CN117815401B - 联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂及制备方法和应用 - Google Patents

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Abstract

本发明涉及生物医药技术领域，具体涉及联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂及制备方法和应用，其中，纳米调节剂是包括化疗成分和改性红外光敏剂制成的纳米颗粒；纳米颗粒的粒径为80‑220nm，化疗成分是改性透明质酸，改性透明质酸交联有α‑氰基‑4羟基肉桂酸、羟氯喹；红外光敏剂是经过三苯基膦交联改性的光敏剂；化疗成分和改性红外光敏剂的质量比为1.5‑1：1‑3。本发明联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂为改性红外光敏剂和改性化疗成分自组装而成的粒径80‑220nm的纳米颗粒，能够随着血液循环达到肿瘤组织，穿透血管屏障直达肿瘤微环境中进行富集，具有良好的药物靶向针对性，可以在更低剂量发挥治疗作用，毒副作用显著降低。

Description

联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂及制备方法和应用
技术领域
本发明涉及生物医药技术领域，特别是一种可用于光疗抗肿瘤的纳米调节剂，具体而言是联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，本发明提供相关纳米调节剂及其制备方法和应用。
背景技术
光疗技术是一种新型的抗肿瘤治疗方法，包括光热治疗和光动力治疗，通过将特定的光敏感材料富集在肿瘤微环境中，然后利用外部光源照射激发光敏感材料发生光热作用或光动力分子激活作用，进而产生肿瘤微环境局部高热或释放杀伤肿瘤活性成分的作用。
光疗技术是对于传统靶向给药技术的升级发展，利用外部光源主动照射激发，实现更具针对性的药物主动释放。同时，联合光热效应可实现靶向药杀伤效应和光热作用杀伤效应的协同，发挥更加高效的肿瘤细胞杀伤作用。但是，光热效应往往存在非选择性的缺点，在外部光源照射致使肿瘤微环境产生光热作用的时候，存在快速热扩散的问题，局部保温不仅杀伤肿瘤组织，还会造成肿瘤组织附近的正常组织损伤。
另外，化疗药物由于强烈的毒副作用，限制了其临床治疗应用的上限。目前，有一些研究将光疗技术和化疗药物结合，但是这种结合常常会产生新的问题。光敏剂和化疗药物结合以后，两者的理化性质和药代动力学发生较大变化，例如复合制剂的储存稳定性变化，复合制剂的生物靶向性控制变得更加困难等。因此，目前制备安全、稳定、有效的化疗药物和光敏材料的有机结合方案，是纳米递送系统迫切需要解决的问题。
如何提升光疗技术的肿瘤杀伤效果，实现光疗技术和化疗药物的有机结合，缓解或消除光疗/化疗过程中的毒副作用，是现阶段光疗药物开发的重点和难点。只有突破了光疗技术存在的缺点，才能将光疗制剂更好的发挥出光热或光动力治疗效果，进而实现光疗技术的临床化应用目的。
中国发明专利公告号CN116115751B公开一种共组装光热饥饿治疗纳米调节剂及其制备方法，该共组装光热饥饿治疗纳米调节剂是由R820、葡萄糖氧化酶和α-氰基-4-羟基肉桂酸共组装而成的纳米颗粒，采用红外激发IR820作为活性成分，与GOX和CHC配合形成稳定的具有良好靶向性的纳米颗粒，药物可以准确的靶向作用于肿瘤组织，消耗肿瘤组织细胞内能量，对于结直肠癌细胞的杀伤作用显著，发挥出良好的治疗作用。该专利采用CHC和GOX两种肿瘤细胞杀伤作用的活性成分进行自组装得到纳米调节剂，其技术原理是：葡萄糖氧化酶（GOX）降低细胞内葡萄糖含量，减少肿瘤细胞能量生成；α-氰基-4-羟基肉桂酸（CHC）抑制MCT1在肿瘤细胞膜表面的表达，阻止肿瘤细胞在有氧条件下分解乳酸获得能量；通过两种阻断肿瘤细胞获得能量的方式达到杀灭肿瘤细胞的目的。
发明内容
本发明的目的在于针对现有技术存在的光疗技术副作用较多，生物靶向性、药物的释放效率、毒副作用控制不佳的问题，提供一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂及制备方法和应用。本发明采用光热杀伤作用和自噬抑制作用协同的方式，利用自噬抑制作用增强光热杀伤作用，实现物理和化学协同的方式对于肿瘤细胞的高效率针对性杀伤。
为了实现上述发明目的，本发明提供以下技术方案：
一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，所述纳米调节剂是包括化疗成分和改性红外光敏剂制成的纳米颗粒。
所述纳米颗粒的粒径为80-220nm。
所述化疗成分是改性透明质酸，所述改性透明质酸交联有α-氰基-4羟基肉桂酸、羟氯喹。
所述红外光敏剂是经过三苯基膦交联改性的光敏剂。
所述化疗成分和改性红外光敏剂的质量比为1.5-1：1-3。
本发明联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂采用化疗成分和改性红外光敏剂组装而成的纳米颗粒，其粒径在80-220nm范围内，相应的纳米调节剂能够穿透血管屏障，能够随着血液循环达到肿瘤组织。并且这些纳米颗粒具有良好的稳定性，在体外储存稳定性试验中能够长期保持粒径大小稳定。当本发明纳米调节剂作用于肿瘤微环境的时候，能够发挥良好的光热作用，杀伤肿瘤细胞，同时光热作用使得局部升温释放纳米颗粒中透明质酸交联的化疗成分α-氰基-4羟基肉桂酸，抑制肿瘤细胞自噬反应，使得光热作用杀伤肿瘤细胞的效果大幅度提升。所以，本发明纳米调节剂可以很好的杀伤肿瘤细胞，有效减轻/缓解/消除传统光热制剂、化疗药物成分的毒副作用。
进一步，所述纳米颗粒的粒径为100-210nm，更优选110-190nm，更优选110-165nm。本发明制备的纳米调节剂为纳米颗粒，这些纳米颗粒粒径控制在此范围内稳定性更好，能够长时间保持分散不团聚，不沉积。
进一步，所述化疗成分是改性透明质酸，所述改性透明质酸交联有α-氰基-4羟基肉桂酸。优选的，透明质酸和α-氰基-4羟基肉桂酸通过己二酸二酰肼和碳二亚胺盐酸盐交联得到交联物。
进一步，所述改性透明质酸还交联有羟氯喹（HCQ）。
或者说，进一步，所述化疗成分是改性透明质酸，所述改性透明质酸交联有α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹。
优选的，羟氯喹通过N-羟基丁二酰亚胺（NHS）、碳二亚胺盐酸盐（EDCI）与透明质酸交联。
进一步，改性透明质酸中，交联有α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹；其中，α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹的质量比为10:10-50。
进一步，所述改性红外光敏剂是经过三苯基膦交联改性的红外光敏剂。
优选的，所述改性红外光敏剂是经过三苯基膦交联改性的IR820红外光敏剂。
所述IR820红外光敏剂是新吲哚菁绿，CAS：172616-80-7。
为了更好的实现本发明联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂的质量，更好的发挥纳米调节剂的储存、运输、递送过程中的稳定性，使得纳米调节剂能够最大化发挥其杀伤肿瘤细胞作用的目的，本发明还提供上述纳米调节剂的制备方法。
一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂的制备方法，包括以下步骤：
S1、将红外光敏剂和三苯基膦基丙胺，在N,N-二甲基甲酰胺和二氯甲烷的混合溶液中，加入三乙胺，氮气保护下，反应得到改性红外光敏剂（T820）。
S2、将透明质酸依次和己二酸二酰肼（ADH）、碳二亚胺盐酸盐（EDCI），在pH=3.5-5.2的酸性条件下反应，得到HA-ADH。
然后，将HA-ADH和α-氰基-4羟基肉桂酸（CHC）在pH=6-7的条件下避光反应，得到改性透明质酸；所述改性透明质酸交联有α-氰基-4羟基肉桂酸（HA-CHC）。
然后，将羟氯喹和交联有α-氰基-4羟基肉桂酸的改性透明质酸进行交联反应，得到交联有α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹的改性透明质酸。
S3、将改性透明质酸和改性红外光敏剂，在溶液中混合均匀，冰浴超声震荡，得到纳米颗粒，即为纳米调节剂。
本发明纳米调节剂制备方法先分别合成制备改性红外光敏剂和改性透明质酸，改性红外光敏剂将红外光敏剂和三苯基膦基丙胺反应结合到一起，使得红外光敏剂连接多个苯环平面大π键，然后利用己二酸二酰肼、碳二亚胺盐酸盐将化疗活性成分CHC结合到透明质酸分子链上，最后将T820和HA-CHC在溶液中冰浴超声震荡，自组装形成纳米颗粒。
该CHH-T/NPs纳米颗粒作为纳米调节剂有机融合了红外光敏剂IR820和化疗药物成分CHC，药物具有更好的靶向性，能够在肿瘤组织微环境中富集。在接受红外光照射以后，能够快速释放，同时发挥光热疗法和靶向化疗的作用，对于肿瘤细胞杀伤力大。
而且，该纳米调节剂的制备方法都非常容易实施，不存在复杂或严苛工艺条件，对于生产制备成本降低，以及产品的品质控制都极为有利。
进一步，步骤S1中，所述红外光敏剂是IR820。
进一步，步骤S3中，在溶液中混合均匀，所述溶液是含有水、乙醇至少一种的溶液。
优选采用水作为溶液进行制备，溶液更加容易获得，且环保无污染。
优选的，所述溶液是乙醇体积百分比为0-90%的乙醇水溶液。以溶液总体积作为分母，乙醇体积为分子计算得到乙醇体积百分比。
为了更好的发挥上述联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂的医药应用价值，本发明还提供以下应用。
纳米调节剂在制备药物中的应用。
进一步，所述药物是治疗实体瘤的药物。
进一步，所述药物是注射剂。优选的，所述注射剂是注射液、粉针剂、
进一步，所述药物还包含药学上可接受的辅料或助剂。“药学上可接受的”指不是生物学的或其他方面不期望的（即不引起不可接受水平的不期望的生物效应或不以有害的方式相互作用）材料。例如，辅料或助剂可以是各种药学上可接受的载体。所述载体可以是无菌水或非水溶液等，以便注射剂在使用前重构成无菌可注射溶液。
采用上述发明方案，相比于现有技术本发明可以实现以下技术效果：
本发明联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，为改性红外光敏剂和改性化疗成分自组装而成的粒径80-220nm的纳米颗粒（NPs），能够随着血液循环达到肿瘤组织，穿透血管屏障直达肿瘤微环境中进行富集，具有良好的药物靶向针对性，可以在更低剂量发挥治疗作用，毒副作用显著降低。
本发明纳米调节剂的纳米颗粒储存稳定性试验中不易团聚沉淀，具有良好的稳定性。由于表面Zeta电位的特性，使得本发明的纳米颗粒能够更好的分散保持稳定，存放较长时间也不会沉积。
本发明纳米调节剂作用于肿瘤微环境能够发挥良好的光热作用，杀伤肿瘤细胞，同时光热作用使得局部升温释放纳米颗粒中透明质酸交联的化疗成分α-氰基-4羟基肉桂酸，抑制肿瘤细胞自噬反应，使得光热作用杀伤肿瘤细胞的效果大幅度提升。相比于现有技术的光热疗法或化疗治疗方案，具有肿瘤细胞杀伤效果好，毒副作用显著降低的优势。
本发明纳米调节剂制备方法分别合成改性红外光敏剂和改性透明质酸，工艺简单容易实现。红外光敏剂和三苯基膦基丙胺反应结合，连接多个苯环平面大π键，和透明质酸分子链结合化疗活性成分CHC上的改性透明质酸，在溶液中冰浴超声震荡自组装形成纳米颗粒。制备纳米颗粒的过程中容易实现，不存在复杂或严苛工艺条件，对于生产制备成本降低，纳米颗粒品质控制优良。
本发明联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂的医药应用潜在价值巨大，可用于治疗实体瘤治疗，作为注射剂使用，能够高效快速的发挥治疗作用。
附图说明
图1是实施例1合成的TPP-NH2核磁共振图谱。
图2是实施例1合成的T820核磁共振图谱。
图3是实施例2合成的HA-ADH核磁共振图谱。
图4是实施例2合成的HA-CHC核磁共振图谱
图5是实施例2合成的CHC-HA-HCQ核磁共振图谱
图6是实施例3合成的纳米颗粒的粒径测试结果图。
图7是实施例3合成的纳米颗粒连续七天测试粒径结果图。
图8是实施例3合成的纳米颗粒的电势测量图。
图9是实施例3合成的纳米颗粒连续七天测试电势去变化趋势图。
图10是体内温升实验结果图。
图11是体外温升实验结果图。
图12是不用药物作用下细胞的ATP含量变化图。
图13是免疫印迹法(Western Immuno Blotting)检测结直肠癌细胞基因表达结果图。
图14是小鼠肿瘤体积大小测量结果。
图15是小鼠肿瘤重量观察15天结果图汇总。说明CHH-T/NPs具有良好的肿瘤抑制效果。
图16是电镜图，其中上部为CHH是空载体，下部为CHH-T/NPs是在CHH的基础上包载了T820的纳米颗粒。
图17是CHH-T/NPs的紫外吸收波峰光谱图。
图18是不同pH值下CHH-T/NPs的各组的释放率分析图。其中，A为HCQ的累积释放率，B为CHC的累积释放率，C为T820的累积释放率。
图19是活死细胞染色照片。
图20是克隆形成实验的细胞照片。
图21是MTT细胞毒性实验的细胞活力结果图。
图22是EdU细胞增殖实验阳性转化率结果图。
图23是四个生物化学指标检测结果图。
图24是重要脏器细胞苏木素伊红染色图。染色结果显示本发明的纳米调节剂对于重要脏器细胞无明显毒性改变作用。
图25是不同浓度CHH-T/NPs的溶血实验照片。
图26是不同浓度CHH-T/NPs的溶血实验的溶血率的结果图表。
具体实施方式
为了更好的描述本发明的技术方案，以下结合具体实施例和说明书附图对本发明创新的技术方案做详细说明，但不应理解成对本发明所要求保护范围的限制，一切基于本发明相同创新构思/相同技术要点的方案都属于本发明要求保护的内容。
部分原料来源情况如下，其余未特别说明的原料试剂均为市售原料产品。
IR820（新吲哚菁绿，CAS：172616-80-7）购买自上海Macklin生物技术有限公司。
α-氰基-4-羟基肉桂酸（CHC）购买自上海阿拉丁生物技术有限公司。
实施例1
TPP-NH2的合成：三苯基膦（TPP）1.3112g和3-溴丙胺氢溴酸盐1.0946g混合加入20mL无水乙腈，在油浴85℃条件下加热反应15小时后，冷却至室温。40℃旋转蒸发去除无水乙腈后，再加入10mL无水乙腈、30mL正己烷、100mL异丙醇和50mL乙醚，在-20℃重结晶（每12h置于室温溶解后再-20℃重复结晶3-5次）。最后，通过抽滤技术过滤，得到白色晶体（TPP-NH2）。
将制备得到的中间产物TPP-NH2采用核磁共振1H-NMR进行化学结构式鉴定，氢谱分析结果如图1所示，可见特征氢谱峰，表明TPP-NH2合成成功。
T820的合成：取0.4013 g的TPP-NH2溶于5mL的N,N-二甲基甲酰胺（DMF）溶液，溶液1；取0.849 g的IR820溶于DMF和二氯甲烷的混合液（DMF和二氯甲烷体积比1：1），溶液2。然后，将溶液1和溶液2，充分混合均匀，并加入274 mL三乙胺（TEA），在氮气保护下85℃油浴避光反应4h后，85℃旋转蒸发除去溶剂，得粗产物。最后通过硅胶柱层析法，在甲醇和二氯甲烷为1：5时，收集得到蓝色产物（即T820）。
将产物T820采用核磁共振1H-NMR进行化学结构式鉴定，氢谱分析结果如图2所示，可见T820的特征基团峰，表明T820合成成功。
实施例2
HA-ADH的合成制备：400mg透明质酸（HA）和846mg己二酸二酰肼（ADH）分别溶于40mL和10mL的水中，混合均匀，通过加入0.1mol/L的HCl水溶液调节pH值为4.75。再加入570mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI）反应5h（每15分钟调节pH值一次，使其维持在pH=4.75）。反应结束后，调节pH=7.0终止反应。然后，将反应液通过MWCO3500的透析袋（截留分子量为3500），透析2-4次，透析液为100mmol/L的 NaCl+25vol%乙醇的水溶液，透析1-2天（每12h换一次透析液）。最后，通过冷冻干燥机冻干，得到HA-ADH。
将产物HA-ADH采用1H-NMR进行化学结构式鉴定，氢谱分析结果如图3所示，可见特征基团峰，表明HA-ADH合成成功。
将α-氰基-羟基肉桂酸(CHC) 10 mg加入6ml的DMF(纯度≥99.8%)中，与9.2 mg N-羟基琥珀酰亚胺(NHS)和15.3 mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI）混合，搅拌反应4 h。随后，将100mg HA-ADH加入20ml DMF和水混合溶液（两者体积比1:1）。耐光反应24 h（24 h lightresistant reaction），以水为透析液，在3500 MWCO透析袋中透析2天。将所得产物冷冻干燥，得到HA-CHC。
将产物HA-CHC采用1H-NMR进行化学结构式鉴定，氢谱分析结果如图4所示，可见特征基团峰，表明HA-CHC合成成功。
CHC-HA-HCQ的合成制备：100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液（DMF和水体积比1:1），得到HA-CHC溶液。
取24 mg 羟氯喹（HCQ）溶于6mL的DMF（纯度≥99.8%）中，加入9.2mg 的N,N'-羰基二咪唑(CDI)，混合，搅拌反应4h。然后，加入HA-CHC溶液，避光反应24h后，使用MWCO3500的透析袋（截留分子量为3500），透析2天（透析液：水），冷冻干燥，得CHC-HA-HCQ。
将产物CHC-HA-HCQ采用1H-NMR进行化学结构式鉴定，氢谱分析结果如图5所示，可见特征基团峰，表明CHC-HA-HCQ合成成功。
实施例3
CHH-T/NPs的合成制备：取0.1mg实施例1制备的T820和0.1mg实施例2制备的CHC-HA-HCQ分别溶于5mL水中。混合，冰浴反应4h，然后超声震荡5分钟，得CHH-T/NPs，即为纳米调节剂。
将制备得到的CHH-T/NPs，进行表征分析。由于所得产物为纳米颗粒形态（nanoparticles，NPs），首先进行粒径稳定性测试和纳米颗粒表面电势测试。测试过程中，采用的设备为Zetasizer纳米分析仪（Malvern，英国）。
粒径稳定性测试：将合成得到的CHH-T/NPs溶液稀释成100μM浓度，然后吸取3mL溶液转移到EP管中，采用DLS粒径仪测试NPs溶液中的颗粒粒径分布。结果如图6所示，可见，CHH-T/NPs溶液中纳米颗粒的粒径分布较窄，平均粒径大约130nm左右，纳米颗粒粒径小于220nm，可以通过血管屏障，具有极大的药用潜力。
然后，将溶液静置七天，连续测量其粒径大小，结果如图7所示。粒径测试结果表明，CHH-T/NPs具有良好的稳定性，在连续七天测量结果都稳定在130-140nm之间。纳米颗粒的粒径稳定性良好，储存运输不影响其作为药物应用的效力。
可见，纳米颗粒的粒径约为130nm，小于220nm，故纳米颗粒NPs可以通过血管屏障，并且7天稳定性良好。
纳米颗粒表面电势测试：为考察纳米颗粒（NPs）的稳定性，将CHH-T/NPs溶液稀释成100μM浓度，然后吸取3mL溶液转移到EP管中，使用Zetasizer纳米分析仪（Malvern，英国）测定纳米颗粒电势变化。
作为比较，将T820配制成相同浓度的溶液，进行Zeta电势测量。然后，将CHH-T/NPs混合酶以期进行Zeta电位测量。测试结果如图8所示，可见CHH-T/NPs溶液的纳米调节剂的电势为负，在血液中不易聚集沉淀，且在酶作用下，电势转变为正，可以高效作用于靶标位置。
所以，本发明实施例3合成的纳米颗粒CHH-T/NPs作为纳米调节剂，在粒径适宜的情况下，还具有表面电势为负的特性，在血液中不易聚集沉淀。
为了进一步研究纳米调节剂的纳米颗粒的稳定性，将CHH-T/NPs溶液稀释成100μM浓度，然后吸取3mL溶液转移到EP管中，配制多份，连续测量7天，分析静置不同时间以后，溶液中纳米颗粒的电势变化。测试方法同上。
测试结果如图9所示，可见CHH-T/NPs溶液在7天内维持稳定的电势，电势始终为负，在血液中不易聚集沉淀，具有良好的储存稳定性。
实施例4
纳米颗粒光热效果：为了进一步的考察测试实施例3制备得到的CHH-T/NPs的光热效应，进行以下两个光热实验。
1. 不同浓度纳米调节剂体外温升实验：将制备得到的CHH-T/NPs溶液用超纯水稀释到10μM、20μM、40μM、80μM、100μM等五个梯度浓度。μM为摩尔浓度，微摩尔每升，下同。然后，分别用移液枪取2mL各个浓度的溶液转移至24孔细胞培养板中，随后用820nm波长的激光器照射样品溶液，光照功率设置为1W/cm2，连续照射5分钟，用温度计连续测定各孔样品在0、1min、2min、3min、4min、5min时的温度值并记录，绘制不同浓度CHH-T/NPs的升温曲线。
结果如图10所示，可见在体内外实验中，实施例3制备的CHH-T/NPs具有良好的光热效应，并表现出剂量依赖关系，作为光热疗法的药物制剂应用开发潜力极大。
2. 不同原料体外温升实验：设置对照组（Control）、T820组、普通混合组（P-mixture）、实验组（CHH-T/NPs）。
实验组（CHH-T/NPs）：将实施例3制备得到的CHH-T/NPs溶液用超纯水稀释到40μM浓度，用移液枪取2mL溶液转移至24孔细胞培养板中。
T820组：将实施例1制备的T820稀释到40μM浓度，用移液枪取2mL溶液转移至24孔细胞培养板中。
普通混合组（P-mixture）：将实施例1制备的T820和实施例2制备得到的CHC-HA-HCQ稀释到40μM浓度，混合溶液中两种成分的目标浓度（和实验组原料浓度相同，区别仅在于未经过自组装形成纳米颗粒），用移液枪取2mL溶液转移至24孔细胞培养板中。
对照组（Control）：24孔细胞培养板，不做处理。
随后用820nm波长的激光器照射样品溶液，光照功率设置为1W/cm2，连续照射5分钟，用温度计连续测定各孔样品在0、1min、2min、3min、4min、5min时的温度值并记录，绘制不同制剂的（含实验组CHH-T/NPs）的升温曲线。
结果如图11所示，通过比较实施例3制备的CHH-T/NPs溶液、实施例1制备的T820光热试剂，以及将实施例1制备的T820光热试剂和实施例2制备的CHC-HA-HCQ直接混合的溶液（P-mixture），可以看出实施例3制备的CHH-T/NPs溶液相比于单纯的应用T820，或T820+CHC-HA-HCQ的简单混合（P-mixture）的方案，光热效应更好，在通过的激光器照射时间内，温度变化更为突出，差距最大可达5℃，作为光热疗法使用对肿瘤细胞其光热杀伤效果会更好。且这种效果并不是因为剂量造成的，而是由于制成CHH-T/NPs溶液以后，T820和CHC-HA-HCQ形成的纳米颗粒具有物理和化学协同促进作用所导致的。
实施例5
为考察实施例3制备的纳米颗粒CHH-T/NPs抑制细胞自噬作用的效果，检测添加纳米颗粒对于肿瘤细胞ATP含量的影响。具体实验方法如下：
设置对照组（Control）、羟氯喹组（HCQ）、α-氰基-4羟基肉桂酸组（CHC）、T820组（采用实施例1制备的T820）、普通混合组（记作P-mixture，同实施例4中P-mixture组配制方式）、实验组（实施例3制备的CHH-T/NPs），各组应用的药物剂量均为15μM，设置3个平行样。
具体实验方法：使用RPMI1640培养基，装入24孔细胞培养板，接种CT26细胞培养1天，至细胞爬壁。分别用移液枪取2mL各组溶液转移至24孔细胞培养板中，在37℃、5vol%二氧化碳条件下，培育4小时。采用紫外分光光度计检测细胞ATP含量。
实验结果如图12所示，实验组在CHH-T/NPs作用下细胞的ATP含量显著降低，相比于对照组P＜0.05。同时，相比于单用羟氯喹的羟氯喹组（HCQ）或α-氰基-4羟基肉桂酸组（CHC），也有较大的优势。说明本发明实施例3制备的CHH-T/NPs纳米颗粒并不是简单的将多种化疗成分作用直接叠加，而是产生了协同作用，能够大幅度降低细胞ATP含量作用。
采用免疫印迹法(Western Immuno Blotting)检测CT26细胞基因表达情况，结果如图13所示，可以看出CHH-T/NPs具有良好的能量调节作用，CT26细胞自噬抑制效果显著，这与本发明设计预期实现的协同杀伤肿瘤细胞的机理目标相一致。
实施例6
小鼠体内实验：动物实验均经伦理委员会批准，使用小鼠进行体内实验。
选择健康的30小鼠，雌雄各半，将小鼠随机分为6组（n = 5）。通过皮下注射CT26肿瘤细胞（0.1 mL，1.0×106细胞），当肿瘤体积达到100 mm3时，对照组（Control）注射相同体积的生理盐水，实验组分别注射HCQ (2mg/kg)，CHC (3.2 mg/kg)，T820(2 mg/kg)，P-mixture（2 mg/kg，T820、HA-CHC-HCQ以实施例3相同原料重量比例直接物理混合，同实施例4中P-mixture制作方式），CHH-T/NPs（2 mg/kg，实施例3制备得到），每隔一天通过尾静脉注射。并在尾静脉注射10h后，用近红外光照射10 min，功率1.0 W/cm2。
每隔1天测量小鼠体重和肿瘤体积，第15天时，对小鼠安乐死并对不同组小鼠的肿瘤进行称重，评估其抗肿瘤效果。用卡尺测量肿瘤大小，肿瘤体积(mm3)的计算公式如下：
肿瘤体积(mm3)=(长度×宽度2)/2
小鼠的肿瘤体积测量结果如图14所示，可以看到CHH-T/NPs实验组肿瘤体积始终表现出明显的抑制效果，肿瘤体积基本不增长，并逐渐减小。P-mixture实验组，采用相同的原料成分，肿瘤体积有一定的抑制作用，但相比于CHH-T/NPs实验组肿瘤体积更大，肿瘤体积减小的效果也不那么明显。而单用HCQ、CHC或T820的实验组，抑制作用较低，肿瘤体积相比于模型对照组（Control）肿瘤体积有一定程度减小但不明显。
由此可见，实施例3的CHH-T/NPs能够有效抑制肿瘤细胞的保护性自噬，使得化疗药物抑制肿瘤效果显著增强。
肿瘤抑制率的百分比计算如下：
抑制率（%）=（对照组肿瘤重量−实验组肿瘤重量）/对照组肿瘤重量×100%
小鼠肿瘤重量测量结果如图15所示，单纯应用HCQ、CHC、T820的实验组，相比于对照组（Control）有一定的肿瘤抑制作用，但依然表现出肿瘤持续长大的趋势。P-mixture组表现出优于单用任意一种组分的肿瘤抑制效果，而CHH-T/NPs实验组（实施例3制备得到）的肿瘤重量从第五天开始逐渐减小，表明肿瘤抑制效果显著，特别是观察第15天的肿瘤生长状况，CHH-T/NPs具有良好的肿瘤抑制效果得到证实。
可见化疗药物和光疗试剂制成纳米颗粒后，产生了协同增效的超强肿瘤杀伤作用，对于实体瘤的治疗具有重要意义。
实施例7
TEM透射电镜表征：将0.1mg实施例2制备的CHC-HA-HCQ溶于5mL水中，冰浴，超声震荡5分钟得到CHH空载体。将此CHH空载体和实施例3制备的CHH-T/NPs，分别采用TEM透射电镜（HITACHI HT7800， Shimadzu）扫描分析，结果如图16所示。可见，CHH是空载体，CHH-T/NPs包载了T820的纳米颗粒，其内核结构清晰可见。
紫外光吸收检测：将实施例3制备的CHH-T/NPs采用紫外-可见光谱仪（UV2700，岛津）检测分析其紫外吸收波峰光谱，结果如图17所示。
实施例8
释放率检测：用pH=7.4的PBS溶液（磷酸盐缓冲液）模拟正常体液中的pH环境，用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境。将实施例3制备的CHH-T/NPs在两种不同pH环境下进行试验，测试CHH-T/NPs的各组的释放率，结果如图18所示。其中，A为HCQ的累积释放率，B为CHC的累积释放率，C为T820的累积释放率。
可见，CHH-T/NPs可在pH=5.0肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境下快速释放，故CHH-T/NPs在血液循环中具有较低泄漏率，能够在肿瘤细胞微环境中精准靶向释放HCQ、CHC和T820等成分，具有pH响应性智能药物递送性能。
实施例9
为了进一步检测分析纳米调节剂的细胞毒性，进行以下实验，比较CHH-T/NPs对直肠癌细胞的杀伤能力。
细胞毒性实验：使用Calcein-AM/PI细胞双染试剂盒，将30 μL 1.5 mM PI和5 μL4 mM Calcein AM与10 mL PBS或其他无血清缓冲液或培养基混合，涡旋混匀，备用。使用RPMI1640培养基（即Roswell Park Memorial Institute，洛斯维·帕克纪念研究所1640培养基），装入24孔细胞培养板，接种CT26细胞培养1天，至细胞爬壁。分别用移液枪取2mL各组溶液转移至24孔细胞培养板中，分别加入HCQ、CHC、T820、P-mixture（同实施例4的P-mixture组制备方法，下同）、CHH-T/NPs各5μM，在37℃、5vol%二氧化碳条件下，培育4小时。重悬细胞培养，离心收集细胞染色，然后用1倍体积量PBS（pH=7.4磷酸盐缓冲液）充分清洗细胞2-3次，以充分去除残留的酯酶活性。吸弃PBS溶液，加入适量的染色工作液，使细胞密度控制在2×105个/mL。室温避光孵育15-20 min，荧光显微镜下观察标记的细胞。
拍照将活细胞和死细胞分别标记，结果如图19所示，两行为同一组样本的荧光染色照片，为便于区分死细胞和活细胞划分为两行。其中，第一行表示活细胞、第二行表示死细胞。可见，CHH-T/NPs对于肿瘤细胞具有极强的杀伤作用，染色结果显示大量细胞死亡；而HCQ和CHC组肿瘤细胞一定比例的细胞死亡，但显著低于T820、P-mixture、CHH-T/NPs等三个实验组。表明光热疗法的T820对于肿瘤细胞具有一定杀伤作用，且P-mixture表明混合应用药物具有更加显著的肿瘤细胞杀伤作用，尤其是CHH-T/NPs实验组能够发挥多组分协同杀伤作用，对于肿瘤细胞的杀伤作用最为突出。
细胞增殖克隆实验：取CT26细胞使用RPMI1640培养基进行培育，采用移液枪吸取5μM各种制剂进行实验。各实验组的试剂预先用配置成适宜浓度溶液，取2μL加入HCQ、CHC、T820、P-mixture、CHH-T/NPs加入到CT26细胞培养基中，在37℃、5vol%二氧化碳条件下，培育4小时，结束后实验进行染色。
结果如图20所示，克隆形成实验的细胞照片显示CHH-T/NPs组，直肠癌细胞的增殖受到最显著的抑制，染色照片中癌细胞克隆数量最少，且优于P-mixture组的情况。相比之下，单独使用HCQ、CHC、T820的实验组，虽然相比于空白对照组癌细胞增殖受到一定抑制，但是整体的癌细胞增殖数量依然显著高于CHH-T/NPs和P-mixture组。
MTT细胞毒性实验：将处于对数生长期的CT26细胞经胰酶消化、离心、重悬，收集分散细胞以每孔8×103个细胞密度均匀注入96孔细胞培养板上，放入细胞培养箱中孵育过夜，弃去各孔培养基，随后每孔加入200μL不同浓度的HCQ、CHC、T820、P-mixture、CHH-T/NPs进行测试。具体浓度为2.5μM、5.0μM、10.0μM、15.0μM、20.0μM，每个浓度设置三个重复样，以纯培养基培养的孔作为空白对照组，放入细胞培养箱中孵育4h。
孵育结束后用移液枪吸取除去多余培养基，然后各孔分别加入200μL含15%胎牛血清的培养基继续孵育24h。结束后，每孔加入20μM现配的浓度5mg/mL的MTT溶液，随后置于细胞培养箱中用锡箔纸避光孵育4h，孵育结束后弃去多余溶液，加入200μL的DMSO充分溶解产生的甲臜，通过酶标仪检测各孔吸光度，检测波长570nm。
根据实验组样品吸光度和空白对照组吸光度比值，计算得到各孔细胞成活率。最终实验结果如图21所示，由MTT细胞毒性实验的细胞活力结果图可见，CHH-T/NPs实验组相比于空白对照组具有更强的肿瘤细胞杀伤力，细胞活力显著降低，相比之下单独使用HCQ或CHC的实验组细胞活力虽有降低，但降低幅度较小。
EdU细胞增殖实验：设置对照组（Control）、HCQ组、CHC组、T820组、P-mixture组、CHH-T/NPs组等六个实验组。
参考实际使用说明书进行EdU细胞增殖检分析，具体实验方法如下：
首先，用EdU来标记细胞：在六孔板里的盖玻片上培养细胞，使其生长至所需密度后处理细胞。用10 mM EdU溶液在无血清培养基中制备2× EdU工作溶液（两倍浓度的EdU工作液）。预热2× EdU工作溶液，然后将2× EdU工作溶液添加到等体积含有实验细胞的培养基中，得1x EdU溶液。具体的，EdU溶液最终浓度为10 µM 的溶液，用20 µM EdU新鲜培养基替换一半含细胞的培养基。将处理好的细胞孵育12小时。
然后，细胞固定和透化：孵育后除去培养基，并向每个含有盖玻片的孔中加入2.5mL含多聚甲醛的PBS（磷酸盐缓冲液，pH=7.4），室温下孵育15分钟。除去固定液，用2.5 mLPBS洗涤孔中的细胞5分钟，重复三遍。除去洗涤液，然后向前五个孔中加入2.5 mL通透液，室温下孵育20分钟。除去通透缓冲液，用2.5 mL PBS洗涤每个孔中的细胞两次，除去洗涤液。
然后，EdU检测：制备Click-iT反应混合物（在15分钟内使用），向每个玻片上加入100 µL Click-iT反应混合物，室温下避光孵育30分钟。除去反应混合物，用2.5 mL PBS洗涤每孔一次后，除去洗涤液。
EdU细胞增殖实验结果如图22所示，比较EdU细胞增殖实验的对照组、HCQ组、CHC组、T820组、P-mixture组、CHH-T/NPs组等五个实验组的阳性转化率可见，P-mixture组、CHH-T/NPs组保护效力最好，且CHH-T/NPs显著优于其他各组的作用。
实施例10
为了进一步检测分析纳米调节剂的细胞毒性，进行以下实验，比较CHH-T/NPs对直肠癌细胞的杀伤能力。
生物安全性实验：同实施例6相同的实验方法进行动物实验，待小鼠肿瘤块体积长到100mm3时，将小鼠随机分成6组，每组3只。每组分别尾静脉注射100μL的HCQ、CHC、T820、P-mixture、CHH-T/NPs，给药剂量均为2mg/kg。在给药后24h抽血检测小鼠的ALT、AST、UREA、CRE等生物化学指标，结果如图23所示。其中，A为小鼠生物化学指标ALT、B为小鼠生物化学指标AST测试结果、C为小鼠生物化学指标UREA测试结果、D为小鼠生物化学指标CRE测试结果。四个生物化学指标检测结果图显示，本发明的CHH-T/NPs对小鼠的主要生物化学指标基本无影响，生物安全性良好。
小鼠脏器毒性实验：同实施例6相同的实验方法进行动物实验，在检测生物化学指标后，继续培育小鼠48h，将小鼠脱颈处死，解剖检验分析小鼠脏器健康状态，剥离肿瘤组织、心、肝、脾、肺、肾，并进行H&E荧光染色（苏木素伊红染色），制成病例组织切片，结果如图24所示。重要脏器细胞苏木素伊红染色结果表明，CHH-T/NPs对于肿瘤细胞具有显著的杀伤作用，大量肿瘤细胞出现不同程度的凋亡和坏死，相比于T820和P-mixture具有更加显著的杀伤力。同时，CHH-T/NPs对心脏细胞的毒性较低，和P-mixture基本相当，且对于其他重要脏器细胞无明显毒性改变作用。
溶血实验：参考现有文献资料进行溶血实验，选择新西兰兔考察生物安全性。采用心脏取血的方式抽取新鲜血液，置于烧杯中，玻璃棒搅拌挑去纤维蛋白，用生理盐水清洗后1000rpm离心15min，重复清洗处理至上清液无色。然后，用生理盐水重悬配制成2vol%的红细胞悬液，吸取0.6mL加入EP管中，然后加入用生理盐水将CHH-T/NPs溶液进行稀释，得到浓度5μM、10μM、20μM、40μM、60μM、80μM、100μM、120μM、140μM的溶液，分别吸取0.6mL不同浓度的CHH-T/NPs，加入到含有红细胞悬液的EP管中，空白对照组吸取0.6mL生理盐水。将所有处理好的样品置于37℃恒温震荡箱中孵育3h，结果如图25所示，可见本发明的CHH-T/NPs各个浓度条件下溶血率都极低，安全性有保障。
然后，1000rpm离心15min，收集上清液，采用分光光度计测定各组样品在540nm波长处的吸光度。根据吸光度计算各组样品的溶血率，各个浓度的实验组溶血率制成图表如图26所示。不同浓度CHH-T/NPs的溶血率均低于4%，表明本发明CHH-T/NPs具有极高的安全性。
实施例11
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：首先，按照实施例1相同的方法、相同原料配比，合成制备得到TPP-NH2，并与IR820反应制得T820。然后，按照实施例2相同的方法、相同原料配比，使用透明质酸（HA）、己二酸二酰肼和碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将HA-ADH和CHC反应制得HA-CHC。最后，加入羟氯喹（HCQ）反应制得CHC-HA-HCQ。将制备的0.3 mg的T820和0.1 mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂（CHH-T/NPs）。
按照实施例3相同的方法，使用Zetasizer纳米分析仪（Malvern，英国）测试所得纳米调节剂的粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为84 nm。纳米颗粒粒径小于220nm，可以通过血管屏障，具有较大的药用潜力。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为22℃，升温效果良好。虽然该配方的纳米调节剂T820含量较高，但是载药量较低，且升温效果表现较为一般，并未显著由于实施例3制备的纳米调节剂。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例11的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为48 %、61 %、80 %。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例的纳米调节剂在10.0μM浓度的细胞毒性。同样的，以纯培养基培养的孔作为对照组进行实验，根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到各孔肿瘤细胞成活率为59 %。
实施例12
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，首先按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。然后，按照实施例2相同的方法，使用400 mg的透明质酸（HA）、846 mg的己二酸二酰肼和570 mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110.1mg的HA-ADH和10mL浓度1mg/mL的CHC反应，同实施例2一样采用滴加的方式将CHC和HA-ADH反应，制得HA-CHC。最后，加入24 mg的羟氯喹（HCQ）反应制得CHC-HA-HCQ。
将制备的0.12 mg的T820和0.1 mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂（CHH-T/NPs）。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为142 nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为24℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例12的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为46 %、60 %、79 %。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例的纳米调节剂在10.0μM浓度的细胞毒性。同样以纯培养基培养的孔作为对照组进行实验，根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到各孔肿瘤细胞成活率为48 %。
实施例13
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、846mg的己二酸二酰肼和570mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取25mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.1mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径为130nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为25℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例13的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为47 %、59 %、80 %。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试10.0μM浓度的本实施例纳米调节剂细胞毒性，同样以纯培养基培养的孔作为对照组进行实验，根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到各孔肿瘤细胞成活率为47 %。
实施例14
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用600mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取25mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.15mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为256nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为19℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例14的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为51 %、61 %、74 %。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性，并根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到肿瘤细胞成活率为63 %。
实施例15
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用500mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取25mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.15mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为234nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为20℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例15的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为50 %、59 %、74 %。参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性，并根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到各孔细胞成活率。结果实施例15的纳米调节剂肿瘤细胞成活率为63 %。
实施例16
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用550mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取25mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.15mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为255nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为21℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例16的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为49 %、56 %、76 %。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性，并根据实验组样品吸光度和对照组吸光度比值，计算得到各孔细胞成活率。结果实施例16的纳米调节剂肿瘤细胞成活率为55 %。
实施例17
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将200mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取26mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.12mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为142nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为23℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将本实施例制备的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为41 %、60 %、77 %。参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性，结果得到肿瘤细胞成活率为45 %。
实施例18
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将140mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取26mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.12mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为136nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为24℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例18的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为42 %、58 %、75 %。参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性，得到各孔肿瘤细胞成活率为45 %。
实施例19
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸16mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取24mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.1mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为135nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为23℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例19的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为47 %、60 %、79 %。参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测试10.0μM浓度的本实施例纳米调节剂细胞毒性，得到肿瘤细胞成活率为47 %。
实施例20
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸14mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取24mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.1mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为131nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为24℃，升温效果良好。
参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，测得本实施例纳米调节剂10.0μM浓度的细胞毒性为肿瘤细胞成活率为46 %。参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将实施例20的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为46 %、61 %、77 %。
实施例21
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1相同的方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820。按照实施例2相同的方法，使用400mg的透明质酸（HA）、820mg的己二酸二酰肼和550mg的碳二亚胺盐酸盐反应得到HA-ADH。然后，将110mg的HA-ADH溶于30mL磷酸缓冲液（pH=6.5）中，滴入CHC（α-氰基-4羟基肉桂酸10mL，溶液浓度为1mg/mL），通过0.1mol/L的NaOH水溶液调节pH=6.5后避光反应3h，然后经过透析和冻干纯化处理，制得HA-CHC。100mg的HA-CHC溶于20mL N,N-二甲基甲酰胺（DMF）和水的混合液体积比1:1，得到HA-CHC溶液。取35mg羟氯喹溶于6mL的DMF中，加入9.2mg N-羟基丁二酰亚胺（NHS）和15.3mg 碳二亚胺盐酸盐（EDCI），搅拌4h后加入HA-CHC溶液，避光反应24h。透析袋透析2天，透析液为水，冻干，得CHC-HA-HCQ。最后，将制备的0.1mg的T820和0.1mg的CHC-HA-HCQ在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
按照实施例3相同方法测试纳米调节剂粒径，结果测得纳米调节剂的平均粒径大约为130nm。按照实施例4相同的方法进行升温测试，结果纳米调节剂最大升温值为23℃，升温效果良好。
参考实施例8相同的方法进行释放率检测，使用pH=5.0的PBS溶液模拟肿瘤细胞内溶酶体的酸性环境，将本实施例制备的纳米调节剂进行累计释放率测试，测得HCQ、CHC和T820的24h累积释放率分别为45 %、70 %、76 %。参考实施例9相同的MTT细胞毒性实验方法，使用本实施例10.0μM浓度纳米调节剂进行细胞毒性测试，测得肿瘤细胞成活率为46 %。
实施例22
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820，备用。按照实施例2方法制备得到CHC-HA-HCQ，备用。最后，将T820和CHC-HA-HCQ分别按照0.4：0.1、0.6：0.1、0.1：0.2、0.1：0.3的质量比例，在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
将前述不同配比原料制备得到的纳米调节剂，按照实施例3和实施例4相同方法，进行粒径测试和升温测试。结果如下：T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.4：0.1的纳米调节剂粒径85 nm，升温23 ℃；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.6：0.1的纳米调节剂粒径78 nm，升温22℃；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.1：0.2的纳米调节剂粒径312 nm，升温18 ℃；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.1：0.3的纳米调节剂粒径349 nm，升温17℃。比较不同的T820比例制备得到纳米调节剂的粒径略有差异，主要是T820比例较高的情况下，纳米调节剂粒径较小，整体升温水平较好，具有较好的肿瘤杀灭潜力。
采用实施例8相同方法进行纳米调节剂中各种成分的释放率检测，采用实施例9相同MTT细胞毒性实验方法测试纳米调节剂（10.0μM浓度）的细胞毒性，测试肿瘤细胞成活率。结果如下：T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.4：0.1的纳米调节剂HCQ释放率为42%、CHC释放率为53%、T820释放率为66%，肿瘤细胞成活率67%；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.6：0.1的纳米调节剂HCQ释放率为38%、CHC释放率为45%、T820释放率为62%，肿瘤细胞成活率72%；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.1：0.2的纳米调节剂HCQ释放率为35%、CHC释放率为42%、T820释放率为55%，肿瘤细胞成活率60%；T820和CHC-HA-HCQ质量比为0.1：0.3的纳米调节剂HCQ释放率为31%、CHC释放率为36%、T820释放率为48%，肿瘤细胞成活率63%。
活性成分释放率测试结果和肿瘤细胞毒性实验结果表明，纳米调节剂的原料中T820比例较高的情况下，毒性成分释放率有所降低，我们分析认为主要是由于T820较多，纳米调节剂粒径较小，纳米颗粒稳定性更高，活性成分的释放率反而降低，进而细胞毒性更低，对于肿瘤细胞的杀伤力不高，因此，自组装得到纳米调节剂的时候，T820的比例不宜过高。当CHC-HA-HCQ比例过高的时候，纳米调节剂的粒径快速增大，进而导致药物活性成分释放率大幅度降低，使得肿瘤杀伤力降低，故CHC-HA-HCQ比例过高，虽然CHC和HCQ含量增加，但释放率不高，肿瘤细胞杀伤力并不能大幅度提升，反而肿瘤细胞成活率增加。故优选化疗成分和改性红外光敏剂的质量比为1.5-1：1-3。
实施例23
参考实施例1-3的方法进行纳米调节剂（CHH-T/NPs）的合成制备，具体如下：按照实施例1方法合成制备得到TPP-NH2与IR820反应制得T820，备用。按照实施例2方法制备CHC-HA-HCQ，区别仅在于羟氯喹的用量按照0、10mg、40mg、50mg、80mg进行制备，分别制备得到HCQ原料用量不同的CHC-HA-HCQ，备用。最后，将T820和CHC-HA-HCQ分别按照0.1：0.1质量比在冰浴条件下自组装反应，得到纳米调节剂。
和实施例22一样，分别采用实施例8和实施例9相同方法进行释放率检测和肿瘤细胞毒性测试。结果如下：未应用羟氯喹的纳米调节剂HCQ释放率为0、CHC释放率为57%、T820释放率为76%，肿瘤细胞成活率为61%；羟氯喹原料用量10mg的纳米调节剂HCQ释放率为23%、CHC释放率为58%、T820释放率为77%，肿瘤细胞成活率为56%；羟氯喹原料用量40mg的纳米调节剂HCQ释放率为37%、CHC释放率为57%、T820释放率为77%，肿瘤细胞成活率为52%；羟氯喹原料用量50mg的纳米调节剂HCQ释放率为47%、CHC释放率为59%、T820释放率为75%，肿瘤细胞成活率为53%；羟氯喹原料用量80mg的纳米调节剂HCQ释放率为51%、CHC释放率为57%、T820释放率为76%，肿瘤细胞成活率为55%。
通过将不同用量羟氯喹制备的纳米调节剂进行释放率和细胞毒性测试，结果显示羟氯喹用量为零的时候，肿瘤细胞成活率较高，即纳米调节剂对于肿瘤细胞的杀伤力大幅度降低，而当应用10mg的时候，纳米调节剂的杀伤力大幅度提高，显著优于未使用羟氯喹的纳米调节剂方案。当纳米调节剂原料中应用的羟氯喹量超过40mg以后，肿瘤细胞成活率降低幅度减小，说明纳米调节剂的杀伤力并不完全依赖于羟氯喹的用量，更多是由于羟氯喹和纳米调节剂中其他成分相互协同发挥出更强的肿瘤细胞杀伤作用。α-氰基-4-羟基肉桂酸可有效抑制MCT1表达，阻止肿瘤细胞在有氧条件下分解乳酸获得能量，羟氯喹能够抑制肿瘤细胞自噬作用，使得肿瘤细胞凋亡水平显著提升；因此，应用羟氯喹与否对于肿瘤细胞的杀伤力影响极大，两者协同是纳米调节剂发挥肿瘤细胞杀灭作用的关键所在。在应用本发明的纳米调节剂过程中，还可以利用光热疗法对肿瘤细胞进行物理杀灭，使得肿瘤细胞凋亡速度和凋亡水平大幅度提高。故优选α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹的质量比为10:10-50。

Claims (7)

1.一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，其特征在于，所述纳米调节剂是包括化疗成分和改性红外光敏剂制成的纳米颗粒；
所述纳米颗粒的粒径为80-220nm；
所述化疗成分是改性透明质酸，所述改性透明质酸交联有α-氰基-4羟基肉桂酸、羟氯喹；
所述改性红外光敏剂是经过三苯基膦交联改性的光敏剂；
所述化疗成分和改性红外光敏剂的质量比为1.5-1：1-3；
α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹的质量比为10:10-50；
所述纳米调节剂通过以下方法制备得到：
S1、将红外光敏剂和三苯基膦基丙胺，在N,N-二甲基甲酰胺和二氯甲烷的混合溶液中，加入三乙胺，氮气保护下，反应得到改性红外光敏剂；所述红外光敏剂是IR820；
S2、将透明质酸依次和己二酸二酰肼、碳二亚胺盐酸盐，在pH=3.5-5.2的酸性条件下反应，得到HA-ADH；
然后，将HA-ADH和α-氰基-4羟基肉桂酸在pH=6-7的条件下避光反应，得到改性中间体；所述改性中间体是交联有α-氰基-4羟基肉桂酸的透明质酸；
然后，将羟氯喹和改性中间体进行交联反应，得到交联有α-氰基-4羟基肉桂酸和羟氯喹的改性透明质酸；
S3、将改性透明质酸和改性红外光敏剂，在溶液中混合均匀，冰浴超声震荡，得到纳米颗粒，即为纳米调节剂。
2.根据权利要求1所述一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，其特征在于，所述纳米颗粒的粒径为100-210nm。
3.根据权利要求1所述一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，其特征在于，所述纳米颗粒的粒径为110-190nm。
4.根据权利要求1所述一种联合光热效应和自噬抑制的纳米调节剂，其特征在于，步骤S3中，在溶液中混合均匀，所述溶液是含有水、乙醇至少一种的溶液。
5.根据权利要求1-4任意一项所述纳米调节剂在制备药物中的应用。
6.根据权利要求5所述纳米调节剂在制备药物中的应用，其特征在于，所述药物是治疗实体瘤的药物。
7.根据权利要求6所述纳米调节剂在制备药物中的应用，其特征在于，所述药物是注射剂。
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