MX2012012250A

MX2012012250A - Sistemas, aparatos, y metodos para extraer lipidos no polares de una lechada acuosa de algas y lipidos producidos de la misma.

Info

Publication number: MX2012012250A
Application number: MX2012012250A
Authority: MX
Inventors: Nicholas D Eckelberry; Michael Philip Green; Scott Alexander Fraser
Original assignee: Originoil Inc
Priority date: 2010-10-18
Filing date: 2010-10-19
Publication date: 2013-03-05
Also published as: US20150307809A1; WO2011133181A1; EP2561049A1; US20130211113A1; EP2561049A4; US9085745B2

Abstract

Se logran métodos, sistemas, y aparatos para extraer lípidos no polares de microalgas utilizando un dispositivo de extracción de lípidos que tiene un ánodo y un cátodo que forma un canal y define una trayectoria de flujo de fluido a través del cual pasa una lechada acuosa. Se aplica una fuerza electromotriz a través del canal a una distancia de separación en un rango de 0.5 mm a 200 mm para provocar que los lípidos no polares se liberen de las células de algas. Los lípidos no polares se pueden extraer a una tasa de rendimiento alta y con concentraciones bajas de lípidos polares tales como fosfolípidos y clorofila.

Description

SISTEMAS, APARATOS, Y MÉTODOS PAPA EXTRAER LÍPIDOS NO POLARES DE UNA LECHADA ACUOSA DE ALGAS Y LÍPIDOS PRODUCIDOS DE LA MISMA CAMPO DE LA INVENCIÓN La invención se refiere a campos de energía y microbiología. En particular, la invención se refiere a sistemas, aparatos y métodos para cosechar masa celular y escombros así como productos intracelulares de células de algas los cuales se pueden utilizar como un sustituto de los derivados de combustibles fósiles en diferentes tipos de fabricación de productos .

ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN Los productos intracelulares de microorganismos prometen ser un sustituto parcial o completo de los derivados de combustibles fósiles u otros químicos que se utilizan en la fabricación de productos tales como farmacéuticos, cosméticos, productos industriales, biocombustibles , aceites sintéticos, alimentos para animales, y fertilizantes. Sin embargo, para que estos sustitutos se vuelvan viables, los métodos para obtener y procesar tales productos intracelulares deben ser eficientes y rentables con el fin de ser competitivos con los costos de refinamiento asociados con los derivados de combustibles fósiles. Los métodos de extracción actuales que se utilizan para cosechar productos intracelulares para su uso como sustitutos de combustibles fósiles son laboriosos y producen ganancias bajas de energía neta, haciéndolos inviables para las demandas de energía alternativa de hoy en día. Tales métodos pueden producir un volumen importante de carbón, exacerbando el calentamiento global y otros problemas ambientales. Estos métodos, cuando se escalan adicionalmente, producen una pérdida de eficiencia aún mayor debido a la degradación de componentes intracelulares valiosos y requieren mayor energía o entradas químicas que lo que es financieramente factible en la actualidad de una cosecha de microorganismos. Por ejemplo, el costo por galón de biocombustibles de microorganismos es aproximadamente en la actualidad desse sobre el costo del combustible fósil. La recuperación de sus si es o productos de partículas intracelulares La recuperación de sustancias o productos de partículas intracelulares de microorganismos requiere la disrupción o lisis de la transmembrana de la célula. Todas las células vivas, procariotas, tienen una transmembrana de plasma que encierra sus contenidos internos y sirve como una barrera semi porosa para el entorno exterior. La membrana actúa como una frontera, manteniendo los constituyentes de la célula juntos, y mantiene que no entren las sustancias extranjeras. De acuerdo con la teoría actual aceptada conocida como el modelo de mosaico de fluido (S.J. Singer y G. Nicolson 1972), la membrana de plasma está compuesta de una capa doble (bi-capa) de lípidos, una sustancia aceitosa o cerosa encontrada en todas las células. La mayoría de los lípidos en la bicapa se pueden describir con mayor precisión como fosfolípidos, esto es, lípidos que presentan un grupo de fosfato en un extremo de cada molécula.

Dentro de la bicapa de fosfolípidos de la membrana de plasma, muchas proteínas diversas, útiles están incrustadas mientras que otros tipos de proteínas minerales simplemente se adhieren a las superficies de la bicapa. Algunas de estas proteínas, principalmente aquellas que están al menos parcialmente expuestas en el lado externo de la membrana, tienen carbohidratos unidos y por lo tanto se denominan como glicoproteínas . El posicionamiento de las proteínas a lo largo de la membrana interna de plasma está relacionado en parte a la organización de los filamentos que comprenden el citoesqueleto, lo que ayuda a anclarlos en su lugar. Este acomodo de proteínas también involucra las regiones hidrofóbicas e hidrofílicas de la célula.

Los métodos de extracción intracelular pueden variar mucho dependiendo del tipo de organismo involucrado, su (s) componente ( s ) interno (s) deseado (s), y su pluralidad de niveles. Sin embargo, una vez que la célula ha sido fracturada, estos componentes útiles se liberan y se suspenden típicamente en un medio líquido el cual se utiliza para alojar una biomasa de microorganismo viviente, haciendo la cosecha de estas sustancias útiles difícil o de energía intensiva .

En la mayoría de los métodos actuales de cosecha de productos intracelulares de algas, se tiene que implementar un proceso de deshidratación con el fin de separar y cosechar componentes útiles de un medio liquido o de residuos de biomasa (masa celular y deshechos) . Los procesos actuales son ineficientes debido a la duración requerida para la evaporación de líquidos o entradas de energía requeridas para secar un medio líquido o entradas químicas necesarias para la separación de una sustancia.

En consecuencia, hay la necesidad de un procedimiento simple y eficiente para cosechar productos intracelulares de microorganismos que se pueden utilizar como sustitutos de precios competitivos para combustibles fósiles y derivados de combustible fósil requeridos para fabricar productos industriales .

BREVE DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere a métodos, sistemas, y aparatos para extraer lipidos no polares de microalgas y a los productos de lipidos extraídos de estos métodos, sistemas y aparatos. Los métodos, sistemas, y aparatos de la invención pueden extraer convenientemente los lipidos no polares de microalgas en un caudal de gran volumen. Al extraer los lipidos no polares (p.ej., triglicéridos ) separados de los lipidos polares (p.ej., fosfolípidos y clorofila) y los desechos celulares, los métodos, sistemas, y aparatos de la invención pueden producir un producto adecuado para su uso en procesos petroquímicos tradicionales tales como procesos petroquímicos que utilizan catálisis de metales preciosos.

En la modalidad, la presente invención se refiere a un método para extraer lipidos no polares de microalgas en una lechada acuosa que fluye. El método incluye (i) proporcionar una lechada acuosa que incluye microalgas; (ii) proporcionar un aparato de extracción de lipidos que tiene un cuerpo que incluye un canal que define una trayectoria del flujo de fluido, al menos una porción del canal formada de un cátodo y un ánodo separados para formar una separación con una distancia en un rango de 1 mm a 200 mm dentro del canal; (iii) hacer fluir la lechada acuosa a través del canal y aplicar una fuerza electromotriz a través de la separación, la fuerza electromotriz comprende las células de microalgas y libera una fracción del lipído que tiene más del 80 wt% de no polares y menos del 20 wt% de lípidos polares; y (iv) recuperar al menos una porción de la fracción de lípidos no polares.

Al seleccionar la distancia de separación, voltaje, amperaje y caudal, las microalgas se pueden lisar o de otra forma comprometer para liberar lípidos no polares sin extraer los lípidos polares tales como los fosfolípidos y la clorofila. Además, ya que el ánodo y el cátodo forman parte del canal a través del cual fluye la lechada acuosa, las microalgas pueden estar expuestas a un área grande de superficie de ánodo y cátodo a distancias razonables, lo que mejora la eficiencia y economía de extracción de líquidos y permite alto rendimiento y escalabilidad .

Además, ya que el ánodo y el cátodo forman parte de un canal, la duración de las algas en el campo se puede controlar al ajusfar el caudal en el canal (p.ej., al ajusfar la presión de bombeo) . La capacidad de ajusfar el caudal, amperaje, y/o voltaje es útil para procesar microalgas debido a que algunas propiedades de las lechadas de microalgas pueden variar con el tiempo debido a las variaciones que ocurren naturalmente. Por lo tanto.-, los métodos y aparatos de la invención permiten la acción que acomoda estas variaciones .

La presente invención también está dirigida a la fracción de lípidos producida de los métodos, sistemas, y aparatos que se describen en este documento. La fracción liberada de lípidos de las células de microalgas utilizando los métodos, sistemas, y aparatos de la presente invención pueden tener una composición única debido a la forma en que los lípidos son liberados. El proceso se puede llevar a cabo al controlar la distancia de separación, voltaje, amperaje, y caudal para liberar la vasta mayoría de lípidos no polares sin liberar los lípidos polares. Los voltajes, amperajes, y caudales particulares dependerán de la lechada acuosa en particular y especies de microalgas siendo procesadas. Sin embargo, una inspección visual de la fracción liberada de lípidos puede indicar cuando la fracción de lípidos polares está siendo extraída en grandes cantidades ya que los lípidos polares no deseados (p.ej., mezclas de clorofila y fosfolípidos ) tienden a ser más oscuros. Alternativamente, el proceso puede incluir muestrear la fracción liberada de lípidos y analizar la muestra utilizando cromatografía de líquidos de alto desempeño para determinar el porcentaje de los lípidos polares no deseados. El caudal, amperaje, voltaje, y/o distancia de separación se pueden seleccionar entonces para minimizar el porcentaje de lípidos polares mientras se mantiene el rendimiento adecuado. En una modalidad, un aparato de extracción de lipidos controlado por computadora puede utilizar datos de HPLC para seleccionar los parámetros que minimizan los lipidos polares en la fracción liberada de lipidos. En una modalidad preferida, el contenido de lipidos no polares en la fracción liberada es mayor al 90% y la fracción polar es menor al 10%, más preferiblemente el contenido de lipidos no polares es mayor a 95% y el contenido de lipidos polares es menor al 5%, aún más preferiblemente el contenido de lipidos no polares es mayor al 98% y el contenido de lipidos polares es menor al 2%, y más preferiblemente el contenido de lipidos polares es de al menos el 99% y el contenido de lipidos polares es de menor al 1% .

La composición de la fracción liberada de lipidos también dependerá en algún grado en la lechada acuosa que se utiliza para la alimentación. En una modalidad de la invención, la fracción liberada de lipidos se recupera de un proceso utilizando una lechada acuosa donde al menos el 70 wt% de los microorganismos en la lechada son microalgas (preferiblemente al menos el 80 wt%, más preferiblemente al menos el 90 wt%, y más preferiblemente al menos el 99 t% de microalgas) .

La presente invención también está dirigida a aparatos y sistemas de extracción de lipidos. En una modalidad, el aparato de extracción de lipidos incluye un cuerpo que incluye un canal que define una trayectoria de flujo de fluido de una primera apertura a una segunda abertura, la primera abertura proporciona una entrada para una lechada acuosa de algas y la segunda abertura proporciona una salida para la lechada acuosa de algas; un cátodo, un ánodo, y un aislador forman al menos una porción del canal que define la trayectoria de flujo de fluido, el cátodo y el ánodo están separados para formar una separación con una distancia en un rango de 1 mm a 200 mm. El ánodo y el cátodo proporcionan suficiente área de superficie en la distancia de separación de tal forma que el volumen de la trayectoria del flujo de fluido dentro de la separación es de al menos 50 mi, preferiblemente al menos 100 mi, más preferiblemente al menos 200 mi. La distancia de separación estrecha y el gran volumen de flujo de fluido se pueden lograr ya sea marcando el largo del canal o el ancho o ambos. Sin embargo, al limitar la distancia de separación, el aparato puede aplicar una fuerza electromotriz adecuada para extraer los lipidos no polares, mientras permite alto rendimiento.

En una modalidad, el canal del aparato de extracción de lipidos se puede formar a partir del primer y segundo tubos eléctricamente conductivos que están configurados para ser un tubo dentro de un tubo, donde el espaciamiento entre el tubo interior y exterior forma la trayectoria de flujo de fluido y los tubos interior y exterior eléctricamente conductivos proporcionan el cátodo y ánodo del aparato. En esta modalidad, se puede colocar un aislador entre el primer y segundo tubos eléctricamente conductivos para prevenir un corto a través de los tubos y para dirigir opcionalmente el flujo de fluido. En una modalidad, el aparato incluye estriar entre el primer y segundo tubos para provocar una trayectoria de flujo en espiral. Esto se puede lograr utilizando un espaciador, ranuras, salientes, u otra estructura adecuada que pueda provocar flujo de fluido direccional entre los dos tubos eléctricamente conductivos.

Estos y otros objetivos y características de la presente invención se harán aparentes de manera más completa a partir de la siguiente descripción y rei indicaciones adjuntas, o se pueden aprender por la práctica de la invención como se establece en lo sucesivo.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LOS DIBUJOS La Figura 1 ilustra una porción de un dispositivo de extracción de lípidos de acuerdo con una modalidad de la invención .

La Figura 2 ilustra una vista en perspectiva seccional de biomasa que fluye entre las superficies de pared de ánodo y cátodo del dispositivo de la Figura 1.

La Figura 3 ilustra un aparato de extracción de lipidos con un medio liquido que fluye que contiene una biomasa de microorganismos siendo expuesta a un campo electromagnético provocado por una transferencia eléctrica.

La Figura 4 ilustra una vista general de microorganismos de tamaño normal en relación con una ilustración secundaria de una célula hinchada durante la exposición a un campo electromagnético y carga eléctrica.

La Figura 5 ilustra el aparato de extracción de lipidos de la Figura 4 con calor siendo aplicado y transferido dentro del medio liquido.

La Figura 6 ilustra una vista en perspectiva de los tubos de ánodo y cátodo de un aparato de acuerdo con una modalidad de la invención.

La Figura 7 ilustra una vista en perspectiva seccional del aparato de la Figura 6 e incluye un espaciador en espiral entre los tubos de ánodo y cátodo. .

La Figura 8 es una vista en perspectiva de una serie de dispositivos de extracción de lipidos de la Figura 7 conectada en paralelo por un colector superior e inferior.

La Figura 9 representa un diagrama de flujo general que ilustra diferentes pasos de un proceso para extraer lipidos no polares de microalgas de acuerdo con una modalidad de la presente invención.

La Figura 10 representa un diagrama de flujo general que ilustra diferentes pasos de un proceso para extraer lipidos no polares de microalgas de acuerdo con una modalidad de la presente invención.

La Figura 11 ilustra una vista lateral de un mezclador de micrones en asociación con un tanque secundario que contiene una biomasa y secuencias para desarrollar capas de espuma generadas por un mezclador de micrones.

La Figura 12 ilustra un tanque secundario que contiene el medio liquido y una capa de espuma resultante capaz de ser separada de la superficie del medio liquido, al interior de un tanque de cosecha de espuma.

La Figura 13 ilustra una modalidad de un método y aparato (sistema) como se describe en este documento para la cosecha de sustancias útiles a partir de una biomasa de algas que involucra la extracción con un EMF.

La Figura 14 ilustra otra modalidad de un método y aparato (sistema) como se describe en este documento para la cosecha de sustancias útiles a partir de una biomasa de algas utilizando un dispositivo de extracción de lipidos que aplica un EMF pulsado (esto es, EMP) .

La Figura 15 ilustra un ejemplo de un mezclador estático modificado .

La Figura 16 es una tabla de datos de experimentos para cuantificar la extracción de lipidos e identificar los parámetros óptimos de extracción.

DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere a métodos, sistemas, y aparatos para extraer lipidos no polares de microalgas y a los productos de lipidos extraídos de estos métodos, sistemas, y aparatos. Los métodos, sistemas, y aparatos de la invención pueden extraer convenientemente los lipidos no polares de microalgas en un caudal de gran volumen. Al extraer los lipidos no polares (p.ej., triglicéridos ) separados de los lipidos polares (p.ej., fosfolipidos y clorofila) y los desechos celulares, los métodos, sistemas, y aparatos de la invención pueden producir un producto adecuado para su uso en procesos petroguímicos tradicionales tales como procesos petroquimicos que utilizan catálisis de metales preciosos .

En una primera modalidad, se describe un método para extraer lipidos no polares de microalgas. El método generalmente incluye (i) proporcionar una lechada acuosa que incluye microalgas; (ii) proporcionar un aparato de extracción de lipidos que tiene un cuerpo que incluye un canal que define una trayectoria de flujo de fluido, al menos una porción del canal formado a partir de un cátodo y un ánodo separados para formar una separación con una distancia en un rango de 1 mm a 200 mm en el canal; (iii) hacer fluir la lechada acuosa a través del canal y aplicar una fuerza electromotriz a través de la separación, la fuerza electromotriz comprende las células de microalgas y libera una fracción del lipido que tiene más del 80 wt% de lipidos no polares y menos del 20 wt de lipidos polares; y (iv) recuperar al menos una porción de la fracción de lipidos no polares .

Al llevar a cabo el método, se proporciona una lechada de microalgas. La lechada de microalgas incluye agua y algas. Debido a que el proceso de la invención se lleva a cabo utilizando una lechada acuosa, se pueden evitar los costos normalmente asociados con el secado de las algas antes de la extracción. Las células de algas pueden ser cualquier célula de microalgas, incluyendo, pero no limitado a, Nanocloropsis oculata , Scenedesmus , Chlamydomonas , Chlorella , Spirogyra , Euglena, Primnesium, Porfiridio, Sinecocos sp, Cianobacteria y ciertas clases de Rodofila llamadas simplemente cadenas. Las algas pueden ser algas cultivadas en un entorno natural abierto o en un entorno cerrado. Los métodos de la invención también se pueden utilizar para redes lipidos de bacteria heterotrópica .

La concentración de las algas en la lechada dependerá en parte del tipo de algas, las condiciones de cultivo (crecimiento), y si las algas han sido concentradas. La lechada acuosa puede incluir ser cultivada y utilizada en cualquier concentración adecuada, tal como, pero no limitado a la un rango de aproximadamente 100 mg/1 a 5 g/1 (p.ej., aproximadamente 500 mg/1 a 1 g/1) . En algunas modalidades, las algas no concentradas de una vasija de cultivo pueden ser de 250 mg/1 a 1.5 g/1 y pueden estar pre-concentradas con otros medios convencionales a dentro de un rango de 5 g/1 a 20 g/1. Si se desea, la concentración de microalgas se puede incrementar utilizando cualquier técnica conocida. Por ejemplo, la concentración se puede llevar a cabo utilizando fLoculación . La floculación puede ser una floculación química o electro-floculación o cualquier otro proceso que efectúe una función similar.

En una modalidad, la lechada de algas tiene una concentración deseada de microalgas como un porcentaje de los microorganismos totales en la lechada. La pureza de la lechada con respecto a la concentración de microalgas puede impactar la composición de los lipidos liberados del proceso de extracción. En una modalidad preferida, al menos el 70 wt% de microorganismos dentro de la lechada acuosa son microalgas, preferiblemente al menos el 80 wt%, más preferiblemente al menos el 90 wt%, aún más preferiblemente al menos el 95 wt%, y más preferiblemente al menos el 99 wt%.

El pH de la lechada durante la extracción puede variar. Sin embargo, en una modalidad, el pH es alcalino. Se puede agregar ácido o base para mantener el pH el cual se puede mantener rango de 6.6-9.0, 6.8-8.6, ó 7.0-8.5.

En un segundo paso, se proporciona un aparato de extracción de lipidos que incluye un ánodo y un cátodo que forman un canal a través del cual puede fluir la lechada acuosa. La Figura 1 es una esquemática de una porción de un dispositivo de extracción de lipidos 100 que es adecuado para su uso en el método de la invención. La porción del dispositivo de extracción 100 incluye un cuerpo 102 que tiene un ánodo 104 y un cátodo 106 separados eléctricamente mediante un aislador 108. El ánodo 104 y el cátodo 106 están separados para formar un canal 112 que define una trayectoria de flujo de fluido 110. El canal 112 tiene una longitud 116 que extiende la longitud del ánodo y del cátodo expuesta a la trayectoria de flujo de fluido 110. El canal 112 también tiene un ancho 118 que está definido por el espacio entre los aisladores que está expuesto al ánodo 104 y al cátodo 106. La separación 114 entre el ánodo 104 y el cátodo 106 tiene una distancia adecuada para aplicar un EMF a través de la lechada acuosa de algas. En una modalidad, la separación 114 está en un rango que 0.5 mm a 200 mm, preferiblemente 1 mm a 50 mm, más preferiblemente 2 mm a 20 mm. La distancia de separación estrecha acoplada con un ancho 118 y longitud 116 grandes pueden proporcionar un gran volumen para el canal 112 mientras mantienen un campo eléctrico fuerte para comprometer las células de algas para que liberen lipidos polares. La longitud 116 del canal 112 es la dimensión en la dirección del flujo de fluido 110 y puede ser cualquier longitud con tal que el canal no esté obstaculizado por tapones o caídas importantes de presión. En una modalidad, la longitud 116 del canal 112 es de al menos 25 cm, preferiblemente 50 cm, más preferiblemente 100 cm, y más preferiblemente al menos 200 cm. En una modalidad, la longitud 116 puede ser de menos de 1000 cm, menos de 500 cm o menos de 250 cm. El ancho puede ser cualquier ancho con tal que los materiales del ánodo y cátodo sean lo suficientemente fuertes para abarcar el ancho sin hacer contacto uno con el otro. En una modalidad preferida, el volumen del canal entre el ánodo y el cátodo y entre la distancia de separación 114 (esto es, el volumen de separación) es de al menos 50 mi, más preferiblemente al menos 200 mi, aún más preferiblemente al menos 500 mi, y más preferiblemente al menos 1 litro. En una modalidad, el área de superficie del ánodo y el cátodo expuesta al flujo de fluido es de al menos 500 cm2 , preferiblemente al menos 1000 cm2 , y más preferiblemente al menos 2000 cm2.

El ánodo 104 y el cátodo 106 pueden estar hechos de cualquier material eléctricamente conductivo adecuado para aplicar EMF a través de la separación, incluyendo pero no limitado a metales tales como acero y compuestos o polímeros conductivos .

La forma del ánodo y cátodo puede ser plana o cilindrica o de otra forma. Como se describe de manera más completa más adelante, un anillo creado entre una superficie metálica interior de un tubo y una superficie exterior de un tubo conductor metálico más pequeño colocado entre el tubo grande se prefiere por su capacidad de evitar bioincrustaciones y para mantener un área de superficie mayor en un diseño compacto. Los tubos no necesitan tener una periferia circular ya que un tubo interior o exterior puede ser cuadrado, rectangular, o de otra forma y la forma del tubo no necesariamente tiene que ser la misma, permitiendo de esta manera que las formas de tubo de los tubos interior y exterior sean diferentes. En una modalidad más preferida, el conductor interior y el tubo exterior son tubos concéntricos, con al menos un tubo, preferiblemente el tubo exterior, siendo provisto con una pluralidad de ranuras en espiral separadas por superficies entre ranuras para impartir un estriado al tubo. Este estriado se ha encontrado que disminuye la acumulación de residuos en las superficies del tubo. En producción comercial, puede haber una pluralidad de tubos interiores rodeados por un tubo exterior para incrementar el contacto de superficie de los conductores de metal con las algas.

Además, el uso de aisladores eléctricos, tales como tubos plásticos, deflectores, y otros dispositivos, se pueden utilizar para separar dispositivos de extracción grande de lipidos en una pluralidad de zonas, para escalar eficientemente la invención a aplicaciones comerciales.

Al llevar a cabo el método, la lechada acuosa de algas se alimenta a través del canal a lo largo de la trayectoria del flujo de fluido entre el ánodo y el cátodo (esto es, a través de la separación) . Se aplica energía al ánodo y cátodo para producir una fuerza electromotriz que compromete o lisa las células de algas para que liberen los lipidos no polares (también denominados en este documento como "extracción de un solo paso" (SSE, Single Step Extraction) ) . Para una distancia de separación dada o volumen de canal entre el ánodo y el cátodo, el amperaje, caudal, y voltaje se seleccionan para efectuar la liberación de los lipidos no polares.

Con referencia a la Figura 2, el aparato 100 se muestra en sección transversal con una lechada acuosa de algas 120 colocada entre el cátodo 106 y el ánodo 104. La lechada acuosa de algas 120 se hace que fluye a través del canal 112 utilizando una bomba (no mostrada) . A manera de un conducto eléctrico, se hace una conexión negativa 122 al ánodo 104, que proporciona una tierra eléctrica. La entrada eléctrica positiva 124 también entregada a manera de una conexión de conducto proporciona transferencia eléctrica positiva a lo largo del cátodo 106. Cuando se aplica una corriente positiva 124 al cátodo 106 esta entonces busca un circuito a tierra para la transferencia eléctrica como se indica por la flecha 126 o en este caso, al ánodo 104, lo que permite completar el circuito eléctrico. En este respecto, la transferencia de electrones ocurre entre las áreas de superficie positiva y negativa pero solamente cuando está presente un liquido eléctricamente conductivo entre ellas. Mientras el medio liquido que contiene la lechada de algas 120 se hace fluir entre las áreas de superficie, se hace la transferencia eléctrica del cátodo 106 a través de la lechada 120 al ánodo 104. Mientras un liquido que contiene una biomasa de microorganismos atraviesa el circuito del ánodo y cátodo, las células están expuestas al campo eléctrico que provoca la expansión y contracción de las células.

Con referencia a la Figura 3, se utiliza una esquemática simplificada para ilustrar una transferencia de EMF entre dos piezas de metal eléctricamente conductivo con un medio liquido que contiene una biomasa de microorganismos vivos que fluye entre ellas en un método para cosechar biomasa de una solución acuosa que contiene células de algas. El cátodo 106 requiere un punto de conexión eléctrica positiva 128, el cual se utiliza para la entrada de corriente positiva. La transferencia positiva polariza toda la longitud y ancho del cátodo 106 y busca una fuente de tierra en el ánodo 104. Con el fin de completar un circuito eléctrico, el ánodo 104 incluye un punto de conexión a tierra 127, el cual permite que ocurra una transferencia eléctrica 132 a través de la lechada acuosa 120. La lechada acuosa incluye un medio liquido que contiene una fuente de nutrientes principalmente compuesta de un contenido de material conductivo que fue utilizado durante una fase de cultivo de las algas en la lechada acuosa 120. El medio liquido que contiene la fuente de nutrientes además permite la entrada eléctrica positiva para transferir entre los cátodos 106 a través del medio liquido/biomasa 120 al ánodo 104 y lo cual solamente ocurre cuando el medio liquido está presente o fluyendo. La entrada eléctrica provoca alargamiento celular tal como la distensión que se muestra en las algas 130b en comparación con las algas 130a.

Con referencia a la Figura 4, se utiliza una ilustración simplificada para exhibir la diferencia entre una célula de microalgas de tamaño normal 130a en comparación con una célula de microalgas 130b, la cual ha sido extendida por el campo eléctrico entre el cátodo y el ánodo. Durante la fase eléctrica "encendida", el EMF 132 (Figura 3) polariza las paredes y/o membranas de la célula de algas. Se desarrollan una carga positiva y una carga negativa en la membrana de extremos respectivos 134 y 135 de la célula de algas 130b en alineamiento con el campo EMF 132. El dipolo en las células provoca que las células se separen a lo largo de las lineas de campo eléctrico hasta que la pared/membrana de la célula se ve comprometida, liberando de esta manera los contenidos de la célula. Este alargamiento eventualmente provoca daño estructural externo a la pared exterior con daño general que resulta en una pared y membrana que es permeable a los fluidos intracelulares y/o provoca lisis. El caudal, voltaje, y amperaje se seleccionan en combinación con la distancia de separación y composición de la lechada acuosa para provocar la liberación de principalmente los lipidos polares sin liberar los lipidos no polares tales como aquellos en la membrana de célula y la clorofila. Se puede utilizar una inspección visual o cromatografía de líquidos de alto desempeño para monitorear el contenido de lipidos para minimizar la fracción de lipidos polares en comparación con la fracción de lipidos no polares.

En una modalidad, el caudal a través del volumen de separación (esto es, la porción del canal en el campo eléctrico en la distancia de separación) es de 0.1 ml/segundo por mi de volumen de separación, más preferiblemente al menos 0.5 ml/segundo por mi de volumen de separación, aún más preferiblemente al menos 1.0 ml/segundo por mi de volumen de separación y más preferiblemente al menos 1.5 ml/segundo por mi de volumen de separación. En una modalidad, el caudal se puede controlar por medio del control de la presión utilizando una bomba u otros dispositivos mecánicos adecuados de flujo de fluido.

El amperaje promedio puede ser de al menos 1 amperio, 5 amperios, 10 amperios, 50 amperios, o incluso al menos 100 amperios. Los amperios máximos pueden ser menos de 200 amperios, menos de 100 amperios, menos de 50 amperios, o menos de 10 amperios. El rango de amperaje puede ser cualquier rango desde los amperajes máximos y mínimos anteriores.

El voltaje puede ser de al menos 1 V, 10 V, 100 V, 1 kV, o incluso al menos 20 kV. El voltaje máximo puede ser menos de 50 kV, menos de 30 kV, menos de 10 kV, menos de 1 kV, o menos de 100 kV. El rango de voltaje puede ser cualquier rango de los voltajes máximos y mínimos anteriores.

Un ejemplo de una configuración adecuada para extraer lípidos no polares incluye un aparato con una distancia de separación de 1/16-1/4 pulgadas y un volumen de 250 ml-1000 mi y una corriente eléctrica de 1-60 amperios pico @ 1-24 voltios ó 25 W a 500 W. El volumen de flujo puede ser a una tasa de 1 galón por minuto (GPM) o rendimiento con un cultivo que tiene una densidad de 500 mg/1, uno utilizaría aproximadamente 70 W de energía (3.5 V @ 20 amperios pico) para una extracción exitosa. A 5 GPM, el mismo cultivo se podría extraer utilizando aproximadamente 350 W (3.5 V @ 100 amperios pico) .

En otro ejemplo, a 0.5 GPM, 500 mg/1 de densidad, se aplica una corriente eléctrica de aproximadamente 60 W (15 amperios pico @ 4 V) . Generalmente, se utilizan un GPM de aproximadamente 0.1 a aproximadamente cinco GPM y vatios (W) en el rango de aproximadamente 20 a 1000 W (p.ej., 2-18 voltios @ 2-50 amperios pico) . Por ejemplo, en 1 GPM de rendimiento con un cultivo que tiene una densidad de 500 mg/1, uno podría utilizar aproximadamente 70 W de energía (3.5 V @ 20 amperios pico) para una extracción exitosa. A 5 GPM, el mismo cultivo requeriría aproximadamente 350 W (3.5 V @ 100 amperios pico) .

En una modalidad, el EMF se puede pulsar encendido y apagado repetidamente para provocar la extensión y relajación de las células de algas. En esta modalidad, los voltajes pueden ser mayores y el amperaje pico menor mientras que el amperaje promedio permanece relativamente bajo. Esto reduce los requerimientos de energía para operar el aparato y reduce el desgaste del ánodo y el cátodo. En una modalidad, la frecuencia de los pulsos de EMF es de al menos aproximadamente 500 Hz, 1 kHz, 2 kHz, ó 30 kHz. La frecuencia puede ser de menos de 200 kHz, 80 kHz, 50 kHz, 30 kHz, 5 kHz, ó kHz. Los rangos para la frecuencia del pulso pueden ser cualquier combinación de las frecuencias máximas y mínimas anteriores .

La temperatura de la lechada acuosa durante la extracción puede también tener un impacto en la energía requerida para extraer los lípidos no polares. La extracción de lípidos se puede llevar a cabo a temperatura ambiente. Sin embargo, en una modalidad, se agrega calor a la lechada acuosa de algas para lograr una temperatura deseada. La extracción de líquidos se puede llevar a cabo a una temperatura por encima de los 4 °C, 18 °C, 27 °C, 38 °C, 49 °C (40 °F, 65 °F, 80 °F, 100 °F, ó 120 °F). La temperatura puede estar por debajo de los 54 °C, 46 °C, 41 °C, 32 °C (130 °F, 115 °F, 105 °F, ó 90 °F) . Los rangos para la temperatura de extracción pueden ser cualquier combinación de las temperaturas máximas y mínimas anteriores.

La temperatura de la lechada también se puede ajustar para controlar la gravedad específica del agua con relación a las algas (la gravedad específica de la densidad del agua es óptima a los 4 °C (40 °F) ) . Mientras el medio líquido (típicamente compuesto principalmente de agua) se calienta, ocurren alteraciones a su densidad de hidrógeno; esta alteración de densidad permite que un material normalmente menos denso se hunda o en este caso, la masa celular fracturada más pesada y materiales de desechos que normalmente flotarían, ahora segundo en rápidamente al fondo de la columna del líquido. Esta alteración también permite cosecha más fácil de estos materiales que también son útiles para otras aplicaciones de productos. Una vez que se han logrado el EMP y el proceso de calentamiento, el medio líquido que contiene una biomasa ahora fracturada se transfiere al interior de un tanque contenedor secundario donde una bomba del líquido permite un flujo en bucle continuo. Como se utiliza en esta descripción "gravedad específica" es una unidad adimensional definida como la relación de la densidad de un material específico con la densidad del agua a una temperatura específica.

Con referencia a la Figura 5, se utiliza una esquemática simplificada para ilustrar un ejemplo de transferencia de calor entre las paredes exteriores del cátodo 106 y/o el ánodo 104 y dentro del medio liquido/biomasa durante el proceso de EMP en un método para cosechar masa celular y desechos de una solución acuosa que contiene la célula de algas. Un dispositivo de calentamiento aplicado 134 se une a las superficies de la pared exterior del cátodo 106 y el ánodo 104, lo que permite que la transferencia de calor penetre en la lechada acuosa 120.

Los productos recuperados de los métodos de la presente invención pueden tener un contenido relativamente bajo de lipidos polares tales como clorofila y fosfolipidos . En una modalidad preferida, la extracción de líquidos de acuerdo con la presente invención se lleva a cabo para producir una fracción liberada de lipidos con un contenido de lipidos no polares mayor al 90% y la fracción polar es menor al 20%, preferiblemente el contenido de lipidos no polares en la fracción liberada es mayor al 90% y el contenido polar es menor al 10%, aún más preferiblemente el contenido de lipidos no polares es mayor al 95% y el contenido de lipidos polares es menor al 5%, todavía más preferiblemente el contenido de lipidos no polares es mayor al 98% y el contenido de lipidos polares es menor al 2%, y más preferiblemente el contenido de lípidos no polares es de al menos el 99% y el contenido de lipidos polares es de menos del 1%.

Los métodos de la invención pueden además incluir reducir el contenido de fósforo a menos de 100 ppm, preferiblemente menos de 20 ppm y utilizar los lipidos no polares en al menos un proceso catalítico de refinación. Por ejemplo, los lípidos se pueden hidro tratar utilizando un catalizador soportado.

En una modalidad, el método de extracción de líquidos se puede llevar a cabo al extraer periódicamente algas segunda fuente de cultivo de algas para mantener una tasa estable de cultivo. El cultivo en estado estable se puede lograr al extraer algas a una tasa de menos de la mitad de la masa de algas por tiempo unitario que toma duplicar las algas. En una modalidad, las algas se cultivan al menos tan frecuentemente como el tiempo de duplicación de las algas, más preferiblemente al menos dos veces durante el tiempo de duplicación de las algas. El tiempo de duplicación dependerá del tipo de algas y las condiciones de cultivo pero puede ser tan poco como 6 horas hasta varios días.

Las Figuras 6-8 describen a mayor detalle un aparato de extracción de lípidos ejemplar. El aparato 222 que se muestra en las Figuras 6-8 ilustra una configuración de "tubo dentro de un tubo". La Figura 6 ilustra un dispositivo de extracción de lípidos desensamblado que muestra un primer tubo conductivo 203 (en lo sucesivo cátodo 203, aunque el tubo conductivo 203 puede también ser el ánodo o interruptor entre el ánodo y el cátodo) que está configurado para estar colocado en un segundo tubo conductivo 202 (en lo sucesivo ánodo 202, aunque el tubo conductivo 202 también puede ser el cátodo o interruptor entre el ánodo y el cátodo) . El otro tuvo de ánodo 202 incluye un par de tapas de extremo de sellado de contención 207 y 208. La tapa de extremo de sellado 207 proporciona un punto de entrada 209 que se utiliza para aceptar una lechada acuosa de algas. Después de que la biomasa transita, la tapa del extremo 208 opuesta proporciona un punto de salida 210 a la biomasa de algas que fluye hacia afuera.

Como se muestra también en la Figura 6, el tubo del cátodo interior 203 incluye las tapas de extremo selladas 211 y 212 para prevenir que el liquido fluya a través del centro del tubo y para desviar el flujo entre la superficie inferior del ánodo 202 y la superficie exterior del cátodo 203, formando de esta manera un canal. El canal puede estar dimensionado y configurado como se describió anteriormente con respecto a la Figura 1. El uso de una configuración de "tubo dentro de un tubo" es particularmente conveniente para evitar bioincrustaciones por las algas y/u otros organismos en la lechada.

La Figura 7 muestra una modalidad alternativa en la que un espaciador aislante 213 que está posicionado en el canal entre el ánodo y el cátodo para provocar hacer en espiral el flujo de fluido. El espaciador aislante 213 en espiral sirve como un sello de liquido entre las dos superficies de pared 214 y 215 con el espesor del espaciador preferiblemente proporcionando espaciamiento de distancia igual entre el ánodo 202 y el cátodo 203. El espaciamiento y flujo direccional pueden provocar que la trayectoria del flujo de fluido complete transferencia de trescientos sesenta grados de corriente eléctrica alrededor del ánodo 202 y el tubo de cátodo 203. El espaciador 213 también ayudar a prevenir el contacto entre el ánodo 202 y el cátodo 203, lo que previene el acortamiento del ánodo y el cátodo y fuerza la corriente eléctrica a través del medio liquido. Además, el aislador en espiral 213 ahora proporciona una separación 216 entre las dos superficies de pared 214 y 215 permitiendo un paso para una biomasa que fluye 201. El flujo direccional en espiral además proporciona una mayor duración de tránsito lo que proporciona mejor exposición eléctrica a la biomasa que fluye 201 incrementando asi la eficiencia de extracción de sustancia a una tasa de consumo menor por kilovatio durante la extracción de sustancia intracelular . Cualquier material adecuado se puede utilizar como un espaciador. Típicamente, se utilizan materiales de cerámica, poliméricos, vinilo, plásticos de PVC, bio-plásticos , vinilo, monofilamento, caucho de vinilo, caucho sintético, u otros materiales no conductivos .

En referencia a la Figura 8, se muestra una serie de circuitos de ánodo y cátodo 222 en paralelo que tienen una cámara de colector superior 218 común que recibe una biomasa que fluye 201a a través del puerto de entrada 220. Una vez que entra en la Cámara de colector superior 218, la biomasa 201a hace una conexión hacia abajo dentro de cada circuito individual de ánodo y cátodo 222 a través de los puertos de entrada 209 los cuales permiten una conexión de flujo a las tapas de extremo de sellado 208. Es en este punto donde la biomasa que fluye 201a (esto es, lechada acuosa de algas) entra en los circuitos de ánodo y cátodo 222. Una vez que transita en espiral a través de los circuitos individuales 222, la biomasa que fluye 201a sale a una cámara de colector inferior 219 donde la biomasa 201b se dirige entonces para fluir fuera del aparato 200 (sistema) a través del punto de salida 221.

Con referencia a la Figura 9, se describe un proceso general para extraer y procesar lípidos. Los métodos, sistemas, y aparatos de la invención pueden utilizar todos o una porción de los pasos y aparatos que se muestran en la Figura 1. En un método para cosechar al menos un producto intracelular de células de algas en suspensión acuosa, las células se cultivan en una cámara de cultivo. Una cámara de cultivo (también denominada en este documento como un "reactor") puede ser cualquier cuerpo de agua un contenedor o vasija en el cual se proporcionan todos los requerimientos para sostener la vida de las células de algas. Ejemplos de cámaras de cultivo incluyen un abierto o un tanque encerrado de cultivo. La Cámara de cultivo está conectada operativamente a un aparato 200 como se describe en este documento de tal forma que las células de algas dentro de la Cámara de cultivo se pueden transferir al aparato 200, p.ej., por medio de gravedad o una bomba de líquidos, la biomasa viva se hace fluir a través del conducto al interior de la sección de entrada del circuito de ánodo y cátodo. Las células de algas dentro de la Cámara de cultivo se pueden transferir al aparato 200 mediante cualquier dispositivo o aparato adecuado, p.ej., tuberías, canales, u otros aparatos de movimiento de agua convencionales. Con el fin de cosechar al menos un producto intracelular de las células de algas, las células de algas se mueven de la Cámara de cultivo a un aparato 200 (u otro aparato como se describió anteriormente con referencia a las Figuras 1-8) y se contienen dentro del aparato 200. Cuando se agregan al aparato 200, las células de algas están generalmente en la forma de una lechada viva (también denominada en este documento como "biomasa") . La lechada viva es una suspensión acuosa que incluye células de algas, agua y nutrientes tales como una fórmula de cultivo de algas basada en la fórmula de alimento de algas 1975 F/2 de Guillará que proporcionan nitrógeno, vitaminas y minerales traza esenciales para tasas de cultivo mejoradas en agua dulce y algas marinas. Se puede utilizar cualquier concentración adecuada de células de algas y cloruro de sodio, agua dulce, salobre o residual de tal forma que las células de algas se cultiven en la suspensión acuosa.

Después de que la fracción de líquidos no polares se libera en el aparato 200, la fracción liberada de lipidos puede estar sujeta a uno o más tratamientos aguas abajo incluyendo clarificación por gravedad. La clarificación por gravedad ocurre generalmente en un tanque de clarificación en el cual el (los) producto (s) intracelular (es ) de interés (p.ej., lipidos) sube(n) a la parte superior del tanque, y la masa celular y desechos se hunden al fondo del tanque. En tal modalidad, al transitar el circuito, la masa celular fracturada y desechos se hacen fluir al interior del tanque de clarificación por gravedad que está operativamente conectado a un aparato 200 para cosechar masa celular y desechos y productos intracelulares a partir de células de algas como se describe en este documento. En el tanque de clarificación por gravedad, las sustancias más ligeras, menos densas flotan a la superficie de la columna de liquido mientras que las más pesadas, más densas permanecen hundidas en el fondo para la cosecha adicional de sustancias.

El (los) producto (s) intracelular (es) de interés luego se cosecha (n) fácilmente de la parte superior del tanque tal como por medio de separación (desnatado) o paso a través de un vertedero, y la masa celular y desechos se pueden descartar, recuperar y/o procesar adicionalmente . Luego se puede utilizar un dispositivo de separación (desnatador) para cosechar las sustancias más ligeras que flotan en la superficie de la columna del liquido mientras que la masa celular más y desechos más pesados que restan se pueden cosechar del fondo del tanque de clarificación. El liquido restante (p.ej., agua) se puede filtrar y regresar a la Cámara de cultivo (reciclar) o remover del sistema (descartar) .

En una modalidad en la que el producto intracelular es aceite (esto es, lipidos) , el aceite se puede procesar en un amplio rango de productos que incluyen aceite vegetal, combustibles refinados (p.ej., gasolina, diesel, turbosina, aceite de calefacción) , químicos de especialidad, nutracéuticos , y farmacéuticos, o biodiesel por la adición de alcohol. Los productos intracelulares de interés se pueden cosechar en cualquier tiempo apropiado, incluyendo, por ejemplo, diariamente (cosecha por lotes) . En otro ejemplo, los productos intracelulares se cosechan continuamente (p.ej., una cosecha lenta, constante). La masa celular y desechos también se pueden procesar en un amplio rango de productos, que incluyen biogás (p.ej., metano, gas sintético), combustibles líquidos (turbosina, diesel), alcoholes (p.ej., etanol, metanol), alimentos, alimento animal, y fertilizantes.

Además de la clarificación por gravedad, se puede utilizar cualquier tratamiento aguas abajo adecuado. Los tratamientos aguas abajo posibles son numerosos y se pueden emplear dependiendo de la salida/uso deseado de los contenidos intracelulares y/o biomasa celular y masa de desechos. Por ejemplo, los líquidos se pueden filtrar por medio de filtros mecánicos, centrífuga, u otro dispositivo de separación, por ejemplo, luego calentar para evacuar más agua. Los líquidos pueden estar además sujetos a una destilación de hexano. En otro ejemplo, la masa celular y desechos pueden estar sujetos a un digestor anaeróbico, un secador de vapor, o prensa de correa para secado adicional para alimentos, fertilizantes, etc. Como se muestra en la Figura 9, los tratamientos aguas abajo también incluyen, p.ej., pulido y espesamiento por gravedad.

En una modalidad, la presente invención incluye un método para cosechar masa celular y desechos de una solución acuosa que contiene células de algas al someter las células de algas a EMF pulsado y a cavitación (esto es, micro burbujas) en un aparato como se describe en este documento, resultando en una mezcla que incluye tanto producto (s) intracelular (es) (p.ej., lipidos) como masa celular y desechos. Un diagrama de flujo de proceso que incluye un paso de cavitación se muestra en la Figura 10. Los métodos y aparatos de esta invención pueden utilizar cualquiera de los dispositivos de extracción de líquidos que se describen en este documento. Las células pueden estar sujetas a la cavitación antes de la aplicación de (aguas arriba de) el EMF pulsado (esto es, "EMP") , o pueden estar sujetas a la cavitación concomitantemente con el EMP (ver la Figura 15 que representa el dispositivo de cavitación electrificado como sería el conductor de EMP) . En una modalidad, un dispositivo de cavitación incluye un ánodo, a todo y mezclador Venturi (todos en uno) . En esta modalidad, la unidad de cavitación está reducida (p.ej., por la mitad), se agrega una junta no conductiva, y se electrifica. Bajo condiciones normales de presión, p.ej., bajo 100 psi, no se observó ningún efecto cuando la cavitación se aplicó aguas arriba del EMP, sin embargo, a presiones por encima de los 100 psi (p.ej., 110, 115, 120, 130, 140, 150, 200, 300, 400, psi, etc.), podría tener un efecto.

En el método donde se utiliza la cavitación, se utiliza un dispositivo de mezclado de micrones, tal como un mezclador estático u otro dispositivo adecuado tal como un agitador de rendimiento alto, mezclador de cuchillas u otro dispositivo de mezclado para producir una capa de espuma compuesta de micro burbujas dentro de un medio líquido que contiene una biomasa de microorganismos previamente lisada. Sin embargo, se puede utilizar cualquier dispositivo adecuado para generar micro burbujas. Después de la micronización, la mezcla homogeneizada comienza a subir y flotar hacia arriba. Mientras esta mezcla pasa hacia arriba a través de la columna del líquido, las sustancias intracelulares valiosas menos densas se unen libremente a las burbujas que suben, o debido a la colisión de burbujas, en una masa celular más pesada que según de y residuos de desechos, (permitidos ahora para hundirse debido al peso específico del agua caliente) . Las burbujas que suben también sacuden y sueltan las sustancias valiosas atrapadas (p.ej., lípidos) los cuales también se adhieren libremente a la columna de burbujas que suben. Una vez que la capa de espuma que contiene estas sustancias útiles ha subido a la parte superior de la columna del liquido, ahora se pueden separar fácilmente de la superficie del medio liquido y depositar dentro de un tanque de cosecha para el refinamiento de producto posterior. Una vez que la capa de espuma alcanza la parte superior del tanque secundario, el contenido de agua atrapado dentro de la capa de espuma resulta generalmente en menos del 10% (p.ej., 5, 6, 7, 8, 9, 10, 10.5, 11%) de la masa original del liquido. Las sustancias útiles menos densas están atrapadas dentro de la espuma, y la espuma flota o se separa fácilmente fuera de la superficie del medio liquido. Este proceso requiere solamente deshidratar la espuma, en lugar de evaporar todo el volumen del liquido necesario para los propósitos convencionales de cosecha. Esto reduce drásticamente el proceso de deshidratación, energía o cualquier entrada de químicos mientras se incrementa la producción de cosecha y la eficiencia así como la pureza. En este método, el agua se puede reciclar a la Cámara de cultivo o remover del sistema. La masa celular y desechos se pueden cosechar en cualquier tiempo apropiado, por ejemplo, diariamente (cosecha por lotes) . En otro ejemplo, la masa celular y desechos se cosechan continuamente (p.ej., una cosecha lenta, constante).

Una vez que el medio líquido ha alcanzado el paso a través del aparato de EMP, éste se permite que fluya a través de un tanque secundario (o directamente dentro de un dispositivo que está ubicado cerca del fondo del tanque) . En este método de deshidratación, el tanque secundario es un tanque que contiene un dispositivo de burbuja de micrón o que tiene un dispositivo de burbuja de micrón unido para la separación y deshidratación deseadas del componente intracelular . Después de la lisis de la membrana, un mezclador estático u otro dispositivo adecuado (p.ej., cualquier mezclador estático o dispositivo que logre un efecto similar produciendo micro burbujas) se utiliza y está ubicado en el punto más bajo dentro de un tanque secundario. Cuando está activado, el mezclador estático produce una serie de burbujas de micrón que resultan en una capa de espuma que se desarrolla dentro del medio liquido. Mientras el medio liquido se bombea continuamente a través del micro mezclador, las capas de espuma de burbuja radian hacia afuera a través del liquido y comienzan a subir y flotar hacia arriba. Los componentes intracelulares deseados menos densos suspendidos en el medio liquido se unen a las burbujas de micrón flotando hacia arriba y floculando a la superficie o se desunen de los residuos de biomasa más pesados que se hunden, (se permite que se hundan debido a las alteraciones de gravedad especifica) debido a la creciente colisión de burbujas dentro de la columna de agua. 4 O En esta modalidad, la Figura 11 ilustra una ubicación de montaje inferior para un mezclador de micrones 327 cuando está en asociación con el tanque secundario 328 y que contiene una biomasa previamente fracturada 329 suspendida en un medio liquido. Este medio liquido se permite que fluya entonces a través de la salida secundaria inferior del tanque 330 donde se dirige para que fluya a través del conducto 331 que tiene una relación de flujo direccional con una bomba de liquido 332. Debido a la acción de bombeo, se permite que el liquido pase simplemente a través, o recircule a través del mezclador de micrones a través de una abertura de entrada 333 del mezclador de micrones. Mientras el liquido continúa fluyendo a través del mezclador de micrones 327, se producen las burbujas microscópicas 334 las cuales radian hacia afuera dentro de la columna de liquido 335, formando una capa de espuma 336. Mientras el proceso continúa, la capa compuesta comienza a subir hacia la superficie de la columna de liquido 335. Una vez que la capa de espuma 336 comienza su viaje hacia arriba a la superficie de la columna de liquido 335, la bomba 332 se apaga, y por lo tanto el proceso de micronización está completo. Esto permite que todas las burbujas de micrón 334 producidas en el punto de salida inferior del mezclador de micrones 327 suman a la superficie y mientras lo hacen, comienzan a captar sustancias intracelulares valiosas liberadas dentro del medio liquido durante el proceso de EMP. Este movimiento hacia arriba de las burbujas de micrón 334 también rosa o golpea en masa celular y desechos más pesados que se hunden, permitiendo adicionalmente la liberación de sustancias valiosas más ligeras atrapadas que han sido unidas con masa celular más pesada que se hunde y los desechos se mantienen. Una vez desprendidas, estas sustancias se adhieren a las burbujas de micrón 334 que flotan hacia la superficie.

Con referencia a la Figura 10, se utiliza una ilustración simple para mostrar un método para cosechar una capa de espuma 436 que contiene aproximadamente el diez por ciento de la masa/biomasa 401 del medio liquido original. Mientras la capa de espuma 436 que contiene las sustancias internas intracelulares valiosas sube a la superficie del medio liquido 435, se puede utilizar un dispositivo de separación 437 para remover la capa de espuma 436 de la superficie 438 del medio liquido 435. El dispositivo de separación 437 ubicado en el área de superficie del tanque secundario 428 permite que la capa de espuma 436 se empuje sobre la pared lateral del tanque secundario 428 y al interior de un contenedor de cosecha 439 donde se permite que la capa de espuma 436 se acumule para procedimientos adicionales de cosecha de sustancia.

La Figura 11 de ilustra una modalidad de un método y aparato (sistema) como se describe en este documento para la cosecha de sustancias útiles de una biomasa de algas. Las algas de microorganismos se cultivan en un sistema de contención 540 y al final de un ciclo de cultivo apropiado se transfieren al proceso de recuperación de sustancias. La biomasa de algas se hace fluir a través de un paso de cavitación de burbujas de micrón 541 opcional, que se utiliza para ablandar la estructura de la pared celular exterior antes de otros procesos de recuperación de bio sustancia.

Después del paso de cavitación 541, se puede aplicar proceso opcional de calor 542 para cambiar la gravedad especifica del agua de abastecimiento de alimentación del liquido que contiene la biomasa. La opción de calor 542 permite una transferencia más rápida de sustancias particulares liberadas durante el proceso de cosecha. Después de que la biomasa ha alcanzado un rango de calor apropiado, se permite que fluya a través de un campo de pulso electromagnético, la estación de EMP 543 donde las células de biomasa que transitan son expuestas a transferencias electromagnéticas que resultan en la fracturación de las estructuras de pared celular exterior.

Una vez que fluye a través del proceso de EMP 543, la biomasa fracturada pasa a un tanque clarificador por gravedad 544 donde la materia más pesada (desechos/masa de células rotas) 545 se hunde a través de la columna de agua mientras la materia más ligera (productos intracelulares ) 546 sube a la superficie donde permite una cosecha más fácil. La masa más pesada que se hunde 545 se junta en el fondo del tanque clarificador 544 donde ésta se puede cosechar fácilmente para otras sustancias útiles. Después de la separación y recuperación de sustancias, el resto de la columna de agua 547 se envía a través de un proceso de recuperación de agua y después del procesamiento se regresa al sistema de contención de cultivo 540.

La Figura 12 ilustra otra modalidad de un método y aparato (sistema) como se describe en este documento para la cosecha de sustancias útiles de una biomasa de algas. Las algas de microorganismos se cultivan en un sistema de contención 648 y al final de un ciclo de cultivo apropiado se transfieren al proceso de recuperación de sustancias. La recuperación de sustancias consiste de biomasa de algas que es transferida a un proceso de calentamiento opcional 649 donde la columna de agua de la biomasa se somete a calor antes de la estación de EMP 650. Después del proceso de EMP, la biomasa fracturada se transfiere a la estación de cavitación 651 donde las burbujas de micrón se introducen en un punto inferior en un tanque de contención 652 de la columna de agua. Mientras las micro burbujas suben a través de la columna de agua, las bio sustancias liberadas valiosas (productos intracelulares) 653 se unen a las burbujas que suben las cuales flotan en la superficie de la columna de agua permitiendo un proceso de separación (desnatado) más fácil y más rápido para la recuperación de sustancias. Después de la recuperación de sustancias, el resto de la columna de agua se envía a través de un proceso de recuperación de agua 654 y después del procesamiento se regresa al sistema de cultivo 648.

Ejemplos La presente invención se ilustra además por medio de los siguientes ejemplos específicos. En los experimentos descritos a continuación, se utilizaron células de Nanocloropsis oculata. Los ejemplos se proporcionan para ilustración solamente y no se deben interpretar como limitativos del alcance de la invención en ninguna forma.

Ejemplo 1 - Método y Aparato de Lisado de Células En vista del interés en las algas como una fuente de combustibles y otros minerales, el desarrollo de los métodos y aparatos para procesar células de algas en una gran escala es de gran utilidad en el procesamiento de las células de algas para dichos propósitos. Tales métodos y aparatos se describen a continuación.

Una modalidad de un método para el procesamiento de células de algas en suspensión involucra hacer pasar células de algas en suspensión acuosa a través de un mezclador estático, donde el mezclador estático crea efectos de cavitación, electrolizando la suspensión, y separando las células Usadas del agua en la suspensión.

En modalidades particulares, el método también involucra introducir un agente de modificación de pH u ORP en la suspensión, p.ej., dióxido de carbono. En dicha modalidad, el dióxido de carbono típicamente se introduce en un mezclador estático. En un refinamiento adicional, debido a que los materiales alcalinos pueden ayudar (hacer el proceso más eficiente), se pueden utilizar agentes.

En ciertas modalidades, el método también involucra captar gas de hidrógeno generado por la electrólisis, p.ej., en el mezclador.

En ciertas modalidades convenientes, la suspensión es una extracción parcial de un contenedor de cultivo de algas, p.ej., una extracción tomada 1, 2, ó 3 veces por día, o una extracción tomada una vez cada 1, 2, 3, 4, 5, 6, ó 7 días. Generalmente, la extracción parcial consiste de aproximadamente 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, ó 90 por ciento del volumen de cultivo de un contenedor de cultivo de algas o está en el rango de 10 a 30, 30 a 50, 50 a 70, ó 70 a 90 por ciento del volumen de cultivo. Las células de algas Usadas y/o floculadas se separan del agua en la suspensión para proporcionar agua recuperada, y el agua recuperada se esteriliza y se regresa al contenedor de cultivo de algas.

En otra modalidad, un sistema para procesar células de algas en suspensión incluye un contenedor de cultivo en el cual las células de algas se cultivan en suspensión; un mezclador estático conectado de manera fluida con el contenedor a través del cual al menos parte de la suspensión se hace pasar, Usando de esta manera al menos algunas de dichas células; y electrodos de electrólisis en contacto con la suspensión, en donde una EMP se pasa a través de los electrodos y a través de la suspensión entre los electrodos.

En ciertas modalidades, el mezclador estático incluye un puerto de inyección a través del cual se puede introducir fluido en la suspensión; el mezclador estático también incluye electrodos de ánodo y cátodo eléctricamente conectados a una fuente de energía eléctrica, p.ej., como se describe en este documento.

En ciertas modalidades, el sistema también incluye un separador de biomasa, un extractor de lípidos, y/o un colector de hidrógeno.

Algunas modalidades incluyen un mezclador estático modificado. Dicho mezclador estático modificado incluye un cuerpo que tiene una garganta de mezclado a través de la cual se pasa el liquido, un puerto de inyección por lo cual los materiales del fluido se pueden introducir en dicho liquido, y electrodos de ánodo y cátodo eléctricamente separados uno del otro de tal forma que cuando se aplica un voltaje a través de dichos electrodos, una corriente eléctrica pasará a través de dicho liquido.

Mientras que dicho mezclador puede estar configurado en muchas formas, en ciertas modalidades, uno de los electrodos está dentro del cuerpo, y el otro de los electrodos está ubicado en la salida en el cuerpo; uno de los electrodos consiste esencialmente del cuerpo del mezclador, y el otro de los electrodos consiste esencialmente de un anillo de salida aislado del cuerpo.

La utilización de algas en los métodos para producir grandes cantidades de aceite de algas o biomasa de algas se ha enfrentado con un número de obstáculos. Además de conseguir crecimiento eficiente, esos obstáculos incluyen separar simplemente la biomasa de algas del fluido de cultivo y lisar las células para habilitar la separación de aceites otros productos de la masa celular y desechos. Los problemas se incrementan dramáticamente en operaciones de gran escala en contraste a los procesos de escala de laboratorio. De hecho, muchos procesos de escala de laboratorio no son aplicables a operaciones de gran escala debido a las limitaciones físicas y/o limitaciones de costo.

Por ejemplo, al investigar estos asuntos, no se ha encontrado ninguna sugerencia para la aplicación de escala industrial del EMP a la lisis de células de organismos del grupo de taxonomía: Archeaplastida y particularmente su subgrupo de microalgas. De hecho, los métodos convencionales se enfocan principalmente en la electrólisis de fango (esto es, desechos municipales e industriales) que es menor en pH y por lo tanto tiene un potencial de reducción de oxígeno (ORP, Oxygen Reduction Potential) mayor o positivo o lectura de Mv.

Electroguímicamente, mientras el pH baja, hay un incremento dramático en la concentración de iones de hidrógeno y un decrecimiento en hidroxilos negativos o iones de OH (J. M. Chesworth, T. Stuchbury, J. R. Scaife, Introduction to Agricultural Biochemestry, pág. 12. 2.2). A la inversa, a mayor el pH, menor el ORP. Esta correlación entre pH alto y lecturas negativas de Mv llevan a la conclusión de que una carga residente en la pared de la célula se puede transformar como energía para tanto facilitar el lisado de la célula, pero también para extraer los elementos deseados dentro de la célula de beneficio para la producción de energía, farmacéuticos y productos de alimento. A partir de avances recientes en la biología de cristalografía de rayos X de organismo de una célula, en este caso las cianobacterias o algas azules verdes, se concluyó que las membranas de células de planta son como los dos extremos de una batería, son positivas en el interior y negativas en el exterior, y están cargadas con energía solar que excita electrones del hidrógeno dentro de la célula. Los electrones viajan a la membrana de la célula a través de proteínas que los conducen tal como alambres que liberan la energía que una planta necesita para estar viva y a partir de datos sobre la acumulación de dentro de las células de Chlorella vulgaris, se puede estimar que estas células poseen un potencial de membrana de -120 a -150 mV.

Este potencial negativo se refleja en la observación del nivel de pH de matriz de una colonia de células vibrantes, donde esta medición junto con el ORP correlacionado (lectura de Mv) fueron tomados para determinar la salud de la colonia células. Por ejemplo, una lectura de pH de 7 en una vasija de cultivo de algas se correlaciona con una lectura de ORP de (+/-) + 200 Mv. Cuando se alcanza buena salud de célula o cultivo de registro; el pH de la matriz se observó que es de 9.0; la lectura de ORP corolario fue de (+/-) -200 Mv. Por lo tanto, se puede resumir que la medición de una colonia de células de algas saludables se puede determinar por una lectura de Mv negativa con cada incremento en un punto de pH que se correlaciona con un decremento de aproximadamente 200 Mv.

La mayoría de las aguas naturales tienen valores de pH de entre 5.0 y 8.5. Ya que las plantas toman el C02 para la fotosíntesis en ecosistemas acuáticos, los valores de pH (y alcalinidad) suben. Los animales acuáticos producen el efecto opuesto - ya que los animales toman el 02 y despiden C02, el pH (y acidez) disminuye. En estado estable, la lectura de matriz de algas fue de 7.0 y mientras las condiciones hipertónicas se crean a través de la oxidación, el pH cae a por debajo de 7.0 y tan bajo como 5.0 con una lectura de ORP análoga de +200 a +400 Mv. Cuando la pared de la célula no colapsa, pero solamente se vuelve flácida (contrario a túrgida) ; sus contenidos están todavía enquistados y la pared de la célula como se representa en la ley de equilibrio de Donnan donde la pared de la célula crea un potencial de energía dentro de sus dos paredes de célula opuestas cargadas para sobrevivir hasta que se recupera un estado isotónico. Esto también se denomina como el fenómeno de Gibbs-Donnan . Este es el estado de equilibrio existente en una membrana semi permeable cuando ésta separa dos soluciones que contienen electrolitos, los iones de algunos de los cuales son capaces de permear la membrana y los otros no; la distribución de los iones en las dos soluciones se vuelve complicada de tal forma que se desarrolla un potencial eléctrico entre los dos lados de la membrana y las dos soluciones tienen diferentes presiones osmóticas. Esta carga es extremadamente balanceada y es por lo cual las células deben sobrevivir condiciones adversas extremas solamente para rejuvenecer cuando las condiciones hipotónicas apropiadas están presentes.

Las células de algas vivas se pueden considerar una célula de combustible electroquímico, donde al cambiar la polaridad de la membrana de pH alto y ORP bajo de un cultivo vivo (150 Mv) a un pH bajo y ORP alto (+200 Mv) resulta la ganancia neta de 350 Mv y una liberación concomitante de hidrógeno dentro de la matriz, provisto de que el potencial eléctrico de la célula se ha roto y la pared de la célula no está solamente desinflada. Tal producción de hidrógeno es uno de los productos benéficos obtenibles de esta invención.

Al combinar un número de enfoques, se descubrió que se puede proporcionar un método rápido, industrialmente escalable de lisado y/o floculación de células de algas. Tales métodos se pueden aplicar en métodos para obtener productos útiles a partir de algas, por ejemplo, extraer lipidos, obtener gas de hidrógeno, y/u obtener masa celular y desechos de algas, entre otros.

Como un componente para llevar a cabo dicho proceso, los presentes métodos pueden utilizar un mezclador estático. Mezcladores estáticos convenientes incluyen, pero no están limitados a los descritos en los documentos de Patente de los Estados Unidos 6279611 de Uematsu et al., 6730214 de Mazzei. Se pueden utilizar tales mezcladores que ayudan en la generación de cavitación transitoria y/o transferencia de masa de gas a liquido.

Se resume que al crear incremento rápido en ORP a través de la manipulación o bajar el pH de la matriz, el diferencial eléctrico tiene el efecto de inducir el proceso de electrólisis en lisado de célula con el beneficio concomitante de la generación de exceso de hidrógeno como un subproducto de la liberación de contenido de la pared de la célula .

El trabajo experimental demuestra que el lisado de la célula se realizó rápidamente y económicamente con esta combinación. La teoría de por qué una combinación de cavitación, ultrasónica y modificación de pH trabaja para lisar células es empírica y los inventores no pretenden estar limitados por cualquier explicación particular de los resultados .

El presente proceso puede incluir convenientemente la modificación del ORP, por lo general a través de la reducción de pH. Mientras que tal reducción de pH (u otra modificación de ORP) se puede lograr utilizando una variedad de ácidos y bases, también se puede lograr utilizando CO2. La oxidación/reacciones de reducción involucran un intercambio de electrones entre dos átomos. El átomo que pierde un electrón en el proceso se dice que ésta "oxidado". El que gana un electrón se dice que está "reducido". Al recoger ese electrón extra, pierde la energía eléctrica que lo hace "hambriento" de más electrones. Los químicos como el cloro, bromo, y ozono son todos oxidantes.

El ORP típicamente se mide viviendo el potencial eléctrico del voltaje generado cuando un metal se coloca en el agua en la presencia de agentes oxidantes y reductores. Estos voltajes nos dan una indicación de la capacidad de los oxidantes en el agua de mantenerla libre de contaminantes. Por lo tanto, un sondeo de ORP es en realidad un medidor de milivoltios, que mide el voltaje a través de un circuito formado por un electrodo de referencia construido de alambre de plata (en efecto, el polo negativo el circuito) , y un electrodo de medición construido de una banda de platino (el polo positivo), con el fluido siendo medido entre ellos. El electrodo de referencia, hecho por lo general de plata, está rodeado por solución de sal (electrólito) que produce otro pequeño voltaje. Pero el voltaje producido por el electrodo de referencia es constante y estable, asi forma una referencia contra la cual se compara el voltaje generado por el electrodo de medición de platino y los oxidantes en el agua. Se mide la diferencia en voltaje entre los dos electrodos .

Cambiar el pH de una solución acuosa puede alterar dramáticamente la lectura de ORP debido al efecto de pH en la concentración de iones cargados en el agua. Por lo tanto, en los aparatos y métodos que se describen en este documento, el pH y por lo tanto el ORP se pueden modificar al contratar el agua con uno o más agentes de modificación de ORP o pH. Convenientemente, se puede utilizar gas de dióxido de carbono para bajar el pH; bajar el pH subirá la lectura de milivoltios .

Se puede introducir C02 en el medio liquido en la forma de micro o nano burbujas, p.ej., se introduce como micro o nano burbujas utilizando un mezclador estático como se describió anteriormente. La introducción del gas de CO2 en tal manera baja de pH, modificando el ORP, lo que puede llevar a la producción de gas de hidrógeno adicional el cual se puede captar.

Además, la introducción de C02 (u otro gas) como micro o nano burbujas puede contribuir a la lisis de la célula como se indica más adelante. Los efectos de cavitación y/o ultrasónicos también se pueden utilizar benéficamente para mejorar la lisis de la célula y/o floculación de masa celular y desechos. Mientras que tales efectos se pueden generar utilizando un sondeo ultrasónico, también se pueden generar utilizando el efecto de cavitación de un mezclador estático con introducción asociada de micro burbujas. Por lo tanto, al hacer pasar el medio que contiene algas a través de un mezclador estático con introducción de gas contribuye a la ruptura de la célula y puede ayudar a la floculación de masa celular y desechos.

Como se aplica en el presente sistema, el EMP tiene el efecto de lisar células. Sin embargo, un beneficio agregado es la generación de gas de hidrógeno, el cual se puede captar, p.ej., para su uso como un combustible. La cantidad de hidrógeno se puede mejorar por la modificación de ORP.

Para algunas aplicaciones, puede también ser benéfico aplicar un campo magnético. Por ejemplo, dicho campo se puede aplicar dentro o adyacente a un mezclador estático. Una forma de lograr esto es ubicar imanes fuertes alrededor del mezclador estático. En algunos casos, puede ser benéfico utilizar campos magnéticos alternantes.

El presente proceso se puede configurar para mejorar la salida de uno o más de un número de productos diferentes. Por ejemplo, los productos pueden ser masa celular y desechos de algas, lipidos, proteínas seleccionadas, carotenoides , y/o gas de hidrógeno.

En algunas aplicaciones, puede ser deseable generar masa celular y desechos utilizando los métodos y aparatos descritos en este documento. Dicha masa celular y desechos se pueden producir en conjunto con producción mejorada u optimizada de uno o más de otros productos, o ya sea sin obtener otros productos o sin optimizar la obtención de otros productos .

Convenientemente, estos procesos se pueden configurar para producir cantidades sustanciales de gas de hidrógeno.

En una modalidad típica, es deseable obtener lipidos de las algas, p.ej., para su uso en biocombustibles y/o para proporcionar aceites que contienen ácidos grasos de omega-3 de algas (principalmente ácido eicosapentaeónico (20:5, n-3; EPA) y ácido decosahexaónico (22:6, n-3; DHA) . Para extraer tales lipidos, es conveniente lisar las células, p.ej., como se describió anteriormente. Liberar los lipidos en tal manera permite que se lleve a cabo una primera separación con base en diferentes densidades entre el material que contiene los lipidos y el volumen de agua. Si se desea, los lipidos se pueden extraer adicionalmente utilizando otros métodos de extracción de lipidos.

En algunas modalidades, esta invención utiliza una pluralidad de los procesos mencionados para producir separación mejorada de masa celular y desechos, lisis de célula, producción de hidrógeno, y/o separación de lipidos.

Por ejemplo, la electrólisis o se puede combinar con la modificación de ORP.

De manera muy conveniente, se construye un sistema para llevar a cabo los sub-procesos seleccionados como parte del proceso general de procesamiento de algas. Un componente útil en tal sistema utiliza un mezclador estático modificado el cual tiene un ánodo y un cátodo integrados en el dispositivo.

En uso, el mezclador estático modificado somete la lechada a EMP, mientras que al mismo tiempo inyecta gas de CO2 otro agente de modificación de ORP a través de un Venturi dentro del licor de algas mientras éste fluye a través del dispositivo. El dispositivo puede incluir un sistema de recuperación de gas en cualquier extremo para la recuperación de clases (p.ej., hidrógeno) generados por el proceso de electrólisis .

Al mezclador estático modificado se ilustra esquemáticamente en la Figura 15. La lechada de biomasa 601 se permite que entre en la Cámara del mezclador a través de una tubería de entrada. Una vez dentro de la Cámara de entrada la lechada 601 fluye a través de un circuito de ánodo 602 y cátodo 603 el cual es energizado por un suministro de energía de corriente directa 654. Dos electrodos de ánodo y cátodo, 602 y 603, solamente permite la transferencia eléctrica cuando un medio líquido conductivo fluye entre ellos. En el caso de este mezclador estático, la lechada de biomasa 601 se utiliza para conducir la transferencia eléctrica entre los electrodos de ánodo y cátodo, 602 y 603. Durante la transferencia eléctrica, la lechada de biomasa 601 se expone adicionalmente a la transferencia y con una cantidad parcial de esta transferencia absorbida por las células de microorganismos. Una vez que ocurre la exposición eléctrica sus estructuras de pared celular comienzan a debilitarse. Después a fluir a través de la Cámara de circuito de ánodo y cátodo, se utiliza una junta no conductiva 655 para aislar las dos cámaras para no permitir la transferencia eléctrica a la Cámara de Venturi 656. Las ahora células estructuralmente más débiles se pueden ahora fracturar mediante coalición celular/burbuja de micrón provocada por el Venturi. Para incrementar más la eficiencia del proceso de separación de sustancias, se puede utilizar un puerto de inyección de gas 657 para introducir mejoras químicas para la fracturación y recuperación de sustancias.

Durante la fracturación de pared celular, se puede capturar una liberación de gases intracelulares tales como oxigeno e hidrógeno u otros que tengan valor como parte del sistema de recuperación de sustancias. Estos gases se dirigen a la ventilación para capturarlos en el extremo de la salida 658 ubicada en el puerto de salida 659 del mezclador estático. Además salen los restos de la biomasa fracturada 629 que también se dirigen para su recuperación en el punto de salida 658.

Por lo tanto, como se indicó anteriormente, el sistema se puede configurar y utilizar convenientemente con extracciones parciales para el contenedor de cultivo o reactor, p.ej., un foto biorreactor. También convenientemente, el sistema puede incluir y utilizar un mezclador estático modificado como se describió para la extracción y floculación (masa celular y desechos) de la matriz, capturando el hidrógeno generado o exceso de oxigeno, separando la masa celular y desechos del agua y regresando el agua al reactor, preferiblemente después de su esterilización o filtración.

El método denominado en este documento como "Producción en Cascada", hace uso de un porcentaje de extracción de (cultivo) licor del tanque de cultivo en una forma programada tal como diariamente, cada tercer día o semanalmente . Licor de extracción (cultivo) se introduce entonces a través del dispositivo de mezclado electrolizante y/o se introduce a través de un mezclador en conjunto con un método convencional electrolizante, tal como una placa de ánodo y cátodo en el tanque de procesamiento. Tal procesamiento puede incluir manipulación de ORP.

Vistos en un sentido general, los métodos y aparatos descritos en este documento incluyen una serie de manipulaciones de fluido junto con un flujo de proceso con la meta especifica de extraer subproductos valiosos contenidos en las células de algas. Como se describió brevemente antes, mientras las algas se cultivan en tanques, p.ej., tanques de agua salada, de diversas configuraciones tales como estanques de cultivo al aire libre, tanques abiertos, tanques cubiertos, o foto biorreactores (PB , Photo Bioreactors) , una porción de la solución o licor se extrae de forma programada. Este programa de extracción se determina pero no está limitado a las siguientes observaciones tomadas en de manera diaria de densidad, pH y/u ORP. Por ejemplo, se ha observado que el pH de un estanque al aire libre es mayor en la tarde que durante la mañana, debido a la absorción de CO2 y el proceso denominado como respiración que ocurre en la noche. La diferencia puede ser tan alta como 3 puntos de pH ó 600 Mv. Por lo tanto, uno extraería una porción significativa del estanque de cultivo en la tarde mientras el pH está ahora a 8.5-10 (las lecturas temprano en la mañana se compararían en 6-7). En un reactor o PBR, aplica el mismo principio, pero en este caso pudo observar las etapas de registro de cultivo y cae al 75% del fluido de cultivo (matriz) cuando el pH alcanza 8.5-9. Todos estos indicadores utilizan equipo convencional de medición incorporado en un controlador de computadora de proceso de planta, que controlaría el proceso de extracción y señala cuando es tiempo de cosechar. Para determinar cuándo es tiempo de cosechar, se pueden evaluar varios indicadores en la básica de cultivo, tales como pH, o ERP, Mv, salinidad, tamaño de las células, etc.

El porcentaje restante del fluido sin extraer se mantiene como un indicador del agua reciclada y se utiliza para comenzar una nueva fase de registro de cultivo de algas. El licor extraído (también denominado en este documento como "cultivo") .

Las algas de microorganismos se cultivan en un sistema de contención y en el extremo de un ciclo apropiado de cultivo se transfieren al proceso de recuperación de sustancias. La biomasa de algas se fluye a través de un paso opcional de cavitación de burbujas de micrón, que se utiliza para ablandar la estructura exterior de pared celular antes de otros procesos de recuperación de bio sustancias.

Después del paso de cavitación se puede aplicar un proceso opcional de calor para cambiar la gravedad específica del agua de abastecimiento de alimentación de líquido que contiene la biomasa. La opción de calor permite una transferencia más rápida de sustancias particulares liberadas durante el proceso de cosecha. Después de que la biomasa ha alcanzado un rango de calor apropiado, se permite entonces que fluya a través de un campo de pulso electromagnético, la estación de EMP donde las células de biomasa que transitan están expuestas a las transferencias electromagnéticas que resultan en la fracturación de las estructuras exteriores de pared celular.

Una vez que fluya a través del proceso de EMP, la biomasa fracturada pasa a un tanque clarificador por gravedad donde la materia más pesada (masa celular y desechos) segundo en a través de la columna de agua mientras que la materia más ligera sube a la superficie donde permite una cosecha más fácil. El material que se hunde más pesado (masa celular y desechos) se junta en el fondo del tanque clarificador donde se puede cosechar fácilmente para otras sustancias útiles. Después de la separación y recuperación de sustancias, el resto de la columna de agua se envía a través de un proceso de recuperación de agua y después del procesamiento se regresa al sistema de cultivo.

Durante este periodo de "agrietamiento", el mezclador estático puede inyectar uno o más modificadores de ORP, los cuales pueden ser o incluir modificadores de pH tales como C02. Mientras que se prefiere el C02, se pueden utilizar modificadores de pH u ORP alternativos o adicionales que logren la función básica de alterar el valor de pH y su valor de ORP corolario que se representa en Mv. Se puede utilizar cualquier mezclador estático adecuado; los métodos, sistemas y aparatos descritos en este documento no están limitados a ningún tipo particular de mezclador o el método electrolizante asociado. Al mezclador puede incorporar un ánodo y un cátodo conectados a un regulador de voltaje, el cual preferiblemente invierte las polaridades para reducir la descamación en los sondeos. El ánodo y el cátodo son energizados por una fuente de energía de DC, tal como una batería, generador, transformador o combinaciones de los mismos. El voltaje de DC se puede establecer a salidas variables para ajustarse a la masa de algas en el tanque de agrietamiento .

Mientras el fluido se introduce a través del mezclador de Venturi, se mezcla por lo tanto con CO2, sujeto al campo de EMP como se mencionó anteriormente, y a través de la mezcla continua, se genera una pluralidad de burbujas de micrón, creando una cavitada, o lechada de burbujas de micrón tanto de C02 como masa de algas. Una combinación de introducción de C02, electrólisis, y mezclado se pueden seleccionar empíricamente, p.ej., con base en la separación deseada de productos de las células de algas y/o floculacion de la masa a la superficie del agua.

Por ejemplo, en una prueba reciente, se aplicó C02 para lograr una caída de pH de 8.5 a 6.5 con un incremento correspondiente de -200 Mv a +250 Mv y el fluido se electrolizó utilizando un suministro de energía de 6 voltios de DC y se obtuvo floculacion completa y lisado de célula (examinada bajo un microscopio) en un período de 20 minutos. Sin embargo, esta combinación y estos parámetros solamente ejemplares, y se pueden examinar para determinar los valores óptimos. Los resultados deseados se pueden correlacionar adicionalmente con variables de procesamiento, p.ej., para establecer protocolos basados en valores de pH, lectura de ORP, densidad de célula y especies de algas. La modificación de pH aguas arriba, antes del extracción, puede ayudar al proceso de extracción de EMF.

Cuando se utiliza la electrólisis, al mismo tiempo con el proceso de agrietamiento (lisado) se libera gas de hidrógeno (H+) en el cátodo. Este hidrógeno se puede recuperar de manera segura y atrapar en un tanque a través de una válvula de recuperación de hidrógeno, colocada en el extremo del cátodo de una unidad electrolizante o en el extremo del mezclador estático. Si uno altera los valores de pH al utilizar un compuesto químico base, p.ej., hidróxido de potasio, hidróxido de sodio, hidróxido de calcio o hidróxido de magnesio, uno crearía ahora un exceso de oxígeno libre en el sondeo de ánodo. En este caso, uno extraería como anteriormente una cierta porción de masa de algas en un valor de pH de 8.5 y subiría ese valor a aproximadamente pH de 11 o aproximadamente -250 Mv a -700 Mv y crearía una matriz alta en hidrólisis negativa o -OH. La disociación del oxígeno libre se crearía entonces como la matriz regresaba a 7.0 con el agrietamiento de la célula. En este caso, uno incorporaría un sistema seguro de recuperación para este oxígeno.

En este sistema, una vez que la masa celular y desechos se agrietan, dependiendo de las condiciones se pueden flocular a la superficie del agua o se pueden hundir. La masa celular y desechos son generalmente un compuesto de pared de célula rota, lípidos, carbohidratos y clorofila (A) . En muchos casos, en pocas horas, la floculación en la superficie se hunde al fondo del tanque. Mientras que algunos de los lípidos pueden permanecer en la superficie, una fracción importante de los lípidos (que puede ser la mayoría de los lípidos) está todavía asociada con la clorofila y/u otros componentes celulares y se hundirá con el resto de la masa celular y desechos.

El restante del agua es ahora de aproximadamente 7.0 de pH, con una concentración alta de C02 (solamente si el pH se ajustó, de otra forma el pH será el de la lechada entrante). Esta agua (la lechada es procesada) y su biomasa agrietada (masa celular y desechos) se introducen o se hacen fluir a un tanque de esterilización de agua después de pasar a través de una unidad filtración, donde se puede utilizar un número de sistemas para separar la masa orgánica del agua. Estos sistemas pueden ser, por ejemplo, separadores planos, libros, separadores de vórtice o cualquier otro método que lleve a cabo la función de entregar una masa separada. La masa celular y desechos separados se extraen a una vasija de captación de masa celular y desechos y el agua se envía para su esterilización en el tanque. Después de la esterilización, el agua recuperada se puede utilizar para reponer el tanque.

En una modalidad, el sistema incluye una boquilla modificada de mezclador Venturi, p.ej., como se ilustra en la Figura 13. Como se indicó previamente, la tubería de entrada de lechada está aislada a la mitad, o en cualquier otra parte a lo largo de la longitud de la tubería con una junta grande de caucho u otro material de aislamiento eléctrico para separar la polaridad del ánodo y el cátodo. Los dos extremos del tubo pueden estar electrificados de la fuente de entrada de DC o incluir sondeos dentro de los tubos que tienen el propósito de conducir electricidad. El Venturi modificado introduce gas de C02 u otra mezcla de gas con el propósito de alterar el pH y o ERP a través de un tubo de entrada dentro de una zona de baja presión diseñada dentro de la geometría del tubo; de acuerdo con el principio de Bernoulli. En la salida del tubo Venturi, se puede instalar un dispositivo para el propósito de capturar el hidrógeno creado durante el proceso de EMP. Uno puede agregar obstrucciones dentro del tubo Venturi para impactar el flujo de fluidos para aumentar la turbulencia y crear una pluralidad de burbujas de micrón.

Ejemplo 2 - Cuantificación de Extracción de Lípidos e Identificación de Parámetros de EMP de Extracción Óptimos En los experimentos descritos a continuación, se describen la cuantificación de extracción de lípidos utilizando un aparato de EMP como se describe en este documento y la identificación de parámetros de extracción óptimos. Los resultados descritos a continuación corresponden a los datos en la Figura 16.

Prueba 1 : Con el fin de cuantificar la extracción de lípidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lipidos. El lote se alimentó por gravedad a través de la unidad de EMP en un caudal de aproximadamente 1 1/min. Se procesó un total de 20.8 1 de cultivo de algas. El torrente procesado se retiró de la capa superior después de la captación para el análisis de lipidos.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 433 mg/l Contenido de lipidos: 5.5% de masa seca (23.86 mg/l) pH: 7.1 Conductividad: 8.82 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 20.8 1 Caudal: 1 1/min Voltaje: 4.3 V Corriente eléctrica: 22 A Resultados: La muestra de extracción se analizó por medio del método de Folch. Los líquidos extraídos pesaron 0.4481 g. La cantidad de lipidos originalmente presentes en los 20.8 1 del lote de algas antes del procesamiento fue de 0.4965 g. Esto corresponde a una eficiencia de extracción del 90.2% a través de la unidad de EMP.

Prueba 2 : Con el fin de cuantificar la extracción de lipidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lipidos. El lote se alimentó por gravedad a través de la unidad de EMP en un caudal de aproximadamente 1 1/min. Se procesó un total de 9.2 1 de cultivo de algas. El torrente procesado se recogió en un aparato de captación de lipidos que fue diseñado para tener un cuello largo cónico para captar la capa de lipidos que flotan en la superficie.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 207 mg/1 Contenido de lipidos: 13% de masa seca (26.91 mg/1) pH: 6.8 Conductividad: 9.31 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 9.2 1 Caudal: 1 1/min Voltaje: 3.4 V Corriente eléctrica: 20 A Resultados: La muestra de extracción se analizó por medio del método de Folch. Los líquidos extraídos pesaron 0.2184 g. La cantidad de lipidos originalmente presentes en los 9.2 1 del lote de algas antes del procesamiento fue de 0.2477 g. Esto corresponde a una eficiencia de extracción del 88.2% a través de la unidad de EMP.

Prueba 3: Con el fin de cuantificar la extracción de lipidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lipidos. El lote se alimentó por gravedad a través de la unidad de EMP en un caudal de aproximadamente 1 1/min. Se procesó un total de 11 1 de cultivo de algas. El torrente procesado se retiró de la capa superior después de la captación para el análisis de lipidos.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 207 mg/1 Contenido de lipidos: 13% de masa seca (26.91 mg/1) pH: 6.8 Conductividad: 9.31 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 11 1 Caudal: 1 1/min Voltaje: 3.4 V Corriente eléctrica: 20 A Resultados: La eficiencia de extracción del 95.25% a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para el lote probado de algas.

Prueba 4 : Con el fin de cuantificar la extracción de lipidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lipidos. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se procesaron 2 litros de cultivo de algas. El torrente procesado se captó en un matraz volumétrico de 2 litros, y se recuperó la capa superior de lipidos para el análisis.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 410 mg/1 Contenido de lipidos: 8.2% de masa seca (33.62 mg/1) pH: 7.1 Conductividad: 8.99 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 2.01 1 Caudal: 1.5 1/min Voltaje: 12.4 V Corriente eléctrica: 18 A Resultados: La eficiencia de extracción del 90.7% a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para el lote probado de algas.

Prueba 5 : Con el fin de cuantificar la extracción de lipidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 12 pulgadas para extraer los lipidos. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se procesaron 1.87 litros de cultivo de algas. El torrente procesado se captó en un matraz volumétrico de 2 litros, y se recuperó la capa superior de lipidos para el análisis.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 800 mg/1 Contenido de lipidos: 19.9% de masa seca (159.2 mg/1) pH: 7.6 Conductividad: 8.15 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 1.87 1 Caudal: 0.2 gal/min (0.756 1/min) Voltaje: 4.8 V Corriente eléctrica: 20.2 A Resultados: La eficiencia de extracción del 12.2% a través de la unidad de EMP de 12 pulgadas para el lote probado de algas.

Prueba 6: Con el fin de cuantificar la extracción de lipidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 12 pulgadas para extraer los lipidos. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se procesaron 1.87 litros de cultivo de algas. El torrente procesado se captó en un matraz volumétrico de 2 litros, y se recuperó la capa superior de lipidos para el análisis.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 500 mg/l Contenido de lipidos: 16.15% de masa seca (80.75 mg/l) pH: 7.5 Conductividad: 8.18 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 1.87 1 Caudal: 1.13 1/min Voltaje: 4.7 V Corriente eléctrica: 20 A Resultados: La eficiencia de extracción del 51.5% a través de la unidad de EMP de 12 pulgadas para el lote probado de algas.

Prueba 7 : Con el fin de identificar los parámetros de EMP de extracción óptimos para un bloque de algas dado, el EMP se probó en una matriz de rango amplio de parámetros. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lípidos. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se captaron muestras individuales que comprendió la matriz para la prueba en pequeñas botellas de 116 mi. La masa celular y desechos en el fondo del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lípidos en la botella de muestra de extracción .

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 210 mg/1 Contenido de lípidos: 24% de masa seca (50 mg/1) pH: 7.8 Conductividad: 7.89 mS/cm Resultados de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 116 mi La cantidad de lipidos originalmente presentes en la muestra de algas de 116 mi antes del procesamiento: 5.8 mg La muestra de extracción fue analizada por el método de Folch. Los parámetros relevantes que comprende la matriz de condiciones de prueba y la eficiencia de extracción ser tabular en la Tabla 1.

Tabla 1. Eficiencia de extracción en diferentes caudales e intensidades de corriente Injerencia: las condiciones más óptimas para la extracción de lipidos para este lote de algas parecen ser 0.25 gal/min y 15 A. La eficiencia disminuye gradualmente alrededor de este conjunto de condiciones en la matriz probada. En corrientes mayores en 0.25 gal/min, la entrada de energía es probablemente muy alta para el detrimento de las algas provocando que destruyan. En corrientes menores en 0.25 gal/min, y en menores caudales, la entrada de energía es muy baja para extraer completamente los lípidos de las algas.

Prueba 8 : Con el fin de cuantificar la extracción de lípidos de una unidad de EMP como se describe en este documento, se llevó a cabo el siguiente experimento. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lípidos. Se captaron muestras en cualquiera de botellas de 116 mi o botellas de 400 mi. La masa celular y desechos en el fondo del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lípidos en las botellas de muestra de extracción.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 320 mg/1 Contenido de lípidos: 18% de masa seca (57.6 mg/1) pH: 7.3 Conductividad: 7.93 mS/cm Detalles del Proceso de Extracción: Caudal: 0.95 1/min Voltaje: 5.3 V Corriente: 20 A Resultados : Extracción muestra 1: Volumen: 412 mi Eficiencia de extracción: 83.31% Extracción muestra 2: Volumen: 116 mi Eficiencia de extracción: 80.69% Extracción muestra 3: Volumen: 116 mi Eficiencia de extracción: 95.64% Prueba 9: Con el fin de identificar los parámetros de EMP de extracción óptimos para un bloque de algas dado, el EMP como se describe en este documento se probó en cuatro conjuntos diferentes de condiciones. Se procesaron 20 litros de un lote de Nanocloropsis oculata del cuarto de cultivo a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba.

Detalles de la Muestra de Control (Muestra 1130-0) : Concentración de masa seca: 320 mg/1 Contenido de lipidos: 11% de masa seca (35 mg/1) pH: 7.5 Conductividad: 8.15 mS/cm El lote de algas se procesó bajo diferentes condiciones de caudal y entrada de energía como se enlista a continuación : Muestra 1130-3: Caudal = 0.25 gal/min, Voltaje = 3.7 V, Corriente = 15 A Muestra 1130-4: Caudal = 0.25 gal/min, Voltaje = 4.0 V, Corriente = 20 A Muestra 1130-8,9: Caudal = 0.38 gal/min, Voltaje = 4.0 V, Corriente = 20 A Muestra 1130-12: Caudal = 0.38 gal/min, Voltaje = 3.7 V, Corriente = 15 A Las muestras se captaron en botellas de 400 mi. La masa celular y desechos en el fondo y del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lípidos en las botellas de muestra de extracción. Las muestras fueron analizadas por CSULB-IIRMES utilizando el Método Floch.

Resultados: las condiciones más óptimas para la extracción de lípidos para este lote de algas pareció ser 0.38 gal/min; 3.7 V; 15 A.

Tabla 2.

Prueba 10: El nuevo equipo de EMP de Tubo (esto es E F pulsado) junto con la cavitación de MX y calor fueron probados y comparados con las pruebas previas. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través del sistema de extracción de un solo paso (en este documento "SSE") de Tubo. Los componentes del sistema de SSE de Tubo son la unidad de EMP de tubo, un sistema de tira de calor alrededor de la unidad de EMP de tubo, y una unidad de cavitación de MX. La unidad de cavitación de MX precede a la unidad de EMP de tubo. La unidad de cavitación de MX y el sistema de calentamiento alrededor de la unidad de EMP se podría utilizar opcionalmente . La cavitación se hizo por 1 minuto. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se captaron muestras en botellas de 120 mi. La masa celular y desechos en el fondo del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lipidos en las botellas de muestra de extracción.

Detalles del Lote de Control: Concentración de masa seca: 280 mg/1 Contenido de lipidos: 21% de masa seca pH: 7.7 Conductividad: 7.42 mS/cm Resultados de Extracción y observaciones: Volumen de muestra de extracción: 120 mi Tabla 3. Resultados de extracción y observaciones de la rueba de SSE de Tubo que incluyó tanto cavitación de MX como calentamiento Nota: La tasa de calentamiento fue la misma para diferentes caudales. Esto significa que en 0.50 gal/min, la masa celular y desechos recibieron menos calor que en 0.25 gal/min .

La siguiente tabla (Tabla 4) muestra los resultados de extracción y observaciones de la prueba de EMP de Tubo que incluyó solamente uno de la cavitación de MX y calentamiento o ninguno. Esto se puede utilizar para comparación con las mismas condiciones de prueba en la tabla anterior.

Tabla 4. Resultados de extracción Al parecer el calor resultó en electrólisis mejorada que resultó en que la masa celular y desechos se floculan mejor. Cuando el calor era alto (como en @ 0.25 gal/min), toda la masa celular flocular y desechos se hundieron dejando una capa delgada de lipidos transparente en la parte superior. El hundimiento fue probablemente debido a que la densidad del agua caliente es marcadamente menor que la de la masa celular y desechos. Cuando el calor es bajo (como en @ 0.50 gal/min) , toda la masa celular y desechos lobulados permanecieron en la parte superior junto con los lipidos. Esto es probablemente debido a que las densidades diferenciales del agua y la masa celular y desechos no es lo suficientemente grande para provocar el hundimiento instantáneo de la masa celular y los desechos, pero el calor aplicado fue el suficiente para flocular la masa celular y desechos. De cualquier forma, se observó que cuando había calor, la masa celular y desechos se flocularon ya sea en la parte superior o en el fondo, pero cuando no hubo calor permanecieron suspendidos como se observa normalmente con las unidades de EMP de 6 pulgadas y 12 pulgadas previas sin calor.

Otra fuerte posibilidad es que cuando la masa celular y desechos se floculan y se hunden al fondo con la aplicación de calor, algunos de los lipidos extraídos que se quedaron atorados a la masa celular y desechos pudieran haber sido llevados con la masa celular y desechos al fondo. Como resultado, la eficiencia de extracción como se analizó de los lipidos en la capa superior transparente podría ser menor. A la inversa, cuando la masa celular y desechos floculados y que flotaron en la parte superior, incluso si todos los lipidos dentro de las células de algas pudieran no haber sido extraídos, los lipidos no extraídos pueden todavía permanecer en la parte superior con los lipidos extraídos.

Otra observación fue el efecto de la corriente en el hundimiento de la masa celular y desechos cuando se aplicó calor en la primera tabla, la columna correspondiente a 0.25 gal/min, la velocidad a la que la masa celular y desechos se hundieron fue directamente proporcional a la cantidad de corriente eléctrica suministrada. Aún en el caudal de 0.50 gal/min, donde toda la masa celular y desechos notaron debido al calor bajo, la masa celular y desechos correspondientes a la muestra con 20 A de corriente eléctrica se hundieron después de 1 día, mientras que la masa celular y desechos correspondientes a las muestras con corriente más baja continuaron flotando después de 1 día.

Prueba 11: Con el fin de obtener la extracción de lipidos en la mayor ciencia posible para un lote de algas dado, se probó un aparato de EMP como se describe en este documento en diferentes conjuntos de condiciones. Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través de la unidad de EMP de 6 pulgadas para extraer los lipidos. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se captaron muestras individuales en botellas de 1 1. La masa celular y desechos en el fondo del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lipidos en las botellas de muestra de extracción.

Detalles de la Muestra de Control (Muestra # 20100104- 10) : Concentración de masa seca: 285 mg/1 Contenido de lipidos: 6.67% de masa seca (19 mg/1) pH: 8.4 Conductividad: 7.99 mS/cm Volumen de muestra de extracción: 1 1 La cantidad de lipidos originalmente presentes en la muestra de algas de 1 1 antes del procesamiento: 19 mg Las muestras fueron analizadas por CSULB-IIRMES utilizando el método de Folch. Los parámetros relevantes de diferentes condiciones de prueba y las eficiencias de extracción se tabulan en la siguiente tabla.

Tabla 5. Parámetros de condiciones de prueba y eficiencias de extracción Las mayores eficiencias de extracción 98% y 96% fueron obtenidas en 0.25 gal/min; 19 A; 3.9 V y en 0.50 gal/min; 18 A; 3.8 V para el lote probado de algas.

Pruebas 12 y 13: Se examinó el efecto de almacenamiento en la noche en oscuridad y frío en la eficiencia de extracción de lipidos. Se probaron muestras del mismo lote de algas en la Prueba 12 y se probaron el siguiente dia en la Prueba 13. El mismo lote de algas probado en la Prueba 12 se probó al siguiente dia (las mismas pruebas se ejecutaron en el mismo cultivo original de algas; una prueba ocurrió en el día que la prueba viva se extrajo del tanque de cultivo, esto es, en tiempo real, y el segundo día el resto de la muestra se probó después de que reposó en la noche) . Se procesó un lote de Nanocloropsis oculata a través del sistema de SSE de Tubo. Los componentes del sistema de SSE de Tubo son la unidad de EMP de tubo, un sistema de tira de calor alrededor de la unidad de EMP de tubo, y una unidad de cavitación de MX. La unidad de cavitación de MX precede a la unidad de EMP de tubo. La unidad de cavitación de MX y el sistema de calentamiento alrededor de la unidad de EMP se podría utilizar opcionalmente . La cavitación se hizo por 1 minuto. El caudal del lote se reguló utilizando un flujómetro y una bomba. Se captaron muestras en botellas de 120 mi. La masa celular y desechos en el ' fondo del agua se sacaron con jeringa dejando solamente la capa superior de lipidos en las botellas de muestra de extracción.

Tabla 6. Detalles de la muestra de control pertenecientes primer día y al segundo día después del almacenamiento Resultados de Extracción: Volumen de muestra de extracción: 120 mi Tabla 7. Parámetros relevantes de las condiciones de prueba las eficiencias de extracción Las eficiencias de extracción son en general menores que los experimentos previos de SSE de Tubo. Esto es probablemente debido a que las muestras de acción se dejaron reposar demasiado antes de recuperar la capa superior de lipidos. Usualmente, hay algo de masa celular y desechos que se encuentran en la capa superior de lipidos, pero todos se han hundido como resultado de dejar las muestras reposar demasiado, y junto con algo de los lipidos se podrían también haberse hundido. Al comparar las eficiencias de extracción observadas en el primer día y el segundo día, no parece que haya ninguna mejora en la extracción debido al almacenamiento en la noche en oscuridad y frió.

Ejemplo 3 - Uso de Cavitación y EMP para Cosechar Carbohidratos y Proteínas La Figura 14 muestra los resultados de un procedimiento de prueba para cosechar carbohidratos y proteínas de algas. El procedimiento de prueba se llevó a cabo como sigue. La lechada de algas se procesó primero a través de la unidad de EMP a temperatura ambiente. La lechada procesada de EMP se captó en un tanque de almacenamiento. Luego se cavitó a través de la unidad de MX. Luego se dejó que la lechada cavitada se asentara por algunos minutos. Una masa gruesa de masa celular y desechos de algas subió a la parte superior y se mantuvo flotando. La masa celular y desechos flotantes se captaron fuera de la superficie para su análisis.

Las muestras de algas captadas a través del proceso SSE Inverso se analizaron por los Anresco Laboratories, San Francisco. Las muestras se analizaron para el contenido de lipidos, proteínas y carbohidratos de las algas. El análisis por Anresco Laboratories porporcionó la masa total de proteínas, lipidos o carbohidratos en una muestra dada (digamos "x" mg) .

La concentración de masa seca del lote de algas procesado (digamos "di" mg/1) se midió antes del proceso de SSE Inverso. El volumen del lote de algas captadas en el tanque de almacenamiento del cual se captó la masa celular y desechos flotantes finales de la parte superior también era conocido (digamos "V" 1) . También se midió la concentración de masa seca de la solución residual después de la captación de la masa celular y desechos flotantes fuera de la parte superior (digamos "d2" mg/1) . A partir de éstos, la masa de la masa celular y desechos de algas (digamos "M" mg) captada de la parte superior del tanque de almacenamiento se calculó como sigue: M = (di - d2) x V Luego, la composición individual de proteínas, por ejemplo, se calculó como sigue: Composición de proteínas = x/M mg de proteínas/mg de masa seca de algas Para este experimento, se tomaron tres muestras pequeñas del frasco de muestra (se observó que las algas captadas de la parte superior del proceso eran pegajosas, aglomeradas y flotantes en el agua) . Con base en las mediciones de masa seca y el volumen de lechada procesada de algas, la cantidad de biomasa captada de la parte superior a través del proceso de SSE Inverso fue de 600 mg . La cantidad de proteínas por sí sola como fue analizado por Anresco Laboratories alcanza los 1400 mg. Ya que la cantidad de proteínas no debe ser mayor que la cantidad de biomasa, las cantidades medidas podrían ser debido a los números incrementados de proteínas que resultan de los métodos de muestreo, p.ej., podrían haber sido más algas en las tres muestras extraídas que las que podrían ser si se hubieran mezclado uniformemente. No obstante, estos resultados demuestran que los aparatos y métodos descritos en este documento se pueden utilizar para cosechar proteínas así como grasa de las células de algas (ver la Tabla 8 a continuación) .

Tabla 8. Resultados de las tres muestras de algas marcadas 0413: 1-3 Otras Modalidades Alguien experimentado en la materia apreciaría fácilmente que la presente invención está bien adaptada para obtener los fines y ventajas mencionadas, así como aquellas inherentes en este respecto. Los métodos, sistemas, y aparatos se describen en este documento como representativos en la actualidad de las modalidades preferidas son ejemplares y no se pretende como limitaciones en el alcance de la invención. Los cambios al en este respecto y otros usos ocurrirán para aquellos experimentados en la materia, los cuales están abarcados dentro del espíritu de la invención y están definidos por el alcance de las reivindicaciones.

Será fácilmente aparente para aquellos experimentados en la materia que se pueden hacer sustituciones y modificaciones variables a la invención que se divulgan en este documento sin apartarse del alcance y espíritu de la invención. Por ejemplo, se pueden hacer variaciones a la configuración de los tanques, materiales utilizados, agentes de modificación de ORP, y cultivo de especies de algas. Por lo tanto, tales modalidades adicionales están dentro del alcance de la presente invención y las siguientes reivindicaciones.

La invención descrita de manera ilustrativa en este documento se puede practicar de manera adecuada en la ausencia de cualquier elemento o elementos. Limitación o limitaciones que no se divulgan específicamente en este documento. Por lo tanto, por ejemplo, en cada caso en este documento, cualquiera de los términos "que comprende" "consiste esencialmente de" y "que consiste de" se pueden reemplazar con cualquiera de los otros dos términos. Los términos y expresiones que se han empleado se utilizan como términos de descripción y no limitación, y no hay ninguna intención de que en el uso de tales términos y expresiones, se excluya cualquier equivalente de las características que se muestra y se describen o porciones de las mismas. Pero se reconoce que las diferentes modificaciones son posibles dentro del alcance de la invención que se reivindica. Por lo tanto, se debe entender que aunque la presente invención se ha divulgado específicamente por modalidades ejemplares y características opcionales, se puede recurrir a la modificación y variación de los conceptos que se divulgan en este documento por aquellos experimentados en la materia, y que tales modificaciones y variaciones se considera dentro del alcance de esta invención como se define por las reivindicaciones adjuntas.

Además, donde las características o aspectos de la invención se describen en términos de grupos de Markush u otros agrupamientos de alternativas, aquellos experimentados en la materia reconocerán que la invención también se describe por la presente en términos de cualquier miembro individual o subgrupo de miembros del grupo de markush u otro grupo.

También, a menos que se indica lo contrario, donde se proporcionan diferentes valores numéricos o puntos de extremo de rango de valores para las modalidades, modalidades adicionales se describen al tomar cualquier parte valores diferentes como los puntos de extremo de un rango o al tomar todos puntos de rangos diferentes de rangos específicos como los puntos de extremo de un rango adicional. Tales rangos también están dentro del alcance de la invención que se describe. Además, la especificación de un rango que incluye valores mayores que uno incluye la descripción específica de cada valor entero dentro de ese rango.

Por lo tanto, modalidades adicionales están dentro del alcance de la invención y dentro de las siguientes reivindicaciones .

Claims

NOVEDAD DE LA INVENCIÓN Habiendo descrito la presente invención como antecede, se considera como una novedad y, por lo tanto, se reclama como propiedad lo contenido en las siguientes: REIVINDICACIONES

1. Un método para extraer lipidos no polares de microalgas en una lechada acuosa que fluye, que comprende: proporcionar una lechada acuosa que comprende microalgas ; proporcionar un aparato de extracción de lipidos que tiene un cuerpo que incluye un canal que define una trayectoria de flujo de fluido, en donde un cátodo y un ánodo forman al menos una porción del canal que define la trayectoria de flujo de fluido, el cátodo y el ánodo están espaciados para formar una separación con una distancia en un rango de 0.5 mm a 200 mm dentro del canal; hacer fluir la lechada acuosa a través del canal y aplicar una fuerza electromotriz a través de la separación que comprende las células de microalgas y libera una fracción de lipidos que tiene más del 80 wt% de lipidos no polares y menos del 20 wt% de lipidos polares; y recuperar al menos una porción de la fracción de lipidos no polares.

2. Un método de acuerdo con la reivindicación 1, caracterizado porque la distancia a través de la separación está en un rango de 1 mm a 50 mm.

3. Un método de acuerdo con la reivindicación 1 ó 2, caracterizado porque se provoca que la lechada acuosa fluye a través de la separación a un caudal de al menos 0.1 mi por segundo por mi de volumen de separación, más preferiblemente al menos 0.5 mi por segundo por mi de volumen de separación, o más preferiblemente al menos 1.0 mi por segundo por mi de volumen de separación.

4. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-3, caracterizado porque el volumen de la trayectoria de flujo de fluido dentro de la separación es de al menos 50 mi, más preferiblemente 200 mi.

5. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-4, caracterizado porque al menos el 70 wt% de microorganismos dentro de la lechada acuosa son microalgas, más preferiblemente 90 wt%, más preferiblemente 95 wt%.

6. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-5, caracterizado porque la fuerza electromotriz se pulsa en una frecuencia de al menos 1 kHz.

7. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-6, caracterizado porque el amperaje que se utiliza para crear la fuerza electromotriz es de al menos 1 amperio y el voltaje está en un rango de 1 V a 1 kV.

8. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-7, caracterizado porque el canal tiene una forma en espiral y se provoca que la lechada acuosa de algas fluya en una trayectoria de flujo de fluido en espiral.

9. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-8, caracterizado porque el canal tiene una forma en espiral y se provoca que la lechada acuosa de algas fluya en una trayectoria de flujo de fluido en espiral.

10. Un método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-9, caracterizado porque la fracción liberada de lipidos tiene un contenido de lipidos no polares de al menos el 90% y un contenido de lipidos polares de menos del 10%, más preferiblemente un contenido de lipidos no polares de al menos el 95% y un contenido de lipidos polares de menos del 5%.

11. Una fracción de lipidos derivaba biológicamente fabricada por el método de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1-10.

12. Un aparato de extracción de lipidos para extraer lipidos no polares que microalgas, que comprende: un cuerpo que incluye un canal que define una trayectoria de flujo de fluido desde una primera apertura hasta una segunda abertura, la primera abertura proporciona una entrada para una lechada acuosa de algas y la segunda abertura proporciona una salida para la lechada acuosa de algas ; un cátodo, un ánodo, y un aislador que forma al menos una porción del canal que define la trayectoria de flujo de fluido, el cátodo y el ánodo están espaciados para formar una separación con una distancia en un rango de 0.5 mm a 100 mm, en donde un volumen de la trayectoria de flujo de fluido • dentro de la separación es de al menos 50 mi.

13. Un aparato de acuerdo con la reivindicación 12, caracterizado porque la distancia a través de la separación están en un rango de 1 mm 50 mm, más preferiblemente 2 mm a 20 mm.

14. Un aparato de acuerdo con la reivindicación 12 ó 13, caracterizado porque el volumen de la trayectoria de flujo de fluido dentro de la separación es de al menos 200 mi.

15. Un aparato de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 12-14, caracterizado porque un área de superficie del canal formada por el cátodo y el ánodo es de al menos 500 cm2 , más preferiblemente al menos 1000 cm2 , o más preferiblemente 2000 cm2.

16. Un aparato de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 12-15, caracterizado porque el cuerpo comprende un primer tubo conductivo dentro de un segundo tubo conductivo y el aislador proporciona separación entre el primer y segundo tubos conductivos, el canal está formado del espaciamiento entre el primer y segundo tubos conductivos.

17. Un aparato de acuerdo con la reivindicación 16, además comprende estriado que crea un flujo de fluido en espiral dentro del canal.

18. Un aparato de acuerdo con la reivindicación 17, caracterizado porque el estriado se proporciona por el aislador .

19. Un aparato de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 12-18, además comprende un suministro de energía configurado para suministrar al menos 1 amperio.