DE10137815A1

DE10137815A1 - Verfahren zur Herstellung eines marker-freien mutierten Zielorganismus sowie dafür geeignete Plasmidvektoren

Info

Publication number: DE10137815A1
Application number: DE10137815A
Authority: DE
Inventors: Markus Pompejus; Corinna Klopprogge; Oskar Zelder; Wolfgang Liebl
Original assignee: BASF SE
Current assignee: BASF SE
Priority date: 2001-08-06
Filing date: 2001-08-06
Publication date: 2003-02-27
Also published as: WO2003014362A3; KR20040020080A; WO2003014362A2; CA2456222A1; EP1417317A2; JP2004538003A; US20040171160A1

Abstract

Die Erfindung betrifft einen Plasmidvektor, der in einem Zielorganismus nicht repliziert, enthaltend folgende Komponenten: DOLLAR A a) einen Replikationsursprung (origin of replication) für einen Wirtsorganismus, der nicht mit dem Zielorganismus identisch ist, DOLLAR A b) mindestens einen genetischen Marker, DOLLAR A c) optional einen Sequenzabschnitt, der den Transfer von DNA durch Konjugation ermöglicht (mob-Sequenz), DOLLAR A d) einen Sequenzabschnitt, der homolog zu Sequenzen des Zielorganismus ist und im Zielorganismus homologe Rekombination ermöglicht, DOLLAR A e) einem Gen für eine Galaktose Kinase unter der Kontrolle eines Promotors.

Description

Die Erfindung betrifft ein neues Verfahren zur Veränderung des Genoms von gram-positiven Bakterien, diese Bakterien und neue Vektoren. Insbesondere betrifft die Erfindung ein Verfahren zur Veränderung von Corynebakterien oder Brevibakterien mit Hilfe eines neuen, in den Bakterien konditional negativ dominant wirkenden Markergens.
Corynebacterium glutamicum ist ein gram-positives, aerobes Bakterium, das (wie auch andere Corynebakterien, d. h. Corynebacterium und Brevibacterium-Arten) in der Industrie für die Produktion einer Reihe von Feinchemikalien und auch zum Abbau von Kohlenwasserstoffen und zur Oxidation von Terpenoiden verwendet wird (zur Übersicht siehe z. B. Liebl (1992): "The Genus Corynebacterium", in: The Procaryotes, Volume II, Balows, A. et al., eds. Springer).
Aufgrund der Verfügbarkeit von Klonierungsvektoren zur Verwendung in Corynebakterien und Techniken zur genetischen Manipulation von C. glutamicum und verwandten Corynebacterium und Brevibacterium- Arten (siehe z. B. Yoshihama et al.: "J. Bacteriol.", 162 (1985), 591-597; Katsumata et al.: "J. Bacteriol.", 159 (1984), 306-311, und Santamaria et al.: "J. Gen. Microbiol.", 130 (1984), 2237-2246) ist es möglich, diese Organismen genetisch zu verändern (beispielsweise durch Überexpression von Genen), um sie beispielsweise als Produzenten von einer oder mehreren Feinchemikalien besser und effizienter zu machen.
Die Verwendung von Plasmiden, die in Corynebakterien replizieren können, ist dabei eine gut etablierte Technik, die dem Fachmann bekannt ist, breit angewendet wird und mehrfach in der Literatur dokumentiert ist (siehe z. B. Deb, J. K et al. (1999): "FEMS Microbiol. Lett.", 175, 11-20).
Es ist ebenfalls möglich, Corynebakterien dadurch genetisch zu verändern, dass die DNA-Sequenz des Genoms modifiziert wird. Es können DNA-Sequenzen in das Genom eingebracht werden (neu eingebracht und/oder vorhandene Sequenzen in weiteren Kopien eingebracht werden); es können auch DNA-Sequenzabschnitte aus dem Genom entfernt werden (z. B. Gene oder Teile von Genen); es können aber auch Sequenzaustausche (z. B. Basenaustausche) im Genom durchgeführt werden.
Die Veränderung des Genoms kann dadurch erreicht werden, dass DNA in die Zelle eingebracht wird, die vorzugsweise nicht in der Zelle repliziert und dass diese eingebrachte DNA mit genomischer Wirts-DNA rekombiniert und so die genomische DNA verändert. Diese Vorgehensweise ist beispielsweise beschrieben in von der Rest, M. E. et al. (1999): "Appl. Microbiol. Biotechnol.", 52, 541-545 und Referenzen darin.
Es ist vorteilhaft, den verwendeten Transformationsmarker (wie z. B. ein Antibiotikaresistenzgen) wieder entfernen zu können, da dieser Marker dann bei weiteren Transformationsexperimenten wieder verwendet werden kann. Eine Möglichkeit, dies durchzuführen, ist der Einsatz eines konditional negativ dominant wirkenden Markergens.
Unter einem konditional negativ dominant wirkenden Markergen ist ein Gen zu verstehen, dass unter bestimmten Bedingungen nachteilig (z. B. toxisch) für den Wirt ist, unter anderen Bedingungen aber keine negativen Auswirkungen auf den das Gen tragenden Wirt hat. Ein Literatur-bekanntes Beispiel ist das URA3-Gen aus Hefen oder Pilzen, ein essentielles Gen der Pyrimidinbiosynthese, das jedoch für den Wirt nachteilig ist, wenn im Medium die Chemikalie 5-Fluoro-Orotsäure vorliegt (siehe beispielsweise DE 198 01 120, Rothstein, R. (1991): "Methods in Enzymology", 194, 281-301).
Die Verwendung eines konditional negativ dominant wirkenden Markergens zur Entfernung von DNA-Sequenzen (beispielsweise der verwendeten Transformationsmarker und/oder von Vektorsequenzen und anderer Sequenzabschnitte), auch "pop-out" genannt, ist beispielsweise beschrieben in Schäfer et al. (1994): "Gene", 14, 69-73 oder in Rothstein, R. (1991): "Methods in Enzymology", 194, 281-301.
Galaktose-Kinasen (E.C.2.7.1.6, auch Galaktokinasen genannt) katalysieren die Phosphorylierung von Galaktose zu Galaktose- Phosphat. Es sind zahlreiche Galaktose-Kinasen aus unterschiedlichen Organismen bekannt; so kodieren beispielsweise das galK- Gen aus Escherichia coli (beschrieben in Debouck et al. (1985): "Nucleic Acids Res.", 13, 1841-1853), das galK-Gen aus Bacillus subtilis (Glaser et al. (1993): "Mol. Microbiol.", 10, 371-384) oder das GAL1-Gen aus Saccharomyces cerevisiae (Citron & Donelson (1984): "J. Bacteriol.", 158, 269-278) jeweils für eine Galaktose- Kinase.
Es wurde nun überraschenderweise gefunden, dass sich Gene für Galaktose-Kinasen gut für den Einsatz als konditional dominant negativ wirkende Markergene in gram-positiven Bakterien, bevorzugt Corynebakterien, eignen. Gene für Galaktose-Kinasen verursachen bei Corynebakterien Sensitivität gegen Galaktose im Nährmedium (typischerweise in einem Konzentrationsbereich von 0,1 bis 4% Galaktose im Medium).
Gegenstand der Erfindung ist ein Plasmidvektor, der in einem Zielorganismus nicht repliziert, enthaltend folgende Komponenten:

a) einen Replikationsursprung (origin of replication) für einen Wirtsorganismus, der nicht mit dem Zielorganismus identisch ist,
b) mindestens einen genetischen Marker,
c) optional einen Sequenzabschnitt, der den Transfer von DNA durch Konjugation ermöglicht (mob-Sequenz),
d) einen Sequenzabschnitt, der homolog zu Sequenzen des Zielorganismus ist und im Zielorganismus homologe Rekombination ermöglicht,
e) einem Gen für eine Galaktose-Kinase unter der Kontrolle eines Promotors.

Unter Zielorganismus ist der Organismus zu verstehen, der genetisch durch die erfindungsgemäßen Verfahren und Plasmidvektoren modifiziert werden soll. Dies sind bevorzugt grampositive Bakterien, insbesondere Bakterien-Stämme aus der Gattung Brevibacterium oder Corynebacterium.
Der Promotor d) ist bevorzugt heterolog zu dem verwendeten Galaktose-Kinase-Gen. Besonders geeignete Promotoren sind solche aus E. coli oder C. glutamicum. Ein besonders bevorzugter Promotor ist der tac-Promotor.
Der Wirtsorganismus, in dem der Replikationsursprung a) funktionell aktiv ist, dient im wesentlichen der Konstruktion und Vermehrung des erfindungsgemäßen Plasmidvektors. Als Wirtsorganismus können alle gängigen Mikroorganismen verwendet werden, die sich gentechnisch gut manipulieren lassen. Bevorzugte Wirtsorganismen sind gram-negative Bakterien, wie Escherichia coli oder Hefen, beispielsweise Saccharomyces cerevisiae. Der Wirtsorganismus muss vom Zielorganismus genetisch verschieden sein, da im Zielorganismus eine Replikation des Plasmidvektors nicht stattfinden soll, während dies im Wirtsorganismus durch die Verwendung des Replikationsursprungs a) gewünscht ist.
Bevorzugt werden solche Sequenzen im Zielorganismus ausgetauscht, die an einer Erhöhung der Produktion von Feinchemikalien beteiligt sind. Beispiele für solche Gene sind in WO 01/0842, 843 & 844, WO 01/0804 & 805, WO 01/2583 angegeben.
Beispiele für derartige Veränderungen sind genomische Integrationen von Nukleinsäuremolekülen (beispielsweise komplette Gene), Disruptionen (beispielsweise Deletionen oder integrative Disruptionen) und Sequenzveränderungen (beispielsweise einfache oder mehrfache Punktmutationen, komplette Gen-Austauscher). Bevorzugte Disruptionen sind solche die zu einer Reduzierung von Nebenprodukten des gewünschten Fermentationsproduktes führen; bevorzugte Integrationen sind solche, die einen gewünschten Metabolismus zu einem Fermentationsprodukt verstärken und/oder "Flaschenhälse" abmindern oder aufheben (de-bottlenecking). Bei Sequenzveränderungen sind entsprechende, metabolische Anpassungen bevorzugt. Bei dem Fermentationsprodukt handelt es sich bevorzugt um eine Feinchemikalie.
Der Transfer von DNA in den Zielorganismus kann durch dem Fachmann übliche Methoden, bevorzugt durch Konjugation oder Elektroporation, erfolgen.
DNA, die durch Konjugation in den Zielorganismus transferiert werden soll, enthält spezielle Sequenzabschnitte (im folgenden mob-Sequenzen genannt), die dies ermöglichen. Solche mob- Sequenzen und ihre Verwendung zur Konjugation sind beispielsweise beschrieben in Schäfer, A. et al. (1991): "J. Bacteriol.", 172, 1663-1666.
Unter genetischer Marker wird eine selektionierbare Eigenschaft verstanden, die durch ein Gen vermittelt wird. Dies sind bevorzugt Gene, deren Expression Resistenz gegen Antibiotika, insbesondere eine Resistenz gegen Kanamycin, Chloramphenicol, Tetrazyklin oder Ampicillin, bewirkt.
Unter Galaktose-haltigem Medium wird insbesondere ein Medium mit mindestens 0,1% und höchstens 10% (Gew.) Galaktose verstanden.
Unter Corynebakterien im Sinne der Erfindung werden alle Corynebacterium-Arten, Brevibacterium-Arten und Mycobacterium-Arten verstanden. Bevorzugt sind Corynebacterium-Arten und Brevibacterium-Arten.
Als Beispiele für Corynebacterium-Arten und Brevibacterium- Arten seien genannt: Brevibacterium brevis, Brevibacterium lactofermentum, Corynebacterium ammoniagenes, Corynebacterium glutamicum, Corynebacterium diphtheriae, Corynebacterium lactofermentum.
Beispiele für Mycobacterium-Arten sind: Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium leprae, Mycobacterium bovis, Mycobacterium smegmatis.
Besonders bevorzugt als Zielorganismen sind die in der folgenden Tabelle angegebenen Stämme: Tabelle Corynebacterium- und Brevibacterium-Stämme
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung eines marker-freien, mutierten Zielorganismus, umfassend folgende Schritte:

a) Transfer eines Plasmidvektors nach einem der Ansprüche 1 bis 10 in einen Zielorganismus,
b) Selektion von Zielorganismus-Klonen, bei denen mindestens ein durch den Plasmidvektor eingebrachter, genetischer Marker vorhanden ist,
c) Selektion der unter Schritt b) erhaltenen Zielorganismus- Klone durch Kultivierung in einem Galaktose-haltigen Medium auf Vorhandensein von Galaktose-Sensitivität.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung sind die mit diesem Verfahren hergestellten, mutagenisierten, gram-positiven Bakterien (Mutanten), insbesondere die mutagenisierten Corynebacterien.
Die so erzeugten Mutanten können dann zur Herstellung von Feinchemikalien verwendet werden oder auch beispielsweise im Fall von C. diphtheriae für die Herstellung z. B. von Impfstoffen mit abgeschwächten oder nicht-pathogenen Erregern.
Unter Feinchemikalien werden verstanden: organische Säuren, sowohl proteinogene als auch nicht-proteinogene Aminosäuren, Nukleotide und Nukleoside, Lipide und Fettsäuren, Diole, Kohlehydrate, aromatische Verbindungen, Vitamine und Cofaktoren sowie Enzyme.
Der Begriff "Feinchemikalie" ist im Fachgebiet bekannt und beinhaltet Moleküle, die von einem Organismus produziert werden und in verschiedenen Industriezweigen Anwendungen finden, wie beispielsweise, jedoch nicht beschränkt auf die pharmazeutische Industrie, die Landwirtschafts- und Kosmetik-Industrie. Diese Verbindungen umfassen organische Säuren, wie Weinsäure, Itaconsäure und Diaminopimelinsäure, sowohl proteinogene als auch nicht-proteinogene Aminosäuren, Purin- und Pyrimidinbasen, Nukleoside und Nukleotide (wie beispielsweise beschrieben in Kuninaka, A. (1996): "Nucleotides and related compounds", S. 561-612, in Biotechnology, Bd. 6, Rehm et al., Hrsg. VCH: Weinheim und den darin enthaltenen Zitaten), Lipide, gesättigte und ungesättigte Fettsäuren (beispielsweise Arachidonsäure), Diole (beispielsweise Propandiol und Butandiol), Kohlenhydrate (beispielsweise Hyaluronsäure und Trehalose), aromatische Verbindungen (beispielsweise aromatische Amine, Vanillin und Indigo), Vitamine und Cofaktoren (wie beschrieben in Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A27, "Vitamins", S. 443-613 (1996) VCH: Weinheim und den darin enthaltenen Zitaten; und Ong, A. S., Niki, E. und Packer, L. (1995) "Nutrition, Lipids, Health and Disease" Proceedings of the UNESCO/Confederation of Scientific and Technological Associations in Malaysia and the Society for Free Radical Research - Asien, abgehalten am 1.-3. Sept. 1994 in Penang, Malysia, AOCS Press (1995)), Enzyme Polyketide (Cane et al. (1998): "Science", 282: 63-68), und sämtliche anderen von Gutcho (1983) in Chemicals by Fermentation, Noyes Data Corporation, ISBN: 0818805086 und den darin angegebenen Literaturstellen, beschriebenen Chemikalien. Der Metabolismus und die Verwendungen bestimmter Feinchemikalien sind nachstehend weiter erläutert.

A. Aminosäure-Metabolismus und Verwendungen

Die Aminosäuren umfassen die grundlegenden Struktureinheiten sämtlicher Proteine und sind somit für die normalen Zellfunktionen essentiell. Der Begriff "Aminosäure" ist im Fachgebiet bekannt. Die proteinogenen Aminosäuren, von denen es 20 Arten gibt, dienen als Struktureinheiten für Proteine, in denen sie über Peptidbindungen miteinander verknüpft sind, wohingegen die nicht-proteinogenen Aminosäuren (von denen Hunderte bekannt sind) gewöhnlich nicht in Proteinen vorkommen (siehe Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A2, S. 57-97 VCH: Weinheim (1985)). Die Aminosäuren können in der D- oder L-Konfiguration vorliegen, obwohl L-Aminosäuren gewöhnlich der einzige Typ sind, den man in natürlich vorkommenden Proteinen vorfindet. Biosynthese- und Abbauwege von jeder der 20 proteinogenen Aminosäuren sind sowohl bei prokaryotischen als auch eukaryotischen Zellen gut charakterisiert (siehe beispielsweise Stryer: "L. Biochemistry", 3. Auflage, S. 578-590 (1988)). Die "essentiellen" Aminosäuren (Histidin, Isoleucin, Leucin, Lysin, Methionin, Phenylalanin, Threonin, Tryptophan und Valin), so bezeichnet, da sie aufgrund der Komplexität ihrer Biosynthesen mit der Ernährung aufgenommen werden müssen, werden durch einfache Biosyntheseswege in die übrigen 11 "nichtessentiellen" Aminosäuren (Alanin, Arginin, Asparagin, Aspartat, Cystein, Glutamat, Glutamin, Glycin, Prolin, Serin und Tyrosin) umgewandelt. Höhere Tiere besitzen die Fähigkeit, einige dieser Aminosäuren zu synthetisieren; jedoch müssen die essentiellen Aminosäuren mit der Nahrung aufgenommen werden, damit eine normale Proteinsynthese stattfindet.
Abgesehen von ihrer Funktion bei der Proteinbiosynthese sind diese Aminosäuren interessante Chemikalien an sich, und man hat entdeckt, dass viele bei verschiedenen Anwendungen in der Nahrungsmittel-, Futter-, Chemie-, Kosmetik-, Landwirtschafts- und pharmazeutischen Industrie zum Einsatz kommen. Lysin ist nicht nur für die Ernährung des Menschen eine wichtige Aminosäure, sondern auch für monogastrische Tiere, wie Geflügel und Schweine. Glutamat wird am häufigsten als Geschmacksadditiv (Mononatriumglutamat, MSG) sowie weithin in der Nahrungsmittelindustrie verwendet, wie auch Aspartat, Phenylalanin, Glycin und Cystein. Glycin, L-Methionin und Tryptophan werden sämtlich in der pharmazeutischen Industrie verwendet. Glutamin, Valin, Leucin, Isoleucin, Histidin, Arginin, Prolin, Serin und Alanin werden in der pharmazeutischen Industrie und der Kosmetikindustrie verwendet. Threonin, Tryptophan und D-/L-Methionin sind weitverbreitete Futtermittelzusätze (Leuchtenberger, W. (1996): "Amino acids- technical production and use", S. 466-502 in Rehm et al., (Hrsg.) Biotechnology Bd. 6, Kapitel 14a, VCH: Weinheim). Man hat entdeckt, dass sich diese Aminosäuren außerdem als Vorstufen für die Synthese von synthetischen Aminosäuren und Proteinen, wie N-Acetylcystein, S-Carboxymethyl-L-cystein, (S)-5-Hydroxytryptophan und anderen, in Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A2, S. 57-97, VCH, Weinheim, 1985 beschriebenen Substanzen eignen.
Die Biosynthese dieser natürlichen Aminosäuren in Organismen, die sie produzieren können, beispielsweise Bakterien, ist gut charakterisiert worden (für einen Überblick der bakteriellen Aminosäure-Biosynthese und ihrer Regulation, s. Umbarger, H. E. (1978): "Ann. Rev. Biochem.", 47: 533-606). Glutamat wird durch reduktive Aminierung von ?-Ketoglutarat, einem Zwischenprodukt im Citronensäure-Zyklus, synthetisiert. Glutamin, Prolin und Arginin werden jeweils nacheinander aus Glutamat erzeugt. Die Biosynthese von Serin erfolgt in einem Dreischritt-Verfahren und beginnt mit 3-Phosphoglycerat (einem Zwischenprodukt bei der Glykolyse) und ergibt nach Oxidations-, Transaminierungs- und Hydrolyseschritten diese Aminosäure. Cystein und Glycin werden jeweils aus Serin produziert, und zwar die erstere durch Kondensation von Homocystein mit Serin, und die letztere durch Übertragung des Seitenketten-?-Kohlenstoffatoms auf Tetrahydrofolat, in einer durch Serintranshydroxymethylase katalysierten Reaktion. Phenylalanin und Tyrosin werden aus den Vorstufen des Glycolyse- und Pentosephosphatweges, Erythrose-4-phosphat und Phosphoenolpyruvat in einem 9-Schritt-Biosyntheseweg synthetisiert, der sich nur in den letzten beiden Schritten nach der Synthese von Prephenat unterscheidet. Tryptophan wird ebenfalls aus diesen beiden Ausgangsmolekülen produziert; jedoch erfolgt dessen Synthese in einem 11-Schritt-Weg. Tyrosin lässt sich in einer durch Phenylalaninhydroxylase katalysierten Reaktion auch aus Phenylalanin herstellen. Alanin, Valin und Leucin sind jeweils Biosyntheseprodukte aus Pyruvat, dem Endprodukt der Glykolyse. Aspartat wird aus Oxalacetat, einem Zwischenprodukt des Citratzyklus, gebildet. Asparagin, Methionin, Threonin und Lysin werden jeweils durch Umwandlung von Aspartat produziert. Isoleucin wird aus Threonin gebildet. In einem komplexen 9-Schritt-Weg erfolgt die Bildung von Histidin aus 5-Phosphoribosyl-1-pyrophosphat, einem aktivierten Zucker.
Aminosäuren, deren Menge den Proteinbiosynthesebedarf der Zelle übersteigt, können nicht gespeichert werden und werden stattdessen abgebaut, so dass Zwischenprodukte für die Haupt- Stoffwechselwege der Zelle bereitgestellt werden (für einen Überblick siehe Stryer, L.: "Biochemistry", 3. Aufl., Kap. 21 "Amino Acid Degradation and the Urea Cycle"; S 495-516 (1988)). Die Zelle ist zwar in der Lage, ungewünschte Aminosäuren in nützliche Stoffwechsel-Zwischenprodukte umzuwandeln; jedoch ist die Aminosäureproduktion hinsichtlich der Energie, der Vorstufenmoleküle und der für ihre Synthese nötigen Enzyme aufwendig. Es überrascht daher nicht, dass die Aminosäure-Biosynthese durch Feedback-Hemmung reguliert wird, wobei das Vorliegen einer bestimmten Aminosäure ihre eigene Produktion verlangsamt oder ganz beendet (für einen Überblick über den Rückkopplungs-Mechanismus bei Aminosäure- Biosynthesewegen, siehe Stryer, L.: "Biochemistry", 3. Aufl., Kap. 24, "Biosynthesis of Amino Acids and Heme", S. 575-600 (1988)). Der Ausstoß einer bestimmten Aminosäure wird daher durch die Menge dieser Aminosäure in der Zelle eingeschränkt.

B. Vitamine, Cofaktoren und Nutrazeutika-Metabolismus sowie Verwendungen

Vitamine, Cofaktoren und Nutrazeutika umfassen eine weitere Gruppe von Molekülen. Höhere Tiere haben die Fähigkeit verloren, diese zu synthetisieren und müssen sie somit aufnehmen, obwohl sie leicht durch andere Organismen, wie Bakterien, synthetisiert werden. Diese Moleküle sind entweder biologisch aktive Moleküle an sich oder Vorstufen von biologisch aktiven Substanzen, die als Elektronenträger oder Zwischenprodukte bei einer Reihe von Stoffwechselwegen dienen. Diese Verbindungen haben neben ihrem Nährwert auch einen signifikanten, industriellen Wert als Farbstoffe, Antioxidantien und Katalysatoren oder andere Verarbeitungs- Hilfsstoffe (für einen Überblick über die Struktur, Aktivität und die industriellen Anwendungen dieser Verbindungen siehe beispielsweise Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, "Vitamins", Bd. A27, S. 443-613, VCH: Weinheim, 1996). Der Begriff "Vitamin" ist im Fachgebiet bekannt und umfasst Nährstoffe, die von einem Organismus für eine normale Funktion benötigt werden, jedoch nicht von diesem Organismus selbst synthetisiert werden können. Die Gruppe der Vitamine kann Cofaktoren und nutrazeutische Verbindungen umfassen. Der Begriff "Cofaktor" umfasst nicht- proteinartige Verbindungen, die für das Auftreten einer normalen Enzymaktivität nötig sind. Diese Verbindungen können organisch oder anorganisch sein; die erfindungsgemäßen Cofaktor-Moleküle sind vorzugsweise organisch. Der Begriff "Nutrazeutikum" umfasst Nahrungsmittelzusätze, die bei Pflanzen und Tieren, insbesondere dem Menschen, gesundheitsfördernd sind. Beispiele solcher Moleküle sind Vitamine, Antioxidantien und ebenfalls bestimmte Lipide (z. B. mehrfach ungesättigte Fettsäuren).
Die Biosynthese dieser Moleküle in Organismen, die zu ihrer Produktion befähigt sind, wie Bakterien, ist umfassend charakterisiert worden (Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, "Vitamins", Bd. A27, S. 443-613, VCH: Weinheim, 1996, Michal, G. (1999): "Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology", John Wiley & Sons; Ong, A. S., Niki, E. und Packer, L. (1995): "Nutrition, Lipids, Health and Disease", Proceedings of the UNESCO/Confederation of Scientific and Technological Associations in Malaysia and the Society for free Radical Research - Asien, abgehalten am 1.-3. Sept. 1994 in Penang, Malaysia, AOCS Press, Champaign, IL X, 374 S).
Thiamin (Vitamin B₁) wird durch chemisches Kuppeln von Pyrimidin und Thiazol-Einheiten gebildet. Riboflavin (Vitamin B₂) wird aus Guanosin-5'-triphosphat (GTP) und Ribose-5'-phosphat synthetisiert. Riboflavin wiederum wird zur Synthese von Flavinmononukleotid (FMN) und Flavinadenindinukleotid (FAD) eingesetzt. Die Familie von Verbindungen, die gemeinsam als "Vitamin B6" bezeichnet werden (beispielsweise Pyridoxin, Pyridoxamin, Pyridoxal-5'-phosphat und das kommerziell verwendete Pyridoxinhydrochlorid), sind alle Derivate der gemeinsamen Struktureinheit 5-Hydroxy-6-methylpyridin. Panthothenat (Pantothensäure, R-(+ )-N-(2,4-Dihydroxy-3,3-dimethyl-1-oxobutyl)-?-alanin) kann entweder durch chemische Synthese oder durch Fermentation hergestellt werden. Die letzten Schritte bei der Pantothenat-Biosynthese bestehen aus der ATP-getriebenen Kondensation von ?-Alanin und Pantoinsäure. Die für die Biosyntheseschritte für die Umwandlung in Pantoinsäure, in ?-Alanin und zur Kondensation in Pantothensäure verantwortlichen Enzyme sind bekannt. Die metabolisch aktive Form von Pantothenat ist Coenzym A, dessen Biosynthese über 5 enzymatische Schritte verläuft. Pantothenat, Pyridoxal-5'-phosphat, Cystein und ATP sind die Vorstufen von Coenzym A. Diese Enzyme katalysieren nicht nur die Bildung von Pantothenat, sondern auch die Produktion von (R)-Pantoinsäure, (R)-Pantolacton, (R)-Panthenol (Provitamin B₅), Pantethein (und seinen Derivaten) und Coenzym A.
Die Biosynthese von Biotin aus dem Vorstufenmolekül Pimeloyl- CoA in Mikroorganismen ist ausführlich untersucht worden, und man hat mehrere der beteiligten Gene identifiziert. Es hat sich herausgestellt, dass viele der entsprechenden Proteine an der Fe-Cluster-Synthese beteiligt sind und zu der Klasse der nifS-Proteine gehören. Die Liponsäure wird von der Octanonsäure abgeleitet und dient als Coenzym beim Energie- Metabolismus, wo sie Bestandteil des Pyruvatdehydrogenasekomplexes und des ?-Ketoglutaratdehydrogenasekomplexes wird. Die Folate sind eine Gruppe von Substanzen, die alle von der Folsäure abgeleitet werden, die wiederum von L-Glutaminsäure, p-Aminobenzoesäure und 6-Methylpterin hergeleitet ist. Die Biosynthese der Folsäure und ihrer Derivate, ausgehend von den metabolischen Stoffwechselzwischenprodukten Guanosin- 5'-triphosphat (GTP), L-Glutaminsäure und p-Aminobenzoesäure, ist in bestimmten Mikroorganismen eingehend untersucht worden.
Corrinoide (wie die Cobalamine und insbesondere Vitamin B₁₂) und die Porphyrine gehören zu einer Gruppe von Chemikalien, die sich durch ein Tetrapyrrol-Ringsystem auszeichnen. Die Biosynthese von Vitamin B₁₂ ist hinreichend komplex, dass sie noch nicht vollständig charakterisiert worden ist; jedoch ist inzwischen ein Großteil der beteiligten Enzyme und Substrate bekannt. Nikotinsäure (Nikotinat) und Nikotinamid sind Pyridin-Derivate, die auch als "Niacin" bezeichnet werden. Niacin ist die Vorstufe der wichtigen Coenzyme NAD (Nikotinamidadenindinukleotid) und NADP (Nikotinamidadenindinukleotidphosphat) und ihrer reduzierten Formen.
Die Produktion dieser Verbindungen im Großmaßstab beruht größtenteils auf zellfreien, chemischen Synthesen, obwohl einige dieser Chemikalien ebenfalls durch großangelegte Anzucht von Mikroorganismen produziert worden sind, wie Riboflavin, Vitamin B₆, Pantothenat und Biotin. Nur Vitamin B₁₂ wird aufgrund der Komplexität seiner Synthese lediglich durch Fermentation produziert. In-vitro-Verfahren erfordern einen erheblichen Aufwand an Materialien und Zeit und häufig an hohen Kosten.

C. Purin-, Pyrimidin-, Nukleosid- und Nukleotid-Metabolismus und Verwendungen

Gene für den Purin- und Pyrimidin-Stoffwechsel und ihre entsprechenden Proteine sind wichtige Ziele für die Therapie von Tumorerkrankungen und Virusinfektionen. Der Begriff "Purin" oder "Pyrimidin" umfasst stickstoffhaltige Basen, die Bestandteil der Nukleinsäuren, Coenzyme und Nukleotide sind. Der Begriff "Nukleotid" beinhaltet die grundlegenden Struktureinheiten der Nukleinsäuremoleküle, die eine stickstoffhaltige Base, einen Pentose-Zucker (bei RNA ist der Zucker Ribose, bei DNA ist der Zucker D-Desoxyribose) und Phosphorsäure umfassen. Der Begriff "Nukleosid" umfasst Moleküle, die als Vorstufen von Nukleotiden dienen, die aber im Gegensatz zu den Nukleotiden keine Phosphorsäureeinheit aufweisen. Durch Hemmen der Biosynthese dieser Moleküle oder ihrer Mobilisation zur Bildung von Nukleinsäuremolekülen ist es möglich, die RNA- und DNA-Synthese zu hemmen; wird diese Aktivität zielgerichtet bei kanzerogenen Zellen gehemmt, lässt sich die Teilungs- und Replikations-Fähigkeit von Tumorzellen hemmen.
Es gibt zudem Nukleotide, die keine Nukleinsäuremoleküle bilden, jedoch als Energiespeicher (d. h. AMP) oder als Coenzyme (d. h. FAD und NAD) dienen.
Mehrere Veröffentlichungen haben die Verwendung dieser Chemikalien für diese medizinischen Indikationen beschrieben, wobei der Purin- und/oder Pyrimidin-Metabolismus beeinflusst wird (beispielsweise Christopherson, R. I. und Lyons, S. D. (1990) "Potent inhibitors of de novo pyrimidine and purine biosynthesis as chemotherapeutic agents", Med. Res. Reviews 10 : 505-548). Untersuchungen an Enzymen, die am Purin- und Pyrimidin-Metabolismus beteiligt sind, haben sich auf die Entwicklung neuer Medikamente konzentriert, die beispielsweise als Immunsuppressionsmittel oder Antiproliferantien verwendet werden können (Smith, J. L. "Enzymes in Nucleotide Synthesis" Curr. Opin. Struct. Biol. 5 (1995) 752-757; "Biochem. Soc. Transact.", 23 (1995) 877-902). Die Purin- und Pyrimidinbasen, Nukleoside und Nukleotide haben jedoch auch andere Einsatzmöglichkeiten: als Zwischenprodukte bei der Biosysnthese verschiedener Feinchemikalien (z. B. Thiamin, S-Adenosyl-methionin, Folate oder Riboflavin), als Energieträger für die Zelle (beispielsweise ATP oder GTP) und für Chemikalien selbst, werden gewöhnlich als Geschmacksverstärker verwendet (beispielsweise IMP oder GMP) oder für viele medizinische Anwendungen (siehe beispielsweise Kuninaka, A., (1996) "Nucleotides and Related Compounds in Biotechnology", Bd. 6, Rehm et al., Hrsg. VCH: Weinheim, S. 561-612). Enzyme, die am Purin-, Pyrimidin-, Nukleosid- oder Nukleotid-Metabolismus beteiligt sind, dienen auch immer stärker als Ziele, gegen die Chemikalien für den Pflanzenschutz, einschließlich Fungiziden, Herbiziden und Insektiziden, entwickelt werden.
Der Metabolismus dieser Verbindungen in Bakterien ist charakterisiert worden (für Übersichten siehe beispielsweise Zalkin, H. und Dixon, J. E. (1992): "De novo purin nucleotide biosynthesis" in Progress in Nucleic Acids Research and Molecular biology, Bd. 42, Academic Press, S. 259-287; und Michal, G. (1999): "Nucleotides and Nucleosides"; Kap. 8 in:" Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology", Wiley, New York). Der Purin-Metabolismus, das Objekt intesiver Forschung, ist für das normale Funktionieren der Zelle essentiell. Ein gestörter Purin-Metabolismus in höheren Tieren kann schwere Erkrankungen verursachen, beispielsweise Gicht. Die Purinnukleotide werden über eine Reihe von Schritten über die Zwischenverbindung Inosin-5'-phosphat (IMP) aus Ribose-5-phosphat synthetisiert, was zur Produktion von Guanosin-5'-monophosphat (GMP) oder Adenosin-5'-monophosphat (AMP) führt, aus denen sich die als Nukleotide verwendeten Triphosphatformen leicht herstellen lassen. Diese Verbindungen werden auch als Energiespeicher verwendet, so dass ihr Abbau Energie für viele verschiedene, biochemische Prozesse in der Zelle liefert. Die Pyrimidinbiosynthese erfolgt über die Bildung von Uridin-5'-monophosphat (UMP) aus Ribose-5-phosphat. UMP wiederum wird in Cytidin-5'-triphosphat (CTP) umgewandelt. Die Desoxyformen sämtlicher Nukleotide werden in einer Einschritt-Reduktionsreaktion aus der Diphosphat-Riboseform des Nukleotides zur Diphosphat- Desoxyriboseform des Nukleotides hergestellt. Nach der Phosphorylierung können diese Moleküle an der DNA-Synthese teilnehmen.

D. Trehalose-Metabolismus und Verwendungen

Trehalose besteht aus zwei Glucosemolekülen, die über α,α-1,1-Bindung miteinander verknüpft sind. Sie wird gewöhnlich in der Nahrungsmittelindustrie als Süßstoff, als Additiv für getrocknete oder gefrorene Nahrungsmittel sowie in Getränken verwendet. Sie wird jedoch auch in der pharmazeutischen Industrie, der Kosmetik- und Biotechnologie- Industrie angewendet (s. beispielsweise Nishimoto et al., (1998) US-Patent Nr. 5 759 610; Singer, M. A. und Lindquist, S.; "Trends Biotech.", 16 (1998) 460-467; Paiva, C. L. A. und Panek, A. D.: "Biotech Ann. Rev.", 2 (1996), 293-314, und Shiosaka, M.: "J. Japan", 172 (1997), 97-102). Trehalose wird durch Enzyme von vielen Mikroorganismen produziert und auf natürliche Weise in das umgebende Medium abgegeben, aus dem sie durch im Fachgebiet bekannte Verfahren gewonnen werden kann.

Beispiel 1

PCR-Klonierung des Galaktose-Kinase-Gens (galK9 aus Escherichia coli C600

Zur Klonierung des Gens für Galaktose-Kinase aus E. coli per PCR können als Primer-Oligonukleotide verwendet werden, die auf Basis publizierter Sequenzen für Galaktose-Kinasen (beispielsweise Genbank-Eintrag X02306) definiert werden können. Die Präparation der Matrize für die PCR (die genomische DNA aus E. coli) und die PCR können nach Methoden durchgeführt werden, die dem Fachmann wohlbekannt sind und beispielsweise in Sambrook, J. et al. (1989): "Molecular Cloning: A Laboratory Manual", Cold Spring Harbor Laboratory Press oder Ausubel, F. M. et al. (1994): "Current Protocols in Molecular Biology", John Wiley & Sons beschrieben sind. Das Gen für Galaktose-Kinase (galK-Gen), bestehend aus der das Protein kodierenden Sequenz sowie 30 bp5' der kodierenden Sequenz liegende Sequenzen (Ribosomenbindungsstelle) kann im Verlauf der PCR mit terminalen Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen (beispielsweise EcoRI) versehen werden, und anschließend kann das PCR-Produkt in geeignete Vektoren (wie die Plasmide pUC18 oder pWST4B (Liebl et al. (1989): "FEMS Microbiol. Lett.", 65, 299-304)) kloniert werden, die über die geeigneten Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen verfügen. Diese Methode der Klonierung von Genen per PCR ist dem Fachmann bekannt und beispielsweise in Sambrook, J. et al. (1989): "Molecular Cloning: A Laboratory Manual", Cold Spring Harbor Laboratory Press oder Ausubel, F. M. et al. (1994): "Current Protocols in Molecular Biology", John Wiley & Sons beschrieben. Durch Sequenzanalyse kann nachgewiesen werden, dass das galK-Gen aus E. coli mit der bekannten Sequenz kloniert wurde.

Beispiel 2

Testung der galK-vermittelten Galaktose-Sensitivität in Corynebacterium glutamicum R163

Corynebacterium glutamicum R163 ist beispielsweise beschrieben in Liebl et al. (1992): "J. Bacteriol.", 174, 1854-1861. Das galK-Gen aus E. coli wurde zunächst unter die Kontrolle eines heterologen Promotors gebracht. Zu diesem Zweck wurde der tac- Promotor aus E. coli durch PCR-Methoden kloniert. Der tac-Promotor und das galK-Gen wurden dann in das Plasmid pWST4B (Liebl et al. (1989): "FEMS Microbiol. Lett.", 65, 299-304) kloniert, einen shuttle-Vektor, der sowohl in E. coli, als auch in C. glutamicum replikationsfähig ist und Chloramphenicol- Resistenz vermittelt. Nach DNA-Transfer in C. glutamicum (siehe beispielsweise WO 01/02583) und Selektion Chloramphenicol-resistenter Kolonien wurden diese auf Galaktose-Sensitivität hin untersucht. Dazu wurden Zellen auf LB-Medium (10 g/l Pepton, 5 g/l Hefeextrakt, 5 g/l NaCl, 12 g/l Agar, pH 7,2) ausgestrichen, welches mit Chloramphenicol (5 mg/l) bzw. mit Chloramphenicol (5 mg/l) und Galaktose (0,8%) supplementiert war. Klone mit exprimiertem galK-Gen waren über Nacht nur auf Galaktose-freien Platten angewachsen.

Beispiel 3

Inaktivierung des ddh-Gens aus Corynebacterium glutamicum

Man kann einen beliebigen Sequenzabschnitt am 5'-Ende des ddh-Gens von C. glutamicum (Ishino et al. (1987): "Nucleic Acids Res.", 15, 3917) und einen beliebigen Sequenzabschnitt am 3'-Ende des ddh-Gens mit bekannten Methoden per PCR amplifizieren. Man kann die beiden PCR-Produkte mit bekannten Methoden derart fusionieren, dass das resultierende Produkt kein funktionales ddh-Gen ergibt. Man kann diese inaktive Form des ddh-Gens sowie das galK-Gen aus E. coli in pSL18 (Kim, Y. H. & H.-S. Lee (1996): "J. Microbiol. Biotechnol.", 6, 315-320) klonieren und so den Vektor pSL18galK?ddh erhalten. Die Vorgehensweise ist dem Fachmann geläufig. Der Transfer dieses Vektors in Corynebacterium ist dem Fachmann bekannt und ist beispielsweise möglich durch Konjugation oder Elektroporation.
Die Selektion der Integranten kann mit Kanamycin erfolgen; die Selektion auf den "pop-out" kann erfolgen wie in Beispiel 2 beschrieben. Die Inaktivierung des ddh-Gens kann beispielsweise durch fehlende Ddh-Aktivität gezeigt werden. Ddh-Aktivität kann nach bekannten Methoden (siehe z. B. Misono et al. (1986): "Agric. Biol. Chem.", 50, 1329-1330) gemessen werden.

Claims

1. Plasmidvektor, der in einem Zielorganismus nicht repliziert, enthaltend folgende Komponenten:

a) einen Replikationsursprung (origin of replication) für einen Wirtsorganismus, der nicht mit dem Zielorganismus identisch ist;

b) mindestens einen genetischen Marker;

c) optional einen Sequenzabschnitt, der den Transfer von DNA durch Konjugation ermöglicht (mob-Sequenz);

d) einen Sequenzabschnitt, der homolog zu Sequenzen des Zielorganismus ist und im Zielorganismus homologe Rekombination ermöglicht;

e) ein Gen für eine Galaktose-Kinase unter der Kontrolle eines Promotors.

2. Plasmidvektor nach Anspruch 1, wobei der Wirtsorganismus a) Escherichia coli ist.

3. Plasmidvektor nach Anspruch 1, wobei das Galaktose-Kinase-Gen aus Escherichia coli stammt.

4. Plasmidvektor nach Anspruch 1, wobei der genetische Marker b) eine Resistenz gegen Antibiotika verleiht.

5. Plasmidvektor nach Anspruch 1, wobei der Promotor e) heterolog ist.

6. Plasmidvektor nach Anspruch 1, indem der Sequenzabschnitt c) vorhanden ist.

7. Plasmidvektor nach Anspruch 4, der eine Resistenz gegen Kanamycin, Chloramphenicol, Tetrazyklin oder Ampicillin verleiht.

8. Plasmidvektor nach Anspruch 5, wobei der heterologe Promotor aus E. coli oder C. glutamicum stammt.

9. Plasmidvektor nach Anspruch 5, wobei der heterologe Promotor ein tac-Promotor ist.

10. Verfahren zur Herstellung eines marker-freien, mutierten Zielorganismus, umfassend folgende Schritte:

a) Transfer eines Plasmidvektors nach einem der Ansprüche 1 bis 10 in einen Zielorganismus;

b) Selektion von Zielorganismus-Klonen, bei denen mindestens ein durch den Plasmidvektor eingebrachter, genetischer Marker vorhanden ist;

c) Selektion der unter Schritt b) erhaltenen Zielorganismus- Klone durch Kultivierung in einem Galaktose-haltigen Medium auf Vorhandensein von Galaktose-Sensitivität.

11. Verfahren nach Anspruch 10, wobei der Zielorganismus ein grampositiver Bakterien-Stamm ist.

12. Verfahren nach Anspruch 11, wobei der Zielorganismus ein Bakterien-Stamm der Gattung Brevibacterium oder Corynebacterium ist.

13. Verfahren nach Anspruch 10, wobei der DNA-Transfer durch Konjugation oder Elektroporation erfolgt.

14. Mutagenisiertes gram-positives Bakterium, erhältlich nach einem Verfahren gemäß Anspruch 11.

15. Verwendung eines Galaktose-Kinase-Gens als konditional negativ dominantes Markergen.