JPWO2018124119A1 - 染色体の異常の検出方法および誘発性を評価する方法 - Google Patents
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Abstract
Description
In vitroでの染色体の異常の評価には種々の細胞が利用できるが、取り扱いが容易であり、検出感度が高いことから、チャイニーズハムスター肺由来の線維芽細胞株であるCHL/IUやV79、チャイニーズハムスターの卵巣由来細胞株であるCHO-K1等の、哺乳動物由来の不死化細胞が汎用されており、また、ヒト不死化細胞であるヒトリンパ芽球様細胞株TK6、およびヒト生体試料であるヒト新鮮血由来リンパ球(HuLy)が用いられることも報告されている(非特許文献1)。
さらに、ヒトリンパ芽球様細胞株TK6は、p53の機能が正常なヒト不死化細胞であるが、13番染色体のトリソミー、14番染色体と20番染色体の転座、3番染色体と21番染色体の転座などの染色体異常を有しており、加えて、長期間の継代培養により染色体数が変動する等、ゲノム不安定な性質が認められる。in vitro遺伝毒性試験における偽陽性の発生は、p53の機能のみが決定因子ではなく、種々の遺伝子の総合的なプロファイルや細胞の由来となる動物種等に依存する可能性を示唆する研究報告もなされており(非特許文献3)、このような異常細胞であるTK6では、ヒト生体内における反応を正確に反映した結果を必ずしも得ることができない。
そして、ヒト新鮮血由来リンパ球HuLyを用いる場合は、増殖能に限界があることから試験毎にヒト新鮮血を採取する必要があり、年齢や既往症、喫煙歴等の、種々の基準を満たすドナーを確保して安定的に細胞を供給することは困難である。また、HuLyは由来するドナー毎に性質、すなわち試験における応答性等が少しずつ異なることが知られており、加えて、同じドナーでも採取時のドナーの生理状態により細胞のプロファイルが異なることが想定される。しかし、新鮮血に由来するHuLyは同一ドナーから採取できる細胞数に限りがあるため、ドナー間の応答性の差異を検討するための比較実験や、同一ドナー由来細胞による均質な再現実験を、標準的に実施することは困難である。
[1]下記(1)〜(2)の工程を含むことを特徴とする染色体の異常の検出方法。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球における染色体の異常を検出する工程
[2]ヒト多能性幹細胞がヒトES細胞である、[1]記載の検出方法。
[3]ヒト多能性幹細胞がヒトiPS細胞である、[1]記載の検出方法。
[4]染色体の異常を検出する工程が、小核頻度の測定により染色体の異常を検出する工程である、[1]〜[3]のいずれか記載の検出方法。
[5]染色体の異常を検出する工程が、染色体の形態観察により染色体の異常を検出する工程である、[1]〜[3]のいずれか記載の検出方法。
[6]染色体の異常を検出する工程が、DNA損傷の評価により染色体の異常を検出する工程である、[1]〜[3]のいずれか記載の検出方法。
[7][1]〜[6]のいずれか記載の検出方法に用いるための、抗CD3抗体およびヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球を含む検出キット。
[8]下記(1)〜(4)の工程を含むことを特徴とする、被験物質による染色体の異常の誘発性を評価する方法。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球に被験物質を添加する工程
(3)被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、測定する工程
(4)染色体の異常の発生頻度を基準値と比較して、染色体の異常の誘発性を評価する工程
[9]ヒト多能性幹細胞がヒトES細胞である、[8]記載の方法。
[10]ヒト多能性幹細胞がヒトiPS細胞である、[8]記載の方法。
[11](3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、小核頻度の測定により測定する工程である、[8]〜[10]のいずれか記載の方法。
[12](3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、染色体の形態観察により測定する工程である、[8]〜[10]のいずれか記載の方法。
[13](3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、DNA損傷の評価により測定する工程である、[8]〜[10]のいずれか記載の方法。
[14][8]〜[13]のいずれか記載の評価方法に用いるための、抗CD3抗体およびヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球を含む試験キット。
本明細書において、「遺伝毒性」とは、染色体の数や構造、あるいは染色体を構成するDNAといった生物の遺伝情報に不可逆な変化、すなわち変異を引き起こす性質を意味する。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程、および
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球における染色体の異常を検出する工程を含む、染色体の異常の検出方法(以下「本発明の検出方法」と略記する場合がある。)を提供する。
ここで、「抗CD3抗体による増殖刺激を施す際の該Tリンパ球の播種密度」とは、Tリンパ球を播種した後の、最終的なTリンパ球の細胞密度を意味する(以下「最終的な細胞密度」と呼ぶことがある。)。
抗CD3抗体添加後の培養期間は、抗CD3抗体による増殖刺激を施すのに十分であれば特に制限はなく、例えば、6時間以上、好ましくは12時間以上である。
また、抗CD3抗体除去から被検物質添加までの培養期間についても、上記目的を達することができれば、特に限定されないが、48時間以内であることが好ましく、3〜24時間がより好ましい。
本発明における「小核頻度」による染色体の異常の検出には、in vitro小核試験の手順を利用することができる。in vitro小核試験は、分裂後期から間期の細胞の細胞質内における、主核よりも小さな核様構造、すなわち小核の出現頻度を測定する遺伝毒性試験である。小核は、染色体の構造異常に由来する無動原体染色体断片、または有糸分裂期に染色体分配異常により極へ移動できなかった染色体全体を原因として生じることが知られており、細胞分裂時に発生した染色体異常の指標となる。in vitro小核試験は、in vitro染色体異常試験と同等の感度で被験物質による染色体異常誘発能を評価できる試験として登録申請、規制用途で汎用されつつあり、標準的な試験法がOECDの試験ガイドライン(OECD guidelines for the testing of chemicals 487: In vitro mammalian cell micronucleus test, adopted 26 September 2014)に規定されているが、この試験方法に限定されず、種々の公知の方法が利用できる。
本発明における「染色体の形態観察」による染色体の異常の検出には、in vitro染色体異常試験の手順を利用することができる。in vitro染色体異常試験は、分裂中期細胞中に認められる染色体の形態を顕微鏡下で観察して染色体の切断等の染色体異常の出現頻度を測定する遺伝毒性試験である。標準的な試験法としてはOECDの試験ガイドライン(OECD guidelines for the testing of chemicals 473: In vitro mammalian chromosomal aberration test, adopted 26 September 2014)に規定されており、被験物質による処理を行った細胞中に認められる染色体異常の出現頻度を陰性対照群、すなわち未処理群と比較することで、被験物質による染色体異常誘発能を評価することができるが、この試験方法に限定されず、種々の公知の方法が利用できる。
観察対象とした細胞核群における%tail DNA等の指標値は、一定の培養期間において細胞の染色体を構成するDNAに生じた切断等の損傷の定量的指標となる。すなわち、後述するin vitroコメット試験の手順を利用して% tail DNAを測定することで、染色体の異常としてDNA損傷を検出することができる。あるいは、DNA二本鎖切断のマーカー(例えば、リン酸化ヒストンH2AX(γH2AX))を遺伝毒性の指標として、該マーカーの発現を免疫染色やウエスタンブロッティングなどにより検出、解析することで、染色体の異常としてDNA損傷を評価してもよい。また、DNA付加体の生成を遺伝毒性の指標として、該付加体を質量分析器等による機器分析や放射性同位元素による標識を利用して直接的に検出、解析することで、染色体の異常としてDNA損傷を評価することもできる。
あるいは、DNA損傷応答反応(例えば、不定期DNA合成(UDS;Unscheduled DNA synthesis)反応)を遺伝毒性の指標として、該反応の程度を定量化(例えば、オートラジオグラフィーによってトリチウム標識チミジンの取り込み量を決定することによるUDS反応の定量化)することで、染色体の異常としてDNA損傷を評価してもよい。
本発明における「DNA損傷の評価」による染色体の異常の検出には、in vitroコメット試験の手順を利用することができる。in vitroコメット試験は、単細胞ゲル電気泳動法(SCGE:single cell gel electrophoresis)とも呼ばれ、細胞核をアルカリ条件下で電気泳動した後に核酸染色下で細胞核の形状を観察することで、DNA損傷の結果生じるDNA断片を検出する遺伝毒性試験である。DNAは本来負電荷を有し、電場の存在下で陽極側に移動する性質を持つが、損傷を受けていないDNAは高次構造を取るために電気泳動下でもほとんど移動せず、細胞核は円形の形状を保持する。一方、DNA損傷の結果生じるDNA断片は高次構造を取らないために電場の存在下で陽極側に移動する。その結果、DNA損傷を受けた細胞核はその損傷の程度に応じて尾部(テール)を持つ彗星様構造(コメット)を取る。すなわち、被験物質処理後の細胞核に電気泳動を施し、核酸の蛍光染色下で細胞核全体の蛍光輝度に占める尾部の蛍光輝度の割合(%tail DNA)等の指標値を測定することで、被験物質のDNA損傷性を見積もることができる。In vitroコメット試験には、OECDの試験ガイドラインのような国際的に標準化されたプロトコールは整備されていないが、各種の公知文献(例えば、Kimura A., Miyata A., Honma M.: A combination of in vitro comet assay and micronucleus test using human lymphoblastoid TK6 cells. Mutagenesis 28(5): p583-590, 2013. など)に記載の方法に従って実施することができる。本発明においてin vitroコメット試験の実施手順は特に限定されないが、種々の公知の方法(例えば、Mutagenesis, 2013, 28(5): p583-590など)に倣って実施することができる。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程、
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球に被験物質を添加する工程、
(3)被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を測定する工程、および
(4)染色体の異常の発生頻度を基準値と比較して、染色体の異常の誘発性を評価する工程
を含む、被験物質による染色体の異常の誘発性を評価する方法(以下「本発明の評価方法」と略記する場合がある。)を提供する。
工程(1)については、上記の「本発明の検出方法」と同様に実施することができる。
また、工程(2)、(3)および(4)については、上記の「本発明の検出方法」において例示された種々の「染色体の異常を検出する」方法により実施することができる。以下、各種方法について具体的に説明する。
本発明における「小核頻度」による染色体の異常の検出には、in vitro小核試験の手順を利用することができる。例えば、
(A1)前記抗CD3抗体を用いてヒト多能性幹細胞由来Tリンパ球に増殖刺激を施す工程、
(A2)増殖刺激が施されたTリンパ球に被験物質あるいは陰性対照として用いる媒体を添加し、被験物質処理を行う工程、
(A3)被験物質処理後の細胞を回収し、培地を細胞固定液で置換して細胞を固定し、固定後の細胞懸濁液を、懸濁液がわずかに白濁する程度の細胞密度に調製した後スライドグラス上に滴下、風乾して小核標本を作製する工程、及び
(A4)小核標本に染色を施し、染色法に対応した光学系を備えた顕微鏡下で細胞を観察して小核頻度を測定し、被験物質処理群における小核頻度を、陰性対照群、すなわち媒体処理群(未処理群)と比較することで被験物質の小核誘発性、すなわち染色体異常誘発性を評価する工程、
により、染色体の異常を検出する方法が挙げられる。
工程(A1)については、上記の「本発明の検出方法」と同様に実施することができる。
被験物質の処理期間は特に限定されず、また、該Tリンパ球の細胞周期にも依存するが、典型的には短時間処理として3〜6時間、長時間処理として20〜72時間を挙げることができる。短時間処理条件においては通常、処理終了後、標本作製までの間、被験物質処理液を培地で置換して培養を継続する。また、代謝酵素による代謝活性化を経て染色体異常あるいは小核を誘発する被験物質を検出するために、被験物質処理時に代謝活性化因子を添加してもよい。代謝活性化因子としてはラット肝ホモジネート由来物であるS9に補酵素等を添加したS9mixが汎用されるが、これに限定されるものではない。S9mixの添加濃度は特に限定されないが、細胞に対して顕著な毒性あるいは小核誘発性を示さない濃度で使用し、培地中1〜10%(v/v)であることが好ましい。
細胞分裂動態に関する情報や、NPBやNBUD等の小核以外の染色体の異常を示唆する指標を得る目的で、細胞を回収する前に細胞質分裂阻害剤を添加してもよい。細胞質分裂阻害剤は細胞に対して顕著な毒性あるいは小核誘発性を示さない濃度および処理時間で使用する。細胞質分裂阻害剤としては3〜6μg/mLのサイトカラシンB(CytoB)希釈液が頻用されるが、これに限定されるものではない。CytoBの処理時間は特に限定されず、また、該Tリンパ球の分裂動態に依存するが、例えば18〜48時間である。
小核標本の調製に用いる細胞固定液の組成は特に限定されないが、エタノール、メタノール、エタノールと酢酸との混合液、メタノールと酢酸との混合液、あるいはパラホルムアルデヒド希釈液等が挙げられる。
また、細胞質を良好に保持し観察を容易にする目的で固定前に低張処理を行ってもよい。低張液の組成は特に限定されないが、例えば75mM KCl溶液等が挙げられる。
小核標本の染色法は特に限定されないが、例えばアクリジンオレンジによる核および細胞質の二重染色法やギムザ染色法、DAPI(2-(4-amidinophenyl)-1H -indole-6-carboxamidine)、Hoechst 33342、Hoechst 33258、PI(Propidium Iodide)、臭化エチジウム、SYBR(登録商標) Gold、SYBR(登録商標) Greenあるいはその他の核酸染色試薬を利用した核染色法等が挙げられる。
また、小核の誘発メカニズム等を評価する目的で、セントロメアプローブを用いた蛍光in situハイブリダイゼーション(FISH)法や抗キネトコア抗体を用いた免疫染色法等の染色を施し、動原体を可視化してもよい。
観察対象とする細胞数は特に限定されないが、統計学的精度を担保する観点から、1条件あたり500細胞以上であることが好ましく、1条件あたり1000細胞以上であることがより好ましい。染色標本の観察工程は、イメージングサイトメーター等の画像解析装置を用いて自動化することもできる。
また、多検体の試験を容易に実施する目的で、細胞を回収せずに96ウェルプレート等の培養器材上で直接細胞を固定して培養器材表面に小核標本を作製してもよく、前述の画像解析装置を用いることで多検体の高速自動解析が可能となる。画像解析装置の適用例としては、「Mutat Res 2013, 751(1), p1-11」等が報告されているが、これに限定されるものではない。
あるいは、回収した細胞懸濁液に適切な染色を施し、フローサイトメーターやレーザースキャニングサイトメーター等の流路系での細胞解析装置を用い、多数の細胞を自動解析することもできる。フローサイトメーターの活用例としては、「Mutat Res 2010, 703(2), p191-199」等が報告されているが、これに限定されるものではない。
被験物質による小核誘発性の判定にあたっては、被験物質群における小核頻度と陰性対照群における小核頻度の間で種々の統計学的検定を実施することができる他、陰性対照群における小核頻度の過去の実績の範囲(ヒストリカルコントロールデータ)と被験物質群における小核頻度との比較により判定することもできる。用いる統計学的検定方法は特に限定されないが、Fisherの直接確率検定による対比較やCochran-Armitageの傾向検定による増加傾向の検定等が頻用される。
被験物質による細胞分裂阻害作用、すなわち細胞毒性の指標として、例えば、上記と同様にCBPIを算出し、以下の式に従ってRI(Replication index)により算出することができる。
本発明における「染色体の形態観察」による染色体の異常の検出には、in vitro染色体異常試験の手順を利用することができる。例えば、
(B1)前記抗CD3抗体を用いてヒト多能性幹細胞由来Tリンパ球に増殖刺激を施す工程、
(B2)増殖刺激が施されたTリンパ球に被験物質あるいは陰性対照として用いる媒体を添加し、被験物質処理を行い、処理終了に先立って分裂阻害剤を添加して一定期間培養し、分裂中期細胞をエンリッチさせる工程、
(B3)処理後の細胞を回収し、培地を細胞固定液で置換して細胞を固定し、固定後の細胞懸濁液を、懸濁液がわずかに白濁する程度の細胞密度に調製した後スライドグラス上に滴下、風乾して染色体標本を作製する工程、及び
(B4)染色体標本に染色を施し、染色法に対応した光学系を備えた顕微鏡下で細胞を観察して染色体異常頻度を測定し、被験物質処理群における染色体異常の発生頻度を、陰性対照群、すなわち媒体処理群(未処理群)と比較することで被験物質の染色体異常誘発性を評価する工程
を有する方法が挙げられる。
工程(B1)については、上記の「本発明の検出方法」と同様に実施することができる。
被験物質の処理期間は特に限定されず、また、該Tリンパ球の細胞周期にも依存するが、典型的には短時間処理として3〜6時間、長時間処理として20〜72時間を挙げることができる。短時間処理条件においては通常、処理終了後、標本作製までの間、被験物質処理液を培地で置換して培養を継続する。また、代謝酵素による代謝活性化を経て染色体異常あるいは小核を誘発する被験物質を検出するために、被験物質処理時に代謝活性化因子を添加してもよい。代謝活性化因子としてはラット肝ホモジネート由来物であるS9に補酵素等を添加したS9mixが汎用されるが、これに限定されるものではない。S9mixの添加濃度は特に限定されないが、培地中1〜10%(v/v)であることが好ましい。分裂中期細胞をエンリッチさせるための分裂阻害剤としては0.10μg/mLのコルセミド希釈液が頻用されるが、これに限定されるものではない。分裂阻害剤の処理時間は特に限定されず、また、該Tリンパ球の細胞周期にも依存するが、典型的には1〜2時間である。
染色体標本の調製に用いる細胞固定液としては、メタノール:酢酸=3:1(v/v)の混合液が頻用されるがこれに限定されるものではなく、具体例としては、エタノール、メタノール、エタノールと酢酸との混合液、メタノールと酢酸との混合液、あるいはパラホルムアルデヒド希釈液等が挙げられる。また、細胞を膨潤させ観察を容易にする目的で固定前に低張処理を行ってもよい。低張液の組成は特に限定されないが、例えば75mM KCl溶液等が挙げられる。
染色体標本の染色法としてはギムザ染色法が頻用されるがこれに限定されるものではなく、種々の核酸染色試薬を用いることができる。また、染色体異常をより詳細に検出する目的で、Gバンド法やQバンド法、染色体特異的DNAプローブを用いたFISH法等を用いて個々の染色体を区別し得る染色を施してもよい。
観察対象とする分裂中期細胞数は特に限定されないが、一般には、統計学的精度を担保するために1条件あたり100細胞以上の分裂中期細胞を観察する。
染色標本の観察工程の一部は、画像解析装置を用いて半自動化することもできる。被験物質による染色体異常誘発性の判定にあたっては、被験物質群における染色体異常の発生頻度と陰性対照群における染色体異常の発生頻度の間で種々の統計学的検定を実施することができる他、陰性対照群における染色体異常の発生頻度の過去の実績の範囲(ヒストリカルコントロールデータ)と被験物質群における染色体異常の発生頻度との比較により判定することもできる。用いる統計学的検定方法は特に限定されないが、Fisherの直接確率検定による対比較やCochran-Armitageの傾向検定による増加傾向の検定等が頻用される。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、例えば、測定する被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、以下の式に従ってRICC(Relative increase in cell count)を算出することができる。
本発明における「DNA損傷の評価」による染色体の異常の検出には、in vitroコメット試験の手順を利用することができる。例えば、
(C1)前記抗CD3抗体を用いてヒト多能性幹細胞由来Tリンパ球に増殖刺激を施す工程、
(C2)増殖刺激が施されたヒト多能性幹細胞由来Tリンパ球に被験物質あるいは陰性対照として用いる媒体を添加し、被験物質処理を行う工程、
(C3)処理後の細胞を回収し、ゲルに包埋してスライドグラス上に固定化し、スライドグラス上の細胞を溶解緩衝液で処理して細胞膜や核膜を除去し、DNAを露出させ、更に強アルカリ条件下に曝すことでDNA損傷により生じたDNA断片等を遊離させ、ゲル中の細胞核DNAに電気泳動を施してコメット標本を作製する工程、及び
(C4)コメット標本に核酸染色を施し、染色法に対応した光学系を備えた顕微鏡下で細胞を観察して染色輝度を測定し、%tail DNA等の指標値を算出し、被験物質処理群における指標値を、陰性対照群、すなわち媒体処理群(未処理群)と比較することで被験物質のDNA損傷誘発性、すなわち染色体を構成するDNAに対する異常の誘発性を評価する工程
を有する方法が挙げられる。
あるいは、上記の工程(C2)の後に、
(C’3)処理後の細胞を固定化し、DNA二本鎖切断のマーカーを免疫染色する工程、及び
(C’4)免疫染色の結果を、陰性対照群、すなわち媒体処理群(未処理群)と比較することで被験物質のDNA損傷誘発性、すなわち染色体を構成するDNAに対する異常の誘発性を評価する工程
を有する方法が挙げられる。
工程(C’3)において、処理後の細胞は、例えば、スライドグラス上で固定化してもよいし、マルチウェルプレート上で固定化してもよい。
また、工程(C’4)において、免疫染色の結果の確認は、蛍光顕微鏡下で行ってもよいし、イメージングサイトメーター等の画像解析装置を用いてもよい。あるいは、固定化・免疫染色した細胞懸濁液を、フローサイトメーター等の流路系での細胞解析装置を用いて解析してもよい。
工程(C1)については、上記の「本発明の検出方法」と同様に実施することができる。
被験物質の処理期間は特に限定されないが、典型的には1〜6時間を挙げることができる。In vitroコメット試験で検出するDNA損傷は、その多くが生体内の恒常性維持機能により速やかに修復されるため、一般に長時間処理は感度の向上に寄与しない。代謝酵素による代謝活性化を経てDNA損傷を誘発する被験物質を検出するために、被験物質処理時に代謝活性化因子を添加してもよい。代謝活性化因子としてはラット肝ホモジネート由来物であるS9に補酵素等を添加したS9mixが汎用されるが、これに限定されるものではない。S9mixの添加濃度は特に限定されないが、細胞に対して顕著な毒性あるいはDNA損傷性を示さない濃度で使用し、培地中1〜10%(v/v)であることが好ましい。
細胞を包埋するゲルとしては低融点アガロースゲルが汎用されるが、これに限定されるものではない。細胞の細胞膜や核膜の除去に用いる溶解緩衝液の組成は特に限定されないが、界面活性剤と高濃度塩の混合緩衝液が汎用され、例えばトリトンX−100、塩化ナトリウム、エチレンジアミン四酢酸(EDTA)、トリヒドロキシメチルアミノメタン(Tris)、ジメチルスルホキシド(DMSO)の混合緩衝液を挙げることができる。細胞核DNAを強アルカリ条件下に曝す条件は特に限定されないが、一般にpH13以上であることが好ましく、水酸化ナトリウム水溶液が汎用される。
コメット標本の核酸染色にはSYBR(登録商標) Goldが汎用されるが、これに限定されるものではなく、種々の公知の核酸染色試薬が利用できる。また、細胞毒性に由来するDNA断片化を識別する目的で、カスパーゼ活性の測定等、公知のアポトーシス評価方法を組み合わせることもできる。観察対象とする細胞数は特に限定されないが、統計学的精度を担保する観点から、1条件あたり50細胞以上であることが好ましく、1条件あたり100細胞以上であることがより好ましい。染色されたコメット標本の観察工程は、画像解析装置を用いて自動化することもできる。画像解析装置の適用例としては、「Toxicol In Vitro 2009, 23(8), p1570-1575」等が報告されているが、これに限定されるものではない。
また、多検体の試験を容易に実施する目的で、細胞を回収せずに96ウェルプレート等の培養器材上でコメット標本を作製してもよく、前述の画像解析装置を用いることで多検体の高速自動解析が可能となる。被験物質によるDNA損傷誘発性の判定にあたっては、被験物質群における%tail DNA等の指標値と陰性対照群における指標値の間で種々の統計学的検定を実施することができる他、陰性対照群における指標値の過去の実績の範囲(ヒストリカルコントロールデータ)と被験物質群における指標値との比較により判定することもできる。用いる統計学的検定方法は特に限定されないが、Dunnett’s testによる多重比較やCochran-Armitageの傾向検定による増加傾向の検定等が頻用される。In vitroコメット試験の実施にあたっては、DNA損傷の誘発メカニズムを詳細に解析する目的で、endonuclease-III(Endo III)やformamidopyrimidine-DNA glycosylase(FPG)、8-oxoguanine DNA gycosylase(OGG1)等のDNA修復酵素を利用してもよく、修正コメット試験として「Mutat Res 2011, 726(2), p242-250」等が報告されているが、これに限定されるものではない。
例えば、被験物質処理群における%tail DNAと対応する陰性対照群における%tail DNAとの間でDunnett’s testを行い、有意確率両側5%〜1%にて有意な増加の有無を検定してもよい。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、上記のRICC(Relative increase in cell count)を算出することができる。RICCを用いて染色体の異常の誘発性を評価する場合、例えば、それぞれの被験物質について、RICCが40%以上となる全ての処理用量において%tail DNAに5%有意な増加が認められない場合を陰性、RICCが40%以上となる処理用量において%tail DNAに5%有意な増加が認められた場合を陽性と判定することができる。RICCが40%未満となる処理用量については、細胞毒性により生物学的意義の乏しい%tail DNAの増加を認める可能性が高いため、DNA損傷性の判定から除外してもよい。該方法は、染色体の異常の誘発性を評価する方法の例示であり、該方法に限定されるものではない。
あるいは、被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、上記のRCC(Relative cell count)を算出することができる。RCCを用いて染色体の異常の誘発性を評価する場合、例えば、それぞれの被験物質について、RCCが30%以上となる全ての処理用量において%tail DNAに5%有意な増加が認められない場合を陰性、RCCが30%以上となる処理用量において%tail DNAに5%有意な増加が認められた場合を陽性と判定することができる。RCCが30%未満となる処理用量については、細胞毒性により生物学的意義の乏しい%tail DNAの増加を認める可能性が高いため、DNA損傷性の判定から除外してもよい。該方法は、染色体の異常の誘発性を評価する方法の例示であり、該方法に限定されるものではない。
免疫染色は、自体公知の方法により行うことができる。また、DNA二本鎖切断のマーカーは、DNAの二本鎖切断を検出できるマーカーであれば特に限定されないが、γH2AXをマーカーとして用いることが好ましい。従って、例えば、一次抗体として抗γH2AX抗体を用い、二次抗体としてHRP-conjugated anti−rabbit/mouse IgG抗体を用いて、免疫染色を行うことができる。
観察対象とする細胞数は特に限定されないが、統計学的精度を担保する観点から、1条件あたり50細胞以上であることが好ましく、1条件あたり100細胞以上であることがより好ましい。免疫染色された標本の観察工程は、画像解析装置を用いて自動化することもできる。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
京都大学iPS細胞研究所金子研究室にて、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, p114-126」に記載の方法に従ってヒト末梢血Tリンパ球より樹立したヒトiPS細胞株「2」あるいは「12」について、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, p114-126」に記載の方法に従ってCD8SP(Single Positive)となるTリンパ球への分化誘導を行った。
得られたCD8SP Tリンパ球(当該細胞を、以下、再分化Tリンパ球と記す)に(2)に示す6条件の増殖刺激を施した。増殖刺激後、細胞質分裂阻害剤CytoBを添加して標本を作製し(標本b〜g)、1細胞あたりの核の数の分布を測定することで、その分裂動態を評価した。増殖刺激因子を添加する培地には、L-glutamine含有RPMI−1640培地(Wako)に、10% human serum AB(Nova Biologics)、1% Penicillin-Streptomycin(nacalai tesque)、10ng/mL IL−7(Wako)、及び10ng/mL IL−15(R&D SYSTEMS)が添加された培地(以下、Rh培地と記す)を用いた。
また、比較対照として、増殖刺激を施さずにRh培地による維持培養のみを行った細胞についても同様に分裂動態を評価した。
(2)増殖刺激条件
<維持培養条件>
(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」に由来する再分化Tリンパ球を1.1×106細胞/mLの細胞密度となるようRh培地に懸濁し、96ウェルプレート(Techno Plastic Products AG)上に100μL播種した。約46時間の培養の後、培養上清5μLを、120μg/mL CytoB(Wako)を添加したRh培地5μLに置換した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。CytoB添加後、更に約30時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。当該標本を以下、標本aと記す。
<磁性ビーズ結合抗CD3抗体による増殖刺激条件>
磁性ビーズ結合抗CD3抗体としては、Dynabeads(登録商標) Human T-Activator CD3/CD28(VERITAS)を用いた。(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」に由来する再分化Tリンパ球1.1×105細胞にDynabeads(登録商標) Human T-Activator CD3/CD28を3倍量加え、100U/mL IL−2(Wako)を添加したRh培地(以下、Rh−2培地と記す)100μL中に懸濁した。懸濁液を約6rpm、室温にて約1時間混和した後、全量を96ウェルプレート(Techno Plastic Products AG)上に播種した(最終的な細胞密度:1.1×106細胞/mL)。約45時間の培養の後、培養上清5μLを、120μg/mL CytoBを添加したRh−2培地5μLに置換した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。CytoB添加後、更に約30時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。すなわち、抗CD3抗体添加後の培養期間を約75時間とした。当該標本を以下、標本bと記す。
<抗CD3抗体結合プレートによる増殖刺激条件1>
抗CD3抗体結合プレートとしては、BioCoatTM T細胞活性化、抗ヒトCD3 96ウェル平底アッセイプレート(Corning)を用いた。
(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」に由来する再分化Tリンパ球を5.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地に懸濁し、抗CD3抗体結合プレートの3ウェルに、それぞれ約160μL播種した(最終的な細胞密度:5.0×105細胞/mL)。約43時間の培養の後、培養上清16μLを、60μg/mL CytoBを添加したRh−2培地16μLに置換した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。更に約24時間、約29時間、あるいは約48時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。すなわち、抗CD3抗体添加後の培養期間を、それぞれ約67時間、約72時間、約91時間とした。以下、CytoB添加後の培養期間が約24時間の標本を標本c、約29時間の標本を標本d、約48時間の標本を標本eと記す。
<抗CD3抗体結合プレートによる増殖刺激条件2>
抗CD3抗体結合プレートとしては、96ウェルプレート(nunc)に抗CD3抗体を用時にコートして用いた。0.5μg/mLあるいは1.0μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purified(eBioscience)を96ウェルプレートに50μL添加し、室温下7時間静置して抗体をプレート表面にコートした。各ウェルを100μLのリン酸緩衝生理食塩液(PBS、日水製薬)で2度洗浄した後、40μLのRh−2培地に置換した。
(1)に記載のヒトiPS細胞株「12」に由来する再分化Tリンパ球を2.1×106細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地に懸濁し、各ウェルに40μL藩種した(最終的な細胞密度:1.0×106細胞/mL)。約16時間の培養の後、各ウェルをピペッティングして細胞懸濁液を全量回収した。すなわち、抗CD3抗体添加後の培養期間(抗CD3抗体添加(増殖刺激開始)後、培養系から抗CD3抗体を除去するまでの期間)を約16時間とした。細胞懸濁液を5.6×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地で希釈した後、抗体をコートしていない96ウェルプレートに添加した。更に各ウェルにRh−2培地を70μL添加し、総量を150μLとして培養を継続した。約3時間後、培養上清15μLを、60μg/mL CytoBを添加したRh−2培地15μLに置換した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。CytoB添加から約33時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。以下、抗CD3抗体のコーティング時の抗体濃度が0.5μg/mLの標本を標本f、1.0μg/mLの標本を標本gと記す。
以上の標本a〜gの増殖刺激条件を表1に示した。
(3)標本作製方法および分裂動態の評価方法
(2)で培養完了後のプレートを遠心分離(1500rpm、2分間)し、上清をPBSで置換した。当該操作は2回反復し、細胞懸濁液を十分に洗浄した。洗浄後、プレートを再度遠心分離(1500rpm、2分間)して上清を除去し、37℃に加温した75mM KCl(Wako)を添加して5分間の低張処理を行った。低張後の細胞懸濁液に1/5容の固定液(メタノール(nacalai tesque):氷酢酸(nacalai tesque)=3:1)を添加し、遠心分離(4℃、1500rpm、5分間)しながら細胞を半固定した。遠心分離後、上清を新鮮な固定液に置換し、遠心分離(4℃、1500rpm、5分間)しながら細胞を固定した。当該操作は2回反復し、細胞を十分に固定した。上清をメタノールに置換した後、十分にピペッティングして細胞懸濁液をエッペンチューブに回収し、遠心分離(4℃、10000rpm、5分間)した。上清を除去した後、懸濁液がわずかに白濁する程度の細胞密度となるようにメタノール中に再懸濁してスライドグラス上に滴下、風乾して標本を作製した。作製した標本は40μg/mLアクリジンオレンジ(Wako)溶液で染色し、蛍光顕微鏡下で広帯域Blue励起のフィルターを用いて観察した。細胞を、細胞質中に主核を1個有する単核細胞、2個有する2核細胞、3個以上有する多核細胞に分類して計数した。1標本あたり1000個以上の再分化Tリンパ球を観察して単核細胞数、2核細胞数および多核細胞数を測定した。
分裂動態の指標として、以下の式に従ってCBPI(Cytokinesis-block proliferation index)を算出した。CBPIはCytoBの処理時間に依存するため、良好な分裂状態を担保する基準値に関する明確なコンセンサスは無いが、一般に1.5以上であれば検出、試験系として十分に実用可能である。
結果を表2に示した。
増殖刺激を施さなかった標本aでのCBPIが1.09であった一方で、標本b〜gでのCBPIが1.53〜1.92であったことから、再分化Tリンパ球は増殖刺激因子無しではほとんど分裂しないが、抗CD3抗体を用いたいずれの増殖刺激条件によっても、染色体異常の検出、試験系として十分に実用可能な程度の細胞分裂が誘導されることが実証された。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、実施例1(1)に記載のヒトiPS細胞株「12」由来の再分化Tリンパ球を用いた。
(2)被験物質
被験物質としては、染色体構造異常に由来する小核誘発化合物としてマイトマイシンC(MMC、CAS番号50−07−7、協和発酵キリン)、シトシンアラビノシド(AraC、CAS番号147−94−4、nacalai tesque)、メタンスルホン酸エチル(EMS、CAS番号62−50−0、nacalai tesque)、ブレオマイシン硫酸塩(BLM、CAS番号9041−93−4、LKT laboratories)および1−メチル−3−ニトロ−1−ニトロソグアニジン(MNNG、CAS番号70−25−7、nacalai tesque)の5化合物を、染色体数的異常に由来する小核誘発化合物としてコルヒチン(COL、CAS番号64−86−8、Wako)およびビンブラスチン硫酸塩(VBL、CAS番号143−67−9、Wako)の2化合物を、生体内で代謝酵素による代謝活性化の後に小核を誘発する化合物としてシクロホスファミド一水和物(CPA、CAS番号6055−19−2、nacalai tesque)を、小核を誘発しない化合物としてD(−)−マンニトール(MAN、CAS番号69−65−8、Wako)を用いた。以上の9化合物はいずれも多数の公知文献等(例えば、Mutat Res, 2006, 607, p37-60、Mutagenesis, 2011, 26(6), p763-770など)によりその反応性(染色体異常誘発性)が十分に評価された化合物である。被験物質は表3に記載の処理用量(培地中の最終濃度)で用い、処理にあたっては被験物質を生理食塩液(塩化ナトリウム(Wako)を超純水で溶解後、オートクレーブ滅菌して調製)あるいはDMSO(同仁化学)に培地中の最終濃度の100倍濃度にて溶解し、1%(v/v)添加とした。CPAは代謝活性化系としてラット肝ホモジネートS9の存在下で処理した。被験物質の処理は(4)に記載の手順に従って実施した。
(3)増殖刺激方法
再分化Tリンパ球の増殖刺激には、12ウェルプレートに抗CD3抗体を用時にコートして用いた。1.0μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purifiedを12ウェルプレート(nunc)に1mL添加し、室温下約6時間静置して抗体をプレート表面にコートした。ウェルを1mLのPBSで2度洗浄した後、(1)に記載のヒトiPS細胞株「12」に由来する再分化Tリンパ球を1.0×106細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地に懸濁してウェルに播種した(最終的な細胞密度:1.0×106細胞/mL)。17時間の培養の後、ピペッティングにより細胞懸濁液を全量回収した。すなわち、抗CD3抗体添加後の培養期間(抗CD3抗体添加(増殖刺激開始)後、培養系から抗CD3抗体を除去するまでの期間)を約17時間とした。細胞懸濁液を4.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地で希釈した後、抗体をコートしていない96ウェルプレートにウェルあたり150μL再播種して培養を継続した。
(4)被験物質処理方法
CPA以外の8化合物の処理は以下に記載の方法に従って実施した。すなわち、(3)での再播種より約23時間(抗CD3抗体除去から被験物質添加までの培養期間)の後、培養上清15μLを、60μg/mL CytoBを添加したRh−2培地15μLに置換した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。更に、生理食塩液あるいはDMSO中に表3に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解した被験物質液を1.5μL添加し、33時間の処理を行った。
被験物質処理群とは別に、DMSO1.5μLを添加して同様に33時間の処理を行い、陰性対照群とした。
CPAの処理は以下に記載の方法に従って実施した。すなわち、(3)での再播種より約21時間(抗CD3抗体除去から被験物質添加までの培養期間)の後、6%(v/v) S9(rat liver 9000×g supernatant fraction induced with phenobarbital and 5,6-benzoflavone、オリエンタル酵母)、0.8mM HEPES(2-[4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl]ethanesulfonic acid、nacalai tesuque)、1mM MgCl2(Wako)、6.6mM KCl、1mM Glucose-6-phosphate(オリエンタル酵母)、0.8mM NADPH(オリエンタル酵母)を添加したRh−2培地30μLをウェルに添加した(S9の最終濃度:1%(v/v))。更に、生理食塩液中に表3に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解したCPA液を1.8μL添加し、3時間の処理を行った。
CPA処理群とは別に、生理食塩液1.8μLを添加して同様に33時間の処理を行い、陰性対照群とした。
3時間の処理の後、プレートを遠心分離(1500rpm、3分間)し、上清をRh−2で置換した。当該操作は3回反復し、細胞懸濁液を十分に洗浄した。洗浄後、プレートを再度遠心分離(1500rpm、3分間)して上清を除去し、Rh−2培地を添加して総量を135μLとした。更に60μg/mL CytoBを添加したRh−2培地15μLを添加し(CytoBの最終濃度:6μg/mL)、33時間の培養を行った。
(5)標本作製方法および小核誘発性の評価方法
(4)で処理、培養完了後のプレートを遠心分離(1500rpm、3分間)し、上清をPBSで置換した。当該操作は2回反復し、細胞懸濁液を十分に洗浄した。洗浄後、プレートを再度遠心分離(1500rpm、3分間)して上清をAccutase(Innovative cell technologies)で置換し、十分にピペッティングしてTリンパ球の凝集塊をほぐした。
更にプレートを遠心分離(1500rpm、3分間)して上清を除去し、37℃に加温した75mM KClを添加して5分間の低張処理を行った。低張後の細胞懸濁液に1/5容の固定液(メタノール:氷酢酸=3:1)を添加し、遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)しながら細胞を半固定した。遠心分離後、上清を新鮮な固定液に置換し、遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)しながら細胞を固定した。当該操作は2回反復し、細胞を十分に固定した。上清をメタノールに置換して遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)した後、少量のメタノール中に細胞を懸濁してスライドグラス上に滴下、風乾して標本を作製した。
AraC 0.5μg/mLおよび1.0μg/mL処理群、VBL 25ng/mLおよび50ng/mL処理群については、顕著な細胞毒性により細胞数が著しく少なく、標本を作製できなかった。
作製した標本は40μg/mLアクリジンオレンジ溶液で染色し、蛍光顕微鏡下で広帯域Blue励起のフィルターを用いて観察した。1条件あたり500個以上の細胞を観察して単核細胞数、2核細胞数、多核細胞数を測定した。加えて、1条件あたり500個以上の2核細胞を観察して小核を有する2核細胞数を測定した。ただし、被験物質による細胞毒性により500個の細胞あるいは2核細胞を観察できない条件については、スライドグラス上の全細胞あるいは全2核細胞を観察した。小核の判定基準としては、半径が主核の1/3以下である円形の核様構造の内、蛍光強度が主核と同等のものを小核とした。また、小核を4個以上有する2核細胞や、複数の主核間で大きさや蛍光強度が大きく異なる細胞、主核あるいは小核の形状が著しくいびつな細胞については、細胞死などの非生理的な状態にある可能性が高いため、観察対象から除外した。
被験物質による小核誘発性の指標として、小核を有する2核細胞数を総2核細胞数で除することで小核頻度とした。また、被験物質処理群における小核頻度と対応する陰性対照群における小核頻度との間でFisherの直接確率検定を行い、有意確率両側5%あるいは1%にて有意な増加の有無を検定した。
被験物質による細胞分裂阻害作用、すなわち細胞毒性の指標として、実施例1(3)と同様にCBPIを算出し、RI(Replication index)を算出した。
(6)結果
9化合物の被験物質について、本実施例で得た判定結果および公知の情報(Kirkland, D. et al. Mutation Research 2016, 795, 7-30; Lasne, C. et al. Mutation Research 1984, 130(4), 273-282; Aardema MJ. et al. Mutation Research 2006, 607(1), 61-87)から期待される判定結果を表4に示した。また、被験物質ごとの用量反応関係を図1〜図9に示した。
表4および図1〜図9に示した通り、構造異常誘発化合物、数的異常誘発化合物、代謝活性化を要する構造異常誘発化合物、小核非誘発化合物からなる9化合物の被験物質全てについて、公知の情報から期待される反応性を正しく検出できた。すなわち、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitro小核試験は被験物質の小核誘発性の評価に実用できることが立証された。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、京都大学iPS細胞研究所金子研究室にて、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, 114-126」に記載の方法に従ってヒト末梢血リンパ球より樹立するヒトiPS細胞株について、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, 114-126」に記載の方法に従って分化誘導を行った再分化Tリンパ球を用いる。
(2)被験物質
被験物質としては、染色体構造異常を誘発する化合物としてEMSを、染色体異常を誘発しない化合物としてMANを用いる。被験物質は表5に記載の処理用量(培地中の最終濃度)で用い、処理にあたっては被験物質を生理食塩液に培地中の最終濃度の100倍濃度にて溶解し、1%(v/v)添加とする。被験物質の処理は(4)に記載の手順に従って実施する。
(3)増殖刺激方法
再分化Tリンパ球の増殖刺激には、12ウェルプレートに抗CD3抗体を用時にコートして用いる。1.0μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purifiedを12ウェルプレートに1mL添加し、室温下約6時間静置して抗体をプレート表面にコートする。ウェルを1mLのPBSで2度洗浄した後、(1)に記載のヒトiPS細胞株に由来する再分化Tリンパ球を1.0×106細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地に懸濁してウェルに添加する。約17時間の培養の後、ピペッティングにより細胞懸濁液を全量回収する。細胞懸濁液を4.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地で希釈した後、抗体をコートしていない12ウェルプレートにウェルあたり1mL再播種して培養を継続する。
(4)被験物質処理方法
EMSおよびMANの処理は以下に記載の方法に従って実施する。すなわち、(3)での再播種より約23時間の後、更に、生理食塩液中に表5に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解した被験物質液を10μL添加し、33時間の処理を行う。被験物質処理群とは別に、生理食塩液10μLを添加して同様に33時間の処理を行い、陰性対照群とする。処理終了の約2時間前に、ウェルにKaryoMAX(登録商標) ColcemidTM Solution in HBSS(Life technologies)10μLを添加して(培地中最終濃度:0.1μg/mL)細胞周期を停止させ、分裂中期細胞をエンリッチさせる。
被験物質処理開始時に、陰性対照群の細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定する。
(5)標本作製方法および染色体異常誘発性の評価方法
(4)で処理、培養完了後の細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定する。残余の細胞懸濁液の入ったプレートは遠心分離(1500rpm、3分間)し、上清をPBSで置換する。当該操作は2回反復し、細胞懸濁液を十分に洗浄する。洗浄後、プレートを再度遠心分離(1500rpm、3分間)して上清をAccutase(Innovative cell technologies)で置換し、十分にピペッティングしてTリンパ球の凝集塊をほぐす。更にプレートを遠心分離(1500rpm、3分間)して上清を除去し、37℃に加温した75mM KClを添加して5分間の低張処理を行う。低張後の細胞懸濁液に1/5容の固定液(メタノール:氷酢酸=3:1)を添加し、遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)しながら細胞を半固定する。遠心分離後、上清を新鮮な固定液に置換し、遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)しながら細胞を固定する。当該操作は3回反復し、細胞を十分に固定した後、再度遠心分離(4℃、1500rpm、3分間)して、少量の固定液中に細胞を懸濁してスライドグラス上に滴下、風乾して標本を作製する。
作製した標本はギムザ染色を施し、実体顕微鏡下1000倍の倍率で観察する。1条件あたり50個以上の染色体のよく広がった分裂中期細胞を対象として染色体を観察し、染色体の構造異常の有無を判定する。ただし、被験物質による細胞毒性により50個の分裂中期細胞を観察できない条件については、スライドグラス上の全分裂中期細胞を観察する。
染色体異常は、染色分体型切断、染色体型切断、染色分体型交換、染色体型交換、その他の構造異常に分類して計数する。染色分体型あるいは染色体型切断の内、無染色部位が染色分体の幅より小さく、かつ、染色分体の軸線からずれていない場合には、該無染色部位は染色分体型あるいは染色体型ギャップとし、染色体異常に含めない。
被験物質による染色体異常誘発性の指標として、いずれかの染色体異常を有する分裂中期細胞数を観察した総分裂中期細胞数で除することで染色体異常頻度とする。また、被験物質処理群における染色体異常頻度と対応する陰性対照群における染色体異常頻度との間でFisherの直接確率検定を行い、有意確率両側5%あるいは1%にて有意な増加の有無を検定する。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、(4)で測定する被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、以下の式に従ってRICC(Relative increase in cell count)を算出する。
RICCが40%未満となる処理用量については、細胞毒性により生物学的意義の乏しい染色体異常頻度の増加を認める可能性が高いため、染色体異常誘発性の判定から除外する。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、京都大学iPS細胞研究所金子研究室にて、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, 114-126」に記載の方法に従ってヒト末梢血リンパ球より樹立するヒトiPS細胞株について、「Nishimura, T. et al. Cell Stem Cell 2013, 12, 114-126」に記載の方法に従って分化誘導を行った再分化Tリンパ球を用いる。
(2)被験物質
被験物質としては、DNA損傷を誘発する化合物としてEMS、DNA損傷を誘発しない化合物としてMANを用いる。被験物質は表6に記載の処理用量(培地中の最終濃度)で用い、処理にあたっては被験物質をDMSOに培地中の最終濃度の100倍濃度にて溶解し、1%(v/v)添加とする。被験物質の処理は(4)に記載の手順に従って実施する。
(3)増殖刺激方法
再分化Tリンパ球の増殖刺激には、12ウェルプレートに抗CD3抗体を用時にコートして用いる。1.0μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purifiedを12ウェルプレートに1mL添加し、室温下約6時間静置して抗体をプレート表面にコートする。ウェルを1mLのPBSで2度洗浄した後、(1)に記載のヒトiPS細胞株に由来する再分化Tリンパ球を1.0×106細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地に懸濁してウェルに添加する。17時間の培養の後、ピペッティングにより細胞懸濁液を全量回収する。細胞懸濁液を4.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−2培地で希釈した後、抗体をコートしていない12ウェルプレートにウェルあたり1mL再播種して培養を継続する。
(4)被験物質処理方法
EMSおよびMANの処理は以下に記載の方法に従って実施する。すなわち、(3)での再播種より約23時間の後、更に、DMSO中に表6に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解した被験物質液を10μL添加し、4時間の処理を行う。被験物質処理群とは別に、DMSO10μLを添加して同様に4時間の処理を行い、陰性対照群とする。
コメット標本作製用のサンプルとは別に、細胞毒性評価用のサンプルとして、同様にEMS、MANおよびDMSOによる4時間処理を行う。細胞毒性評価用のサンプルについては、4時間処理の後、細胞をPBSで洗浄して再播種し、33時間の追加培養を行う。
被験物質処理開始時、処理完了時(洗浄時)および追加培養完了時に、細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定する。
(5)標本作製方法およびDNA損傷誘発性の評価方法
(4)で処理完了後のコメット標本作製用サンプルの入ったプレートは遠心分離(1500rpm、5分間)し、上清を20mM EDTA、10% DMSOを含むHanks’ Balanced Salt Solution(HBSS)(当該溶液を以下ホモジナイズ液と記述する)で置換する。プレートは再度遠心分離(1500rpm、5分間)し、上清をホモジナイズ液で置換する。細胞懸濁液を9倍容(v/v)の低融点アガロース溶液(0.5% NuSieve GTG Agaroseを含むPBS)と混合し、MASコートスライドに添加して広げ、固化する。
スライドは細胞溶解液(2.5M 塩化ナトリウム、100mM EDTA、10mM Tris、10% DMSO、1% トリトン−X100水溶液(pH10))に4℃、一晩浸漬して細胞膜および核膜を溶解させる。溶解後のスライドを泳動液(0.3M 水酸化ナトリウム、1mM EDTA水溶液(pH>13))中で20分間静置した後、定電圧26V(0.7V/cm)、300mA、4℃にて20分間の電気泳動を施す。泳動後のスライドを0.4M Tris水溶液(pH7.5)中に浸漬して中和した後、エタノール中で十分に脱水し、風乾して標本を作製する。標本は1条件あたり2枚作製する。
作製した標本はSYBR(登録商標) Goldを用いて核酸染色を施し、蛍光顕微鏡下200倍の倍率で観察する。標本1枚あたり50個以上、1条件あたり100個以上の細胞核を撮像し、画像解析装置Comet Assay IVを用いて%tail DNAを算出し、DNA損傷性を判定する。ただし、被験物質による細胞毒性により100個の細胞核を観察できない条件については、スライドグラス上の全細胞核を観察する。
%tail DNAは、細胞核全体の蛍光輝度に占める尾部(tail)の蛍光輝度の百分率として算出する。標本1枚ごとに総観察細胞核(50個以上(例:75個))の%tail DNAの中央値を取り、1条件2枚の標本から得た%tail DNAの中央値の平均値(mean of median of %tail DNA)を当該条件における%tail DNAの測定値とし、被験物質によるDNA損傷性の指標とする。
また、被験物質による細胞毒性によるアポトーシスの兆候として認められる釣り鐘様の細胞核(hedgehog)は%tail DNAの算出対象から除外する。
被験物質処理群における%tail DNAと対応する陰性対照群における%tail DNAとの間でDunnett’s testを行い、有意確率両側5%あるいは1%にて有意な増加の有無を検定する。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、(4)で測定する被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、以下の式に従ってRICC(Relative increase in cell count)を算出する。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、実施例1(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」由来の再分化Tリンパ球を用いた。
(2)被験物質
被験物質としては、染色体構造異常を誘発する化合物としてMMCおよびEMSを、染色体異常を誘発しない化合物としてMANを用いた。被験物質は表7に記載の処理用量(培地中の最終濃度)で用い、処理にあたっては被験物質をPBSに培地中の最終濃度の100倍濃度にて溶解し、1%(v/v)添加とした。被験物質の処理は(4)に記載の手順に従って実施した。
(3)増殖刺激方法
再分化Tリンパ球の増殖刺激には、24ウェルプレートに抗CD3抗体を用時にコートして用いた。0.5μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purifiedを24ウェルプレートに0.5mL添加し、室温下約9時間静置して抗体をプレート表面にコートした。ウェルを1mLのPBSで2度洗浄した後、(1)に記載のヒトiPS細胞株に由来する再分化Tリンパ球を2.0×106細胞/mLの細胞密度となるよう、L-glutamine含有RPMI−1640培地(Wako)に、5% human serum AB(Nova Biologics)、1% Penicillin-Streptomycin(nacalai tesque)、10ng/mL IL−7(Wako)、及び10ng/mL IL−15(R&D SYSTEMS)が添加された培地(以下、Rh−5培地と記す)に懸濁してウェルに添加した。約14時間の培養の後、ピペッティングにより細胞懸濁液を全量回収した。細胞懸濁液を2.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−5培地で希釈した後、抗体をコートしていない12ウェルプレートにウェルあたり2mL再播種して培養を継続した。
(4)被験物質処理方法
MMC、EMSおよびMANの処理は以下に記載の方法に従って実施した。すなわち、(3)での再播種より約24時間の後、更に、PBS中に表5に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解した被験物質液を20μL添加し、約27時間の処理を行った。被験物質処理群とは別に、PBS20μLを添加して同様に約27時間の処理を行い、陰性対照群とした。処理終了の約2時間前に、ウェルにKaryoMAX(登録商標) ColcemidTM Solution in HBSS(Life technologies)20μLを添加して(培地中最終濃度:0.1μg/mL)細胞周期を停止させ、分裂中期細胞をエンリッチさせた。
被験物質処理開始時に、陰性対照群の細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定した。
(5)標本作製方法および染色体異常誘発性の評価方法
(4)で処理、培養完了後の細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定した。残余の細胞懸濁液は全て遠心管に回収し、PBSを添加して総量を5mLとした後、遠心分離(1000rpm、5分間)した。上清を除去し、37℃に加温した75mM KClを添加して5分間の低張処理を行った。低張後の細胞懸濁液に1/5容の固定液(メタノール:氷酢酸=3:1)を添加し、遠心分離(4℃、1000rpm、3分間)しながら細胞を半固定した。遠心分離後、上清を新鮮な固定液に置換し、遠心分離(4℃、1000rpm、3分間)しながら細胞を固定した。当該操作は3回反復し、細胞を十分に固定した後、再度遠心分離(4℃、1000rpm、3分間)して、少量の固定液中に細胞を懸濁してスライドグラス上に滴下、風乾して標本を作製した。
作製した標本はギムザ染色を施し、実体顕微鏡下1000倍の倍率で観察した。1条件あたり300個の染色体のよく広がった分裂中期細胞を対象として染色体を観察し、染色体の構造異常の有無を判定した。
染色体異常は、染色分体型切断、染色体型切断、染色分体型交換、染色体型交換、その他の構造異常に分類して計数した。染色分体型あるいは染色体型切断の内、無染色部位が染色分体の幅より小さく、かつ、染色分体の軸線からずれていない場合には、該無染色部位は染色分体型あるいは染色体型ギャップとし、染色体異常に含めなかった。
被験物質による染色体異常誘発性の指標として、いずれかの染色体異常を有する分裂中期細胞数を観察した総分裂中期細胞数で除することで染色体異常頻度とした。また、被験物質処理群における染色体異常頻度と対応する陰性対照群における染色体異常頻度との間でFisherの直接確率検定を行い、有意確率両側5%あるいは1%にて有意な増加の有無を検定した。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、(4)で測定した被験物質処理開始時および培養完了時の細胞数に基づき、以下の式に従ってRICC(Relative increase in cell count)を算出した。
RICCが30%未満となる処理用量については、細胞毒性により生物学的意義の乏しい染色体異常頻度の増加を認める可能性が高いため、染色体異常誘発性の判定から除外した。
(6)結果
3化合物の被験物質について、本実施例で得た判定結果および公知の情報(Kirkland, D. et al. Mutation Research 2016, 795, 7-30; Lasne, C. et al. Mutation Research 1984, 130(4), 273-282)から期待される判定結果を表8に示した。また、被験物質ごとの用量反応関係を図10〜図12に示した。
表8および図10〜図12に示した通り、染色体異常誘発化合物、染色体異常非誘発化合物からなる3化合物の被験物質全てについて、公知の情報から期待される反応性を正しく検出できた。すなわち、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitro染色体異常試験は被験物質の染色体異常誘発性の評価に実用できることが立証された。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、実施例1(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」由来の再分化Tリンパ球を用いた。
(2)被験物質
被験物質としては、DNA損傷を誘発する化合物としてEMS、DNA損傷を誘発しない化合物としてMANを用いた。被験物質は表9に記載の処理用量(培地中の最終濃度)で用い、処理にあたっては被験物質をPBSに培地中の最終濃度の100倍濃度にて溶解し、1%(v/v)添加とした。被験物質の処理は(4)に記載の手順に従って実施した。
(3)増殖刺激方法
再分化Tリンパ球の増殖刺激には、24ウェルプレートに抗CD3抗体を用時にコートして用いた。0.5μg/mL Anti-Human CD3 Functional Grade Purifiedを24ウェルプレートに0.5mL添加し、室温下約10時間静置して抗体をプレート表面にコートした。ウェルを1mLのPBSで2度洗浄した後、(1)に記載のヒトiPS細胞株に由来する再分化Tリンパ球を2.0×106細胞/mLの細胞密度となるようRh−5培地に懸濁してウェルに添加した。約13時間の培養の後、ピペッティングにより細胞懸濁液を全量回収した。細胞懸濁液を2.0×105細胞/mLの細胞密度となるようRh−5培地で希釈した後、抗体をコートしていない24ウェルプレートにウェルあたり1mL再播種して培養を継続した。
(4)被験物質処理方法
EMSおよびMANの処理は以下に記載の方法に従って実施した。すなわち、(3)での再播種より約24時間の後、更に、PBS中に表9に記載の最終濃度の100倍濃度にて溶解した被験物質液を10μL添加し、4時間の処理を行った。被験物質処理群とは別に、PBS10μLを添加して同様に4時間の処理を行い、陰性対照群とした。以上のコメット標本作製用のサンプルについては1条件あたり3連で処理を行った。
コメット標本作製用のサンプルとは別に、細胞毒性評価用のサンプルとして、同様にEMS、MANおよびPBSによる4時間処理を行った。細胞毒性評価用のサンプルについては、4時間処理の後、細胞をPBSで洗浄して再播種し、約28時間の追加培養を行った。追加培養完了時に、細胞懸濁液の一部を分取し、血球計算盤を用いて細胞数を測定した。
(5)標本作製方法およびDNA損傷誘発性の評価方法
(4)で処理完了後のコメット標本作製用サンプルは全て遠心管に回収して遠心分離(1000rpm、5分間)し、上清を20mM EDTA、10% DMSOを含むHanks’ Balanced Salt Solution(HBSS)(当該溶液を以下ホモジナイズ液と記述する)で置換した。再度遠心分離(1000rpm、5分間)し、上清をホモジナイズ液で置換した。細胞懸濁液を9倍容(v/v)の低融点アガロース溶液(0.5% NuSieve GTG Agaroseを含むPBS)と混合し、MASコートスライドに添加して広げ、固化した。
スライドは細胞溶解液(2.5M 塩化ナトリウム、100mM EDTA、10mM Tris、10% DMSO、1% トリトン−X100水溶液(pH10))に4℃、一晩浸漬して細胞膜および核膜を溶解させた。溶解後のスライドを泳動液(0.3M 水酸化ナトリウム、1mM EDTA水溶液(pH>13))中で20分間静置した後、定電圧26V(0.7V/cm)、300mA、4℃にて20分間の電気泳動を施した。泳動後のスライドを0.4M Tris水溶液(pH7.5)中に浸漬して中和した後、エタノール中で十分に脱水し、風乾して標本を作製した。標本は1条件1連あたり3枚作製した。
作製した標本はSYBR(登録商標) Goldを用いて核酸染色を施し、蛍光顕微鏡下200倍の倍率で観察した。標本1枚あたり75個、1条件あたり標本2枚150個の細胞核を撮像し、画像解析装置Comet Assay IVを用いて%tail DNAを算出し、DNA損傷性を判定した。
%tail DNAは、細胞核全体の蛍光輝度に占める尾部(tail)の蛍光輝度の百分率として算出した。標本1枚ごとに総観察細胞核(75個)の%tail DNAの中央値を取り、1条件1連あたり2枚の標本から得た%tail DNAの中央値の平均値(mean of median of %tail DNA)を当該条件における%tail DNAの測定値とし、被験物質によるDNA損傷性の指標とした。また、被験物質による細胞毒性によるアポトーシスの兆候として認められる釣り鐘様の細胞核(hedgehog)は%tail DNAの算出対象から除外した。
被験物質処理群における%tail DNAと対応する陰性対照群における%tail DNAとの間でDunnett’s testを行い、有意確率両側5%あるいは1%にて有意な増加の有無を検定した。
被験物質による細胞増殖抑制作用、すなわち細胞毒性の指標として、(4)で測定した培養完了時の細胞数に基づき、以下の式に従ってRCC(Relative cell count)を算出した。
(6)結果
EMSおよびMANについて、本実施例で得た判定結果および公知の情報(Kirkland, D. et al. Mutation Research 2016, 795, 7-30; Lasne, C. et al. Mutation Research 1984, 130(4), 273-282)から期待される判定結果を表10に示した。また、被験物質ごとの用量反応関係を図13および図14に示した。
表10、図13および図14に示した通り、DNA損傷誘発化合物であるEMS、DNA損傷非誘発化合物であるMANのいずれについても、公知の情報から期待される反応性を正しく検出できた。すなわち、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitroコメット試験は被験物質のDNA損傷誘発性の評価に実用できることが立証された。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、実施例1(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」由来の再分化Tリンパ球を用いた。再分化Tリンパ球に各種増殖刺激因子による増殖刺激を施し、ATP量を測定することでその増殖性を評価した。
(2)増殖性の評価方法
再分化Tリンパ球を1.0×105細胞/mLの細胞密度で96ウェルプレート(nunc)上に1ウェルあたり100μL播種し、以下の7種類の培地で培養した。すなわち、(a)増殖刺激因子未添加のRh培地(刺激無し)、(b)5μg/mL PHA(Sigma-Aldrich)を添加したRh培地、(c)1μg/mL PHAを添加したRh培地、(d)100U/mL IL−2を添加したRh培地、(e)25ng/mL phorbol 12-myristate 13-acetate(PMA)(Wako)及び1μg/mL Ionomycin(Wako)を添加したRh培地、(f)50ng/mL PMAを添加したRh培地、(g)5μg/mL Con A(Sigma-Aldrich)を添加したRh培地、以上7種類の培地中で再分化Tリンパ球を培養し、66時間の増殖刺激を施した。刺激期間の完了後、各ウェルを十分にピペッティングして1ウェルあたり50μLの細胞懸濁液を白色96ウェルプレート(nunc)に分取し、CellTiter-GloTM Luminescent Cell Viability Assay Kit(Promega)を用いてATP量を測定して生細胞数の指標とした。ATP量の測定はKitの使用説明書に従って実施した。すなわち、CellTiter-Glo(登録商標) Bufferに溶解させたCellTiter-Glo(登録商標) Substrateを1ウェルあたり50μL添加し、シェーカーを用いて遮光下室温で15分間撹拌した。撹拌後、プレートリーダーEnVision(PerkinElmer)を用いて各ウェルの発光シグナルを測定した。再分化Tリンパ球の播種時に別途50μLの細胞懸濁液を白色96ウェルプレートに分取し、CellTiter-GloTMLuminescent Cell Viability Assayを用いて同様にATP量を測定した。
(3)結果
結果を表11に示した。表11には、各ウェルの発光シグナルとして、各ウェルについて測定した発光シグナルのカウント値から、同時にRh培地について測定したバックグラウンド発光シグナルのカウント値を引いた値を記載した。また、増殖率として各発光シグナルの播種時の発光シグナルに対する百分率を記載した。
表11から、本比較例で用いたいずれの増殖刺激条件によっても、再分化Tリンパ球は増殖せず、むしろ播種時よりも細胞数が減少することが示された。
(1)ヒトiPS細胞由来Tリンパ球
ヒトiPS細胞由来Tリンパ球として、実施例1(1)に記載のヒトiPS細胞株「2」由来の再分化Tリンパ球を用いた。再分化Tリンパ球にフィーダー細胞との共培養下、あるいはフィーダー細胞の非存在下でPHAによる増殖刺激を施し、細胞質分裂阻害剤CytoBを添加して標本を作製し、1細胞あたりの核の数の分布を測定することで、その分裂動態を評価した。
(2)増殖刺激条件
<フィーダー細胞との共培養下でのPHA刺激条件>
フィーダー細胞として、35GyのX線照射により細胞分裂を停止させたヒト末梢血由来単核球細胞PBMC(peripheral blood mononuclear cells)を用いた。フィーダー細胞4.0×105細胞および再分化Tリンパ球5.0×104細胞を混合して5μg/mL PHAを添加したRh培地100μL中に懸濁した後、全量を96ウェルプレート(Techno Plastic Products AG)上に播種した(細胞密度:フィーダー細胞4.0×106細胞/mL、再分化Tリンパ球5.0×105細胞/mL)。約44時間の培養の後、60μg/mL CytoBおよび5μg/mL PHAを添加したRh培地11.1μLをウェルに添加した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。更に約24時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。また、比較対照として、再分化Tリンパ球を混合していないフィーダー細胞4.0×105細胞(細胞密度:4.0×106細胞/mL)に同様にPHA刺激を施してCytoBを添加し、標本を作製した。
<フィーダー細胞の非存在下でのPHA刺激条件>
再分化Tリンパ球7.9×104細胞を3μg/mL PHAを添加したRh培地100μL中に懸濁した後、全量を96ウェルプレート(Techno Plastic Products AG)上に播種した(細胞密度:7.9×105細胞/mL)。約47時間の培養の後、60μg/mL CytoBを添加したRh培地11.1μLをウェルに添加した(CytoBの最終濃度:6μg/mL)。更に約24時間の培養の後、(3)に記載の手順に従って標本を作製した。
(3)標本作製方法および分裂動態の評価方法
(2)で培養完了後のプレートを、実施例2(5)に記載の方法に従って固定し、スライドグラス上に標本を作製した。作製した標本は40μg/mLアクリジンオレンジ溶液で染色し、蛍光顕微鏡下で広帯域Blue励起のフィルターを用いて観察した。1標本あたり500個の細胞を観察して単核細胞数、2核細胞数および多核細胞数を測定した。ただし、フィーダー細胞の非存在下でのPHA刺激を施した標本については細胞数が極端に少なく、500個の観察細胞を確保できなかったため、スライドグラス上の全細胞426個を観察した。
分裂動態の指標として、実施例1(3)と同様にCBPIを算出した。
(4)結果
結果を表12に示した。
フィーダー細胞におけるCBPIが1.03であったことから、X線照射によりフィーダー細胞の細胞分裂が停止していることが確認できた。一方で、フィーダー細胞との共培養下でPHA刺激を施した再分化Tリンパ球のCBPIが1.15であったことから、再分化Tリンパ球の細胞分裂が誘導されたことが示唆されるものの、混合したフィーダー細胞が多量に存在することにより、十分な頻度で分裂したヒトiPS細胞由来Tリンパ球細胞を観察することができないことが示された。加えて、フィーダー細胞の非存在下でPHA刺激を施した再分化Tリンパ球のCBPIが1.39であったことから、該PHA刺激では細胞分裂が十分に誘導されないことが示された。
すなわち、PHAによる増殖刺激では、フィーダー細胞との共培養の有無によらず、十分な頻度で分裂したヒトiPS細胞由来Tリンパ球細胞を観察することができず、染色体異常の検出、試験として実用できないことが示された。
一方で、実施例1から、抗CD3抗体による増殖刺激では、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球細胞が良好な分裂動態を示し、十分な頻度で分裂したヒトiPS細胞由来Tリンパ球細胞を観察できることが示された。更に、実施例2から、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitro小核試験により既知の小核誘発化合物および小核非誘発化合物についてその反応性を適切に評価できることが示された。加えて、実施例5から、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitro染色体異常試験により既知の染色体異常誘発化合物および染色体異常非誘発化合物についてその反応性を適切に評価できることが示された。更には、実施例6から、ヒトiPS細胞由来Tリンパ球を用いたin vitroコメット試験により既知のDNA損傷誘発化合物およびDNA損傷非誘発化合物についてその反応性を適切に評価できることが示された。
すなわち、HuLyによる従来法で用いられるPHAを用いた増殖刺激ではヒトiPS細胞由来Tリンパ球が十分に分裂せず検出、試験を実施できないが、抗CD3抗体を増殖刺激因子として用いた場合にはTリンパ球が良好に分裂し、検出、試験が実施可能となることを見出すと共に、ヒト多能性幹細胞由来Tリンパ球を用いた染色体の異常の検出、試験を確立した。
Claims (14)
- 下記(1)〜(2)の工程を含むことを特徴とする染色体の異常の検出方法。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球における染色体の異常を検出する工程 - ヒト多能性幹細胞がヒトES細胞である、請求項1記載の検出方法。
- ヒト多能性幹細胞がヒトiPS細胞である、請求項1記載の検出方法。
- 染色体の異常を検出する工程が、小核頻度の測定により染色体の異常を検出する工程である、請求項1〜3のいずれか1項記載の検出方法。
- 染色体の異常を検出する工程が、染色体の形態観察により染色体の異常を検出する工程である、請求項1〜3のいずれか1項記載の検出方法。
- 染色体の異常を検出する工程が、DNA損傷の評価により染色体の異常を検出する工程である、請求項1〜3のいずれか1項記載の検出方法。
- 請求項1〜6のいずれか1項記載の検出方法に用いるための、抗CD3抗体およびヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球を含む検出キット。
- 下記(1)〜(4)の工程を含むことを特徴とする、被験物質による染色体の異常の誘発性を評価する方法。
(1)ヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球に抗CD3抗体を添加し、培養する工程
(2)(1)の工程で培養されたTリンパ球に被験物質を添加する工程
(3)被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、測定する工程
(4)染色体の異常の発生頻度を基準値と比較して、染色体の異常の誘発性を評価する工程 - ヒト多能性幹細胞がヒトES細胞である、請求項8記載の方法。
- ヒト多能性幹細胞がヒトiPS細胞である、請求項8記載の方法。
- (3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、小核頻度の測定により測定する工程である、請求項8〜10のいずれか1項記載の方法。
- (3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、染色体の形態観察により測定する工程である、請求項8〜10のいずれか1項記載の方法。
- (3)の工程が、被験物質添加後のTリンパ球における染色体の異常の発生頻度を、DNA損傷の評価により測定する工程である、請求項8〜10のいずれか1項記載の方法。
- 請求項8〜13のいずれか1項記載の評価方法に用いるための、抗CD3抗体およびヒト多能性幹細胞由来のTリンパ球を含む試験キット。
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