DE10039043A1 - Neue für das luxR-Gen kodierende Nukleotidsequenzen - Google Patents
Neue für das luxR-Gen kodierende NukleotidsequenzenInfo
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Abstract
Isoliertes Polynukleotid, enthaltend eine Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe DOLLAR A a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält, DOLLAR A b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2, DOLLAR A c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und DOLLAR A c) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b oder c), DOLLAR A und ein Verfahren zur fermentativen Herstellung von L-Aminosäuren unter Verwendung von coryneformen Bakterien, in denen zumindest das luxR-Gen abgeschwächt vorliegt, und die Verwendung der Polynukleotidsequenzen als Hybridisierungssonden.
Description
Gegenstand der Erfindung sind für das luxR-Gen kodierende
Nukleotidsequenzen aus coryneformen Bakterien und ein
Verfahren zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, durch Abschwächung des luxR-Gens.
Das luxR-Gen kodiert für das LuxR-Protein, welches ein
Transkriptionsaktivator ist.
L-Aminosäuren, insbesondere L-Lysin, finden in der
Humanmedizin und in der pharmazeutischen Industrie, in der
Lebensmittelindustrie und ganz besonders in der
Tierernährung Anwendung.
Es ist bekannt, daß Aminosäuren durch Fermentation von
Stämmen coryneformer Bakterien, insbesondere
Corynebacterium glutamicum, hergestellt werden. Wegen der
großen Bedeutung wird ständig an der Verbesserung der
Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen
können fermentationstechnische Maßnahmen wie zum Beispiel
Rührung und Versorgung mit Sauerstoff, oder die
Zusammensetzung der Nährmedien, wie zum Beispiel die
Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder die
Aufarbeitung zur Produktform durch zum Beispiel
Ionenaustauschchromatographie oder die intrinsischen
Leistungseigenschaften des Mikroorganismus selbst
betreffen.
Zur Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser
Mikroorganismen werden Methoden der Mutagenese, Selektion
und Mutantenauswahl angewendet. Auf diese Weise erhält man
Stämme, die resistent gegen Antimetabolite oder auxotroph
für regulatorisch bedeutsame Metabolite sind und die
Aminosäuren produzieren.
Seit einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der
rekombinanten DNA-Technik zur Stammverbesserung von L-
Aminosäure-produzierenden Stämmen von Corynebacterium
eingesetzt.
Die Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt, neue
Maßnahmen zur verbesserten fermentativen Herstellung von
Aminosäuren, insbesondere L-Lysin, bereitzustellen.
Gegenstand der Erfindung ist ein isoliertes Polynukleotid
aus coryneformen Bakterien, enthaltend eine für das luxR-
Gen kodierende Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der
Gruppe
- a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
- b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
- c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und
- d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c),
wobei das Polypeptid bevorzugt die Aktivität des
Transkriptionsaktivators LuxR aufweist.
Gegenstand der Erfindung ist ebenfalls das oben genannte
Polynukleotid, wobei es sich bevorzugt um eine
replizierbare DNA handelt, enthaltend:
- a) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ ID No. 1 oder
- b) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Kodes entspricht, oder
- c) mindestens eine Sequenz, die mit den zu den Sequenzen (i) oder (ii) komplementären Sequenzen hybridisiert, und gegebenenfalls
- d) funktionsneutralen Sinnmutationen in (i).
Weitere Gegenstände sind:
eine replizierbare DNA, enthaltend die Nukleotidsequenz, wie in SEQ ID No. 1 dargestellt;
ein Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz, wie in SEQ ID No. 2 dargestellt, enthält;
ein Vektor, enthaltend das erfindungsgemäße Polynukleotid, Punkt d, insbesondere pCR2.1luxRint, hinterlegt in Escherichia coli DSM 13619 bei der DSMZ, Braunschweig (Deutschland);
und coryneforme Bakterien, die in dem luxR-Gen eine Insertion oder Deletion, insbesondere unter Verwendung des Vektors pCR2.1luxRint, enthalten.
eine replizierbare DNA, enthaltend die Nukleotidsequenz, wie in SEQ ID No. 1 dargestellt;
ein Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz, wie in SEQ ID No. 2 dargestellt, enthält;
ein Vektor, enthaltend das erfindungsgemäße Polynukleotid, Punkt d, insbesondere pCR2.1luxRint, hinterlegt in Escherichia coli DSM 13619 bei der DSMZ, Braunschweig (Deutschland);
und coryneforme Bakterien, die in dem luxR-Gen eine Insertion oder Deletion, insbesondere unter Verwendung des Vektors pCR2.1luxRint, enthalten.
Gegenstand der Erfindung sind ebenso Polynukleotide, die im
wesentlichen aus einer Polynukleotidsequenz bestehen, die
erhältlich sind durch Screening mittels Hybridisierung
einer entsprechenden Genbank, die das vollständige Gen mit
der Polynukleotidsequenz entsprechend SEQ ID No. 1 enthält
mit einer Sonde, die die Sequenz des genannten
Polynukleotids gemäß SEQ ID No. 1 oder ein Fragment davon
enthält und Isolierung der genannten DNA-Sequenz.
Polynukleotidsequenzen gemäß der Erfindung sind als
Hybridisierungssonden für RNA, cDNA und DNA geeignet, um
Nukleinsäuren, beziehungsweise Polynukleotide oder Gene in
voller Länge zu isolieren, die für das LuxR-Protein
kodieren oder um solche Nukleinsäuren beziehungsweise
Polynukleotide oder Gene zu isolieren, die eine hohe
Ähnlichkeit mit der Sequenz des luxR-Gens aufweisen.
Polynukleotidsequenzen gemäß der Erfindung sind weiterhin
als Primer geeignet, mit deren Hilfe mit der Polymerase-
Kettenreaktion (PCR) DNA von Genen hergestellt werden kann,
die für das LuxR-Protein kodieren.
Solche als Sonden oder Primer dienende Oligonukleotide
enthalten mindestens 30, bevorzugt mindestens 20, ganz
besonders bevorzugt mindestens 15 aufeinanderfolgende
Nukleotide. Geeignet sind ebenfalls Oligonukleotide mit
einer Länge von mindestens 40 oder 50 Nukleotiden.
"Isoliert" bedeutet aus seinem natürlichen Umfeld
herausgetrennt.
"Polynukleotid" bezieht sich im allgemeinen auf
Polyribonukleotide und Polydeoxyribonukleotide, wobei es
sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte
RNA oder DNA handeln kann.
Unter "Polypeptiden" versteht man Peptide oder Proteine,
die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene
Aminosäuren enthalten.
Die Polypeptide gemäß Erfindung schließen ein Polypeptid
gemäß SEQ ID No. 2, insbesondere solche mit der
biologischen Aktivität des LuxR-Proteins und auch solche
ein, die zu wenigstens 70%, bevorzugt zu wenigstens 80% und
besonders zu wenigstens 90% bis 95% identisch sind mit dem
Polypeptid gemäß SEQ ID No. 2 und die genannte Aktivität
aufweisen.
Die Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zur
fermentativen Herstellung von Aminosäuren, insbesondere L-
Lysin, unter Verwendung von coryneformen Bakterien, die
insbesondere bereits Aminosäuren produzieren und in denen
die für das luxR-Gen kodierenden Nukleotidsequenzen
abgeschwächt, insbesondere ausgeschaltet oder auf niedrigem
Niveau exprimiert werden.
Der Begriff "Abschwächung" beschreibt in diesem
Zusammenhang die Verringerung oder Ausschaltung der
intrazellulären Aktivität eines oder mehrerer Enzyme
(Proteine) in einem Mikroorganismus, die durch die
entsprechende DNA kodiert werden, indem man beispielsweise
einen schwachen Promotor verwendet oder ein Gen bzw. Allel
verwendet, das für ein entsprechendes Enzym mit einer
niedrigen Aktivität kodiert bzw. das entsprechende Gen oder
Enzym (Protein) inaktiviert und gegebenenfalls diese
Maßnahmen kombiniert.
Die Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden
Erfindung sind, können Aminosäuren, insbesondere L-Lysin
aus Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose,
Melasse, Stärke, Cellulose oder aus Glycerin und Ethanol
herstellen. Es kann sich um Vertreter coryneformer
Bakterien insbesondere der Gattung Corynebacterium handeln.
Bei der Gattung Corynebacterium ist insbesondere die Art
Corynebacterium glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt
für ihre Fähigkeit bekannt ist, L-Aminosäuren zu
produzieren.
Geeignete Stämme der Gattung Corynebacterium, insbesondere
der Art Corynebacterium glutamicum (C. glutamicum), sind
besonders die bekannten Wildtypstämme
Corynebacterium glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539
Brevibacterium flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium divaricatum ATCC14020
oder daraus hergestellte L-Aminosäuren ptoduzierende Mutanten beziehungsweise Stämme, wie beispielsweise die L- Lysin produzierenden Stämme
Corynebacterium glutamicum FERM-P 1709
Brevibacterium flavum FERM-P 1708
Brevibacterium lactofermentum FERM-P 1712
Corynebacterium glutamicum FERM-P 6463
Corynebacterium glutamicum FERM-P 6464
Corynebacterium glutamicum DM58-1
Corynebacterium glutamicum DG52-5
Corynebacterium glutamicum DSM 5714 und
Corynebacterium glutamicum DSM 12866.
Corynebacterium glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539
Brevibacterium flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium divaricatum ATCC14020
oder daraus hergestellte L-Aminosäuren ptoduzierende Mutanten beziehungsweise Stämme, wie beispielsweise die L- Lysin produzierenden Stämme
Corynebacterium glutamicum FERM-P 1709
Brevibacterium flavum FERM-P 1708
Brevibacterium lactofermentum FERM-P 1712
Corynebacterium glutamicum FERM-P 6463
Corynebacterium glutamicum FERM-P 6464
Corynebacterium glutamicum DM58-1
Corynebacterium glutamicum DG52-5
Corynebacterium glutamicum DSM 5714 und
Corynebacterium glutamicum DSM 12866.
Den Erfindern gelang es, das neue, für das LuxR-Protein
kodierende luxR-Gen von C. glutamicum, welches ein
Transkriptionsaktivator ist, zu isolieren.
Zur Isolierung des luxR-Gens oder auch anderer Gene von C.
glutamicum wird zunächst eine Genbank dieses
Mikroorganismus in Escherichia coli (E. coli) angelegt.
Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten
Lehrbüchern und Handbüchern niedergeschrieben. Als
Beispiel seien das Lehrbuch von Winnacker: Gene und Klone,
Eine Einführung in die Gentechnologie (Verlag Chemie,
Weinheim, Deutschland, 1990), oder das Handbuch von
Sambrook et al.: Molecular Cloning, A Laboratory Manual
(Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) genannt. Eine
sehr bekannte Genbank ist die des E. coli K-12 Stammes
W3110, die von Kohara et al. (Cell 50, 495-508 (1987)) in
λ-Vektoren angelegt wurde. Bathe et al. (Molecular and
General Genetics, 252: 255-265, 1996) beschreiben eine
Genbank von C. glutamicum ATCC13032, die mit Hilfe des
Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings of
the National Academy of Sciences USA, 84: 2160-2164) im E.
coli K-12 Stamm NM554 (Raleigh et al., 1988, Nucleic Acids
Research 16: 1563-1575) angelegt wurde. Börmann et al.
(Molecular Microbiology 6(3), 317-326 (1992)) wiederum
beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032 unter
Verwendung des Cosmides pHC79 (Hohn und Collins, 1980, Gene
11, 291-298).
Zur Herstellung einer Genbank von C. glutamicum in E. coli
können auch Plasmide wie pBR322 (Bolivar, 1979, Life
Sciences, 25, 807-818) oder pUC9 (Vieira et al., 1982,
Gene, 19: 259-268) verwendet werden. Als Wirte eignen sich
besonders solche E. coli-Stämme, die restriktions- und
rekombinationsdefekt sind wie beispielsweise der Stamm
DH5α (Jeffrey H. Miller: "A Short Course in Bacterial
Genetics, A Laboratory Manual and Handbook for Escherichia
coli and Related Bacteria", Cold Spring Harbour Laboratory
Press, 1992).
Die mit Hilfe von Cosmiden oder anderen λ-Vektoren
klonierten langen DNA-Fragmente können anschließend
wiederum in gängige für die DNA-Sequenzierung geeignete
Vektoren subkloniert werden.
Methoden zur DNA-Sequenzierung sind unter anderem bei
Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of
Sciences of the United States of America USA, 74: 5463-5467,
1977) beschrieben.
Die erhaltenen DNA-Sequenzen können dann mit bekannten
Algorithmen bzw. Sequenzanalyse-Programmen wie z. B. dem von
Staden (Nucleic Acids Research 14, 217-232(1986)), dem von
Marck (Nucleic Acids Research 16, 1829-1836 (1988)) oder
dem GCG-Programm von Butler (Methods of Biochemical
Analysis 39, 74-97 (1998)) untersucht werden.
Auf diese Weise wurde die neue für das luxR-Gen kodierende
DNA-Sequenz von C. glutamicum erhalten, die als SEQ ID No. 1
Bestandteil der vorliegenden Erfindung ist. Weiterhin
wurde aus der vorliegenden DNA-Sequenz mit den oben
beschriebenen Methoden die Aminosäuresequenz des
entsprechenden Proteins abgeleitet. In SEQ ID No. 2 ist
die sich ergebende Aminosäuresequenz des luxR-Genproduktes
dargestellt.
Kodierende DNA-Sequenzen, die sich aus SEQ ID No. 1 durch
die Degeneriertheit des genetischen Kodes ergeben, sind
ebenfalls Bestandteil der Erfindung. In gleicher Weise
sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder Teilen von
SEQ ID No. 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung. In
der Fachwelt sind weiterhin konservative
Aminosäureaustausche wie z. B. Austausch von Glycin gegen
Alanin oder von Asparaginsäure gegen Glutaminsäure in
Proteinen als "Sinnmutationen" (sense mutations) bekannt,
die zu keiner grundsätzlichen Veränderung der Aktivität des
Proteins führen, d. h. funktionsneutral sind. Weiterhin ist
bekannt, daß Änderungen am N- und/oder C-Terminus eines
Proteins dessen Funktion nicht wesentlich beeinträchtigen
oder sogar stabilisieren können. Angaben hierzu findet der
Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat et al. (Journal of
Bacteriology 169: 751-757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene
77: 237-251 (1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences
3: 240-247 (1994)), bei Hochuli et al. (Bio/Technology
6: 1321-1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie. Aminosäuresequenzen, die
sich in entsprechender Weise aus SEQ ID No. 2 ergeben, sind
ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
Schließlich sind DNA-Sequenzen Bestandteil der Erfindung,
die durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) unter
Verwendung von Primern hergestellt werden, die sich aus
SEQ ID No. 1 ergeben. Derartige Oligonukleotide haben
typischerweise eine Länge von mindestens 15 Nukleotiden.
Anleitungen zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels
Hybridisierung findet der Fachmann unter anderem im
Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter
Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH
(Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebl et al.
(International Journal of Systematic Bacteriology
41: 255-260 (1991)). Anleitungen zur Amplifikation von DNA-
Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait:
Oligonukleotide Synthesis: A Practical Approach (IRL Press,
Oxford, UK, 1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum
Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994).
Bei der Arbeit an der vorliegenden Erfindung konnte
festgestellt werden, daß coryneforme Bakterien nach
Abschwächung des luxR-Gens in verbesserter Weise
Aminosäuren, insbesondere L-Lysin, produzieren.
Zur Erzielung einer Abschwächung können entweder die
Expression des luxR-Gens oder die katalytischen
Eigenschaften des Enzymproteins herabgesetzt oder
ausgeschaltet werden. Gegebenenfalls können beide
Maßnahmen kombiniert werden.
Die Verringerung der Genexpression kann durch geeignete
Kulturführung oder durch genetische Veränderung (Mutation)
der Signalstrukturen der Genexpression erfolgen.
Signalstrukturen der Genexpression sind beispielsweise
Repressorgene, Aktivatorgene, Operatoren, Promotoren,
Attenuatoren, Ribosomenbindungsstellen, das Startkodon und
Terminatoren. Angaben hierzu findet der Fachmann z. B. in
der Patentanmeldung WO 96/15246, bei Boyd und Murphy
(Journal of Bacteriology 170: 5949 (1988)), bei Voskuil und
Chambliss (Nucleic Acids Research 26: 3548 (1998), bei
Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58: 191
(1998)), bei Pátek et al. (Microbiology 142: 1297 (1996)),
Vasicova et al. (Journal of Bacteriology 181: 6188 (1999))
und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und
Molekularbiologie wie z. B. dem Lehrbuch von Knippers
("Molekulare Genetik", 6. Auflage, Georg Thieme Verlag,
Stuttgart, Deutschland, 1995) oder dem von Winnacker ("Gene
und Klone", VCH Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland,
1990).
Mutationen, die zu einer Veränderung bzw. Herabsetzung der
katalytischen Eigenschaften von Enzymproteinen führen, sind
aus dem Stand der Technik bekannt; als Beispiele seien die
Arbeiten von Qiu und Goodman (Journal of Biological
Chemistry 272: 8611-8617 (1997)), Sugimoto et al.
(Bioscience Biotechnology and Biochemistry 61: 1760-1762
(1997)) und Möckel ("Die Threonindehydratase aus
Corynebacterium glutamicum: Aufhebung der allosterischen
Regulation und Struktur des Enzyms", Berichte des
Forschungszentrums Jülichs, Jül-2906, ISSN09442952, Jülich,
Deutschland, 1994) genannt. Zusammenfassende Darstellungen
können bekannten Lehrbüchern der Genetik und
Molekularbiologie wie z. B. dem von Hagemann ("Allgemeine
Genetik", Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1986) entnommen
werden.
Als Mutationen kommen Transitionen, Transversionen,
Insertionen und Deletionen in Betracht. In Abhängigkeit
von der Wirkung des Aminosäureaustausches auf die
Enzymaktivität wird von Fehlsinnmutationen (missense
mutations) oder Nichtsinnmutationen (nonsense mutations)
gesprochen. Insertionen oder Deletionen von mindestens
einem Basenpaar (bp) in einem Gen führen zu
Rasterverschiebungsmutationen (frame shift mutations), in
deren Folge falsche Aminosäuren eingebaut werden oder die
Translation vorzeitig abbricht. Deletionen von mehreren
Kodonen führen typischerweise zu einem vollständigen
Ausfall der Enzymaktivität. Anleitungen zur Erzeugung
derartiger Mutationen gehören zum Stand der Technik und
können bekannten Lehrbüchern der Genetik und
Molekularbiologle wie z. B. dem Lehrbuch von Knippers
("Molekulare Genetik", 6. Auflage, Georg Thieme Verlag,
Stuttgart, Deutschland, 1995), dem von Winnacker ("Gene und
Klone", VCH Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland,
1990) oder dem von Hagemann ("Allgemeine Genetik", Gustav
Fischer Verlag, Stuttgart, 1986) entnommen werden.
Eine gebräuchliche Methode, Gene von C. glutamicum zu
mutieren, ist die von Schwarzer und Pühler (Bio/Technology
9, 84-87 (1991)) beschriebene Methode der Gen-Unterbrechung
(gene disruption) und des Gen-Austauschs (gene
replacement).
Bei der Methode der Gen-Unterbrechung wird ein zentraler
Teil der Kodierregion des interessierenden Gens in einen
Plasmidvektor kloniert, der in einem Wirt (typischerweise
E. coli), nicht aber in C. glutamicum replizieren kann.
Als Vektoren kommen beispielsweise pSUP301 (Simon et al.,
Bio/Technology 1, 784-791 (1983)), pK18mob oder pK19mob
(Schäfer et al., Gene 145, 69-73 (1994)), pK18mobsacB oder
pK19mobsacE (Jäger et al., Journal of Bacteriology
174: 5462-65 (1992)), pGEM-T (Promega corporation, Madison, WI,
USA), pCR2.1-TOPO (Shuman (1994). Journal of Biological
Chemistry 269: 32678-84; US-Patent 5,487,993), pCR®Blunt
(Firma Invitrogen, Groningen, Niederlande; Bernard et al.,
Journal of Molecular Biology, 234: 534-541 (1993)) oder
pEMl (Schrumpf et al. 1991, Journal of Bacteriology
173: 4510-4516) in Frage. Der Plasmidvektor, der das
zentrale Teil der Kodierregion des Gens enthält, wird
anschließend durch Konjugation oder Transformation in den
gewünschten Stamm von C. glutamicum überführt. Die Methode
der Konjugation ist beispielsweise bei Schäfer et al.
(Applied and Environmental Microbiology 60, 756-759 (1994))
beschrieben. Methoden zur Transformation sind
beispielsweise bei Thierbach et al. (Applied Microbiology
and Biotechnology 29, 356-362 (1988)), Dunican und Shivnan
(Bio/Technology 7, 1067-1070 (1989)) und Tauch et al. (FEMS
Microbiological Letters 123, 343-347 (1994)) beschrieben.
Nach homologer Rekombination mittels eines "cross-over"-
Ereignisses wird die Kodierregion des betreffenden Gens
durch die Vektorsequenz unterbrochen und man erhält zwei
unvollständige Allele, denen jeweils das 3'- bzw. das 5'-
Ende fehlt. Diese Methode wurde beispielsweise von
Fitzpatrick et al. (Applied Microbiology and Biotechnology
42, 575-580 (1994)) zur Ausschaltung des recA-Gens von C.
glutamicum verwendet.
In Fig. 1 ist beispielhaft der Plasmidvektor pCR2.1luxRint
gezeigt, mit Hilfe dessen das luxR-Gen unterbrochen bzw.
ausgeschaltet werden kann.
Bei der Methode des Genaustausches (gene replacement) wird
eine Mutation wie z. B. eine Deletion, Insertion oder
Basenaustausch in dem interessierenden Gen in-vitro
hergestellt. Das hergestellte Allel wird wiederum in einen
für C. glutamicum nicht replikativen Vektor kloniert und
dieser anschließend durch Transformation oder Konjugation
in den gewünschten Wirt von C. glutamicum überführt. Nach
homologer Rekombination mittels eines ersten, Integration
bewirkenden "cross-over"-Ereignisses und eines geeigneten
zweiten, eine Exzision bewirkenden "cross-over"-Ereignisses
im Zielgen bzw. in der Zielsequenz erreicht man den Einbau
der Mutation bzw. des Allels. Diese Methode wurde
beispielsweise von Peters-Wendisch et al. (Microbiology 144,
915-927 (1998)) verwendet, um das pyc-Gen von C.
glutamicum durch eine Deletion auszuschalten.
In das luxR-Gen kann auf diese Weise eine Deletion,
Insertion oder ein Basenaustausch eingebaut werden.
Zusätzlich kann es für die Produktion von L-Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, vorteilhaft sein, zusätzlich zur
Abschwächung des luxR-Gens eines oder mehrere Enzyme des
jeweiligen Biosyntheseweges, der Glykolyse, der
Anaplerotik, des Pentosephosphat-Zyklus oder des
Aminosäure-Exports zu verstärken, insbesondere
überzuexprimieren.
So kann beispielsweise für die Herstellung von L-Lysin
gleichzeitig eines oder mehrere der Gene, ausgewählt aus
der Gruppe
- - das für die Dihydrodipicolinat-Synthase kodierende Gen dapA (EP-B 0 197 335),
- - das für die Enolase kodierende Gen eno (DE: 199 47 791.4),
- - das für das zwf-Genprodukt kodierende Gen zwf (JP-A-09224661),
- - das für die Pyruvat Carboxylase kodierende Gen pyc (Peters-Wendisch et al. (Microbiology 144, 915-927 (1998)),
- - das für den Lysin-Export kodierende Gen lysE (DE-A-195 48 222)
verstärkt, insbesondere überexprimiert werden.
Außerdem kann es für die Produktion von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, vorteilhaft sein, neben der
Abschwächung des luxR-Gens gleichzeitig eines oder mehrere
der Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- - das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck (DE 199 50 409.1, DSM 13047),
- - das für die Glucose-6-Phosphat Isomerase kodierende Gen pgi (US 09/396,478, DSM 12969),
- - das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB (DE: 199 51 975.7, DSM 13114)
abzuschwächen.
Weiterhin kann es für die Produktion von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin vorteilhaft sein, neben der
Abschwächung des luxR-Gens unerwünschte Nebenreaktionen
auszuschalten (Nakayama: "Breeding of Amino Acid Producing
Microorganisms", in: Overproduction of Microbial Products,
Krumphanzl, Sikyta, Vanek (eds.), Academic Press, London,
UK, 1982).
Die erfindungsgemäß hergestellten Mikroorganismen sind
ebenfalls Gegenstand der Erfindung und können
kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch-Verfahren
(Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder
repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren)
zum Zwecke der Produktion von L-Aminosäuren, insbesondere
L-Lysin kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über
bekannte Kultivierungsmethoden sind im Lehrbuch von Chmiel
(Bioprozesstechnik 1. Einführung in die
Bioverfahrenstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart,
1991)) oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und
periphere Einrichtungen (Vieweg Verlag,
Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) beschrieben.
Das zu verwendende Kulturmedium muß in geeigneter Weise den
Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen
von Kulturmedien verschiedener Mikroorganismen sind im
Handbuch "Manual of Methods for General Bacteriology" der
American Society for Bacteriology (Washington D.C., USA,
1981) enthalten. Als Kohlenstoffquelle können Zucker und
Kohlehydrate wie z. B. Glucose, Saccharose, Lactose,
Fructose, Maltose, Melasse, Stärke und Cellulose, Öle und
Fette, wie zum Beispiel Sojaöl, Sonnenblumenöl, Erdnußöl
und Kokosfett, Fettsäuren, wie zum Beispiel Palmitinsäure,
Stearinsäure und Linolsäure, Alkohole wie zum Beispiel
Glycerin und Ethanol und organische Säuren, wie zum
Beispiel Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe können
einzeln oder als Mischung verwendet werden.
Als Stickstoffquelle können organische Stickstoffhaltige
Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt,
Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff
oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat,
Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und
Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen
können einzeln oder als Mischung verwendet werden.
Als Phosphorquelle können Phosphorsäure,
Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder
die entsprechenden Natrium haltigen Salze verwendet werden.
Das Kulturmedium muß weiterhin Salze von Metallen
enthalten, wie zum Beispiel Magnesiumsulfat oder
Eisensulfat, die für das Wachstum notwendig sind.
Schließlich können essentielle Wuchsstoffe wie Aminosäuren
und Vitamine zusätzlich zu den oben genannten Stoffen
eingesetzt werden. Dem Kulturmedium können überdies
geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten
Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines einmaligen
Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise während der
Kultivierung zugefüttert werden.
Zur pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen
wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak
beziehungsweise Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie
Phosphorsäure oder Schwefelsäure in geeigneter Weise
eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können
Antischaummittel, wie zum Beispiel Fettsäurepolyglykolester
eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität
von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende
Stoffe, wie zum Beispiel Antibiotika hinzugefügt werden.
Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff
oder Sauerstoff-haltige Gasmischungen, wie zum Beispiel
Luft in die Kultur eingetragen. Die Temperatur der Kultur
liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise bei
25°C bis 40°C. Die Kultur wird solange fortgesetzt, bis
sich ein Maximum des gewünschten Produktes gebildet hat.
Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis
160 Stunden erreicht.
Methoden zur Bestimmung von L-Aminosäuren sind aus dem
Stand der Technik bekannt. Die Analyse kann zum Beispiel
so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30,
(1958), 1190) beschrieben durch Anionenaustausch-
Chromatographie mit anschließender Ninhydrin-
Derivatisierung erfolgen, oder sie kann durch reversed
phase HPLC erfolgen, so wie bei Lindroth et al. (Analytical
Chemistry (1979) 51: 1167-1174) beschrieben.
Folgender Mikroorganismus wurde bei der Deutschen Sammlung
für Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig,
Deutschland) gemäß Budapester Vertrag hinterlegt:
- - Escherichia coli Stamm TOP10F/pCR2.1luxRint als DSM 13619.
Das erfindungsgemäße Verfahren dient zur fermentativen
Herstellung von Aminosäuren, insbesondere L-Lysin.
Die vorliegende Erfindung wird im folgenden anhand von
Ausführungsbeispielen näher erläutert.
Die Isolierung von Plasmid-DNA aus Escherichia coli sowie
alle Techniken zur Restriktion, Klenow- und alkalische
Phosphatasebehandlung wurden nach Sambrook et al.
(Molecular Cloning. A Laboratory Manual, 1989, Cold Spring
Harbour Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA)
durchgeführt. Methoden zur Transformation von Escherichia
coli sind ebenfalls in diesem Handbuch beschrieben.
Die Zusammensetzung gängiger Nährmedien wie LB- oder TY-
Medium kann ebenfalls dem Handbuch von Sambrook et al.
entnommen werden.
Chromosomale DNA aus C. glutamicum ATCC 13032 wurde wie bei
Tauch et al., (1995, Plasmid 33: 168-179) beschrieben,
isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung
Sau3AI, Code no. 27-0913-02) partiell gespalten. Die DNA-
Fragmente wurden mit shrimp alkalischer Phosphatase (Roche
Molecular Biochemicals, Mannheim, Deutschland,
Produktbeschreibung SAP, Code no. 1758250)
dephosphoryliert. Die DNA des Cosmid-Vektors SuperCosl
(Wahl et al. (1987), Proceedings of the National Academy of
Sciences, USA 84: 2160-2164), bezogen von der Firma
Stratagene (La Jolla, USA, Produktbeschreibung SuperCosl
Cosmid Vektor Kit, Code no. 251301) wurde mit dem
Restriktionsenzym XbaI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung XbaI, Code no. 27-0948-02)
gespalten und ebenfalls mit shrimp alkalischer Phosphatase
dephosphoryliert.
Anschließend wurde die Cosmid-DNA mit dem Restriktionsenzym
BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung BamHI, Code no. 27-0868-04) gespalten.
Die auf diese Weise behandelte Cosmid-DNA wurde mit der
behandelten ATCC13032-DNA gemischt und der Ansatz mit T4-
DNA-Ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase, Code no. 27-0870-04)
behandelt. Das Ligationsgemisch wurde anschließend mit
Hilfe des Gigapack II XL Packing Extracts (Stratagene, La
Jolla, USA, Produktbeschreibung Gigapack II XL Packing
Extract, Code no. 200217) in Phagen verpackt.
Zur Infektion des E. coli Stammes NM554 (Raleigh et al.
1988, Nucleic Acid Res. 16: 1563-1575) wurden die Zellen in
10 mM MgSO4 aufgenommen und mit einem Aliquot der
Phagensuspension vermischt. Infektion und Titerung der
Cosmidbank wurden wie bei Sambrook et al. (1989, Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor)
beschrieben durchgeführt, wobei die Zellen auf LB-Agar
(Lennox, 1955, Virology, 1: 190) + 100 µg/ml Ampicillin
ausplattiert wurden. Nach Inkubation über Nacht bei 37°C
wurden rekombinante Einzelklone selektioniert.
Die Cosmid-DNA einer Einzelkolonie wurde mit dem Qiaprep
Spin Miniprep Kit (Product No. 27106, Qiagen, Hilden,
Germany) nach Herstellerangaben isoliert und mit dem
Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Product No. 27-
0913-02) partiell gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit
shrimp alkalischer Phosphatase (Roche Molecular
Biochemicals, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung
SAP, Product No. 1758250) dephosphoryliert. Nach
gelelektrophoretischer Auftrennung erfolgte die Isolierung
der Cosmidfragmente im Größenbereich von 1500 bis 2000 bp
mit dem QiaExII Gel Extraction Kit (Product No. 20021,
Qiagen, Hilden, Germany).
Die DNA des Sequenziervektors pZero-1 bezogen von der Firma
Invitrogen (Groningen, Niederlande, Produktbeschreibung
Zero Background Cloning Kit, Product No. K2500-01) wurde
mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia,
Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Product
No. 27-0868-04) gespalten. Die Ligation der
Cosmidfragmente in den Sequenziervektor pZero-1 wurde wie
von Sambrook et al. (1989, Molecular Cloning: A Laboratory
Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei
das DNA-Gemisch mit T4-Ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg,
Deutschland) über Nacht inkubiert wurde. Dieses
Ligationsgemisch wurde anschließend in den E. coli Stamm
DHSαMCR (Grant, 1990, Proceedings of the National Academy
of Sciences, U.S.A., 87: 4645-4649) elektroporiert (Tauch et
al. 1994, FEMS Microbiol Letters, 123: 343-7) und auf LB-
Agar (Lennox, 1955, Virology, 1: 190) mit 50 µg/ml Zeocin
ausplattiert.
Die Plasmidpräparation der rekombinanten Klone erfolgte mit
dem Biorobot 9600 (Product No. 900200, Qiagen, Hilden,
Deutschland). Die Sequenzierung erfolgte nach der Dideoxy-
Kettenabbruch-Methode von Sanger et al. (1977, Proceedings
of the National Academies of Sciences, U.S.A., 74: 5463-5467)
mit Modifikationen nach Zimmermann et al. (1990,
Nucleic Acids Research, 18: 1067). Es wurde der "RR
dRhodamin Terminator Cycle Sequencing Kit" von PE Applied
Biosystems(Product No. 403044, Weiterstadt, Deutschland)
verwendet. Die gelelektrophoretische Auftrennung und
Analyse der Sequenzierreaktion erfolgte in einem
"Rotiphorese NF Acrylamid/Bisacrylamid" Gel (29 : 1) (Product
No. A124.1, Roth, Karlsruhe, Germany) mit dem "ABI Prism
377" Sequenziergerät von PE Applied Biosystems
(Weiterstadt, Deutschland).
Die erhaltenen Roh-Sequenzdaten wurden anschließend unter
Anwendung des Staden-Programpakets (1986, Nucleic Acids
Research, 14: 217-231) Version 97-0 prozessiert. Die
Einzelsequenzen der pZerol-Derivate wurden zu einem
zusammenhängenden Contig assembliert. Die
computergestützte Kodierbereichsanalyse wurden mit dem
Programm XNIP (Staden, 1986, Nucleic Acids Research,
14: 217-231) angefertigt. Weitere Analysen wurden mit den
"BLAST search programs" (Altschul et al., 1997, Nucleic
Acids Research, 25: 3389-3402) gegen die non-redundant
Datenbank des "National Center for Biotechnology
Information" (NCBI, Bethesda, MD, USA) durchgeführt.
Die erhaltene Nukleotidsequenz ist in SEQ ID No. 1
dargestellt. Die Analyse der Nukleotidsequenz ergab ein
offenes Leseraster von 639 bp, welches als luxR-Gen
bezeichnet wurde. Das luxR-Gen kodiert für ein Polypeptid
von 212 Aminosäuren.
Aus dem Stamm ATCC 13032 wurde nach der Methode von
Eikmanns et al. (Microbiology 140: 1817-1828 (1994))
chromosomale DNA isoliert. Aufgrund der aus Beispiel 2 für
C. glutamicum bekannten Sequenz des luxR-Gens wurden die
folgenden Oligonukleotide für die Polymerase-Kettenreaktion
ausgewählt:
luxRintA:
5'GCA ATC GAC GTC ATC TTG AT 3'
luxRintB:
5'GCA ACC AGC TTG AGA ACT TC 3'.
luxRintA:
5'GCA ATC GAC GTC ATC TTG AT 3'
luxRintB:
5'GCA ACC AGC TTG AGA ACT TC 3'.
Die dargestellten Primer wurden von der Firma MWG Biotech
(Ebersberg, Deutschland) synthetisiert und nach der
Standard-PCR-Methode von Innis et al. (PCR protocols. A
Guide to Methods and Applications, 1990, Academic Press)
mit Pwo-Polymerase der Firma Boehringer die PCR Reaktion
durchgeführt. Mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion
wurde ein 353 bp großes internes Fragment des luxR-Gens
isoliert, welches in der SEQ ID No. 3 dargestellt ist.
Das amplifizierte DNA Fragment wurde mit dem TOPO TA
Cloning Kit der Firma Invitrogen Corporation (Carlsbad, CA,
USA; Katalog Nummer K4500-01) in den Vektor pCR2.1-TOPO
(Mead at al. (1991), Bio/Technology 9: 657-663) ligiert.
Anschließend wurde der E. coli Stamm TOPlOF mit dem
Ligationsansatz (Hanahan, In: DNA cloning. A Practical
Approach. Vol. I, IRL-Press, Oxford, Washington DC, USA,
1985) transformiert. Die Selektion von Plasmid-tragenden
Zellen erfolgte durch Ausplattieren des
Transformationsansatzes auf LB Agar (Sambrook et al.,
Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd Ed., Cold
Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y.,
1989), der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war.
Plasmid-DNA wurde aus einer Transformante mit Hilfe des
QlAprep Spin Miniprep Kit der Firma Qiagen isoliert und
durch Restriktion mit dem Restriktionsenzym EcoRI und
anschließender Agarosegel-Elektrophorese (0,8%) überprüft.
Das Plasmid wurde pCR2.1luxRint genannt.
Der in Beispiel 3 genannte Vektor pCR2.1luxRint wurde nach
der Elektroporationsmethode von Tauch et al. (FEMS
Microbiological Letters, 123: 343-347 (1994)) in C.
glutamicum DSM 5715 elektroporiert. Bei dem Stamm DSM 5715
handelt es sich um einen AEC resistenten Lysin-Produzenten.
Der Vektor pCR2.1luxRint kann in DSM 5715 nicht selbständig
replizieren und bleibt nur dann in der Zelle erhalten, wenn
er ins Chromosom von DSM 5715 integriert hat. Die
Selektion von Klonen mit ins Chromosom integriertem
pCR2.1luxRint erfolgte durch Ausplattieren des
Elektroporationsansatzes auf LB Agar (Sambrook et al.,
Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd Ed., Cold
Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y.),
der mit 15 mg/l Kanamycin supplementiert worden war.
Für den Nachweis der Integration wurde das luxRint-Fragment
nach der Methode "The DIG System Users Guide for Filter
Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH
(Mannheim, Deutschland, 1993) mit dem Dig-
Hybridisierungskit der Firma Boehringer markiert.
Chromosomale DNA eines potentiellen Integranten wurde nach
der Methode von Eikmanns et al. (MiCrobiology 140: 1817-1828
(1994)) isoliert und jeweils mit den
Restriktionsenzymen SalI, SacI und HindIII geschnitten.
Die entstehenden Fragmente wurden mit Agarosegel-
Elektrophorese aufgetrennt und mit dem Dig-Hybrisierungskit
der Firma Boehringer bei 68°C hybridisiert. Das in
Beispiel 3 genannte Plasmid pCR2.1luxRint hatte innerhalb
des chromosomalen luxR-Gens ins Chromosom von DSM 5715
inseriert. Der Stamm wurde als DSM 5715::pCR2.1luxRint
bezeichnet.
Der in Beispiel 4 erhaltene C. glutamicum Stamm DSM
5715::pCR2.1luxRint wurde in einem zur Produktion von L-
Lysin geeigneten Nährmedium kultiviert und der L-
Lysingehalt im Kulturüberstand bestimmt.
Dazu wurde der Stamm zunächst auf Agarplatte mit dem
entsprechenden Antibiotikum (Hirn-Herz Agar mit Kanamycin
(25 mg/l) für 24 Stunden bei 33°C inkubiert. Ausgehend von
dieser Agarplattenkultur wurde eine Vorkultur angeimpft
(10 ml Medium im 100 ml Erlenmeyerkolben). Als Medium für die
Vorkultur wurde das Vollmedium CgIII verwendet.
NaCl | 2,5 g/l |
Bacto-Pepton | 10,0 g/l |
Bacto-Yeast-Extrakt | 10,0 g/l |
Glucose (getrennt autoklaviert) | 2% (w/v) |
AL=L<Der pH-Wert wurde auf pH 7.4 eingestellt |
Diesem wurde Kanamycin (25 mg/l) zugesetzt. Die Vorkultur
wurde 24 Stunden bei 33°C bei 240 rpm auf dem Schüttler
inkubiert. Von dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur
angeimpft, so daß die Anfangs-OD (660 nm) der Hauptkultur
0,1 OD betrug. Für die Hauptkultur wurde das Medium MM
verwendet.
CSL (Corn Steep Liquor) | 5,0 g/l |
MOPS | 20,0 g/l |
Glucose (getrennt autoklaviert) | 50,0 g/l |
AL=L<Salze: | |
(NH4)2SO4) | 25,0 g/l |
KH2PO4 | 0,1 g/l |
MgSO4.7 H2O | 1,0 g/l |
CaCl2.2 H2O | 10,0 mg/l |
FeSO4.7 H2O | 10,0 mg/l |
MnSO4.H2O | 5,0 mg/l |
Biotin (sterilfiltriert) | 0,3 mg/l |
Thiamin.HCl (sterilfiltriert) | 0,2 mg/l |
Leucin (sterilflitriert) | 0,1 g/l |
CaCO3 | 25,0 g/l |
CSL, MOPS und die Salzlösung werden mit Ammoniakwasser auf
pH 7 eingestellt und autoklaviert. Anschließend werden die
sterilen Substrat- und Vitaminlösungen sowie das trocken
autoklavierte CaCO3 zugesetzt.
Die Kultivierung erfolgt in 10 ml Volumen in einem 100 ml
Erlenmeyerkolben mit Schikanen. Es wurde Kanamycin (25 mg/l)
zugesetzt. Die Kultivierung erfolgte bei 33°C und
80% Luftfeuchtigkeit.
Nach 72 Stunden wurde die OD bei einer Meßwellenlänge von
660 nm mit dem Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH,
München) ermittelt. Die gebildete L-Lysinmenge wurde mit
einem Aminosäureanalysator der Firma Eppendorf-BioTronik
(Hamburg, Deutschland) durch Ionenaustausch-Chromatographie
und Nachsäulenderivatisierung mit Ninhydrindetektion
bestimmt.
In Tabelle 1 ist das Ergebnis des Versuchs dargestellt.
Folgende Figuren sind beigefügt:
Fig. 1 Karte des Plasmids pCR2.1luxRint.
Die verwendeten Abkürzungen und Bezeichnungen haben folgende Bedeutung:
KmR: Kanamycin Resistenz-Gen
EcoRI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms EcoRI
luxRint: internes Fragment des luxR-Gens
ColE1 ori: Replikationsursprung des Plasmids ColE1.
Fig. 1 Karte des Plasmids pCR2.1luxRint.
Die verwendeten Abkürzungen und Bezeichnungen haben folgende Bedeutung:
KmR: Kanamycin Resistenz-Gen
EcoRI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms EcoRI
luxRint: internes Fragment des luxR-Gens
ColE1 ori: Replikationsursprung des Plasmids ColE1.
Claims (14)
1. Isoliertes Polynukleotid aus coryneformen Bakterien,
enthaltend eine für das luxR-Gen kodierende
Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe
- a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
- b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens zu 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
- c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und
- d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b), oder c),
2. Polynukleotide gemäß Anspruch 1, wobei das
Polynukleotid eine in coryneformen Bakterien
replizierbare, bevorzugt rekombinante DNA ist.
3. Polynukleotide gemäß Anspruch 1, wobei das
Polynukleotid eine RNA ist.
4. Replizierbare DNA gemäß Anspruch 2 enthaltend
- a) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ ID No. 1, oder
- b) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Kodes entspricht, oder
- c) mindestens eine Sequenz, die mit den zu den Sequenzen (i) oder (ii) komplementären Sequenzen hybridisiert, und gegebenenfalls
- d) funktionsneutrale Sinnmutationen in (i).
6. Coryneforme Bakterien, in denen das luxR-Gen
abgeschwächt, bevorzugt ausgeschaltet wird.
7. Verfahren zur Herstellung von L-Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, dadurch
gekennzeichnet, dass man folgende
Schritte durchführt,
- a) Fermentation der die gewünschte L-Aminosäure produzierenden Bakterien, in denen man zumindest das luxR-Gen abschwächt,
- b) Anreicherung des gewünschten Produkts im Medium oder in den Zellen der Bakterien, und
- c) Isolieren der L-Aminosäure.
8. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man Bakterien
einsetzt, in denen man zusätzlich weitere Gene des
Biosyntheseweges der gewünschten L-Aminosäure
verstärkt.
9. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man Bakterien
einsetzt, in denen die Stoffwechselwege zumindest
teilweise ausgeschaltet sind, die die Bildung der
gewünschten L-Aminosäure verringern.
10. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man die Expression
des (der) Polynukleotids(e), das (die) für das luxR-
Gen kodiert (kodieren) verringert, insbesondere
ausschaltet.
11. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man die
regulatorischen Eigenschaften des Polypeptids
herabsetzt, für das das Polynukleotid luxR kodiert.
12. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man für die
Herstellung von L-Aminosäuren, insbesondere L-Lysin,
Bakterien fermentiert, in denen man gleichzeitig eines
oder mehrere der Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- 1. 12.1 das für die Dihydrodipicolinat-Synthase kodierende Gen dapA,
- 2. 12.2 das für die Enolase kodierende Gen eno,
- 3. 12.3 das für das zwf-Genprodukt kodierende Gen zwf,
- 4. 12.4 das für die Pyruvat-Carboxylase kodierende Gen pyc,
- 5. 12.5 das für den Lysin-Export kodierende Gen lysE,
13. Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch
gekennzeichnet, dass man gleichzeitig
eines oder mehrere der Gene, ausgewählt aus der
Gruppe:
- 1. 13.1 das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck,
- 2. 13.2 das für die Glucose-6-Phosphat Isomerase kodierende Gen pgi,
- 3. 13.3 das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB abschwächt.
14. Verfahren gemäß einem oder mehreren der vorhergehenden
Ansprüche, dadurch gekennzeichnet,
dass man Mikroorganismen der Art Corynebacterium
glutamicum einsetzt.
15. Verfahren zum Auffinden von RNA, cDNA und DNA, um
Nukleinsäuren, beziehungsweise Polynukleotide oder
Gene zu isolieren, die für den Transkriptionsaktivator
LuxR kodieren oder eine hohe Ähnlichkeit mit der
Sequenz des luxR-Gens aufweisen, dadurch
gekennzeichnet, dass man die
Polynukleotidsequenzen gemäß den Ansprüchen 1 bis 4
als Hybridisierungssonden einsetzt.
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DE102004003411A1 (de) * | 2004-01-23 | 2005-09-01 | Degussa Ag | Verfahren zur Herstellung von L-Aminosäuren unter Verwendung von Stämmen der Familie Enterobacteriaceae |
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