CN105255851A - 羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊及其制备和培养方法 - Google Patents

Abstract

本发明提供了一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊及其制备和培养方法，制备方法包括：将海藻酸钠于水中分散后再加入待培养的干细胞，制成海藻酸钠和干细胞的混合悬液；将羧甲基纤维素用体积分数1～2％的醋酸分散，制成羧甲基纤维素溶液；将混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中进行凝聚。本发明制备微囊相比通常的聚赖氨酸/海藻酸钠细胞培养微囊，其包膜结构为羧甲基纤维素和海藻酸钠形成的半互穿网络结构，具有良好的溶胀、缩胀等性能，用于细胞培养时其透性和稳定性上更好一些，能形成较好的细胞生长环境，提升细胞培养扩增的效率。

Description

羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊及其制备和培养方法

技术领域

本发明属于微囊化细胞培养技术领域，具体涉及一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊及其制备和培养方法。

背景技术

微胶囊本身是一种把分散的固体物质、液滴或气体包封在一层致密膜中形成的包覆体复合结构，用于包覆的致密膜通常是由天然或合成高分子材料制成。由于其具有上述包覆的微囊按结构，其功能应用中可以将酶、辅酶、蛋白质等生物大分子或动植物细胞包围在珠状的微囊里，而小分子的物质、培养基的营养物质可以自由出入半透膜，达到便于催化或培养的目的，所以微囊经常被用于细胞三维培养，即微囊化细胞培养。

微囊化细胞培养中采用微囊的亲水性半透膜将细胞包围在珠状的微囊里，细胞不会溢出同时小分子物质及营养物质可以自由出入半透膜；囊内用作为细胞的培养环境，与液体培养相似，能保护细胞少受损伤，故相比其他的微珠载体、支架等常规的三维培养方式细胞生长好、密度高。

目前微囊化细胞培养中，包膜材料最通常采用的是海藻酸钠/聚赖氨酸微胶囊；其中，海藻酸钠是属于从海洋的褐藻中提取的直链阴离子多糖，具有良好的生物相容性，并且其分子结构孔隙和稳定性都比较好，所以其在具有力学骨架长期稳定优势的条件下，非常适合于被用作微囊的半透膜骨架，既具有良好的生物相容性，又能保持良好的通透性。聚赖氨酸是人工合成的阳离子聚合物，在水相中与阴离子海藻酸钠混合时，两者的阴、阳离子发生快速反应交联成厚约20～100μm半透膜的微胶囊。

但是，上述海藻酸钠/聚赖氨酸微胶囊在用作为药物缓释、靶向释放控制、或者是一些活性成分保护中，基本上能较好地满足使用的要求。但是在作为干细胞培养载体使用时，海藻酸钠与聚赖氨酸之间的阴、阳离子化学结合，易被培养液成分破坏而导致包膜破碎，并且还容易引起微囊周纤维化反应。因此微囊内不能形成较好的细胞生长环境，细胞培养扩增效率较低、形成的凝胶珠硬度较高，不利于干细胞的培养。

发明内容

本发明实施的目的在于克服现有海藻酸钠/聚赖氨酸微胶囊的缺陷，提供一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊及其制备和培养方法。

为了实现上述发明目的，本发明实施例的技术方案如下：

一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，包括如下步骤：

获取羧甲基纤维素和海藻酸钠；

将所述海藻酸钠于水中分散后，再加入待培养的干细胞，制成海藻酸钠和干细胞的混合悬液；

将所述羧甲基纤维素用体积分数1～2％的醋酸分散，制成羧甲基纤维素溶液；

将所述混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中进行凝聚。

本发明进一步还提出采用上述方法直接制备得到的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊。

同时，还提出用上述微囊进行细胞培养的方法，方法过程包括：将羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊于培养容器中进行大量培养。

本发明制备的微囊相比通常的聚赖氨酸/海藻酸钠细胞培养微囊，其包膜结构为羧甲基纤维素和海藻酸钠形成的半互穿网络结构，形成的膜结构具有良好的溶胀、缩胀等性能，用于细胞培养时其透性和稳定性上更好一些，能形成较好的细胞生长环境，提升细胞培养扩增的效率。

具体实施方式

为了使本发明的目的、技术方案及优点更加清楚明白，以下结合实施例，对本发明进行进一步详细说明。应当理解，此处所描述的具体实施例仅仅用以解释本发明，并不用于限定本发明。

本发明实例提出一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，步骤包括：

S10，获取羧甲基纤维素和海藻酸钠；

S20，将海藻酸钠于水中分散后，再加入待培养的干细胞，制成海藻酸钠和细胞的混合悬液；

S30，将羧甲基纤维素用1～2％的醋酸分散，制成羧甲基纤维素溶液；

S40，将海藻酸钠和细胞的混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中，待凝聚后获取微囊。

本发明中，采用羧甲基纤维素作为与海藻酸钠交联的形成包膜材料，羧甲基纤维素是纤维素醚化(羧甲基化反应是醚化技术的一种)之后形成的阴离子型纤维素醚，具有较高的取代度和取代均匀度；相比聚赖氨酸/海藻酸钠并不是阴、阳离子结合的方式成膜，当羧甲基纤维素混入海藻酸钠溶液中时，海藻酸钠的线性分子链会贯穿于羧甲基纤维素分子网中，构成交联的半网络互穿结构。其形成一方面是因为都是阴离子聚合，所以不存在阴、阳离子的化学共价键合。形成半互穿网络之后，羧甲基纤维素与海藻酸钠两者形成的膜结构具有良好的溶胀、缩胀等性能，用于细胞培养时其透性和稳定性上更好一些，能形成较好的细胞生长环境，提升细胞培养扩增的效率。

本案的上述干细胞培养微胶囊的制备方法中，微胶囊的形成采用的滴加的方式，将海藻酸钠和细胞的混合液滴加至羧甲基纤维素溶液中；因为这两者本身是属于纤维共混的方式成膜，但是这两种高分子材料是具有相容性的。其中比较公知的是，采用这两者材料制备纺丝液的结果中，羧甲基纤维素钠含量在5～15％(w/v)范围内时，羧甲基纤维素钠与海藻酸钠是相容的，超出这个范围则是不相容的；所以制备纺丝液时，羧甲基纤维素钠的含量不能超过20％(w/v)。

在上述情形下本案经过考量和实施，羧甲基纤维素溶液中带有醋酸呈酸性，所以将细胞与海藻酸钠混合之后加入至羧甲基纤维素中，此时交联环境羧甲基纤维素的浓度比肯定远超出上述相容浓度范围，所以比较满足不相容的浓度范围，并促进凝结形成包膜。同时，本案中细胞与海藻酸钠的混合悬液加入的方式，采用滴加或注射的方式进行，避免直接大量共混造成无法在表面上均匀成膜。

同时，进一步为了保证形成微囊之后，细胞能具有相对比较适合的生长和扩增的能力，步骤S20悬液的配置中优选细胞与海藻酸钠的混合悬液中干细胞的浓度控制0.5～2×10⁷个/mL。微囊内包覆的细胞密度过低，在培养的过程中比较难以快速生长增殖；而如果过高，本身微囊内的空间有限，细胞之间的空间和养料竞争加剧，位置处于竞争性劣势的细胞一旦出现凋亡，也会诱发其他正常细胞的凋亡，所以尽量使微囊内的细胞处于比较适合的浓度范围，空间和养料获取都处于比较均一的程度，更利于细胞的培养。

进一步出于形成包膜的品质，如果步骤S40中采用注射的方式将干细胞与海藻酸钠的混合悬液加入至羧甲基纤维素中，那么注射的速率控制2～8ml/min，因为注射的快慢都会影响表面包膜形成的品质和稳定性。并且，出于上述两者在不相容下形成微囊品质的立意，干细胞与海藻酸钠的混合悬液中，海藻酸钠的质量体积浓度为0.5～2％；对应步骤S30配置羧甲基纤维素的醋酸溶液中，羧甲基纤维素浓度为0.5～2％(w/v)。注射的过程中，尽量保证针头位置始终与装羧甲基纤维素的容器口持平，使细胞悬液匀速滴入。待反应10min后，注射滴入的悬液表面即交联形成了微囊。

并且，进一步在步骤S30配置羧甲基纤维素的醋酸溶液中，还可以向溶液中添加NaCl，至其浓度为0.05～0.3mol/L；因为离子强度也会影响复凝聚的速率和效果，经过反复的测量其复凝聚的品质和效率，在实施的过程中加入0.05mol/L、0.1mol/L、0.2mol/L、0.3mol/L的NaCl制备的微囊复凝物的产率分别是94.46％、95.33％、94.81％和83.27％。从凝聚产率的结果可以看出离子强度在NaCl浓度处于0.1mol/L左右的情况下较好，到0.3mol/L及其以上时，凝聚的生成率和品质相对有下降。

同时在上述实施的过程中，步骤S40制备获得微囊之后，需要进一步对微囊进行洗涤，洗涤可以依次采用质量体积浓度0.3～0.9％的生理盐水2～3次左右后、再用不含FBS(已以避免细胞因子导致干细胞产生诱导或者性状分化)的α-MEM培养基洗涤2～3次即可。

并且在实施中，步骤S20～步骤S40尽量流畅快速的完成，因为待培养的干细胞是活细胞，如果操作时间过长，细胞在没有营养的环境中比较容易出现凋亡；所以上述采用α-MEM培养基的洗涤一方面可以增加微囊缩胀适应性，还可以提供细胞代谢营养，避免细胞衰退。同时步骤S40制备完成微囊之后，应当建议直接进行培养，表面存放中导致细胞死亡。即使要进行保存，也应当在能维持细胞营养和活性的保存液中进行。

基于本发明上述制备方法过程，本发明进一步还提出一种采用上述羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法得到的微囊，该微囊相比通常的聚赖氨酸/海藻酸钠细胞培养微囊，其包膜结构为羧甲基纤维素和海藻酸钠形成的半互穿网络结构，形成的膜结构具有良好的溶胀、缩胀等性能，用于细胞培养时其透性和稳定性上更好一些，能形成较好的细胞生长环境，提升细胞培养扩增的效率。

在上述基础上，本发明进一步提出上述微囊的培养方法，具体实施的过程中，将上述制备的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊接种于培养容器中进行细胞培养即可。

但是，进一步在培养的过程中，每周全量换液3次(细胞被固定在包囊内，可以进行全量换液)、半量换液1次，培养28天。

一般通常的细胞培养过程中，动物细胞培养箱的条件为37℃、5％CO₂动物细胞培养箱中正常培养。而本案中经过对比，相比未用微囊包覆的干细胞培养时，正常培养过程中微囊包覆的细胞的代谢能力略显不足；因为微囊包覆之后，虽然形成微囊的包膜具有孔隙和半透性，培养液中的营养成分基本上能被干细胞所获取，但是微囊内细胞的氧获取能力降低，影响了细胞的有氧代谢。在缺氧状态下，ATP合成减少，细胞的功能和完整性极易受损。而缺氧时细胞获取ATP的主要途径是糖的无氧酵解，采用培养基中的通常的葡萄糖等有氧代谢能源底物，细胞的生长会能力稍微不足。所以可以采用在培养基中添加补充果糖进行，因为果糖是缺氧状态下肝细胞获能的有效糖酵解物质，能在缺氧状态下提供ATP，维持细胞膜的离子泵，所以能有效的保护肝细胞膜的完整性和细胞的功能，果糖能提供大量的F-1-P(1-磷酸果糖)的糖酵解前体物质，利于细胞生长和代谢。果糖的添加浓度可以控制10～20mmol/L，基本上补充弥补能量代谢即可，不需要过量添加。

和/或者，本身培养的过程中细胞一般是在正常的5％CO₂(这里的比例是气体体积比，剩余95％是空气)动物细胞培养箱中进行，根据空气中氧气占比21％换算之后，培养的条件为5％CO₂、19.9％O₂及余量为空气中的N₂等。基于微囊培养中细胞氧获取有所降低的情形下，可以稍微替身培养箱中的氧气的浓度，可以采用动物培养箱中的增加O₂的含量，采用提升O₂的气体体积浓度至21～25％，增加氧供应量，从而也能弥补微囊包覆造成的细胞氧获取不足的问题。

采用本发明的上述培养方法，细胞具有更好的生长和代谢的环境，微囊包膜具有良好的溶胀、缩胀等性能，用于细胞培养时其透性和稳定性上更好一些，能形成较好的细胞生长环境，提升细胞培养扩增的效率。

为使本发明的上述实施的技术细节和过程方法能更易于本领域技术人员的理解和实施参考，同时凸显出本发明的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊性能和品质，以下通过具体的实施例进行举例说明。

实施例1

分离兔骨髓间充质干细胞(本实例中以兔骨髓间充质为例)：

S01，原代培养：

取体重2kg左右的新西兰大白兔，耳缘静脉注射3％的无巴比妥钠；麻醉后，用18号的骨穿针从股骨端抽取5ml骨髓液，用3000U/m1肝素抗凝；之后把骨髓液加入LG-DMEM培养基进行1:1稀释，混匀后1200rpm离心10分钟；离心后弃上层血清和脂肪，再加入LG-DMEM培养基稀释；然后小心地把悬液滴加到Ficoll细胞分离液上，按照体积比1:1混合之后2500rpm离心30分钟。离心之后吸取白膜层，再加入LG-DMEM培养基清洗2次，1200rpm离心5分钟最后去掉上清液，加入含有10％胎牛血清的LG-DMEM培养基。调整细胞浓度并以5×10⁶cells/cm²接种于培养瓶。三天后去除悬浮细胞，每五天全量换液。

当步骤S01的细胞己长至85～90％融合度时进行传代培养。

S02，骨髓间充质干细胞的传代培养：

吸去或倾出旧的培养液：用PBS或无Ca²⁺、Mg²⁺的平衡盐溶液漂洗培养物1～2次，尽量洗去残余血清，弃去平衡盐溶液；

解离细胞：加入含有0.125wt％胰酶和0.025wt％EDTA的消化液于室温或者37℃条件下消化约3min；细胞解离的程度可以通过在显微镜下直接观察判断，一般以细胞突起缩回、细胞之间间隙增大，细胞近乎变圆为度。

加入培养液终止消化，用弯头吸管吸取培养皿内的培养液或蛋白酶抑制剂，反复吹打瓶皿底壁，使己经消化的细胞脱离瓶皿底壁。吹打过程须有序进行，亦即要从一边开始到另一边结束，尤其瓶皿的边缘地带和四角处，确保瓶皿底部各处的细胞均被吹打脱离。吹打时用力不宜过猛，吹出液体的力度要适中，否则会直接损伤细胞并产生能伤害细胞的气泡。

经吹打后，得到细胞悬液。离心(1000rpm、5min)后除去上清含酶溶液。

用培养液将细胞溶液沉淀重新悬浮，计数并调整细胞密度。接种在新的培养瓶皿内，一般接种在两个或者多个培养瓶内。有时候，传代仅为了使培养物经历并适应传代处理过程，在培养物细胞数量不大的情况下，传代时还只是接种在一个培养皿内。

然后按照如下步骤制备羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊，过程如下：

S10，购买化学纯(或者分析纯)的羧甲基纤维素和海藻酸钠；

S21，将制备称取0.2g海藻酸钠分散在100mL蒸馏水中，50℃水浴加热溶解后溶胀8h以上，确保使用时充分溶解；

S22，获取上述传代培养之后的细胞，并制成细胞初始密度为2×l0⁷cells/mL的悬液；

S23，然后使用注射器吸取等体积的上述步骤S21的海藻酸钠溶液、及细胞悬液后进行均勾混合；混合后悬液中的细胞密度为l×10⁷cells/mL，海藻酸钠终浓度为1％(w/v)。

S30，称取0.1g羧甲基纤维素用100mL体积分数1％的醋酸溶液分散，同样于50℃水浴加热溶解后溶胀8h以上，确保使用时充分溶解；溶解后加入NaCl至其浓度为0.1mol/L。

S40，使用注射器吸取混合液，装上无菌的针头，排除注射器内的空气。之后缓慢推动注射器，将细胞悬液均速滴入步骤S30的装有100mL羧甲基纤维素醋酸溶液(质量体积分数1％)的烧杯中，尽量保证针头位置始终与烧杯杯口持平，细胞悬液匀速滴入，控制注射器的注射滴入速度4～62mL/min。

待反应10min后，细胞悬液己经交联形成了微囊，吸出去除溶液加入10mL无菌0.9％的生理盐水洗涤微囊，再用10mL不含FBS的α-MEM洗涤两次。

上述步骤S40之后制备得到微囊，进行细胞培养，具体：

S50，将步骤S40制备的细胞微囊分装在转瓶中，放置于37℃、5％CO₂、23％O₂(其余为N₂及空气中的其他气体)动物细胞培养箱中培养。培养过程中，所采用的液体培养中添加10mmol/L的果糖；且每周全量换液3次，半量换液1次，培养28天后收获细胞。

为了验证本案的微囊的品质和效果，进一步进行如下验证试验，并且上述干细胞培养中设置聚赖氨酸/海藻酸钠细胞微囊同样培养的细胞作为对照。具体验证的过程如下：

S60：MTT(噻唑蓝)检测

活细胞的线粒体可以产生琥珀酸脱氢酶，该酶可以使MTT还原为不溶于水，却溶于DMSO的甲簪，死细胞则不能。在MTT试验中生成的紫色甲簪的量与生长的细胞数目呈线性关系，因此通过测定甲簪蓝的吸光度值就可以测得细胞的增殖数目。

取步骤S50中培养0d、7d、14d、21d、28d天的微囊(每次取样3个)，分别分装在3个EP管中，加入40μL5mg/mL的MTT和200μL新鲜的培养基。并轻轻吹打，使微囊悬浮于染液中；避光于37℃、5％CO₂动物细胞培养箱中孵育4h。

孵育反应结束后，去上清；将微囊砸碎，加入300μL的DMSO(MTT试剂盒中的试剂)振荡，10000rpm高速离心5min。吸取200μL上清，转移至96孔板，使用酶标仪在490nm处测吸光值(OD值)。

结果：

OD值	0d	7d	14d	21d	28d
						对照组	0.59±0.11	0.61±0.14	0.69±0.12	0.73±0.15	0.75±0.13
本发明	0.58±0.14	0.70±0.15	0.81±0.17	0.95±0.11	0.99±0.10

从上述MTT法检测的结果中，可以看出本发明微囊细胞扩增的过程中细胞数量和浓度相比要高出一些，这是因为细胞本身生长和存活的环境更好，所以在同样的浓度接种之后细胞代谢能力明显要强一些，并且培养的过程中微囊自身不发生破坏和周纤维化反应，细胞生长环境更加优化，细胞培养扩增效率更好。

以上所述仅为本发明的较佳实施例而已，并不用以限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内所作的任何修改、等同替换和改进等，均应包括在本发明的保护范围之内。

Claims (9)

1.一种羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，包括如下步骤：

获取羧甲基纤维素和海藻酸钠；

将所述海藻酸钠于水中分散后，再加入待培养的干细胞，制成海藻酸钠和干细胞的混合悬液；

将所述羧甲基纤维素用体积分数1～2％的醋酸分散，制成羧甲基纤维素溶液；

将所述混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中进行凝聚。

2.如权利要求1所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，所述混合悬液中干细胞浓度为0.5～2×10⁷个/mL；

和/或，所述混合悬液中海藻酸钠的质量体积浓度为0.5～2％。

3.如权利要求1或2所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，所述羧甲基纤维素溶液中羧甲基纤维素的质量体积浓度为0.5～2％。

4.如权利要求1或2所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，所述羧甲基纤维素溶液中还添加有0.05～0.3mol/L的NaCl。

5.如权利要求1或2所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，将所述混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中进行凝聚步骤中，采用滴加或者注射的方式进行。

6.如权利要求5所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法，其特征在于，将所述混合悬液加入至羧甲基纤维素溶液中进行凝聚步骤之后，还包括：

将凝聚后获得的微囊依次用质量体积浓度0.3～0.9％的生理盐水、不含FBS的α-MEM培养基进行洗涤处理。

7.根据权利要求1至6任一项所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的制备方法制备的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊。

8.一种权利要求7所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的培养方法，其特征在于，包括如下步骤：

将羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊于培养容器中进行大量培养。

9.如权利要求8所述的羧甲基纤维素/海藻酸钠干细胞微囊的培养方法，其特征在于，所述培养过程中于O₂体积浓度21～25％条件下进行；

和/或，所述培养过程中培养基中添加有10～20mmol/L的果糖。