CN104593253A - 一种快速检测微生物耐药性的方法及专用微流控芯片 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种快速检测微生物耐药性的方法及专用微流控芯片。该微流控芯片，它由依次叠加的聚二甲基硅氧烷层、琼脂糖层和透明板组成；所述聚二甲基硅氧烷层设有两个通孔；所述琼脂糖层由琼脂糖和微生物组成，由所述透明板支撑。本发明微流控芯片可实现微生物的原位培养、梯度暴露和实时观察；结构简单、操作简单，可以快速制备和检验，便于普通生物实验室采用；不需要注射泵；微生物不需要有荧光，普通微生物即可；芯片的关键部件可以重复使用，成本低廉，适合日常操作。本发明方法能够实时观察到微生物在不同药物浓度下的生长状态，从而快速获得药物对微生物的抑制特征；不仅可得最小抑制浓度MIC值，还可得半数抑制浓度IC₅₀值和整条抑制曲线。

Description

一种快速检测微生物耐药性的方法及专用微流控芯片

技术领域

本发明涉及一种快速检测微生物耐药性的方法及专用微流控芯片，属于微生物耐药性检测领域。

背景技术

微生物在抗生素等外部环境压力下的响应特征，对生态安全性评估等十分重要，一直受到人们的关注。在响应特性中，最受关注的是微生物的耐药性，因此人们开发和应用了各种快速检测的方法，用于测定半抑制浓度(IC₅₀)或者最小抑制浓度(MIC)。

传统方法采用摇瓶或者平板培养的方式，在培养基中添加不同浓度的抗生素，通过观察光密度值或菌落计数来评估抑制特性。这种方法的优点是定量准确，操作简单，缺点是耗时较长，一般培养需要过夜，样品或试剂消耗量较大。此外，还可以采用多孔板方法进行细菌培养，达到并行筛选，快速检测OD的目的。该方法优点是可以节约药剂、缩短实验时间、并行获取数据等，缺点是仪器价格昂贵、对于生长缓慢和OD值较低的细菌难以观察，限制了广泛应用。目前被广泛应用的是E-test抑菌试纸条，通过在试纸条上固定浓度梯度的抗生素，结合平板培养方法，通过抑菌圈与纸条交点直接读出MIC值。优点是简便快速，工作量小，不足之处是试纸比较昂贵、培养时间较长、只能测定MIC值、不适合研究抗生素的混合作用等。

由于上述原因和不足，人们开始采用微流控芯片来进行细菌的抗生素敏感性测试。通过在芯片内建立被测物质的浓度梯度，可以避免人为配制的不准确和费时费力。建立梯度的方法之一是在微流控芯片的通道中或芯片下方加入多孔介质，如琼脂糖层等，通过高低浓度之间的扩散形成梯度。琼脂糖是一种凝胶性物质且对微生物没有毒害作用，且具有大孔扩散的性能，因此比较合适微生物的固定和培养。比如Cheng等(Lab Chip,2007,7(6):763-769)在芯片的琼脂糖层中设置三个通道，两边通道分别持续通入高浓度溶液和空白液体，中间通道放入细菌。高浓度物质通过琼脂糖层向空白方向扩散，从而在中间通道形成稳定的浓度梯度；Si等(Lab Chip,2012,12(7):1389-1394)在芯片通道中间滴入液态琼脂糖，待凝固后可将通道两侧分离，在一侧滴入目标物质后可通过琼脂糖结构慢慢扩散，从而在另一侧形成浓度梯度。Ahmed等(Nano Lett,2010,10(9):3379-3385)设计了三种不同结构的微流控芯片，都是通过琼脂糖层的扩散在测试通道可形成线性及非线性的浓度梯度。

上述方法可以在数个小时之内快速获得抑制特征，得到MIC值，从而克服传统方法的不足。但上述方法也存在不足之处，主要包括：(1)微生物一般都标记荧光便于检测，但在实际测试中细菌一般都难以标记荧光；(2)在芯片上完成测试需要精密控制的注射泵，而在普通实验室或移动野外操作中难以满足要求；(3)一般只能得到MIC值，而难以获得IC₅₀值或者整条抑制曲线。

发明内容

本发明的目的是提供一种快速检测微生物耐药性的方法及专用微流控芯片，该微流控芯片可实现微生物的原位培养、梯度暴露和实时观察，不需要注射泵，芯片的关键部件可以重复使用；微生物不需要有荧光，普通微生物即可。利用该微流控芯片，能够实时观察到微生物在不同药物浓度下的生长状态，从而快速获得药物对微生物的抑制特征。

本发明提供的微流控芯片，它由依次叠加的聚二甲基硅氧烷层(PDMS层)、琼脂糖层和透明板组成；

所述聚二甲基硅氧烷层设有两个通孔；

所述琼脂糖层由琼脂糖和分散于其中的微生物组成，由所述透明板支撑。

上述微流控芯片中，两个所述通孔分别用于储存药物和所述微生物的培养基，所述通孔的孔径为5～8mm，两个所述通孔的中心距离为6～10mm，以保证在两个所述通孔之间形成合适范围的浓度梯度和便于显微镜定位观察。

上述微流控芯片中，所述聚二甲基硅氧烷层的厚度为5～8mm；所述琼脂糖层的厚度为0.03～0.05mm，微生物接近单层生长。

上述微流控芯片中，所述微生物为细菌。

上述微流控芯片中，所述透明板可为玻璃板、石英玻璃板或者透明塑料板，具体可为盖玻片，便于观察。

上述微流控芯片在使用时，在所述PDMS层上方还可设有一所述透明板，具体操作为在两个所述通孔中分别加入所述微生物的培养基和药物，然后在所述PDMS层上方覆盖所述透明板，以避免空气中微生物进入所述通孔内及液体(培养基)的蒸发；

所述透明板可为玻璃板、石英玻璃板或者透明塑料板，具体可为盖玻片。

本发明进一步提供了上述微流控芯片的制备方法，包括如下步骤：

(1)在所述聚二甲基硅氧烷层上打孔得到所述通孔；

(2)将所述微生物分散于所述琼脂糖中，制得琼脂糖和微生物的混合液；

(3)将所述琼脂糖和微生物的混合液滴加到所述透明板上，用步骤(1)得到的聚二甲基硅氧烷层按压后粘合，经凝固即可得到所述微流控芯片。

上述制备方法，步骤(2)中，所述微生物以微生物悬浊液的形式添加，所述微生物处于对数期；

所述琼脂糖以琼脂糖水溶液的形式添加，所述琼脂糖水溶液形成的薄层溶液在室温下保持20min后即凝固为多孔胶体，可用于固定微生物；所述琼脂糖为低熔点琼脂糖，其熔点可为60～70℃；所述琼脂糖水溶液在使用前灭菌；

所述微生物悬浊液与所述琼脂糖水溶液的体积比可为1：1～2，具体可为1：1；

所述微生物悬浊液的OD₆₀₀值可为0.2～0.4，具体可为0.2；所述琼脂糖水溶液中琼脂糖的质量百分含量可为2～4％，具体可为3％。

本发明进一步提供了一种利用上述微流控芯片快速检测微生物耐药性的方法，包括如下步骤：

(1)在两个所述通孔中，分别加入药物和所述微生物的培养基；

(2)在步骤(1)后的0～6小时内，拍摄所述观察区域内不同位置处所述微生物的照片，得所述观察区域内不同位置处所述微生物随时间变化的生长情况；

取2～6小时中某一时刻所述观察区域内不同位置处所述微生物的照片，具体可在步骤(1)后的4小时这一时刻观察所述微生物的形态，采用图像软件计算所述观察区域内不同位置处所述微生物的群落大小，根据所述药物的浓度和所述微生物的群落大小即可对所述微生物的耐药性进行检测；

所述观察区域为两个所述通孔的边缘之间的最短连线处所述药物在所述琼脂糖层内扩散形成的区域。

上述方法中，所述药物以溶液的形式进行添加，所述药物的溶液为将所述药物溶于所述微生物的培养基中得到。

上述快速检测微生物耐药性的方法还包括采用荧光素模拟所述药物，即根据所述观察区域内不同位置处所述荧光素的浓度，得所述观察区域内不同位置处所述药物的浓度的步骤：

(1)在两个所述通孔中，加入相同浓度的荧光素的水溶液，加入20～30min后，具体可在30min后，用荧光显微镜拍摄所述观察区域内的照片，利用图像软件计算得到该浓度下的荧光强度，取出该浓度的荧光素的水溶液，加入更高浓度的荧光素的水溶液，得不同浓度的荧光素水溶液的荧光强度，以所述荧光素的浓度为横坐标，以荧光素的荧光强度为纵坐标，建立标准曲线；

所述荧光素水溶液的浓度为0mM～20mM；

(2)在两个所述通孔中，分别加荧光素的水溶液和水，扩散0～6h时，用荧光显微镜拍摄所述观察区域内的照片，利用图像软件计算所述观察区域内不同位置处荧光素的荧光强度；

所述荧光素的水溶液中，所述荧光素的浓度可为10mM～20mM，具体可为10mM；

所述观察区域为两个所述通孔的边缘之间的最短连线处所述荧光素在所述琼脂糖层内扩散形成的区域；

(3)根据所述标准曲线和扩散0～6h内不同时刻所述观察区域内不同位置处所述荧光素的荧光强度，即可得到扩散0～6h内不同时刻所述观察区域内不同位置处所述要药物的浓度，根据观察可在扩散平衡后的某一时刻，具体可根据扩散1h这一时刻所述观察区域内不同位置处所述荧光素的荧光强度，得扩散1h这一时刻所述观察区域内不同位置处所述药物的浓度；

所述荧光素的分子量与所述药物的分子量之间的偏差小于±30％，偏差的计算公式如下：(药物的分子量-荧光素的分子量)/荧光素的分子量×100％。

上述方法中，常用的图像软件为ImageJ。

上述方法中，在所述加入之前还包括除去所述通孔中所述琼脂糖和所述微生物的步骤。

上述方法中，根据所述药物的半数抑制浓度和最小抑制浓度对所述微生物的耐药性进行判定。

本发明具有如下优点：

1)本发明微流控芯片可实现微生物的原位培养、梯度暴露和实时观察。

2)本发明微流控芯片结构简单、操作简单，可以快速制备和检验，便于普通生物实验室采用。

3)本发明微流控芯片不需要注射泵，只需拍摄明场图片；芯片的关键部件可以重复使用，成本低廉，适合日常操作。

4)通过本发明提供的快速检测微生物耐药性的方法，能够实时观察到微生物在不同药物浓度下的生长状态，从而快速获得药物对微生物的受抑制特征。

5)本发明提供的快速检测微生物耐药性的方法，不仅可以得到最小抑制浓度MIC值，还可以获得半数抑制浓度IC₅₀值和整条抑制曲线。

附图说明

图1为本发明微流控芯片的结构示意图。

图2为本发明微流控芯片的剖面示意图。

图3为荧光素强度与荧光素浓度的线性关系图。

图4为在扩散0～6h内观察区域内的荧光素强度分布变化图。

图5为扩散稳定后(1h)观察区域内阿莫西林浓度分布图。

图6为显微镜拍摄的观察区域内不同位置处的大肠杆菌在阿莫西林作用4h时的生长状态。

图7为大肠杆菌在阿莫西林作用下的抑制曲线。

图1和图2中各标记如下：

1PDMS层、2琼脂糖层、3盖玻片、4通孔(1#和2#)、5观察区域。

具体实施方式

下述实施例中所使用的实验方法如无特殊说明，均为常规方法。

下述实施例中所用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径得到。

实施例1、微流控芯片及其制备

如图1和图2所示，本发明提供的微流控芯片为三层结构，从上到下依次为长度和宽度均为24mm、厚度为8mm的聚二甲基硅氧烷层(PDMS层)1，厚度为0.03～0.05mm的琼脂糖层2和盖玻片3(24mm×24mm)，PDMS层中设有两个孔径为5mm的通孔4(如图所示，左侧记为1#通孔，右侧记为2#通孔)，1#通孔和2#通孔中心之间的距离为6mm，即两个通孔边缘之间的最短距离为1mm，形成观察区域5，琼脂糖层由琼脂糖水溶液(3wt％)和稀释后的大肠杆菌悬浊液(OD₆₀₀值约为0.2，对数期)以体积比为1：1的比例混合而成。

本发明微流控芯片具体通过下述步骤制备得到：

(1)加工和制备PDMS层

首先采用表面平整的硅板用翻模法制备出PDMS芯片：清洗模板后进行脱模剂沉积，然后倒入8mm厚的硅橡胶，抽气、加热、切胶，获得24mm×24mm的正方体PDMS结构，由于PDMS结构与硅片接触的面比较平整，称为光滑面或工作面，倒模时暴露在空气一侧的面称为非光滑面。将PDMS结构平放，光滑面朝上，使用5mm打孔器，沿PDMS光滑面中部开双孔，穿透整个PDMS结构，孔径为5mm，孔之间的边缘间距(最短距离)为1mm，两个孔分别作为药物贮液池和培养基贮液池。

(2)制备琼脂糖层

按照标准方法配制大肠杆菌液体培养基，接种和培养大肠杆菌(ATCC 25922)，在摇床中培养，保持温度37℃，震荡速度120rpm。培养3-4h取对数期大肠杆菌，采用PBS将大肠杆菌离心清洗三遍后，再将菌悬浮至新鲜培养基中并稀释至OD₆₀₀值约为0.2。琼脂糖采用低熔点琼脂糖(A9045，Sigma)，用超纯水配制，浓度为3wt％，经高压蒸汽灭菌锅121℃灭菌20分钟后在4℃保存备用。将凝固态的琼脂糖溶液在水浴锅70℃完全溶解后，再调整水浴锅温度降低到45℃，使琼脂糖溶液的温度保持在45℃。然后在超净台中分别取0.5mL琼脂糖溶液及0.5mL大肠杆菌悬浊液以1：1(v/v)的比例至1mL离心管中混合，并用涡流式振荡器将混合液摇匀放入45℃水浴锅中待用。

取24mm×24mm规格的盖玻片，用丙酮、甲醇、异丙醇、酒精依次超声清洗表面3分钟后用氮气吹干，然后放置于超净台紫外灭菌30分钟后待用。使用移液器取0.1mL上述制备得到的琼脂糖-细菌混合液，滴在玻片中央后，然后将PDMS芯片轻轻从一侧盖在琼脂糖上(PDMS的光滑面朝下)，防止气泡产生并轻轻往下压PDMS芯片，使琼脂糖层尽可能较薄，厚度在0.03～0.05mm之间。多余琼脂糖会进入芯片的孔中，待琼脂糖完全凝固后，用镊子再轻轻将PDMS芯片通孔内的凝固琼脂糖去除，琼脂糖层制备完成。

(3)组合芯片

琼脂糖凝固后PDMS便通过琼脂糖层与盖玻片粘合在一起，即得本发明微流控芯片。该微流控芯片在使用时，在两个通孔孔内分别滴加50μL培养基及药物，然后再将清洗好的盖玻片盖在PDMS层上方，避免空气中微生物进入孔内及液体蒸发。实验结束后，可将三层芯片拆开清洗。PDMS层、盖玻片等经过清洗和灭菌后可以重复利用。

实施例2、快速检测大肠杆菌耐药性

按照标准方法配制10mg/L的阿莫西林(分子量：419.5)溶液，与2倍标准浓度(指配置培养基时，成分浓度是给定标准的2倍，使其1：1稀释后与标准培养基的成分浓度相同)的培养基等体积混合，得到含有实际浓度为5mg/L阿莫西林的培养基。

按照实施例1中的步骤制备得微流控芯片，开始耐药性实验，步骤如下：

(1)首先在微流控芯片的1#通孔和2#通孔内滴加0.05mL的LB培养基(具体体积可根据孔直径调节)，使培养基与琼脂糖层内的微生物接触。在20分钟后，将1#通孔内的培养基吸出，添加0.05mL含有5mg/L阿莫西林的培养基，作为抗生素扩散的源。2#通孔不含有抗生素，作为抗生素扩散梯度的汇。

(2)将芯片放置在倒置光学显微镜上的操作台上，使用夹子压在PDMS非光滑面固定芯片，40×物镜观察。

在步骤(1)之后的0-6小时内，用显微镜观察和拍摄观察区域不同位置的单个细菌随时间变化的生长情况。正常生长的细菌会逐渐形成菌斑或团簇。阿莫西林可在两个孔之间形成浓度梯度，并且该浓度梯度可以保持至少6小时。

记录暴露于阿莫西林4小时这一时刻时的细菌群落照片，得到如图6所示的结果。根据大肠杆菌群落大小和形态，判断完全抑制和不抑制的群落，如图6中在浓度为0.5mg/L时大肠杆菌在正常生长并形成菌落，完全不抑制；而在浓度为3mg/L时大肠杆菌形态发生变化并且未发生分裂增殖，说明被完全抑制。通过此步骤可以粗略估计大肠杆菌对阿莫西林的耐药程度，从图6中可知在3mg/L时该大肠杆菌就被抑制，说明是敏感菌而不是耐药菌。

(3)按照实施例1中的步骤，重新制备微流控芯片，使用荧光素模拟药物，操作如下：

A、配制浓度分别为0mM、1mM、5mM和20mM的荧光素溶液，在两个通孔中由低到高分别加入0.05mL不同浓度的荧光素，每种浓度的荧光素溶液加入30min后用荧光显微镜拍摄两孔之间的琼脂层荧光图片，拍摄完成后将该浓度的荧光素溶液取出再滴加更高浓度的荧光素溶液，即首先在两个通孔中均加入0mM的荧光素溶液(空白)，30min后拍摄两孔之间的琼脂层荧光图片，然后取出荧光素溶液再次滴加1mM的荧光素溶液，30min后拍摄两孔之间的琼脂层荧光图片，依次类推直至滴加20mM的荧光素溶液，30min后拍摄两孔之间的琼脂层荧光图片。通过ImageJ软件对图片进行分析得到该浓度下的荧光素强度，从而获得不同荧光素浓度下的荧光强度。以荧光素的浓度为横坐标，以荧光素的荧光强度为纵坐标，建立标准曲线，如图3所示，在荧光素浓素为0mM～20mM的范围内，荧光强度与荧光素浓度成正比。

B、在两个通孔中分别加入0.05mL 10mM异硫氰酸荧光素(F4274，sigma，分子量为332.31)的水溶液和0.05mL的纯水，用荧光显微镜记录扩散0-6h内两个通孔边缘之间最短连线的不同位置处荧光素的荧光强度，以不同位置处与1#孔之间的距离为横坐标，荧光强度为纵坐标，建立两者之间的关系曲线，得荧光素在两个通孔边缘之间的最短连线内的分布图，如图4所示，分别为扩散10min、20min和360min后荧光素在两个通孔边缘之间的最短连线的分布图。由图4可知，当间距为1mm时，扩散20min浓度梯度即达到稳定。

C、由于荧光强度与荧光素的浓度成正比，并且在20min时浓度梯度达到稳定，因此选择扩散1h时两个通孔边缘之间的最短连线的不同位置处荧光素的荧光强度分布，得两个通孔边缘之间的最短连线处不同位置处阿莫西林的浓度，如图5所示。

(4)利用图像软件ImageJ对菌落的面积进行计算，菌落面积可代表生物量。通过菌落面积计算大肠杆菌在不同阿莫西林浓度条件下的比生长速率μ，计算方法见公式1-1，通过比生长速率得到抑制率IR，其计算方法见公式1-2：

$\mathrm{\μ}=\frac{\ln (S/S_0)}{t-t_m}---(1-1)$

公式1-1中，S及S₀分别为时间t及初始时菌落的面积，t_m为菌落生长的延迟时间。

IR＝(μ₀-μ_c)/μ₀   (1-2)

公式1-2中，μ_c为药物浓度为C时细菌的比生长速率，μ₀为培养基条件下细菌的比生长速率。

由步骤(2)中加入药物之后的0-6小时内大肠杆菌的生长情况可以看出，菌落生长的延迟时间约为1h，即t_m约为1h。取暴露4小时时两通孔边缘之间最短连线的不同位置处菌落的生长抑制率，以浓度为横坐标，生长抑制率为纵坐标，制作浓度-抑制率的抑制曲线如图5所示，当IR＝0.5时的药物浓度为IC₅₀，IR＝1时的最小浓度为MIC，得到IC₅₀及MIC值分别为2.2mg/L及3mg/L。

Claims (10)

1.一种微流控芯片，它由依次叠加的聚二甲基硅氧烷层、琼脂糖层和透明板组成；

所述聚二甲基硅氧烷层设有两个通孔；

所述琼脂糖层由琼脂糖和分散于其中的微生物组成，由所述透明板支撑。

2.根据权利要求1所述的微流控芯片，其特征在于：所述通孔的孔径为5～8mm，两个所述通孔的中心距离为6～10mm。

3.根据权利要求1或2所述的微流控芯片，其特征在于：所述聚二甲基硅氧烷层的厚度为5～8mm；

所述琼脂糖层的厚度为0.03～0.05mm。

4.根据权利要求1-3中任一项所述的微流控芯片，其特征在于：所述微生物为细菌。

5.根据权利要求1-4中任一项所述的微流控芯片，其特征在于：所述透明板为玻璃板、石英玻璃板或者透明塑料板。

6.权利要求1-5中任一项所述微流控芯片的制备方法，包括如下步骤：

(1)在聚二甲基硅氧烷层上打孔得到所述通孔；

(2)将微生物分散于琼脂糖中，制得琼脂糖和微生物的混合液；

(3)将所述琼脂糖和微生物的混合液滴加到所述透明板上，用步骤(1)得到的聚二甲基硅氧烷层按压后粘合，经凝固即可得到所述微流控芯片。

7.根据权利要求6所述的制备方法，其特征在于：步骤(2)中，所述微生物以微生物悬浊液的形式添加，所述微生物处于对数期；

所述琼脂糖以琼脂糖水溶液的形式添加；

所述微生物悬浊液与所述琼脂糖水溶液的体积比为1：1～2；

所述微生物悬浊液中所述微生物的OD₆₀₀值为0.2～0.4；

所述琼脂糖水溶液中琼脂糖的质量百分含量为2～4％。

8.利用权利要求1-7中任一项所述的微流控芯片快速检测微生物耐药性的方法，包括如下步骤：

(1)在两个所述通孔中，分别加入药物和所述微生物的培养基；

(2)在步骤(1)后的0～6小时内，拍摄所述观察区域内不同位置处所述微生物的照片，得所述观察区域内不同位置处所述微生物随时间变化的生长情况；

取2～6小时中某一时刻所述观察区域内不同位置处所述微生物的照片，观察所述微生物的形态，采用图像软件计算所述观察区域内不同位置处所述微生物的群落大小，根据所述药物的浓度和所述微生物的群落大小即可对所述微生物的耐药性进行检测；

所述观察区域为两个所述通孔的边缘之间的最短连线处所述药物在所述琼脂糖层内扩散形成的区域。

9.根据权利要求8所述的快速检测微生物耐药性的方法，其特征在于：所述药物以溶液的形式进行添加，所述药物的溶液为将所述药物溶于所述微生物的培养基中得到。

10.根据权利要求8或9所述的快速检测微生物耐药性的方法，其特征在于：所述方法还包括采用荧光素模拟所述药物，即根据所述观察区域内不同位置处所述荧光素的浓度，得所述观察区域内不同位置处所述药物的浓度的步骤：

(1)在两个所述通孔中，加入相同浓度的荧光素的水溶液，加入20～30min后用荧光显微镜拍摄所述观察区域内的照片，利用图像软件计算得到该浓度下的荧光强度，取出该浓度的荧光素的水溶液，加入更高浓度的荧光素的水溶液，得不同浓度的荧光素水溶液的荧光强度，以所述荧光素的浓度为横坐标，以荧光素的荧光强度为纵坐标，建立标准曲线；

所述荧光素水溶液的浓度为0mM～20mM；

(2)在两个所述通孔中，分别加荧光素的水溶液和水，扩散0～6h时，用荧光显微镜拍摄所述观察区域内的照片，利用图像软件计算所述观察区域内不同位置处荧光素的荧光强度；

所述荧光素的水溶液中，所述荧光素的浓度为10mM～20mM；

所述观察区域为两个所述通孔的边缘之间的最短连线处所述荧光素在所述琼脂糖层内扩散形成的区域；

(3)根据所述标准曲线和扩散0～6h内不同时刻所述观察区域内不同位置处所述荧光素的荧光强度，即可得到扩散0～6h内不同时刻所述观察区域内不同位置处所述要药物的浓度；

所述荧光素的分子量与所述药物的分子量之间的偏差小于±30％。