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Die
vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung virusfreier
Wurzelstöcke
von Hopfen (Humulus lupulus L.), die dauerhaft gelagert werden können und
nach dem Einpflanzen Wurzeln und Sprosse bilden.
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Es
sind bisher keine Berichte bekannt, die die erfolgreiche Herstellung
von vegetativem Hopfengewebe mit ruhenden Knospen (im folgenden
als "Hopfenwurzelstöcke" bezeichnet) durch
Züchtung beschreiben.
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Bisher
erfolgte die vegetative Vermehrung von Clonen einer Hopfenpflanze
nach den folgenden Verfahren:
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1. Verfahren unter Verwendung
von Hopfenwurzelstöcken
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Die
im wesentlichen unterirdischen Stämme einer Hopfenpflanze, die
ruhende Knospen tragen, werden im Herbst ausgegraben, gelagert und
dann in einem Kulturbeet oder Pflanzen kulturfeld ausgepflanzt. Da
der Wurzelstock ein vegetatives Gewebe ist, das ruhende Knospen
besitzt, kann es gelagert werden und zeichnet sich dadurch aus,
daß es
nach dem Einpflanzen Wurzeln ausbildet und gut anwächst.
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2. Verfahrung durch Pflanzung von Hopfenstecklingen:
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Die
knospentragenden Stämme,
die im wesentlichen oberirdischen Stämme oder die Zweige einer Hopfenpflanze
werden abgeschnitten, Stecklinge mit mindestens einem oder mit mehreren
Knoten werden zur Wurzelbildung eingepflanzt und die bewurzelten
Stecklinge werden in einem Kulturbeet für ein Jahr kultiviert. Die
derart erzeugten einjährigen Pflanzen
werden in ein Pflanzenkulturfeld umgesetzt.
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3. Zellkulturverfahren:
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Sproßspitzen
einer Hopfenpflanze werden mit Hilfe von Techniken, die eine virusfreie
Vermehrung ermöglichen,
kultiviert und die kultivierten virusfreien Linien werden in vitro
weiter gezüchtet
und vermehrt. Die derart vermehrten Linien werden dann in Töpfe und
in ein Kulturbeet umgesetzt und anschließend in ein Pflanzenkulturfeld,
in der gleichen Weise, wie in dem oben beschriebenen Verfahren durch Pflanzung
von Hopfenstecklingen.
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Es
wurde bereits vielfach über
die Gefahr der Kontamination von Hopfenpflanzen durch verschiedene
Viren während
ihrer Kultivierung berichtet. Bei der vegetativen Vermehrung einer
Hopfenpflanze durch Wurzelstöcke
oder durch Pflanzen von Stecklingen werden die Viren, mit denen
die Ausgangshopfenpflanze kontaminiert ist, zwangsläufig auf
die derart vermehrten Hopfenpflanzen übertragen.
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Zu
derartigen, bisher in Japan bekannten Viren zählen der Apfelmosaik-Virus
(ApMV), HLV ("hop latent
virus", latentes Hopfenvirus),
Hopfenmosaik-Virus (HMV) oder PNRV ("prunus necrotic ring spot virus").
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Werden
virusfreie Hopfenlinien, die durch die Kultur von Stammspitzen erhalten
wurden, aus dem verwendeten Kulturgefäß entnommen und anschließend in
Töpfe oder
in ein Feld gepflanzt, besteht eine hohe Wahrscheinlichkeit, daß die derart
gezüchteten Pflanzen
mit Viren kontaminiert werden durch Überträger wie z. B. Blattläuse, Nematoden
usw. oder durch den Saft, der heruntertropft, wenn die Pflanzen beschnitten
werden. Die Bereitstellung eines isolierten, absolut virusfreien
Feldes, das es erlaubt, die kultivierten virusfreien Hopfenlinien
vor einer Kontaminierung durch Viren zu schützen, erfordert einen hohen
Arbeitsaufwand, ebenso wie die drastische Bekämpfung und Kontrolle von Überträgern und
die regelmäßige Durchführung von
Untersuchungen, um sicherzustellen, daß keine Viren in den Linien
vorhanden sind, und diejenigen zu entfernen, die kontaminiert sind,
falls solche vorhanden sind. Werden Hopfenpflanzen auf internationaler
Ebene transportiert, um neue Varietäten einzuführen oder für einen versuchsweisen Anbau,
müssen
diese unter Quarantänebedingungen
gestellt werden, um zu verhindern, daß Pflanzen importiert werden,
die mit schädlichem Ungeziefer
usw. kontaminiert sind. Viele Länder
haben erst kürzlich
eigene gesetzliche Regelungen zum Import von Hopfenpflanzen erlassen,
gemäß denen
für die
zu importierenden Hopfenpflanzen nachgewiesen werden muß, daß sie frei
sind von Viren der angegebenen Arten.
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Der
Nachweis der gegebenenfalls in Hopfenpflanzen vorhandenen Viren
erfolgt durch ein ELISA-Verfahren. Allerdings ist die Viruskonzentration
in Hopfenpflanzen, die erst kurz zuvor kontaminiert wurden, häufig nur
gering, so daß die
Virusuntersuchung der Pflanzen ein negatives Resultat ergibt. Daher
ist es oft schwierig, nachzuweisen, daß Hopfenpflanzen, die durch
die herkömmlichen
Methoden durch Hopfen- Wurzelstöcke oder
Hopfenstecklinge erzeugt wurden, im wesentlichen virusfrei sind.
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Theoretisch
könnte
dieses Problem gelöst werden,
indem man virusfreie Pflanzen verwendet, die in Kulturgefäßen gezüchtet wurden,
und die durch die Kultivierung von Sproßspitzen erhalten wurden. Die
Verwendung derartiger gezüchteter,
virusfreier Hopfenpflanzen bringt allerdings wiederum andere Probleme
mit sich. Ein Problem besteht darin, daß bestimmte Vorrichtungen erforderlich
sind, wenn die auf internationaler Ebene transportierten Pflanzen oder
die kleinen gezüchteten
Pflanzen in Töpfe
oder in ein Pflanzenkulturfeld gepflanzt werden. Ein weiteres Problem
besteht darin, daß die
kultivierten virusfreien Hopfenpflanzen bei dem internationalen
Transport, der lange Zeiträume
in Anspruch nimmt, einem erheblichen Streß ausgesetzt sind, was dazu
führt, daß die kleinen
Pflanzen, die aus den kultivierten Pflanzen gezüchtet wurden, nicht in der
Lage sind, in Töpfen
oder in einem Pflanzenkulturfeld anzuwachsen.
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In
Bhojwani, S. S. und Razdan, M. K. (Plant Tissue Culture/Developments
in Crop Science 5, Kapitel 14, S. 287–312, 1983, Elsevier Science
Publishers, Amsterdam) wird darüber
berichtet, daß sich die
Apikalmeristemkultur(„meristem-tip
culture")-Technik
zur effizientesten Technik zur Erzeugung vollständig virusfreier Pflanzen entwickelt
hat.
DE 691 16 044
T2 beschreibt ein Verfahren zur Produktion von Kartoffelknollen,
bei dem ein Nährmedium mit
hoher Saccharosekonzentration (5 bis 10%) verwendet wird. Ferner
beschreibt
EP 0 563
423 A1 in Verfahren zur Adaptierung von durch Gewebekultur vermehrten
Pflanzen für
unmittelbares Auspflanzen in das Freiland, das unter anderem das
Züchten
der Pflanzen auf Nährböden mit
einem osmotischen Druck entsprechend einem Saccharosegehalt von 0,2
bis 0,4 M umfasst. Ein in vitro-Verfahren zur Herstellung virusfreier
Hopfenwurzelstöcke
wird jedoch in keiner dieser Druckschriften beschrieben.
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Aufgabe
der vorliegenden Erfindung ist es daher, die Gefahr der Kontaminierung
von kultivierten virusfreien Hopfenlinien durch Viren auszuschließen, und
virusfreie Hopfenwurzelstöcke
zur Verfügung
zu stellen, die dauerhaft gelagert werden können und nach dem Einpflanzen
gut anwachsen und Wurzeln und Sprosse bilden, wodurch die obengenannten
Probleme, mit kultivierten virusfreien Hopfenlinien überwunden
werden können.
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Diese
Aufgabe wird erfindungsgemäß durch die
Merkmale des Anspruch 1 gelöst.
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Vorteilhafte
Ausgestaltungen sind in den Unteransprüchen angegeben.
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Im
Verlauf von langjährigen
Züchtungs-
und Kulturversuchen mit Hopfenpflanzen im Rahmen von Untersuchungen
zur in vitro-Produktion
von Hopfenwurzelstöcken,
insbesondere im Hinblick auf die Wachstumsbedingungen für Hopfenwurzelstöcke, wurde
gefunden, daß es
möglich
ist, virusfreie Hopfenwurzelstöcke
ohne die oben erläuterten
Nachteile herzustellen, indem man eine kultivierte virusfreie Hopfenlinie
zunächst
in einem die Wurzelbildung ermöglichenden
Medium ausreichend Wurzeln ausbilden läßt und anschließend in
einem Medium mit einer hohen Saccharidkonzentration zur Bildung
von Hopfenwurzelstöcken
kultiviert (im folgenden "Hopfenwurzelstock-erzeugendes
Medium" genannt).
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Somit
stellt die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Herstellung von
virusfreien Hopfenwurzelstöcken
zur Verfügung,
bei dem eine kultivierte, virusfreie Hopfenlinie in einem die Wurzelbildung
ermöglichenden
Medium gezüchtet
wird, um sie in dem Medium Wurzeln ausbilden zu lassen, und anschließend in
einem Hopfenwurzelstock-erzeugenden Medium mit hoher Saccharidkonzentration
kultiviert wird, wodurch es in dem Medium zur Bildung von Hopfenwurzelstöcken kommt.
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In
einer bevorzugten Ausführungsform
des erfindungsgemäßen Verfahrens
enthält
das Hopfenwurzelstock-erzeugende Medium ein oder mehrere Saccharid(e)
aus der Gruppe Glucose, Fructose und Saccharose. Enthält das Medium
ein oder mehrere Monosaccharide, vorzugsweise Glucose, so liegt
deren Konzentration vorzugsweise im Bereich von 0,15 bis 1 M. Bei
der Verwendung von Disacchariden liegt deren Konzentration vorzugsweise
im Bereich von 0,1 bis 0,5 M. Vorzugsweise enthält das Hopfenwurzelstock-erzeugende
Medium als Basismedium ein MS-Medium. Die in dem erfindungsgemäßen Verfahren
verwendete virusfreie Hopfenlinie wird vorzugsweise durch Meristemkultur
erhalten.
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Die
in der vorliegenden Erfindung verwendete virusfreie Hopfenlinie
kann erhalten werden durch die Kultivierung von Hopfenpflanzen,
selbst von solchen, die durch Viren kontaminiert wurden, bei ca. 35°C für 10 bis
18 Tage und anschließender
Isolierung von 1 bis 5 cm langen Stammspitzen und deren Kultivierung.
Eine einfachere und genauere Methode zum Erhalt der Linie besteht
jedoch darin, das Gewebe des Vegetationspunktes der Spitzen von
Hopfensprossen zu isolieren und in Meristemkultur zu kultivieren,
um so die gewünschte
kultivierte virusfreie Hopfenlinie zu erhalten.
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Um
sicherzustellen, daß die
derart erzeugte Hopfenlinie frei von Viren ist, wird die Linie auf
das Vorhandensein von Viren mittels eines wie oben beschriebenen
ELISA-Verfahrens untersucht.
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Endständige und
achselständige
Knospen einer Pflanze besitzen stets meristematisches Sproßspitzengewebe,
das als Vegetationspunkt oder Sproßscheitelgewebe bezeichnet
wird. Die Kultur des Vegetationspunktgewebes oder Sproßscheitelgewebes
wird als Meristemkultur bezeichnet.
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Das
Sproßscheitelgewebe
liegt gewöhnlich im
innersten Teil von Knospen und ist weitgehend von Blättern oder
Schuppen umhüllt,
wodurch es von Keimen frei ist. Weiterhin wird beschrieben, daß in dem
Teil dieses Gewebes, der 0,3 mm unterhalb der Spitze liegt, praktisch
keine Viren vorkommen. Es ist daher möglich, ein virusfreies Hopfengewebe
zu erzeugen, indem man diesen Teil des Gewebes isoliert und kultiviert.
Mit Hilfe einer derartigen Meristemkultur ist es nicht nur möglich, Viren
aus dem kultivierten Gewebe zu entfernen, sondern sie ermöglicht es auch,
ein steriles Gewebe, das weder Pilze noch Bakterien enthält, zu erzeugen.
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Im
folgenden wird ein spezielles Beispiel einer Meristemkultur beschrieben.
Ein Teil eines Hopfengewebes, das endständige oder achselständige Knospen
umfaßt,
wird in geeigneter Größe isoliert und
gesammelt. Danach wird Schuppen- und Blattgewebe, das das Sproßscheitelgewebe
bedeckt, an einer sterilen Arbeitsfläche unter einem stereoskopischen
Mikroskop entfernt, um das Sproßscheitelgewebe
freizulegen. Das derart freigelegte Sproßscheitelgewebe wird dann mit
einem sterilen scharfen Schneidegerät, wie z. B. einem Skalpell
oder ähnlichem,
in 0,15 mm bis 0,3 mm dicke Stücke
zerschnitten, und diese Stücke
werden gesammelt.
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Die
Stücke
werden gesammelt, wenn sie sich auf der Spitze des Messers befinden
und werden unmittelbar auf ein Medium übertragen. Bei diesem Medium
kann es sich um ein gängiges
Medium handeln, das in der Regel für Pflanzengewebekultur verwendet
wird, einschließlich
beispielsweise Murashige-Skoog-Medium
(im folgenden als MS-Medium bezeichnet), White-Medium, Linsmaier-Skoog-Medium, Nitsch-Medium
usw. Üblicherweise
wird ein MS-Agarmedium verwendet, dem Phytohormone wie z. B. Auxin,
Cytokinin usw. zugesetzt wurden. Vorzugsweise wird ein Medium verwendet,
das aus einem Basis-MS-Medium besteht, dem 2,0 mg/l Benzyladenin
(BA), 0,2 mg/l Giberellinsäure
(GA3) und 20 g/l Glucose zugesetzt wurden
(pH 5,8; Agargehalt 8 g/l).
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Die
Kultivierung des auf dem Medium plazierten Sproßscheitelgewebes wird bei Raumtemperatur
für ca.
1 Monat durchgeführt,
wodurch ein Sproßscheitelgewebe
soweit heranwächst,
daß es
in ca. 10 Clone geteilt werden kann (d. h. das Gewebe wächst zu
einer kultivierten Linie mit ca. 10 endständigen oder achselständigen Knospen).
Nach einer Kultivierung für
einen weiteren Monat haben sich die aufgeteilten Clone wiederum
derart vermehrt, daß sie in
je ca. 10 Clone aufgeteilt werden können. Die Vermehrungskultur
kann solange fortgesetzt werden, bis die erforderliche Anzahl von
Clonen erreicht ist. Werden beispielsweise 1000 Clone benötigt, muß das Sproßscheitelgewebe
auf dem Medium für
ca. 3 Monate kultiviert werden. Werden 10 000 Clone benötigt, muß es für ca. 4
Monate kultiviert werden.
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Die
derart erhaltenen Gewebe werden mit Hilfe eines ELISA-Tests auf Viren untersucht,
um sicherzustellen, daß sie
virusfrei sind.
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Die
vermehrten Clone werden weiterkultiviert und für einen weiteren Monat gezüchtet. Anschließend werden
sie in Wachstumskultur gebracht.
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Durch
die anschließende
Kultivierung des virusfreien Gewebes in der Wachstumskultur wird
das Wachstum der dominanten apikalen Spitze verstärkt. Insbesondere
wird die frühzeitige
Verzweigungsphase in der kultivierten Linie effizient in eine Phase
der Apikaldominanz überführt. Für diese
Kultur wird vorzugsweise das oben beschriebene MS-Agarmedium verwendet,
dem 0,2 mg/l Indolessigsäure
und 20 g/l Glucose zugesetzt wurden (pH 5,8; Agargehalt 8 g/l).
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Diese
Kultur wird für
ca. 2 Monate bei Raumtemperatur durchgeführt. Nachdem der Übergang zur
Phase der Apikaldominanz in dem derart kultivierten Gewebe sichergestellt
wurde, wird das Gewebe einer Kultivierung zur Wurzelbildung unterzogen.
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Für die Kultivierung
zur Wurzelbildung wird ein MS-Agarmedium verwendet, dem 0,2 mg/l
Indolbuttersäure
und 20 g/l Glucose zugesetzt wurden (pH 5,8, Agargehalt 8 g/l).
Das kultivierte Gewebe wird auf dem Medium plaziert und wiederum
bei Raumtemperatur für
2 Wochen bis zu ca. einem Monat darauf kultiviert, wodurch das Gewebe
ausreichend Wurzeln ausbildet.
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Die
derart kultivierte virusfreie Hopfenlinie (die Wurzeln angesetzt
hat) wird in einem Hopfenwurzelstock-erzeugenden Medium weiter gezüchtet, um
virusfreie Hopfenwurzelstöcke
zu erzeugen. Als Basismedium für
das Hopfenwurzelstock-erzeugende Medium kann jedes der obengenannten
herkömmlichen
Flüssigmedien
zur Pflanzengewebekultur verwendet werden, wie z. B. flüssiges MS-Medium.
Das im Rahmen der vorliegenden Erfindung verwendete Hopfenwurzelstock-erzeugende
Medium enthält
ein oder mehrere Saccharid(e) in hoher Konzentration. Im einzelnen
enthält
es ein oder mehrere Saccharid(e) aus der Gruppe Glucose, Fructose, Saccharose
usw. Die Saccharidkonzentration in dem Medium kann im Bereich von
0,15 bis 1 M, vorzugsweise im Bereich von 0,2 bis 0,4 M liegen,
wenn Monosaccharide, wie z. B. Glucose oder Fructose, verwendet
werden. Wenn Disaccharide, wie z. B. Saccharose, verwendet werden,
kann die Saccharidkonzentration im Bereich von 0,1 bis 0,5 M, vorzugsweise
von 0,1 bis 0,2 M liegen. Liegt die Saccharidkonzentration unterhalb
der angegebenen Bereiche, nimmt die Produktivität des angestrebten Hopfenwurzelstocks
in dem Medium merklich ab, selbst wenn die kultivierte Linie am
Leben bleibt. Liegt die Saccharidkonzentration dagegen oberhalb
der angegebenen Bereiche, wird das Wachstum der kultivierten Linie
verzögert
oder die Linie stirbt ab.
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In
einer bevorzugten Ausführungsform
umfaßt
das Medium flüssiges
MS-Medium mit einem pH-Wert von 5,8, das 0 bis 2,0 mg/l, vorzugsweise 0,1
bis 0,2 mg/l, Indolbuttersäure
und 30 bis 150 g/l, vorzugsweise 40 bis 60 g/l, Glucose enthält.
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Der
pH-Wert des Mediums kann im Bereich von 5,5 bis 6,0, vorzugsweise
im Bereich von 5,7 bis 5,8, liegen.
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Die
Kultivierung wird in einem Kulturgefäß, das eine Größe von ca.
10 × 80
mm bis 30 × 200
mm, vorzugsweise von ca. 15 × 90
mm bis 25 × 120
mm hat, durchgeführt.
Dies ist erforderlich, da in kleineren Kulturgefäßen ein ausreichendes Wachstum
der kultivierten Hopfenlinie nicht möglich ist, und eine unzureichend
gewachsene Linien lediglich kleine Hopfenwurzelstöcke erzeugt,
selbst wenn sie ausgepflanzt wird. Andererseits ist die Produktivität der angestrebten
Hopfenwurzelstöcke
gering, wenn die kultivierte Hopfenlinie in Kulturgefäßen gezüchtet wird,
die größer sind
als oben angegeben.
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Erfindungsgemäß werden
die kultivierten, virusfreien Hopfenlinien auf das Medium in einem
Kulturgefäß übertragen
und darauf bei 20 bis 30°C,
vorzugsweise 25°C,
unter Dauerlicht mit 3 000 bis 25 000 Lux, vorzugsweise 15 000 bis
20 000 Lux, weiter gezüchtet.
Alternativ können
sie auf dem Medium weiter gezüchtet
werden bei 20 bis 30°C,
vorzugsweise 25°C,
unter Licht mit 3 000 bis 25 000 Lux für die ersten 14 bis 20 Stunden
und anschließend
bei 10 bis 20°C,
vorzugsweise 15°C,
im Dunkeln für
die nächsten
4 bis 10 Stunden. Unter diesen Bedingungen werden die Linien für 1 bis
3 Monate kultiviert, wobei im letzteren Fall der Hell-Dunkel-Rhythmus wiederholt
wird. Die kultivierten virusfreien Hopfenlinien sollten auf das
Medium übertragen
werden, nachdem das Medium zur Wurzelbildung vollkommen von den
Linien entfernt wurde.
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Nach
einer derartigen Kultivierung für
ca. 1 Monat zeigen die Linien ein Dickenwachstum überall oberhalb
der Basis des Hauptstammes. Nach ca. 2 Monaten bilden fast alle
kultivierten Linien Wurzelstöcke.
Zu diesem Zeitpunkt beginnen die Stammspitzen und Blätter der
kultivierten Linien abzusterben, wohingegen die derart erzeugten
Wurzelstöcke
weiterhin an Umfang zunehmen. Nach ca. 3 Monaten kann kein weiteres
Wachstum der ruhenden Sämlinge
festgestellt werden und die Kultur wird beendet.
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70%
bis 100% der Linien, die nach dem oben beschriebenen Kulturverfahren
kultiviert werden, bilden verdickte Wurzelstöcke überall oberhalb der Basis des
Hauptstammes.
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Die
Beispiele erläutern
die Erfindung.
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Beispiel 1
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Das
Meristem (Vegetationspunktgewebe) von Stammspitzen einer Hopfenpflanze
wurde in Form von 0,2 mm dicken Stücken isoliert und auf einem
Medium plaziert, das ein Basis-MS-Medium umfaßte und sich in einem 17 × 105 mm
großen
Kulturgefäß befand.
Das Medium hatte folgende Zusammensetzung: 370 mg/l MgSO4·7H2O, 440 mg/l CaCl2·2H2O, 1900 mg/l KNO3,
1650 mg/l NH4NO3, 170
mg/l KH2PO4, 27,8
mg/l FeSO4·7H2O,
37,3 mg/l Na2-EDTA, 22,3 mg/l MnSO4·4H2O, 8,6 mg/l ZnSO4·7H2O, 0,025 mg/l CuSO4·5H2O, 0,025 mg/l CoCl2·6H2O, 0,83 mg/l KI, 6,2 mg/l H3BO3, 0,25 mg/l Na2MoO4·2H2O, 100 mg/l Myoinosit, 0,5 mg/l Nicotinsäure, 0,5
mg/l Pyridoxinhydrochlorid, 0,1 bis 1 mg/l Thiaminhydrochlorid und
2 mg/l Glycin. Diesem Medium wurden ferner 2,0 mg/l Benzyladenin,
0,2 mg/l Giberellin säure
und 20 g/l Glucose zugesetzt. Das Medium besaß einen pH-Wert von 5,8 und
einen Agargehalt von 8 g/l. Auf diesem Medium wurden die Stammspitzen
in Form einer Meristemkultur unter Licht/Dunkel-Rhythmus für ca. 3
Monate kultiviert. Ein Kulturzyklus bestand jeweils darin, daß die Spitzen
bei 25°C
für 16
Stunden im Licht (bei 5 000 bis 20 000 Lux) und anschließend für 8 Stunden
im Dunkeln kultiviert wurden. Während
der Kultivierung wurde durch ELISA-Tests sichergestellt, daß die kultivierten
Linien frei von Viren sind. Die derart kultivierten virusfreien
Hopfenlinien wurden jeweils zweimal geteilt, umgesetzt und sub-kultiviert,
wodurch 100 virusfreie Hopfenclone erzeugt wurden. Diese wurden zum
weiteren Wachstum für
einen weiteren Monat kultiviert.
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Anschließend wurden
diese 100 virusfreien Hopfenclone auf einem Medium plaziert, das
aus dem oben beschriebenen Basis-MS-Medium
bestand, dem 0,2 mg/l Indolessigsäure und 20 g/l Glucose zugesetzt
worden waren. Dieses Medium hatte einen pH-Wert von 5,8 und einen
Agargehalt von 8 g/l. Die virusfreien Hopfenclone wurden daraufhin
bei Raumtemperatur für
ca. 2 Monate gezüchtet,
wodurch das Wachstum des dominanten Apikalmeristems verstärkt wurde.
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Die
derart gezüchteten
100 Clone wurden auf einem Medium plaziert, das das Basis-MS-Medium
umfaßte,
dem 0,2 mg/l Indolbuttersäure
und 20 g/l Glucose zugesetzt worden waren. Dieses Medium hatte einen
pH-Wert von 5,8 und einen Agargehalt von 8 g/l. Die Clone wurden
auf dem Medium bei Raumtemperatur für 2 Wochen bis zu ca. 1 Monat weiterkultiviert,
wobei sie ausreichend Wurzeln ausbildeten.
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Anschließend wurde
das an den Wurzeln und anderen Teilen der bewurzelten virusfreien
Hopfenclone haftende Medium unter sterilen Bedingungen vorsichtig
entfernt. Diese 100 Clone wurden im nächsten Schritt dazu verwendet,
um virusfreie Hopfenwurzelstöcke
zu erzeugen. Dazu wurden die virusfreien Clone in Kulturgefäße (Größe: 17 × 105 mm) überführt, die jeweils
4 ml eines Flüssigmediums
(pH 5,8) enthielten, das aus dem Basis-MS-Medium bestand, dem 0,2
mg/l Indolessigsäure
und 40 g/l Glucose zugesetzt worden waren. In diesen Gefäßen wurden
die Clone unter Licht/Dunkel-Rhythmus kultiviert. Ein Kulturzyklus
umfaßte
dabei die Kultivierung bei 25°C
im Licht für
16 Stunden (bei 5 000 bis 20 000 Lux) und anschließend bei
15°C im
Dunkeln für
8 Stunden.
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Nach
einer derartigen Kultivierung für
1 Monat setzte bei den Clonen ein Dickenwachstum überall oberhalb
der Basis des Hauptstammes ein. Nach ca. 2 Monaten hatten 82 der
100 Clone (82%) Wurzelstöcke
gebildet. Zu diesem Zeitpunkt begannen die Stammspitzen und Blätter der
kultivierten Clone abzusterben, wohingegen die gebildeten Wurzelstöcke weiter
an Umfang zunahmen. Nach ca. 3 Monaten konnte kein weiteres signifikantes
Wachstum der Wurzelstöcke
beobachtet werden, und die Kultivierung wurde beendet. Die derart
produzierten Wurzelstöcke
wurden gesammelt. Das Frischgewicht der erzeugten Wurzelstöcke betrug
im Durchschnitt 0,26 g (der kleinste wog 0,14 und der größte 0,42
g).
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Beispiel 2
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Das
gleiche wie in Beispiel 1 beschriebene Verfahren wurde wiederholt,
mit dem Unterschied, daß die
Sproßscheitelkultur
in Kulturgefäßen mit
einer Größe von 25 × 120 mm
und die Kultivierung zur Erzeugung von Hopfenwurzelstöcken ebenfalls
in Kulturgefäßen mit
einer Größe von 25 × 120 mm durchgeführt wurde.
Als Folge davon bildeten 79% der kultivierten Clone innerhalb von
3 Monaten Hopfenwurzelstöcke,
und das Frischgewicht der Hopfenwurzelstöcke betrug im Durchschnitt
0,51 g.
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Beispiel 3
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Das
gleiche wie in Beispiel 1 beschriebene Verfahren, wurde wiederholt,
mit der Ausnahme, daß die
Sproßscheitelkultur
in Kulturgefäßen mit
einer Größe von 30 × 200 mm
und die Kultur zur Erzeugung von Hopfenwurzelstöcken ebenfalls in Kulturgefäßen mit
einer Größe von 30 × 200 mm
durchgeführt
wurde. Als Folge davon bildeten 26,7% der kultivierten Clone innerhalb
von 3 Monaten Hopfenwurzelstöcke,
und das Frischgewicht der derart gebildeten Hopfenwurzelstöcke betrug
im Durchschnitt 0,79 g.
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Vorstehend
wurde die vorliegende Erfindung detailliert beschrieben, insbesondere
im Hinblick auf ihre bevorzugten Ausführungsformen. Bei virusfreien Hopfenwurzelstöcken, die
in Anbaufeldern gesammelt werden, besteht eine gewisse Wahrscheinlichkeit,
daß sie
wieder mit Viren kontaminiert werden durch Überträger oder während ihrer Kultivierung. Virusfreie
Hopfenwurzelstöcke,
die unter sterilen Bedingungen gemäß der vorliegenden Erfindung
hergestellt werden, sind dagegen geschützt vor der Kontamination durch
Viren, pathogene Schädlinge
oder Parasiten und sind somit hochgradig sicher. Ferner können diese
Wurzelstöcke
gut gelagert werden und bilden Wurzeln und Sprosse, wenn sie eingepflanzt werden.