CN103320494A - 利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 - Google Patents
利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 Download PDFInfo
- Publication number
- CN103320494A CN103320494A CN201310284063XA CN201310284063A CN103320494A CN 103320494 A CN103320494 A CN 103320494A CN 201310284063X A CN201310284063X A CN 201310284063XA CN 201310284063 A CN201310284063 A CN 201310284063A CN 103320494 A CN103320494 A CN 103320494A
- Authority
- CN
- China
- Prior art keywords
- cell
- transwell
- nested
- matrix
- cells
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Pending
Links
Images
Landscapes
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
- Investigating Or Analysing Biological Materials (AREA)
Abstract
本发明是一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，在将内皮细胞与细胞基质充分混合后被转移并完全覆盖Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面；Transwell嵌套固化后被翻转过来并置于预热的多孔细胞培养板无血清细胞培养液中，并在嵌套上方加入事先经荧光标记的待测细胞悬浮液；侵袭后移除嵌套上方未侵袭的细胞，用适当的酶消化细胞基质至液态，通过离心收集其中的细胞。然后用小量PBS悬浮收集到的细胞，并将其中的一部分放入Terasaki板中，置于荧光显微镜下进行图片采集以及后续分析。本发明首次实现了将两种不同类型的细胞放置于接近生理三维结构的模型中，并能够定量测量其中一种细胞相对于另一种细胞的侵袭能力。
Description
技术领域
本发明涉及一种测量细胞侵袭性的方法，特别是一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法。
背景技术
细胞迁移是由多步骤组成的，高度协调统一的生物过程。细胞侵袭与细胞迁移密切相关，其过程主要涉及细胞在细胞基质中的移动，即细胞迁移以及细胞外基质的降解和蛋白质的水解。细胞迁移和细胞侵袭在各种生理以及病理过程，例如胚胎发育，组织修复，癌症转移，动脉粥样硬化，关节炎，哮喘等中起到极其重要的作用。因此，研究各种不同类型的细胞在不同环境下的迁移和侵袭行为以及参与其中的分子调节机制将会为有效控制和治疗各类疾病提供重要的线索以及解决方案。
为了能够直观定量地研究细胞迁移和细胞侵袭并有效控制各个潜在因素在其中的作用，多种体外试验系统已经被建立起来了，其中应用最为广泛的当属Transwell试验体系。该体系的主要构成包括常规使用的多孔细胞培养板和可插入其中的圆柱形的细胞培养嵌套，每个嵌套的底部由固定孔径的聚碳酸酯膜覆盖。为了定量测量细胞迁移的活性，待测细胞悬浮液被加入到嵌套聚碳酸酯膜的上方，而在多孔细胞培养板中加入感兴趣的化学信号，例如细胞趋化因子等。经过一定时间的培养，进入到嵌套下方，即细胞培养板中的待测细胞就代表了发生迁移的细胞。然后通过荧光标记，染色或洗脱迁移细胞等方法可对迁移细胞进行量化。当利用Transwell系统进行细胞侵袭研究时，通常会首先将细胞基质均匀覆盖在聚碳酸酯膜的上方或下方，这样进入到多孔细胞板中的待测细胞就必须浸润并穿过细胞基质。
尽管以上系统已经为研究细胞迁移和侵袭的机理机制提供了非常宝贵的信息，但是这些系统都存在着各自的弊端和缺陷。例如细胞迁移试验忽略了细胞外基质的重要性，而现有的细胞侵袭试验无法用于研究多类型细胞之间的相互作用以及某些分泌因子在细胞外基质中的分布对于细胞侵袭的影响。
发明内容
本发明所要解决的技术问题是针对现有技术的不足，提供方法设计更为科学、有效改良并扩展Transwell实验技术的应用范围的新方法，该方法可利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质的侵袭性。
本发明所要解决的技术问题是通过以下的技术方案来实现的。本发明是一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，其特点是，其步骤如下：
（1）将内皮细胞包埋于基质中，待内皮细胞与基质均匀混合后，混合比例按100微升液态基质中混合1×103～1×106细胞，将内皮细胞及基质的混合物覆盖在Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，然后将Transwell嵌套置于室温下进行自然固化或者通过将嵌套放置在37℃温箱中固化；
（2）固化完成后，翻转Transwell嵌套并将其置于普通多孔细胞培养板的无血清细胞培养液中，然后在嵌套上方加入事先经荧光标记的待测细胞悬浮液；经过一定的侵袭时间，除去嵌套上方未侵袭的细胞，用适当的酶消化细胞外基质至液态，通过离心收集其中的细胞，包括未标记的内皮细胞以及侵袭入基质已标记的待测细胞，然后用小量PBS悬浮收集到的细胞，并将其中的一部分放入Terasaki板中，置于荧光显微镜下进行图片采集以及后续分析。
本发明所要解决的技术问题还可以通过以下的技术方案来进一步实现。以上所述的利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，其特点是，该方法使用Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞，其具体步骤如下：
（1）培养Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞；
将Lewis肺癌细胞培养在含有10%热灭活胎牛血清和1×细胞培养用青霉素－链霉素的DMEM培养液中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:6～1:10的比例进行传代培养；
将原代人类肺部淋巴管内皮细胞培养在内皮细胞培养液中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:3～1:5的比例进行传代培养；用于侵袭的细胞选自在第3-7代之间；
（2）将内皮细胞与细胞基质的混合物完全覆盖Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，其具体步骤如下：
a.用不含血清的内皮细胞培养液将pH 6.9～7.4，5 mg/mLr的 I型牛胶原在冰上稀释至3 mg/mL，然后将稀释胶原加入到离心后的沉淀内皮细胞团中用移液枪将两者均匀混合；
b.取Transwell嵌套将其翻转置于一干净的托盘上，用移液枪吸取100μ L内皮细胞稀释胶原混合物并将其完全覆盖于Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，覆盖完成时，细胞胶原混合物在聚碳酸酯膜的下表面上形成穹窿状；将嵌套送入37℃无菌细胞培养箱中聚合固化5-6小时，随时间进行，聚碳酸酯膜的下表面上的细胞胶原混合物将逐渐变平；
（3）将待测Lewis肺癌细胞加入到Transwell嵌套内；
待细胞胶原混合物聚合固化完成后，将其从细胞培养箱中取出，翻转并置于含有37℃预热无血清细胞培养液的24孔细胞培养板中，用同样的无血清细胞培养液悬浮待测并实现用荧光标记好的Lewis肺癌细胞，将100μL肺癌细胞悬浮液转移到Transwell嵌套内，盖上细胞培养板的盖子，并将其送回细胞培养箱中；侵袭过程为18-24小时；
（4）采集侵袭细胞数据；侵袭结束后，用移液枪将嵌套内的细胞液以及未侵袭的细胞移除并丢弃，将Transwell嵌套从原24孔板转移到一个新的24孔板中，在这个新的24孔中加入0.2%I型胶原酶；然后将24孔板放入37℃摇摆温箱中，摇摆30分钟到1小时，直至胶原完全溶解；将液态溶解胶原以及其中包含的细胞转移到1.5 mL Eppendorf管中，在500 ×g速度下离心5分钟，弃掉上清液，用PBS充分悬浮沉淀细胞团，用移液枪转移1.5μL细胞悬浮液到96孔Terasaki板中，置于荧光显微镜下经行荧光细胞图像拍摄；然后用NIH ImageJ软件对每个图片中的荧光细胞数量进行分析测量。
与现有技术相比，本发明的优点在于：
（1）本发明首次实现了将两种不同类型的细胞放置于接近生理三维结构的模型中，并能够定量测量其中一种细胞相对于另一种细胞的侵袭能力。
（2）通过加入各种抑制分子或激活分子，本发明可用于研究内皮细胞分泌因子（如趋化因子等）在细胞基质中的梯度分布对于待测细胞的侵袭作用。
（3）本发明还为筛选抗肿瘤转移以及免疫细胞运输药物提供了良好的试验平台。
附图说明
图1为本发明方法的构成示意图；
图2 为本发明方法应用于Lewis肺癌细胞对人类肺部淋巴管内皮细胞侵袭性的检测结果图。
具体实施方式
以下参照附图，进一步描述本发明的具体技术方案，以便于本领域的技术人员进一步地理解本发明，而不构成对其权利的限制。
实施例1，参照图1，一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，其步骤如下：首先将内皮细胞（可来源于血管或淋巴管，即可是有限增殖的原代细胞也可是具有无限增殖潜力的永生化细胞）包埋于基质中（各类常用细胞基质，包括基底膜基质胶，各型胶原，弹性蛋白，纤维连接蛋白和层粘连蛋白）。基质的选择取决于具体实验要求：基底膜基质胶是从Engelbreth-Holm-Swarm (EHS)小鼠肉瘤中提取出来的，其中含有多种细胞外基质常见成分以及各类细胞生长因子，因其组成结构最接近于细胞外基质而被广泛使用；当需要研究某一具体基质成分的作用时，基底膜基质胶因含有过多干扰成分就不再适用了，此时选择单一基质会为试验带来更好的可调控性。待内皮细胞于基质均匀混合后（混合比例通常在1×103～1×106细胞、100微升液态基质范围内），将内皮细胞及基质的混合物覆盖在Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面。然后将Transwell嵌套置于室温下进行自然固化，此时也可以通过将嵌套放置在37摄氏度温箱中加速固化进行。固化完成后，翻转Transwell嵌套并将其置于普通多孔细胞培养板的无血清细胞培养液中，然后在嵌套上方加入事先经荧光标记的待测细胞悬浮液。经过一定的侵袭时间（时间长短取决于待测细胞类型），除去嵌套上方未侵袭的细胞，用适当的酶（酶的选择取决于所用的基质种类）消化细胞外基质至液态，通过离心收集其中的细胞，包括未标记的内皮细胞以及侵袭入基质已标记的待测细胞。然后用小量PBS悬浮收集到的细胞，并将其中的一部分放入Terasaki板中，置于荧光显微镜下进行图片采集以及后续分析。
实施例2，参照图1-2，一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法实验。下面将以Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞为例具体叙述本发明的实施步骤。
实施步骤1：培养Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞；
Lewis肺癌细胞（美国ATCC公司）为永生化细胞。该细胞培养在含有10%热灭活胎牛血清和1×细胞培养用青霉素－链霉素的DMEM培养液（美国Invitrogen公司）中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:6～1:10的比例进行传代培养。
人类肺部淋巴管内皮细胞（美国Lonza公司）为原代细胞。美国Lonza公司细胞产品中的人类肺部淋巴管内皮细胞是培养在内皮细胞培养液中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:3～1:5的比例进行传代培养。用于侵袭试验的细胞最好在第3-7代之间。
实施步骤2：将内皮细胞与细胞基质的混合物完全覆盖Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面。
用不含血清的内皮细胞培养液将I型牛胶原（美国Advanced Biomatrix公司，pH 6.9～7.4，5 mg/mL）在冰上稀释至3 mg/mL，然后将稀释胶原加入到离心后的沉淀内皮细胞团中（1×105细胞／100μL稀释胶原，细胞数量取决于所用细胞类型以及嵌套规格），用移液枪将两者均匀混合。
取Transwell嵌套（用于24孔板，微孔直径为5.0μm）将其翻转置于一干净的托盘上。用移液枪吸取100μL内皮细胞稀释胶原混合物并将其完全覆盖于Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面。覆盖完成时，细胞胶原混合物在聚碳酸酯膜的下表面上形成穹窿状。将嵌套送入37℃无菌细胞培养箱中聚合固化5-6小时（聚合时间取决于所用的细胞基质以及用于覆盖聚碳酸酯膜的下表面的混合物体积）。随时间进行，聚碳酸酯膜的下表面上的细胞胶原混合物将逐渐变平，但其中细胞的存活率并不受影响。为减低试验的差异性，通常每个条件用复设三个嵌套。
实施步骤3：将待测Lewis肺癌细胞加入到Transwell嵌套内。
待细胞胶原混合物聚合固化完成后，将其从细胞培养箱中取出，翻转并置于含有37℃预热无血清细胞培养液的24孔细胞培养板中（500μL/孔）。用同样的无血清细胞培养液悬浮待测并实现用荧光标记好的Lewis肺癌细胞（2-5×106细胞／mL），将100μL肺癌细胞悬浮液转移到Transwell嵌套内。盖上细胞培养板的盖子，并将其送回细胞培养箱中。侵袭过程通常需要18-24小时，具体时间取决于待测细胞种类。
实施步骤4：采集侵袭细胞数据。
侵袭试验结束后，用移液枪将嵌套内的细胞液以及未侵袭的细胞移除并丢弃，将Transwell嵌套从原24孔板转移到一个新的24孔板中，在这个新的24孔中加入0.2%I型胶原酶（美国Sigma公司，500μL/孔）。然后将24孔板放入37℃摇摆温箱中，摇摆30分钟到1小时，直至胶原完全溶解。将液态溶解胶原以及其中包含的细胞转移到1.5 mL Eppendorf管中，在500× g速度下离心5分钟，弃掉上清液，用PBS充分悬浮沉淀细胞团（20～30μL/样品），用移液枪转移1.5μL细胞悬浮液到96孔Terasaki板中（美国Robbins Scientific公司），置于荧光显微镜低倍镜（40×）下经行荧光细胞图像拍摄。然后用NIH ImageJ软件对每个图片中的荧光细胞数量进行分析测量。取复设三孔的平均侵袭细胞数量作为终值，在各个样品中进行比较。
Claims (2)
1.一种利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，其特征在于，其步骤如下：
（1）将内皮细胞包埋于基质中，待内皮细胞与基质均匀混合后，混合比例按100微升液态基质中混合1′103～1′106细胞，将内皮细胞及基质的混合物覆盖在Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，然后将Transwell嵌套置于室温下进行自然固化或者通过将嵌套放置在37℃温箱中固化；
（2）固化完成后，翻转Transwell嵌套并将其置于普通多孔细胞培养板的无血清细胞培养液中，然后在嵌套上方加入事先经荧光标记的待测细胞悬浮液；经过一定的侵袭时间，除去嵌套上方未侵袭的细胞，用适当的酶消化细胞外基质至液态，通过离心收集其中的细胞，包括未标记的内皮细胞以及侵袭入基质已标记的待测细胞，然后用小量PBS悬浮收集到的细胞，并将其中的一部分放入Terasaki板中，置于荧光显微镜下进行图片采集以及后续分析。
2.根据权利要求1所述的利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法，其特征在于，该方法使用Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞，其具体步骤如下：
（1）培养Lewis肺癌细胞和原代人类肺部淋巴管内皮细胞；
将Lewis肺癌细胞培养在含有10%热灭活胎牛血清和1′细胞培养用青霉素－链霉素的DMEM培养液中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:6～1:10的比例进行传代培养；
将原代人类肺部淋巴管内皮细胞培养在内皮细胞培养液中，每隔2-3天用胰酶消化并按照1:3～1:5的比例进行传代培养；用于侵袭的细胞选自在第3-7代之间；
（2）将内皮细胞与细胞基质的混合物完全覆盖Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，其具体步骤如下：
a.用不含血清的内皮细胞培养液将pH 6.9～7.4，5 mg/mL的 I型牛胶原在冰上稀释至3 mg/mL，然后将稀释胶原加入到离心后的沉淀内皮细胞团中用移液枪将两者均匀混合；
b.取Transwell嵌套将其翻转置于一干净的托盘上，用移液枪吸取100 mL内皮细胞稀释胶原混合物并将其完全覆盖于Transwell嵌套聚碳酸酯膜的下表面，覆盖完成时，细胞胶原混合物在聚碳酸酯膜的下表面上形成穹窿状；将嵌套送入37℃无菌细胞培养箱中聚合固化5-6小时，随时间进行，聚碳酸酯膜的下表面上的细胞胶原混合物将逐渐变平；
（3）将待测Lewis肺癌细胞加入到Transwell嵌套内；
待细胞胶原混合物聚合固化完成后，将其从细胞培养箱中取出，翻转并置于含有37℃预热无血清细胞培养液的24孔细胞培养板中，用同样的无血清细胞培养液悬浮待测并实现用荧光标记好的Lewis肺癌细胞，将100 mL肺癌细胞悬浮液转移到Transwell嵌套内，盖上细胞培养板的盖子，并将其送回细胞培养箱中；侵袭过程为18-24小时；
（4）采集侵袭细胞数据；侵袭结束后，用移液枪将嵌套内的细胞液以及未侵袭的细胞移除并丢弃，将Transwell嵌套从原24孔板转移到一个新的24孔板中，在这个新的24孔中加入0.2%I型胶原酶；然后将24孔板放入37℃摇摆温箱中，摇摆30分钟到1小时，直至胶原完全溶解；将液态溶解胶原以及其中包含的细胞转移到1.5 mL Eppendorf管中，在500′ g速度下离心5分钟，弃掉上清液，用PBS充分悬浮沉淀细胞团，用移液枪转移1.5 mL细胞悬浮液到96孔Terasaki板中，置于荧光显微镜下经行荧光细胞图像拍摄；然后用NIH ImageJ软件对每个图片中的荧光细胞数量进行分析测量。
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| CN201310284063XA CN103320494A (zh) | 2013-07-08 | 2013-07-08 | 利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| CN201310284063XA CN103320494A (zh) | 2013-07-08 | 2013-07-08 | 利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 |
Publications (1)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| CN103320494A true CN103320494A (zh) | 2013-09-25 |
Family
ID=49189536
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| CN201310284063XA Pending CN103320494A (zh) | 2013-07-08 | 2013-07-08 | 利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| CN (1) | CN103320494A (zh) |
Cited By (5)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| CN104017768A (zh) * | 2014-06-20 | 2014-09-03 | 四川大学 | 细胞体外收集方法及其应用、体外细胞材料及其应用 |
| CN109082379A (zh) * | 2018-09-29 | 2018-12-25 | 五邑大学 | 一种用于高度仿真肿瘤细胞转移的体外培养装置 |
| CN110964773A (zh) * | 2018-09-30 | 2020-04-07 | 伽蓝（集团）股份有限公司 | 一种测试面膜基质材料的细胞毒性和/或细胞功效的方法和试剂盒 |
| CN112760225A (zh) * | 2021-01-27 | 2021-05-07 | 西北农林科技大学 | 一种牛胚胎体外早期着床培养体系 |
| CN113355284A (zh) * | 2021-05-14 | 2021-09-07 | 重庆医科大学附属第一医院 | 用于模拟细胞内渗的Transwell小室及使用方法 |
-
2013
- 2013-07-08 CN CN201310284063XA patent/CN103320494A/zh active Pending
Non-Patent Citations (2)
| Title |
|---|
| 尤青海: "大鼠肺微血管内皮细胞通透系数检测的方法", 《中国危重急救医学》 * |
| 陈芳: "GCNF在宫颈癌细胞中的表", 《中国优秀硕士论文全文数据库》 * |
Cited By (6)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| CN104017768A (zh) * | 2014-06-20 | 2014-09-03 | 四川大学 | 细胞体外收集方法及其应用、体外细胞材料及其应用 |
| CN104017768B (zh) * | 2014-06-20 | 2016-08-17 | 四川大学 | 细胞体外收集方法及其应用、体外细胞材料及其应用 |
| CN109082379A (zh) * | 2018-09-29 | 2018-12-25 | 五邑大学 | 一种用于高度仿真肿瘤细胞转移的体外培养装置 |
| CN110964773A (zh) * | 2018-09-30 | 2020-04-07 | 伽蓝（集团）股份有限公司 | 一种测试面膜基质材料的细胞毒性和/或细胞功效的方法和试剂盒 |
| CN112760225A (zh) * | 2021-01-27 | 2021-05-07 | 西北农林科技大学 | 一种牛胚胎体外早期着床培养体系 |
| CN113355284A (zh) * | 2021-05-14 | 2021-09-07 | 重庆医科大学附属第一医院 | 用于模拟细胞内渗的Transwell小室及使用方法 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| Stephenson et al. | Recent advances in bioreactors for cell-based therapies | |
| Li et al. | Culture of neural stem cells in calcium alginate beads | |
| Hanga et al. | Bioprocess development for scalable production of cultivated meat | |
| CN103320494A (zh) | 利用Transwell测量多种细胞对包埋有内皮细胞的细胞基质侵袭性的方法 | |
| CN106967672A (zh) | 一种肺及肺癌组织培养方法以及用其构建肺癌小鼠动物模型方法 | |
| US20070178586A1 (en) | Methods and apparatuses for growing cells | |
| CN106834212A (zh) | 一种用于肺组织3d培养的培养基 | |
| Koudan et al. | Multiparametric analysis of tissue spheroids fabricated from different types of cells | |
| CN105039248B (zh) | 树鼩骨髓间充质干细胞培养系统 | |
| Koudan et al. | The scalable standardized biofabrication of tissue spheroids from different cell types using nonadhesive technology | |
| Koh et al. | In vitro reconstruction of brain tumor microenvironment | |
| CN106318906A (zh) | 一种大规模培养人脐带间充质干细胞的方法 | |
| CN104312976A (zh) | 一种肿瘤干细胞的分离方法 | |
| CN111334469A (zh) | Pbmc体外3d甲基纤维素琼脂糖水凝胶培养基及其制备方法 | |
| CN111944739A (zh) | 一种类器官培养基质材料及其制备方法和应用 | |
| Makeda et al. | Recent advances in bioreactors for cell-based therapies | |
| Ko et al. | Fabrication of thin‐layer matrigel‐based constructs for three‐dimensional cell culture | |
| TW201923071A (zh) | 成為米色及白色脂肪細胞之分化誘導及生產方法 | |
| Betriu et al. | Culturing mammalian cells in three-dimensional peptide scaffolds | |
| Lara et al. | Fluid flow modulation of murine embryonic stem cell pluripotency gene expression in the absence of LIF | |
| Bezjak et al. | Towards understanding the role of microstructured edible scaffolds for cultured meat production | |
| Takahashi et al. | An analysis of the effect of “conditioned medium” upon the cell culture at low density | |
| Pisu et al. | A novel simulation model for engineered cartilage growth in static systems | |
| CN106479970A (zh) | 一种大规模培养人脂肪间充质干细胞的方法 | |
| Wang et al. | Efficient expansion and delayed senescence of hUC-MSCs by microcarrier–bioreactor system |
Legal Events
| Date | Code | Title | Description |
|---|---|---|---|
| C06 | Publication | ||
| PB01 | Publication | ||
| C10 | Entry into substantive examination | ||
| SE01 | Entry into force of request for substantive examination | ||
| WD01 | Invention patent application deemed withdrawn after publication |
Application publication date: 20130925 |