-
Die
Erfindung betrifft eine Gemüsepflanze
mit cytoplasmatischer Pollensterilität der Familie Compositae gemäß dem Hauptanspruch,
d.h. die Entwicklung neuer Elternlinien einer solchen Pflanze in
der Familie. Die Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zum
Gewinnen der vorstehend genannten Pflanze mit cytoplasmatischer
Pollensterilität.
-
In
der Pflanzenzüchterwelt
ist es üblich,
Erbeigenschaften zweier Elternlinien in der Hybride durch Kreuzen
zu kombinieren. Wenn die zwei Elternlinien selbstbestäubend sind,
wird Selbstbestäubung
verhindert, z. B. durch Entfernen der Antheren (sogenanntes Emaskulieren),
um zu gewährleisten,
daß die
erwünschten Erbeigenschaften
beider Eltern in der Hybride vorhanden sind. Eine solche Hybride
wird auch als F1-Hybride bezeichnet und ist von großer Bedeutung
in der Welt der Pflanzenzüchter.
F1-Hybride sind allgemein gekennzeichnet durch ein hohes Maß an Uniformität (Farbe,
Geschmack, Größe und dergleichen),
eine hohe Vitalität und
eine hohe Ausbeute an Pflanzenteilen, wie Früchten und dergleichen, die
verwertet werden können.
Ein zusätzlicher
Vorteil einer F1-Hybride, insbesondere für Pflanzenzuchtbetriebe, ist
darüber
hinaus die Tatsache, daß es
nicht möglich
ist, Produkte der gleichen Qualität durch Nachkommen von der
davon erhaltenen Saat aufzuziehen (größere Heterogenität und geringere
Ausbeute), so daß sich
der Betrieb eines inhärenten
Schutzes seiner F1-Hybride sicher ist, wie sie war. Mit Gemüsepflanzen
der Familie Compositae ist die Entwicklung von Elternlinien und
die kommerzielle Produktion reiner F1-Hybridsamen sehr problematisch,
da diese Gemüsepflanzen
im allgemeinen selbstbestäubend
sind und die gegen Selbstbestäubung
gerichteten Maßnahmen, die
bisher verwendet worden sind, nicht nur zeitintensiv und arbeitsintensiv
sind, sondern darüber
hinaus auch nicht in ausreichender Weise genau zu sein scheinen.
Entsprechend führt
diese letztere Tatsache zu Samenchargen von fehlender einheitlicher
Qualität.
-
Zum
Beispiel ist es nun mit Kohlpflanzen (Brassica oleracea) unter Verwendung
moderner Techniken möglich,
100% reine F1-Hybride zu produzieren. Tatsache ist, daß man bei
Rettich (Raphanus sativus), der wie Kohl zur Familie der Cruciferae
gehört,
ein Cytoplasma gefunden hat, das Pollensterilität verursacht und das auch bekannt
ist als Ogura-CMS-Cytoplasma. Mitochondrien des Ogura-CMS-Cytoplasmas
werden in Brassica oleracea-Pflanzen durch Protoplastenfusion eingeführt, wodurch
sowohl der Nukleus als auch die Chloroplasten (Chlo rophyllgranula)
von normal fertilen Brassica oleracea-Pflanzen stammen. Somit werden CMS-Brassica
oleracea-Pflanzen erhalten. Derzeit sind noch keine F1-Hybride von
wichtigen Gemüsepflanzen
der Familie der Compositae erhältlich,
trotz des großen
Bedürfnisses
des Marktes. Das vorerwähnte
Ogura-CMS-Cytoplasma kann nicht mit Gemüsepflanzen der Familie der
Compositae verwendet werden infolge der genetischen Inkompatibilität zwischen
Arten der Familien.
-
Das
Ziel der Erfindung ist es, cytoplasmatische Pollensterilität in eine
Gemüsepflanze
der Familie der Compositae einzuführen und zu diesem Zweck wird
das Cytoplasma einer solchen Gemüsepflanze
mit Mitochondrien versehen, die DNA umfassen, die wenigstens teilweise
von einer anderen Art der Familie der Compositae stammt und die
der Träger
stabil exprimierter cytoplasmatischer Pollensterilität (CMS)
ist, wobei deren Zellen speziesspezifisches Chloroplasten- und Kerngenom
umfassen, die für
die Gemüsepflanze
normal sind. Uberraschenderweise hat die Forschung gezeigt, daß trotz
der starken genetischen Inkompatibilität von Pflanzenarten innerhalb
der Familie der Compositae die Einführung von CMS in eine Gemüsepflanze
der Familie der Compositae von einer Pflanze einer anderen Spezies
derselben Familie, durch Protoplastenfusion, sehr wohl möglich ist.
Bevorzugterweise ist die Gemüsepflanze
phänotypisch
cytoplasmatisch pollensteril, d.h. die Pollensterilität (im allgemeinen
definiert als die Unfähigkeit
einer Pflanze, fertile Pollenkörner
zu bilden) hat sich in der Pflanze manifestiert. Infolge der cytoplasmatischen
Erblichkeit von CMS weisen alle Nachkommen dieser pollensterilen
Pflanze diese unveränderte
Eigenschaft auf. Es wird offensichtlich sein, daß die obige Form der erblichen
Ubertragung genotypischer CMS von großer Bedeutung für die effiziente
Entwicklung von Elternlinien der Gemüsearten und für die nachfolgende
Produktion von F1-Hybriden ist. Man nimmt Kenntnis davon, daß die Pflanze
nicht notwendigerweise phänotypisch
cytoplasmatisch pollensteril sein muß, sondern daß es auch
möglich
ist, daß der
Nukleus sogenannte "Reparaturgene" besitzt, die die
Pollensterilität
phänotypisch umkehren,
d.h. sie daran hindern, sich in der Pflanze trotz der Anwesenheit
von DNA im Cytoplasma, die ein Träger von CMS ist, zu manifestieren.
In diesem Falle wird es notwendig sein, das Kreuzen fortzusetzen,
bis eine Pflanze erhalten wird, die phänotypische CMS besitzt. Da
ein Nukleus und Chloroplasten der normalen, fertilen Gemüsepflanze
im unveränderten
Zustand vorhanden sind (im Falle des Nukleus ist dies gewöhnlicherweise
eine diploide Situation), ist das Produkt ein 100% reines Produkt.
-
Die
Publikation in Theor. Appl. Genet. (Band 87, Seiten 347–352 (1993))
mit dem Titel "Male-sterile chicory
cybrids obtained by intergeneric protoplast fusion" beschreibt eine
landwirtschaftliche Pflanze vom Typ "Cichorium intybus cv Magdebourg", deren Cytoplasma
mit Mitochondrien versehen ist, die DNA aufweisen, die von Helianthus
annuus (CMS-Typ Petiolaris) stammen. Es wurde jedoch weder eine
stabil exprimierbare CMS erhalten noch 100% reine Pflanzen, was
das Chloroplasten- und Kerngenom betrifft. Zwei weitere Publikationen
von Ramboud et al. (C.R. Acad. Agric. Fr., Band 80(7): 63–67 (1994))
und „Quel
avenir pour l'améloriation
des plantes?", Ed.
Audelf-Uref, John Libeey Eurotext, Paris, Seiten 483–489 (1994)
beziehen sich auf denselben fehlgeschlagenen Versuch, Pflanzen mit
stabiler Pollensterilität
der Familie der Compositae zu erhalten.
-
In
einer bevorzugten Ausführungsform
der Erfindung sind die anderen Arten der Familie der Compositae
ausgewählt
worden aus der Gruppe, die Helianthus spp. und Circium spp. umfaßt. Man
hat gefunden, daß diese
Pflanzen CMS enthalten. Insbesondere ist Helianthus annuus (L.)
(Sonnenblume) mit CMS vom Petiolaris-Typ ausgewählt worden. Uberraschenderweise
kann die Einführung
von CMS von diesen genotypisch cytoplasmatisch pollensterilen Pflanzen
in effizienter Weise mittels Protoplastenfusion erfolgen trotz der
genetischen Inkompatibilität.
In diesem Zusammenhang ist beachtlich, daß die Übertragung von CMS von den
vorerwähnten
Pflanzen auf die Gemüsepflanzen,
die zur selben Familie gehören,
nicht vorgenommen werden kann unter Verwendung herkömmlicher
Verfahren infolge Kreuzungsbarrieren.
-
Entsprechend
der Erfindung kann die andere CMS-einführende Art (der "Donor"), der zur Familie
der Compositae gehört,
auch eine Spezies sein, die nicht CMS enthält, die aber eine sogenannte "alloplasmatische" Form von CMS in
der Gemüsepflanze
durch Protoplastenfusion induziert. Entsprechend der Erfindung wird
eine Spezies dieses Typs bevorzugterweise ausgewählt aus der Gruppe, die Chrysanthenum,
Senecio, Centaurea, Sonchus, Hieracium, Tagetes Dahlia und Aster
umfaßt.
Gute Ergebnisse sind entsprechend der Erfindung besonders mit Chrysantenum
erhalten worden, insbesondere mit Sonchus.
-
In
einer weiteren Ausführungsform
der Erfindung ist die Gemüsepflanze
ausgewählt
worden aus der Gruppe, die Cichorium intybus (L.) var. foliosum
(Hegi) (Salatzichorie), Cichorium endivie (L.) (Endivie), Lactuca
sativa (L.) (Kopfsalat), Scorzonera hispanica (L.) (schwarze Haferwurz),
Cynara scolymus (L.) (Artischocke) und Taraxacum officinale (L.)
(Löwenzahnsalat)
umfaßt.
Extensive Experimente haben gezeigt, daß insbesondere Lactuca saliva, aber
ganz besonders Cichorium intybus L.) var. foliosum und Cichorium
endivia den wesentlichen Vorteil besitzen, daß als ein Ergebnis der Einführung von
CMS keine anderen Eigenschaften, die für die Gemüsepflanze charakteristisch
sind, verloren gehen.
-
Allgemeine
Schritte des erfindungsgemäßen Verfahrens
zum Gewinnen von CMS-Pflanzen, -samen oder Teilen von Gemüsepflanzen,
die zur Familie der Compositae gehören, umfassen:
- – Isolieren
von Protoplasten (Pflanzenzellen, von denen die Zellwand entfernt
worden ist) von Geweben verschiedener Gemüsepflanzen, die zur Familie
der Compositae gehören,
hierin im folgenden als "Akzeptor" bezeichnet, und
von Geweben einer anderen Art der Familie der Compositae, z.B. Helianthus
species, hierin im folgenden als "Donor" bezeichnet (siehe Beispiel 1);
- – Optionale
Behandlung der Protoplasten, z. B. mittels Bestrahlung, Cytoplastieren
oder spezifischer Chemikalien, was weiter im Verfahren zu einer
Erhöhung
der Effizienz führt
(siehe Beispiel 2);
- – Fusionieren
von Protoplasten (in vitro Fusion von Zellen), z. B. unter dem Einfluß chemischer
Substanzen oder durch Verwenden von Elektrizität (siehe Beispiel 3);
- – Optional
gefolgt vom Durchführen
von (einem) Verfahren, das/die zu einer Form von Selektion von Hybridzellen
führt/führen; Zellen,
die aus Fusion von (einem) Akzeptor-Protoplasten mit (einem) Donorprotoplast(en)
resultieren (siehe Beispiel 4);
- – Gefolgt
von der Kultivierung von Zellen und ihre Regeneration zu ganzen
Pflanzen (siehe Beispiel 5);
- – Selektion
von Individuen aus der Gruppe der Regeneranten, die solchermaßen erhalten
werden, durch Analyse von mitochondrialer, Chloroplasten- und genomischer
DNA, gefolgt von phänotypischer
Bewertung von Pflanzeneigenschaften (siehe Beispiel 6);
- – Spezifisches
Kreuzen der obigen Individuen, oder deren Nachkommen, mit anderen
Genotypen der gleichen Spezies und anderer Spezies (siehe Beispiel
7);
- – Samenproduktion
im großen
Maßstab.
-
Die
Erfindung wird detaillierter im folgenden unter Bezugnahme auf die
Beispiele erklärt
werden (auf die bereits oben kurz Bezug genommen wurde), die unten
diskutiert werden und die alle bevorzugte Ausführungsformen des Verfahrens
gemäß der Erfindung
darstellen. Um diese Beispiele nicht unnötig zu komplizieren, basieren
die Beispiele auf Helianthus annuus (L.), der der Donor ist. Wie
bereits vorhin erklärt,
betrifft die Erfindung allgemein einen Donor der Familie der Compositae
einer Art, die verschieden ist von der Gemüsepflanze, und ist konsequenterweise
nicht beschränkt
auf den angeführten
Donor, auf den in den Beispielen Bezug genommen wird.
-
In
allen folgenden Beispielen müssen
die Maßnahmen
aseptisch ausgeführt
werden und alle Lösungen,
Medien (deren Zusammensetzungen später beschrieben werden) und
Instrumente, die verwendet werden sollen, müssen steril sein. Petrischalen
sind weiterhin mit einer Filmschicht, wie Fuji, Nesco oder Parafilm, versiegelt.
-
Beispiel 1
-
Kultivieren von Akzeptormaterial;
in vitro-Blatt von Salatzichorie, Endivie und/oder Kopfsalat
-
Wasche
Samen mit 70% Ethanol für
10 Sekunden, sterilisiere dann für
10 Minuten in 1 % Na-Hypochlorit, wasche dann gründlich mit sterilem Wasser.
Säe aseptisch
in einem Einweg-Gewebekulturgefäß mit etwa
75 ml MS-Medium aus (etwa 8 Samen/Schale). Kultiviere bei 25°C im Licht
(16 Stunden Licht; etwa 2000 Lux/8 Stunden Dunkelheit). Nach etwa
2 Wochen werden die jungen Sämlinge
in eine Schale mit frischem MS-Medium (ein Sämling/Schale) gegeben. Einen
Monat nach Aussäen
können
die Pflanzen als Ausgangsmaterial verwendet werden.
-
Protoplastenisolierung
von Blättern
von Akzeptormaterial; Salatzichorie, Endivie und Kopfsalat
-
Schneide
in vitro-Blattmaterial (± 25
cm2) mit einem Skalpell in einer Petri-Schale
(TC, Durchmesser 9 cm) mit etwa 10 ml PPO. Ersetze die Lösung nach
Schneiden durch etwa 10 ml Macerationslösung. Inkubation: stationär, dunkel,
25°C, etwa
16 Stunden. Filtration durch 45 μm
Nylonnetz, letztes Waschen und Verdünnen der Suspension mit etwa
3 Volumina Waschlösung.
Zentrifugiere die Protoplasten-Suspension in 15 ml Zentrifugenröhrchen für 5 Minuten
bei 600 Upm (= 63 × g).
Wasche das Pellet zweimal mit 15 ml Waschlösung, zentrifugiere dann für 5 Minuten
bei 600 Upm. Die Protoplasten (pps) sind nun bereit zur Fusion oder
zum Kultivieren, nun kann ein Inaktivierungsschritt, bevorzugterweise
eine Jodacetatbehandlung, durchgeführt werden, sofern erwünscht.
-
Kultivierung von Donormaterial;
Sonnenblumenhypokotylen
-
Etiolierte
Hypokotylen werden ausgewählt
als das Ausgangsmaterial des Donors, von dem die Protoplasten isoliert
werden. Im Vergleich zum Blatt, das ausgewählt ist als "Akzeptor"-Gewebe, enthält diese
Pflanzenmaterial eine bei weitem größere Menge an Mitochondrien.
Darüber
hinaus enthalten Hypokotylen keine Chloroplasten (sie enthalten
einige Proplastiden), wohingegen Blattzellen diese enthalten. Diese
Gewebeselektion führt
zu einer größeren Wahrscheinlichkeit,
die richtige Organellenzusammensetzung eines Fusionsproduktes zu
erhalten. Zusätzlich
erlaubt diese Gewebeselektion optische Selektion nach Fusion; Fusionsprodukte
von Akzeptor- und Donorprotoplasten sind erkennbar.
-
Sterilisiere
Sonnenblumensamen in 1 % Na-Hypochlorit für 10 Minuten, wasche dann gründlich mit sterilem
Wasser. Säe
aus in Replika-Schalen mit MS-Medium. Dunkel, 25°C.
-
Protoplastenisolierung
von Donormaterial; Sonnenblume
-
Schneide
die obere Hälfte
der Hypokotylen in PPO. Schneide die Hypokotylenteile sehr fein
in einer 9 cm TC-Schale mit 10 ml PPO, 15 nach 5 Tagen, erneuere
die PPO-Lösung
nach dem Schneiden und erlaube, für eine Stunde zu stehen, dunkel
(Raumtemperatur).
-
Ersetze
die PPO-Lösung
durch eine Macerierungslösung.
Inkubation: stationär,
dunkel, 25°C,
16 bis 18 Stunden (mögliche
FITC/FDA-Colorierung; 2 Tropfen der gesättigten Stammlösung, in
Aceton, in 10 ml Macerierungslösung).
-
Filtration
durch 45 μl
Nylonfilter, letztes Waschen mit Waschlösung. Zentrifugiere für 8 Minuten
bei 600 Upm. Wasche das Pellet erneut mit Waschlösung; Zentrifugiere für 8 Minuten bei
600 Upm. Die Protoplasten (pps) sind nun bereit zur Fusion. Nun
kann ein Nukleusinaktivierungs-/Eliminierungsschritt, z.B. Bestrahlung oder
Cytoplastieren, durchgeführt
werden, sofern erwünscht.
-
Die
Kulturbedingungen für
Salatzichorie/Endivie oder Kopfsalat sind jedoch so, daß die Sonnenblumen-Protoplasten
in der Tat Teile und Calli ausbilden, aber es gibt keine Sproßregeneration.
-
Beispiel 2
-
Akzeptor-Cytoplasmainaktivierung;
Jodacetamid-Behandlung
-
Ähnlich wie
Jodacetat ist Jodacetamid ein Cytoplasma-orientierter biochemischer
Inhibitor. Es wird hier verwendet, um die Mitochondrien der Akzeptor-Protoplasten
zu inaktivieren, wobei als eine Folge davon diese Zellen, wenn überhaupt,
kaum in der Lage sind zu überleben.
Das gibt den Mitochondrien des Donors in einem Fusionsprodukt einen
Selektionsvorteil gegenüber
jenen des Akzeptors, während
zusätzlich
das fortgesetzte Wachstum von Fusionsprodukten bevorzugt gegenüber demjenigen
der Akzeptorprotoplasten bei Verwendung dieser chemischen Substanzen
unterstützt
wird. Die Behandlung von Protoplasten mit Jodacetamid wird z. B.
in der folgenden Art und Weise erfolgen:
Stammlösung 60
mM, verwende 1–5
mM (bevorzugterweise 2,5 mM) in Waschlösung mit einer Zelldichte von 104 bis 106 (bevorzugterweise
105), inkubiere für 5–30 Minuten (bevorzugterweise
15 Minuten bei einer Temperatur von 2–22°C, bevorzugtererweise bei 4°C. Wasche
dann die behandelten Protoplasten sehr gründlich mit Waschlösung. Führe danach
die Protoplasten in die Fusionslösung
ein.
-
Donor-Nukleusinaktivierung;
Bestrahlung
-
Röntgenstrahl-,
Gamma- oder Ultraviolettbestrahlung dient dem Ziel, chromosomale
DNA der Donorprotoplasten zu fragmentieren, wobei als ein Ergebnis
diese Zellen nicht länger
in der Lage sind, sich zu teilen. Darüber hinaus wird als ein Ergebnis
davon der Nukleus des Donors in einem Fusionsprodukt verglichen
mit dem Akzeptor einen Selektionsnachteil aufweisen. Der Vorteil
der Bestrahlung besteht darin, daß die Protoplastenmembranen
nicht zu sehr beschädigt werden,
was wichtig ist, da die Fusion eine desaströse Wirkung darauf haben kann.
Der Nachteil besteht jedoch darin, daß der Nukleus vorhanden bleiben
wird, und sei es in fragmentiertem Zustand, mit dem damit einhergehenden
Risiko einer wenigstens teilweisen Ubertragung chromosomaler DNA
vom Donor zum Akzeptor.
-
Röntgenbestrahlung
wird zum Beispiel wie folgt vorgenommen werden:
Plaziere pps
in suspendiertem Zustand in pps-Kulturmedium mit einer Dichte von
etwa 2,5 × 106 pps/ml in einer 6 cm TC-Petri-Schale (2
ml) unter eine Röntgenstrahlenquelle
(z. B. Baltobloc CE 100) in einer geeigneten Entfernung, so daß die Dosis
10 KRad pro Minute sein wird, für
3 bis 20 Minuten (bevorzugterweise 5 Minuten). Wasche dann die Zellen
zweifach mit Waschlösung.
-
Gamma-Bestrahlung
erfolgt gewöhnlicherweise
mittels einer Cobalt 60-Quelle. Auch hier werden die Protoplasten
in pps-Kulturmedium eingeführt.
Eine geeignete Dosis beträgt
2–30 KRad.
Gefolgt von zweifachem Waschen der Zellen mit Waschlösung.
-
Donor-Nukleuseliminierung;
Cytoplastieren
-
Wenn
Cytoplastieren erfolgt, wird der Nukleus aus dem Protoplasten entfernt,
so daß das
einzige, was bleibt, ein Cytoplast ist, der Mitochondrien und Proplastiden
enthält.
Es gibt mehrere Möglichkeiten,
dies zu bewerkstelligen. Zum Beispiel kann der Unterschied der spezifischen
Masse zwischen dem Nukleus und dem Cytoplasma verwendet werden.
Der Nukleus wird wörtlich
aus der Zelle mittels Hochgeschwindigkeitszentrifugation und einem
diskontinuierlichen (Percoll/Saccharose)-Gradienten, möglicherweise
in Gegenwart von Cytochalacin-B, herausgeschleudert. Eine anderes,
schonenderes Verfahren besteht darin, eine starke Plasmolyse während der
Enzyminkubation zu bewirken, indem eine Macerierungslösung mit
einer vergleichsweise hohen Osmolarität (z. B. 0,7 M Mannitol) verwendet
wird, wobei in dieser Situation Cytoplasten spontan gebildet werden,
von bis zu soviel wie 40% der Zellen. Diese Cytoplasten können dann
von den Protoplasten getrennt werden unter Verwendung des Unterschiedes
der spezifischen Masse zwischen Protoplasten und Cytoplasten. Die
pps/cps-Mischung wird auf einen Percoll/Mannitol-Gradienten geladen
und durch Niedriggeschwindigkeitszentrifugation (160 × g; 10
Minuten) erneut fraktioniert. Der Erfolg dieser Maßnahmen
hängt in
einem großen
Umfang von der Auswahl des Ausgangsmaterials ab. Eine Kombination
der oben beschriebenen Verfahren ist möglich, sofern erforderlich.
Natürlich
werden die Cytoplasmen nach der Reinigung gewaschen (Waschlösung) und
in die Fusionslösung
eingeführt.
Ein Hauptvorteil von Cytoplasmen besteht darin, daß der Nukleus eliminiert
wird, was die Möglichkeit
der Übertragung
chromosomaler DNA vom Donor zum Akzeptor ausschließt. Ein
Nachteil der PEG-Fusion besteht darin, daß Cytoplasten eine geringe
spezifische Masse aufweisen, weshalb sie auf der Oberfläche schwimmen
bleiben.
-
Beispiel 3
-
PEG-Fusion von Mesophylprotoplasten
von Salatzichorie/Endivie/Kopfsalat mit Hypotokylprotoplasten von Sonnenblumen
-
Erlaube
Tropfen von 100μl
(1–2 für Salatzichorie,
4–8 für Endivie
und Kopfsalat) einer pps-Suspension mit einer Dichte von 106, wobei die Fusionspartner 1:1 gemischt
sind, sich ungestört
in einer Fusionslösung
in unbeschichteten Petrischalen (Durchmesser 9 cm für Salatzichorie,
6 cm für
Endivie und Kopfsalat) für
15 Minuten abzusetzen. Für
jeden Tropfen pps-Lösung
werden zwei Tropfen (etwa 20 μl)
PEG1 zugegeben; nach 2 bis 10 Minuten, abhängig davon, wie zerbrechlich
die pps sind (meistens 4 Minuten), wird die Schale in einer Schrägposition
gehalten und die Flüssigkeit
kann an der Kante mittels einer Pasteur-Pipette abgesaugt werden,
wohingegen die Protoplasten am Boden kleben bleiben, auf dem sie
sich abgesetzt haben. Einige wenige Tropfen PEG2 werden vorsichtig
zugegeben und mach 3 bis 15 Minuten (meistens 7 Minuten) werden
sie in derselben Art und Weise entfernt, wie die PEG1-Lösung. Mache
das gleiche für
PEG3, gebe hinzu und entferne nach 5 bis 30 Minuten (meistens 10
Minuten). Ergänze
wieder mit Protoplastenkulturmedium (10 ml WA-Medium für Salatzichorie,
2 ml AA-Medium für
Endivie oder 2 ml SA-Medium für
Kopfsalat) und kultiviere, wie vorstehend beschrieben. PEG-Fusion
ist ein sehr geeignetes Verfahren zum Fusionieren großer Mengen von
Protoplasten mit einem Ansatz.
-
Elektrofusion von Mesophylprotoplasten
von Salatzichorie/Endivie/Kopfsalat mit Hypotokylprotoplasten von Sonnenblumen
-
Elektrofusion
soll gegenüber
PEG bevorzugt sein, wenn die Protoplasten beider Fusionseltern bspw. ziemlich
unterschiedliche spezifische Massen aufweisen. Dies ist zum Beispiel
der Fall, wenn Cytoplasten (siehe das obige Beispiel 2) verwendet
werden als das Donor-Material; als ein Ergebnis der Abwesenheit
eines Nukleus sind die Zellen vergleichsweise leicht, was dazu führt, daß sie aufschwimmen,
was PEG-Fusion unmöglich
macht. Ein Vorteil besteht darin, daß das Elektrofusionsverfahren
es möglich
macht, mit großer
Genauigkeit und in einer sehr kontrollierten Art und Weise zu arbeiten;
selbst die Fusion von nur 2 Protoplasten ist möglich. Dafür ist ein Elektrofusionsapparat
und eine Fusionskammer erforderlich. Die Verfahrensweise kann wie
folgt sein:
Die Mischung aus Donor- und Akzeptorprotoplasten
wird in einer isotonischen Lösung
(0,5 M Mannitol + 0,2 mM CaCl2) suspendiert
und in die Fusionskammer gegeben.
-
Dann
wird ein elektrisches Feld eines hochfrequenten Wechselstroms (Oszillation
0,3 bis 1,5 Mhz) angelegt, was dazu führt, daß sich die Protoplasten selbst
in Ketten anordnen; Dauer (10 Sekunden bis 10 Minuten). Die pps-Dichte
(104–2 × 106) und die Feldstärke (1 bis 150 V RMS/cm) bestimmen
die Länge
der Ketten und müssen
ständig
optimiert werden. Dann werden die Protoplasten (einem) kurzen, starken
Stromstoß/Stromstößen ausgesetzt,
der/die die Membranen, die in Kontakt miteinander sind, dazu veranlassen kann/können, zu
fusionieren. Die Amplitude des/der Pulse) [40–3000 V/cm) ebenso wie die
Dauer [10 Mikrosekunden – 1
Millisekunde], die Form [Block], die Anzahl [1–10] und das Intervall des/der
Pulse) haben einen Einfluß auf
die Fusionshäufigkeit
und das Überleben
der Zellen. Das AC-Feld wird für
einige Zeit aufrecht erhalten werden, woraufhin die Zellen in pps-Kulturmedium
eingeführt
werden können.
-
Beispiel 4
-
Sortieren von Zellen
-
Es
ist möglich,
die erwünschten
Fusionsprodukte, bevorzugterweise 5 bis 10% der Gesamtanzahl der Protoplasten,
von der Fusionsmischung durch Reinigung direkt nach der Fusion zu
trennen. Es ist unzweifelhaft, daß dies für die Effizienz des Gesamtverfahrens
von Vorteil sein wird. Zu diesem Zweck werden Techniken, die per
se bekannt sind, verwendet werden, wie Mikromanipulation, Durchflußsortierung
oder andere Techniken. Es ist jedoch nicht erforderlich, Zellsortierung
zu verwenden, insbesondere nicht, wenn Inaktivierung [zum Beispiel
Jodacetamid, Bestrahlung und/oder Cytoplasten] verwendet wird. Darüber hinaus
wird sich die Sonnenblume unter den für Salatzichorie, Endivie oder
Kopfsalat beschriebenen Bedingungen nicht regenerieren.
-
Beispiel 5
-
Kultivieren von Salatzichorie-Protoplasten
-
- Plattiere in WA-Medium aus, wobei die Dichte 5 × 103 pps/ml beträgt, 10 ml in einer 9 cm TC-Petrischale.
- Kultiviere bei 25°C
im Dunkeln.
-
Verdünnen mit
WB-Medium muß innerhalb
von 10 Tagen nach Isolierung erfolgen, um ein braun werden und Absterben
der Zellen zu verhindern. Verdünne
1:10 in 9 cm TC-Petrischalen (10 ml pro Schale). Halte die Schalen
wieder bei 25°C,
aber nun bei gedämpftem
Licht (16 Stunden im Licht; etwa 500 Lux/8 Stunden im Dunkeln).
-
Wenn
die Calli einen vernünftigen
Durchmesser aufweisen (von 2 mm), etwa 1–2 Monate nach Protoplastenisolierung,
müssen
sie in Sproßregenerationsmedium überführt werden;
WC-Medium, etwa 50 Calli pro Petrischale (Durchmesser 9 cm) mit
etwa 20 ml Medium. 25°C,
im Licht (16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln).
-
Nach
etwa einem Monat können
Sprossen von den Calli abgeschnitten werden und in Einweggewebekulturbehältnisse
(6 bis 8 pro Schale) mit etwa 75 ml D-Medium für Wurzelentwicklung überführt werden,
in Licht (16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln)
bei 25°C.
-
Kultivieren
von Endivien-Protoplasten
-
- Plattiere in AA-Medium aus, Dichte 104–105 pps/ml, 2 ml in einer 6 cm TC-Petrischale.
- Kultiviere bei 25°C
im Dunkeln.
-
Wenn
eine Teilung erfolgt und wenigstens ein Teil der Protoplasten ein
4-Zell-Stadium erreicht hat, muß Verdünnen mit
WB-Medium, z. B. 1:2, erfolgen. Halte die Schalen wieder bei 25°C, nun aber
bei gedämpften
Licht (16 Stunden im Licht; etwa 500 Lux/8 Stunden im Dunkeln).
-
Wenn
die Calli einen vernünftigen
Durchmesser erreicht haben (von 2 mm), etwa 2–4 Monate nach Protoplastenisolierung,
müssen
sie überführt werden
in Sproßregenerationsmedium;
AC, etwa 50 Calli pro Petrischale (Durchmesser 9 cm) mit etwa 20
ml Medium. 25°C,
im Licht (16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln).
-
Nach
etwa zwei bis vier Monaten können
Sprossen von den Calli abgeschnitten und in Einweggewebekulturgefäße (6 bis
8 pro Schale) mit etwa 75 ml D-Medium für Wurzelentwicklung im Licht
(16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln) bei 25°C überführt werden.
-
Kultivieren
von Kopfsalat-Protoplasten
-
- Plattiere in SA-Medium aus, Dichte 1,5 × 104 pps/ml,
2 ml in einer 6 cm TC-Petrischale.
- Kultiviere bei 25°C
im Dunkeln.
-
Eine
Woche nach pps-Isolierung wird die erste Verdünnung mit SB-Medium erfolgen,
z. B. 1:1, und nachfolgend alle 5 Tage, um ein braun werden und
Absterben der Zellen zu verhindern.
-
Wenn
die Calli einen vernünftigen
Durchmesser erreicht haben (von 2 mm), etwa 1 Monat nach Protoplastenisolierung,
müssen
sie in Sproßregenerationsmedium überführt werden;
SC-Medium, etwa 50 Calli pro Petrischale (Durchmesser 9 cm) mit
etwa 20 ml Medium. 25°C
im Licht (16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln).
-
Nach
etwa 2 Monaten können
Sprossen von den Calli abgeschnitten werden und in Einweggewebekulturgefäße (6–8 pro Schale)
mit etwa 75 ml D-Medium für
Wurzelentwicklung überführt werden,
im Licht (16 Stunden im Licht; etwa 1000 Lux/8 Stunden im Dunkeln)
bei 25°C).
-
Beispiel 6
-
DNA-Analyse
von Mitochondrien und Chloroplasten
-
Gesamt-DNA
wird aus Blattmaterial des Donors, Akzeptors, Fusionsprodukts und
der Nachkommen isoliert mittels eines Dellaporte-Verfahrens (Plant
Molecular Biology reporter, Band 1, Nummer 4 (1983)). Gesamt-DNA
umfaßt
genomische, mitochondriale und Chloroplasten-DNA. Gesamt-DNA wird
in kleinere Fragmente mittels Restriktionsenzymen verdaut. Die verdaute
DNA wird nachfolgend entsprechend der Fragmentgöße mittels Elektrophorese in
einem Agarose-Gel getrennt. Nach der Trennung werden Einzelstrang-DNA-Fragmente
auf eine positiv geladene Membran mittels Vakuum-Blotten überführt, dem
sogenannten "Prinzip
des Southern Blottens" (Journal
Mol. Biol. 98, 503–517
(1975)). Die verschiedenen, Einzelstrang-DNA-Produkte umfassenden
Membranen werden hybridisiert mit:
- – mitochondrialen
DNA-Sequenzen, Codes: pEZMT22 und pEZMTA2;
- – Chloroplasten-DNA-Sequenz,
Code: pEZCP64.
-
Zum
Markieren, Hybridisieren und Nachweisen wird das "ECL direct nucleic
acid labelling and detection system #RPN3001" (Amersham) verwendet.
-
Irgendwelche Änderung
in der mitochondrialen DNA von Regeneranten, die nachgewiesen werden, können einerseits
dem Auftreten spezifischer Umlagerungen während der durchgeführten Fusion-
und Regenerationsprozeduren zugeschrieben werden. Fusionsprodukt
und Nachkommen können
in gleicher Weise, wenigstens teilweise, die mitochondriale Donor-DNA
enthalten. 1 zeigt ein spezifisches
Fusionsprodukt und Nachkommen davon, die mitochondriale DNA enthalten,
was das Ergebnis spezifischer Rekombinationsereignisse zwischen
der mitochondrialen DNA des Donors (Helianthus) und des Akzeptors
(Cichorium) ist.
-
-
1: Hybridisierung mit pEZMTA2, Restriktionsenzym
BgIII. Die Figur zeigt Helianthus (den Donor), Cichorium (den Akzeptor)
und verschiedene Fusionsprodukte (A–J). Die Figur zeigt deutlich,
daß spezifische Helianthus-Banden
in einer Anzahl der Fusionsprodukte (Cichorium-Phänotyp) vorhanden
sind. Infolge der angewandten Verfahrensweisen sind die mitochondrialen
Genome des Donors und des Akzeptors fusioniert.
-
-
2: Hybridisierung mit pEZMT22, Restriktionsenzym
EcoRI. Die Figur zeigt Helianthus (den Donor), Cichorium (den Akzeptor)
und ein CMS-Fusionsprodukt. Die Figur zeigt auch 5 Pflanzen, die
Rückkreuzungen
der Fusionsprodukte (der Mutter) und des Akzeptors/Cichorium (des
Bestäubers)
sind. Vom mitochondrialen DNA-Profil des Fusionsprodukts und den
Nachkommen (Rückkreuzungen)
erscheint es so, daß die
mitochondriale DNA sich geändert
hat. Die solchermaßen
geänderte
mitochondriale DNA wird stabil auf die Nachkommen übertragen.
-
-
3: Hybridisierung mit pEZCP64, Restriktionsenzym
DraI. Die Figur zeigt, daß das
CMS-Fusionsprodukt und seine Nachkommen den Chloroplastentyp des
Akzeptors (Cichorium) enthalten.
Figur
4
-
4: Ploidie-Bestimmung von (CMS)-Sonnenblumen-Salatzichorie-Fusionsprodukten.
Dies erfolgt mittels Relativmessungen der Menge Kern-DNA mittels
Flußcytometrie
(Ulrich & Ulrich,
Protoplasma, 1991, 165: 212–215).
Die Messungen von Salatzichorie und Sonnenblume werden verglichen
mit den Messungen einer Mischung aus Salatzichorie, Sonnenblume
und einem CMS-Salatzichorie-Fusionsprodukt. Dieser Vergleich zeigt
deutlich, daß das
Fusionsprodukt nicht verschieden ist von Salatzichorie, was das
Maß an
Ploidie betrifft.
-
-
5: Eine normale fertile Salatzichorie-Blüte, wobei
die Antheren und gebildeten Pollen klar erkennbar sind
-
-
6: Eine cytoplasmatische pollensterile
Salatzichorie-Biüte,
die deutlich zeigt, daß die
Antheren nicht entwickelt sind und daß keine Pollen gebildet worden
sind, während
der Rest der Pflanze normal ist.
-
-
7: Ein Detail zweier Strahlenblüten von
Salatzichorie (auf der linken Seite zeigend eine normale fertile
Blüte und
auf der rechten Seite eine cytoplasmatisch pollensterile Blüte), wobei
die Antheren und Pollen in der fertilen Blüte vorhanden sind und in der
sterilen Blüte
fehlen.
-
Beispiel 7
-
Kreuzungen
-
Natürlich ist
es erforderlich, Fusionsprodukte zu vermehren und den Genotyp an
die neuesten Erfordernisse wieder mittels herkömmlicher Pflanzenzüchtungsmethoden
zu adaptieren. Der Samen muß zu
diesem Zweck produziert werden. Dies kann in einem großen Maßstab in
Käfigen
unter Verwendung von Bienen oder Fliegen oder ganz spezifisch durch
manuelles Kreuzen erfolgen. In diesem Falle werden Pollen eines
geeigneten Bestäubers
auf die Pistille der Fusionsprodukte (oder deren Nachkommen) gegeben,
woraufhin Samen gebildet werden. Als ein Ergebnis mütterlicher
Vererbung werden alle cytoplasmatisch codierten Eigenschaften, wie
CMS, in allen Nachkommen vorhanden sein. Auf diese Weise ist es
möglich,
sowohl inter-spezifische als auch intra-spezifische Kombinationen
herzustellen. Ein gutes Beispiel für einfaches intra-spezifisches
Kreuzen ist die Kombination von Salatzichorie und Endivie; keine
speziellen Techniken, wie Embryonen-Rettung, sind erforderlich,
um dieses Kreuzen auszuführen. Medien
und Lösungen PPO
(Präplasmolyse-Lösung)
54,64
g/l | Sorbitol |
7,35
g/l | CaCl2·2H2O |
0,59
g/l | MES |
pH
5,8,autoklaviere | (20
Minuten, 115°C) |
Macerationslösung: Löse Enzyme
in WA-Medium
Cellulase
R-10 | 0,0667% |
Driselase | 0,033% |
Macerozyme
R-10 | 0,013% |
Cellulysine | 0,2% |
Macerase | 0,03% |
MES | 0,2
g/l |
2,4D | 0,33
mg/l |
BAP | 0,16
mg/l |
pH
5,6 | filtriere
steril (0,22 μM) |
Waschlösung:
CaCl2·2H2O | 0,2% |
KCl | 2,5% |
MES | 0,06% |
pH | 5,8,
autoklaviere |
Fusionslösung:
Sorbitol | 0,15M |
CaCl2·2H2O | 0,03M |
KCl | 0,075M |
Tris-HCl | 0,05M |
pH | 7,2,
autoklaviere |
PEG1:
PEG
1500 | 40% |
Glucose | 0,3M |
CaCl2·2H2O | 50mM |
Filtersterilisation | (0,22μM) |
PEG2:
PEG
1500 | 13,3% |
Glucose | 0,1
M |
CaCl2·2H2O | 0,067M |
Sorbitol | 0,067M |
Filtersterilisation | (0,22μM) |
PEG3:
PEG
1500 | 6,7% |
Glucose | 0,05M |
CaCl2·2H2O | 0,083M |
Sorbitol | 0,083M |
Filtersterilisation | (0,22μM) |
Verwendete
Abkürzungen:
PEG | Polyethylenglycol |
NAA | α-Naphtalenessigsäure |
2,4D | 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure |
BAP | 6-Benzylaminopurin |
IAA | Indol-3-essigsäure |
IBA | Indol-3-buttersäure |
MES | (2(N-Morpholino)ethansulfonsäure |
FITC | Fluoreszeinisothiocyanat |
FDA | Fluoreszeindiacetat |
TC | Gewebekultur |
-
Zusammensetzung
der Medien (mg/l)