WO2024101375A1 - セルラーゼ組成物および糖液の製造方法 - Google Patents

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WO2024101375A1
WO2024101375A1 PCT/JP2023/040138 JP2023040138W WO2024101375A1 WO 2024101375 A1 WO2024101375 A1 WO 2024101375A1 JP 2023040138 W JP2023040138 W JP 2023040138W WO 2024101375 A1 WO2024101375 A1 WO 2024101375A1
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WO
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cellulase composition
filamentous fungus
enzyme
protein
genus
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PCT/JP2023/040138
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雄介 加川
竜士 西山
宏征 栗原
勝成 山田
悠香 齋藤
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東レ株式会社
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    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N9/00—Enzymes; Proenzymes; Compositions thereof; Processes for preparing, activating, inhibiting, separating or purifying enzymes
    • C12N9/14—Hydrolases (3)
    • C12N9/24—Hydrolases (3) acting on glycosyl compounds (3.2)
    • C12N9/2402—Hydrolases (3) acting on glycosyl compounds (3.2) hydrolysing O- and S- glycosyl compounds (3.2.1)
    • C12N9/2405—Glucanases
    • C12N9/2434—Glucanases acting on beta-1,4-glucosidic bonds
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P19/00—Preparation of compounds containing saccharide radicals
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P19/00—Preparation of compounds containing saccharide radicals
    • C12P19/02—Monosaccharides
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P19/00—Preparation of compounds containing saccharide radicals
    • C12P19/14—Preparation of compounds containing saccharide radicals produced by the action of a carbohydrase (EC 3.2.x), e.g. by alpha-amylase, e.g. by cellulase, hemicellulase

Definitions

  • the present invention relates to a cellulase composition whose main component is a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces, and a method for producing a sugar liquid using the cellulase composition.
  • Fermentation production processes for chemical products using carbohydrates as raw materials are used to produce a variety of industrial raw materials.
  • starch derived from edible raw materials such as sugar cane and sugar beets is used industrially as the carbohydrate raw material for fermentation.
  • the creation of a process to obtain sugar liquid from non-edible biomass is an issue.
  • Patent Document 1 discloses a method for producing sugars using non-edible biomass as a raw material, in which cellulose-containing biomass is hydrolyzed with an enzyme to obtain a sugar liquid, which is then filtered through a filter press, a microfiltration membrane, an ultrafiltration membrane, a nanofiltration membrane, a reverse osmosis membrane, or the like, followed by solid-liquid separation and concentration of the resulting sugars.
  • filamentous fungi of the genus Talaromyces are known to have the ability to produce cellulase, which is classified as a saccharifying enzyme, and as disclosed in Non-Patent Document 2, filamentous fungi of the genus Trichoderma are known to have a similar ability.
  • Patent Document 2 discloses a cellulase preparation for silage preparation that is a mixture of two enzymes, one obtained by culturing a filamentous fungus of the genus Talaromyces and the other obtained by culturing a filamentous fungus of the genus Trichoderma, to reduce wastewater.
  • the sugar liquid obtained by hydrolyzing cellulose- and starch-containing biomass with cellulase has a high viscosity, which can easily cause problems when it is sent to the subsequent solid-liquid separation process or during solid-liquid separation.
  • the filtrate after solid-liquid separation has a high turbidity, which can easily clog the membrane in the subsequent membrane treatment process. Therefore, the objective of the present invention is to establish a technology that can reduce the viscosity of the sugar liquid obtained by hydrolyzing biomass containing cellulose and starch, and further the turbidity of the filtrate after solid-liquid separation of the sugar liquid.
  • the inventors focused on adjusting the composition of cellulase, a saccharifying enzyme used to hydrolyze cellulose-containing biomass, as a means of solving the above problems, and after extensive investigations, discovered that the above problems could be solved by using a cellulase composition whose main component was a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces, thus completing the present invention.
  • the present invention comprises the following (1) to (18).
  • the saccharifying enzyme is a saccharifying enzyme comprising a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma.
  • the saccharifying enzyme contains a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma, and has the enzyme activities (a) to (c).
  • a cellulase composition comprising a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma, and having the enzyme activities (a) to (c).
  • Enzyme activity for hydrolyzing galactan is 0.5 to 20 U per mg of protein.
  • pectin-decomposing enzyme activity of 2.5 to 40 U per mg of protein
  • the enzyme activity for decomposing crystalline cellulose is 0.5 to 1.5 U per mg of protein.
  • a method for producing a cellulase composition comprising the following steps (i) to (iii): (i) culturing a filamentous fungus of the genus Talaromyces in a medium containing a cellulase inducer mainly composed of ground corn hulls; (ii) culturing a filamentous fungus of the genus Talaromyces in a medium containing a cellulase inducer mainly composed of lactose; (iii) mixing the culture solution obtained in (i) and/or (ii) with a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma to prepare a cellulase composition having the enzymatic activities (a) to (c); (a) having an enzymatic activity for hydrolyzing galactan of 0.5 to 20 U/mg of protein; (b) pectin-decomposing enzyme activity of 2.5 to 40 U per mg of protein (c)
  • the method for producing a cellulase composition according to (13), comprising the step of culturing a filamentous fungus of the genus Trichoderma as the step of obtaining the cellulase composition derived from the filamentous fungus of the genus Trichoderma.
  • a method for producing a sugar liquid comprising a step of enzymatically treating cellulose- and starch-containing biomass with a cellulase composition comprising a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma, and having the enzyme activities (a) to (c).
  • Enzyme activity for hydrolyzing galactan is 0.5 to 20 U per mg of protein
  • Pectin-decomposing enzyme activity of 2.5 to 40 U per mg of protein
  • c an enzyme activity for decomposing crystalline cellulose of 0.5 to 1.5 U per mg of protein
  • a sugar liquid derived from cellulose- and starch-containing biomass comprising a protein derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a protein derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma.
  • a method for producing a chemical product using as a fermentation material the sugar liquid according to any one of (1) to (7), the sugar liquid obtained by the method for producing a sugar liquid according to (15), or the sugar liquid derived from a cellulose- and starch-containing biomass according to (16).
  • a method for producing aviation fuel comprising: a step of producing a chemical product by the method according to (17); and a step of producing aviation fuel using the chemical product obtained in the step as a raw material.
  • the present invention makes it possible to obtain a sugar solution with low viscosity from cellulose- and starch-containing biomass, or to reduce the turbidity of the liquid fraction (sugar solution) obtained by solid-liquid separation of the enzyme-treated product of cellulose- and starch-containing biomass.
  • the cellulase composition is characterized by containing cellulases and hemicellulases having hydrolytic activity for cellulose and hemicellulose.
  • specific examples of cellulases that can be contained in the cellulase composition include endoglucanases (EC 3.2.1.4) that hydrolyze cellulose from the inside, cellobiohydrolases (EC 3.2.1.91) that hydrolyze cellulose and cellooligosaccharides from the ends to release cellobiose, and ⁇ -glucosidases (EC 3.2.1.21) that hydrolyze cellulose and cellooligosaccharides from the ends to release glucose.
  • the cellulase composition also contains pectin lyase (EC 4.2.2.10), which breaks down pectin from the inside by an elimination reaction; pectin esterase (EC 3.1.1.11), which produces pectic acid by deesterifying pectin; endopolygalacturonase (EC 3.2.1.15), which hydrolyzes the polygalacturonic acid main chain that constitutes pectic acid from the inside; ⁇ -galacturonidase (EC 3.2.1.67), which hydrolyzes polygalacturonic acid and oligogalacturonic acid from the ends; endogalactanase (EC 3.2.1.181), which hydrolyzes galactan located in the side chain of pectin from the inside; and ⁇ -galactosidase (EC 3.2.1.23), which hydrolyzes galactan and galactooligosaccharides from the ends.
  • pectin esterase EC 3.1.1.11
  • the cellulase composition is a composite of cellulase and hemicellulase, it is difficult to evaluate the above-mentioned enzyme activities individually, and it is common to evaluate them as a composite enzyme activity against a specific substrate.
  • CMCase and avicelase are evaluated as their activity against carboxymethylcellulose (CMC) and crystalline cellulose, which are cellulose substrates, respectively
  • xylanase, pectinase and galactanase are generally evaluated as their activity against xylan, pectin and galactan, which are hemicellulose substrates, respectively.
  • the enzyme activity contained in the cellulase composition of the present invention is also specified as an enzyme activity against a specific substrate according to the above-mentioned general evaluation method, but in the following explanation, for convenience, the enzyme activity against carboxymethylcellulose (CMC) is referred to as CMCase, the enzyme activity against crystalline cellulose is referred to as avicelase, the enzyme activity against xylan is referred to as xylanase, the enzyme activity against pectin is referred to as pectinase, and the enzyme activity against galactan is referred to as galactanase.
  • CMC carboxymethylcellulose
  • avicelase the enzyme activity against xylan
  • pectin is referred to as pectinase
  • galactanase the enzyme activity against galactanase.
  • the cellulase composition of the present invention is characterized in that it has as its main component a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces, and preferably uses as raw materials a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma.
  • Talaromyces filamentous fungi are also called Acremonium filamentous fungi. Compared to conventional Trichoderma filamentous fungi, Talaromyces filamentous fungi are characterized by high heat resistance of the enzymes they produce and high activity of ⁇ -glucosidase. Talaromyces filamentous fungi are not limited to wild strains, and mutant strains of Talaromyces filamentous fungi that have been improved to enhance cellulase production ability can also be preferably used.
  • mutant strains of Talaromyces filamentous fungi mutant strains that have been subjected to mutation treatment with a mutation-inducing agent or ultraviolet light irradiation, etc., and have a reduced viscosity of the culture solution when cultured or improved cellulase productivity can be used.
  • genetic recombinant strains that have a reduced viscosity of the culture solution when cultured using genetic recombinant technology, or genetic recombinant strains that have improved cellulase productivity can be used.
  • mutant strains obtained by combining the above mutation treatment with agents or ultraviolet light irradiation with genetic recombinant technology may also be used.
  • the Talaromyces filamentous fungus used in the present invention is not particularly limited as long as it has the above-mentioned characteristics, but examples thereof include Talaromyces marneffei, Talaromyces proteolyticus, Talaromyces stipitatus, Talaromyces rugulosus, Talaromyces pinophilus, Talaromyces amestolkiae, Talaromyces spp.
  • Talaromyces cellulolyticus examples include the Y-94 strain (FERM BP-5826), TN strain (FERM BP-11452), C1 strain (FERM P-18508), and CF-2612 strain (FERM BP-10848), which are known mutant strains derived from Talaromyces cellulolyticus, and their derivatives.
  • Filamentous fungi of the genus Trichoderma are also called the genus Hypocrea. Some filamentous fungi of the genus Trichoderma show a cellulase accumulation concentration of 100 g/L or more by deep stirring culture, and about half of the cellulase is known to be cellobiohydrolase I.
  • the filamentous fungi of the genus Trichoderma are not limited to wild strains, and mutant strains of filamentous fungi of the genus Trichoderma that have been improved to enhance protein production ability can also be preferably used.
  • mutant strains of filamentous fungi of the genus Trichoderma can be used that have been subjected to a mutation treatment using a mutagen or ultraviolet light irradiation, etc., to reduce the viscosity of the culture solution when cultured, or improve the productivity of proteins.
  • genetically modified strains that have reduced viscosity of the culture solution when cultured using genetic recombination technology, or that have improved productivity of proteins can also be used.
  • mutant strains obtained by combining the above mutation treatment using a mutagen or ultraviolet light irradiation with genetic recombination technology may also be used.
  • the filamentous fungus of the genus Trichoderma used in the present invention is not particularly limited as long as it has the above-mentioned characteristics, but is preferably Trichoderma reesei, Trichoderma viride, Trichoderma atroviride, or Trichoderma longibrachiatum, and more preferably Trichoderma reesei.
  • Trichoderma reesei include Trichoderma parareesei (ATCC MYA-4777), which is the ancestor of Trichoderma reesei, and the QM6a strain (NBRC31326), QM9123 strain (ATCC24449), QM9414 strain (NBRC31329), and PC-3-7 strain (ATCC66589), which are known mutants derived from Trichoderma reesei. , QM9123 strain (NBRC31327), RutC-30 strain (ATCC56765), CL-847 strain (Enzyme. Microbiol. Technol., 10, 341-346 (1988)), MCG77 strain (Biotechnol. Bioeng.
  • MCG80 strain Biotechnol. Bioeng., 12, 451-459 (1982)
  • MCG80 strain Biotechnol. Bioeng., 12, 451-459 (1982)
  • the QM6a, QM9414, and QM9123 strains can be obtained from the NITE Biological Resource Center (NBRC), and the PC-3-7 and RutC-30 strains can be obtained from the American Type Culture Collection (ATCC).
  • NBRC NITE Biological Resource Center
  • ATCC American Type Culture Collection
  • the cellulase composition of the present invention is characterized by having the following galactanase activity, pectinase activity, and avicelase activity per mg of protein contained in the cellulase composition:
  • the galactanase activity per mg of protein is 0.5 to 20 U, preferably 0.5 to 19 U, and more preferably 0.9 to 15 U. If the galactanase activity per mg of protein is less than 0.5 U, the filtrate after solid-liquid separation of the enzyme-treated product of cellulose-containing biomass will have high turbidity, which is undesirable. Also, if the galactanase activity per mg of protein exceeds 20 U, the viscosity of the sugar solution will be high, which is undesirable.
  • the galactanase activity is measured by a method for quantifying reducing sugars using dinitrosalicylic acid (DNS) and potato-derived galactan as a substrate.
  • DNS dinitrosalicylic acid
  • the pectinase activity per mg of protein is 2.5 to 40 U, preferably 4.0 to 40 U, and more preferably 4.5 to 35 U. If the pectinase activity per mg of protein is less than 2.5 U, the viscosity of the sugar solution or the turbidity of the filtrate after solid-liquid separation will increase, which is undesirable. Also, if the pectinase activity per mg of protein exceeds 40 U, the turbidity of the filtrate after solid-liquid separation will increase, which is undesirable. Pectinase activity is measured by a method for quantifying reducing sugars using DNS, using citrus-derived pectin as a substrate.
  • the avicelase activity per mg of protein is 0.5 to 1.5 U, preferably 0.9 to 1.3 U. If the avicelase activity per mg of protein is outside the range of 0.5 to 1.5 U, the viscosity of the sugar solution or the turbidity of the filtrate after solid-liquid separation will increase, which is undesirable. Avicelase activity is measured by a method for quantifying reducing sugars using DNS and the crystalline cellulose "Avicel" as a substrate.
  • the cellulase composition of the present invention has the following CMCase activity and xylanase activity per mg of protein contained in the cellulase composition.
  • the CMCase activity per mg of protein is preferably 5 to 15 U, more preferably 9 to 15 U.
  • CMCase activity is measured by a method for quantifying reducing sugars using DNS with carboxymethylcellulose (CMC) as a substrate.
  • the xylanase activity per mg of protein is preferably 10 to 45 U, more preferably 20 to 45 U.
  • the xylanase activity is measured by a method for quantifying reducing sugars using DNS, using beechwood-derived xylan as a substrate.
  • the protein concentration for calculating the aforementioned enzyme activity per mg of protein in the cellulase composition of the present invention is measured by the Bradford method using bovine serum albumin as the standard protein.
  • the cellulase composition of the present invention can be prepared by using a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and a cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma as raw materials and adjusting the mixing ratio appropriately to achieve the aforementioned enzyme activity.
  • the cellulase composition derived from filamentous fungi of the genus Talaromyces and the cellulase composition derived from filamentous fungi of the genus Trichoderma may be used by mixing commercially available cellulase preparations, or by directly mixing the culture solutions of filamentous fungi of the genus Talaromyces and Trichoderma without removing the fungal bodies from the respective culture solutions, or by mixing crude cellulase obtained by simply removing the fungal bodies from the respective culture solutions of filamentous fungi of the genus Talaromyces and Trichoderma through solid-liquid separation, or by mixing purified cellulase obtained by subjecting the culture solutions of filamentous fungi of the genus Talaromyces and filamentous fungi of the genus Trichoderma to solid-liquid separation and then treating the filtrate with a membrane or column.
  • cellulase preparations include cellulase preparations derived from Talaromyces fungi, such as Acremonium Cellulase (Meiji Seika Pharma) derived from Talaromyces cellulolyticus and Filtlase NL (DSM) derived from Talaromyces emersonii, and cellulase preparations derived from Trichoderma fungi, such as Meicelase (Meiji Seika Pharma), Cellulase Onozuka R-10 (Yakult Pharmaceutical Industry), Cellulase Onozuka RS (Yakult Pharmaceutical Industry), and Cellulase Onozuka These include 3S (Yakult Pharmaceutical Industry), Bakezyme Real-X (DSM), Sucrase X (Mitsubishi Chemical) derived from Trichoderma longibrachiatum, Sucrase C (Mitsubishi Chemical), Citrase CL (DSM), Cellulosin TP25 (HBI) derived from Trichoderma re
  • the method of culturing filamentous fungi of the genus Talaromyces or Trichoderma is not particularly limited as long as it is a culture method capable of producing a culture solution having cellulase activity.
  • the filamentous fungi can be cultured by liquid culture using a centrifuge tube, flask, jar fermenter, tank, etc., or solid culture using a plate, etc.
  • Filamentous fungi must be cultured under aerobic conditions, and among these culture methods, submerged culture in which culture is performed while aerating and stirring in a jar fermenter or tank is particularly preferred.
  • the aeration amount is preferably 0.1 to 2.0 vvm, more preferably 0.3 to 1.5 vvm, and particularly preferably 0.5 to 1.0 vvm.
  • the culture temperature is preferably 25 to 35°C, more preferably 25 to 31°C.
  • the pH condition in the culture is preferably pH 3.0 to 7.0, more preferably pH 4.0 to 6.0.
  • the culture is performed under conditions in which the protein is produced, until a recoverable amount of protein is accumulated. Typically, it is about 24 to 288 hours, with 36 to 240 hours being more preferable.
  • the composition of the medium for culturing the filamentous fungi of the genus Talaromyces or Trichoderma is not particularly limited as long as it is a medium composition that allows the filamentous fungi of the genus Talaromyces and Trichoderma to produce cellulase, and a well-known medium composition for the filamentous fungi of the genus Talaromyces or Trichoderma can be used.
  • cellulase inducers that are preferably used in the present invention include lactose and cellobiose, with lactose being particularly suitable as a cellulase inducer for use in culturing Talaromyces filamentous fungi.
  • biomass containing cellulose and/or xylan can be used as cellulase inducers.
  • biomass containing cellulose and/or xylan include plants such as seed plants, ferns, mosses, algae, and aquatic plants, as well as waste building materials. Seed plants are classified into gymnosperms and angiosperms, and both can be used preferably. Angiosperms are further classified into monocotyledonous plants and dicotyledonous plants.
  • monocotyledonous plants include bagasse, switchgrass, napier grass, erianthus, corn stover, corn cob, corn hulls, rice straw, and wheat straw
  • dicotyledonous plants that are preferably used include beet pulp, eucalyptus, oak, birch, and cassava.
  • Cellulase-induced biomass that has been pretreated is preferably used.
  • the method of pretreating cellulase-induced biomass is not particularly limited, and known methods such as acid treatment, sulfuric acid treatment, dilute sulfuric acid treatment, alkali treatment, hydrothermal treatment, subcritical treatment, fine grinding treatment, and steaming treatment can be used.
  • pretreated cellulase-induced biomass include pulp and ground corn hulls, but ground corn hulls are preferred as the cellulase inducer used in the cultivation of Talaromyces filamentous fungi, and ground corn hulls that have a relative particle amount peak in the particle diameter range of 70 ⁇ m to 150 ⁇ m in the volume-based particle size distribution obtained by the laser diffraction/scattering method described in WO 2021/235419 are particularly preferred.
  • the concentration of the cellulase inducer added to the medium may be about 1 to 50% by weight as the final concentration in the medium, preferably 5 to 30% by weight, and more preferably 5 to 25% by weight.
  • the cellulase composition of the present invention When a commercially available cellulase preparation derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces is not used as a raw material for preparing the cellulase composition of the present invention, i.e., when the cellulase composition of the present invention is prepared using a culture solution of a filamentous fungus of the genus Talaromyces as a raw material, it is preferable to prepare the cellulase composition of the present invention using (i) a culture solution obtained by culturing a filamentous fungus of the genus Talaromyces in a medium containing a cellulase inducer whose main component is ground corn hulls, (ii) a culture solution obtained by culturing a filamentous fungus of the genus Talaromyces in a medium containing a cellulase inducer whose main component is lactose, or the culture solutions of (i) and
  • cellulase inducer whose main component is (ground corn hulls or lactose) means that more than 50% by weight, preferably 70% by weight or more, more preferably 80% by weight or more, even more preferably 90% by weight or more, and particularly preferably 100% by weight of the total weight of the cellulase inducer is ground corn hulls or lactose.
  • the cellulase composition of the present invention can be widely used for hydrolysis of cellulose-containing biomass.
  • Cellulose-containing biomass is one that contains at least cellulose or hemicellulose, and specific examples include pulp, bagasse, cassava meal, switchgrass, napier grass, erianthus, corn stover, corn cob, corn hull, rice straw, wheat straw, beet pulp, eucalyptus, oak, birch, wheat bran, etc.
  • the cellulose-containing biomass may be used as cellulose by partially decomposing the lignin and hemicellulose using an acid, alkali, hot compressed water, etc. as a pretreatment for the enzymatic treatment of the cellulase composition of the present invention.
  • the conditions for the saccharification reaction are not particularly limited, but the temperature of the saccharification reaction is preferably in the range of 25 to 60°C, and more preferably in the range of 30 to 55°C.
  • the time of the saccharification reaction is preferably in the range of 2 to 200 hours.
  • the pH of the saccharification reaction is preferably in the range of pH 3.0 to 7.0, and more preferably in the range of pH 4.0 to 6.0. Furthermore, since the pH changes during the hydrolysis process, it is preferable to add a buffer solution to the reaction solution or to carry out the reaction while maintaining a constant pH using an acid or alkali.
  • the cellulase composition of the present invention is also suitable for hydrolysis of cellulose- and starch-containing biomass among cellulose-containing biomass.
  • Cellulose- and starch-containing biomass includes at least cellulose, hemicellulose, and starch, and specific examples thereof include cassava meal, sweet potato pulp, beet pulp, and wheat bran, with cassava meal being preferred.
  • Cellulose- and starch-containing biomass contains highly crystalline starch, and the reaction efficiency of the saccharification enzyme treatment is low, so it is preferable to carry out a hydration (gelatinization) treatment before the saccharification enzyme treatment.
  • the hydration treatment can be carried out by known physical or chemical methods, for example, physical treatment such as heating at 50°C or higher and chemical treatment such as adding an alkaline substance are known, but considering the subsequent enzyme treatment process, a heat treatment that does not cause a change in pH is preferable.
  • cellulose- and starch-containing biomass When cellulose- and starch-containing biomass is hydrolyzed with a cellulase composition, it is preferable to further perform an enzymatic treatment with amylase.
  • amylases examples include ⁇ -amylase (EC 3.2.1.1), ⁇ -amylase (EC 3.2.1.2), glucoamylase (EC 3.2.1.3), pullulanase (EC 3.2.1.41), and isoamylase (EC 3.2.1.68), but it is preferable that the amylase used in the present invention has at least glucoamylase activity and/or ⁇ -amylase activity.
  • Amylase can be used as a saccharification enzyme for cellulose- and starch-containing biomass. In this case, it is preferable for the amylase to have glucoamylase activity.
  • the timing of amylase action for saccharification of cellulose- and starch-containing biomass may be simultaneous with hydrolysis with the cellulase composition or after hydrolysis with the cellulase composition, but it is preferable for it to be simultaneous with hydrolysis with the cellulase composition.
  • the conditions for the enzyme treatment may follow the conditions for the cellulase composition.
  • the temperature of the enzyme treatment reaction is preferably in the range of 25 to 60°C, more preferably in the range of 30 to 55°C
  • the enzyme treatment time is preferably in the range of 2 to 200 hours
  • the pH during the enzyme treatment reaction is preferably in the range of 3.0 to 7.0, more preferably in the range of 3.5 to 6.0.
  • Amylase can also be used as an enzyme to promote the hydration of cellulose- and starch-containing biomass, and in this case, it is preferable for the amylase to have ⁇ -amylase activity.
  • the timing of amylase action to promote the hydration of cellulose- and starch-containing biomass may be simultaneous with or after the hydration process, but it is preferable to act simultaneously with the hydration process.
  • the conditions for the amylase enzyme treatment to promote the hydration of cellulose- and starch-containing biomass may follow the hydration conditions if the treatment is carried out simultaneously with the hydration treatment. If the amylase enzyme treatment is carried out separately from the hydration treatment, the temperature of the enzyme treatment reaction is preferably in the range of 25 to 110°C, the enzyme treatment time is preferably 30 minutes or longer, and the pH during the enzyme treatment reaction is preferably in the range of 3.0 to 7.0.
  • the amylase used in the present invention may be a commercially available amylase preparation, or may be a microbial culture solution containing amylase, or a purified amylase.
  • Examples of commercially available amylase preparations include ⁇ -Amylase, heat-stable (Sigma-Aldrich Japan), ⁇ -Amylase from Bacillus sp. (Sigma-Aldrich Japan), Kleistase T10S (Amano Enzyme), and FUNGAL ALPHA AMYLASE (MEGAZYME).
  • glucoamylase preparations include Aspergillus niger-derived Amyloglucosidase (Sigma-Aldrich Japan), Gluzyme AF6 (Amano Enzyme), AMYLOGLUCOSIDASE (MEGAZYME), and Spirizyme (Novozymes).
  • the sugar solution obtained by using the cellulase composition derived from the filamentous fungus of the genus Talaromyces and the filamentous fungus of the genus Trichoderma as raw materials for cellulose and starch-containing biomass has a lower viscosity than the sugar solution obtained by using the cellulase composition derived from the filamentous fungus of the genus Talaromyces or the cellulase composition derived from the filamentous fungus of the genus Trichoderma alone.
  • the viscosity of the sugar solution referred to here is the viscosity measured by a digital rotational viscometer.
  • the viscosity of the sugar solution can be measured by collecting the sugar solution after the hydrolysis reaction in a specified container, immersing a spindle in the culture solution and rotating it, and measuring the torque, which is the viscous resistance acting on the spindle at this time, under room temperature conditions.
  • the unit of viscosity is centipoise (cP), and 1 poise is defined as the viscosity at which a stress of 1 dyne per 1 cm2 in the direction of velocity occurs on a surface perpendicular to the direction of the velocity gradient when there is a velocity gradient of 1 cm/sec per cm in the fluid.
  • the digital rotational viscometer used may be a DV2T (Brookfield), a VISCO-895 (ATAGO), or a UL or LV ADAPTOR (Brookfield), an A1 (ATAGO), or the like.
  • the viscosity of the sugar solution obtained in the present invention is preferably 100 cP or less, more preferably 80 cP or less, further preferably 60 cP or less, and particularly preferably 50 cP or less.
  • the enzyme-treated product obtained by the above-mentioned method can be separated into a liquid fraction (sugar liquid) and a solid fraction containing hydrolysis residue by solid-liquid separation.
  • filtration processes such as heavy pressure filtration, vacuum filtration, and pressure filtration are preferred.
  • heavy pressure filtration for example, a sand layer filter or a bag filter can be used.
  • vacuum filtration devices such as a Nutsche filter or a precoat filter (drum filter) can be used.
  • pressure filtration devices such as a candle filter, leaf filter, filter press, and bag filter can be used.
  • vacuum filtration or pressure filtration is preferred, and pressure filtration is more preferred, and as a device for performing pressure filtration, a leaf filter or filter press is preferred, more preferred than a filter press.
  • the filter cloth used in the filtration process for solid-liquid separation can be commercially available, for example, double weave TR246D3K (Nakao Filter), T2731C (Shikishima Canvas), TR132AK (Nakao Filter), PPG930B1K (Nakao Filter), twill weave P851 (Shikishima Canvas), P1140 (Shikishima Canvas), P866 (Shikishima Canvas), PP9F (Nakao Filter), TR9F (Nakao Filter), P866C (Shikishima Canvas), P851 (Shikishima Canvas), P1140FC (Shikishima Canvas), P850 (Shikishima Canvas), satin weave P1267C (Shikishima Canvas), plain weave PP1172106 (Platinum), PP412HK (Nakao Filter), weft rib weave P91C (Nakao Filter).
  • TR246D3K double weave TR246D3K
  • T2731C Shikish
  • a filter aid such as diatomaceous earth
  • diatomaceous earth may be used, for example, Radiolite series (Showa Chemical Industry).
  • the turbidity of the liquid fraction obtained can be reduced by enzymatically treating cellulose-containing biomass with the cellulase composition of the present invention.
  • Turbidity is defined in JIS K0101 "Industrial Water Testing Methods" as follows: “Turbidity indicates the degree of turbidity of water, and is classified and displayed as visual turbidity, transmitted light turbidity, scattered light turbidity, and integral sphere turbidity.
  • the unit When measured in comparison with a kaolin standard solution, the unit is “degree (kaolin)", and when measured in comparison with a formazin standard solution, the unit is “degree (formazin).”
  • a formazin standard solution which has better reproducibility and stability than a kaolin standard solution, is used, and the turbidity is evaluated by the turbidity "NTU” measured by the scattered light measurement method.
  • NTU stands for "Nephelometric Turbidity Unit”. Considering the subsequent steps, the lower the turbidity of the liquid fraction, the better; specifically, 100 NTU or less is preferable, 75 NTU or less is more preferable, and 50 NTU or less is even more preferable. If the turbidity of the sugar solution exceeds 100 NTU, there is a risk of reduced filterability during the membrane separation process and other steps following solid-liquid separation.
  • a liquid fraction (sugar solution) from which the saccharifying enzymes have been removed can be obtained, but the protein components contained in the saccharifying enzymes do not need to be completely removed, and the sugar solution may contain protein components derived from the saccharifying enzymes, specifically, proteins derived from filamentous fungi of the genus Talaromyces and proteins derived from filamentous fungi of the genus Trichoderma.
  • Chemical products can be produced by microbial fermentation using the sugar liquid derived from cellulose- and starch-containing biomass obtained by the method of the present invention as a fermentation raw material.
  • microorganisms used in producing chemical products, so long as they are capable of producing the desired chemical products, and examples of the microorganisms include yeasts such as baker's yeast, Escherichia coli, bacteria such as coryneform bacteria, filamentous fungi, and actinomycetes.
  • Microorganisms may be those isolated from the natural environment, or may have properties modified by mutation or gene recombination technology.
  • Chemical products obtained by fermentation are not particularly limited as long as they are substances produced by microorganisms or cell cultures.
  • Specific examples include substances that are mass-produced in the fermentation industry, such as alcohol, organic acids, amino acids, and nucleic acids.
  • alcohols include ethanol, butanol, 2,3-butanediol, 1,4-butanediol, and glycerol
  • organic acids include formic acid, acetic acid, lactic acid, succinic acid, and malic acid
  • amino acids include lysine and glutamic acid
  • nucleic acids include inosinic acid, guanylic acid, inosine, and guanosine. Fermentation can also be applied to the production of proteins such as enzymes, and substances such as antibiotics.
  • the chemical product obtained by the microbial fermentation may also be the raw material for the final product.
  • aviation fuel may be produced from alcohol obtained by fermentation according to known techniques.
  • Aviation fuel made from non-petroleum-derived chemical products is also called sustainable alternative aviation fuel (SAF), and Annexes 1 to 7 of the ASTM D7566 standard have been approved.
  • SAF sustainable alternative aviation fuel
  • any SAF of Annexes 1 to 7 of the ASTM D7566 standard can be produced.
  • Protein concentration measurement reagent used "Quick Start Bradford" protein assay (Bio-Rad) Measurement conditions
  • Protein concentration measurement reagent 250 ⁇ L
  • Measurement sample 5 ⁇ L
  • Standard 0.03-0.5 g/L
  • BSA Color reaction The protein concentration measurement reagent and the measurement sample were mixed on a 96-well microplate, and the mixture was shaken at 30° C. and 9,000 rpm for 5 minutes using a maximizer (BioShaker M ⁇ BR-022UP).
  • Protein quantification The absorbance of the color-developing solution at 595 nm was measured using a microplate reader (BioTek Synergy HTX), and the protein concentration of each serial dilution was calculated from the standard curve value based on the standard. The protein concentration of the measurement sample was calculated by averaging the values obtained by multiplying the protein concentration of each serial dilution solution included in the range of the standard curve by the respective dilution degrees.
  • Quantification of activity The absorbance of the color-developing solution at 540 nm was measured using a microplate reader (BioTek Synergy HTX), and the amount of reducing sugar released in the reaction solution was calculated from the value of a calibration curve based on a standard.
  • Activity 1U was defined as the amount of enzyme that releases 1 ⁇ mol of reducing sugar per minute, and galactanase activity was calculated from the amount of reducing sugar contained in the enzyme dilution.
  • the activity per mg of protein was calculated by dividing the galactanase activity contained in the enzyme dilution by the protein concentration contained in the enzyme dilution.
  • Color reaction 40 ⁇ L of the enzyme reaction solution and 80 ⁇ L of DNS reagent were mixed on a new 96-well PCR plate and heated at 95° C. for 5 minutes using a thermal cycler. The color reaction solution was cooled to room temperature and mixed with 120 ⁇ L of water, and 180 ⁇ L of it was transferred to a new 96-well microplate. Quantification of activity: The absorbance of the color-developing solution at 540 nm was measured using a microplate reader, and the amount of reducing sugar released in the reaction solution was calculated from the value of the calibration curve based on the standard.
  • Activity 1U was defined as the amount of enzyme that releases 1 ⁇ mol of reducing sugar per minute, and pectinase activity was calculated from the amount of reducing sugar contained in the enzyme dilution. The activity per mg of protein was calculated by dividing the pectinase activity contained in the enzyme dilution by the protein concentration contained in the enzyme dilution.
  • Color reaction 40 ⁇ L of the enzyme reaction supernatant and 80 ⁇ L of DNS reagent were mixed on a new 96-well PCR plate and heated at 95° C. for 5 minutes using a thermal cycler. The color reaction solution was cooled to room temperature and mixed with 120 ⁇ L of water, and 180 ⁇ L of it was transferred to a new 96-well microplate. Quantification of activity: The absorbance of the color-developing solution at 540 nm was measured using a microplate reader, and the amount of reducing sugar released in the reaction solution was calculated from the value of a calibration curve based on a standard.
  • 1 U of activity was defined as the amount of enzyme that releases 1 ⁇ mol of reducing sugar per minute, and the avicelase activity was calculated from the amount of reducing sugar contained in the enzyme dilution.
  • the activity per mg of protein was determined by dividing the avicelase activity contained in the enzyme dilution by the protein concentration contained in the enzyme dilution.
  • Color reaction 40 ⁇ L of the enzyme reaction solution and 80 ⁇ L of DNS reagent were mixed on a new 96-well PCR plate and heated at 95° C. for 5 minutes using a thermal cycler. The color reaction solution was cooled to room temperature and mixed with 120 ⁇ L of water, and 180 ⁇ L of it was transferred to a new 96-well microplate. Quantification of activity: The absorbance of the color-developing solution at 540 nm was measured using a microplate reader, and the amount of reducing sugar released in the reaction solution was calculated from the value of the calibration curve based on the standard.
  • Activity 1U was defined as the amount of enzyme that releases 1 ⁇ mol of reducing sugar per minute, and CMCase activity was calculated from the amount of reducing sugar contained in the enzyme dilution. Activity per mg of protein was calculated by dividing the CMCase activity contained in the enzyme dilution by the protein concentration contained in the enzyme dilution.
  • Substrate 90 ⁇ L of 100 mM sodium acetate (pH 5.0) containing 5.5 g/L beechwood xylan Enzyme dilution solution: 10 ⁇ L (diluted to a protein concentration of 0.25 g/L) Standard: 0.25-4 g/L xylose Coloring reagent: DNS reagent Enzyme reaction: The enzyme dilution was mixed with the substrate cooled to 4°C on a 96-well PCR plate and incubated at 50°C for 10 minutes using a thermal cycler. The reaction solution was then quickly cooled to 4°C, and the enzyme reaction was stopped by adding 10 ⁇ L of 1 M sodium hydroxide.
  • Color reaction 40 ⁇ L of the enzyme reaction solution and 80 ⁇ L of DNS reagent were mixed on a new 96-well PCR plate and heated at 95° C. for 5 minutes using a thermal cycler. The color reaction solution was cooled to room temperature and mixed with 120 ⁇ L of water, and 180 ⁇ L of it was transferred to a new 96-well microplate. Quantification of activity: The absorbance of the color-developing solution at 540 nm was measured using a microplate reader, and the amount of reducing sugar released in the reaction solution was calculated from the value of a calibration curve based on a standard.
  • 1 U of activity was defined as the amount of enzyme that releases 1 ⁇ mol of reducing sugar per minute, and the xylanase activity was calculated from the amount of reducing sugar contained in the enzyme dilution.
  • the activity per mg of protein was calculated by dividing the xylanase activity contained in the enzyme dilution by the protein concentration contained in the enzyme dilution.
  • Reference Example 3 Hydrolysis of cassava meal 8.5 kg of cassava meal (produced in Thailand, moisture content 83%) obtained from EBP Ethanol Co., Ltd. was mixed with 3.5 L of RO water and 0.2 U of thermostable amylase (Sigma-Aldrich Japan), and then 4N sodium hydroxide (Nacalai Tesque) was added to adjust the pH to 5.0.
  • the cassava meal was hydrated by autoclaving (90 ° C., 2 hours).
  • Glucose was quantitatively analyzed using an ACQUITY UPLC system (Waters) under the following conditions: Quantitative analysis was performed based on a calibration curve prepared using a glucose standard.
  • Example 5 Viscosity measurement of sugar solution
  • the viscosity obtained in Example 1 was measured by using a digital rotational viscometer Viscometer DV2T-LV (Brookfield) and an appropriate spindle (Brookfield) according to each viscosity.
  • the spindle used was LV-02 for low viscosity (less than 500 cP), LV-03 for medium viscosity (500 cP to 2,000 cP), and LV-04 for high viscosity (2,000 cP or more).
  • 60 mL of sugar solution was placed in a 50 mL centrifuge tube (Corning), the spindle was immersed, and the measurement was performed under the specified conditions (liquid temperature 40 ⁇ 2°C, 60 rpm). The measurement time was 20 seconds at 9 points, and the average value was taken as the viscosity.
  • the viscosity of the sugar solution obtained in Example 3 was measured using a digital rotational viscometer VISCO-895 (ATAGO) and spindle A1 (ATAGO). First, 15 mL of sugar solution was placed in a beaker S (ATAGO), the spindle was immersed, and the measurement was performed under the specified conditions (liquid temperature 40 ⁇ 2°C, 100 rpm). The viscosity was measured at one point for each rotation of the spindle, and the moving average of the final five points over a measurement time of one minute was taken as the viscosity.
  • suction filtration was carried out with a diaphragm type dry vacuum pump DAP-15 (ULVAC KIKOU), and the turbidity of the obtained filtrate was measured using a portable turbidity meter 2100P (HACH).
  • DAP-15 UAV KIKOU
  • HACH portable turbidity meter 2100P
  • the main culture was carried out using pulp ("Arbocel” B800 (Rettenmeyer)) as a cellulase inducer. 100 mL of the main culture medium having the composition shown in Table 2 was inoculated with 10 mL of the preculture solution, and submerged culture was carried out.
  • the culture apparatus used was a Microjar Fermenter Bio-Jr. 8 (Bio-t), and the culture conditions were 28°C, 900 rpm, and aeration rate of 100 mL/min, while the pH was controlled at 5 for 96 hours.
  • the protein concentration of the obtained culture solution derived from a filamentous fungus belonging to the genus Trichoderma was measured by the method of Reference Example 1, and the protein concentration was found to be 8.2 g/L.
  • Talaromyces cellulolyticus C1 strain (FERM P-18508) was inoculated into 100 mL of a preculture medium having the composition shown in Table 3 contained in a 500 mL baffled flask, and cultured in a shaking incubator at 28° C. and 120 rpm for 72 hours.
  • Corn hull pulverized material was used as a cellulase inducer for the main culture.
  • 10 mL of preculture solution was inoculated into 100 mL of the main culture medium having the composition shown in Table 2, which was prepared by adding corn hull pulverized material having a relative particle amount peak at a particle diameter of 114.5 ⁇ m in the volume-based particle size distribution obtained by the measurement method using a laser diffraction/scattering method, prepared according to the method described in WO 2021/235419, and submerged culture was performed.
  • the culture apparatus used was a Microjar Fermenter Bio-Jr. 8 (Bio-t), and the culture conditions were 30 ° C., 1000 rpm, and aeration rate of 100 mL / min.
  • the pH was controlled at 4 for 192 hours.
  • Reference Example 9 Preparation of lactose culture solution of filamentous fungus of the genus Talaromyces
  • the lactose culture solution of filamentous fungus of the genus Talaromyces which is the raw material of the cellulase composition prepared in Example 2, was prepared by culturing Talaromyces cellulolyticus C1 strain (FERM P-18508) under the same conditions as in Reference Example 8, except that lactose (Mullins) was used as the cellulase inducer, and the resulting culture solution was centrifuged and filtered in the same manner as in Reference Example 7 to obtain a filtrate, which was used as a lactose culture solution of filamentous fungus of the genus Talaromyces.
  • (Main culture) Submerged culture was performed by adding 10 mL of preculture solution to 100 mL of the main culture medium having the composition shown in Table 2, which was prepared by adding corn hull pulverized material having a relative particle amount peak at a particle diameter of 114.5 ⁇ m in the volume-based particle size distribution obtained by the measurement method using the laser diffraction / scattering method prepared according to the method described in WO 2021 / 235419.
  • the culture device was a microjar fermenter Bio-Jr. 8 (Bio-t), and the culture conditions were 30 ° C., 1000 rpm, and aeration amount 100 mL / min.
  • the pH was controlled at 4 for 240 hours.
  • the culture solution was centrifuged and filtered in the same manner as in Reference Example 7, and the resulting filtrate was used as a culture solution of a filamentous fungus of the genus Trichoderma.
  • a cellulase composition was prepared by mixing Acremonium cellulase (Meiji Seika Pharma), which is a cellulase derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces, and the cellulase derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma obtained in Reference Example 7, as shown in A to G in Table 5. At that time, the total amount of protein contained in the cellulase composition added per 1 g of cellulose-containing biomass was adjusted to 0.2 mg. Cassava meal was hydrolyzed under the conditions of Reference Example 3 using the cellulase compositions prepared under each of the conditions A to G to obtain a sugar solution.
  • Acremonium cellulase (Meiji Seika Pharma)
  • the glucose concentration in the resulting sugar solution was measured according to Reference Example 4, and the results are shown in Table 6. Regardless of the cellulase composition used, the glucose concentration in the resulting sugar solution was approximately the same.
  • the viscosity of the obtained sugar solution was measured according to Reference Example 5, and the results are shown in Table 6.
  • condition A the cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces
  • condition B only the cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma
  • the viscosity of the sugar solution was reduced by using the cellulase composition consisting of the cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Talaromyces and the cellulase composition derived from a filamentous fungus of the genus Trichoderma (conditions C to G).
  • the turbidity of the obtained sugar solution was measured according to Reference Example 6, and the results are shown in Table 6.
  • the turbidity of the sugar solution was significantly high when only the culture solution of a filamentous fungus of the genus Trichoderma was used (condition B), while the turbidity of the sugar solution was significantly reduced compared to condition B when the culture solution of a filamentous fungus of the genus Talaromyces was used (condition A) and when the cellulase composition was obtained by mixing the culture solution of a filamentous fungus of the genus Talaromyces and the culture solution of a filamentous fungus of the genus Trichoderma was used (conditions C to G).
  • Example 2 Preparation of cellulase composition using Talaromyces genus filamentous fungus culture liquid and Trichoderma genus filamentous fungus culture liquid
  • a Talaromyces genus corn hull culture liquid was prepared according to Reference Example 8
  • a Talaromyces genus lactose culture liquid was prepared according to Reference Example 9
  • a Trichoderma genus filamentous fungus culture liquid was prepared according to Reference Example 10.
  • the protein concentration of each cellulase was measured using the method described in Reference Example 1, and the cellulase compositions were prepared by mixing the cellulases in the amount ratios of J to M of Table 9.
  • condition H consisted of only Acremonium cellulase (Meiji Seika Pharma), a commercially available cellulase preparation derived from Talaromyces filamentous fungi
  • condition I consisted of only Trichoderma filamentous fungal culture medium.
  • the enzyme activity of the cellulase compositions prepared under each of conditions H to M was measured according to Reference Example 2, and the results are shown in Table 7.
  • Example 3 Production of sugar liquid from cassava meal 2 Using the cellulase compositions prepared under each of the conditions H to M described in Example 2, cassava meal was hydrolyzed under the conditions of Reference Example 3 to obtain a sugar solution. At that time, the total amount of protein contained in the cellulase compositions added per 1 g of cellulose-containing biomass was adjusted to be 0.4 mg.
  • the glucose concentration in the resulting sugar solution was measured according to Reference Example 4, and the results are shown in Table 8. Regardless of the cellulase composition used, the glucose concentration in the resulting sugar solution was approximately the same.
  • the viscosity of the resulting sugar solution was measured according to Reference Example 5, and the results are shown in Table 8.
  • the viscosity of the sugar solution was significantly high when only the culture solution of a filamentous fungus of the genus Trichoderma was used (condition I), while the viscosity of the sugar solution was significantly reduced compared to condition I when the culture solution of a filamentous fungus of the genus Talaromyces was used (condition H) and when the cellulase composition was obtained by mixing the culture solution of a filamentous fungus of the genus Talaromyces and the culture solution of a filamentous fungus of the genus Trichoderma was used (conditions J to M).
  • the turbidity of the obtained sugar solution was measured according to Reference Example 6, and the results are shown in Table 8. Filtering was not possible with only the Trichoderma fungal culture solution (condition I), and the turbidity of the sugar solution was significantly high with only the Talaromyces fungal culture solution composition (condition H), but the turbidity of the sugar solution was significantly reduced with the cellulase compositions prepared by mixing the Talaromyces fungal culture solution and the Trichoderma fungal culture solution (conditions J to M).
  • the turbidity of the sugar solution was further reduced in the cellulase compositions (conditions L and M) prepared by mixing two types of Talaromyces genus filamentous fungus corn hull culture solution and a Talaromyces genus lactose culture solution with a Trichoderma genus filamentous fungus culture solution.

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Abstract

セルロースおよびデンプン含有バイオマスを、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有するセルラーゼ組成物により酵素処理することにより、粘性が低い、または、固液分離により濁度を低減することが可能な糖液を得ることができる。

Description

セルラーゼ組成物および糖液の製造方法
　本発明は、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を主要な構成成分とするセルラーゼ組成物および当該セルラーゼ組成物を用いた糖液の製造方法に関する。
　糖質を原料とした化学品の発酵生産プロセスは、種々の工業原料生産に利用されている。この発酵原料となる糖質として、現在、さとうきび、テンサイなどの食用原料に由来するデンプンが工業的に使用されているが、今後の世界人口の増加による食用原料価格の高騰、あるいは食用と競合するという倫理的な側面から、非可食バイオマスから糖液を得るプロセスの構築が課題となっている。
　非可食バイオマスを原料とする糖類の製造方法として、特許文献１には、セルロース含有バイオマスを酵素により加水分解して得られる糖液を、フィルタープレス、精密ろ過膜、限外ろ過膜、ナノろ過膜、逆浸透膜などを通してろ過を行い、固液分離や得られた糖類を濃縮する方法が開示されている。
　セルロース含有バイオマスを加水分解する酵素を生産する微生物としては、例えば、非特許文献１に開示されるとおり、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌は糖化酵素に分類されるセルラーゼを製造する能力を有することが知られており、また、非特許文献２に開示されるとおりＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌が同様の能力を有することが知られている。
　また、目的に応じて、複数の微生物をそれぞれ培養して得られた酵素を複数混合させることで得られるカクテル化酵素は開発されており、例えば、特許文献２には、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養して得られた酵素と、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌を培養して得られた酵素の２種酵素を混合した、排汁を低減させるためのサイレージ調製用セルラーゼ製剤が開示されている。
国際公開第２０１９／１８９６５０号 特開平９－２３８６７９号公報
Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｏｒｅ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃ　ｅｎｚｙｍｅｓ　ｆｒｏｍ　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ　（ｆｏｒｍｅｒｌｙ　Ａｃｒｅｍｏｎｉｕｍ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ）　ｃｒｉｔｉｃａｌ　ｆｏｒ　ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ｌｉｇｎｏｃｅｌｌｕｌｏｓｉｃ　ｂｉｏｍａｓｓ，Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ　ｆｏｒ　Ｂｉｏｆｕｅｌｓ　ａｎｄ　Ｂｉｏｐｒｏｄｕｃｔｓ，Ｖｏｌｕｍｅ　７，１５，２０１４ Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ　ｏｆ　ａ　ｃｅｌｌｕｌａｓｅ　ｈｙｐｅｒｐｒｏｄｕｃｉｎｇ　ｍｕｔａｎｔ　ｓｔｒａｉｎ　ｏｆ　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉ，Ｂｉｏｒｅｓｏｕｒｃｅ　Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ　Ｒｅｐｏｒｔｓ，Ｖｏｌｕｍｅ　１５，１００７３３，２０２１
　セルロース含有バイオマスの中でもセルロースおよびデンプンを含有するバイオマスをセルラーゼにより加水分解して得られる糖液は粘度が高いため、後段の固液分離工程への送液や固液分離時に弊害を生じやすく、また、固液分離した後のろ液の濁度も高いため後段の膜処理工程で膜が詰まりやすいといった問題があった。そこで本発明は、セルロースおよびデンプンを含有するバイオマスを加水分解して得られる糖液の粘度、さらには、当該糖液の固液分離後のろ液の濁度を低減できる技術を確立することを課題とする。
　本発明者は、前記課題を解決する手段として、セルロース含有バイオマスを加水分解するための糖化酵素であるセルラーゼの組成を調整することに着目し、鋭意検討した結果、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を主要な構成成分とするセルラーゼ組成物を利用することで前記課題を解決できることを見出し、本発明を完成するに至った。
　すなわち、本発明は以下の（１）～（１８）で構成される。
（１）セルロースおよびデンプン含有バイオマスを、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素により酵素処理する工程から得られる、糖液。
（２）セルロースおよびデンプン含有バイオマスを水和処理する工程、および、前記工程の水和処理物をＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素により酵素処理する工程を含む工程から得られる、糖液。
（３）前記糖化酵素が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素である、（１）または（２）に記載の糖液。
（４）前記糖化酵素が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有する、（１）～（３）のいずれかに記載の糖液。
（ａ）ガラクタンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
（ｂ）ペクチンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
（ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
（５）前記工程の糖化酵素処理物を固液分離する工程を含む、（１）～（４）のいずれかに記載の糖液。
（６）前記工程の糖化酵素処理物をフィルタープレスする工程を含む、（１）～（５）のいずれかに記載の糖液。
（７）前記セルロースおよびデンプン含有バイオマスがキャッサバ粕である、（１）～（６）のいずれかに記載の糖液。
（８）Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有する、セルラーゼ組成物。
（ａ）ガラクタンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
（ｂ）ペクチンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
（ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
（９）カルボキシメチルセルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり５～１５Ｕである、（８）に記載のセルラーゼ組成物。
（１０）キシランを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり１０～４５Ｕである、（８）または（９）に記載のセルラーゼ組成物。
（１１）前記Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓである、（８）～（１０）のいずれかに記載のセルラーゼ組成物。
（１２）Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌が、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉである、（８）～（１１）のいずれかに記載のセルラーゼ組成物。
（１３）以下の（ｉ）～（ｉｉｉ）の工程を含む、セルラーゼ組成物の製造方法。
（ｉ）コーンハル粉砕物を主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養する工程
（ｉｉ）ラクトースを主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養する工程
（ｉｉｉ）（ｉ）および／または（ｉｉ）で得られた培養液ならびにＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を混合し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有するセルラーゼ組成物を調製する工程
（ａ）ガラクタンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
（ｂ）ペクチンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
（ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
（１４）前記Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を得る工程として、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌を培養する工程を含む、（１３）に記載のセルラーゼ組成物の製造方法。
（１５）セルロースおよびデンプン含有バイオマスを、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有するセルラーゼ組成物により酵素処理する工程を含む、糖液の製造方法。
（ａ）ガラクタンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
（ｂ）ペクチンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
（ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
（１６）Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来タンパク質およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来タンパク質を含有する、セルロースおよびデンプン含有バイオマス由来糖液。
（１７）（１）～（７）のいずれかに記載の糖液、（１５）に記載の糖液の製造方法で得られる糖液、または、（１６）に記載のセルロースおよびデンプン含有バイオマス由来糖液を発酵原料とする、化学品の製造方法。
（１８）（１７）に記載の方法により化学品を製造する工程、および、前記工程で得られた化学品を原料として航空燃料を製造する工程、を含む、航空燃料の製造方法。
　本発明により、セルロースおよびデンプン含有バイオマスから粘度の低い糖液を得ることができ、または、セルロースおよびデンプン含有バイオマスの酵素処理物の固液分離により得られる液体画分（糖液）の濁度を低減することができる。
　セルラーゼ組成物は、セルロースおよびヘミセルロースの加水分解活性を有するセルラーゼおよびヘミセルラーゼを含むことを特徴とする。セルラーゼ組成物に含まれうるセルラーゼの具体例としては、セルロースを内部から加水分解するエンドグルカナーゼ（ＥＣ　３．２．１．４）、セルロースおよびセロオリゴ糖を末端から加水分解することによりセロビオースを遊離させるセロビオハイドロラーゼ（ＥＣ　３．２．１．９１）、セルロースおよびセロオリゴ糖を末端から加水分解することによりグルコースを遊離させるβ－グルコシダーゼ（ＥＣ　３．２．１．２１）などが挙げられる。セルラーゼ組成物に含まれうるヘミセルラーゼの具体例としては、キシランを内部から加水分解するエンドキシラナーゼ（ＥＣ　３．２．１．８）、キシロオリゴ糖を末端から加水分解するβ－キシロシダーゼ（ＥＣ　３．２．１．３７）などが挙げられる。
　また、セルラーゼ組成物には、ペクチンを内部から脱離反応により分解するペクチンリアーゼ（ＥＣ　４．２．２．１０）、ペクチンを脱エステル化することによりペクチン酸を生成するペクチンエステラーゼ（ＥＣ　３．１．１．１１）、ペクチン酸を構成するポリガラクツロン酸主鎖を内部から加水分解するエンドポリガラクツロナーゼ（ＥＣ　３．２．１．１５）、ポリガラクツロン酸およびオリゴガラクツロン酸を末端から加水分解するα－ガラクツロニダーゼ（ＥＣ　３．２．１．６７）、ペクチンの側鎖に位置するガラクタンを内部から加水分解するエンドガラクタナーゼ（ＥＣ　３．２．１．１８１）、ガラクタンおよびガラクトオリゴ糖を末端から加水分解するβ－ガラクトシダーゼ（ＥＣ　３．２．１．２３）なども含まれる。
　セルラーゼ組成物は、セルラーゼおよびヘミセルラーゼの複合物であるため、前述の酵素活性を個別に評価することが難しく、特定の基質に対する複合的な酵素活性として評価するのが一般的である。例えば、ＣＭＣａｓｅおよびアビセラーゼは、それぞれ、セルロース基質であるカルボキシメチルセルロース（ＣＭＣ）および結晶セルロースに対する活性として評価され、キシラナーゼ、ペクチナーゼおよびガラクタナーゼは、それぞれ、ヘミセルロース基質であるキシラン、ペクチンおよびガラクタンに対する活性として評価されるのが一般的である。本発明のセルラーゼ組成物に含まれる酵素活性も、前述の一般的な評価方法に従って特定の基質に対する酵素活性として特定しているが、以下の説明においては、便宜上、カルボキシメチルセルロース（ＣＭＣ）に対する酵素活性をＣＭＣａｓｅと称し、結晶セルロースに対する酵素活性をアビセラーゼと称し、キシランに対する酵素活性をキシラナーゼと称し、ペクチンに対する酵素活性をペクチナーゼと称し、ガラクタンに対する酵素活性をガラクタナーゼと称する。
　本発明のセルラーゼ組成物は、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を主要な構成成分とすることを特徴とし、好ましくは、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を原料とする。
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌は、Ａｃｒｅｍｏｎｉｕｍ属糸状菌とも呼ばれる。また、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌は従来のＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌に比べ、生産する酵素の耐熱性が高く、β－グルコシダーゼの活性が高い特徴を持つ。Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌は、野生株に制限されず、セルラーゼ製造能が高まるように改良されたＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の変異株も好ましく用いることができる。例えば、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の変異株として、変異を誘導させる薬剤や紫外線照射などで変異処理を施し、培養した際の培養液の粘度が低下したり、セルラーゼの製造性が向上した変異株を利用することができる。また、遺伝子組換え技術を用い、菌株を培養した際の培養液の粘度が低下した遺伝子組換え株や、セルラーゼの製造性が向上した遺伝子組換え株の利用することができる、。また、上記の薬剤や紫外線照射などによる変異処理と遺伝子組換え技術を組合わせて得られた変異株を用いてもよい。
　本発明で用いるＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌は、前述の特徴を有するものであれば特に制限はないが、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｍａｒｎｅｆｆｅｉ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｐｒｏｔｅｏｌｙｔｉｃｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｓｔｉｐｉｔａｔｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｒｕｇｕｌｏｓｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｐｉｎｏｐｈｉｌｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ａｍｅｓｔｏｌｋｉａｅ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ａｔｒｏｒｏｓｅｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｖｅｒｒｕｃｕｌｏｓｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｉｓｌａｎｄｉｃｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｗｏｒｔｍａｎｎｉｉ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｆｕｎｉｃｕｌｏｓｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｐｕｒｐｕｒｅｏｇｅｎｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｖａｒｉａｂｉｌｉｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｓｔｏｌｌｉｉ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｓｐ．、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｅｍｅｒｓｏｎｉｉまたはＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ａｕｓｔｒａｌｉｓが好ましく、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓがより好ましい。
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓの具体例としては、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓに由来する公知の変異株であるＹ－９４株（ＦＥＲＭ　ＢＰ－５８２６）、ＴＮ株（ＦＥＲＭ　ＢＰ－１１４５２）、Ｃ１株（ＦＥＲＭ　Ｐ－１８５０８）、ＣＦ－２６１２株（ＦＥＲＭ　ＢＰ－１０８４８）およびこれらの派生株が挙げられる。
　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌は、Ｈｙｐｏｃｒｅａ属とも呼ばれる。また、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌は、深部攪拌培養をすることにより１００ｇ／Ｌ以上のセルラーゼ蓄積濃度を示すものも存在し、セルラーゼを構成する約半分がセロビオハイドロラーゼＩとして知られている。Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌は、野生株に制限されず、タンパク質製造能が高まるように改良されたＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌の変異株も好ましく用いることができる。例えば、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌の変異株には、変異剤や紫外線照射などで変異処理を施し、培養した際の培養液の粘度が低下したり、タンパク質の製造性が向上した変異株を利用することができる。また、遺伝子組換え技術を用い、菌株を培養した際の培養液の粘度が低下した遺伝子組換え株や、タンパク質の製造性が向上した遺伝子組換え株も利用することができる。また、上記の変異剤や紫外線照射などによる変異処理と遺伝子組換え技術を組み合わせて得られた変異株を用いてもよい。
　本発明で用いるＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌は、前述の特徴を有するものであれば特に制限はないが、好ましくは、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉ、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｖｉｒｉｄｅ、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ａｔｒｏｖｉｒｉｄｅまたはＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｌｏｎｇｉｂｒａｃｈｉａｔｕｍであり、より好ましくはＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉである。
　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉの具体例としては、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉの先祖にあたるＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｐａｒａｒｅｅｓｅｉ（ＡＴＣＣ　ＭＹＡ－４７７７）、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉに由来する公知の変異株であるＱＭ６ａ株（ＮＢＲＣ３１３２６）、ＱＭ９１２３株（ＡＴＣＣ２４４４９）、ＱＭ９４１４株（ＮＢＲＣ３１３２９）、ＰＣ－３－７株（ＡＴＣＣ６６５８９）、ＱＭ９１２３株（ＮＢＲＣ３１３２７）、ＲｕｔＣ－３０株（ＡＴＣＣ５６７６５）、ＣＬ－８４７株（Ｅｎｚｙｍｅ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．Ｔｅｃｈｎｏｌ．，１０，３４１－３４６（１９８８））、ＭＣＧ７７株（Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ．Ｂｉｏｅｎｇ．Ｓｙｍｐ．，８，８９（１９７８））、ＭＣＧ８０株（Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ．Ｂｉｏｅｎｇ．，１２，４５１－４５９（１９８２））およびこれらの派生株などが挙げられる。なお、ＱＭ６ａ株、ＱＭ９４１４株、ＱＭ９１２３株はＮＢＲＣ（ＮＩＴＥ　Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ　Ｒｅｓｏｕｒｃｅ　Ｃｅｎｔｅｒ）より、ＰＣ－３－７株、ＲｕｔＣ－３０株はＡＴＣＣ（Ａｍｅｒｉｃａｎ　Ｔｙｐｅ　Ｃｕｌｔｕｒｅ　Ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ）より入手することができる。
　本発明のセルラーゼ組成物は、当該セルラーゼ組成物に含まれるタンパク質１ｍｇあたりのガラクタナーゼ活性、ペクチナーゼ活性およびアビセラーゼ活性が以下の通りであることを特徴とする。
　タンパク質１ｍｇ当たりのガラクタナーゼ活性は、０．５～２０Ｕ、好ましくは０．５～１９Ｕ、より好ましくは０．９～１５Ｕである。タンパク質１ｍｇ当たりのガラクタナーゼ活性が０．５Ｕを下回る場合、セルロース含有バイオマスの酵素処理物の固液分離後のろ液の濁度が高くなってしまい好ましくない。また、タンパク質１ｍｇ当たりのガラクタナーゼ活性が２０Ｕを超える場合、糖液の粘度が高くなってしまい好ましくない。ガラクタナーゼ活性は、ポテト由来のガラクタンを基質として、ジニトロサリチル酸（ＤＮＳ）を用いた還元糖の定量法により測定される。
　タンパク質１ｍｇ当たりのペクチナーゼ活性は、２．５～４０Ｕ、好ましくは４．０～４０Ｕ、より好ましくは４．５～３５Ｕである。タンパク質１ｍｇ当たりのペクチナーゼ活性が２．５Ｕを下回る場合、糖液の粘度または固液分離後のろ液の濁度が高くなってしまい好ましくない。また、タンパク質１ｍｇ当たりのペクチナーゼ活性が４０Ｕを超えると固液分離後のろ液の濁度が高くなってしまい好ましくない。ペクチナーゼ活性は、シトラス由来のペクチンを基質として、ＤＮＳを用いた還元糖の定量法によって測定される。
　タンパク質１ｍｇ当たりのアビセラーゼ活性は、０．５～１．５Ｕ、好ましくは０．９～１．３Ｕである。タンパク質１ｍｇ当たりのアビセラーゼ活性が０．５～１．５Ｕの範囲外となる場合、糖液の粘度または固液分離後のろ液の濁度が高くなってしまい好ましくない。アビセラーゼ活性は、結晶セルロースである“アビセル”を基質として、ＤＮＳを用いた還元糖の定量法によって測定される。
　また、本発明のセルラーゼ組成物は、当該セルラーゼ組成物に含まれるタンパク質１ｍｇあたりのＣＭＣａｓｅ活性およびキシラナーゼ活性が以下の通りであることが好ましい。
　タンパク質１ｍｇ当たりのＣＭＣａｓｅ活性は、好ましくは５～１５Ｕ、より好ましくは９～１５Ｕである。ＣＭＣａｓｅの活性をこれらの範囲とすることで、セルロース含有バイオマスに含まれる結晶セルロースの分解物である可溶化したセルロースを効率的に分解することができる。ＣＭＣａｓｅ活性は、カルボキシメチルセルロース（ＣＭＣ）を基質として、ＤＮＳを用いた還元糖の定量法によって測定される。
　タンパク質１ｍｇ当たりのキシラナーゼ活性は、好ましくは１０～４５Ｕ、より好ましくは２０～４５Ｕである。キシラナーゼの活性をこれらの範囲とすることで、セルロース含有バイオマスに含まれるキシラン成分を分解し、セルロース成分の分解効率を向上させることができる。キシラナーゼ活性は、ビーチウッド由来のキシランを基質として、ＤＮＳを用いた還元糖の定量法によって測定される。
　本発明のセルラーゼ組成物のタンパク質１ｍｇ当たりの前述の酵素活性を算出するためのタンパク質濃度は、ウシ血清アルブミンを標準タンパク質として、ブラッドフォード法によって測定される。
　本発明のセルラーゼ組成物は、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を原料として、前述の酵素活性になるように適宜混合比率を調整することで調製することができる。原料となるＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物は、市販のセルラーゼ製剤を混合して用いてもよく、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌やＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌のそれぞれの培養液から菌体を除去せずに培養液を直接混合して用いてもよく、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌やＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌のそれぞれの培養液から固液分離を経て菌体を除去しただけの粗精製セルラーゼを混合して用いてもよく、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の培養液とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌のそれぞれの培養液から固液分離を経た後、ろ液を膜やカラム処理した精製セルラーゼを混合して用いてもよい。
　市販のセルラーゼ製剤の例としては、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ製剤として、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓに由来するアクレモニウムセルラーゼ（ＭｅｉｊｉＳｅｉｋａファルマ）、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｅｍｅｒｓｏｎｉｉに由来するフィルトラーゼ　ＮＬ（ＤＳＭ）が挙げられ、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ製剤として、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｖｉｒｉｄｅに由来するメイセラーゼ（ＭｅｉｊｉＳｅｉｋａファルマ）、セルラーゼ　オノズカ　Ｒ－１０（ヤクルト薬品工業）、セルラーゼ　オノズカ　ＲＳ（ヤクルト薬品工業）、セルラーゼ　オノズカ　３Ｓ（ヤクルト薬品工業）、ベイクザイム　Ｒｅａｌ－Ｘ（ＤＳＭ）、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｌｏｎｇｉｂｒａｃｈｉａｔｕｍに由来するスクラーゼＸ（三菱ケミカル）、スクラーゼＣ（三菱ケミカル）、シトラーゼ　ＣＬ（ＤＳＭ）、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉに由来するセルロシンＴＰ２５（エイチビィアイ）、Ｏｐｔｉｍａｓｅ　ＣＸ（ダニスコジャパン）、Ｍｕｌｔｉｆｅｃｔ　ＧＣ（ダニスコジャパン）、Ｍｕｌｔｉｆｅｃｔ　Ｂ（ダニスコジャパン）、ＧＯＤＯ－ＴＣＦ（合同酒精）、ＧＯＤＯ－ＴＣＬ（合同酒精）、ベッセレックス（合同酒精）、ベイクザイム　Ｘ－ＣＥＬＬ（ＤＳＭ）が挙げられる。
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌やＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌の培養方法は、セルラーゼ活性を有する培養液を製造できる培養方法であれば特に限定されず、例えば、遠沈管、フラスコ、ジャーファーメンター、タンクなどを用いた液体培養や、プレートなどを用いた固体培養などで培養することができる。糸状菌は、好気的条件で培養する必要があり、これらの培養方法の中でも、特にジャーファーメンターや、タンク内に通気や撹拌を行いながら培養する深部培養が好ましい。通気量は、０．１～２．０ｖｖｍが好ましく、０．３～１．５ｖｖｍがより好ましく、０．５～１．０ｖｖｍが特に好ましい。培養温度は、２５～３５℃が好ましく、２５～３１℃がより好ましい。培養におけるｐＨの条件は、ｐＨ３．０～７．０が好ましく、ｐＨ４．０～６．０がより好ましい。培養時間は、タンパク質が製造される条件で、回収可能な量のタンパク質が蓄積されるまで行う。通常、２４～２８８時間程度であり、３６～２４０時間がより好ましい。
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌またはＴｒｉｃｏｄｒｍａ属糸状菌を培養する培地の組成は、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌がセルラーゼを製造できるような培地組成となっていれば特に制限はなく、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌またはＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌の周知の培地組成を採用することができる。
　また、前記培地には、セルラーゼ誘導物質を添加することが好ましい。本発明において好ましく使用されるセルラーゼ誘導物質の具体例としては、ラクトース、セロビオースが挙げられるが、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の培養で使用するセルラーゼ誘導物質としてはラクトースが特に好適である。
　また、セルロース、キシラン、セルロースおよび／またはキシランを含むバイオマスもセルラーゼ誘導物質として利用することができる。セルロースおよび／またはキシランを含むバイオマス（以下、「セルラーゼ誘導バイオマス」という。）の具体例としては、種子植物、シダ植物、コケ植物、藻類、水草などの植物の他、廃建材なども用いることができる。種子植物は、裸子植物と被子植物に分類されるが、どちらも好ましく用いることができる。被子植物はさらに単子葉植物と双子葉植物に分類されるが、単子葉植物の具体例としては、バガス、スイッチグラス、ネピアグラス、エリアンサス、コーンストーバー、コーンコブ、コーンハル、稲わら、麦わらなどが挙げられ、双子葉植物の具体例としては、ビートパルプ、ユーカリ、ナラ、シラカバ、キャッサバなどが好ましく用いられる。
　セルラーゼ誘導バイオマスは前処理されたものが好ましく用いられる。セルラーゼ誘導バイオマスの前処理方法は特に限定されず、例えば、酸処理、硫酸処理、希硫酸処理、アルカリ処理、水熱処理、亜臨界処理、微粉砕処理、蒸煮処理、など公知の手法を用いることができる。前処理されたセルラーゼ誘導バイオマスの具体例としては、パルプやコーンハル粉砕物が挙げられるが、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の培養で使用するセルラーゼ誘導物質としては、コーンハル粉砕物が好ましく、国際公開第２０２１／２３５４１９号に記載のレーザー回折・散乱法による測定方法で得られた体積基準の粒度分布において粒子径７０μｍ以上１５０μｍ以下の範囲に相対粒子量ピークを有するコーンハル粉砕物が特に好適である。
　前記培地に添加するセルラーゼ誘導物質の濃度は、培地への終濃度として１～５０重量％程度であればよく、好ましくは５～３０重量％、より好ましくは５～２５重量％である。
　なお、本発明のセルラーゼ組成物を調製するための原料として、市販のＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ製剤を使用しない場合、すなわち、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌の培養液を原料として本発明のセルラーゼ組成物を調製する場合、（ｉ）コーンハル粉砕物を主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養して得られた培養液、（ｉｉ）ラクトースを主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養して得られた培養液、あるいは、（ｉ）および（ｉｉ）の培養液を原料として調製することが好ましい。ここでいう「（コーンハル粉砕物またはラクトースを）主成分とするセルラーゼ誘導物質」とは、セルラーゼ誘導物質の総重量の５０重量％超、好ましくは７０重量％以上、より好ましくは８０重量％以上、さらに好ましくは９０重量％以上、特に好ましくは１００重量％が、コーンハル粉砕物またはラクトースであることを意味する。
　本発明のセルラーゼ組成物は、セルロース含有バイオマスの加水分解に広く使用することができる。セルロース含有バイオマスとは、少なくともセルロースまたはヘミセルロースを含むものであり、具体的には、パルプ、バガス、キャッサバ粕、スイッチグラス、ネピアグラス、エリアンサス、コーンストーバー、コーンコブ、コーンハル、稲わら、麦わら、ビートパルプ、ユーカリ、ナラ、シラカバ、小麦ふすまなどが挙げられる。
　セルロース含有バイオマスは、高分子芳香族化合物リグニンやヘミセルロースなどの不純物が含まれているため、本発明のセルラーゼ組成物の酵素処理の前処理として、酸、アルカリおよび加圧熱水などを用いて、リグニンやヘミセルロースを部分的に分解したセルロース含有バイオマスを、セルロースとして利用してもよい。糖化反応の条件は、特に限定されないが、糖化反応の温度は、２５～６０℃の範囲であることが好ましく、３０～５５℃の範囲であることがより好ましい。糖化反応の時間は、２～２００時間の範囲であることが好ましい。糖化反応のｐＨは、ｐＨ３．０～７．０の範囲が好ましく、ｐＨ４．０～６．０の範囲がより好ましい。さらに、加水分解の過程でｐＨの変化が起きるため、反応液に緩衝液を添加する、あるいは酸やアルカリを用いて一定ｐＨを保持しながら実施することが好ましい。
　また、本発明のセルラーゼ組成物は、セルロース含有バイオマスの中でもセルロースおよびデンプン含有バイオマスの加水分解に好適である。セルロースおよびデンプン含有バイオマスとは、少なくともセルロース、ヘミセルロースおよびデンプンを含むものであり、具体的には、キャッサバ粕、サツマイモパルプ、ビートパルプ、小麦ふすまなどが挙げられるが、好ましくはキャッサバ粕である。
　セルロースおよびデンプン含有バイオマスは、結晶性の高いデンプンを含んでおり、糖化酵素処理の反応効率が低いため、糖化酵素処理する前に水和（糊化）処理を行うことが好ましい。水和処理は公知の物理的または化学的な方法により実施することができ、例えば、５０℃以上で加熱するなどの物理的処理や、アルカリ性物質を添加するなどの化学的処理が知られているが、後段に続く酵素処理工程を考慮すると、ｐＨ変化を伴わない加熱処理が好ましい。
　セルロースおよびデンプン含有バイオマスをセルラーゼ組成物により加水分解する場合、さらにアミラーゼによる酵素処理をすることが好ましい。
　アミラーゼとしては、例えば、α－アミラーゼ（ＥＣ　３．２．１．１）、β－アミラーゼ（ＥＣ　３．２．１．２）、グルコアミラーゼ（ＥＣ　３．２．１．３）、プルラナーゼ（ＥＣ　３．２．１．４１）、イソアミラーゼ（ＥＣ　３．２．１．６８）などが挙げられるが、本発明で用いられるアミラーゼとしては少なくともグルコアミラーゼ活性および／またはα－アミラーゼ活性を有することが好ましい。
　アミラーゼは、セルロースおよびデンプン含有バイオマスの糖化酵素として利用することができる。この場合のアミラーゼとしてはグルコアミラーゼ活性を有することが好適である。セルロースおよびデンプン含有バイオマスの糖化のためにアミラーゼを作用させるタイミングとしてはは、セルラーゼ組成物による加水分解と同時であっても、セルラーゼ組成物による加水分解後であってもよいが、セルラーゼ組成物による加水分解と同時であることが好ましい。
　セルロースおよびデンプン含有バイオマスの糖化のためのアミラーゼによる酵素処理の条件は、本発明のセルラーゼ組成物と同時に実施する場合はセルラーゼ組成物の酵素処理条件に従えばよい。本発明のセルラーゼ組成物と別々にアミラーゼによる酵素処理を実施する場合は、酵素処理反応の温度は２５～６０℃の範囲が好ましく、３０～５５℃の範囲がより好ましく、酵素処理時間は２～２００時間の範囲が好ましく、酵素処理反応時のｐＨはｐＨ３．０～７．０の範囲が好ましく、ｐＨ３．５～６．０の範囲がより好ましい。
　アミラーゼは、セルロースおよびデンプン含有バイオマスの水和処理を促進する酵素としても利用することができ、この場合のアミラーゼとしてはα－アミラーゼ活性を有することが好適である。セルロースおよびデンプン含有バイオマスの水和処理促進のためにアミラーゼを作用させるタイミングとしては、水和処理と同時であっても、水和処理後であってもよいが、水和処理と同時に作用させることが好ましい。
　セルロースおよびデンプン含有バイオマスの水和処理を促進するためのアミラーゼによる酵素処理の条件は、水和処理と同時に実施する場合は水和処理条件に従えばよい。水和処理と別々にアミラーゼによる酵素処理をする場合は、酵素処理反応の温度は２５～１１０℃の範囲が好ましく、酵素処理時間は３０分間以上が好ましく、酵素処理反応時のｐＨはｐＨ３．０～７．０の範囲が好ましい。
　本発明で用いられるアミラーゼは、市販のアミラーゼ製剤を利用してもよく、アミラーゼを含む微生物培養液、もしくは精製アミラーゼのいずれを用いてもよい。市販のアミラーゼ製剤のうち、α－アミラーゼ製剤の例としては、α－Ａｍｙｌａｓｅ，ｈｅａｔ－ｓｔａｂｌｅ（シグマアルドリッチジャパン）、α－Ａｍｙｌａｓｅ　ｆｒｏｍ　Ｂａｃｉｌｌｕｓ　ｓｐ．（シグマアルドリッチジャパン）、クライスターゼＴ１０Ｓ（天野エンザイム）、ＦＵＮＧＡＬ　ＡＬＰＨＡ　ＡＭＹＬＡＳＥ（ＭＥＧＡＺＹＭＥ）、などが挙げられる。また、グルコアミラーゼ製剤の例としては、Ａｓｐｅｒｇｉｌｌｕｓ　ｎｉｇｅｒ由来Ａｍｙｌｏｇｌｕｃｏｓｉｄａｓｅ（シグマアルドリッチジャパン）、グルクザイムＡＦ６（天野エンザイム）、ＡＭＹＬＯＧＬＵＣＯＳＩＤＡＳＥ（ＭＥＧＡＺＹＭＥ）、Ｓｐｉｒｉｚｙｍｅ（Ｎｏｖｏｚｙｍｅｓ）などが挙げられる。
　セルロースおよびデンプン含有バイオマスをＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を原料とするセルラーゼ組成物を用いることにより得られる糖液は、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物やＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を単体で用いることにより得られた糖液に比べて、糖液の粘度が低くなる。ここでいう糖液の粘度とはデジタル回転粘度計によって測定される粘度である。加水分解反応後の糖液を指定の容器に採取し、培養液にスピンドルを浸して回転させ、この時のスピンドルに働く粘性抵抗であるトルクを室温条件下にて測定することにより、糖液の粘度を測定することができる。粘度の単位はセンチポアズ（ｃＰ）であり、１ポアズは、流体内に１ｃｍにつき１ｃｍ／秒の速度勾配があるとき、その速度勾配の方向に垂直な面において速度の方向１ｃｍ２につき１ダインの力の大きさの応力が生ずる粘度と定義される。デジタル回転粘度計には、ＤＶ２Ｔ（Ｂｒｏｏｋｆｉｅｌｄ）、ＶＩＳＣＯ－８９５（ＡＴＡＧＯ）スピンドルには、ＵＬやＬＶ　ＡＤＡＰＴＯＲ（Ｂｒｏｏｋｆｉｅｌｄ）、Ａ１（ＡＴＡＧＯ）などが用いられる。なお、本発明で得られる糖液の粘度は、好ましくは１００ｃＰ以下、より好ましくは８０ｃＰ以下、さらに好ましくは６０ｃＰ以下、特に好ましくは５０ｃＰ以下である。
　前述の方法で得られた酵素処理物は、固液分離によって液体画分（糖液）と、加水分解残渣を含む固体画分とに分離することができる。固液分離の方法としては、重圧ろ過、真空ろ過、加圧ろ過などのろ過処理が好ましい。重圧ろ過を実施する場合、例えば砂層ろ過機や袋ろ過機を使用することができる。また、真空ろ過を実施する場合、ヌッチェ、プリコートフィルター（ドラムフィルタ）などの装置を使用することができる。加圧ろ過を実施する場合、キャンドルフィルター、リーフフィルター、フィルタープレス、バグフィルターといった装置を使用することができる。ろ過処理の中でも、真空ろ過または加圧ろ過が好ましく、加圧ろ過がより好ましく、加圧ろ過を実施する装置としては、リーフフィルターまたはフィルタープレスが好ましく、フィルタープレスより好ましい。
　固液分離としてろ過処理する際に使用するろ布は、市販のものを使用することができ、例えば、二重織であればＴＲ２４６Ｄ３Ｋ（中尾フィルター）、Ｔ２７３１Ｃ（敷島カンバス）、ＴＲ１３２ＡＫ（中尾フィルター）、ＰＰＧ９３０Ｂ１Ｋ（中尾フィルター）、綾織であればＰ８５１（敷島カンバス）、Ｐ１１４０（敷島カンバス）、Ｐ８６６（敷島カンバス）、ＰＰ９Ｆ（中尾フィルター）、ＴＲ９Ｆ（中尾フィルター）、Ｐ８６６Ｃ（敷島カンバス）、Ｐ８５１（敷島カンバス）、Ｐ１１４０ＦＣ（敷島カンバス）、Ｐ８５０（敷島カンバス）、朱子織であればＰ１２６７Ｃ（敷島カンバス）、平織であればＰＰ１１７２１０６（Ｐｌａｔｉｎｕｍ）、ＰＰ４１２ＨＫ（中尾フィルター）、緯畝織であればＰ９１Ｃ（中尾フィルター）が挙げられる。
　また、糖液をろ過処理する際に、珪藻土をはじめとするろ過助剤を用いても良く、例えば、ラジオライトシリーズ（昭和化学工業）などが挙げられる。
　前述のとおり、セルロース含有バイオマスを本発明のセルラーゼ組成物で酵素処理することにより、得られる液体画分の濁度を低減することができる。濁度（Ｔｕｂｉｄｉｔｙ）とは、ＪＩＳ　Ｋ０１０１「工業用水試験方法」にて「濁度とは水の濁りの程度を表すもので、視覚濁度、透過光濁度、散乱光濁度および積分球濁度に区分し表示する。カオリン標準液と比較して測定する場合には、“度（カオリン）”を単位とし、ホルマジン標準液と比較して測定する場合には、“度（ホルマジン）”を単位として表す。」と定義されている。本発明では、カオリン標準液に比べ再現性および安定性に優れるホルマジン標準液を使用し、散乱光測定法にて測定した濁度「ＮＴＵ」によって評価される。ＮＴＵとは、「Ｎｅｐｈｅｌｏｍｅｔｒｉｃ　Ｔｕｂｉｄｉｔｙ　Ｕｎｉｔ」のことを指す。液体画分の濁度は後段の工程を考慮すると低ければ低いほど好ましく、具体的には、１００ＮＴＵ以下が好ましく、７５ＮＴＵ以下がより好ましく、５０ＮＴＵ以下がさらに好ましい。糖液の濁度が１００ＮＴＵを超えると固液分離以降の工程の膜分離工程などを行う際に、ろ過性が低下するおそれがある。
　前述の固液分離によって、糖化酵素が除去された液体画分（糖液）を得ることができるが、糖化酵素に含まれるタンパク質成分は完全に除去される必要はなく、糖液には糖化酵素に由来するタンパク質成分、具体的には、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来タンパク質およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来タンパク質が含まれていてもよい。
　本発明の方法で得られたセルロースおよびデンプン含有バイオマス由来の糖液を発酵原料として使用し、微生物発酵することによって化学品を製造することができる。化学品を製造する際に利用する微生物は、目的とする化学品を製造する能力を有する微生物であれば特に制限はなく、パン酵母をはじめとする酵母、大腸菌、コリネ型細菌などのバクテリア、糸状菌、放線菌などが挙げられる。微生物は自然環境から単離されたものでもよく、また、突然変異や遺伝子組換え技術により、性質が改変されたものであってもよい。
　発酵により得られる化学品としては、微生物や細胞培養が生産する物質であれば特に制限は無い。具体例として、アルコール、有機酸、アミノ酸、核酸など発酵工業において大量生産されている物質を挙げることができる。例えば、アルコールとしては、エタノール、ブタノール、２，３－ブタンジオール、１，４－ブタンジオール、グリセロールなど、有機酸としては、ギ酸、酢酸、乳酸、コハク酸、リンゴ酸など、アミノ酸としては、リジン、グルタミン酸など、核酸としては、イノシン酸、グアニル酸、イノシン、グアノシンなどを挙げることができる。また、酵素などのタンパク質、抗生物質などの物質の生産に適用することもできる。
　また、前記微生物発酵によって得られた化学品は最終目的物の原料であってもよく、具体例として、発酵により得られるアルコールを原料として、公知の技術に従って航空燃料を製造することが挙げられる。非石油由来の化学品を原料とする航空燃料は、持続可能な代替航空燃料（ＳＡＦ：Ｓｕｓｔａｉｎａｂｌｅ　Ａｖｉａｔｉｏｎ　Ｆｕｅｌ）とも呼ばれ、ＡＳＴＭ　Ｄ７５６６規格としてＡｎｎｅｘ１～７が承認されている。前記微生物発酵によって得られた化学品を原料とすることで、ＡＳＴＭ　Ｄ７５６６規格のＡｎｎｅｘ１～７のいずれかのＳＡＦを製造することができる。
　以下に実施例を挙げて本発明を具体的に説明する。
　＜参考例１＞タンパク質濃度測定条件
　使用するタンパク質濃度測定試薬：“Ｑｕｉｃｋ　Ｓｔａｒｔ　Ｂｒａｄｆｏｒｄ”プロテインアッセイ（Ｂｉｏ－Ｒａｄ）
測定条件
タンパク質濃度測定試薬：２５０μＬ
測定サンプル：５μＬ（サンプルは２～２５６倍の範囲で適宜段階希釈する）
標準品：０．０３～０．５ｇ／Ｌ　ＢＳＡ
発色反応：９６ウェルマイクロプレート上でタンパク質濃度測定試薬および測定サンプルを混合し、マキシマイザー（ＢｉｏＳｈａｋｅｒ　М・ＢＲ－０２２ＵＰ）を用いて３０℃、９，０００ｒｐｍで５分間振盪した。
タンパク質の定量：マイクロプレートリーダー（ＢｉｏＴｅｋ　Ｓｙｎｅｒｇｙ　ＨＴＸ）により、発色液の５９５ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から各段階希釈液のタンパク質濃度を算出した。測定サンプルのタンパク質濃度は、検量線の範囲内に含まれた各段階希釈液のタンパク質濃度に、それぞれの希釈度を乗じた値を平均することで算出した。
　＜参考例２＞酵素活性の測定
　（ガラクタナーゼ活性の測定）
基質：５．５ｇ／Ｌ　ポテト由来ガラクタンを含有する１００ｍＭ　酢酸ナトリウム（ｐＨ５．０）９０μＬ
酵素希釈液：１０μＬ（タンパク質濃度が０．２５ｇ／Ｌとなるように希釈）
標準品：０．２５～４ｇ／Ｌ　ガラクトース
発色試薬：ＤＮＳ試薬（５ｇ／Ｌ　３，５－ジニトロサリチル酸（ＤＮＳ）および３００ｇ／Ｌ　酒石酸ナトリウムカリウムを０．４Ｍ　水酸化ナトリウムに溶解したもの）
酵素反応：９６ウェルＰＣＲプレート上で４℃に冷却した基質に酵素希釈液を混合し、サーマルサイクラー（ＢｉｏＲａｄ　Ｔ１００　Ｔｈｅｒｍａｌ　Ｃｙｃｌｅｒ）を用いて５０℃で１０分間インキュベートした。その後、反応液を速やかに４℃まで冷却し、１Ｍ水酸化ナトリウム１０μＬを添加することにより酵素反応を停止させた。
発色反応：新しい９６ウェルＰＣＲプレート上で酵素反応液４０μＬとＤＮＳ試薬８０μＬを混合し、サーマルサイクラー（ＢｉｏＲａｄ　Ｔ１００　Ｔｈｅｒｍａｌ　Ｃｙｃｌｅｒ）を用いて９５℃で５分間加熱した。発色液は室温まで冷却し、水１２０μＬと混合した後、そのうち１８０μＬを新しい９６ウェルマイクロプレートに移した。
活性の定量：マイクロプレートリーダー（ＢｉｏＴｅｋ　Ｓｙｎｅｒｇｙ　ＨＴＸ）により、発色液の５４０ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から反応液中に遊離している還元糖量を算出した。活性１Ｕは、１分間あたり１μｍｏｌの還元糖を遊離する酵素量と定義し、酵素希釈液中に含まれる還元糖量からガラクタナーゼ活性を算出した。タンパク質１ｍｇあたりの活性は、酵素希釈液中に含まれるガラクタナーゼ活性を、酵素希釈液中に含まれるタンパク質濃度で除じた値とした。
　（ペクチナーゼ活性の測定）
基質：５．５ｇ／Ｌ　シトラス由来ペクチンを含有する１００ｍＭ　酢酸ナトリウム（ｐＨ５．０）９０μＬ
酵素希釈液：１０μＬ（タンパク質濃度が０．２５ｇ／Ｌとなるように希釈）
標準品：０．２５～４ｇ／Ｌ　ガラクツロン酸
発色試薬：ＤＮＳ試薬
酵素反応：９６ウェルＰＣＲプレート上で４℃に冷却した基質に酵素希釈液を混合し、サーマルサイクラーを用いて５０℃で１０分間インキュベートした。その後、反応液を速やかに４℃まで冷却し、１Ｍ水酸化ナトリウム１０μＬを添加することにより酵素反応を停止させた。
発色反応：新しい９６ウェルＰＣＲプレート上で酵素反応液４０μＬとＤＮＳ試薬８０μＬを混合し、サーマルサイクラーを用いて９５℃で５分間加熱した。発色液は室温まで冷却し、水１２０μＬと混合した後、そのうち１８０μＬを新しい９６ウェルマイクロプレートに移した。
活性の定量：マイクロプレートリーダーにより、発色液の５４０ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から反応液中に遊離している還元糖量を算出した。活性１Ｕは、１分間あたり１μｍｏｌの還元糖を遊離する酵素量と定義し、酵素希釈液中に含まれる還元糖量からペクチナーゼ活性を算出した。タンパク質１ｍｇあたりの活性は、酵素希釈液中に含まれるペクチナーゼ活性を、酵素希釈液中に含まれるタンパク質濃度で除じた値とした。
　（アビセラーゼ活性の測定）
基質：５．５ｇ／Ｌ　“Ａｖｉｃｅｌ”　ＰＨ－１０１を含有する１００ｍＭ　酢酸ナトリウム（ｐＨ５．０）１８０μＬ
酵素希釈液：２０μＬ（タンパク質濃度が０．２５ｇ／Ｌとなるように希釈）
標準品：０．２５～４ｇ／Ｌ　グルコース
発色試薬：ＤＮＳ試薬
酵素反応：９６ウェルプレート上で４℃に冷却した基質に酵素希釈液を混合し、マキシマイザーを用いて５０℃、９，０００ｒｐｍで１２０分間振盪した。その後、反応液を速やかに４℃まで冷却し、１Ｍ　水酸化ナトリウム２０μＬを添加することにより酵素反応を停止させた。
発色反応：新しい９６ウェルＰＣＲプレート上で酵素反応液の上清４０μＬとＤＮＳ試薬８０μＬを混合し、サーマルサイクラーを用いて９５℃で５分間加熱した。発色液は室温まで冷却し、水１２０μＬと混合した後、そのうち１８０μＬを新しい９６ウェルマイクロプレートに移した。
活性の定量：マイクロプレートリーダーにより、発色液の５４０ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から反応液中に遊離している還元糖量を算出した。活性１Ｕは、１分間あたり１μｍｏｌの還元糖を遊離する酵素量と定義し、酵素希釈液中に含まれる還元糖量からアビセラーゼ活性を算出した。タンパク質１ｍｇあたりの活性は、酵素希釈液中に含まれるアビセラーゼ活性を、酵素希釈液中に含まれるタンパク質濃度で除じた値とした。
　（ＣＭＣａｓｅ活性の測定）
基質：５．５ｇ／Ｌ　カルボキシメチルセルロースナトリウムを含有する１００ｍＭ　酢酸ナトリウム（ｐＨ５．０）９０μＬ
酵素希釈液：１０μＬ（タンパク質濃度が０．２５ｇ／Ｌとなるように希釈）
標準品：０．２５～４ｇ／Ｌ　グルコース
発色試薬：ＤＮＳ試薬
酵素反応：９６ウェルＰＣＲプレート上で４℃に冷却した基質に酵素希釈液を混合し、サーマルサイクラーを用いて５０℃で１０分間インキュベートした。その後、反応液を速やかに４℃まで冷却し、１Ｍ　水酸化ナトリウム１０μＬを添加することにより酵素反応を停止させた。
発色反応：新しい９６ウェルＰＣＲプレート上で酵素反応液４０μＬとＤＮＳ試薬８０μＬを混合し、サーマルサイクラーを用いて９５℃で５分間加熱した。発色液は室温まで冷却し、水１２０μＬと混合した後、そのうち１８０μＬを新しい９６ウェルマイクロプレートに移した。
活性の定量：マイクロプレートリーダーにより、発色液の５４０ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から反応液中に遊離している還元糖量を算出した。活性１Ｕは、１分間あたり１μｍｏｌの還元糖を遊離する酵素量と定義し、酵素希釈液中に含まれる還元糖量からＣＭＣａｓｅ活性を算出した。タンパク質１ｍｇあたりの活性は、酵素希釈液中に含まれるＣＭＣａｓｅ活性を、酵素希釈液中に含まれるタンパク質濃度で除じた値とした。
　（キシラナーゼ活性の測定条件）
基質：５．５ｇ／Ｌ　ビーチウッド由来キシランを含有する１００ｍＭ　酢酸ナトリウム（ｐＨ５．０）９０μＬ
酵素希釈液：１０μＬ（タンパク質濃度が０．２５ｇ／Ｌとなるように希釈）
標準品：０．２５～４ｇ／Ｌ　キシロース
発色試薬：ＤＮＳ試薬
酵素反応：９６ウェルＰＣＲプレート上で４℃に冷却した基質に酵素希釈液を混合し、サーマルサイクラーを用いて５０℃で１０分間インキュベートした。その後、反応液を速やかに４℃まで冷却し、１Ｍ水酸化ナトリウム１０μＬを添加することにより酵素反応を停止させた。
発色反応：新しい９６ウェルＰＣＲプレート上で酵素反応液４０μＬとＤＮＳ試薬８０μＬを混合し、サーマルサイクラーを用いて９５℃で５分間加熱した。発色液は室温まで冷却し、水１２０μＬと混合した後、そのうち１８０μＬを新しい９６ウェルマイクロプレートに移した。
活性の定量：マイクロプレートリーダーにより、発色液の５４０ｎｍにおける吸光度を測定し、標準品に基づく検量線の値から反応液中に遊離している還元糖量を算出した。活性１Ｕは、１分間あたり１μｍｏｌの還元糖を遊離する酵素量と定義し、酵素希釈液中に含まれる還元糖量からキシラナーゼ活性を算出した。タンパク質１ｍｇあたりの活性は、酵素希釈液中に含まれるキシラナーゼ活性を、酵素希釈液中に含まれるタンパク質濃度で除した値とした。
　＜参考例３＞キャッサバ粕の加水分解処理
　ＥＢＰ　Ｅｔｈａｎｏｌ　Ｃｏ．，Ｌｔｄ．より入手したキャッサバ粕（タイ産、含水率８３％）８．５ｋｇに対し、ＲＯ水３．５Ｌ、熱安定型アミラーゼ（シグマアルドリッチジャパン）を０．２Ｕ加えて混合後、４Ｎ　水酸化ナトリウム（ナカライテスク）を添加してｐＨ５．０に調整し、オートクレーブ処理（９０℃、２時間）することによりキャッサバ粕を水和した。キャッサバ粕水和処理物１００ｇを５００ｍＬバッフル付きフラスコへ分注し、そこにグルコアミラーゼとして、アミログルコシダーゼ　ｆｒｏｍ　Ａｓｐｅｒｇｉｌｌｕｓ　ｎｉｇｅｒ（シグマアルドリッチジャパン）を３．０Ｕと、後述の実施例１または実施例２で調製したセルラーゼ組成物を添加し、中型恒温振とう培養機　ＢＲ－４０ＬＦ（タイテック）を用い、２１０ｒｐｍの条件にて、加水分解処理（５０℃、２４時間）した。
　＜参考例４＞グルコース濃度の測定
　糖化反応後の糖液を１００℃、１０分間煮沸を行い、反応を停止させた。そして、煮沸した糖液を２０，０００×ｇ、４℃の条件下で１０分間遠心分離を行い、上清を得た。その上清を０．４５μｍのフィルターでろ過したものを以下の条件で定量分析した。
　グルコースは、ＡＣＱＵＩＴＹ　ＵＰＬＣ　システム（Ｗａｔｅｒｓ）を用いて、以下の条件で定量分析した。グルコースの標品で作製した検量線をもとに、定量分析した。
カラム：ＡＱＵＩＴＹ　ＵＰＬＣ　ＢＥＨ　Ａｍｉｄｅ　１．７μｍ　２．１×１００ｍｍ　Ｃｏｌｕｍｎ
分離法：ＨＩＬＩＣ
移動相：移動相Ａ：８０％アセトニトリル、０．２％ＴＥＡ水溶液、移動相Ｂ：３０％アセトニトリル、０．２％ＴＥＡ水溶液とし、下記グラジエントに従った。グラジエントは下記の時間に対応する混合比に到達する直線的なグラジエントとした。
開始条件：（Ａ９９．９０％、Ｂ０．１０％）、開始２分後：（Ａ９６．７０％、Ｂ３．３０％）、開始３．５分後：（Ａ９５．００％、Ｂ５．００％）、開始３．５５分後：（Ａ９９．９０％、Ｂ０．１０％）、開始６分後：（Ａ９９．９０％、Ｂ０．１０％）。
検出方法：ＥＬＳＤ（蒸発光散乱検出器）
流速：０．３ｍＬ／ｍｉｎ
温度：５５℃。
　＜参考例５＞糖液の粘度測定
　実施例１で得られた粘度は、糖液をデジタル回転粘度計　Ｖｉｓｃｏｍｅｔｅｒ　ＤＶ２Ｔ－ＬＶ（Ｂｒｏｏｋｆｉｅｌｄ）、各粘度に応じて適切なスピンドル（Ｂｒｏｏｋｆｉｅｌｄ）を用いて測定した。なお、スピンドルは、低粘度（５００ｃＰ未満）であればＬＶ－０２、中粘度（５００ｃＰ～２，０００ｃＰ）であればＬＶ－０３、高粘度（２，０００ｃＰ以上）であればはＬＶ－０４を用いた。まず、糖液６０ｍＬを５０ｍＬ遠沈管（コーニング）に入れ、スピンドルを浸し、指定条件（液温４０±２℃、６０ｒｐｍ）にて測定を行った。なお、測定時間は、２０秒毎に９点のポイントで測定し、その平均値を粘度とした。
　実施例３で得られた糖液の粘度は、糖液をデジタル回転粘度計ＶＩＳＣＯ－８９５（ＡＴＡＧＯ）、スピンドルＡ１（ＡＴＡＧＯ）を用いて測定した。まず、糖液１５ｍＬをビーカーＳ（ＡＴＡＧＯ）に入れ、スピンドルを浸し、指定条件（液温４０±２℃、１００ｒｐｍ、）にて測定を行った。なお、粘度はスピンドル１回転毎に１点測定され、測定時間１分間における最終５点の移動平均値を粘度とした。
　＜参考例６＞ヌッチェ試験
　減圧ろ過用プラスチックホルダーであるポリサルフォンホルダー（アドバンテック）を用い、サポートスクリーンとファンネルの間に適切な大きさに切断した市販のろ布（ＴＲ９Ｆ（中尾フィルター）、Ｔ２７３１Ｃ（敷島カンバス）、Ｐ８６６Ｃ（敷島カンバス）、ＰＰ４１２ＨＫ（中尾フィルター）またはＰ９１Ｃ（中尾フィルター））を挟み、参考例３で調製した糖液２０ｍＬをファンネル上部からろ布上に供給した。そして、ダイヤフラム型ドライ真空ポンプ　ＤＡＰ－１５（アルバック機工）で吸引ろ過を行い、得られたろ液を用い、ポータブル濁度計２１００Ｐ（ＨＡＣＨ）を用いて濁度測定を行った。
　＜参考例７＞Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来培養液の調製
　実施例１で調製したセルラーゼ組成物の原料であるＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来培養液は、以下の方法により調製した。
　（前培養）
　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉ　ＰＣ－３－７株（ＡＴＣＣ＃６６５８９）の胞子を１．０×１０７／ｍＬになるように生理食塩水で希釈し、その希釈胞子溶液１ｍＬを、５００ｍＬバッフル付きフラスコへ入れた、表１の組成の前培養培地１００ｍＬへ植菌し、振盪培養機にて２８℃、１２０ｒｐｍの条件にて７２時間培養を行った。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
　（本培養）
　パルプ（“Ａｒｂｏｃｅｌ”　Ｂ８００（レッテンマイヤー））をセルラーゼ誘導物質として本培養を行った。表２の組成の本培養培地１００ｍＬに、前培養液１０ｍＬを接種して深部培養を実施した。培養装置はマイクロジャーファーメンター　Ｂｉｏ－Ｊｒ．８（バイオット）を用い、２８℃、９００ｒｐｍ、通気量１００ｍＬ／ｍｉｎの培養条件にて、ｐＨ５に制御しながら９６時間培養した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000002
　（培養液の採取）
　培養開始９６時間後に１ｍＬ培養液を採取した。培養液を１５，０００×ｇ、４℃の条件下で１０分間遠心分離を行い、上清を得た。その上清を０．４５μｍのフィルターでろ過し、得られたろ液をＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来培養液とした。
　（タンパク質濃度の測定）
　得られたＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来培養液を、参考例１の方法でタンパク質濃度を測定した結果、タンパク質濃度は８．２ｇ／Ｌであった。
　＜参考例８＞Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液の調製
　実施例２で調製したセルラーゼ組成物の原料であるＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液は、以下の方法により調製した。
　（前培養）
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ　Ｃ１株（ＦＥＲＭ　Ｐ－１８５０８）を、５００ｍＬバッフル付きフラスコに入れた、表３の組成の前培養培地１００ｍＬに植菌し、振盪培養機にて２８℃、１２０ｒｐｍの条件にて７２時間培養した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000003
　（本培養）
　コーンハル粉砕物をセルラーゼ誘導物質として本培養を行った。国際公開第２０２１／２３５４１９号に記載の方法に従って調製した、レーザー回折・散乱法による測定方法で得られた体積基準の粒度分布において粒子径１１４．５μｍに相対粒子量ピークを有するコーンハル粉砕物を添加して調製した表２の組成の本培養培地１００ｍＬに、前培養液１０ｍＬを接種して深部培養を実施した。培養装置はマイクロジャーファーメンター　Ｂｉｏ－Ｊｒ．８（バイオット）を用い、３０℃、１０００ｒｐｍ、通気量１００ｍＬ／ｍｉｎの培養条件にて、ｐＨ４に制御しながら１９２時間培養した。
　（培養液の採取）
　本培養液を参考例７と同様の方法で遠心分離およびろ過処理して得られたろ液をＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液とした。
　＜参考例９＞Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液の調製
　実施例２で調製したセルラーゼ組成物の原料であるＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液は、セルラーゼ誘導物質としてラクトース（Ｍｕｌｌｉｎｓ）を使用した以外は、参考例８と同じ条件でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ　Ｃ１株（ＦＥＲＭ　Ｐ－１８５０８）を培養し、得られた培養液を参考例７と同様の方法で遠心分離およびろ過処理して得られたろ液をＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液とした。
　＜参考例１０＞Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液の調製
　実施例２で調製したセルラーゼ組成物の原料となるＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液は、以下の方法で調製した。
　（前培養）
　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉ　ＰＣ－３－７株（ＡＴＣＣ＃６６５８９）の胞子を、参考例７と同様に１０００ｍＬバッフル付きフラスコへ入れた、前培養培地２５０ｍＬへ植菌し、振盪培養機にて２８℃、１２０ｒｐｍの条件にて７２時間培養を行った。
　（本培養）
　国際公開第２０２１／２３５４１９号に記載の方法に従って調製した、レーザー回折・散乱法による測定方法で得られた体積基準の粒度分布において粒子径１１４．５μｍに相対粒子量ピークを有するコーンハル粉砕物を添加して調製した表２の組成の本培養培地１００ｍＬに、前培養液１０ｍＬを添加して深部培養を実施した。培養装置はマイクロジャーファーメンター　Ｂｉｏ－Ｊｒ．８（バイオット）を用い、３０℃、１０００ｒｐｍ、通気量１００ｍＬ／ｍｉｎの培養条件にて、ｐＨ４に制御しながら２４０時間培養した。
　また、本培養開始１０時間後から２４０時間まで、グルコースおよびセルロース誘導物質としてラクトースを含む表４の組成の液糖培地を１日につき２５０ｍＬずつ添加した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000004
　（培養液の採取）
　本培養液を参考例７と同様の方法で遠心分離およびろ過処理して得られたろ液をＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液とした。
　＜実施例１＞キャッサバ粕からの糖液の製造１
　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼであるアクレモニウムセルラーゼ（ＭｅｉｊｉＳｅｉｋａファルマ）と、参考例７で得られたＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼを表５のＡ～Ｇの通りにそれぞれ混合してセルラーゼ組成物を調製した。その際、セルロース含有バイオマス１ｇあたりに添加するセルラーゼ組成物に含まれるタンパク質量の合計が０．２ｍｇになるようにした。Ａ～Ｇの各条件で調製したセルラーゼ組成物を利用して、参考例３の条件でキャッサバ粕を加水分解することで糖液を得た。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000005
　得られた糖液に含まれるグルコース濃度を参考例４に従って測定した結果を表６に記す。いずれの条件のセルラーゼ組成物を使用した場合も、得られた糖液に含まれるグルコース濃度は同程度であった。
　得られた糖液の粘度を参考例５に従って測定した結果を表６に記す。Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物のみ（条件Ａ）、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物のみ（条件Ｂ）と比較し、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物からなるセルラーゼ組成物（条件Ｃ～Ｇ）を使用することにより、糖液の粘度が低減した。
　得られた糖液の濁度を参考例６に従って測定した結果を表６に記す。Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液のみ（条件Ｂ）では糖液の濁度は顕著に高く、一方で、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液（条件Ａ）、ならびに、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を混合して得られたセルラーゼ組成物（条件Ｃ～Ｇ）では、条件Ｂに対して糖液の濁度は大きく低減した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000006
　＜実施例２＞Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を用いたセルラーゼ組成物の調製
　参考例８に従ってＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液を、参考例９に従ってＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液を、さらには、参考例１０に従ってＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を各々調製した。参考例１で記載した手法を用い、各セルラーゼのタンパク質濃度を測定し、表９のＪ～Ｍの各条件の量比となるように混合することでセルラーゼ組成物を調製した。
　また、比較対象として、条件Ｈとして市販のＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ製剤であるアクレモニウムセルラーゼ（ＭｅｉｊｉＳｅｉｋａファルマ）のみを、条件ＩとしてＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液のみを設定した。Ｈ～Ｍの各条件で調製したセルラーゼ組成物の酵素活性を参考例２に従って測定した結果を表７に記す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000007
　＜実施例３＞キャッサバ粕からの糖液の製造２
　実施例２に記載のＨ～Ｍの各条件で調製したセルラーゼ組成物を利用して、参考例３の条件でキャッサバ粕を加水分解することで糖液を得た。その際、セルロース含有バイオマス１ｇあたりに添加するセルラーゼ組成物に含まれるタンパク質量の合計が０．４ｍｇになるようにした。
　得られた糖液に含まれるグルコース濃度を参考例４に従って測定した結果を表８に記す。いずれの条件のセルラーゼ組成物を使用した場合も、得られた糖液に含まれるグルコース濃度は同程度であった。
　得られた糖液の粘度を参考例５に従って測定した結果を表８に記す。Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液のみ（条件Ｉ）では糖液の粘度は顕著に高く、一方で、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液（条件Ｈ）、ならびに、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を混合して得られたセルラーゼ組成物（条件Ｊ～Ｍ）では、条件Ｉに対して糖液の粘度は大きく低減した。
　得られた糖液の濁度を参考例６に従って測定した結果を表８に記す。Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液のみ（条件Ｉ）ではろ過できず、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来培養液組成物のみ（条件Ｈ）では糖液の濁度は顕著に高かったが、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌培養液およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を混合して調製したセルラーゼ組成物（条件Ｊ～Ｍ）では、糖液の濁度は大きく低減した。また、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液またはＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を混合して調製したセルラーゼ組成物（条件Ｊ、Ｋ）での糖液の粘度と比較して、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌コーンハル培養液およびＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌ラクトース培養液の２種類とＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌培養液を混合して調製したセルラーゼ組成物（条件Ｌ、Ｍ）では、糖液の濁度はさらに低減した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000008

Claims (18)

  1. 　セルロースおよびデンプン含有バイオマスを、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素により酵素処理する工程から得られる、糖液。
  2. 　セルロースおよびデンプン含有バイオマスを水和処理する工程、および、前記工程の水和処理物をＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素により酵素処理する工程を含む工程から得られる、糖液。
  3. 　前記糖化酵素が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含む糖化酵素である、請求項１または２に記載の糖液。
  4. 　前記糖化酵素が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有する、請求項１または２に記載の糖液。
    （ａ）ガラクタンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
    （ｂ）ペクチンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
    （ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
  5. 　前記工程の糖化酵素処理物を固液分離する工程を含む、請求項１または２に記載の糖液。
  6. 　前記工程の糖化酵素処理物をフィルタープレスする工程を含む、請求項１または２に記載の糖液。
  7. 　前記セルロースおよびデンプン含有バイオマスがキャッサバ粕である、請求項１または２に記載の糖液。
  8. 　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有する、セルラーゼ組成物。
    （ａ）ガラクタンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
    （ｂ）ペクチンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
    （ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
  9. 　カルボキシメチルセルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり５～１５Ｕである、請求項８に記載のセルラーゼ組成物。
  10. 　キシランを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり１０～４５Ｕである、請求項８に記載のセルラーゼ組成物。
  11. 　前記Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌が、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ　ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓである、請求項８に記載のセルラーゼ組成物。
  12. 　Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌が、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ　ｒｅｅｓｅｉである、請求項８に記載のセルラーゼ組成物。
  13. 　以下の（ｉ）～（ｉｉｉ）の工程を含む、セルラーゼ組成物の製造方法。
    （ｉ）コーンハル粉砕物を主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養する工程
    （ｉｉ）ラクトースを主成分とするセルラーゼ誘導物質を含む培地でＴａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌を培養する工程
    （ｉｉｉ）（ｉ）および／または（ｉｉ）で得られた培養液ならびにＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を混合し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有するセルラーゼ組成物を調製する工程
    （ａ）ガラクタンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
    （ｂ）ペクチンを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
    （ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性が、タンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
  14. 　前記Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を得る工程として、Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌を培養する工程を含む、請求項１３に記載のセルラーゼ組成物の製造方法。
  15. 　セルロースおよびデンプン含有バイオマスを、Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来セルラーゼ組成物およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来セルラーゼ組成物を含有し、（ａ）～（ｃ）の酵素活性を有するセルラーゼ組成物により酵素処理する工程を含む、糖液の製造方法。
    （ａ）ガラクタンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～２０Ｕ
    （ｂ）ペクチンを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり２．５～４０Ｕ
    （ｃ）結晶セルロースを分解する酵素活性がタンパク質１ｍｇ当たり０．５～１．５Ｕ
  16. 　Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ属糸状菌由来タンパク質およびＴｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ属糸状菌由来タンパク質を含有する、セルロースおよびデンプン含有バイオマス由来糖液。
  17. 　請求項１または２に記載の糖液、請求項１５に記載の糖液の製造方法で得られる糖液、または、請求項１６に記載のセルロースおよびデンプン含有バイオマス由来糖液を発酵原料とする、化学品の製造方法。
  18. 　請求項１７に記載の方法により化学品を製造する工程、および、前記工程で得られた化学品を原料として航空燃料を製造する工程、を含む、航空燃料の製造方法。
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