CN114097612A - 一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法 - Google Patents
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Abstract
本发明公开了一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，本发明方法简单易行，可有效节约育苗时间，以根状茎的嫩芽作为外植体材料，可以保障所扩繁材料的品种纯正，不存在性状分离的问题，且本发明中采用的两种成苗方式各具优点：两步成苗法，从愈伤团块可以直接形成完整、生根带微块茎的的多花黄精植株，一步成苗法，利用液体培养的方式可以加速微块茎形成速度，可以收获大量的多芽点的微块茎，流动水冲洗后可以直接播散于苗床，类似人工种子，操作简单，易量化，液体培养人工更换培养基更省时省工，这两种成苗法应用到规模化生产中，可以有效的缩短种苗移栽到采收的年限。
Description
技术领域
本发明属于多花黄精技术领域，具体涉及一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法。
背景技术
黄精为我国常用中药材，历史悠久，按形状不同，习称为“大黄精”、“鸡头黄精”、“姜形黄精”，主要功效为补气养阴，健脾，润肺，益肾，用于脾胃气虚，体倦乏力，胃阴不足，口干食少，肺虚燥咳等，黄精作为药食同源品种之一，近年来备受消费者喜爱，以黄精为原料开发的保健品种类日益增多，保健功效主要集中在调节免疫力、缓解体力疲劳和降糖降脂，随着人们养生保健意识的增强，黄精保健食品开发的深入，市场需求量持续增长，多花黄精的规模化育苗和种植技术是产业发展的关键所在。
现有技术存在以下问题：目前生产上，黄精的栽培主要以种子繁殖和根茎繁殖为主，种子繁殖周期较长，一般在种子休眠3-5个月后发芽，但发芽率不稳定，发芽后需要生长3-4年才能作为种苗进行移栽定植，定植后经过3-4年才能采挖，整个种子繁殖到采收需要6-8年，种子繁殖会造成后代性状分离，根茎产量和品质存在差异；根茎繁殖需要4-5年进行采挖，根茎繁殖的弊端在于无性繁殖会造成种性退化现象严重，因此，多花黄精新的繁殖技术成为炙手可热的研究热点，组织培养快繁技术是根据植物细胞全能性，可以实现植物快速、大量繁育的有效手段，目前关于黄精的组织培养多采用种子、叶片和块茎等作为外植体，经过愈伤诱导、不定芽分化和诱导生形成完整的植株，现有的多花黄精的组培快繁方法基本采用固体培养基进行培养，周期长且成本高，另一方面种子作为外植体，由于休眠机制不容易萌发，且种子规模化育苗后性状分离问题仍然存在，无法保证新品种优良性状的稳定遗传；以块茎或芽头作为外植体，可以保持优异单株或品种的优良性状，但连续使用固态培养基转接培养，大大增加了组培周期和成本，因此，生产上需要一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法新的多花黄精组织培养快繁技术来实现种苗的规模化繁育。
发明内容
为解决上述背景技术中提出的问题。本发明提供了一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，具有方法简单易行，可有效节约育苗时间，以根状茎嫩芽作为外植体组培材料的特点。
为实现上述目的，本发明提供如下技术方案：一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，包括以下步骤：
外植体选择步骤：采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽，连同少许隐芽连接处的根茎组织，同时继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3cm的有效芽头，并切去多余的组织，从而保留完整的幼嫩芽体，将获取的幼嫩芽体在洗衣粉液中冲洗30min，洗净获得外植体嫩芽；
外植体消毒步骤：在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用；
愈伤诱导培养步骤：将消毒后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度800-1000Lux下培养45-60d，以获得膨大的愈伤组织；
诱导成苗步骤：包括两步成苗法和一步成苗法；
移栽定植步骤：包括生根株苗移栽和微块茎移栽。
优选的，所述诱导成苗步骤中的两步成苗法包括：
第一步，不定芽增殖诱导培养，将膨大的愈伤组织接入不定芽诱导培养基中，诱导培养基为MS+2.0-4.0mg/L 6-BA+0.2-0.5mg/L 2,4-D+0.1-0.2 mg/L TDZ+60g/L蔗糖，常规光照培养15-25d，愈伤团块表面出现凸起的芽点，获得芽微块茎；
第二步，生根成苗，将带有芽点的芽微块茎切成带单个芽点的小块茎，接入到生根培养基1/2MS+1.0-2.0mg/L IBA中，常规光照培养15-20d，生长成根系发达且具有3-5片完全展叶的健康株苗。
优选的，所述诱导成苗步骤中的一步成苗法包括：微块茎的诱导，将愈伤诱导培养步骤中的膨大愈伤组织接入MS+1.5-2.5mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L 2,4-D+0.1-0.2mg/L TDZ+60g/L蔗糖液体培养基中，温度控制在27-28℃，恒温摇床无菌条件培养，7d左右更换新的培养基，培养21-28d，收获带3-5个芽点的黄精微块茎。
优选的，所述移栽定植步骤中的生根株苗移栽包括，对生根后的多花黄精植株苗进行培育处理，将组培瓶拧松，每天喷水1-2次进行保湿，连续练苗3-4d，以此应激处理提高株苗移栽成活率，直接移栽定植于苗床，进行常规管理，并注意保湿，生长成苗。
优选的，所述移栽定植步骤中的微块茎移栽是将摇床组培瓶中的微块茎收集清洗干净，直接播种在苗床，注意覆土，进行常规管理。
优选的，所述外植体选择步骤中的多花黄精根茎采取每年十一月份的根茎进行组培，切取隐芽的长度保持在2-3cm。
优选的，所述愈伤诱导培养步骤中使用的愈伤组织诱导培养基为MS+ 3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0。
与现有技术相比，本发明的有益效果是：本发明方法简单易行，可有效节约育苗时间，以根状茎的嫩芽作为外植体材料，可以保障所扩繁的材料的品种纯正，不存在性状分离的问题，且本发明中采用的两种成苗方式各具优点：首先，两步成苗法，从愈伤团块经历30-45d可以直接形成完整、生根带微块茎的的多花黄精植株，可以直接移栽定植于苗床或者种植基地，管理方便，操作简单；其次，一步成苗法，利用液体培养的方式可以加速微块茎形成速度，21d 就可以收获大量的多芽点的微块茎，流动水冲洗后可以直接播散于苗床，类似人工种子，注意保温保湿即可，操作简单，易量化，液体培养人工更换培养基更省时省工，这两种成苗法应用到规模化生产中，可以有效的缩短种苗移栽到采收的年限，至少可以缩短1-2年时间：
具体实施方式
下面将结合本发明实施例，对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。
实施例一：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度800Lux下培养50-55d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入不定芽增殖诱导培养基MS+2.0-4.0mg/L 6-BA+ 0.2-0.5mg/L 2,4-D+0.1-0.2mg/LTDZ+60g/L蔗糖，常规光照培养15d，愈伤团块表面出现多个凸起的芽点，获得不定芽微块茎，将带有芽点的微块茎切成带单个芽点的小块茎，接入到生根培养基1/2MS+1.0-2.0mg/LIBA中，常规光照培养15d，生长成根系发达且具有3-5片完全展叶的健康株苗，对生根后的多花黄精植株苗进行培育处理，将组培瓶拧松，每天喷水1-2次进行保湿，连续应激练苗3-4d，以此实现提高株苗移栽成活率，直接移栽定植于苗床，进行常规管理，并注意保湿，生长成苗。
实施例二：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度800Lux下培养50-55d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入液体培养基MS+1.5-2.5mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L2,4-D+ 0.1-0.2mg/L TDZ+60g/L蔗糖中，温度控制在27-28℃，恒温摇床无菌条件培养，7d左右更换新的培养基，培养至21d，收获3-4个芽点的黄精微块茎，将摇床组培瓶中的大量微块茎收集清洗干净，直接移栽成苗播种在苗床上，注意覆土，并进行常规管理。
实施例三：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度900Lux下培养45-50d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入不定芽增殖诱导培养基MS+2.0-4.0mg/L 6-BA+ 0.2-0.5mg/L 2,4-D+0.1-0.2mg/LTDZ+60g/L蔗糖，常规光照培养20d，愈伤团块表面出现多个凸起的芽点，获得不定芽微块茎，将带有芽点的微块茎切成带单个芽点的小块茎，接入到生根培养基1/2MS+1.0-2.0mg/LIBA中，常规光照培养20d，生长成根系发达且具有3-5片完全展叶的健康株苗，对生根后的多花黄精植株苗进行培育处理，将组培瓶拧松，每天喷水1-2次进行保湿，连续应激练苗3-4d，以此实现提高株苗移栽成活率，直接移栽定植于苗床，进行常规管理，并注意保湿，生长成苗。
实施例四：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度900Lux下培养45-50d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入液体培养基MS+1.5-2.5mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L 2,4-D+ 0.1-0.2mg/L TDZ+60g/L蔗糖中，温度控制在27-28℃，恒温摇床无菌条件培养，7d左右更换新的培养基，培养至28d，收获3-6个芽点的黄精微块茎，将摇床组培瓶中的大量微块茎收集清洗干净，直接移栽成苗播种在苗床上，注意覆土，并进行常规管理。
实施例五：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度1000Lux下培养55-60d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入不定芽增殖诱导培养基MS+2.0-4.0mg/L 6-BA+ 0.2-0.5mg/L 2,4-D+0.1-0.2mg/L TDZ+60g/L蔗糖，常规光照培养25d，愈伤团块表面出现多个凸起的芽点，获得不定芽微块茎，将带有芽点的微块茎切成带单个芽点的小块茎，接入到生根培养基1/2MS+1.0-2.0mg/LIBA中，常规光照培养25d，生长成根系发达且具有3-5片完全展叶的健康株苗，对生根后的多花黄精植株苗进行培育处理，将组培瓶拧松，每天喷水1-2次进行保湿，连续应激练苗3-4d，以此实现提高株苗移栽成活率，直接移栽定植于苗床，进行常规管理，并注意保湿，生长成苗。
实施例六：在每年11月份采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽2-3cm，连同少许隐芽连接处的根茎组织，继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3mm的芽头，切去多余的组织，保留完整的幼嫩芽体，洗衣粉冲洗30min，洗净得外植体嫩芽，在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用，将灭菌后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度1000Lux下培养55-60d，培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L NAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0，以获得膨大的愈伤组织，将膨大的愈伤组织接入液体培养基MS+1.5-2.5mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L 2,4-D+ 0.1-0.2mg/L TDZ+60g/L蔗糖中，温度控制在27-28℃，恒温摇床无菌条件培养，7d左右更换新的培养基，培养至25d，收获3-6个芽点的黄精微块茎，将摇床组培瓶中的大量微块茎收集清洗干净，直接移栽成苗播种在苗床上，注意覆土，并进行常规管理。
表1：实施例一和实施例二中两种成苗方法成苗后的性状差异数据表：
表2：实施例三和实施例四中两种成苗方法成苗后的性状差异数据表：
表3：实施例五和实施例六中两种成苗方法成苗后的性状差异数据表：
对比施例一至实施例六中的数据可以看到，通过两种成苗方法植株成苗后的各项数据差距不大，多花黄精植株成苗的状态稳定，即使在改变前期愈伤诱导培养的光照强度和天数时、两步成苗法中的光培天数、一步成苗法中的光培天数导致的膨大愈伤组织前期存在差异及两步成苗法和一步成苗法中培育方法的差异，但经过生根株苗移栽和微块茎移栽后，最终得到的多花黄精植株成苗的状态差异性不明显，多花黄精植株成苗的状态稳定，同时也辅助证明两步成苗法和一步成苗法在多花黄精植株育苗都具备可行性和可靠性。
本发明方法简单易行，可有效节约育苗时间，以根状茎的嫩芽作为外植体材料，可以保障所扩繁的材料的品种纯正，不存在性状分离的问题，且本发明中采用的两种成苗方式各具优点：首先，两步成苗法，从愈伤团块经历30-45d 可以直接形成完整、生根带微块茎的的多花黄精植株，可以直接移栽定植于苗床或者种植基地，管理方便，操作简单；其次，一步成苗法，利用液体培养的方式可以加速微块茎形成速度，三周就可以收获大量的多芽点的微块茎，流动水冲洗后可以直接播散于苗床，类似人工种子，注意保温保湿即可，操作简单，易量化，液体培养人工更换培养基更省时省工，这两种成苗法应用到规模化生产中，可以有效的缩短种苗移栽到采收的年限，至少可以缩短1-2年时间
尽管已经示出和描述了本发明的实施例，对于本领域的普通技术人员而言，可以理解在不脱离本发明的原理和精神的情况下可以对这些实施例进行多种变化、修改、替换和变型，本发明的范围由所附权利要求及其等同物限定。
Claims (7)
1.一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，包括以下步骤：
外植体选择步骤：采挖多花黄精根茎，切取完整的隐芽，连同少许隐芽连接处的根茎组织，同时继续剥离隐芽外层鳞片，保留2-3cm的有效芽头，并切去多余的组织，从而保留完整的幼嫩芽体，将获取的幼嫩芽体在洗衣粉液中冲洗30min，洗净获得外植体嫩芽；
外植体消毒步骤：在无菌环境下，将外植体嫩芽用75％酒精消毒30s，然后用0.1％升汞液浸泡外植体嫩芽10-15min，同时在无菌水冲洗5-6次，获得无菌外植体嫩芽，灭菌完成的外植体放在玻璃瓶中备用；
愈伤诱导培养步骤：将消毒后的外植体嫩芽接种到愈伤组织诱导培养基上，在光照强度800-1000Lux下培养45-60d，以获得膨大的愈伤组织；
诱导成苗步骤：包括两步成苗法和一步成苗法；
移栽定植步骤：包括生根株苗移栽和微块茎移栽。
2.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述诱导成苗步骤中的两步成苗法包括：
第一步，不定芽增殖诱导培养，将膨大的愈伤组织接入不定芽诱导培养基中，诱导培养基为MS+2.0-4.0mg/L 6-BA+0.2-0.5mg/L 2,4-D+0.1-0.2mg/LTDZ+60g/L蔗糖，常规光照培养15-25d，愈伤团块表面出现凸起的芽点，获得芽微块茎；
第二步，生根成苗，将带有芽点的芽微块茎切成带单个芽点的小块茎，接入到生根培养基1/2MS+1.0-2.0mg/L IBA中，常规光照培养15-20d，生长成根系发达且具有3-5片完全展叶的健康株苗。
3.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述诱导成苗步骤中的一步成苗法包括：微块茎的诱导，将愈伤诱导培养步骤中的膨大愈伤组织接入MS+1.5-2.5mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/L2,4-D+0.1-0.2mg/LTDZ+60g/L蔗糖液体培养基中，温度控制在27-28℃，恒温摇床无菌条件培养，7d左右更换新的培养基，21-28d，收获带3-5个芽点的黄精微块茎。
4.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述移栽定植步骤中的生根株苗移栽包括，对生根后的多花黄精植株苗进行培育处理，将组培瓶拧松，每天喷水1-2次进行保湿，连续练苗3-4d，以此应激处理提高株苗移栽成活率，直接移栽定植于苗床，进行常规管理，并注意保湿，生长成苗。
5.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述移栽定植步骤中的微块茎移栽是将摇床组培瓶中的微块茎收集清洗干净，直接播种在苗床，注意覆土，进行常规管理。
6.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述外植体选择步骤中的多花黄精根茎采取每年十一月份的根茎进行组培，切取隐芽的长度保持在2-3cm。
7.根据权利要求1所述的一种以根状茎嫩芽为材料的多花黄精组培方法，其特征在于，所述愈伤诱导培养步骤中使用的愈伤组织诱导培养基为MS+3.0-6.0mg/L 6-BA+0.2-0.4mg/LNAA琼脂固体培养基，pH 5.8-6.0。
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- 2021-11-02 CN CN202111288346.2A patent/CN114097612A/zh active Pending
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