigenschaften

Form der Zellen: Stäbchen
Größe der Zellen: 0,5 - 0,7 · 1,8-3,6 um
Pleomorphismus der Zellen: keiner
Mobilität: +, periphere Flagellen
Sporen: keine
Gram-Färbung: negativ

B. Wachstum in verschiedenen Medien

1. Bouillon-Agar-Medium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

2. Bouillon-Agar-Schrägmedium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

3. Stationäre Flüssigbouillonkultur (3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumszustand trüb
2) Färbung des Mediums: keine
3) Sediment: beobachtet

C. Physiologische Eigenschaften

Produktion von Indol: negativ
Katalase: positiv
Urease: positiv
Oxidase: negativ
β-Ga1actosidase: positiv '
Lysindecarboxylase: negativ
Produktion von Schwefelwasserstoff: positiv
Verwendung von Citronensäure: positiv
Hydrolyse von Stärke: negativ
Verflüssigung von Gelatine: negativ
MR-Test: positiv
VP-Test: negativ
Reduktion von Nitrat: positiv
Denitrifizierung: positiv
DNase-Aktivität: negativ
NPTase: negativ
O-F-Test (Glucose) fermentativ
D-Glucose, Säure: positiv
D-Glucose, Gas: positiv

Abbau von Sacchariden (Produktion von Säure in +)

D-Mannit: +
Saccharose: +
Lactose: +
D-Sorbit: +

Verwendung der Kohlenstoffquelle:

D-Glucose: positiv
D-Galactose: positiv
Lactose: positiv
Saccharose: positiv
D-Mannit: positiv
Glycerin: positiv
D-Gluconsäure: positiv
p-Hydroxybenzoesäure: positiv
D-Galactit: negativ
D-Sorbit: positiv
Optimale Temperatur für das Wachstum: 25-30ºC
Optimaler pH-Wert für das Wachstum: 5-9
Die mykologischen Eigenschaften von Bacillus sphaericus DS-ID-819 sind wie folgt:

A. Morphologische Eigenschaften

Form der Zellen: Stäbchen
Größe der Zellen: 0,5-0,7 · 2,0-3,5 um
Pleomorphismus der Zellen: keiner
Mobilität: +, periphere Flagellen
Sporen: Endosporen
Gram-Färbung: positiv

B. Wachstum in verschiedenen Medien

1. Bouillon-Agar-Medium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Größe der Kolonien: 2-4 mm
2) Form der Kolonien: rund
3) Geschwindigkeit des Koloniewachstums : normal
4) Zustand der Kolonieoberfläche: faltig
5) Kolonien im Zustand der Erhebung: flach
6) Randbereich der Kolonien: vollständig
7) Farbe der Kolonien: milchig-weiß
8) Glanz der Kolonien: trüb
9) Transparenz der Kolonien: translucent
10) Bildung von löslichem Pigment: keine

2. Bouillon-Agar-Schrägmedium (Kultur 3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumsgeschwindigkeit: gut
2) Wachstumszustand: ausbreitend
3) Glanz der Kolonien: trüb
4) Farbe der Kolonien: milchig-weiß

3. Stationäre Flüssigbouillonkultur (3 Tage bei 30ºC)

1) Wachstumszustand: etwas trüb
2) Färbung des Mediums: keine
3) Sediment: keines

C. Physiologische Eigenschaften

Produktion von Indol: negativ
Katalase: positiv
Urease: positiv
Oxidase: positiv
β-Galactosidase: negativ
Lysindecarboxylase: positiv
Produktion von Schwefelwasserstoff: negativ
Verwendung von Citronensäure: positiv
Hydrolyse von Stärke: negativ
Verflüssigung von Gelatine: positiv
MR-Test: negativ
VP-Test: negativ
Reduktion von Nitrat: negativ
Denitrifizierung: negativ
DNase-Aktivität: positiv
NPTase: negativ
O-F-Test (Glucose) oxidativ
D-Glucose, Säure: negativ
D-Glucose, Gas: negativ

Abbau von Sacchariden (Produktion von Säure in +)

D-Mannit: -
Saccharose: -
Lactose: -
D-Sorbit: -

Verwendung der Kohlenstoffquelle:

D-Glucose: negativ
D-Galactose: negativ
Lactose: negativ
Saccharose: negativ
D-Mannit: negativ
Glycerin: positiv
D-Gluconsäure: negativ
Natriumacetat: positiv
Glycin: positiv
D-Galactit: negativ
D-Sorbit: negativ
Optimale Temperatur für das Wachstum: 30-37ºC
Optimaler pH-Wert für das Wachstum: 6-9
Die vorstehenden Mikroorganismen Enterobacter sp. DS-S-75, Citrobacter freundii DS-S-13, Citrobacter freundii DS-K-40 und Bacillus sphaericus DS-ID-819 können in jedem herkömmlichen Medium gezüchtet werden, in dem die Mikroorganismen wachsen können. Das Medium enthält zum Beispiel eine Kohlenstoffquelle wie Kohlenwasserstoffe (z. B. Glucose, Galactose, Fructose), Alkohole (z. B. Glycerin), organische Säuren (z. B. Essigsäure, Citronensäure, Apfelsäure, Maleinsäure, Fumarsäure, Gluconsäure) oder ihre Salze oder ein Gemisch davon; eine Stickstoffquelle wie anorganische Stickstoffverbindungen (z. B. Ammoniumsulfat, Ammoniumnitrat, Ammoniumphosphat), organische Stickstoffverbindungen (z. B. Harnstoff, Pepton, Casein, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Maisquellwasser oder ein Gemisch davon; und kann darüber hinaus ein anorganisches Salz (z. B. ein Phosphat, ein Magnesiumsalz, ein Kaliumsalz, ein Mangansalz, ein Eisensalz, ein Zinksalz, ein Kupfersalz) und darüber hinaus Vitamine enthalten. Die Züchtung der vorstehenden Mikroorganismen kann in herkömmlicher Weise durchgeführt werden, zum Beispiel bei einem pH-Wert von 5-9, vorzugsweise 6,5-7,0, bei einer Temperatur von 20 bis 40ºC, vorzugsweise 25 bis 37ºC, unter aeroben Bedingungen für 10 bis 96 Stunden.
Die Produktion eines optisch aktiven Chlorhydrins und einer optisch aktiven 1,2- Diolverbindung und/oder eines optisch aktiven 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons durch Behandlung einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung mit einem Mikroorganismus kann durchgeführt werden, indem man den Mikroorganismus in der Form von 1) einer Kulturbrühe, die durch Züchtung des Mikroorganismus entsprechend der vorstehend beschriebenen Verfahren erhalten wurde, 2) Zellen des Mikroorganismus, die durch Zentrifugation der Kulturbrühe erhalten wurden, oder einem verarbeiteten Produkt der Zellen (z. B. aufgebrochene Zellen oder Zellextrakte), oder 3) einem immobilisierten Produkt dieser Zellen oder verarbeiteten Produkten davon verwendet. Die biologische optische Trennung dieser Erfindung wird unter Verwendung dieser mikrobiellen Zellprodukte durchgeführt. Das mikrobielle Zellprodukt wird mit einem Puffer gemischt, und das Substrat (d. h. die racemische Chlorhydrin-Verbindung) wird zu besagtem Gemisch des mikrobiellen Zellprodukts in einem Puffer zugegeben und wird dann der Abbaureaktion unterworfen. Die Reaktion wird vorzugsweise bei einer Temperatur von 15 bis 50ºC und bei einem pH-Wert von 6 bis 9 durchgeführt. Das Substrat ist vorzugsweise in einer Konzentration von 0,1 bis 15% (Vol./Vol.) enthalten. Das Substrat kann in einer Portion zu Beginn der Reaktion zugegeben werden oder es kann in mehreren Portionen zugegeben werden. Die Reaktion wird üblicherweise unter Rühren oder Schütteln durchgeführt, und die Reaktionszeit kann variieren in Abhängigkeit von der Konzentration an Substrat und der Menge von mikrobiellem Zellprodukt, ist aber üblicherweise im Bereich von 1 bis 120 Stunden. Vorzugsweise wird der Reaktionsendpunkt durch Analyse mittels Gaschromatographie usw. bestimmt, was der Fall ist, wenn das resultierende optisch aktive Produkt die maximale optische Reinheit erreicht.
Das in dem Reaktionsgemisch enthaltene optisch aktive Chlorhydrin und eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung und/oder ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton werden mittels eines herkömmlichen Verfahrens gewonnen und gereinigt. Zum Beispiel wird der Überstand nach Entfernung des mikrobiellen Zellprodukts durch Zentrifugation mit einem Evaporator konzentriert und mit einem Lösungsmittel extrahiert (z. B. Ethylacetat). Der Extrakt wird über wasserfreiem Magnesiumsulfat getrocknet, und das Lösungsmittel wird unter reduziertem Druck evaporiert, um eine sirupartige Masse von optisch aktiver Chlorhydrin-Verbindung zu ergeben. Wenn eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung produziert wird, enthält die sirupartige Masse auch die 1,2-Diolverbindung zusammen mit der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung, und daher werden diese Verbindungen mittels Destillation oder Säulenchromatographie getrennt und gereinigt. Wenn dabei ein optisch aktives 3- Hydroxy-γ-Butyrolacton produziert wird, wird es ebenfalls auf die folgende Weise isoliert. Das Reaktionsgemisch wird zentrifugiert, um das mikrobielle Zellprodukt zu entfernen, und der Überstand wird mit einem Lösungsmittel extrahiert (z. B. Ethylacetat), und das optisch aktive Chlorhydrin und die 1,2-Diolverbindungen werden getrennt, und die verbleibende wäßrige Schicht wird konzentriert, um eine rohe sirupartige Masse des optisch aktiven 3- Hydroxy-γ-Butyrolactons zu ergeben. In einer anderen Ausführungsform kann die wäßrige Schicht mit Aktivkohle behandelt werden, und dann wird die gewünschte Verbindung in üblicher Weise getrennt und gereinigt. Die Produkte können mittels konventioneller Reinigungsverfahren weiterhin gereinigt werden, wie Behandlung mit Aktivkohle oder Silicagel-Säulenchromatographie.
Die vorliegende Erfindung wird durch die folgenden Beispiele detaillierter veranschaulicht, die aber nicht als beschränkend betrachtet werden sollten. Sofern nichts anderes angegeben ist, werden Prozente in den Beispielen als Gew./Vol.-Prozent ausgedrückt.

Beispiel 1

2,5 l eines Nährmediums (pH-Wert 7,2), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, wurden in einen 5 l Gefäßfermenter gegeben und bei 121ºC unter hohem Druck 15 Minuten sterilisiert. Der Pseudomonas sp. OS-K-29-Stamm wurde zuvor bei 30ºC 16 Stunden in einem Nährmedium (pH-Wert 7,2), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, einer Schüttelkultur unterworfen, um eine Vorkultur zu ergeben, und die so erhaltene Vorkultur wurde in das vorstehende Medium unter sterilen Bedingungen in einer Menge von 2% (Vol./Vol.) inokuliert. Dann wurde das inokulierte Medium einer Bewegungskultur bei 500 UpM unter Belüftung von 1,0 l/min bei 30ºC für etwa 24 Stunden unterworfen. Nach Abschluß der Züchtung wurde die Kulturlösung zentrifugiert, um die Zellen zu sammeln, und die Zellen wurden dreimal mit 20 mM Phosphatpufferlösung (pH- Wert 7,2, die 2 mM Magnesiumsulfat enthielt) gewaschen, um die ruhenden Zellen zu erhalten. Die Zellen wurden in einem Erlenmeyerkolben von 500 ml Volumen mit Kerben in 100 ml der selben Pufferlösung, die 1% Calciumcarbonat enthielt, suspendiert, dazu wurde 1% (Vol./Vol.) racemisches 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril zugegeben, und die Reaktion lief unter Rühren 90 Stunden bei 30ºC ab. Das Reaktionsgemisch wurde einer Gaschromatographie (Säulenträgermaterial: PEG 20M, 60-80 Mesh) zur Bestimmung des verbleibenden 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitrils unterzogen. Der Prozentsatz an verbleibendem 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril war 40.1%. Nach Abschluß der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch zentrifugiert, um die Zellen zu entfernen, auf etwa 1 ml konzentriert und mit Ethylacetat extrahiert. Nach Entwässerung mit wasserfreiem Magnesiumsulfat wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt, um 380 mg 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril und 350 mg 1,2-Diolverbindung zu ergeben, die dem Substrat entspricht. Die Identifizierung und Bestimmung dieses Materials wurde wie vorstehend beschrieben mittels Gaschromatographie durchgeführt und durch seine Retentionszeit bestätigt.
Diese sirupartige Masse wurde einer Gaschromatographie unter Verwendung einer Kapillarsäule G-TA (0,25 mm · 30 m, hergestellt von Advanced Separation Technologies Inc., NJ, USA) unterzogen, um die darin enthaltenen optischen Isomere von 4-Chlor-3- Hydroxybutyronitril zu analysieren. Getrennt wurde die 1,2-Diolverbindung in ähnlicher Weise mittels vorstehender Gaschromatographie auf die optischen Isomere analysiert, nachdem sie mit wasserfreier Trifluoressigsäure dreifach fluoriert worden waren. Durch die Ergebnisse wurde gezeigt, daß das gewonnene 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril das S-Isomer mit einer optischen Reinheit von 94,5% ee war. Es wurde ebenfalls gezeigt, daß die gewonnene 1,2-Diolverbindung das R-Isomer mit einer Reinheit von 42,2% ee war. Die vorstehende Gaschromatographieanalyse für die optischen Isomere wurde unter den folgenden Bedingungen durchgeführt. Die Retentionszeit für 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril war 64,1 min (5-Isomer) und 66,5 min (R-Isomer). Die Retentionszeit für die 1,2-Diolverbindung war 113,1 min (S-Isomer) und 125,3 min (R-Isomer).

Bedingungen für die Analyse:

Säulentemperatur: 120ºC; Nachweistemperatur: 200ºC; Trägergas: Stickstoff; Fließrate: 0,5 ml/min; Detektor: FID; Spaltungsverhältnis: 100/1.

Beispiele 2 bis 7:

Die Reaktion wurde nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 1 durchgeführt, außer daß die in Tabelle 1 gezeigten Substrate für racemisches 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril eingesetzt wurden. Die Identifizierung und Bestimmung ebenso wie die Analyse auf die optischen Isomere der so erhaltenen verschiedenen Verbindungen wurden nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 1 durchgeführt.
In den Beispielen 3 bis 5 wurde 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton durch Entfernung der Zellen aus dem Reaktionsgemisch, Behandlung des Überstands mit der selben Menge an Ethylacetat zur Extraktion des Chlorhydrins und der 1,2-Diolverbindung und Konzentration der wäßrigen Schicht als eine rohe sirupartige Masse erhalten. Die Identifizierung und Bestimmung dieses Materials wurde wie in Beispiel 1 beschrieben mittels Gaschromatographie durchgeführt, und das Materiel wurde durch seine Retentionszeit bestätigt. Die optische Reinheit von 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton in dieser sirupartigen Masse wurde mittels Gaschromatographie unter Verwendung einer Kapillarsäule G-TA (0,25 mm · 30 m, hergestellt von Advanced Separation Technologies Inc., NJ, USA) bestimmt, wie in Beispiel 1 beschrieben, nachdem es mit Acetylchlorid acetyliert worden war. Die Retentionszeit von 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton war 11,3 min (S-Isomer) und 12,0 min (R- Isomer).

Bedingungen für die Analyse:

Säulentemperatur: 150ºC; Nachweistemperatur: 200ºC; Trägergas: Stickstoff; Fließrate: 0,7 ml/min; Detektor: FID; Spaltungsverhältnis: 100/1.
Die physikalischen Eigenschaften des erhaltenen 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons waren identisch mit den Daten, die in "Synthetic Communications", 16(2), S. 183-190, 1986 beschrieben sind.
¹H-NMR (CDCl&sub3;, 250 MHz) δppm: 2,54 (d, 1H, J = 18 Hz); 2,79 (dd, 1H, J = 18 Hz, J = 6 Hz); 3,29 (s, 1H, OH); 4,34 (d, 1H, J = 10 Hz); 4,46 (dd, 1H, J = 10 Hz, J = 4,5 Hz); 4,6-4,7 (m, 1H);
¹³C-NMR (CDCl&sub3;), δppm: 177, 76,3, 67,2, 37,7.
Die Produkte und ihre Ausbeuten in den Beispielen 1 bis 7 werden in Tabelle 1 gezeigt. Tabelle 1
wird fortgesetzt Tabelle 1 (fortgesetzt)

Beispiel 8

2,5 l eines Nährmediums (pH-Wert 7,0), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, wurden in einen 5 l-Gefäßfermenter gegeben und bei 121ºC unter hohem Druck 15 Minuten sterilisiert. Der Pseudomonas sp. DS-K-NR818-Stamm wurde zuvor bei 30ºC 18 Stunden in einem Nährmedium (pH-Wert 7,0), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, einer Schüttelkultur unterworfen, um eine Vorkultur zu ergeben, und die Vorkultur wurde in das vorstehende Medium unter sterilen Bedingungen in einer Menge von 2 % (Vol./Vol) inokuliert. Dann wurde das inokulierte Medium einer Bewegungskultur mit Rotationsmischung bei 500 UpM unter Belüftung von 0,5 l/min bei 30ºC für etwa 24 Stunden unterworfen. Nach Abschluß der Züchtung wurde die Kulturlösung zentrifugiert, um die Zellen zu sammeln, und die Zellen wurden dreimal mit 20 mM Phosphatpufferlösung (pH- Wert 7,2, die 2 mM Magnesiumsulfat enthielt) gewaschen, um die ruhenden Zellen zu erhalten. Die Zellen wurden in einem Erlenmeyerkolben von 500 ml Volumen mit Kerben in 100 ml der selben Pufferlösung suspendiert, und dazu wurde 1% (Vol./Vol.) racemisches Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat zugegeben, und die Reaktion lief 30 Stunden bei 40ºC ab. Das Reaktionsgemisch wurde einer Gaschromatographie (Säulenträgermaterial: PEG 20M, 60- 80 Mesh) zur Bestimmung des verbleibenden Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrats unterzogen. Der Prozentsatz an verbleibendem Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat war 41.8%. Nach Abschluß der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch zentrifugiert, um die Zellen zu entfernen, auf etwa 1 ml konzentriert und mit Ethylacetat extrahiert. Nach Entwässerung mit wasserfreiem Magnesiumsulfat wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt, um 406 mg Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat zu ergeben. Die Identifizierung und Bestimmung dieses Materials wurde wie vorstehend beschrieben mittels Gaschromatographie durchgeführt, und das Material wurde durch seine Retentionszeit bestätigt.
Das optische Isomer des verbleibenden Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrats wurde mittels Gaschromatographie unter Verwendung einer Kapillarsäule G-TA (0,25 mm · 30 m, hergestellt von Advanced Separation Technologies Inc., NJ, USA) analysiert. Durch die Ergebnisse wurde gezeigt, daß das gewonnene Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat das R-Isomer mit einer optischen Reinheit von > 98% ee war. Die vorstehende Gaschromatographieanalyse für die optischen Isomere wurde unter den folgenden Bedingungen durchgeführt. Die Retentionszeit des Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrats war 39,5 min (R-Isomer) und 41,0 min (S-Isomer).

Bedingungen für die Analyse:

Säulentemperatur: 110ºC; Nachweistemperatur: 200ºC; Trägergas: Stickstoff; Fließrate: 0,7 ml/min; Detektor: FID; Spaltungsverhältnis: 100/1.
3-Hydroxy-γ-Butyrolacton wurde durch Entfernung der Zellen aus dem Reaktionsgemisch, Behandlung des Überstandes mit der selben Menge an Ethylacetat zur Extraktion des Chlorhydrins und dann Konzentration der wäßrigen Schicht als rohe sirupartige Masse erhalten. Die Identifizierung und Bestimmung ebenso wie die Analyse auf die optischen Isomere der Verbindung wurde nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 3 durchgeführt.

Beispiele 9 bis 12

Die Reaktion wurde nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 8 durchgeführt, außer daß die in Tabelle 2 gezeigten Substrate für racemisches Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat eingesetzt wurden. Die Identifizierung und Bestimmung ebenso wie die Analyse auf die optischen Isomere der so erhaltenen verschiedenen Verbindungen wurden nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 8 durchgeführt.
Die Produkte und ihre Ausbeuten in den Beispielen 8 bis 12 werden in Tabelle 2 gezeigt.

Tabelle 2

Beispiel Substrat

8 Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
9 Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
10 Isopropyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
11 2-Chlor-1-Hydroxypropan
12 2-Chlor-1-Hydroxybutan
wird fortgesetzt Tabelle 2 (fortgesetzt)

Beispiel 13

Herstellung von (S)-3-Hydroxy-γ-Butyrolacton und (R)-Methyl-4-Chlor-3- Hydroxybutyrat

100 ml eines Nährmediums (pH-Wert 7,0), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, wurden in einen 500 ml-Erlenmeyerkolben gegeben und bei 121ºC unter hohem Druck 15 Minuten sterilisiert. Der Enterobacter sp. DS-S-75-Stamm wurde zuvor bei 30ºC 20 Stunden in einem Nährmedium (pH-Wert 7,0), das jeweils 1% Pepton, Hefeextrakt und Glycerin enthielt, einer Schüttelkultur unterworfen, um eine Vorkultur zu ergeben, und die Stammkultur wurde in das vorstehende Medium unter sterilen Bedingungen in einer Menge von 2% (Vol./Vol.) inokuliert. Dann wurde das inokulierte Medium einer Bewegungskultur bei 30ºC für etwa 24 Stunden unterworfen. Nach Abschluß der Züchtung wurde die Kulturlösung zentrifugiert, um die Zellen zu sammeln, und die Zellen wurden dreimal mit 20 mM Phosphatpufferlösung (pH-Wert 7,2, die 2 mM Magnesiumsulfat enthielt) gewaschen, um die ruhenden Zellen zu erhalten. Die Zellen wurden in einem 500 ml-Erlenmeyerkolben mit Kerben in 100 ml der selben Pufferlösung suspendiert, und dazu wurde 1% (Vol./Vol.) racemisches Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat zugegeben, und die Reaktion lief 24 Stunden bei 30ºC ab. Das Reaktionsgemisch wurde einer Gaschromatographie (Säulenträgermaterial: PEG 20M, 60-80 Mesh) zur Bestimmung des verbleibenden Methyl-4-Chlor-3- Hydroxybutyrats unterzogen. Der Prozentsatz an verbleibendem Methyl-4-Chlor-3- Hydroxybutyrat war 48,0%. Nach Abschluß der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch zentrifugiert, um die Zellen zu entfernen, und der Überstand wurde durch eine Säule laufen gelassen, die mit Aktivkohle gepackt war, und mit Aceton eluiert. Aceton wurde aus dem Eluat unter Vakuum evaporiert und die verbleibende ölige Substanz wurde destilliert, um 342 mg an (R)-Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat (b.p. 75-80/1,5 mm Hg) und 214 mg an (S)-3- Hydroxy-γ-Butyrolacton (b.p. 110-120/0,5 mm Hg) als ein Öl zu ergeben.
Das erhaltene Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat war das R-Isomer mit einer optischen Reinheit von > 99%ee. Das erhaltene 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton wurde mit Acetylchlorid acetyliert, und dann wurde seine optische Reinheit bestimmt. Besagtes 3-Hydroxy-γ- Butyrolacton war das S-Isomer mit einer optischen Reinheit von 95,9%ee.
Eine Gaschromatographie unter Verwendung einer Kapillarsäule G-TA (0,25 mm · 30 m, hergestellt von Advanced Separation Technologies Inc., NJ, USA) wurde für die vorstehende Bestimmung der optischen Reinheit verwendet. Die Gaschromatographieanalyse für die optischen Isomere wurde unter den folgenden Bedingungen durchgeführt.

Bedingungen für die Analyse auf Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat:

Säulentemperatur: 110ºC; Nachweistemperatur: 200ºC; Trägergas: Stickstoff; Fließrate: 0,7 ml/min; Detektor: FID; Spaltungsverhältnis: 100/1. Retentionszeit: 15,5 min (R- Isomer); 16,3 min (S-Isomer).

Bedingungen für die Analyse von 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton:

Säulentemperatur: 150ºC; Nachweistemperatur: 200ºC; Trägergas: Stickstoff;
Fließrate: 0,7 ml/min; Detektor: FID; Spaltungsverhältnis: 100/1. Retentionszeit: 11,3 min (S- Isomer); 12,0 min (R-Isomer).
Die physikalischen Eigenschaften des erhaltenen 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons waren identisch mit den Daten, die in "Synthetic Communications", 16(2), S. 183-190, 1986 beschrieben sind.
[α]D²&sup0; = -76,2º (c = 1,95, EtOH);
¹H-NMR (CDCl&sub3;, 250 MHz) δppm: 2,54 (d, 1H, J = 18 Hz); 2,79 (dd, 1H, J = 18 Hz, J = 6 Hz); 3,29 (s, 1H, OH); 4,34 (d, 1H, J = 10 Hz); 4,46 (dd, 1H, J = 10 Hz, J = 4,5 Hz); 4,6-4,7 (m, 1H);
¹³C-NMR (CDCl&sub3;), Bppm: 177, 76,3, 67,2, 37,7.

Beispiele 14 bis 32

Die Reaktion wurde nach dem selben Verfahren wie in Beispiel 13 durchgeführt, außer daß die in Tabelle 3 gezeigten Substrate für racemisches Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat eingesetzt wurden und Enterobacter sp. DS-S-75, Citrobacter freundii DS-S-13, Citrobacter freundii DS-K-40 und BacH/us sphaericus DS-ID-819 als Mikroorganismen für jedes Substrat verwendet wurden. Die Bestimmung ebenso wie die Analyse auf die optischen Isomere der so erhaltenen verschiedenen Verbindungen wurde auch mit dem selben Verfahren wie in Beispiel 13 durchgeführt. Die Ausbeute und die optische Reinheit der erhaltenen Verbindungen werden in Tabelle 3 gezeigt. Die physikalischen Eigenschaften des bei all diesen Beispielen erhaltenen 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons waren identisch mit den Daten von Beispiel 13.
Die Produkte und ihre Ausbeuten in den Beispielen 13 bis 32 werden in Tabelle 3 gezeigt. Die Bedeutung der Abkürzungen in dieser Tabelle ist wie folgt.
MH: Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
EH: Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
IPH: Isopropyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
PH: Propyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
BH: Butyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat
HL: 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton
Nr. 75: Enterobacter sp. DS-S-75
Nr. 13: Citrobacter freundii DS-S-13
Nr. 40: Citrobacter freundii DS-K-40
Nr. 819: Bacillus sphaericus DS-ID-819 Tabelle 3
Gemäß der vorliegenden Erfindung können das optisch aktive Chlorhydrin und die optisch aktive 1,2-Diolverbindung und/oder das optisch aktive 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton unter Verwendung billiger Materialien einfach im Industriemaßstab hergestellt werden, was den Abbau eines der optischen Isomere einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung von Formel [1] durch einen Mikroorganismus der Gattung Pseudomonas (z. B. Pseudomonas sp. OS-K-29 oder Pseudomonas sp. DS-K-NR818), der Gattung Enterobacter (z. B. Enterobacter sp. DS-S-75), der Gattung Citrobacter (z. B. Citrobacter freundii DS-S-13, Citrobacter freundii DS-K-40) ebenso wie der Gattung Bacillus (z. B. Bacillus sphaericus DS-ID-819), wobei das andere optische Isomer in dem Reaktionssystem verbleibt, und weiterhin die Dehalogenierung nur eines der optischen Isomere, um es in eine optisch aktive 1,2- Diolverbindung oder ein 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton umzuwandeln, und dann die Gewinnung der verbleibenden optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung und der produzierten optisch aktiven 1,2-Diolverbindung und/oder des optisch aktiven 3-Hydroxy-γ-Butyrolactons umfaßt.
Die optisch aktive Chlorhydrin-Verbindung und die optisch aktive 1,2-Diolverbindung und/oder das optisch aktive 3-Hydroxy-γ-Butyrolacton, die mittels der vorliegenden Erfindung erhalten werden, sind von Nutzen als Zwischenstufen bei der Herstellung von Medikamenten, landwirtschaftlichen Chemikalien, physiologisch aktiven Substanzen und ferroelektrischen Flüssigkristallen. Insbesondere das optisch aktive 4-Chlor-3-Hydroxybutyronitril und das entsprechende Carboxylat (d. h. das optisch aktive Methyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat und Ethyl-4-Chlor-3-Hydroxybutyrat usw.), die eine C4-Struktur haben, sind wichtig als Ausgangssubstanz zur Herstellung von pharmazeutisch nützlichen Verbindungen wie optisch aktives Carnitin, 4-Chlor-3-Hydroxybutansäure, 4-Hydroxy-2-Pyrrolidon und 1,2,4-Butantriol. Daher kann die vorliegende Erfindung solche wichtigen Verbindungen billig und einfach bereitstellen und ist aus industrieller Sicht sehr wertvoll.

Claims

1. Verfahren zur optischen Trennung einer racemischen Chlorhydrin-Verbindung, umfassend die Behandlung eines racemischen Gemischs einer Chlorhydrin- Verbindung der Formel:

in der R¹ ein Wasserstoffatom oder ein C&sub1;-C&sub4;-Alkylrest ist und R² ein substitutierter oder unsubstituierter C&sub1;-C&sub3;-Alkylrest ist, wenn R¹ ein Wasserstoffatom ist, mit der Maßgabe, daß eine Hydroxymethylgruppe ausgeschlossen ist, oder R² ein Wasserstoffatom ist, wenn R¹ ein C&sub1;-C&sub4;- Alkylrest ist, mit der Kulturflüssigkeit oder Zeilen eines Mikroorganismus, der zu einem Bakterium der Gattung Pseudomonas, Enterobacter, Citrobacter oder Bacillus gehört, oder einem verarbeiteten Produkte davon, und dadurch selektiven Abbau von nur einem der optischen Isomere in dem racemischen Gemisch, wodurch das andere optisch aktive isomer im Reaktionssystem verbleibt.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei die optisch aktive Chlorhydrin-Verbindung, die in dem Reaktionsgemisch verbleibt, wiedergewonnen wird.

3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, wobei die racemische Chlorhydrin- Ausgangsverbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² ein substituierter oder unsubstituierter C&sub1;-C&sub3;- Alkylrest ist.

4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, wobei R² ausgewählt ist aus einer Ethyl-, Cyanomethylgruppe, einem Alkoxycarbonylmethylrest, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und einen Alkoxymethylrest, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat.

5. Verfahren nach Anspruch 4, wobei R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat.

6. Verfahren nach Anspruch 5, wobei R² ausgewählt ist aus einer Methoxycarbonylmethyl-, Ethoxycarbonylmethyl- und einer Isopropoxycarbonylmethylgruppe.

7. Verfahren nach Anspruch 2, wobei die racemische Chlorhydrin- Ausgangsverbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der R¹ ein C&sub1;-C&sub4;- Alkylrest ist und R² ein Wasserstoffatom ist.

8. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 7, wobei der Mikroorganismus ein Bakterium der Gattung Pseudomonas ist.

9. Verfahren nach einem der Ansprüche 3 bis 6, wobei der Mikroorganismus Pseudomonas sp. OS-K-29 (FERM BP 994) ist.

10. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 oder 6, wobei der Mikroorganismus ein Bakterium der Gattung Enterobacter, Citrobacter oder Bacillus ist.

11. Verfahren nach Anspruch 9, wobei eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung der Formel:

in der R³ ein substituierter oder unsubstituierter C&sub1;-C&sub3;-Alkylrest ist, zusätzlich zu der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung produziert wird.

12. Verfahren nach Anspruch 2, wobei die racemische Chlorhydrin- Ausgangsverbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und der Mikroorganismus Pseudomonas sp. OS-K-29 (FERM PB 994) ist, und durch welches eine optisch aktive 1,2-Diolverbindung der Formel:

worin R³' ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und zudem ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ- Butyrolacton der Formel:

zusätzlich zu der optisch aktiven Chorhydrin-Verbindung hergestellt werden.

13. Verfahren nach Anspruch 12, wobei R3' ausgewählt ist aus einer Methoxycarbonylmethyl-, Ethoxycarbonylmethyl- und einer Isopropoxycarbonylmethylgruppe.

14. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 bis 7, wobei der Mikroorganismus Pseudomonas sp. DS-K-NR 818 (FERM BP 5491) ist.

15. Verfahren nach Anspruch 2, wobei die racemische Chlorhydrin- Ausgangsverbindung eine Verbindung der Formel [1] ist, in der, R¹ ein Wasserstoffatom ist und R² ein Alkoxycarbonylmethylrest ist, in welchem die Alkyleinheit 1 bis 4 Kohlenstoffatome hat, und der Mikroorganismus ausgewählt ist aus Pseudomonas sp. DS-K-NR 818 (FERM BP 5491), Enterobacter sp. DS-S-75 (FERM BP 5494), Citrobacter freundii DS-S-13 (FERM BP 5492), Citrobacter freundii DS-K-40 (FERM BP 5493) und Bacillus sphaericus DS-ID-819 (FERM BP 5495), und durch welches ein optisch aktives 3-Hydroxy-γ-butyrolacton der Formel:

zusätzlich zu der optisch aktiven Chlorhydrin-Verbindung produziert wird.

16. Verfahren nach Anspruch 15, wobei R² in der Ausgangsverbindung [1] ausgewählt ist aus einer Methoxycarbonylmethyl-, Ethoxycarbonylmethyl-, Propoxycarbonylmethyl-, Isopropoxycarbonylmethyl- und einer Butyloxycarbonylmethylgruppe.