CN116790674B - 一种麻疹病毒攻毒动物模型及其建立方法 - Google Patents
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Abstract
本发明涉及一种麻疹病毒攻毒动物模型及其建立方法，属于生物技术领域。本发明提供了一种麻疹病毒攻毒动物模型的构建方法，包括：给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型；所述重组腺相关病毒以腺相关病毒为载体表达编码SLAM受体的基因。研究发现，注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠可区分麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株，能够同时适用于麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株的毒力评价；注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠对麻疹病毒的敏感性受小鼠的年龄影响较小，各日龄阶段均可造模成功；注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠可以缩短毒力评价实验的实验周期，同时实验现象观察更直观。
Description
技术领域
本发明涉及一种麻疹病毒攻毒动物模型及其建立方法，属于生物技术领域。
背景技术
麻疹是由麻疹病毒（measles virus）感染引起的急性呼吸道传染病，是一种自限性疾病，具有高度传染性，极易在人群之间传播，可导致严重并发症，临床上以发热、上呼吸道炎症、眼结膜炎及皮肤出现红色斑丘疹和颊黏膜上有麻疹黏膜斑，疹退后遗留色素沉着伴糠麸样脱屑为特征，常并发呼吸道疾病如中耳炎、喉-气管炎、肺炎等，麻疹脑炎、亚急性硬化性全脑炎等严重并发症。目前，尚无特效药物治疗。接种麻疹疫苗可有效预防麻疹病毒感染，自普种麻疹减毒活疫苗后，麻疹发病显著下降。
麻疹病毒是一种噬神经病毒，出于对麻疹减毒活疫苗安全性的考虑，当从具有中枢神经系统靶向性的野毒株中分离得到麻疹病毒减毒疫苗株时，需要使用动物进行毒力研究，以评价麻疹减毒疫苗株的安全性。人类是麻疹病毒的唯一天然宿主，但麻疹病毒也可以传染给包括食蟹猴、恒河猴、日本猕猴、狨猴等在内的多种非人灵长类动物，且会导致高发病率和死亡率，因此，现阶段，通常使用实验用猴对麻疹病毒减毒疫苗株进行毒力评价。尤其是实验用猴处于应激状态或免疫力低下时，更容易感染麻疹病毒和由此引发的继发感染。然而，实验用猴长期存在资源紧张的问题。
也有研究尝试使用易获得的实验用鼠对麻疹病毒减毒疫苗株进行毒力评价。当前，基于实验用鼠开发的可用于麻疹病毒毒力评价的动物模型主要有CD46转基因小鼠、SLAM转基因小鼠和IFNα/βR-/-基因（IFNAR）缺失小鼠这三种。其中，CD46转基因小鼠通过将人源CD46基因在小鼠中表达构建而得，SLAM转基因小鼠通过将人源SLAM基因在小鼠中表达构建而得，IFNα/βR-/-基因缺失小鼠通过敲除小鼠I型干扰素受体基因构建而得。
然而，CD46转基因小鼠、SLAM转基因小鼠和IFNα/βR-/-基因缺失小鼠这三种动物模型在用于麻疹病毒毒力评价时仍存在缺陷。例如，CD46转基因小鼠由于缺乏SLAM受体（麻疹病毒的受体主要有SLAM、CD46和Nectin-4，其中，SLAM是所有麻疹病毒都存在的受体，而CD46主要存在于实验室适应株），只能适用于麻疹病毒实验室适应株的毒力评估，无法区分麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株；SLAM转基因小鼠虽然存在SLAM受体，但是，SLAM转基因小鼠对麻疹病毒的敏感性受日龄影响，日龄越大，SLAM转基因小鼠对麻疹病毒的敏感性越低，一般仅有日龄小于28天的SLAM转基因小鼠可用于麻疹病毒的毒力评价，这严重限制了SLAM转基因小鼠在麻疹病毒毒力评价中的应用（参见文献“Sellin, C. I.; Davoust,N.; Guillaume, V.; Baas, D.; Belin, M.-F.; Buckland, R.; Wild, T. F.; Horvat,B. (2006). High Pathogenicity of Wild-Type Measles Virus Infection in CD150(SLAM) Transgenic Mice. Journal of Virology, 80(13), 6420-6429.”）；IFNα/βR-/-基因缺失小鼠也无法区分麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株。
因此，亟需找到实验动物易获得，可区分麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株，并且，对麻疹病毒的敏感性不受日龄影响的构建麻疹病毒攻毒动物模型的方法，以用于麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株毒力的评价。
发明内容
为解决上述问题，本发明提供了一种麻疹病毒攻毒动物模型的构建方法，所述构建方法包括：给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型；所述重组腺相关病毒以腺相关病毒为载体表达编码SLAM受体的基因。
在本发明的一种实施方式中，所述编码SLAM受体的基因的核苷酸序列如SEQ IDNO.1所示；所述重组腺相关病毒的核苷酸序列如SEQ ID NO.2所示。
在本发明的一种实施方式中，所述重组腺相关病毒在干扰素受体缺失动物体内的注射剂量为1×108vg/只~1×1012vg/只。"vg"为Vector Genomes的缩写，指病毒基因组的数量。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为干扰素受体缺失大鼠、干扰素受体缺失小鼠、干扰素受体缺失仓鼠或干扰素受体缺失豚鼠。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为I型干扰素受体缺失动物或Ⅱ型干扰素受体缺失动物；所述I型干扰素受体为IFN-αR、IFN-βR和/或IFN-α/βR；所述Ⅱ型干扰素受体为IFN-γR。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为IFNα/βR-/-基因缺失小鼠。
在本发明的一种实施方式中，所述构建方法包括：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒在干扰素受体缺失动物体内的攻毒剂量为1×103CCID50/只~1×106CCID50/只。
在本发明的一种实施方式中，所述构建方法包括：先给给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，注射重组腺相关病毒30~60天后，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒包括麻疹病毒野毒株和/或麻疹病毒减毒疫苗株。野毒株是指从自然界分离获得的保有本来特性的病毒株。减毒疫苗株是指对特定宿主的毒力已被适当减弱或已消失的病毒株。减毒疫苗株能够通过对野毒株进行突变而得。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒减毒疫苗株包括麻疹病毒实验室适应株。实验室适应株是指在实验室中将野毒株通过细胞或组织进行持续传代而得的减毒疫苗株。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒减毒疫苗株包括Schwarz株、S-191株、Moraten株或Edmobston株；所述麻疹病毒野毒株包括MV-1株、MV-3株、MV-9株或CDC-D8株。
在本发明的一种实施方式中，所述注射为颅内注射或滴鼻注射；当注射为颅内注射时，所述麻疹病毒攻毒动物模型的受检样本为大脑和/或小脑；当注射为滴鼻注射时，所述麻疹病毒攻毒动物模型的受检样本为肺脏。
本发明还提供了一种麻疹病毒攻毒动物模型，所述麻疹病毒攻毒动物模型由上述构建方法构建而得。
本发明还提供了一种评价麻疹病毒毒株毒力的方法，所述方法使用上述构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型对麻疹病毒毒株毒力进行评价。
在本发明的一种实施方式中，所述方法包括如下步骤：
攻毒步骤：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒；
评价步骤：攻毒步骤结束后，检测干扰素受体缺失动物体内的麻疹病毒载量。
在本发明的一种实施方式中，所述方法包括如下步骤：
攻毒步骤：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，注射重组腺相关病毒30~60天后，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒；
评价步骤：攻毒步骤结束后，检测干扰素受体缺失动物体内的麻疹病毒载量。
在本发明的一种实施方式中，所述编码SLAM受体的基因的核苷酸序列如SEQ IDNO.1所示；所述重组腺相关病毒的核苷酸序列如SEQ ID NO.2所示。
在本发明的一种实施方式中，所述重组腺相关病毒在干扰素受体缺失动物体内的注射剂量为1×108vg/只~1×1012vg/只；所述麻疹病毒在干扰素受体缺失动物体内的攻毒剂量为1×103CCID50/只~1×106CCID50/只。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为干扰素受体缺失大鼠、干扰素受体缺失小鼠、干扰素受体缺失仓鼠或干扰素受体缺失豚鼠。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为I型干扰素受体缺失动物或Ⅱ型干扰素受体缺失动物；所述I型干扰素受体为IFN-αR、IFN-βR和/或IFN-α/βR；所述Ⅱ型干扰素受体为IFN-γR。
在本发明的一种实施方式中，所述干扰素受体缺失动物为IFNα/βR-/-基因缺失小鼠。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒包括麻疹病毒野毒株和/或麻疹病毒减毒疫苗株。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒减毒疫苗株包括麻疹病毒实验室适应株。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒减毒疫苗株包括Schwarz株、S-191株、Moraten株或Edmobston株；所述麻疹病毒野毒株包括MV-1株、MV-3株、MV-9株或CDC-D8株。
在本发明的一种实施方式中，所述注射为颅内注射或滴鼻注射；当注射为颅内注射时，所述麻疹病毒攻毒动物模型的受检样本为大脑和/或小脑；当注射为滴鼻注射时，所述麻疹病毒攻毒动物模型的受检样本为肺脏。
本发明还提供了上述构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型或上述方法在评价麻疹病毒毒株毒力中的应用。
本发明还提供了上述构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型在评价麻疹病毒疫苗有效性、筛选麻疹预防药物或筛选麻疹治疗药物中的应用。
在本发明的一种实施方式中，所述麻疹病毒疫苗包括麻疹减毒活疫苗和/或麻疹灭活疫苗。
本发明技术方案，具有如下优点：
本发明提供了一种麻疹病毒攻毒动物模型的构建方法，包括：给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型；所述重组腺相关病毒以腺相关病毒为载体表达编码SLAM受体的基因。研究发现，注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠可区分麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株，能够同时适用于麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株的毒力评价；注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠对麻疹病毒的敏感性受小鼠的年龄影响较小，各日龄阶段均可造模成功；现有的攻毒实验需要通过检测组织中的病毒载量或者进行组织切片以评价麻疹病毒毒株毒力，而使用注射重组腺相关病毒的干扰素受体缺失小鼠可以通过观测存活率以评价麻疹病毒毒株毒力，显著缩短了毒力评价实验的实验周期，同时实验现象观察更直观；仅需对已有干扰素受体缺失小鼠进行注射，无需转基因和基因缺失，培育周期短、易获得且可稳定获得。因此，使用此方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型在评价麻疹病毒毒株毒力、评价麻疹病毒疫苗有效性、筛选麻疹预防药物或筛选麻疹治疗药物中均极具应用前景。
附图说明
图1：AAV-SLAM小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的死亡率变化。
图2：AAV-SLAM小鼠被不同剂量麻疹病毒毒株攻毒后的死亡率变化。
图3：IFNα/βR-/-基因缺失小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的病毒载量（CT值）变化。
图4：AAV-CD46小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的死亡率变化。
具体实施方式
提供下述实施例是为了更好地进一步理解本发明，并不局限于所述最佳实施方式，不对本发明的内容和保护范围构成限制，任何人在本发明的启示下或是将本发明与其他现有技术的特征进行组合而得出的任何与本发明相同或相近似的产品，均落在本发明的保护范围之内。
下述实施例中未注明具体实验步骤或条件者，按照本领域内的文献所描述的常规实验步骤的操作或条件即可进行。所用试剂或仪器未注明生产厂商者，均为可以通过市购获得的常规试剂产品。
下述实施例中涉及的麻疹病毒野毒株的病毒液的制备方法如下：
细胞制备：取1支Vero细胞（购自ATCC）用10mL含10%（v/v）胎牛血清的DMEM培养基（购自Gibco公司）复苏至T25细胞瓶（购自Thermo公司）内，于37℃培养24h后换液，继续于37℃培养5d至Vero细胞长满单层；弃去T25细胞瓶内上清后，用PBS缓冲液（0.01M、pH 7.4，购自赛默飞）洗涤T25细胞瓶内的Vero细胞，洗涤结束后，将0.25%胰酶消化液（先称取2.5g购自Gibco公司的猪源胰蛋白酶、0.2g EDTA溶解于PBS缓冲液中，然后用HCl调节pH至7.4，最后加PBS缓冲液定容至1L，即得0.25%胰酶消化液）以2mL/瓶的添加量添加至T25细胞瓶中浸泡Vero细胞30s，浸泡结束后，弃去0.25%胰酶消化液，将T25细胞瓶内的Vero细胞于37℃下消化8min，消化结束后，用10mL病毒生长液（病毒生长液为含10%胎牛血清的DMEM培养基，10%是指v/v）重悬T25细胞瓶内的Vero细胞并吹打均匀，制备成浓度为2.0×105个/mL的Vero细胞悬液；
病毒接种：将Vero细胞悬液分装10mL于T25细胞瓶中；将麻疹病毒野毒株按照0.001MOI的接种量接种至T25细胞瓶内的Vero细胞悬液中后，于34℃下进行第一次培养；
细胞换液：第一次培养24h后，将T25细胞瓶内的病毒生长液导入废液罐中，用PBS缓冲液清洗T25细胞瓶，每瓶加液5mL，晃动清洗细胞表面后将液体导入废液罐，以上操作重复3遍；细胞表面清洗结束后，将细胞维持液（细胞维持液为购自Gibco公司的货号为12350039的培养基199）注入细胞瓶中，每瓶加液10mL，于34℃下培养进行第二次培养；
第一次收获：第二次培养72h后，将T25细胞瓶内的病毒培养液导出，即得麻疹病毒野毒株的病毒液。
下述实施例中涉及的麻疹病毒减毒疫苗株的病毒液的制备方法如下：
细胞制备：取10日龄的鸡胚，鸡胚消毒（3枚，冲洗干净，QB浸泡消毒，体积百分比75%酒精喷淋消毒），无菌开胚取出胚体，去除头、内脏，用无菌PBS缓冲液洗涤3次（去除各种杂质、红细胞），广口瓶中剪碎，得到组织块；取0.2g依地酸二钠、1.25g胰酶粉末（购自GIBCO公司，货号27250018）加入PBS缓冲液定容至1L后过滤除菌，得到胰酶溶液；在组织块中以5mL/枚鸡胚的添加量加入胰酶溶液，于37℃下消化20min后，将胰酶溶液替换成等体积的含10%（v/v）胎牛血清的DMEM培养基；替换后吹打组织，沉淀后取上清，以上操作重复3遍；剩下组织残渣，上清液（含鸡胚成纤维细胞）加入蓝口瓶中，过滤装置过滤（2层200目滤布）以去除组织块，得到过滤液；对过滤液进行细胞计数，并使用含10%（v/v）胎牛血清的DMEM培养基将过滤液制备成浓度为2.0×106个/mL的鸡胚成纤维细胞悬液；
病毒接种：将鸡胚成纤维细胞悬液分装10mL于T25细胞瓶中；将麻疹病毒减毒疫苗株按照0.01MOI的接种量接种至T25细胞瓶内的鸡胚成纤维细胞悬液中后，于34℃下进行第一次培养；
细胞换液：第一次培养24h后，将T25细胞瓶内的病毒生长液导入废液罐中，用PBS缓冲液清洗T25细胞瓶，每瓶加液5mL，晃动清洗细胞表面后将液体导入废液罐，以上操作重复3遍；细胞表面清洗结束后，将细胞维持液（所述细胞维持液为购自Gibco公司的货号为12350039的培养基199）注入细胞瓶中，每瓶加液10mL，于34℃下培养进行第二次培养；
收获：第二次培养120h后，将T25细胞瓶内的病毒培养液导出，即得鸡胚成纤维的病毒液。
实施例1：AAV-SLAM小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的死亡率变化
取6周龄IFNα/βR-/-基因缺失小鼠（由华中农业大学提供）15只，将15只小鼠分为三组进行实验，三组分别野生组（WT）、疫苗组（SW）和对照组（Mock），每组5只小鼠。实验开始后，三组IFNα/βR-/-基因缺失小鼠分别以1×1010vg/只的剂量颅内注射重组腺相关病毒AAV-SLAM（由通用生物(安徽)股份有限公司构建，其中，编码SLAM受体的基因的核苷酸序列如SEQ ID NO.1所示，重组腺相关病毒的核苷酸序列如SEQ ID NO.2所示），得到AAV-SLAM小鼠；颅内注射60天后，野生组AAV-SLAM小鼠以3×105CCID50/只的攻毒剂量颅内注射H1a基因型的麻疹病毒野毒株MV-1（由江苏省疾病预防控制中心提供）的病毒液，疫苗组AAV-SLAM小鼠以3×105CCID50/只的攻毒剂量颅内注射麻疹病毒减毒疫苗株Schwarz（由美国佐治亚大学提供）的病毒液，对照组AAV-SLAM小鼠以30μL的剂量颅内注射DMEM培养基；颅内注射7天后，观察小鼠的存活率，观察结果见图1。
由图1可知，使用相同剂量的麻疹病毒野毒株和麻疹病毒减毒疫苗株进行攻击，减毒疫苗株和野毒株均引发AAV-SLAM小鼠死亡，死亡率分别为40%和80%，具有显著性区别，因此AAV-SLAM小鼠能够用于评价麻疹病毒的毒力。
实施例2：AAV-SLAM小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的死亡率变化
在实验例1的基础上，将麻疹病毒野毒株在AAV-SLAM小鼠颅内的攻毒剂量分别替换为3×106CCID50/只、3×105CCID50/只、3×104CCID50/只、3×103CCID50/只，观察小鼠的存活率，观察结果见图2。
由图2可知，使用不同剂量的麻疹病毒野毒株进行攻毒，高剂量组3×106CCID50/只、3×105CCID50/只均能引起80%左右的死亡率，且存活率无显著性差异；中剂量组（3×104CCID50）引发60%左右的死亡率；低剂量组（3×103CCID50）引发40%左右的死亡率。因此选择3×105CCID50/只作为麻疹病毒毒力评价的攻毒剂量。
对比例1：IFNα/βR-/-基因缺失小鼠被不同麻疹病毒毒株攻毒后的病毒载量（CT值）变化
取7日龄IFNα/βR-/-基因缺失小鼠（由华中农业大学提供）15只，将15只小鼠分为三组进行实验，三组分别野生组（WT）、疫苗组（SW）和对照组（Mock），每组5只小鼠。实验开始后，野生组IFNα/βR-/-基因缺失小鼠以3×105CCID50/只的攻毒剂量颅内注射H1a基因型的麻疹病毒野毒株MV-1（由江苏省疾病预防控制中心提供）的病毒液，疫苗组IFNα/βR-/-基因缺失小鼠以3×105CCID50/只的攻毒剂量颅内注射麻疹病毒减毒疫苗株Schwarz（由美国佐治亚大学提供）的病毒液，对照组IFNα/βR-/-基因缺失小鼠以30μL的剂量颅内注射DMEM培养基；颅内注射7天后，观察小鼠的存活率，并采集每组IFNα/βR-/-基因缺失小鼠的大脑和小脑，通过荧光定量PCR（探针法）检测大脑和小脑中的病毒载量，检测结果见图3~4。
其中，荧光定量PCR的步骤如下：
步骤一：使用Trizol试剂提取组织中的RNA：a）取样本100µL加入900µL Trizol试剂（购自赛默飞），于样品管中充分混匀，静置10 min；b）每个样品管中加200µL氯仿，混匀静置5min，4℃、12000r/min离心10min；c）取上层上清液转移至新离心管，加入等体积的异丙醇，混匀静置10min，4℃、10000r/min离心10min；d）弃上清液，沉淀中加750µL 75%（v/v）乙醇，4℃、12000r/min离心10min；e）弃掉上清液，留沉淀，将离心管倒扣于吸水纸上10min，于室温（25℃）下晾干；f）离心管中加入20µL DEPC水，将RNA沉淀充分溶解；
步骤二：倍比稀释病毒标准品，使用Trizol试剂提取不同稀释倍数的病毒标准品中的RNA：将病毒标准品（病毒标准品即麻疹病毒疫苗株Schwarz的病毒液）用PBS缓冲液稀释至1×105CCID50/mL后，继续用PBS缓冲液进行倍比稀释至1×10-1CCID50/mL；参照步骤一对不同稀释倍数的病毒标准品进行RNA提取；
步骤三：RNA的RT-qPCR荧光定量检测：按照HiScript II U+one step Qrt-pcrProbe Kit（Vazyme，货号：7E501B1）说明书进行RT-qPCR荧光定量体系的配置；使用RT-qPCR荧光定量体系对步骤一和步骤二获得的RNA进行RT-qPCR荧光定量检测，检测引物为（5’-3’）MV-qPCR-1-F（TGGCATCTGAACTCGGTATCAC，SEQ ID NO.3）、MV-qPCR-1-R（TGTCCTCAGTAGTATGCATTGCAA，SEQ ID NO.4）和MV-qPCR-1-probe（(FAM)-CCGAGGATGCAAGGCTTGTTTCAGA-(Eclipse)，SEQ ID NO.5）；根据不同稀释倍数的病毒标准品测得的CT值，建立标准曲线，并根据血液或者组织样本品测得的CT值，计算样本的病毒载量。
由图3~4可知，首先，没有观察到小鼠死亡，其次，麻疹病毒能够在IFNα/βR-/-基因缺失小鼠体内扩增，并在第7天的大脑或者小脑中测到显著的病毒载量，无论疫苗株还是野毒株均能够显著增殖，但是两者之间无显著性区别，因此IFNα/βR-/-基因缺失小鼠不能够作为麻疹病毒毒力评价的基础。
显然，上述实施例仅仅是为清楚地说明所作的举例，而并非对实施方式的限定。对于所属领域的普通技术人员来说，在上述说明的基础上还可以做出其它不同形式的变化或变动。这里无需也无法对所有的实施方式予以穷举。而由此所引伸出的显而易见的变化或变动仍处于本发明创造的保护范围之中。
Claims (11)
1. 一种麻疹病毒攻毒动物模型的构建方法，其特征在于，所述构建方法包括：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型；所述重组腺相关病毒以腺相关病毒为载体表达编码SLAM受体的基因；所述编码SLAM受体的基因的核苷酸序列如SEQ ID NO.1所示；所述重组腺相关病毒在干扰素受体缺失动物体内的注射剂量为1×108vg/只~1×1012vg/只；所述麻疹病毒在干扰素受体缺失动物体内的攻毒剂量为1×103CCID50/只~1×106CCID50/只；所述干扰素受体缺失动物为IFNα/βR-/-基因缺失小鼠。
2. 如权利要求1所述的构建方法，其特征在于，所述重组腺相关病毒的核苷酸序列如SEQ ID NO.2所示。
3.如权利要求1所述的构建方法，其特征在于，所述构建方法包括：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，注射重组腺相关病毒30~60天后，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒，得到麻疹病毒攻毒动物模型。
4.如权利要求1所述的构建方法，其特征在于，所述麻疹病毒包括麻疹病毒野毒株和/或麻疹病毒减毒疫苗株。
5.一种评价麻疹病毒毒株毒力的方法，其特征在于，所述方法使用权利要求1~4任一项所述的构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型对麻疹病毒毒株毒力进行评价。
6.如权利要求5所述的方法，其特征在于，所述方法包括如下步骤：
攻毒步骤：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒；
评价步骤：攻毒步骤结束后，检测干扰素受体缺失动物体内的麻疹病毒载量。
7.如权利要求6所述的方法，其特征在于，所述方法包括如下步骤：
攻毒步骤：先给干扰素受体缺失动物注射重组腺相关病毒，注射重组腺相关病毒30~60天后，再给干扰素受体缺失动物注射麻疹病毒；
评价步骤：攻毒步骤结束后，检测干扰素受体缺失动物体内的麻疹病毒载量。
8. 如权利要求6或7所述的方法，其特征在于，所述重组腺相关病毒的核苷酸序列如SEQ ID NO.2所示。
9.如权利要求6或7所述的方法，其特征在于，所述麻疹病毒包括麻疹病毒野毒株和/或麻疹病毒减毒疫苗株。
10.权利要求1~4任一项所述的构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型或权利要求5~9任一项所述的方法在评价麻疹病毒毒株毒力中的应用。
11.权利要求1~4任一项所述的构建方法构建而得的麻疹病毒攻毒动物模型在评价麻疹病毒疫苗有效性、筛选麻疹预防药物或筛选麻疹治疗药物中的应用。
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