RU2422832C1 - Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen - Google Patents
Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen Download PDFInfo
- Publication number
- RU2422832C1 RU2422832C1 RU2010102300/15A RU2010102300A RU2422832C1 RU 2422832 C1 RU2422832 C1 RU 2422832C1 RU 2010102300/15 A RU2010102300/15 A RU 2010102300/15A RU 2010102300 A RU2010102300 A RU 2010102300A RU 2422832 C1 RU2422832 C1 RU 2422832C1
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- histoplasmosis
- diagnosticum
- coccidioidomycosis
- red blood
- antigen
- Prior art date
Links
Landscapes
- Peptides Or Proteins (AREA)
Abstract
Description
Изобретение относится к медицинской микробиологии, а именно к производству диагностикумов, используемых для выявления антител к возбудителям гистоплазмоза и кокцидиоидомикоза в реакции непрямой гемагглютинации.The invention relates to medical microbiology, in particular to the production of diagnosticums used to detect antibodies to pathogens of histoplasmosis and coccidioidomycosis in an indirect hemagglutination reaction.
Для определения антител к возбудителям особо опасных микозов известны диагностикумы, приготовленные с применением бараньих эритроцитов, обработанных танином [1, 4], с последующей конъюгацией их с полисахаридным антигенным комплексом, выделенным из клеток микромицетов бета-нафтольным методом [2].To determine antibodies to pathogens of especially dangerous mycoses, diagnosticums are known that were prepared using mutton erythrocytes treated with tannin [1, 4], followed by conjugation of them with a polysaccharide antigenic complex isolated from micromycete cells using the beta-naphthol method [2].
1. Наиболее близким аналогом является препарат, описанный в статье Липницкого А.В. с соавт. [1] (прототип).1. The closest analogue is the drug described in the article A. Lipnitsky et al. [1] (prototype).
Однако известные препараты отличает относительно низкая стабильность, недостаточная воспроизводимость способа приготовления диагностикума, а также трудоемкость и длительность процесса выделения антигенов из клеточной массы грибов - возбудителей особо опасных микозов [2].However, the known preparations are distinguished by relatively low stability, insufficient reproducibility of the diagnosticum preparation method, as well as the complexity and duration of the process of isolating antigens from the cell mass of fungi - causative agents of especially dangerous mycoses [2].
На сегодняшний день остается актуальным создание высокочувствительных эритроцитарных диагностикумов, пригодных для применения в условиях чрезвычайных ситуаций.Today, the creation of highly sensitive erythrocyte diagnostic kits suitable for use in emergency situations remains relevant.
Цель изобретения - выделение антигенного комплекса, не требующего дополнительных этапов очистки, общего для возбудителей кокцидиоидомикоза и гистоплазмоза, и создание на его основе антигенного эритроцитарного диагностикума, характеризующегося стабильностью и воспроизводимостью получаемых результатов.The purpose of the invention is the selection of an antigenic complex that does not require additional purification steps common to causative agents of coccidioidomycosis and histoplasmosis, and the creation of an antigenic erythrocytic diagnosticum based on it, characterized by stability and reproducibility of the results.
Поставленная цель достигается за счет использования в качестве сенситина не полисахаридных антигенов, экстрагированных из клеточной массы грибов (см. прототип), а экстрацеллюлярного комплекса, общего для возбудителей кокцидиоидомикоза и гистоплазмоза, способ выделения которого и сенсибилизация им эритроцитов характеризуются тем, что для оптимального образования и выделения экстрацеллюлярных антигенов культуру H.capsulatum G185 Р в мицелиальной фазе роста культивируют на синтетической безбелковой солевой среде Смита при температуре 28°С в течение 3 месяцев, после чего биомассу отделяют фильтрованием через ватно-марлевые фильтры и стерилизуют через мембранные фильтры, осуществляют контроль стерильности, а затем осаждают находящиеся в среде культивирования антигены охлажденным до -20°С двух-трехкратным объемом ацетона; полученный осадок отделяют центрифугированием при 8000 g в течение 15 мин, дважды отмывают при тех же соотношениях новыми порциями охлажденного ацетона и высушивают при 37°С, определяют оптимальную сенсибилизирующую дозу выделенного антигена и используют последний при получении эритроцитарного диагностикума.The goal is achieved by using not polysaccharide antigens extracted from the cell mass of fungi as a sensitin (see prototype), but an extracellular complex common for causative agents of coccidioidomycosis and histoplasmosis, the method of isolation of which and erythrocyte sensitization are characterized by the fact that for optimal formation and extraction of extracellular antigens a culture of H. capsulatum G185 P in the mycelial phase of growth is cultivated on Smith synthetic protein-free salt medium at a temperature of 28 ° C in t 3 months, after which the biomass is separated by filtration through cotton-gauze filters and sterilized through membrane filters, sterility is monitored, and then the antigens in the culture medium are precipitated with a two-three-fold volume of acetone cooled to -20 ° C; the precipitate obtained is separated by centrifugation at 8000 g for 15 min, washed twice with the same proportions in new portions of chilled acetone and dried at 37 ° C, the optimal sensitizing dose of the isolated antigen is determined and the latter is used to obtain an erythrocytic diagnosticum.
Полученный антиген не требует лиофилизации, относительно легко поддается точному дозированию, не содержит остатков дезинфицирующих средств, длительно хранится без потери серологической активности и обеспечивает высокую воспроизводимость метода. Таким образом, единовременно приготовленный в достаточном количестве экстрацеллюлярный антигенный комплекс может обеспечить получение стандартного диагностикума со стабильными свойствами в течение ряда лет.The resulting antigen does not require lyophilization, it is relatively easy to accurately dose, does not contain disinfectant residues, is stored for a long time without loss of serological activity and ensures high reproducibility of the method. Thus, an extracellular antigenic complex prepared in sufficient quantities at one time can provide a standard diagnosticum with stable properties for several years.
В качестве жидкой питательной среды культивирования используют синтетическую солевую среду Смита [3]. Такой бульон не содержит в своем составе белково-пептонных компонентов питательной среды, что позволяет получить экстрацеллюлярный антиген для его дальнейшего использования без дополнительных этапов очистки. Сухой антиген для сенсибилизации растворяют в 0,01 М фосфатно-буферном растворе, рН 5,9. Коньюгацию проводят на водяной бане при температуре 45°С в течение 2-2,5 ч при постоянном перемешивании. Фиксацию осуществляют добавлением 1 об.% формалина с дополнительной инкубацией при тех же условиях в течение 30 мин. Данные параметры оптимизируют сенсибилизацию эритроцитов, улучшают качество препарата и, в конечном итоге, повышают чувствительность РИГА.As a liquid culture nutrient medium, Smith's synthetic salt medium is used [3]. Such a broth does not contain protein-peptone components of the nutrient medium, which allows one to obtain extracellular antigen for its further use without additional purification steps. The dry antigen for sensitization is dissolved in 0.01 M phosphate-buffered saline, pH 5.9. Conjugation is carried out in a water bath at a temperature of 45 ° C for 2-2.5 hours with constant stirring. Fixation is carried out by adding 1 vol.% Formalin with additional incubation under the same conditions for 30 minutes These parameters optimize the sensitization of red blood cells, improve the quality of the drug and, ultimately, increase the sensitivity of RIGA.
Способ иллюстрируется следующими примерами.The method is illustrated by the following examples.
Пример 1. Выделение антигенного комплекса из культурального фильтрата H.capsulatum G185P. Культивирование штамма проводят в синтетической солевой среде Смита, приготовленной по следующей прописи:Example 1. The selection of the antigenic complex from the culture filtrate of H.capsulatum G185P. The cultivation of the strain is carried out in a synthetic salt medium Smith, prepared according to the following recipe:
Среду стерилизуют в автоклаве при 120°С в течение 15 минут.The medium is sterilized in an autoclave at 120 ° C for 15 minutes.
Приготовленную среду разливают по 600-800 мл в бактериологические матрацы, куда вносят культуру H.capsulatum G185P в мицелиальной фазе роста 5 мл в концентрации 5-10×106 м.т./мл по оптическому стандарту мутности ГИСК им Л.А.Тарасевича. Матрацы в горизонтальном положении инкубируют в термостате при 26-28°С в течение 3 месяцев. Биомассу отделяют от среды методом фильтрования через ватно-марлевый и мембранный стерилизующий фильтры. После проведения контроля стерильности комплекс антигенов осаждают из фильтрата путем добавления к последнему 2-3 объемов охлажденного до -20°С ацетона. Осадок отделяют центрифугированием при 8000 g в течение 15 мин, дважды отмывают новыми порциями охлажденного ацетона и высушивают в термостате при 37°С.The prepared medium is poured into 600-800 ml into bacteriological mattresses, where a culture of H. capsulatum G185P is introduced in the mycelial growth phase of 5 ml at a concentration of 5-10 × 10 6 mt / ml according to the optical turbidity standard of GISK named after L. A. Tarasevich . Mattresses in a horizontal position are incubated in a thermostat at 26-28 ° C for 3 months. Biomass is separated from the medium by filtration through a cotton-gauze and membrane sterilizing filters. After the sterility control, the complex of antigens is precipitated from the filtrate by adding to the last 2-3 volumes of acetone chilled to -20 ° C. The precipitate was separated by centrifugation at 8000 g for 15 minutes, washed twice with new portions of chilled acetone and dried in an oven at 37 ° C.
Полученный сухой антигенный комплекс используют при определении оптимальной сенсибилизирующей дозы антигена и получения диагностикума.The obtained dry antigenic complex is used in determining the optimal sensitizing dose of antigen and obtaining a diagnosticum.
Пример 2. Приготовление диагностикума эритроцитарного гистоплазмозного антигенного. Определение оптимальной сенсибилизирующей дозы антигенного комплекса.Example 2. Preparation of a diagnosticum of erythrocytic histoplasmosis antigenic. Determination of the optimal sensitizing dose of the antigenic complex.
Определение оптимальной сенсибилизирующей дозы антигенного комплекса проводят с использованием формалинизированных танизированных эритроцитов барана. Осадок, полученный из 5 мл 2,5% взвеси эритроцитов, суспендируют в таком же объеме 0,01 М фосфатно-буферного раствора, рН 5,9, в который добавлены навески 50, 100, 200, 400 мкг/мл сухого антигенного комплекса соответственно. Коньюгацию проводят на водяной бане при температуре 45°С в течение 2-2,5 ч при постоянном перемешивании. Фиксацию осуществляют добавлением 1 об.% формалина с дополнительной инкубацией при тех же условиях в течение 30 мин. После трехкратного отмывания эритроциты доводят до концентрации 2,5 об.% в 0,15 М растворе хлористого натрия, рН 7,2, и используют в реакции непрямой гемагглютинации. Оптимальная сенсибилизирующая доза составила 100 мкг/мл, которая обусловливала чувствительность РИГА с контрольной гистоплазмозной сывороткой серии 2-1 в титрах 1:20480 с четкими отрицательными контролями.Determination of the optimal sensitizing dose of the antigenic complex is carried out using formalized, tanized sheep erythrocytes. The precipitate obtained from 5 ml of a 2.5% suspension of red blood cells is suspended in the same volume of 0.01 M phosphate-buffered solution, pH 5.9, to which weighed portions of 50, 100, 200, 400 μg / ml of dry antigenic complex, respectively . Conjugation is carried out in a water bath at a temperature of 45 ° C for 2-2.5 hours with constant stirring. Fixation is carried out by adding 1 vol.% Formalin with additional incubation under the same conditions for 30 minutes After washing three times, the red blood cells are brought to a concentration of 2.5 vol.% In a 0.15 M sodium chloride solution, pH 7.2, and used in the indirect hemagglutination reaction. The optimal sensitizing dose was 100 μg / ml, which determined the sensitivity of RIGA with control histoplasmosis serum series 2-1 in titers 1: 20480 with clear negative controls.
Приготовление рабочих серий диагностикума проводят по вышеописанной методике при больших объемах реагентов. При этом оптимальную сенсибилизирующую дозу увеличивают в 2 раза (до 200 мкг/мл). Полученный диагностикум расфасовывают в ампулы в виде суспензии 10 об.% в протективной среде высушивания и подвергают лиофилизации.The preparation of the working series of the diagnosticum is carried out according to the above method with large volumes of reagents. In this case, the optimal sensitizing dose is increased by 2 times (up to 200 μg / ml). The resulting diagnosticum is packaged in ampoules in the form of a suspension of 10 vol.% In a protective drying medium and lyophilized.
Пример 3. Определение специфической активности диагностикумаExample 3. Determination of the specific activity of the diagnosticum
Гистоплазмозные и кокцидиоидомикозные козьи иммунные сыворотки получали путем многоцикловой иммунизации продуцентов. Антигенами для иммунизации служили обеззараженные клетки мицелиальной фазы возбудителей H.capsulatum и C.immitis. При постановке РИГА сыворотки разводили 1:10 0,15 М раствором натрия хлорида, титровали двукратным шагом в объеме 0,4 мл в 1 об.% НКС и вносили одну каплю 2,5 об.% взвеси диагностикума. Полученные результаты представлены в таблице 1.Histoplasmosis and coccidioidomycosis goat immune sera were obtained by multi-cycle immunization of producers. Disinfected cells of the mycelial phase of the pathogens H. capsulatum and C. immitis served as immunization antigens. When setting RIGA, the serum was diluted 1:10 with a 0.15 M sodium chloride solution, titrated twice in a volume of 0.4 ml in 1 vol.% NKS and one drop of 2.5 vol.% Suspension of diagnosticum was introduced. The results are presented in table 1.
Данные таблицы свидетельствуют о возможности применения диагностикума для определения уровня антител в иммунных сыворотках как к возбудителю гистоплазмоза (в титре до 1:40960), так и к возбудителю кокцидиоидомикоза (при некотором снижении титра).The data in the table indicate the possibility of using a diagnosticum to determine the level of antibodies in immune sera both to the causative agent of histoplasmosis (in titer up to 1: 40960) and to the causative agent of coccidioidomycosis (with some decrease in titer).
Пример 4. Определение специфичности диагностикумаExample 4. Determination of the specificity of the diagnosticum
Для оценки специфичности были использованы иммунные сыворотки лабораторных животных (баранов, козлов, лошади), содержащие антитела к возбудителям сапа, мелиоидоза, чумы, а также сыворотки людей, больных микотическими инфекциями (кандидозом или инвазивным аспергиллезом), и нормальная сыворотка человека.To assess specificity, we used immune sera from laboratory animals (rams, goats, horses) containing antibodies to glanders, melioidosis, plague, and the serum of people with mycotic infections (candidiasis or invasive aspergillosis) and normal human serum.
Гетерологичные сыворотки разводили 1:10 с помощью 0,15 М раствора натрия хлорида, титровали двукратным шагом в объеме 0,4 мл и использовали для постановки РИГА в макроварианте. Полученные результаты представлены в таблице 2 и свидетельствуют о том, что диагностикум, изготовленный по предложенному способу, способен выявлять группоспецифические антитела к возбудителям гистоплазмоза и кокцидиоидомикоза в титре от 1:160 и выше. Титры с более высокой концентрацией до 1:80 обусловлены перекрестно реагирующими антителами к гетерологичным антигенам, не имеющим диагностического значения.Heterologous sera were diluted 1:10 with a 0.15 M sodium chloride solution, titrated in two steps in a volume of 0.4 ml and used to form RIGA in the macro variant. The results are presented in table 2 and indicate that the diagnosticum manufactured by the proposed method is able to detect group-specific antibodies to pathogens of histoplasmosis and coccidioidomycosis in a titer of 1: 160 and above. Titers with a higher concentration up to 1:80 are due to cross-reacting antibodies to heterologous antigens that have no diagnostic value.
Источники информацииInformation sources
1. Липницкий А.В., Валькова Е.Р., Вальков Б.Г. Разработка и применение реакции пассивной гемагглютинации и реакции нейтрализации антител при глубоких микозах. / Диагностика особо опасных инфекций. - Ростов на Дону. - 1968. - С.54-57 (прототип).1. Lipnitsky A.V., Valkova E.R., Valkov B.G. Development and application of the reaction of passive hemagglutination and the reaction of neutralization of antibodies in deep mycoses. Diagnosis of especially dangerous infections. - Rostov on the Don. - 1968. - P.54-57 (prototype).
2. Дроздов А.И. Методы выделения антигенов из патогенных грибов (Методическое пособие). - Ленинград, 1971, 33 с.2. Drozdov A.I. Methods for the isolation of antigens from pathogenic fungi (Toolkit). - Leningrad, 1971, 33 p.
3. Smith CD. Nutritional factors that are requaired for the grows and sporulation of Histoplasma capsulatum. / In ′Histoplasmosis′. Proceeding of the Suond national conference / Ed. By A. Balows. - Springfild. - 1971. - P.64-70.3. Smith CD. Nutritional factors that are requaired for the grows and sporulation of Histoplasma capsulatum. / In ′ Histoplasmosis ′. Proceeding of the Suond national conference / Ed. By A. Balows. - Springfild. - 1971. - P.64-70.
4. Валькова E.P., Липницкий A.B. Серологические показатели при экспериментальных глубоких микозах. // Ж. микробиол. эпидемиол. иммунобиол. - 1970. - №12. - С.55-59.4. Valkova E.P., Lipnitsky A.B. Serological parameters in experimental deep mycoses. // J. Microbiol. epidemiol. immunobiol. - 1970. - No. 12. - S. 55-59.
Claims (2)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2010102300/15A RU2422832C1 (en) | 2010-01-25 | 2010-01-25 | Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2010102300/15A RU2422832C1 (en) | 2010-01-25 | 2010-01-25 | Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
RU2422832C1 true RU2422832C1 (en) | 2011-06-27 |
Family
ID=44739363
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
RU2010102300/15A RU2422832C1 (en) | 2010-01-25 | 2010-01-25 | Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
RU (1) | RU2422832C1 (en) |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2704278C1 (en) * | 2019-01-28 | 2019-10-25 | Федеральное казенное учреждение здравоохранения "Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт" Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека | Nutrient medium for producing yeast cells of histoplasma capsulatum dimorphic fungus |
-
2010
- 2010-01-25 RU RU2010102300/15A patent/RU2422832C1/en not_active IP Right Cessation
Non-Patent Citations (1)
Title |
---|
KHANSARI N., SEGRE D. SEGRE M.,DIAGNOSIS OF HISTOPLASMOSIS BY AN ANTIGLOBULIN HEMAGGLUTINATION TEST, AM. J. VET. RES., 1982, v.43, №12, pp.2279-2283. * |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2704278C1 (en) * | 2019-01-28 | 2019-10-25 | Федеральное казенное учреждение здравоохранения "Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт" Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека | Nutrient medium for producing yeast cells of histoplasma capsulatum dimorphic fungus |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
CN104258386B (en) | A kind of mink viral enteritis inactivated vaccine-canine distemper live vaccine combination | |
CN109954135B (en) | Inactivated toxoid vaccine of clostridium perfringens type A cattle and preparation method thereof | |
Leonard et al. | A method for the production of staphylococcus toxin and toxoid | |
RU2422832C1 (en) | Method of producing erythrocytic diagnostic histoplasmosis and coccidiodomycosis antigen | |
RU2549434C2 (en) | Method for making brucellosis diagnostic serum | |
RU2361610C1 (en) | Way of reception of brucellous antigen from strain brucella abortus 19 for manufacturing of uniform brucellous antigen for aa (agglutination assay), cfr (complement fixation reaction) and lcfr (long-term complement fixation reaction), brucellous antigen for rose bengal assay (rba) and brucellous antigen for ring test (rt) with milk, way of manufacturing of brucellous diagnostic serum and diagnostic sets | |
CN109395099A (en) | A method of improving tuberculin BCG-PPD skin test stability of diagnostic reagent | |
Khan et al. | Biomass production of Pasteurella multocida using biofermenter | |
RU2432174C1 (en) | Method for producing colibacillosis anatoxin | |
RU2388489C1 (en) | Method for preparing vaccine associated against pseudomonosis and enterococcus infection of nutrias | |
CN107677818A (en) | PPA ELISA detection kits of PCR assay for detection of Streptococcus suis serotype 9 antibody and preparation method thereof | |
CN106967651A (en) | A kind of chicken virus mycoplasma culture medium and preparation method thereof | |
RU2538158C1 (en) | Method of production of vaccine associated against colibacillosis, streptococcosis and staphylococcosis of cattle | |
RU2539827C1 (en) | Method of obtaining of brucellous l-antigen | |
Ormsbee et al. | A comparison of some biologic characteristics of isolates of the Legionnaires' disease bacterium | |
RU2288002C1 (en) | Method for preparing vaccine against enterococcus infection in nutrias | |
RU2540902C1 (en) | Method for preparing erythrocytic diagnostic antigen for detecting actinobacillus mallei and melioidosis antigen antibodies | |
US2268955A (en) | Bacterial product and bacteria strain and process of producing the same | |
Li et al. | A capsular polysaccharide-expressing live vaccine suppresses streptococcal toxic shock-like syndrome and provides sequence type-independent protection during Streptococcus suis infection | |
RU2416429C2 (en) | Method for producing antigen preparation of l-brucellas | |
RU2158133C2 (en) | Method for producing antigen for performing salmonella carriage diagnosis in hens | |
RU2613901C1 (en) | Production method of brucellar monospecific serum anti-melitensis | |
RU2650863C1 (en) | Cardiovascular nutritive medium for diagnosis of infection in blood circular and method of its obtaining | |
UA136416U (en) | EXPRESS DIAGNOSIS OF BASE OF BASAL WHEAT BACTERIOSIS PSEUDOMONAS SYRINGAE PV. ATROFACIENS | |
RU2449290C2 (en) | Method of obtaining erythrocytic antigenic diagnosticum |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
MM4A | The patent is invalid due to non-payment of fees |
Effective date: 20120126 |