VECTEUR DE CLONAGE D'INSERT A EXTREMITES FRANCHES
PERMETTANT LA SELECTION POSITIVE DES CLONES RECOMBINANTS,
METHODE DE CLONAGE DANS LEDIT VECTEUR, UTILISATION DUDIT
VECTEUR POUR L'EXPRESSION D'UN INSERT.
DOMAINE DE L'INVENTION
La présente invention concerne le domaine de l'ingénierie génétique. Plus particulièrement, la présente invention concerne un vecteur pour le clonage d'insert à extrémités franches permettant une sélection positive des clones recombinants. L'invention concerne également une méthode de clonage d'un insert dans ledit vecteur ainsi que l'usage de ce vecteur de clonage notamment pour exprimer un insert, par exemple à des fins de surproduction.
BRÈVE DESCRIPTION DE L'ART ANTÉRIEUR Les recherches dans le domaine des protéines doivent s'adapter à l'approche post-génomique par une évolution technologique, s'inscrivant dans un contexte de haut débit et de miniaturisation. Dans le domaine de l'ingénierie génétique, il existe différentes stratégies de clonage pour la surproduction de protéines recombinantes. Par exemple, une des stratégie de clonage connu consiste à utiliser la recombinaison spécifique de site du bactériophage λ (Gateway™) pour le clonage dans les vecteurs d'expression bactériens. Bien que l'étape de clonage soit très efficace et automatisable, cette stratégie suit une procédure assez classique qui consiste, dans un premier temps, à construire un vecteur d'expression, puis dans un deuxième temps à tester l'expression du gène d'intérêt. A l'inverse, une procédure qui permettrait de tester l'expression de ce gène, avant son clonage dans un vecteur, apporterait un gain de temps appréciable et une alternative intéressante pour optimiser les paramètres de son expression. En effet, dans le cas où plusieurs constructions d'un même gène seraient réalisées avec des tags différents fusionnés en 5' ou en 3' du gène par exemple, seul le clonage de la construction qui donnerait un niveau d'expression satisfaisant serait effectué. Cette dernière possibilité est offerte par les systèmes d'expression acellulaire. En effet, une protéine peut être produite dans ces
systèmes de couplage transcription-traduction in vitro à partir d'un produit PCR contenant tous les éléments nécessaires à l'expression du gène correspondant. Une telle stratégie est commercialisée par la Société Roche sous le nom de Rapid Translation System, ou RTS. Dans le système RTS actuel, la transcription est effectuée par l'ARN polymérase du phage T7 et la traduction par un lysat bactérien de type S30 amélioré. Les principales propriétés de ce système sont :
(i) l'automatisation complète du gène à la protéine en quelques heures;
(ii) aucun recours à l'utilisation d'une cellule vivante;
(iii) le système est totalement ouvert, ce qui autorise la manipulation directe des réactions de biosynthèse (Betton 2003).
La synthèse d'une protéine à l'aide du système RTS à partir d'un produit PCR contenant le gène cible sous le contrôle d'un promoteur T7, a été rendue possible grâce à l'addition d'un puissant inhibiteur des exonucléases, naturellement présentes dans le lysat d'origine bactérienne, qui augmente considérable- ment la durée de vie de la matrice d'ADN linéaire. Avec ce développement, toutes les techniques de PCR mutagèniques, utilisées en ingénierie des protéines (mutations dirigées ou aléatoires, échange de codons, insertion ou délétion, fusion de gène...) peuvent être employées et couplées à l'analyse directe des protéines produites in vitro. Cependant, une fois l'expression analysée, le produit PCR sélectionné doit être clone dans un vecteur plasmidique afin d'être stabilisé et de produire la protéine correspondante en grande quantité, soit in vivo dans une cellule bactérienne, soit in vitro dans une cellule d'échange du système RTS. A ce stade, il n'existe pas de solution rapide et simple pour cloner le produit PCR.
Le clonage de fragments d'ADN amplifiés par PCR est une technique très largement utilisée en génétique moléculaire. Les stratégies couramment employées sont : (i) le clonage par extrémités franches ou cohésives, (ii) le clonage TA, (iii) le clonage ligase indépendant, et plus récemment (iv) le clonage avec une topoisomérase immobilisée. Dans le cas de la surproduction d'une protéine, l'utilisation de la Taq polymérase n'est pas recommandée et par conséquent le clonage TA est donc exclu. Il existe de nombreux vecteurs pour les autres stratégies de clonage, mais la plupart d'entre eux possèdent des éléments régulateurs (promoteurs et terminateurs de transcription), alors que le produit PCR
à cloner en possède déjà lorsqu'il provient du système RTS. D'autre part, pour ces stratégies, le produit PCR doit comporter des bases additionnelles pour permettre le clonage, bases que ne comportent pas les produits PCR issus du système RTS. Des études antérieures ont montré que l'efficacité d'un clonage par extrémités franches pouvait être améliorée par digestion à l'aide d'enzyme de restriction appropriée pendant l'étape de ligature (Liu and Schwartz 1992). Cette méthode a notamment était mise en œuvre et commercialisée par Stratagene en utilisant une enzyme de restriction rare, St l (Costa et al. 1994 et Brevet américain n° 5,300,432 délivré le 5 avril 1994), ayant un site de reconnaissance à 8 bases qui génère des extrémités franches. Cependant, cette technique de clonage nécessite des vecteurs spéciaux et génère un bruit de fond non négligeable (de 20 à 40% des transformants ne possèdent pas le fragment PCR à cloner) qui impose une étape supplémentaire de criblage des transformants.
Une autre stratégie, indépendante de l'utilisation de l'enzyme de restriction Srf\, a été décrite afin de réduire le nombre de transformants qui ne possèdent pas le fragment PCR clone, ou faux-positifs (le bruit de fond), en utilisant le gène de sélection positive ccdB (Bernard et al. 1994; Bernard 1996). Ce gène (Ogura et Hiraga, 1983. PNAS 80 (15) : 4784-4788), en inhibant la gyrase, est toxique pour la bactérie, et les plasmides possédant une insertion qui inactive le gène ccαfβ sont positivement sélectionnés. Cette technique a été brevetée et commercialisée par Invitrogen sous forme d'un vecteur de clonage.
Il existe donc un besoin pour de nouvelles stratégies de clonage et de sélection de clones recombinants, particulièrement dans le cas de clonage de fragments d'ADN à extrémités franches, tel un produit PCR. La présente invention répond à ce besoin et à d'autres besoins comme cela sera apparent à une personne versée dans le domaine à la lecture de la présente description de l'invention.
RÉSUMÉ DE L'INVENTION La présente invention concerne un vecteur de clonage caractérisé en ce qu'il comprend au moins une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison, et un site d'enzyme de restriction localisé dans une région codante
essentielle de ladite séquence nucléotidique, ladite enzyme de restriction générant des extrémités franches et active dans des conditions de ligature.
La présente invention concerne aussi l'usage d'un vecteur de clonage et une méthode pour sélectionner positivement des clones recombinants. Plus spécifiquement, la présente invention a pour objet l'utilisation d'un vecteur de clonage pour sélectionner des clones recombinants, ledit vecteur comprenant : une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison et un site d'enzyme de restriction localisé dans une région codante essentielle de ladite séquence nucléotidique, ladite enzyme de restriction générant des extrémités franches et étant active dans des conditions de ligature.
La présente invention vise également une méthode de sélection de clones recombinants comprenant les étapes suivantes : a) insertion d'un polynucléotide cible dans un vecteur de clonage, ledit vecteur comprenant une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison, ladite séquence nucléotidique comprenant dans sa séquence codante un site d'enzyme de restriction, ladite enzyme de restriction générant des extrémités franches dans des conditions de digestion enzymatique et étant active dans des conditions de ligature; b) transformation de cellules sensibles à la protéine poison avec le vecteur obtenu en a); et c) sélection des clones recombinants qui survivent.
BRÈVE DESCRIPTION DES FIGURES
La Figure 1 montre les résultats d'amplification d'un gène d'intérêt par PCR et de l'expression de son produit protéique in vitro. La Figure 2 montre un schéma illustrant un vecteur selon un mode préféré de l'invention.
La Figure 3 montre une analyse par SDS-PAGE de l'expression d'un gène d'intérêt clone dans un vecteur selon la présente invention.
DESCRIPTION DÉTAILLÉE DE L'INVENTION La présente invention concerne un vecteur de clonage impliqué dans la sélection positive de clones recombinants. Ce vecteur permet le clonage d'un insert avec un bruit de fond, lié à des vecteurs sans insert, quasi nul voire nul.
Plus particulièrement, un premier aspect de l'invention vise un vecteur de clonage comprenant une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison. Par « protéine poison », on entend une protéine présentant une activité toxique et spécifique sur une ou plusieurs fonctions vitales d'une cellule hôte. La cellule hôte est alors dite sensible à la protéine poison. Dans le cadre de la présente invention, il sera également entendu que la séquence nucléotidique code préférablement pour la protéine poison CcdB (Control Cell Death)(Couturier et al. Trends in Microbiology, 1998. 269, Vol. 6 No 7). Outre cette protéine poison, le tableau suivant donne d'autres exemples de protéine poison ou toxine susceptible d'être utilisées dans le cadre de la présente invention.
Ledit vecteur de clonage comprend également un site d'enzyme de restriction localisé dans une région codante essentielle de ladite séquence nucléotidique afin de permettre l'insertion d'un polynucleotide cible. Le site de restriction permet le clivage de la séquence nucléotidique par une enzyme de restriction qui génère des extrémités franches, ladite enzyme de restriction étant particulièrement active dans des conditions de ligature. Les conditions dans lesquelles la ligature peut être effectuée repose sur les connaissances générales de l'Homme du métier, et ne seront donc pas décrits plus en détails. De préférence, l'enzyme de restriction est choisie dans le groupe des enzymes de restriction rares c'est-à-dire des enzymes dont la fréquence du site de reconnaissance est très faible. De préférence, l'enzyme de restriction est choisie parmi les enzymes dont la fréquence du site de restriction correspondant est inférieure ou égale à 1/50000 pb, plus particulièrement inférieure ou égale à 1/60000 pb et de préférence inférieure ou égale à 1/65000 pb. Le site d'enzyme de restriction localisé dans une région codante essentielle de la séquence nucléotidique peut être introduit dans ladite séquence ou de préférence présent naturellement. Le choix de l'enzyme de restriction, spécialement pour les enzymes n'appartenant pas aux enzymes de restriction rares, dépend aussi de la présence ou non du site de restriction correspondant dans le polynucleotide cible. Une enzyme dont le site de restriction est présent dans le polynucleotide cible ne sera pas utilisé. Par exemple, dans l'éventualité où la séquence nucléotidique code pour la protéine CcdB et provient du plasmide F de E. coli (GenBan accession number U51588), le site de restriction préférable- ment envisagé par la présente invention pour cloner un polynucleotide cible est le site rare Sri]. De manière inattendue, il a été remarqué que le site Srf\ correspond aux codons 28 et 29 du gène ccdB qui se situent dans une région codante essentielle, soit plus particulièrement dans la structure β (dans le 3
ème brin du feuillet unique) de la protéine CcdB (Loris et al. 1999). Toute modification dans cette structure secondaire, comme par exemple l'insertion d'un fragment nucléotidique, résulte en une inactivation insertionelle du gène ccdB et par conséquent, interfère avec la production de la protéine poison qui n'est plus fonctionnelle. Il a donc été avantageusement constaté par l'inventeur que l'utilisation combinée du site St l
pour le clonage de polynucléotides à bouts francs et du gène ccdB pour la sélection des clones recombinants correspondants offre un clonage et une sélection rapide et positive sans bruit de fond.
Pour des raisons de simplicité, la présente invention préfère utiliser un seul site de restriction pour le clonage d'un insert à bouts francs. Toutefois, la présence de deux sites ou plus, d'une même enzyme ou de différentes enzymes générant des extrémités franches et actives dans des conditions de ligature est incluse dans la portée de l'invention. L'utilisation de deux sites différents de restriction dont les enzymes correspondantes génèrent des extrémités franches après diges- tion enzymatique et sont actives dans des conditions de ligature est également incluse dans la portée de la présente invention. Outre l'enzyme St l, on peut citer l'enzyme de restriction Smal qui a été rapportée être potentiellement active dans des conditions de ligature (Liu & Schwartz, 1992). Comme mentionné précédemment, si la séquence nucléotidique codant pour une protéine poison en particulier ne possède pas un site de restriction au sens de la présente invention, un tel site peut être alors introduit dans ladite séquence nucléotidique par modification génétique. Les méthodes par lesquelles une telle modification peut être effectuée repose sur les connaissances générales d'une personne versée en la matière, et ne seront donc pas décrits plus en détails. Outre une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison, et un site d'enzyme de restriction localisé dans une région codante essentielle de ladite séquence nucléotidique, ladite enzyme de restriction générant des extrémités franches et active dans des conditions de ligature, le vecteur selon l'invention comprend au moins une origine de réplication autonome et un gène de résistance à un antibiotique. Dans le cadre de la présente invention, le polynucleotide cible possède des extrémités franches. Un tel polynucleotide peut être obtenu par une panoplie de méthodes connues de l'Homme du métier. Toutefois, la méthode privilégiée par la présente invention est la PCR. Étant donné que l'inventeur de la présente invention est particulièrement intéressé par le domaine de la surproduction de protéines recombinantes, le polynucleotide cible est preférablement une cassette d'expression codant pour un polypeptide d'intérêt, comme par exemple le gène RV2461c de M. tuberculosis et le gène ML0180 de M. leprea. Ledit polynucleotide
preférablement comprend en position 5' et position 3' respectivement, une séquence possédant une activité promotrice de transcription, tel le promoteur T7, et une séquence possédant une activité de terminaison de transcription, tel le terminateur T7. Au vu de ce qui précède, il est compris que la présente invention vise l'utilisation d'un vecteur permettant l'introduction et éventuellement l'expression du polynucleotide cible à transcrire dans une cellule hôte, telle que bactérie, ou dans un système in vitro, tel le RTS. Comme exemple de vecteurs, on peut citer les vecteurs plasmidiques, les vecteurs viraux, les vecteurs intégratifs et les vecteurs autosomaux. Plus particulièrement, un vecteur selon la présente invention est un vecteur autosomal qui est dénué de tout élément de régulation. Un tel vecteur est donc particulièrement adapté au clonage de cassette d'expression. Encore plus spécifiquement, un vecteur selon la présente invention est le plasmide pCRcam, pCRkan et pCRamp, portant respectivement les gènes de résistance au chloramphénicol (cat), à la kanamycine (aph) et à l'ampicilline (bla). Ces vecteurs ont été construits à partir du vecteur pDEST17 contenant le gène ccdB et commercialisé par la Société Invitrogen. Ces plasmides sont respectivement contenus dans les souches pCRcam/DB3.1 , pCRkan/DB3.1 et pCRamp/DB3.1 déposées à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (CNCM), 28 rue du Docteur Roux, 75724 PARIS Cedex 15 (France), le 20 mai 2003 sous les références I-3026, I-3025 et I-3027.
Selon un autre aspect, l'invention concerne une méthode de sélection de clones recombinants comprenant les étapes suivantes : a) insertion d'un polynucleotide cible dans un vecteur de clonage, ledit vecteur comprenant une séquence nucléotidique codant pour une protéine poison, ladite séquence nucléotidique comprenant dans sa séquence codante un site d'enzyme de restriction, ladite enzyme de restriction générant des extrémités franches et étant active dans des conditions de ligature; b) transformation de cellules sensibles à la protéine poison avec le vecteur obtenu en a); et c) sélection des clones recombinants qui survivent.
Selon un mode préféré de l'invention, l'étape a) d'insertion du polynucleotide est obtenue dans des conditions simultanées de digestion enzymatique et de ligature.
Ainsi, les cellules qui ont été transformées par un vecteur « intact », i.e. le vecteur ne contenant pas le polynucleotide cible, vont produire la toxine et donc mourir. En revanche, les cellules transformées par un vecteur recombinant, i.e. un vecteur possédant le polynucleotide cible seront viables. En effet, et tel que mentionné précédemment, l'insertion du polynucleotide cible dans le gène de la protéine poison aura pour effet d'inactiver la production de la toxine. Les cellules transformées selon la méthode de la présente invention peuvent être d'origine eucaryote ou procaryote. Comme exemple de cellules procaryotes, on peut citer toute souche d'E. coli couramment utilisée en laboratoire de biologie moléculaire telle que DH5α ou XLBIue par exemple. Les procédés employés pour introduire un vecteur tel que décrit précédemment dans une cellule hôte selon la présente invention reposent sur les connaissances générales de l'Homme du métier en matière de transfection ou transformation cellulaire, et ne seront donc pas décrits plus en détails.
Le vecteur selon l'invention peut être utilisé à de multiples fins. Par exemple, et comme mentionné précédemment, il peut être utilisé à des fins de sélection de clones recombinants ou de surproduction d'un polypeptide recombinant. Il peut aussi être utilisé pour le séquençage ou l'amplification d'une séquence nucléotidique d'intérêt, par exemple.
EXEMPLES Les exemples qui suivent servent à illustrer l'étendue de l'utilisation de la présente invention et non à limiter sa portée. Des modifications et variations peuvent y être effectuées sans que l'on échappe à l'esprit et à la portée de l'invention. Bien que l'on puisse utiliser d'autres méthodes ou produits équivalents à ceux que l'on retrouve ci-dessous pour tester ou réaliser la présente invention, le maté- riel et les méthodes préférés sont décrits.
Introduction
L'approche classique pour produire une protéine consiste à cloner le gène correspondant puis à exprimer la protéine in vitro ou in vivo. La présente invention s'inscrit dans le cadre d'une approche nouvelle qui est associée à un gain de temps. En effet, selon cette approche, seuls sont clones les gènes qui correspondent à des protéines exprimées.
Les étapes sont successivement : (1) les gènes et leurs séquences régulatrices sont amplifiés par PCR (2) les protéines sont exprimées in vitro (3) le taux d'expression in vitro des protéines est évalué par immunodétection des protéines transférées sur une membrane (Western) (4) l'unique cassette conduisant à l'expression la plus efficace est clonée dans un vecteur. L'étape (1) est triviale, l'étape (2) est réalisée au mieux avec le système (Rapid Translation System) RTS de Roche, l'étape (3) est standard.
La présente invention permet l'optimisation de l'étape (4) en utilisant un vecteur de clonage tel que décrit précédemment pour la reproduction fidèle de la cassette d'expression. Les atouts de ce vecteur sont : (a) bruit de fond lié à des vecteurs sans inserts quasi nul, voire nul : la cassette d'expression est preférablement insérée dans le gène ccdB, dont le produit, un inhibiteur de gyrase, est toxique pour la cellule hôte, (b) l'étape de clonage est très rapide : l'enzyme Srfl de restriction rare (site de reconnaissance à 8 paires de bases) est active dans le mélange de ligature, (c) une flexibilité du système liée à la diversité des séquences régulatrices utilisables : elles ne sont pas dans le vecteur, mais sont apportées avec la cassette d'expression.
Construction du vecteur pCRamp
Les éléments clés de ce vecteur sont l'origine de réplication du plasmide pBR322, le gène ccdB provenant du plasmide F de E. coli et le gène bla codant pour la résistance à l'ampicilline. Ces trois éléments sont compris, parmi d'autres éléments, dans le vecteur pDEST17 (Invitrogene). Le vecteur pDEST17 a donc été utilisé pour construire, en deux délétions successives, le vecteur pCRamp.
Un premier fragment de restriction de 3420 bp, obtenu par digestion des enzymes Tth Λ et BssHl (New England Biolabs) puis action de la nucléase de
haricot (Mung Bean nucléase, New England Biolabs), a été purifié, ligaturé par la ligase (Roche) et amplifié par transformation dans la souche DB3.1 (Invitrogene). A partir de cette construction intermédiaire, un second fragment de restriction de 2809 bp, obtenu par digestion des enzymes Sa/I et Hind\\\ (New England Biolabs) puis action de la nucléase de haricot comme ci-dessus, a été purifié, ligaturé et amplifié par transformation dans la souche DB3.1 pour donner le vecteur pCRamp.
Clonage et expression de ML0180 dans pCRamp Afin de tester l'efficacité du vecteur pCRamp, le gène cible ML0180 (Cole et al. 2001. Nature vol 409. p 1007) de Mycobacterium leprae a été choisi. Afin d'optimiser l'expression de ce gène, riche en bases GC, le système ProteoExpert de Roche a été utilisé pour définir des séquences d'initiation de traduction qui minimisent la présence de structure secondaire dans l'ARN messager. En effet, ces structures peuvent être assez stables pour inhiber l'étape d'initiation de traduction. Un ensemble de 10 mutants possédant des mutations silencieuses dans les 8 premiers codons, qui ne changent pas la séquence en acides aminés de la protéine, a été ainsi défini et les amorces PCR correspondantes, ci-après décrits, synthétisées : 1- amorces « sens » Primer M1:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTATTCATATGAATGTACCGAGTGCAC - 3' (SEQ ID O.-1)
Primer M2:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTATTCATATGAGTGTACCGAGTGC - 3' (SEQ ID NO:2)
Primer M3: 5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACATATTCATATGAGTGTACCGAGTGC - 3' (SEQ ID NO:3)
Primer M4:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACCTATTCATATGAATGTACCGAGTGCAC - 3' (SEQ ID NO:4)
Primer M5:
5" - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTACTCATATGAATGTACCGAGTGCAC - 3' (SEQ
ID NO:5)
Primer M6:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTACTCTTATGAATGTACCGAGTGCAC - 3' (SEQ
ID NO:6)
Primer M7:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACCTATTCATATGAGTGTACCGAGTGC - 3' (SEQ ID NO:7)
Primer M8: 5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTATTCATACGAGTGTACCGA - 3' (SEQ ID N0:8)
Primer M9:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACTTATTCATACGAATGTACCGAGTGCAC - 3" (SEQ ID NO:9)
Primer M 10:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCAACATATTCATACGAGTGTACCGA - 3' (SEQ ID
NO:10)
Primer WT5:
5' - CTTTAAGAAGGAGATATACCATGCCGACCTACAGCTA - 3' (SEQ ID N0:11)
2- Amorce « antisens » Primer WT3: 5' - TGATGATGAGAACCCCCCCCGCTCGGAGCGGT - 3' (SEQ ID NO: 12)
A l'aide de ces amorces, une première PCR a été réalisée pour amplifier le gène ML0180 à partir du plasmide pLEP145Bι2 (fourni par Nadine Honoré, Unité de Génétique Moléculaire Bactérienne) qui contient la région du génome de M. leprae correspondant à ce gène (PCR1 , Figure 1). Puis une deuxième PCR a été effectuée pour fusionner un promoteur T7 en 5' et une séquence Hisβ-tag ainsi qu'un terminateur T7 en 3' du gène. Cette seconde PCR a été réalisée à l'aide du kit Linear Template Génération Set de la Société Roche qui permet de construire
une cassette d'expression par PCR d'assemblage (overlap extension) sur les régions d'hybridation spécifique introduites dans les oligonucléotides de la première PCR1 (PCR2, Figure 1). La production in vitro de protéine à partir de ces 11 produits PCR2 (les 10 mutants plus le gène sauvage) a été testée à l'aide du kit RTS100 de Roche après électrophorèse sur gel de polyacrylamide en conditions dénaturantes (SDS-PAGE), transfert sur membrane de nitrocellulose et immuno- détection par un anticorps ant-His6 tag (Figure 1). L'ensemble de ces expériences qui dure moins d'une dizaine d'heures permet de passer de l'ADN à la protéine en une journée de travail. L'analyse visuelle des protéines ainsi produites in vitro montre clairement que les mutations silencieuses introduites par la construction N°3 permettent d'obtenir le meilleur niveau d'expression du gène ML0180. A ce stade de la stratégie de production, cette construction plasmidique a été conservée afin de produire la protéine dans un système bactérien. Cette étape a été réalisée à l'aide du vecteur pCRamp précédemment décrit.
Clonage des produits PCR2 WT et N°3 dans pCRamp 1 μl de pCRamp ouvert par SiH 5 μl de produit PCR2 purifié sur gel
- 1 μl de Tampon 10X de ligature (Tris-HCI 660 mM, MgCI2 50 mM, DTT 50 mM, ATP 10 mM, pH 7.5)
- 0,5 μl ATP 10 mM
1 μl de ligase à 5 U/μl (T4 DNA ligase Roche)
- 1 μl de Srf\ à 2,5 U/μl (Stratagene)
Ce mélange, laissé sur la paillasse pendant 30 minutes, puis chauffé 10 minutes à 65°C, est ensuite utilisé pour transformer la souche DH5α. Les clones transformants sont sélectionnés en milieu gélose contenant 100 μg/ml d'ampicilline à 37°C une nuit. Le lendemain, les transformants sont réisolés et analysés par restriction pour tester la présence d'un insert. Cette expérience, qui a été reproduite 3 fois sur 25 transformants indépendants, montre systématique- ment la présence d'un insert, correspondant au produit PCR2. Dans ce type de clonage à extrémités franches, l'insertion du produit PCR2 n'est pas directionnelle et celui-ci peut adopter les deux orientations dans le vecteur pCRamp (Figure 2).
Afin de tester l'influence possible de l'orientation sur la production in vivo de la protéine ML0180, deux transformants issus de chaque clonage (WT et N°3) possédant des orientations différentes (notées avec indice 1 ou 2) ont été utilisés pour transformer la souche E coli BL21(DE3) qui permet l'expression des gènes sous le contrôle d'un promoteur T7 (Figure 3). Comme le montre clairement l'analyse par SDS-PAGE, la condition sauvage (WT) ne permet pas la production d'une protéine quelle que soit l'orientation du produit PCR2 dans pCRamp, alors que la construction N°3 le permet. Une comparaison des niveaux d'expression à partir du clonage de ML0180 dans les vecteurs pIVEX (Roche) qui permet la fusion d'une séquence polyhistidine (His6-tag) à l'extrémité N-terminale des protéines a été réalisée avec les gènes provenant des PCR2 WT et N°3 (Figure 3). Dans ce cas, la séquence d'initiation de traduction, qui est apportée par le vecteur et non par le gène, donne une bonne expression dans la bactérie contrairement à la construction dans laquelle le gène sauvage possède une séquence polyhistidine fusionnée en C-terminale.
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