KR100828807B1 - 새로운 용도의 덱스트란 설페이트 - Google Patents

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Abstract

본원 발명은 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)의 치료용 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체에 관한다. 또한 본원 발명은 IBMIR에 의하여 유발된 세포 이식물에 대한 형태학적 파괴 및 세포 이식물에 대한 이식 거부의 치료용 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체에 관한다. 본원 발명은 유형 I 당뇨병을 앓고 있는 환자에게 적용될 수 있으며, 여기서 돼지의 랑게르한스섬은 환자의 간문맥에 이식된다. 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트의 투여는 이식된 췌장섬의 거부 및 파괴를 저해하고 예방하며, 환자의 정상혈당을 가능하게 한다.
덱스트란 설페이트

Description

새로운 용도의 덱스트란 설페이트{NEW USE OF DEXTRAN SULFATE}
본원 발명은 새로운 용도의 덱스트란 설페이트에 관한다.
오늘날, 전세계의 약 1,000만명의 사람들이 인슐린-의존적 당뇨병을 의미하는 유형 I의 당뇨병을 앓고 있다. 그러나 감염된 사람들의 숫자는 급격하게 증가될 것으로 추산되며, 2010년 까지 250만명이 될 것으로 보인다. 현재, 인슐린-생성 β-세포를 도입시킴으로써, 유형 I 당뇨병을 가진 환자가 영구적인 정상혈당을 가지도록 하는 연구가 수행되고 있다. 주된 두 가지 처리는 혈관부착 췌장 이식(vascularized pancreatic grafts) 또는 분리된 랑게르한스섬(isolated islets of Langerhans)의 이식이었다. 비록 혈관부착 이식(췌장 전체)으로 몇몇 성공을 이루었지만, 여전히 수술상의 위험 및 수술 후 복잡성으로 인한 주요한 문제들이 남아있다. 또한 적절한 췌장 이식 기증자가 부족한 문제도 있다. 대조적으로, 분리된 췌장섬의 이식은 전통적으로 췌장섬을 문맥으로 경간담도에(transhepatically) 주입시켜 수행되는데, 이로써, 췌장섬은 간문맥에서 색전된다.
Shapiro와 공동 작업자들에 의하여 최근에 소개된 췌장섬 타가이식에 대한 새로운 프로토콜[1]은 수많은 유형 I 당뇨병 환자들에게 의심의 여지 없이 유익할 것이다. 그러나 이러한 접근으로도, 췌장 단일 기증자로부터의 췌장섬 이식은 환자 에게 정상혈당을 제공하기에 충분하지 못함이 밝혀졌다[2]. 결과적으로, 사람 췌장섬의 공급은 치료에 있어서 제한 인자가 되는 것으로 예상된다. 이후 인슐린-생성 세포의 대안적 공급원이 발견되어야 할 것이다. 한가지 방법은 주요한 기증자인 돼지의 췌장, 즉, 동물 조직으로부터 준비된 췌장섬을 사용하는 것이다.
이종간 췌장섬 이식이 가능하게 되기 전에 해결되어야 할 주된 장애 중 하나는 돼지의 췌장섬이 생체 밖에서 및 생체 내에서 사람의 신선한 혈액에 노출되었을 때 일으키는 해로운 염증 반응이다[3]. 또한, 사람의 췌장섬은 문맥내(intraportal) 이식시에 환자의 ABO-합치된 혈액에 노출되었을 때, 해로운 염증 반응을 유도한다[4]. 염증 반응은 혈소판의 빠른 소비 및 활성화에 의하여 특징지워지는데, 혈소판은 췌장섬 표면에 부착하여 응고 및 보체의 일련의 단계 반응 활성화를 촉진한다. 또한 췌장섬은 백혈구 모두가 함께 환자의 세포 조직을 파괴하고 정상혈당의 손실을 일으키는 CDllb+ 백혈구에 의하여 침윤(infiltrate)된다[3-4]. 더욱이 염증은 이후의 단계에서 연속적인 세포-매개 특이적 면역 반응을 촉진시킬 수 있다[5-8]. 그러므로 해로운 염증반응으로 불리우는 즉각적 혈액-매개 염증반응(IBMIR)의 저해는 췌장섬의 타가이식 및 이종간 이식의 성공에 중요함이 분명하다.
Buheler 등[5] 및 Cantarovich 등[6]에 의한 최근의 두가지 연구는 대규모의 전통적인 선행 기술의 면역 억제의 조건하에서도 성체 돼지의 췌장섬은 사람이 아닌 영장류의 간에 문맥내 이식되었을 때, 즉각적으로 파괴됨을 보여주었다. 이러한 연구에서, 연구자들은 면역 억제 약물에 의하여 영향받지 않는 강력한 선천성 면역 반응인 IBMIR은 이종의 췌장섬의 파괴에 관계한다는 결론을 내렸다.
Fiorante 등은 혈관 불일치 이종이식(vascularized discordant xenografts)의 과민성 거부반응(HAR)을 저해하는데 있어서의 덱스트란 설페이트의 용도를 연구하여 왔다[9]. 구연산-응고처리된 사람 혈액으로 관류된(perfused) 돼지 폐는 이종간 이식 모형에서 30분 후에 HAR이 일어났다. 그러나 2 mg/ml의 덱스트란 설페이트 첨가는 약 200분까지 폐의 생존을 지연시켰다. 혈관화된 모든 장기(organ)의 HAR은 사람 혈액내에서 항체 활동을 통하여 매개되는데, 이는 이식된 장기의 혈관 내피 세포에 노출된 항원을 확인하고 항원에 결합한다. 이러한 항체-매개 HAR 반응은 보체 시스템[8,10,11]의 성분에 의하여 증진된다. 또한 덱스트란 설페이트는 보체 활성화[9,12]를 저해하는 것으로 알려져 있으므로, 사용된 이종간 이식 모형에서 덱스트란 설페이트를 사용할 때, 지연된 폐 생존은 이러한 덱스트란 설페이트의 항-보체 효과로부터 유래하는 것으로 생각된다.
Nakano와 공동 연구자들은 고혈당증의 개선에서 간세포 성장 인자(HGF)의 역할을 조사하기 위하여 STZ-유도된 당뇨병 생쥐의 간에 분리된 동계(syngeneric) 췌장섬을 이식하였다[13]. 덱스트란 설페이트는 HGF의 효과를 증진시키는 것으로 알려져 있으며, 결과적으로 HGF는 덱스트란 설페이트와 연관되어 있는 수용체 생쥐에 복강내 투여되었다. 이러한 투여는 조사중인 모든 생쥐에게 정상혈당을 제공하였다. 또한 덱스트란 설페이트만의 투여는 몇마리의 생쥐에게 몇가지 이로운 효과를 보여주었지만, 신장피막하(renal subcapsular) 공간이 췌장섬 이식 부위였을 때에는 그러하지 않았다. 덱스트란 설페이트 투여된 생쥐에 대한 부가적인 항-HGF 항체 처리는 덱스트란 설페이트의 이로운 효과를 완전히 차단하였는데, 이는 생쥐에 동종이계의(allogeneic) 췌장섬을 이식하는 모형에서 덱스트란 설페이트의 효과는 내생적인(endogenous) HGF를 통하여 매개됨을 나타낸다.
Thomas 등은 가용성 덱스트란 유도체가 생체 밖에서 보체 활성화 및 보체 매개된 손상을 저해함을 보여주었다[14]. 사람 혈청에서 배양된 돼지의 대동맥 내피 세포는 보체 소비 및 내피세포 상에 활성화된 단편 C3, C5의 침전(deposition) 및 막 공격 복합체 C5b-9의 침전을 일으킨다. 25 mg/ml의 CMDB25 덱스트란 설페이트 첨가는 세포상에 보체 활성화 및 세포독성 복합체 침전을 저해시켰다. 천연(Native) 덱스트란은 이러한 영향을 전혀 미치지 않았다.
<요약>
본원 발명은 상기한 선행 기술의 이러한 그리고 그밖의 결점을 해결한다.
본원 발명의 일반적인 목적은 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)의 치료를 제공하는 것이다.
본원 발명의 또다른 목적은 IBMIR에 의하여 유발된 세포 이식물의 형태학적인 파괴의 치료를 제공하는 것이다.
또한 본원 발명의 또다른 목적은 IBMIR에 의하여 유발된 세포 이식물의 이식-거부의 치료를 제공하는 것이다.
이러한 그리고 다른 목적들은 다음의 특허 청구범위에 의하여 정의된 바와 같이 본원 발명에 의하여 달성된다.
간단하게, 본원 발명은 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)의 치료를 위한 덱스트란 설페이트, 및 이들의 유도체의 용도에 관련된다. 세포 또는 세포 덩어리들이 생체 밖에서 및 생체 내에서 외부 혈액에 노출되었을 때, 이러한 새롭게 특징되는 염증의 형태가 유발된다. IBMIR의 매우 중요한 예시는 동종이계 또는 이종의 세포 이식물이 수용체 포유류 환자, 특히 사람 환자의 신체에 이식될 때이다. 이때 IBMIR은 형태학적 파괴 및 구조 및 형태의 손실로 나타나는 이식된 세포 또는 세포 덩어리의 파괴를 가져온다. 더욱이 IBMIR은 일반적으로 세포 이식물의 이식-거부를 일으킨다.
덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 투여는 IBMIR의 유해한 효과를 차단하고, 세포 이식물의 이식-거부 및 형태학적 파괴를 효과적으로 막는다. 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트는 예컨대, 수백 또는 수천 달톤(Da)과 같은 저분자량의 덱스트란 설페이트(LMW-DS) 내지 고분자량의 덱스트란 설페이트(HMW-DS)의 분자량을 가질 수 있는데, 일반적으로 500,000 Da 이상, 예컨대 1,000,000 Da 보다 많은 분자량을 가진다. 덱스트란 설페이트의 유리한 효과는 특히 LMW-DS에 현저하지만, 긍정적인 효과는 또한 고분자량의 덱스트란 설페이트를 투여함으로써 나타난다. 본원 발명에 따른 IBMIR에 대한 더 큰 덱스트란 설페이트 분자의 유리한 효과는 증가하는 황의 함량, 즉, 덱스트란 사슬 중의 글루코실 잔류물 당(per) 설페이트 그룹의 숫자에 의하여 증진될 수 있다. LMW-DS 는 일반적으로 10,000 Da 미만 및 예컨대, 약 5,000 Da 미만과 같이 20,000 Da 미만의 평균 분자량을 가진다. LMW-DS에 대한 평균 황의 함량은 글루코실 잔류물 당 약 두개의 설페이트 그룹에 해당하는 약 10 내지 25%(예컨대, 15 내지 20%)가 될 수 있다. 20,000 Da 이상의 평균 분자량을 가진 덱스트란 설페이트에 대하여, 더 높은 황의 함량이 사용될 수 있다.
덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 IBMIR 또는 세포 이식 부분에 전신적 전달로 또는 직접적(국소적) 전달로 투여될 수 있다. 그러므로 본원 발명에 따라, 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 제약학적으로 수용가능한 투여용량 형태의 활성 성분을 포함하는 제약학적 제조의 형태로 흡입을 통해 또는 그밖의 다른 장관의(patenteral) 경로에 의하여 경구, 정맥내, 복강내, 피하, 구강내, 직장, 피부, 비강, 도관, 기관지, 국소적으로 투여될 수 있다.
포유류 및 특히 사람의 치료적 처리에 있어서, 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 단독으로 투여될 수도 있지만, 일반적으로 의도된 투여 경로 및 표준 제약학적 분야의 투여 경로에 관하여 선택될 수 있는 제약학적으로 수용가능한 보조제, 희석제 또는 담체와의 혼합물의 제약학적 제제로 투여될 수 있을 것이다.
제제 중의 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 양은 실제적인 제제 및 사용되는 투여 경로 뿐만 아니라, 증상의 심각도 및 처리되는 환자에 따라 달라지며, 당업자에 의하여 통상적으로 결정될 수 있다. 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체의 투여되는 농도는 덱스트란 설페이트와 관련된 부작용을 최소화하기 위하여 너무 높아서는 안된다. 대부분의 임상적 상황에서, 포유류 환자, 특히 사람 환자의 치료학적 및/또는 예방적 치료에서의 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 적절한 투여 용량은 5 mg/ml 미만, 가능하게는 2 mg/ml 미만 및 특히 1 mg/ml 미만의 평균 혈액 농도를 제공한다. 바람직한 농도 범위는 0.05 mg/ml 이상, 0.08 mg/ml 이상 또는 0.1 mg/ml 이상 및/또는 0.8 mg/ml 미만, 0.6 mg/ml 미만, 0.4 mg/ml 미만 또는 0.2 mg/ml 미만과 같이 0.01 mg/ml 과 1 mg/ml 덱스트란 설페이트 사이이다(예컨대, 0.01 mg/ml과 0.2 mg/ml 및/또는 0.05 mg/ml과 0.2 mg/ml 의 농도범위 이내).
본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트는 특히 유형 I 당뇨병을 앓는 환자들에게 이식되는 인슐린-생성β-세포의 이식-거부를 막는데 적절하다. 이러한 환자들에게, 다른 사람 또는 포유류로부터의 랑게르한스섬, 바람직하게는 돼지의 췌장섬은 환자의 문맥으로 췌장섬을 주입시킴으로써 이식될 수 있다. 그러나 췌장섬이 환자의 혈액에 노출되면. IBMIR이 유발되고, 췌장섬의 인슐린 조절 기능은 파괴될 것이며, 췌장섬은 거부될 것이다. 그러므로 세포 또는 세포 덩어리의 이식이 수행되면, 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 치료적 농도가 바람직하게는 적어도 국소적으로 이식 부위에서 수득된다. 이는 실제 이식에 앞서 덱스트란 설페이트의 투여에 의하여 수득될 수 있다. 다른 방법으로, 췌장섬의 거부 파괴를 막고, IBMIR을 저해하여 환자의 정상혈당을 가능하게 하기 위해, 췌장섬은 본원 발명에 따라 덱스트란 설페이트를 포함하는 용액에 주사하여 용해될 수 있다. 바람직하게는 이러한 세포 및 덱스트란 설페이트 용액에서의 덱스트란 설페이트 농도는 이식 부위에서 이식을 수반하는 처음 시간동안 적어도 국소적으로 덱스트란 설페이트의 치료적 농도, 즉, 바람직하게는 5 mg/ml 미만, 더욱 바람직하게는 0.01 mg/ml 내지 1.0 mg/ml, 및 특히 0.01 mg/ml 내지 0.2 mg/ml의 농도가 수득될 수 있을 만큼 충분히 높다. 이후 덱스트란 설페이트는 국소적 덱스트란 설페이트 농도를 더 낮추면서 이식 부위로부터 확산될 것이다. 몇몇 적용에서, 덱스트란 설페이트의 치료적 농도는 아마도 이식 후 처음 24-48 시간동안만 필요할 것이므로, IBMIR, 세포 이식물의 형태학적 파괴 및/또는 이식-거부를 저해하는데 여분의 덱스트란 설페이트가 필요하지 않다. 그러나 필요할 때는 언제든지, 추가적인 덱스트란 설페이트는 예컨대, 정맥내, 복강내, 또는 몇몇 다른 투여 경로에 의하여 첨가될 수 있다. 당해 기술 분야의 당업자는 실제 이식에 앞서, 투여되는 세포 또는 세포 덩어리를 포함하는 덱스트란 설페이트 용액의 투여는 또한 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 투여와 결합될 수 있음을 이해하고 있다.
또한 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 이식된 조직의 이식 거부를 치료하는데 유용한 다른 치료적 제제와 결합될 수 있다. 이식 거부를 치료하기 위하여 덱스트린 설페이트와 함께 사용될 수 있는 이러한 면역 억제 제제의 예시는 적절하게는 사이클로스포린, 타클로스포린, 코르티코르테로이드, 라파마이신(시롤리머스) 및 마이코페놀레이트 모페틸이 있으며, 이에 제한 되지는 않는다. 또한 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트의 투여는 IBMIR을 저해하는데 있어 몇가지 기능을 가지는 항-TF 항체 및/또는 부위-비활성화된 인자 VIIa의 투여와 결합될 수 있다.
<도면의 간단한 설명>
본원 발명, 본원 발명의 목적 및 이들의 이점 모두는 첨부된 도면을 가지고 다음의 상세한 설명을 참고하면 가장 잘 이해할 수 있다:
도 1은 사람 혈액으로 돼지의 췌장섬을 관류(perfusion)시키는 동안 C3a 생성에 대한 LMW-DS의 효과를 나타내는 도표이다;
도 2는 사람 혈액으로 돼지의 췌장섬을 관류시키는 동안 sC5b-9 생성에 대한 LMW-DS의 효과를 나타내는 도표이다;
도 3은 사람 혈청이 LMW-DS의 존재하에서 배양될 때, 보체 시스템에 대한 LMW-DS의 직접적인 효과를 나타내는 도표이다;
도 4는 LMW-DS을 함유하지 않은 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다;
도 5는 1 mg/ml의 LMW-DS를 함유하는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다;
도 6는 LMW-DS를 함유하지 않는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 혈소판 분포를 나타낸다;
도 7은 1 mg/ml의 LMW-DS를 함유하는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 혈소판 분포를 나타낸다;
도 8은 LMW-DS 처리를 하지 않은 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 인슐린의 발현을 나타낸다;
도 9는 LMW-DS 처리를 한 흉선 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 인슐린 발현을 나타낸다;
도 10은 LMW-DS 처리를 하지 않은 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 복강내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 내의 백혈구 분포를 나타낸다; 그리고
도 11은 LMW-DS 처리를 한 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다.
<발명의 상세한 설명>
본원 발명은 일반적으로 즉각적 혈액-매개 염증 반응(IBMIR) 및 IBMIR에 의하여 유발된 세포 이식물의 형태학적 파괴와 이식-거부에 대한 덱스트란 설페이트의 신규한 놀라운 효과에 관한다.
IBMIR은 세포 또는 세포 덩어리가 외부 혈액에 노출되거나 외부 혈액과 접촉함으로써 유발되는 상대적으로 새롭게 확인된 염증반응이다. IBMIR은 세포상의 조직 인자의 발현에 의해 특징지워 지는데, 이는 트롬빈의 국소적 생성을 유발한다. 후속적으로, 활성화된 혈소판은 응고 및 보체 시스템 모두의 활성화를 촉진하는 세포 표면에 부착한다. 또한 백혈구가 보충되고, 세포를 침윤시킨다. 이러한 효과는 서로 함께 외부 혈액과 접촉된 후 처음 수 시간 이내에 세포 형태의 붕괴 및 파괴를 유발한다. 또한 IBMIR은 이후 단계에서 후속적인 세포-매개 특이적 면역 반응을 촉진시킨다.
IBMIR의 매우 중요한 예시는 세포 또는 세포 덩어리가 바람직하게는 포유류 환자 및 특히 사람 환자의 신체에 이식될 때이다. 수용 환자의 혈액과 접촉하였을 때, 세포는 IBMIR을 유발하고, 이는 세포 형태의 붕괴 및 일반적으로 세포 이식물의 이식 거부를 일으킨다. IBMIR은 ABO-합치된 혈액을 가진 기증자의 세포가 환자에게 이식되는 동종이계의 세포 이식 및 세포 및/또는 세포 덩어리의 돼지-대-원숭이 및 돼지-대-사람의 이종의 세포 이식을 포함하는 모두에서 발견되어 왔다.
본원 발명에서 "세포 이식물"이라는 표현은 일반적으로 바람직하게는 포유류 및 특히 사람 환자의 수용체에 이식된 하나의 단일 세포, 몇가지 단일 세포 또는 많은 세포들의 덩어리를 말한다. 또한 비-혈관 조직의 더 큰 세포 덩어리는 본원 발명에서 사용된 세포 이식물의 발현에 포함된다. 본원 발명에 따른 세포 이식물의 예시는 유형 I 당뇨병을 앓고 있는 환자들의 간문맥으로 이식된 동종이계 또는 이종의 랑게르한스섬이다. 추가적인 예시는 파킨슨 병을 가진 환자들의 선조(striatum)내의 배아기의 이종 신경 조직/세포의 이식이 될 수 있다.
배경 기술 부분에서 간단하게 논의되었던 바와 같이, 유형 I 당뇨병을 가진 환자들의 정상혈당을 수득하기 위한 가능한 과정은 인슐린-생성 β-세포를 예컨대, 문맥으로 이식하는 것이다. 적절한 인슐린-생성 세포는, 예컨대, 랑게르한스섬의 형태로 동종이계 및 이종의 기증자 모두로부터 수득될 수 있다. 몇몇 기증자의 췌장섬은 정상혈당을 수득하는 것이 요구되고, 적절한 사람 기증자가 부족하기 때문에, 이종의, 바람직하게는 돼지의 췌장섬이 사용될 수 있다. 그러나 동종이계 및 이종의 췌장섬 모두는 수용체 환자의 혈액에 노출될 때, IBMIR을 유도한다. 결과적으로, 이식 후 수 시간 이내에 세포의 형태는 붕괴되고 파괴되었으며, 일반적으로 세포의 보전, 구조 및 형태의 손실로 나타났다. 이는 랑게르한스섬으로부터의 최초로 상당히 증가된 인슐린 방출 및 후속으로 감소된 인슐린 방출 또는 인슐린 방출의 손실을 일으킨다. 다시 말하면, 정상혈당의 손실은 곧 이식을 수반한다. 더욱이 IBMIR은 또한 세포 이식물의 이식 거부를 유발한다.
항체 및 장기-거부 생성을 막는 전통적인 면역 억제 약물의 투여는 IBMIR에 의하여 유발된 세포 이식물의 이식 거부에 전혀 영향을 미치지 않는다. 이는 IBMIR 및 세포 이식물의 이식-거부의 주요 메카니즘이 모든 장기 및 혈관 조직에서 발견되는 거부 메카니즘과 다름을 나타낸다.
이후에서는 IBMIR, 및 특히 혈소판 소비, 응고 및 보체 활성화와 백혈구 침윤의 증후의 더욱 상세한 조사를 설명한다. 더욱이, 각각의 증후에 대한 덱스트란 설페이트의 효과가 조사된다. 이러한 덱스트란 설페이트의 효과에 대한 더욱 상세한 논의를 위하여, 참고문헌이 실시예 부분에 소개되어 있다.
혈소판 소비로 시작하는 IBMIR은 동종이계 또는 이종의 세포 또는 세포 덩어리에 노출된 혈액의 혈소판 총숫자에 영향을 미친다. 자유 순환하는 혈소판의 현저한 감소는 혈액-세포 접촉을 수반하는 혈액내에서 관찰될 수 있다. 혈소판은 활성화되고, 세포이 부착되어 혈소판 응집을 일으킨다. 세포에 대한 부착을 수반하면서, 혈소판은 덩어리 형성 및 응고 시스템의 활성화에 중요한, 혈소판 인지질을 포함하는 여러가지 물질을 방출한다.
본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트의 유효량의 투여는 혈액의 혈소판 총숫자의 증가만큼 혈소판의 소비를 저해하는데, 이는 외부 세포 또는 세포 덩어리에 노출되기 전에 혈액에서 측정된 값으로 나타난다. 또한 비록 췌장섬을 둘러싸는 혈소판이 여전히 미량 발견되긴 하지만, 세포에 대한 혈소판 부착은 덱스트란 설페이트에 의하여 상당히 감소된다. 그러나 이러한 잔여 혈소판의 효과가 반드시 결점이 되는 것은 아니다. 동물 연구는 이식 후 적어도 일주일의 시간경과 후 혈관신생이 관찰됨을 보여주었다[15,16]. 혈소판은 혈소판-유도된 성장 인자(PDGF), 혈관 내피 성장 인자(VEGF), 및 섬유아세포 성장 인자(FGF)와 같은 수많은 중요한 성장 인자를 함유하며[17,18], 이는 환자의 신체에서 재혈관화(revascularization) 및 췌장섬 생착(engraftment)을 지원할 수 있다. 임상적인 췌장 이식의 경우, 췌장섬이 문맥으로 색전될 때, 부착된 혈소판 고리는 유사한 방식으로 간 조직내에서 이들의 생착 및 생존을 지원할 수 있다.
혈액과 접촉할 때, 외부 세포들은 세포에 조직 인자를 발현시키는 것을 통하여 및 혈소판을 부착하고 응집시킴으로써 방출된 물질을 통하여 응고 시스템을 활성화시킨다. 간단하게, 세포에 의하여 생성된 조직 인자(TF)는 혈액 응고 인자 VIIa와 복합되고, 인자 X에 효소적으로 작용하여 활성화된 인자X (FXa)를 형성한다. 그 이후 상이한 인자들의 활성화에 대한 일련의 단계반응을 수반하고, 이는 결국 프로트롬빈으로부터 트롬빈을 생성하는 결과를 가져온다. 차례로, 트롬빈은 피브리노겐 분자를 세포 주위에 피브린 응고 덩어리를 형성하는 피브린 섬유로 중합시키는데, 이는 당해 기술분야의 당업자에게 잘 알려져 있다. 또한 트롬빈은 혈액 응고를 일으키는 내재적인 경로를 활성화시키는데, 여기서 인자XII (하게만 인자)는 활성화된 (FXIIa)가 되고, 차례로 인자XI(트롬보플라스틴 전구물)를 효소적으로 활성화시켜, 인자XI의 활성화된 형태인 FXIa를 생성한다. 또한 이러한 경로는 결과적으로 외인성 TF-활성화된 경로에 관한한 프로트롬빈으로부터 트롬빈을 생성하게 한다.
혈액 응고는 순환하는 세린 단백질 분해효소 저해인자인 안티트롬빈에 의하여 저해될 수 있는데, 안티트롬빈은 인자XIIa-안티트롬빈(FXlIa-AT), 인자XIa-안티트롬빈(FXIa-AT) 및 트롬빈-안티트롬빈 (TAT) 복합체를 형성하는 FXIIa, FXIa 및 트롬빈을 불활성화시킨다. 또한 Cl 에스테라아제 저해제(esterase inhibitor)는 인자XIa-C1 에스테라아제 저해제(FXIa-C1 INH) 및 인자ⅩⅡa-Cl 에스테라아제 저해제(FXIIa-C1 INH) 복합체를 형성하는 FXIa 및 FXIIa의 저해제로 알려져 있다.
일단 세포 또는 세포 덩어리 주위에 형성된 피브린 응고 덩어리는 섬유소 용해계의 플라즈민의 작용에 의하여 제거될 수 있다. 플라즈민은 피브린 응고 덩어리를 피브린 분해 산물로 분해하고, 이로써 추가적인 응고를 막는다. 그러나 플라즈민의 작용은 α 2 안티플라즈민에 의하여 저해되는데, α 2 안티플라즈민은 플라즈민-α 2 안티플라즈민(PAP) 복합체를 형성하는 유리 플라즈민에 결합하여 이를 불활성화시킨다.
IBMIR은 생체 밖에서 및 생체 내에서 외부 혈액에 노출된 세포 주위에 피브린 응고 덩어리를 형성하는 것으로 특징지워진다. 또한 FXIa-AT, FXIIa-AT, TAT 및 PAP의 증가가 관찰되었다. IBMIR은 FXIa-C1 1NH 또는 FXIIa-C1 INH의 양에 전혀 영향을 미치지 않는다. 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트의 유효량의 투여는 응고 활성화에 대한 IBMIR의 효과를 차단하는데, 이는 혈액에서 발견되는 FXIa-AT, FXIIa-AT, TAT 및 PAP의 양의 감소로 나타난다. 응고 활성화에 대한 덱스트란 설페이트의 효과는 혈소판 활성화에 대한 덱스트란 설페이트의 저해 효과를 통하여 또는 응고 시스템 그 자체를 통하여 또는 이들 모두를 통하여 매개될 수 있다.
혈소판 및 응고 활성화를 수반하는 일련의 보체 단계반응은 IBMIR에서 일어난다. 보체 시스템의 성분 중 하나는 C3인데, 이는 활성화 되었을 때, 작은 C3a 단편, 염증의 펩티드 매개제, 및 더 큰 단편 C3b로 나뉘어진다. 차례로 C3b는 C5를 확산되어 나가는 C5a와 세포 표면에 부착하는 활성 형태인 C5b로 나누는 C5 전환효소를 형성하는 보체 시스템의 다른 성분에 결합한다. 이후 결합된 C5b는 막 공격 복합체 c5b-9을 형성하는 네 개 이상의 보체 성분에 결합한다. 이러한 복합체는 거대한 막관통 통로를 형성하는 막 인지질을 치환하는데, 이는 막을 붕괴시키고, 이온 및 소형 분자들을 자유롭게 분산되도록 한다. 그리하여 세포는 삼투 안정도를 유지할 수 없으며, 물의 유입 및 전해질의 손실에 의하여 녹게 된다.
대부분의 혈소판 소비는 IBMIR의 보체 매개된 효과가 관찰되기 전에 이미 발생하는데, 이는 응고 반응이 보체 활성화를 유도할 수 있음을 암시한다. IBMIR은 혈액 중의 C3a 및 가용성 막 공격 복합체 sC5b-9의 증가로 측정된 바와 같이, 상당한 보체 활성화를 유발한다. 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트의 유효량의 투여는 혈액내에서 투여량 의존 방식으로 이러한 보체 성분의 양을 감소시킨다.
또한 IBMIR은 세포 또는 세포 덩어리 내부로의 백혈구 침윤으로 특징지워진다. 세포 내부로의 CDllb+ 다형핵구 세포 및 단일핵구의 침윤은 면역조직학적 염색법(immunohistochemical staining)에 의하여 분명하게 관찰된다. 면역조직학적 분석은 백혈구 침윤이 덱스트란 설페이트의 투여에 의하여 완전히 차단되었음을 보여주었다.
본원 발명의 첫번째 양태는 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체를 제공한다.
본원 발명의 또 다른 양태는 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체를 제공한다. 또한 세포 이식물의 이식 거부의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체는 본원 발명의 범위에 속한다. 이러한 포유류 환자, 바람직하게는 사람 환자의 이식된 세포, 세포 덩어리 또는 비-혈관 조직에 대한 두가지 효과, 즉, 세포 형태의 붕괴 및 이식 거부는 IBMIR의 유해한 효과 때문이다. 세포 이식물에 대한 IBMIR-매개 효과는 ABO-합치된 기증자와의 사람-대-사람 이식 및 그밖의 포유류 기증자, 바람직하게는 돼지 기증자를 사용하는 이식 모두에서 일어난다. 그러므로 덱스트란 설페이트는 동종이계 및 이종의 세포 이식 모두에서 유리한 치료적 효과를 가진다.
확실히 하기 위하여, 여기서 사용되는 "치료"라는 용어는 치료적 IBMIR 및/또는 예방적 치료 IBMIR을 포함한다. '제약학적으로 수용가능한 유도체"는 염 및 용매화합물(solvate)을 포함한다.
본원 발명에 따라 사용되는 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체는 저분자량(예컨대, 수백 또는 수천 달톤(Da))의 덱스트란 설페이트 (LMW-DS) 내지 일반적으로 500,000 Da 이상(예컨대, 1,000,000 Da 초과)의 고분자량의 덱스트란 설페이트 (HMW-DS)를 가질 수 있다. 덱스트란 설페이트의 유리한 효과는 특히 LMW-DS에 대하여 현저하지만, 긍정적인 영향은 또한 고분자량의 덱스트란 설페이트의 투여에 의하여 나타난다. 그러나, 더 큰 덱스트란 설페이트 분자는 부작용을 일으키는 FXII를 활성화시킬 수 있는데, 이는 아래에서 더욱 상세히 논의된다. 본원 발명에 따른 IBMIR에 대한 더 큰 덱스트란 설페이트 분자의 유리한 효과는 황 함량의 증가, 즉, 덱스트란 사슬의 글루코실 잔류물 당 설페이트 그룹의 숫자에 의하여 증진될 수 있다. 일반적으로 LMW-DS는 10,000 Da 미만과 같이(예컨대, 약 5,000 Da) 20,000 Da 미만의 평균 분자량을 가진다. LMW-DS에 대한 평균 황 함량은 15 내지 20 %와 같이 약 10 내지 25 %가 될 수 있는데, 이는 글루코실 잔류물 당 약 2개의 설페이트 그룹에 해당한다. 20,000 Da 보다 많은 평균 분자량을 가진 덱스트란 설페이트에 대하여, 더 높은 황 함량이 사용될 수 있었다.
본원 발명의 또 다른 양태에서는 치료가 필요한 환자에게 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체의 치료적 유효량을 투여하는 단계를 포함하는 IBMIR의 치료 방법을 제공한다.
본원 발명의 또 다른 양태는 치료가 필요한 환자에게 덱스트란 설페이트 또는 제약학적 수용가능한 이들의 유도체의 치료 유효량을 투여하는 단계를 포함하는 세포 이식물의 이식 거부의 치료 방법 및 덱스트란 설페이트 또는 제약학적 수용가능한 이들의 염의 치료적 유효량을 투여하는 단계를 포함하는 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료 방법이다. 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 IBMIR 또는 세포 이식 부위에 전신적 전달로 투여될 수 있으며, 또는 당업자에게 잘 알려져 있는 적절한 투여 방법을 사용하여 그 부위에 직접적(국소적) 전달로 투여될 수 있다.
그러므로 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 제약학적으로 수용가능한 투여량 형태의 활성 첨가제를 포함하는 제약학적 제조의 형태로 그밖의 다른 장관의 경로에 의해 또는 흡입을 통해 경구, 정맥내, 복강내, 피하, 구강내, 직장, 피부, 비강내, 도관, 기관지, 국소적으로 투여될 수 있다. 투여 경로 뿐만 아니라 세포 이식, 이식 부위, 및 치료되는 환자에 따라 조성물은 투여량을 변화시켜 투여될 수 있다.
포유류 및 특히 사람의 치료적 처리에 있어서, 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 단독으로 투여될 수도 있지만, 일반적으로 의도된 투여 경로 및 표준 제약학적 분야의 관례에 따라 선택될 수 있는 제약학적으로 수용가능한 보조제, 희석제 또는 담체와의 혼합물의 제약학적 제제로 투여될 수 있을 것이다.
제제 중의 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 양은 실제적인 제제 및 사용되는 투여 경로 뿐만 아니라, 증상의 심각도 및 처리되는 환자에 따라 달라지며, 당업자에 의하여 통상적으로 결정될 수 있다. 본원 발명에 따라 투여되는 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체의 농도는 덱스트란 설페이트와 관련된 부작용을 최소화하기 위하여 너무 높아서는 안된다. 대부분의 임상적 상황에서, 포유류 환자, 특히 사람의 치료학적 및/또는 예방적 치료에서의 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 적절한 투여 용량은 5 mg/ml 미만, 가능하게는 2 mg/ml 미만 및 특히 1 mg/ml 미만의 평균 혈액 농도를 제공한다. 바람직한 농도 범위는 0.05 mg/ml 이상, 0.08 mg/ml 이상 또는 0.1 mg/ml 이상 및/또는 0.8 mg/ml 미만, 0.6 mg/ml 미만, 0.4 mg/ml 미만 또는 0.2 mg/ml 미만과 같이 0.01 mg/ml 과 1 mg/ml 덱스트란 설페이트 사이이다(예컨대, 0.01 mg/ml과 0.2 mg/ml 및/또는 0.05 mg/ml 과 0.2 mg/ml 의 농도범위 이내). 이러한 농도는 IBMIR 및 형태학적 파괴 및 세포 이식물의 이식 거부를 막거나 저해하기에 상당히 충분히 높은 것으로 증명되었지만, 덱스트란 설페이트의 투여와 통상적으로 연관된 부작용을 최소화하기에는 여전히 낮다. 또한 LMW-DS에서 배양한 췌장섬은 0.01 내지 1 mg/ml 범위의 농도에서 췌장섬 기능에 어떠한 역의 영향도 미치지 않았다. 어떠한 경우에도, 의사 또는 당업자는 개개인의 환자에게 가장 적절하고, 특정 환자의 나이, 체중 및 반응에 따라 다른 실제적인 투여량을 결정할 수 있을 것이다. 상기-확인된 투여량은 평균적인 경우의 바람직한 투여량의 예이다. 그러나 각각의 경우에 더 높거나 더 낮은 투여량 범위가 적합할 수 있으며, 이들은 본원 발명의 범위에 속한다.
오늘날, 덱스트란 설페이트는 이미 HIV에 대한 항-감염 치료요법, 유로키나아제(urokinase)와 조합된 급성 뇌경색의 치료, 및 덱스트란 설페이트가 고체 상(phase)에 커플되는 항-고지혈증 치료요법에 관한 임상적 연구에서 사용되어 왔다. 상기 연구 중 전자의 두가지 유형에서, 주사율(injection rate)은 약 45 mg/시간 이었으며, 이는 덱스트란 설페이트 (MW 8,000 Da)의 연속적인 주사에 의하여 2-3주 동안 유지되었으며, 혈액 농도는 대략 0.01 mg/ml였다. 이러한 3일간의 치료 후, 모든 환자에게서 혈소판 감소증(thrombocytopenia, 종종 출혈과 관련됨)이 관찰되었으며, 이들 환자의 약 절반에서 탈모증이 보고되었다. 그러나 이러한 두가지 효과는 가역적이었다. IBMIR, 형태학적 파괴 및/또는 세포 이식물의 이식 거부를 저해하기 위한 덱스트란 설페이트의 투여는 통상적으로 최고 1-2일 또는 수일 동안 수행되는 것으로 예상된다. 그러므로 상기 확인된 부작용은 이러한 단기간의 투여 기간동안(2-3주에 비교하여 수일) 매우 순할 것이다.
덱스트란 설페이트는 플라즈마 칼리크레인(plasma kallikrein)의 활성화로부터 일어나는 브라디키닌(bradykinin)의 방출을 통하여 저혈압을 유도함이 오랫동안 알려져 왔다. 그러나 이러한 관찰은 덱스트란 설페이트를 주사한 동안이 아니라, HMW-DS가 고지혈증의 치료를 위하여 혈장 반출법 칼럼에 고정되었을 때 주로 이루어졌다. 이러한 효과는 FXII의 FXIIa로의 직접적인 활성화 결과이다. 그러나 본원은 인자 XII이 LMW-DS에 의하여 직접적으로 활성화 되지 않음을 알려준다. 앞에서 언급한 바와 같이, 세포가 LMW-DS없이 외부 혈액에 노출되었을 때, FXIIa-AT 및 PAP 수준은 향상된다. 그러나 LMW- DS가 첨가되었을 때, 이러한 높은 수준은 표준화된다.
세포 이식, 및/또는 세포 이식물의 형태학적 파괴 및 이식 거부를 수반하는 IBMIR을 막기 위하여, 세포를 이식할 때 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 치료적 농도는 바람직하게는 이식 부위에서 적어도 국소적으로 수득된다. 이는 실제 이식에 앞서 덱스트란 설페이트를 투여함으로써 수득될 수 있다. 다른 방법으로, 환자에게 이식되는 세포 또는 세포 덩어리는 본원 발명에 따라 덱스트란 설페이트를 포함하는 용액에 주입되어 용해될 수 있다. 이러한 세포 및 덱스트란 설페이트 용액에서의 덱스트란 설페이트의 농도는 바람직하게는 이식 부위에서 덱스트란 설페이트의 치료적 농도가 이식을 수반하는 처음 시간 동안 (국소적으로) 수득될 수 있을 정도로 충분히 높다(즉, 바람직하게는 5 mg/ml 미만, 및 더욱 바람직하게는 0.01 mg/ml 내지 1.0 mg/ml 이내). 당해 기술 분야의 당업자가 인지하는 바와 같이, 세포 또는 세포 덩어리가 덱스트란 설페이트를 가진 용액에 이식되어 용해될 때, 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 실제적인 농도가 환자의 혈액 중의 최적 농도보다 일시적으로 더 높아질 수 있다. 후속적으로, 덱스트란 설페이트는 덱스트란 설페이트의 국소적 농도를 더 낮추면서 이식 부위로부터 분산될 것이다. 몇몇 적용에서, 덱스트란 설페이트의 치료적 농도는 아마도 이식 후 최고 처음 24-48 시간까지만 필요할 것이므로, IBMIR, 세포 이식물의 형태학적 파괴 및/또는 이식 거부를 저해하는데 여분의 덱스트란 설페이트를 필요로 하지 않는다. 그러나 필요하면 언제든지, 예컨대, 정맥네, 복강내, 또는 상기 확인된 몇몇 다른 투여 경로에 의하여 추가적인 덱스트란 설페이트가 첨가될 수 있다. 당해 기술 분야의 당업자는 이식되는 세포 또는 세포 덩어리를 포함하는 덱스트란 설페이트 용액은 실제 이식에 앞서, 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체와 결합될 수도 있음을 이해한다.
본원 발명의 또다른 양태는 IBMIR의 치료에 사용하기 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적 수용가능한 이들의 염의 유효량을 포함하는 제약학적 제제를 제공한다.
본원 발명은 또한 세포 이식물에 대한 이식 거부의 치료에 사용하기 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체의 유효량을 포함하는 제약학적 제제, 및 이식된 세포 이식물에 대한 형태학적 파괴의 치료에 사용하기 위한 덱스트란 설페이트 또는 제약학적으로 수용가능한 이들의 유도체의 유효량을 포함하는 제약학적 제제에 직결된다.
또한 덱스트란 설페이트 및 이들의 유도체는 이식된 조직의 이식 거부를 치료하는데 유용한 다른 치료적 제제와 결합될 수 있다. 이식 거부의 치료를 위하여 덱스트란 설페이트와 함께 사용될 수 있는 이러한 적절한 면역 억제 제제의 예는 사이클로스포린(cyclosporin), 타크롤리무스(tacrolimus), 코르티코스테로이드(corticosteroids), 라파마이신(rapamycin, 시롤리무스), 및 마이코페놀레이트 모페틸(mycophenolate mofetil)이다. 또한 본원 발명에 따른 덱스트란 설페이트 또는 이들의 유도체의 투여는 IBMIR을 저해하는 몇가지 기능을 가짐을 보여주는 항-TF 항체 및/또는 부위-비활성화된 인자VIIa의 투여와 결합될 수 있다.
본원 발명, 본원 발명의 목적 및 이들의 이점 모두는 첨부된 도면을 가지고 다음의 상세한 설명을 참고하면 가장 잘 이해할 수 있다:
도 1은 사람 혈액으로 돼지의 췌장섬을 관류(perfusion)시키는 동안 C3a 생성에 대한 LMW-DS의 효과를 나타내는 도표이다;
도 2는 사람 혈액으로 돼지의 췌장섬을 관류시키는 동안 sC5b-9 생성에 대한 LMW-DS의 효과를 나타내는 도표이다;
도 3은 사람 혈청이 LMW-DS의 존재하에서 배양될 때, 보체 시스템에 대한 LMW-DS의 직접적인 효과를 나타내는 도표이다;
도 4는 LMW-DS을 함유하지 않은 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다;
도 5는 1 mg/ml의 LMW-DS를 함유하는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다;
도 6는 LMW-DS를 함유하지 않는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 혈소판 분포를 나타낸다;
도 7은 1 mg/ml의 LMW-DS를 함유하는 사람 혈액으로 관류시킨 후 돼지의 췌장섬 중의 혈소판 분포를 나타낸다;
도 8은 LMW-DS 처리를 하지 않은 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 인슐린의 발현을 나타낸다;
도 9는 LMW-DS 처리를 한 흉선 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 인슐린 발현을 나타낸다;
도 10은 LMW-DS 처리를 하지 않은 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 복강내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 내의 백혈구 분포를 나타낸다; 그리고
도 11은 LMW-DS 처리를 한 흉선을 제거한 당뇨병 생쥐에 문맥내 이식을 한 후 돼지의 췌장섬 중의 백혈구 분포를 나타낸다.
반응물
5,000 Da의 평균 분자량 및 약 17%의 황 함량을 가진 저분자량의 덱스트란 설페이트 (LMW-DS)를 Sigma Chemicals 사 (St.Louis, MO, USA)로부터 입수하였다. 1,000,000 Da 보다 많은 평균 분자량 및 16-19 %의 황 함량을 가지는 고분자량의 덱스트란 설페이트 (HMW-DS)를 Amersham Bioscience 사(Uppsala, Sweden)로부터 구입하였다. 저분자량의 덱스트란 (LMW-D; MW 5,000 Da) 및 고분자량의 덱스트란 (HMW-D; MW > 1,000,000 Da)을 Fluka Chemical 사 (Buchs, Switzerland) 및 Sigma Chemicals 사 (St. Louis, MO, USA)로부터 각각 입수하였다.
헤파린 치료
제조자의 추천에 따라 모든 혈액과 접촉하는 모든 물질들은 Corline heparin surface 사(Corline Systems AB, Uppsala, Sweden)가 공급하였다. 헤파린의 표면 농도는 0.5 μg/cm2였으며, 이는 약 0.5 μg/cm2에 해당하고, 안티트롬빈 결합능(binding capacity)은 2-4 pmol/cm2이다.
혈액의 준비
적어도 14일 동안 전혀 약제를 복용하지 않은 건강한 지원자로부터 수득된 신선한 사람 혈액을 표면-헤파린화된(surface-heparinized) 60-ml 주사기(18 gauge, Microlance ; Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ)에 수집하였다. 주사기의 캐뉼러(cannulae)를 표면-헤파린화된 실리콘 도관(silicon tubing)에 연결하였다. 표본화하는 동안, 주사기를 연속하여 회전시켰다.
동물
Bomholt Gaard Breeding and Research Centre, Ltd.사 (Ry, Denmark)로부터 수득한 흉선 제거한 20-25 g의 수컷 내교배(inbred) 생쥐(nu/nu Black-6, BomMice)가 수용체로 사용되었다. 모든 동물들은 기준 식사 및 물을 자유롭게 섭취하였다.
췌장섬 분리
성체 돼지의 췌장섬(API)을 Ricordi 등에 의하여 제안된 바와 같이, Ficoll 그레디언트(gradients)상에서 췌장섬을 여과시켜 분리하는 효소적 및 기계적 췌장 소화 과정에 의하여 2 내지 3년 령의 스웨덴 랜드레이스 암퇘지(200 내지 300kg)의 췌장로부터 분리하였다[19,20]. 췌장섬을 10 %의 돼지 혈청 (GIBCO, BRL), 1 mM의 질산 칼슘, 0.02 uM의 셀레늄, 20 mM의 니코틴아마이드, 25 mM의 HEPES, 펑기존(Fungizone)(500 ㎍/l), 및 겐타마이신(50 mg/l)으로 보충된 M199 배지 (GIBCO, BRL, Life Technologies LTD., Paisley, Scotland)에서 현탁시켰으며, 37 ℃, 5 % C02 의 250-ml 플라스크에서 배양하고, 1 내지 4일 동안 공기를 가습시켰다. 배지를 1일 째에 바꾸었으며, 이후 매 이틀마다 바꾸어 주었다. 췌장섬 부피 및 순도를 디티존(dithizone)(Sigma Chemicals, St. Louis, MO)으로 착색시킨 후, 도립현미경으로 측정하였다.
흉선 제거 생쥐에서의 당뇨병 유도
당뇨병을 Wennberg 등에 따라, Sigma Chemicals 사(Palo Alto, CA, USA)의 스텝토조토신(steptozotocin)의 정맥내(i.v.) 주사로 흉선 제거한 생쥐에서 유도하였다[20]. 스텝토조토신(steptozotocin) 투여량은 흉선 제거한 생쥐에 대하여 체중(kg)당 250mg 이었다. 만약 생쥐의 혈액 글루코오스 (B-글루코오스) 수준이 이틀 또는 그 이상의 연속되는 날 동안 20 mmol/l (>360 mg/dl)를 초과하였다면, 생쥐는 당뇨병인 것으로 간주되었다.
LMW-DS로 처리되거나 처리되지 않은 흉선 제거한 당뇨병 생쥐로의 API 이식
4일 동안 배양시킨 후, 5개 분리물의 API(-5000 IEQs) 5 ㎕를 수술하는 동안 이소플루렌(isoflurene)으로 마취시킨, 흉선 제거한 수컷 내교배 당뇨병 생쥐 11마 리의 간문맥을 통하여 간에 이식하였다. 5마의 생쥐를 LMW-DS로 정맥내 처리하였다. 0.15 mg의 LMW-DS를 이식하기 10분 전에 주사하였으며, 이식하고 6시간 후 0.3 mg을 추가적으로 주사하였다. 그 이후, LMW-DS를 이식 후 1-2, 3-4, 5-6 일째에 각각 1, 0.5, 0.25의 감소하는 투여량으로 하루에 두번씩 투여하였다. 6마리의(치료되지 않은) 생쥐는 동일한 방식으로 동일한 부피의 식염수를 주사하였다.
통계적 분석
모든 수치를 평균±SEM으로 표현하였으며, Friedman ANOVA (표 1), 스튜던트 짝 t-검정 (표 3), 윌콕슨 부위 순위 검정 (표 4), 및 Scheffe 사후 검정을 수반하는 일원 요인적 ANOVA (표 5)를 사용하여 비교하였다. 이식된 췌장섬의 형태학적 연구에서, 응고 형성의 빈도 및 백혈구 침윤의 강도를 윌콕슨 순위합 검정을 사용하여 측정하였다. 0.05 미만의 P-값은 통계학적으로 중요한 것으로 간주되었다.
췌장섬 품질
API에 대한 기능적 시험으로 통계적 글루코오스 자극(SGS) 시험을 수행하였다. 15개의 췌장섬을 손으로 집어서, 37℃에서 60분 동안 1.6 mM 글루코오스를 함유하는 크렙스-링거 중탄산염(Krebs-Ringer bicarbonate)에서 천천히 흔들었다. 그 후, 글루코오스 농도를 이후 60분 동안 16.7 mM로 바꾸었다. 상청액(Supernatant)을 수집하고, 분석할 때까지 -20℃에서 보관하였다. 상청액 내의 인슐린 함량을 ELISA (DAKO Diagnostics, Ltd., Ely, UK)로 분석하였다. 자극물질 지수(stimulator index)를 각각 높은 글루코오스 및 낮은 글루코오스에서의 인슐린 농도 비율로 계산하였다. 본 연구에서 사용된 API의 순도는 81 내지 95 % (평균, 88.5±2.2 %)의 범위였다. 통계적 글루코오스 자극 시험에서의 자극 지수는 0.8과 7.8(3.4±1.2)사이 였으며, 평균 인슐린 함량은 DNA(㎍) 당 85.5±6.2 pmol이었다.
또한 배양된 API의 생존력을 평가하기 위해, ApoGlowTM kit (LumiTech, Ltd., Nottingham, UK)를 사용하여 ADP/ATP 비율을 측정하였다. 간단히 말하면, API의 75개 췌장섬 당량(IEQ)을 PBS로 세척하고, 실온에서 10분 동안 100㎕의 뉴클레오티드-방출 반응물과 혼합하였다. 이후, 20 ㎕의 뉴클레오티드-검시(nucleotide-monitoring) 반응물을 용액에 첨가하고, 발광측정기(FB 12 Luminometer, Berthold Detection Systems GmbH, Pforzheim, Germany)를 사용하여 ATP 수준을 측정하고, 상대적인 광 단위(RLU)의 수로 표현하였다. 10분 후, 20 ㎕의 ADP-변환 반응물을 첨가하여 용액내의 ADP를 ATP로 변환시키고, RLU의 수를 측정하였다. 후속적으로, API 중의 ADP/ATP 비율을 Bradbury 등에 의하여 제안된 바와 같이 계산하였다[21]. API 중의 인슐린/DNA 비율을 Wennberg 등에 의하여 제안된 바에 따라 측정하고[22], pmol/㎍으로 표현하였다. 배양된 API의 생존율을 0일과 비교하여 3일에 측정된 IEQ 수치의 백분율로 계산하였다.
LMW-DS의 가능한 독성을 LMW-DS의 존재(0.01, 0.1, 또는 1 mg/ml) 또는 부재하에서 3일 동안 세 개의 서로 다른 췌장의 배양 API로 평가하였다. 대조군 표본 및 세 개의 서로 다른 LMW-DS 농도를 가진 표본에 대한 생존율, 자극 지수, ADP/ATP 비율 및 인슐린/DNA 비율을 아래 표 1에 나타낸다. LMW-DS는 시험된 어떠한 농도에서도 API의 기능, 생존력, 또는 생존율에 전혀 역효과를 보이지 않았다. 또한 LMW-DS-처리된 API와 LMW-DS의 부재하에서 배양된 API의 형태 사이에 차이점이 존재하지 않았다.
LMW-DS없이 배양된 API LMW-DS (0.01mg/ml)로 배양된 API LMW-DS (0.1mg/ml)로 배양된 API LMW-DS (1 mg/ml)로 배양된 API
생존율(% IEQ) 57.0±5.2 43.6±6.7 58.4±4.3 68.9±2.6
SGS 시험에서의 자극 지수 1.77±0.17 2.26±0.51 3.22±0.89 1.42±0.35
ADP/ATP 비율 0.11±0.03 0.08±0.03 0.10±0.03 0.11±0.01
인슐린/DNA 비율(pmol/㎍) 79.0 ±11.4 66.1±5.8 69.1±9.6 71.6±7.4
응고 시간
네 명의 건강한 지원자의 혈액을 구연산염을 함유하는 VacutainerTM 관으로 흘렸다. 혈액 모두(980 ㎕)를 ReoRoxTM 레오미터(Global Haemostasis International, Gothenburg, Sweden)의 폴리프로필렌 표본 컵에서 37℃에서 2 ㎕ 미만의 API로 배양하였다. 서로 다른 종류의 덱스트란 (LMW-DS, HMW-DS, LMW-D and HMW-D)의 존재 또는 부재하에서 1M의 CaCl2 20 ㎕를 첨가함으로써 응고반응이 시작되었다. 매 6초마다, 컵을 수직축 주위에서 자유로운 비틀림 진동(torsional oscillation)으로 설정하고, 진동의 감소 및 진동수를 기록하였다. 최대 감소 지점에서 응고 시간을 확인하였다.
응고 시간 실험으로부터 얻은 결과가 아래의 표 2에 나타나있다. 구연산처리된 사람 혈액에서 배양된 API는 석회화 이후 평균 6.1±0.3 분에서 즉각적으로 응고 형성을 유도하였다. HMW-DS은 0.1 mg/ml에서만 응고 형성을 저해하였던 반면, 시험된 모든 투여의 LMW-DS 존재하에서 응고 형성은 완전히 차단되었다. Both LMW-D 및 HMW-D 모두는 대조군 표본(첨가제 없음)에 비하여 약간의 정도로만 응고 시간을 연장시켰다. 그러므로 DS의 황산화는 관찰된 저해 용량에 결정적인 것으로 보인다.
실험 1 실험 2 실험 3 실험 4
첨가제 없음 5.6 6.3 6.9 5.5
LMW-DS(0.01mg/ml) >60 >60 >60 >60
LMW-DS(0.1mg/ml) >60 >60 >60 >60
LMW-DS(0.01mg/ml) 15.8 36.9 21.0 38.3
LMW-DS(0.1mg/ml) >60 >60 >60 >60
LMW-DS(0.01mg/ml) 19.2 11.3
LMW-DS(0.1mg/ml) 25.2 25.8
LMW-DS(0.01mg/ml) 19.8 13.8
LMW-DS(0.1mg/ml) 14.2 33.2
LMW-DS에 의한 IBMIR 저해
헤파린화된 PVC 도관 고리에서의 성체 돼지의 췌장섬 관류(perfusion)는 IBMIR 및 돼지-대-사람 이종간 이식에 대한 LMW-DS의 효과를 분석하는 모형으로 사용되었다. 이러한 프로토콜은 앞에서 기술된 바와 같이[4,23] 기본적으로 몇가지 변형으로 수행된다. 일반적으로, PVC로 제조되고 내부 표면이 고정된 헤파린으로 구비된 고리가(직경 6.3 mm, 길이 390 mm) 사용되었다. 도관은 특별히 고안된 헤파린화된 연결기로 서로 지지되어 있다. 원형 고리는 연결기의 말단부가 도관 말단부의 루멘으로 강하게 압박될 때 형성되었다. 37℃의 배양기에 놓여진 진동 장치(rocking apparatus)는 고리 안에 혈액 유동을 생성하는데 사용되었다. 고리는 혈액이 연결기와 접촉하는 것을 막았던 장치에서 진동되었다.
7개의 60-분 췌장섬 실험을 서로 다른 네 마리의 돼지로부터 분리된 API를 사용하여 수행하였다. 식염수에 용해된 LMW-DS를 0, 0.01, 0.1, 및 1 mg/ml(최종 농도)에서 시험하였다. 각각의 실험에 대하여, 신선한 사람 혈액 및 API가 없는 식염수를 함유하는 한 개의 고리가 대조군으로 포함되었다. 두 개의 실험에서는, 신선한 사람 혈액 및 API가 없는 1 mg/ml의 LMW-DS를 함유하는 고리가 포함되었다. 동시에, 1 mg/ml의 황산화되지 않은 LMW-덱스트란을 가진 사람 혈액의 예비-배양은 다섯 개의 실험에서 시험되었다. 각각의 실험에서, 동일 기증자의 7 ml의 신선한 사람 혈액을 각 고리에 첨가하였다. 이후 고리를 LMW-DS 또는 식염수를 가진 진동 장치위에 5분 동안 올려 놓았다. 그 후, 고리를 열고, 5 ㎕의 API를 가지거나 가지지 않은 100 ㎕의 식염수(대략 5,000 IEQ)를 고리에 첨가하여, 37℃의 진동 장치에서 다시 60분 동안 배양하였다. 관류시키기 전에 혈액 글루코오스 수준을 글루코미터로 측정하였다(Glucometer Elite; Bayer Diagnostics, Leverkusen, Germany)
매 관류 이후에, 고리 내용물을 70 ㎛-직경의 필터(Filcons, Cuptpype; DAKO, Denmark)를 통하여 여과시켰다. 필터에서 회수된 거시적인 혈액 응고 덩어리 및 조직 모두를 면역조직화학적 착색하기 위해 이소펜탄에서 순간-동결(snap-frozen)시켰다. 남은 여과 혈액을 0.1 mM EDTA (최종 농도)에 수집하고, 혈액학적 분석(혈소판, 림프구, 단핵성 백혈구, 및 과립성 백혈구) 및 응고 활성화(트롬빈-안티트롬빈[TAT], 인자XIa-안티트롬빈 복합체[FXIa-AT], 및 인자XIIa-안티트롬빈 복합체[FXIIa-AT]), 섬유소용해 활성화(플라즈민-α 2 안티플라즈민 복합체[PAP]), 보체 활성화 (C3a 및 sC5b-9), 및 Cl 에스테라아제 저해제 활성화(인자XIa-Cl 에스테라아제 저해제 [FXIa-Cl INH], 인자XIIa-C1 에스테라아제 저해제[FXIIa-Cl INH])의 측정에 사용하였다. 또한 0, 15, 및 30 분에서 취한 표본을 분석하였다. 0-분의 표본에서는, 혈액은 도관 고리에 첨가되지 않았지만, 대신 즉시 EDTA를 함유하는 도관으로 보내졌다. 혈액 표본을 4℃의 3290 x g 에서 20 분 동안 원심분리하였으며, 플라즈마를 수집하여 분석될 때까지 -70℃에 저장하였다. API 관류시키기 전의 혈액 글루코오스 수준은 4.8 내지 6.2 mmol/l의 범위였다.
혈소판 수 및 특이한 백혈구 수를 EDTA-처리된 혈액을 사용하는 Coulter ACT-diff 분석기 (Beckman Coulter, FL, USA)로 측정하였다. TAT 및 PAP를 상업적으로 입수가능한 효소 면역측정 (EIA) 키트(Enzygnost TAT, Behringswerke, Marburg, Germany ; ImucloneX PAP, American Diagnostica Inc., Greenwich, USA)를 사용하여 정량하였다. FXIa-AT, FXIIa-AT, FXIa-Cl INH, 및 FXIIa-C1 INH를 Sanchez 등이 제시한 방법[24]에 따라 측정하였다. C3a을 Nilsson Ekdahl 등이 이미 설명한 바[25]와 같이 측정하였고, sC5b-9를 Mollnes 등이 설명한 EIA의 변형을 사용하여[25,26] 측정하였다.
API가 없는 신선한 사람 혈액을 함유하는 도관 고리에서, 혈액 세포수 및 응고 및 보체 매개변수는 아래의 표 3에서 볼 수 있는 바와 같이, 약간만 변화하였다. 이러한 모든 변화는 도관 표면 및 유체-공기 경계면과 혈액의 상호작용에서 비롯되는 일반적인 이면 변화로 간주된다.
LMW-DS는 투여량-의존 방식으로 거시적인 응고를 막고, 혈액 세포 소비를 저해하며, 응고 및 보체 활성화 모두를 감소시켰다(표 3 참고). LMW-DS 처리된 혈액 중의 혈소판의 현저한 증가를 0.01 mg/ml 농도의 LMW-DS에서 볼 수 있었는데, 이는 혈액 세포의 수가 이러한 저농도의 LMW-DS에서 이미 거의 정상적인 수준으로 복원되었음을 나타낸다. 응고 활성화 산물 TAT, FXIa-AT 및 FXIIa-AT는 0.01 mg/ml의 LMW-DS에서 억제되었지만, FXIa-AT는 0.1 내지 1 mg/ml 범위의 LMW-DS 투여량에서 다시 소량 증가하였다.
표 3에서 볼 수 있듯이, LMW-DS는 C3a 및 가용성 막 공격 복합체 sC5b-9의 생성에 의하여 측정된 것과 같이, 보체 활성화를 감소시킨다. 도 1은 도관 고리 모형에서 신선한 사람 혈액으로 API를 관류시키는 60분 동안의 C3a의 생성에 대한 LMW-DS의 효과를 더욱 상세하게 나타낸다. LMW-DS을 첨가하였던 표본에서는, 덱스트란 설페이트를 혈액으로 API를 관류시키기에 앞서 5분 동안 신선한 사람 혈액으로 예비-배양시켰다. 흰색 원은 0 mg/ml의 LMW-DS에 해당하며, 검은색 원은 0.01 mg/ml의 LMW-DS를 나타내고, 흰색 사각형 및 검은색 사각형은 각각 0.1 mg/ml 및 1 mg/ml의 LMW-DS에 해당한다. 도 2는 sC5b-9의 생성에 대한 LMW-DS의 효과에 해당하는 도표이다. 도 1 및 도 2의 도표에서 명확히 보는 바와 같이, 주된 보체 활성화는 API 관류 후 약 30분에 발생하였다. 0.1 mg/ml 및 1 mg/ml의 LMW-DS 투여는 C3a 및 막 공격 복합체 sC5b-9 모두의 생성을 완전히 저해하는 반면, 저농도의 LMW-DS (0.01 mg/ml)는 C3a의 생성을 상당히 감소시킨다.
FXIa-Cl INH는 60분의 관류 동안 시험된 도관 고리 어디에서도 생성되지 않았다 (데이타는 나타나있지 않음). FXIIa-Cl INH는 LMW-DS의 존재 또는 부재하에서 변화되지 않았다.
PAP는 LMW-DS의 부재하에서 증가된 반면, 0.01 mg/ml의 LMW-DS에서 상당히 억제되었다.
Figure 112005028323456-pct00001
*스튜던트 t 검정을 사용하여 LMW-DS 없는 API 고리와 중요한 차이점을 비교하였다.
신선한 사람 혈액으로 API 관류시키고 60분 후에 혈액 세포수, 응고 및 보체 매개변수에 대한 LMW-덱스트란의 효과를 상기 논의된 바와 같이, LMW-DS와 유사한 도관 고리 모형을 사용하여 조사하였다. IBMIR의 증상에 대한 LMW-D 및 LMW-DS의 비교는 표 4에 있다. 황산화 되지 않은 LMW-덱스트란은 IBMIR에 대한 최저 영향만을 미쳤다. 이러한 데이타는 황산화가 API에 의하여 유발된 IBMIR에 대한 덱스트란의 저해 효과에 결정적임을 나타낸다.
Figure 112005028323456-pct00002
* 윌콕슨 부위 순위 검정을 사용하여 LMW-D를 가진 API 고리와 중요한 차이점을 비교하였다.
사람 혈청중의 보체 시스템에 대한 LMW-DS의 직접적인 효과
일련의 보체 단계반응에 대한 LMW-DS의 직접적인 효과를 폴리프로필렌 관에서 사람 혈청을 배양하여 조사하였다. 혈청(1 ml)을 0, 0.01, 0.1, 또는 1 mg/ml의 최종 농도에서 LMW-DS와 함께 각 관에 첨가하였다. 37℃에서 혈청을 배양한 5, 10, 15, 30, 45, 및 60분 후에, 100 ㎕의 혈청을 10 mM EDTA를 함유하는 관으로 옮겼다. 이러한 표본을 보체 성분 C3a 및 sC5b-9를 분석하기 전에 -70℃ 에서 보관하였다.
도 3은 사람 혈청의 보체 시스템 중 C3a 및 sC5B-9의 존재에 대한 LMW-DS의 효과를 나타낸다. 수치는 C3a 및 sC5b-9 대조군 표본(LMW-DS 없음)의 C3a 및 sC5b-9의 양의 백분율로 표현된다. 채워진 막대는 C3a의 생성을 나타내고, 채워지지 않은 막대는 sC5b-9의 생성을 나타낸다. 0.01 mg/ml의 LMW-DS에서, 증가된 보체 활성화는 C3a 및 sC5b-9 모두의 생성 증가로 반영되었지만, 1 mg/ml에서 저해 효과가 나타났다. 비록 모든 혈액 및 혈청에 대한 효과가 직접적으로 비교될 수는 없지만, LMW-DS는 아마도 사용된 LMW-DS의 가장 적은 투여량에서 스스로 보체 활성화를 유도하는 것으로 보인다. 고농도에서는 저해 효과가 우세하다.
흉선 제거한 당뇨병 생쥐에서의 이식 생존
혈액 글루코오스 수준을 글루코미터 엘리트® B-글루코오스 측정 기구(Bayer AB, Gothenburg, Sweden)를 사용하여 수용체의 꼬리에서 수득한 혈액에서 측정하였다. 측정은 매일 오전 12시 이전에 이루어졌으며, mmol/1(1 mmol/l ~ 18 mg/dl)로 표현되었다. 만약 B-글루코오스 수준이 이틀 또는 그 이상의 연속되는 날 동안 11.1 mmol/1 (>200 mg/dl)을 초과하였다면, 이식 기능의 손실이 일어난 것으로 간주되었다. 이식 후 정상혈당(<200 mg/dl)의 지속기간은 이식 생존 기간으로 정의되었다.
모든 스트렙토조토신(streptozotocin) 유도된 흉선 제거한 당뇨병 생쥐들은 이식 전에는 다양한 그룹의 수용체에서 보인 B-글루코오스 수준의 차이 없이 심하게 고혈당이었다. 비-공복(nonfasting) B-글루코오스 수준은 API로 문맥내 이식된 모든 당뇨병 수용체에서 이식 후 즉시 감소되었다. 그러나 처리되지 않은 생쥐는 제한된 시간 동안에만 노르모당(normoglycemic)이 남아있다(표 5 참고). 여섯 마리의 처리되지 않은 생쥐 중 네 마리에서 B-글루코오스 수준이 이식 후 처음 3일 동안 다시 증가하였다. 반대로, LMW-DS 처리되지 않은 생쥐에서 보다 LMW-DS 처리된 생쥐에서 상당히 더 오랜 기간 동안 정상혈당이 유지되었다(8.8±1.9 일 vs. 3.5±1.2 일, p=0.045, 표 5). 본 연구에서 사용된 모든 API는 신장피막하 공간 아래에 당량이 이식되었을 때, 흉선 제거한 당뇨병 생쥐를 치료하는 것으로 밝혀졌다(이식편을 가진 신장의 제거는 곧바로 상향된 혈액 글루코오스 수준의 결과를 가져왔다).
이식 부위 처리 n 각각의 이식 생존(일) 평균 이식 생존(일)
식염수 6 1,1,2,3,6,8 3.5±1.2*
LMW-DS 5 4,6,8,12,14 8.8±1.9*
신장피막하 - 5 > 56(×5) > 56*
* 모든 그룹 중에서 중요함.
면역조직학적 실험(Immunohistochemical experiments)
췌장섬 및 거시적인 응고 덩어리를 혈액을 혈액 및 LMW-DS (0.1 mg/ml 및 1 mg/ml)으로 또는 LMW-DS 없이(대조군) 관류시켜 60분 후에 필터에서 재생시키고, 이후 포매(embedding) 매개제 (Tissue-Tek; Miles, Eckhart, IN, USA)로 수집하여, 이소펜탄에서 순간-동결(snap-frozen)시켰다.
췌장섬을 구획을 나누고, 후속적으로 쥐 항-사람 CD41a (R&D Systems, Abigdon, UK) 및 항-CD1lb+ (Clone 2LPM 19c, DAKO, Carpinteria, CA, USA)에 결합된 양고추냉이 과산화수소(horseradish peroxidase, HRP)로 착색시켰다. 생체내 연구에서, API를 함유하는 생쥐의 간을 이식 후 10일 동안 회수하고, 이소펜탄에서 순간-동결시켰다. 표본을 구획을 나누고, 기니어 돼지 항-인슐린 (DAKA, Carpinteria, CA, USA) 및 쥐 항-생쥐 CD1lb+(rat anti-mouse CD11b+) (Serotec Ltd. Scandinavia, Oslo, Norway)으로 착색시켰다.
60분 후, 처리되지 않은 대조군 고리로부터 회수한 췌장섬이 응고 덩어리에서 임베딩된 채로 일관되게 발견되었다. 면역조직학적 착색은 췌장섬을 둘러싸는 피브린 및 혈소판의 캡슐을 보여주었다. 도 4는 CD1lb+ 다형핵 세포 및 단핵세포의 대조군 췌장섬으로의 침윤을 나타낸다. 대조적으로, 응고 형성의 완전한 저해가 나타났으며, 침윤 CD1lb+ 세포의 수는 배양하는 동안 1 mg/ml의 LMW- DS가 첨가되었을 때 상당히 감소하였는데, 이는 도 5에 나타나있다. 또한 유사한 효과가 0.1 mg/ml에서 관찰되었다. 또한 도 6에서 보는 바와 같이, 대조 표본은 세포에 부착하는 두꺼운 층의 혈소판을 나타내었다. 도 7에 나타난 바와 같이, 췌장섬에 부착하는 훨씬 더 얇은 층의 혈소판은 LMW-DS 처리된 표본에서 관찰되었다. 혈액에 노출되지 않은 대조 췌장섬은 사용되는 모든 착색에 있어서 음성(negative)이었다.
처리되지 않은 생쥐로부터 회수된 대부분의 췌장섬은 도 8에 나타난 바와 같이, 응고 덩어리안에 포획되어 있다. 도 8에서, 화살표는 포획된 돼지의 췌장섬을 가진 혈전 형성을 나타낸다.
그러나 LMW-DS 처리된 생쥐의 몇몇 췌장섬 만이 포획되었으며, 이는 도 9에 나타나있다. 면역조직학적 착색은 도 10에서 보는 바와 같이, CD1lb+ (MAC-1+) 백혈구의 처리되지 않은 생쥐로부터 회수된 췌장섬으로의 침윤을 보여주었다. 대조적으로, 도 11에 나타난 바와 같이, LMW-DS 처리된 생쥐에서는 CDllb+(MAC-1+) 세포의 침윤이 거의 현저하게 존재하지 않았다. 응고 형성 빈도 및 백혈구 침윤의 강도는 LMW-DS 처리되지 않은 수용체에서 보다 LMW-DS 처리된 수용체에서 현저히 더 낮았다(p=0.034). 도 4 내지 9는 200배 확대시의 도면이고, 도 10 및 11은 100배 확대시의 도면이다.
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당해 기술 분야의 당업자는 첨부된 청구항에 의하여 정의된 본원 발명의 범위를 벗어나지 않고, 본원 발명에 다양한 변형 및 변화를 줄 수 있음을 이해할 수 있을 것이다.

Claims (28)

  1. 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트.
  2. 제 1항에 있어서, 상기 IBMIR은 세포 이식물의 외부 수용체로의 이식을 수반하는, 혈액에 대한 세포 이식물의 노출에 의하여 유발되는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  3. 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트.
  4. 제 3항에 있어서, 상기 세포 이식물의 형태학적 파괴는 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)으로 인한 것임을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  5. 세포 이식물의 이식 거부의 치료 약제의 제조를 위한 덱스트란 설페이트.
  6. 제 5항에 있어서, 상기 세포 이식물의 이식 거부는 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)으로 인한 것임을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  7. 제 2항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 세포 이식물은 수용체 인체로 이식되는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  8. 제 2항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 세포 이식물은 다음 목록에서 선택되는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트:
    - 동종이계(allogeneic)의 세포 이식물; 또는
    - 이종의(xenogeneic) 세포 이식물.
  9. 제 2항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 세포 이식물은 다음 목록에서 선택되는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트:
    각각의 세포;
    세포의 덩어리; 또는
    비-혈관 조직.
  10. 제 2항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 세포 이식물은 랑게르한스섬인 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  11. 제 1항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 20,000 Da 미만의 분자량을 가지는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  12. 제 11항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 10,000 Da 미만의 분자량을 가지는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  13. 제 1항 내지 6항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 10-25 %의 황 함량을 가지는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  14. 제 13항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 15-20 %의 황 함량을 가지는 것을 특징으로 하는 덱스트란 설페이트.
  15. 즉각적 혈액-매개 염증 반응(IBMIR)의 치료가 필요한 인간 이외의 포유류에게 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량을 투여하는 단계를 포함하는 즉각적 혈액-매개 염증 반응(IBMIR)의 치료 방법.
  16. 제 15항에 있어서, 상기 IBMIR은 상기 인간 이외의 포유류의 수용체 신체 내부로의 세포 이식물의 이식을 수반하는 외부 혈액에 대한 세포 이식물의 노출에 의해 유발되는 것을 특징으로 하는 즉각적 혈액-매개 염증 반응(IBMIR)의 치료 방법.
  17. 즉각적 혈액-매개 염증 반응의 치료가 필요한 인간 이외의 포유류에게 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량을 투여하는 단계를 포함하는, 세포 이식물의 이식 거부의 치료 방법.
  18. 제 17항에 있어서, 상기 세포 이식물의 이식 거부는 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)으로 인한 것임을 특징으로 하는, 세포 이식물의 이식 거부의 치료 방법.
  19. 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료가 필요한 인간 이외의 포유류에게 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량을 투여하는 단계를 포함하는, 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료 방법.
  20. 제 19항에 있어서, 상기 세포 이식물의 형태학적 파괴는 즉각적 혈액-매개 염증 반응 (IBMIR)으로 인한 것임을 특징으로 하는, 이식된 세포 이식물의 형태학적 파괴의 치료 방법.
  21. 제 15항 내지 20항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량은 상기 인간 이외의 포유류의 혈액 중에 5 mg/ml 미만의 덱스트란 설페이트 농도로 결과되는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  22. 제 21항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량은 상기 인간 이외의 포유류의 혈액 중에 0.01-1 mg/ml 미만의 덱스트란 설페이트 농도로 결과되는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  23. 제 22항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트의 치료적 유효량은 상기 인간 이외의 포유류의 혈액 중에 0.05-0.2 mg/ml 미만의 덱스트란 설페이트 농도로 결과되는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  24. 제 16항, 17항 또는 19항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 상기 덱스트란 설페이트에 용해된 상기 세포 이식물을 주사함으로써 투여되는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  25. 제 15항 내지 20항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 20,000 Da 미만의 분자량을 가지는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  26. 제 25항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 10,000 Da 미만의 분자량을 가지는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  27. 제 15항 내지 20항 중 어느 한 항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 10-25 %의 황 함량을 가지는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
  28. 제 27항에 있어서, 상기 덱스트란 설페이트는 15-20 %의 황 함량을 가지는 것을 특징으로 하는 치료 방법.
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