JP3553427B2 - Method and apparatus for producing D-cysteinolic acid - Google Patents

Description

【０００４】
また、Ｄ−システノール酸は、血栓防止効果のある含硫アミノ酸であることから、医薬品の原料として期待されている。血栓症の治療剤および予防剤としては、イワシから抽出したＤ−システノール酸の血栓症の治療剤および予防剤に関する特許が出願されている（特願昭６１―４７８８０）。さらに、血中コレステロールを低下させるための適用を目的として、システノール酸またはその胆汁酸抱合体を含有するコレステロール低下剤について特許が出願されている（特願平３―４９１１３等）。
【０００５】
また、Ｄ−システノール酸は、１９５７年にＢ．Ｗｉｃｋｂｅｒｇが紅藻より分離、同定して以来、１９６３年に広島大の伊藤によって、海藻中の緑藻や褐藻に存在することが明らかにされた。その後、北海道大の米田によって１９６５年にイトマキヒトデ由来のＤ−システノール酸が分離された。さらに１９７９年に北海道大の米田によってＤ−システノール酸を誘導体化することでタウリンとの分離がなされた。
【０００６】
上記の従来方法については、次のような問題点があった。
【０００７】
（１）これまでイワシを原料としてＤ−システノール酸の精製が行われてきたが、その含有量はごく微量であるため、イワシ１００ｋｇから１２ｇが最大レベルの回収であり、実状ではトンオーダーのイワシから数十グラムが回収されていた。その収率は最大約０．０１％であり、回収率は低く、しかも抽出に大量の新鮮なイワシが必要となるため、天然素材から産業規模レベルでＤ−システノール酸を生産することは非常に困難となっていた。
【０００８】
（２）また、上述のように海藻の中にＤ−システノール酸が存在することは明らかになっていたが、Ｄ−システノール酸の原料である海藻を培養することによって通年生産することは、培養過程で海藻が成熟したり、海藻の形が崩壊するため困難であった。しかも、存在量についての知見は殆どないことから、海藻からの積極的なＤ−システノール酸の生産には到っていないのが現況である。
【０００９】
【発明が解決しようとする課題】
上記問題点に鑑み、本発明の目的は、Ｄ−システノール酸を大量に効率的に供給する方法、およびそのための装置を提供することにある。
【００１０】
【課題を解決するための手段】
上記目的を達成するため、以下に示す手段を採用する。
【００１１】
（１）上部を開口した第一の培養槽内で、前記培養槽内に窒素、リンを含有する海水を供給し、且つ前記培養槽内に炭酸ガスをバブリングしながら、Ｄ−システノール酸を含有するアオサを培養する工程と、前記アオサからＤ−システノール酸を有機溶媒または熱水で抽出する工程とを具備するＤ−システノール酸の製造方法。
【００１２】
（２）（１）記載の培養工程で培養した後、前記アオサを回収する工程と、
回収した前記アオサにイオウ化合物および／または過酸化物を添加しながら、第二の培養槽内で培養することにより、前記アオサ中のＤ−システノール酸含量を増大させるように培養する工程と、前記アオサからＤ−システノール酸を有機溶媒または熱水で抽出する工程とを具備するＤ−システノール酸の製造方法。
【００１３】
（３）（１）または（２）記載の培養方法で生産した前記アオサを回収した後、遮光した環境下で前記アオサを乾燥する工程と、前記アオサからＤ−システノール酸を有機溶媒または熱水で抽出する工程とを具備するＤ−システノール酸の製造方法。
【００１４】
（４）（１）ないし（３）の何れか１記載の製造方法により得られたＤ−システノール酸を、更にイオン交換樹脂による精製、およびエタノールまたはメタノール共存下で結晶化する工程を具備するＤ−システノール酸の製造方法。
【００１５】
（５）（１）ないし（４）の何れか１記載の製造方法であって、前記アオサが、不稔性アオサであるＤ−システノール酸の製造方法。
【００１６】
（６）Ｄ−システノール酸を含有するアオサを培養するための第一の培養装置であって、上部を開口した第一の培養槽と、前記培養槽内に窒素、リンを含有する海水を供給するための供給手段および撹拌手段と、前記培養槽内に炭酸ガスをバブリングするための通気手段とを具備する第一の培養装置と；前記第一の培養装置で培養した後、回収した前記アオサを培養する第二の培養装置であって、有孔壁を有しない第二の培養槽と、イオウ化合物および／または過酸化物を添加するための添加手段とを具備する第二の培養装置と；前記第一の培養装置または第二の培養装置で生産した前記アオサを回収した後、前記アオサを乾燥させる乾燥装置であって、直射日光を防御する構造を有し、通気のための開閉部を有する乾燥室と、加熱・除湿手段とを具備する乾燥装置と；前記第一の培養装置、前記第二の培養装置または前記乾燥装置のいずれか１記載の装置で処理された前記アオサからＤ−システノール酸を抽出するための装置であって、有機溶媒または熱水と撹拌する手段を具備する抽出装置とを具備したことを特徴とするＤ−システノール酸の製造装置。
【００１７】
（７）（６）記載の製造装置であって、更に、前記抽出装置で得られた抽出液からＤ−システノール酸を精製するためのイオン交換樹脂による精製手段と、エタノールまたはメタノール共存下での結晶化手段とを具備したことを特徴とするＤ−システノール酸の製造装置。
【００１８】
【発明の実施の形態】
本発明者は、Ｄ−システノール酸を多く含む素材について海藻を中心に鋭意、分析評価し、検討したところ、以下のことを見出した。
【００１９】
（１）海藻中の緑藻 アオサ（Ｕｌｖａ 属）にＤ−システノール酸が存在することを確認し、特に、この中で通年培養生産可能な不稔性アオサ（Ｕｌｖａ ｌａｃｔｕｃａ）の中の限られた個体に、Ｄ−システノール酸が乾燥重量当たり０．１〜０．６％と多量に含有することを見出した。
【００２０】
（２）また、それに加え、選抜した不稔性アオサを培養する過程で、Ｄ−システノール酸の構成成分であるイオウ化合物と共に過酸化水素等の過酸化物を添加することによって、Ｄ−システノール酸の含有率が向上することを見出した。
【００２１】
（３）また、不稔性アオサからＤ−システノール酸を抽出する工程において、Ｄ−システノール酸の分解・損失を伴わない、アオサの遮光下での乾燥条件を見出した。
【００２２】
これら（１）、（２）および（３）を見出すことによって本発明に至った。即ち、本発明は簡便に、しかも効率良くＤ−システノール酸を生産する方法を提供することにある。しかも、不稔性アオサと称する変異種は従来のものに比べ、特定の季節に成熟、世代交代することなく、周年の培養生産が可能なため、この不稔性アオサを原料としたＤ−システノール酸の大量生産が期待できる。
【００２３】
本発明のＤ−システノール酸の生産に使用することができる不稔性アオサの特性を以下に示す。
【００２４】
この不稔性アオサは横浜市海岸から採取したものである。本発明者はこの株を不稔性アオサＭＨＩ−ＡＴＲＣ−１株と命名し、工業技術院生命工学工業技術研究所に寄託申請したが、「緑藻であるため」との理由から受託を拒否された。
【００２５】
形状：布状で浮遊性
大きさ：１センチ大四方から１００センチ四方程度まで増殖可能
運動性：無し
窒素源：アンモニア態窒素、尿素態窒素、硝酸態窒素の各種で増殖可能で、Ｄ−システノール酸含量向上には硝酸態窒素が好ましい。
光合成色素：クロロフィルａ、クロロフィルｂ、カロチノイド（薄層クロマトグラフィーにより検出）
増殖性：１．５ｐｐｍ窒素の存在下、２５℃で、０．１％ＣＯ_２を含むエアレーションでのソーラーシュミレーターを用いた培養（１２ｈ明／１２ｈ暗）において、約０．３ｇ（乾燥重量／リットル・日）の増殖速度を示す。
【００２６】
以下、Ｄ−システノール酸を含有するアオサからＤ−システノール酸を製造する方法を、使用した装置とともに説明する。本発明のＤ−システノール酸の製造方法および装置は、Ｄ−システノール酸を含有する海藻全てに使用可能であるが、生産効率の点で、不稔性アオサを用いることが好ましく、上記不稔性アオサＭＨＩ−ＡＴＲＣ−１株を使用することがより好ましい。
【００２７】
まず、Ｄ−システノール酸を含有するアオサを、Ｄ−システノール酸の大量生産を目的として、上部を開口した培養槽内において第一の培養を行う。第一の培養は、好ましくは７日〜１４日行う。
【００２８】
第一の培養で使用する培養槽は、それ自体、該培養槽内に窒素、リンを含有する海水を供給できる構造であってもよいし、該海水の供給手段を更に具備していてもよい。
【００２９】
前記培養槽がそれ自体で該海水を供給できる構造としては、例えば、該培養槽を該海水上に浮遊させた生け簀のような構造であり、且つ該培養槽が、該海水の供給手段として有孔壁を有するものが挙げられる。該有孔壁により、培養槽外の該海水と培養槽内の培養液との交換が可能となる。
【００３０】
また、該海水の供給手段を更に具備している構造とは、該培養槽が有孔壁を有していない場合に、別途、該海水を供給するための手段を具備するものである。この場合、窒素、リンを含有する海水を、培養槽内に送液する供給手段を用いて補給・交換することにより、アオサの栄養源は確保される。海水の交換は、海水中の溶存態窒素が約１ｐｐｍである場合、約２〜５Ｌ／海水容量Ｌ・ｈｒの流速で行うことができる。
【００３１】
本発明において窒素、リンを含有する海水は、富栄養化海水または窒素、リンを添加した海水の何れも使用することができる。
【００３２】
前記培養槽は、更に培養槽内の培養液を撹拌する手段と、培養槽内に炭酸ガスをバブリングする通気手段とを具備する。撹拌手段とは、培養槽外の海水と培養槽内の培養液とが均一な状態になるように撹拌できるものであれば特に限定されない。その一例として、例えばジェットストリーマーが利用できる。また、炭酸ガスのバブリングは、空気に０．１（ｖ／ｖ）％ＣＯ_２を添加したガスを、約３〜８Ｌ／海水容量Ｌ・ｈｒの速度で供給することにより行うことができる。前記撹拌手段および通気手段により、培養槽外の海水から、アオサの栄養源である窒素、リン、並びに炭酸ガスが効率よく補填される。
【００３３】
このように、海水中の成分を栄養源として大量に培養されたアオサは、例えば網状またはザル状の籠を用いて、海水から回収された後、好ましくは、Ｄ−システノール酸含量を向上させるための第二の培養工程に移される。回収工程は、海水からアオサ個体を単離できれば特に限定されない。
【００３４】
第二の培養工程においては、アオサ中のＤ−システノール酸含量を増大させることを目的として、アオサは、Ｄ−システノール酸の原料となるイオウ化合物および／または過酸化物と共に培養される。第二の培養は、好ましくは１日〜３日行う。
【００３５】
第二の培養で使用する培養槽は、有孔壁を有しておらず、即ち培養槽外とは完全に仕切りを有するものであれば何れも使用することができる。これにより、添加するイオウ化合物および／または過酸化物の培養槽外への拡散を防止し、前記物質を培養槽内に高濃度に維持することができる。
【００３６】
前記培養槽は、更に、イオウ化合物および／または過酸化物を添加する手段を具備する。添加手段は、イオウ化合物および／または過酸化物を所望の濃度で、該培養槽に添加できるものであれば特に限定されない。例えば、添加する殆どの物質は、水溶液状態や粒状の固体として投入し、溶解することができる。また、一部の過酸化物はガス状物質としてバブリングにより溶解させ、投入することができる。
【００３７】
イオウ化合物としては硫酸塩が望ましく、例えば硫酸マグネシウム、硫酸カリウム、硫酸アンモニウム等が挙げられ、添加する硫酸イオン濃度は、海水中の１．１〜１．５倍が望ましい。過酸化物としては過酸化水素やオゾン等が挙げられ、その注入時の濃度は、過酸化水素で０．２〜１０ｐｐｍ、オゾンで０．０１〜０．１ｐｐｍが望ましい。
【００３８】
第一または第二の培養工程を終えたアオサは、次の乾燥工程に先だって洗浄される。
【００３９】
洗浄後、アオサにより生産されたＤ−システノール酸の分解を防ぐことを目的として、アオサを遮光した環境下で乾燥させるのが好ましい。遮光した環境下とは、直射日光を遮断できる環境であれば特に限定されず、室内でも直射日光を遮る開放空間でも良い。乾燥工程は、およそ２４時間〜７２時間で完了する。
【００４０】
使用する乾燥装置は、直射日光を防御する構造を有し、且つ通気のための開閉部を有する乾燥室と、加熱・除湿手段とを具備する。通気のための開閉部は、開閉部を開けて通気を促すことができるものであれば特に限定されないが、例えば乾燥装置の側面部に位置させることができる。また、扇風機を用いて乾燥を促進させることもできる。加温の温度は、Ｄ−システノール酸の分解を防ぐため、７０℃以下にし、４０〜６０℃に制御することが好ましい。加温と同時に、乾燥効率を高めるため除湿してもよい。
【００４１】
乾燥装置の直射日光を遮断した構造により、Ｄ−システノール酸の分解を抑制しつつ、更に通気を促す構造および加熱・除湿手段により効率よくアオサを乾燥させることができる。
【００４２】
次いで、第一または第二の培養工程を終えたアオサ、あるいは乾燥後のアオサからＤ−システノール酸を抽出する工程は、アオサを有機溶媒または熱水中で撹拌することより行う。抽出は、約１時間〜２時間で完了する。このとき抽出効率を高めるため、アオサを数ミリ大に粉砕しておくことが好ましい。熱水は、Ｄ−システノール酸の分解を防ぐため、５０〜７０℃のものを使用し、有機溶媒としては、同じく５０〜７０℃の６０〜７５（ｖ／ｖ）％エタノールまたはメタノール溶液を使用することができる。
【００４３】
上記抽出後、ジエチルエーテルで脱色後、活性炭を加えて色素を吸着させ、次いで濾過により透明な溶液を得ることができる。この溶液を濃縮することにより、Ｄ−システノール酸は部分精製される。
【００４４】
更に純度の高いＤ−システノール酸を得るためには、上述の操作に加えて、イオン交換樹脂による精製、その後７０〜８０（ｖ／ｖ）％エタノールまたはメタノール共存下で結晶化させる操作を行うのが好ましい。イオン交換樹脂による精製において、強酸性陽イオン交換体および弱塩基性陰イオン交換体を使用することができる。結晶化の工程は、７５（ｖ／ｖ）％エタノールまたはメタノール中で氷温にて保存することによりＤ−システノール酸の結晶を得ることができる。
【００４５】
以上の工程により、アオサ中のＤ−システノール酸の含量を増大させ、次いでその抽出効率を高めることにより、最終的にＤ−システノール酸の収率向上を可能にする。
【００４６】
上記不稔性アオサＭＨＩ−ＡＴＲＣ−１株を使用した本発明によるＤ−システノール酸製造プロセスの一例を図１に示す。
【００４７】
アオサ培養生産手段１は、上部が開口した培養部を海上に浮遊させた生け簀の様な構造であり、培養部の底は有孔壁とする。培養部は、培養部の海水を攪拌する手段と培養部底の有孔壁の直下付近に通気手段とを具備する。前記撹拌手段および通気手段は、培養部内外の海水交換を促進することによって海水中の窒素、リンをアオサの栄養源として、有効に利用できるようにするものである。培養部の底をなす有孔隔壁とほぼ同じ水位または直下部に設置された通気ラインは、多数の吐出孔を有し、培養槽内の海水を緩やかに攪拌し、アオサの栄養源である炭酸ガスを補填するとともに、培養部内の海水と外部の栄養源に富む海水との交換を促進する作用を有する。通気手段には、電動式、又は内燃エンジン式のコンプレッサー等を用いることが出来る。内燃エンジンにおいては、排気ガス中の炭酸ガスの一部または全部を通気ラインに供給し、通気ラインの炭酸ガス濃度を高めることにより、アオサ増殖の促進作用を持たせることが出来る。また、他の炭酸ガス発生源より炭酸ガスを引き込み、利用することも出来る。
【００４８】
アオサ回収手段２は、成長したアオサを回収するものである。その回収手法としては、アオサを含む海水をくみ上げアオサが漏洩しない程度の適当な孔径を有する網状の籠で海水とアオサを分離したり、アオサをザル状の籠ですくい上げたりして収穫するもので、アオサの大きさに応じて回収手法を選択することができる。
【００４９】
Ｄ−システノール酸含量向上手段３は、海上の海水とは完全に仕切りを有する独立したアオサ培養槽からなるものであり、アオサ培養生産手段１で生産したアオサを前記回収手段２で該手段３に移し、アオサを高密度で以下の添加物と共存させて培養するものである。Ｄ−システノール酸の含量を向上させるために添加する化合物としては、例えば過酸化物としては過酸化水素やオゾン等が挙げられ、その注入時の濃度は、過酸化水素で０．２〜１０ｐｐｍ、オゾンで０．０１〜０．１ｐｐｍが望ましい。また添加するイオウ化合物としては硫酸塩が望ましく、例えば硫酸マグネシウム、硫酸カリウム、硫酸アンモニウム等が挙げられ、添加する硫酸イオン濃度は、海水中の１．１〜１．５倍が望ましい。これらの過酸化物とイオウ化合物の添加によりＤ−システノール酸の含有量を増加させると共に、他の培養槽とは仕切りをなす独立した構造から、それらの使用量を低減させることができる。
【００５０】
アオサ洗浄手段４は、陸上に設置されたもので、真水による洗浄にて海水から回収したアオサの塩分を除去するものであり、後の工程の器具類の錆を防ぎ、且つ抽出効率を高める働きを有する。
【００５１】
アオサ乾燥手段５は、アオサを保存する目的およびアオサに含有されるＤ−システノール酸の分解を防ぐ目的で設置されるもので、加熱・除湿器を設け、アオサの乾燥を促進することができる。加熱温度は４０〜６０℃が望ましく、より高温ではＤ−システノール酸の分解を起こすので、７０℃以下に制御するものである。また、その構造部の側面の位置に開閉部が設置され、晴天時は開閉部を開け、通気を促し、アオサの乾燥を助長することができる。但し、直射日光が入らない構造を有し、直射日光によるＤ−システノール酸の分解を抑制するものである。また、アオサ乾燥後の試料を裁断、成形し、家畜の飼料や健康食品として利用することもできる。
【００５２】
Ｄ−システノール酸抽出手段６は、数ミリ大に粉砕したアオサを５０〜７０℃の熱水、または５０〜７０℃の６０〜７５（ｖ／ｖ）％エタノール溶液、もしくは同メタノール溶液と共に１時間攪拌し、この操作よってアオサから溶液中にＤ−システノール酸を抽出させるものである。次に、ジエチルエーテルで脱色後、水層に活性炭を入れ、ろ過することで、透明液を得る。こうして得られた上清中にＤ−システノール酸は含まれ、これを減圧乾燥するだけでも部分的に精製したＤ−システノール酸を回収できる。この状態で、混在するペプチドや一部の色素以外の大半のものは分離できる。さらに高純度のＤ−システノール酸が必要な場合は、強酸性陽イオン交換体と弱塩基性陰イオン交換体を用いて精製した後、７５（ｖ／ｖ）％エタノールまたはメタノール中で氷温にて保存すると、Ｄ−システノール酸の結晶を得ることができる。このように上記１〜６の手段により培養生産した不稔性アオサからＤ−システノール酸を精製し、分取することができる。
【００５３】
【実施例】
以下実施例により本発明の方法を更に具体的に説明する。
【００５４】
（実施例１）
海洋でのアオサ生産を陸上で再現するため、横浜市金沢区八景島付近から入手した溶存態窒素濃度が約１ｐｐｍの海水を用いて、アオサＭＨＩ−ＡＴＲＣ株をソーラーシミュレーター（キセノンランプを光源とするワコム社製）にて培養した。なお、培養は以下の操作で行った。
【００５５】
空気に０．１（ｖ／ｖ）％ＣＯ_２を添加したガスを、培養槽（受光面積２００ｃｍ^２×深さ５ｃｍ）に０．１５Ｌ／海水容量Ｌ・分の速度で供給し、海水はアオサへの溶存態窒素を供給するため２Ｌ／ｈｒの流速で入れ替えた。また、アオサはリーフパンチで直径０．６ｃｍの大きさに調製後、このアオサ３，０００個体を培養槽に添加し、４日間の予備培養後、１０日間培養した。この培養によって増殖速度を求めた結果、１５ｇ（乾燥重量）／ｍ^２・日で増殖することが確認された。一方、この藻体を回収し、窒素およびリンの含有量を測定したところ、それぞれ乾燥重量当たり３％と０．２％を示し、海水から窒素とリンを吸収することが判明した。
【００５６】
次に、培養１０日目以降の増殖したアオサに、イオウ成分としてＳＯ_４ ^２−を終濃度０．３４ｇ／Ｌ（ＭｇＳＯ_４・７Ｈ_２Ｏを添加）で添加すると共に終濃度１ｍｇ／Ｌ（１ｐｐｍ）の過酸化水素を添加し、２日間培養した。その結果図２に示したように、培養に海水だけを利用したもの（無添加）や、夫々単独で添加したものに比べて、両物質を添加した場合、Ｄ−システノール酸含量は最も増大し、約３割増加することが判明した。
【００５７】
また、アオサの乾燥工程において、直射日光で乾燥したアオサと直射日光を遮断した室内で風乾したアオサについてＤ−システノール酸の含量を測定した。その結果、図３に示したように、直射日光を遮断して室内で風乾させることによって、Ｄ−システノール酸の太陽光による分解を抑制することができ、Ｄ−システノール酸の含量損失の３割が改善可能となった。
【００５８】
（実施例２）
次に、上記のような培養により得られたアオサを純水で洗浄した後、脱水機にかけ、脱水した後、新聞紙上に広げ、直射日光の当たらない室内で扇風機にて乾燥させた。こうして乾燥重量として２０ｇのアオサを得た。
【００５９】
このアオサを数ｍｍ大に粉砕後、６０（ｖ／ｖ）％エタノール水溶液に浸し、７０℃にて１時間攪拌した。この液を約半分の体積になるように減圧濃縮した後、ジエチルエーテルで脱脂・脱色し、半透明な水溶液を得た。次にこの溶液１Ｌに対し約２０ｇ顆粒状の活性炭を入れ、余分な色素を吸着させた後、活性炭をブフナーロートでろ過して透明な水溶液を得た。
【００６０】
このろ液をエバポレーターで濃縮し、強酸性陽イオン交換体Ｄｏｗｅｘ ５０Ｗ×８（Ｈ^＋型）にアプライし、素通り部分を得た。この画分を濃縮し、弱塩基性陰イオン交換体Ｄｏｗｅｘ ２×８（ＯＨ⁻型）にアプライし、素通りさせた後、５％酢酸にて溶出した画分を得た。次に、この画分を濃縮し、さらに弱塩基性陰イオン交換体Ｄｏｗｅｘ ２×８（ＯＨ⁻型）を用い、同様に５％酢酸にて溶出した画分を得た。こうして得られた画分の余剰な酢酸をエバポレーターで除去後、シロップ状の液を水に溶解させた後、終濃度７５（ｖ／ｖ）％のエタノールを加え、冷却下で保存・静置することで白色針状の結晶Ｄ−システノール酸を得た。
【００６１】
得られたＤ−システノール酸は８０ｍｇであり、原料であるアオサからの収率は０．４％であった。また、このようにして得られたＤ−システノール酸の性状は以下のとおりであった。水に易溶、エタノールに不溶。元素分析の結果Ｃ：２３．２２， Ｈ：５．８５， Ｎ：９．０３で、ＬＣ−ＭＡＳＳ分析から、図４に示すように亜硫酸基（分子量８０）を含む、脱プロトン化された分子量１５４のピークが観察された。このことから、分子量１５５のＤ−システノール酸であることが確認された。
【００６２】
【発明の効果】
本発明によれば、海水中の窒素やリン等を栄養源に海洋上で不稔性アオサを培養することによりＤ−システノール酸を生産することができる。また、不稔性アオサは通年生産可能で、しかも、乾燥状態で保存性もよいことから、このアオサを原料に希望する純度のＤ−システノール酸を季節に左右されることなく安定に供給することができる。また、不稔性アオサはイワシに比べＤ−システノール酸の含量が一桁多いため、本発明により従来比４０倍の高い効率で、かつ経済的にＤ−システノール酸を生産することができる。一方、このシステムにおけるアオサ培養によって海域の窒素、リンが固定できることから、海水の浄化が可能となるなど海域環境浄化の副次的効果も提供できる。
【図面の簡単な説明】
【図１】Ｄ−システノール酸製造プロセスを示す図。
【図２】硫酸イオンおよび過酸化水素添加によるＤ−システノール酸含有率向上を示す図。
【図３】間接照射の乾燥によるＤ−システノール含有率向上を示す図。
【図４】マススペクトルによるＤ−システノール酸の同定を示す図。
【符号の説明】
１…アオサ培養工程
２…アオサ回収工程
３…イオウ化合物および過酸化物添加培養工程
４…アオサ洗浄工程
５…アオサ乾燥工程
６…Ｄ−システノール酸抽出工程[0001]
TECHNICAL FIELD OF THE INVENTION
The present invention relates to a technique for producing D-cysteinolic acid used as an additive for feeds of medicines, pharmaceuticals, health foods, livestock and fish.
[0002]
[Prior art]
D- cis Tenor acid _{(C 3 H 9 NO 4 S} : molecular weight 155) are known to be included in a trace amount in a sardine conventional.
[0003]
Embedded image

[0004]
Further, D-cysteinolic acid is a sulfur-containing amino acid having an antithrombotic effect, and is therefore expected as a raw material for pharmaceuticals. As a therapeutic and prophylactic agent for thrombosis, a patent for a therapeutic and prophylactic agent for thrombosis of D-cysteinolic acid extracted from sardine has been filed (Japanese Patent Application No. 61-47880). Further, a patent has been filed for a cholesterol-lowering agent containing cysteinolic acid or a bile acid conjugate thereof for the purpose of reducing blood cholesterol (Japanese Patent Application No. 3-49113).
[0005]
D-cysteinolic acid was obtained from B.C. Since Wickberg was isolated and identified from red algae, Ito of Hiroshima University in 1963 revealed that it was present in green algae and brown algae in seaweed. Thereafter, D-cysteinolic acid derived from the starfish was isolated in 1965 by Yoneda of Hokkaido University. Furthermore, D-cysteinolic acid was derivatized by Yoneda of Hokkaido University in 1979 to separate it from taurine.
[0006]
The above conventional method has the following problems.
[0007]
(1) Although sardine has been used as a raw material to purify D-cysteinolic acid, its content is extremely small, so that the maximum level of recovery is from 100 kg to 12 g of sardine. Dozens of grams had been recovered from sardines. Because the yield is up to about 0.01%, the recovery is low, and large amounts of fresh sardines are required for extraction, it is very difficult to produce D-cysteinolic acid from natural materials on an industrial scale. Had become difficult.
[0008]
(2) Although it has been clarified that D-cysteinolic acid is present in seaweeds as described above, it is not possible to produce seaweed, which is a raw material of D-cysteinolic acid, throughout the year by culturing it. However, it was difficult because the seaweed matured during the culture process and the shape of the seaweed collapsed. In addition, since little is known about the abundance, the current situation is that active production of D-cysteinolic acid from seaweed has not been achieved.
[0009]
[Problems to be solved by the invention]
In view of the above problems, an object of the present invention is to provide a method for efficiently supplying D-cysteinolic acid in a large amount, and an apparatus therefor.
[0010]
[Means for Solving the Problems]
In order to achieve the above object, the following means are adopted.
[0011]
(1) In a first culture tank having an open top, D-cysteinolic acid is supplied while supplying seawater containing nitrogen and phosphorus into the culture tank and bubbling carbon dioxide gas into the culture tank. A method for producing D-cysteinolic acid, comprising a step of culturing Aosa containing D-cysteinolic acid and a step of extracting D-cysteinolic acid from the Aosa with an organic solvent or hot water.
[0012]
(2) a step of collecting the Ulva after culturing in the culturing step according to (1);
A step of culturing in a second culture tank while adding a sulfur compound and / or a peroxide to the collected Ulva so as to increase the D-cysteinolic acid content in the Ulva; Extracting D-cysteinolic acid from Aosa with an organic solvent or hot water.
[0013]
(3) a step of collecting the Ulva produced by the culture method according to (1) or (2), drying the Ulsa under a light-shielded environment, and converting D-cysteinolic acid from the Ulsa into an organic solvent or heat; Extracting with water.
[0014]
(4) The method further comprises a step of purifying the D-cysteinolic acid obtained by the production method according to any one of (1) to (3) with an ion exchange resin and crystallizing in the presence of ethanol or methanol. A method for producing D-cysteinolic acid.
[0015]
(5) The production method according to any one of (1) to (4), wherein the Aosa is a sterile Aosa.
[0016]
(6) A first culturing apparatus for cultivating Aosa containing D-cysteinolic acid, comprising: a first culturing tank having an open upper part; and seawater containing nitrogen and phosphorus in the culturing tank. A first culturing apparatus comprising a supply means and a stirring means for supplying, and an aeration means for bubbling carbon dioxide gas into the culturing vessel; and A second culture device for cultivating Aosa, comprising a second culture tank having no perforated walls and an addition means for adding a sulfur compound and / or a peroxide. And a drying device for drying the blue-green algae after collecting the blue-green algae produced in the first culture device or the second culture device, wherein the drying device has a structure for preventing direct sunlight and is opened and closed for ventilation. Drying room with section and heating / dehumidifying hand A drying device comprising: a device for extracting D-cysteinolic acid from the Aosa treated with the device according to any one of the first culture device, the second culture device, and the drying device. An apparatus for producing D-cysteinolic acid, comprising: an extraction apparatus having means for stirring with an organic solvent or hot water.
[0017]
(7) The production apparatus according to (6), further comprising: a purification means using an ion exchange resin for purifying D-cysteinolic acid from the extract obtained by the extraction apparatus, in the presence of ethanol or methanol. An apparatus for producing D-cysteinolic acid, comprising: a crystallization means.
[0018]
BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION
The inventors of the present invention have intensively analyzed and evaluated a material containing a large amount of D-cysteinolic acid mainly on seaweed, and have found the following.
[0019]
(1) Green alga in seaweeds It was confirmed that D-cysteinolic acid was present in Ulva (genus Ulva), and in particular, among the sterile Ulosa (Ulva lactuca) that could be cultured and produced all year round, Individuals were found to contain D-cysteinolic acid in a large amount of 0.1 to 0.6% by dry weight.
[0020]
(2) In addition, in the process of cultivating the selected sterile blue seaweed, a peroxide such as hydrogen peroxide is added together with a sulfur compound which is a component of D-cysteinolic acid to thereby obtain D-cis. It has been found that the content of tenolic acid is improved.
[0021]
(3) In the step of extracting D-cysteinolic acid from sterile blue-green algae, a condition for drying blue-green-blue was not found, which was not accompanied by decomposition and loss of D-cysteinolic acid.
[0022]
The present invention has been accomplished by finding these (1), (2) and (3). That is, an object of the present invention is to provide a method for simply and efficiently producing D-cysteinolic acid. In addition, the mutant strain called sterile Aosa can be cultured for the whole year without maturation and generational change in a specific season as compared with the conventional one, so that the D-cis Mass production of tenolic acid can be expected.
[0023]
The characteristics of the sterile Aosa that can be used for the production of D-cysteinolic acid of the present invention are shown below.
[0024]
This sterile Aosa was collected from the coast of Yokohama City. The present inventors named this strain a sterile Aosa MHI-ATRC-1 strain and filed a deposit with the National Institute of Bioscience and Human-Technology, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology, but was rejected for the reason "because it is a green algae". Was.
[0025]
Shape: Cloth-like and buoyant Size: Can grow from about 1 cm square to about 100 cm square Mobility: None Nitrogen source: Can grow on various types of ammonia nitrogen, urea nitrogen, nitrate nitrogen, D-cis Nitrate nitrogen is preferred for improving the content of tenolic acid.
Photosynthetic pigment: chlorophyll a, chlorophyll b, carotenoid (detected by thin layer chromatography)
Proliferation: Approximately 0.3 g (dry weight / liter) in a culture using a solar simulator (12 h light / 12 h dark) with aeration containing 0.1% CO ₂ at 25 ° C. in the presence of 1.5 ppm nitrogen. *) Shows the growth rate on day.
[0026]
Hereinafter, a method for producing D-cysteinolic acid from Aosa containing D-cysteinolic acid will be described together with an apparatus used. Although the method and apparatus for producing D-cysteinolic acid of the present invention can be used for all seaweeds containing D-cysteinolic acid, it is preferable to use sterile Aosa from the viewpoint of production efficiency. More preferably, the fertile Aosa MHI-ATRC-1 strain is used.
[0027]
First, Aosa containing D-cysteinolic acid is first cultured in a culture tank having an open top for the purpose of mass production of D-cysteinolic acid. The first culture is preferably performed for 7 to 14 days.
[0028]
The culture tank used in the first culture may itself have a structure capable of supplying seawater containing nitrogen and phosphorus into the culture tank, or may further include a means for supplying the seawater. .
[0029]
The structure in which the culture tank itself can supply the seawater is, for example, a structure like a living cage in which the culture tank is floated on the seawater, and the culture tank is provided as a means for supplying the seawater. One having a hole wall is exemplified. The perforated wall allows exchange of the seawater outside the culture tank with the culture solution in the culture tank.
[0030]
In addition, the structure further provided with the seawater supply means is provided with a separate means for supplying the seawater when the culture tank does not have a perforated wall. In this case, the nutrient source of Aosa is ensured by replenishing and exchanging the seawater containing nitrogen and phosphorus using the supply means for feeding the solution into the culture tank. The exchange of seawater can be performed at a flow rate of about 2 to 5 L / seawater volume L · hr when the dissolved nitrogen in the seawater is about 1 ppm.
[0031]
In the present invention, as the seawater containing nitrogen and phosphorus, any of eutrophicized seawater and seawater to which nitrogen and phosphorus are added can be used.
[0032]
The culture tank further includes means for stirring the culture solution in the culture tank, and ventilation means for bubbling carbon dioxide gas into the culture tank. The stirring means is not particularly limited as long as it can stir so that the seawater outside the culture tank and the culture solution in the culture tank are in a uniform state. As an example, a jet streamer can be used, for example. Bubbling of carbon dioxide gas can be performed by supplying a gas obtained by adding 0.1 (v / v)% CO ₂ to air at a rate of about 3 to 8 L / seawater capacity L · hr. By the stirring means and the aeration means, nitrogen, phosphorus, and carbon dioxide, which are nutrient sources of Aosa, are efficiently supplemented from seawater outside the culture tank.
[0033]
As described above, Aosa cultivated in large amounts using components in seawater as nutrients is preferably improved in D-cysteinolic acid content after being recovered from seawater using, for example, a net-like or monkey cage. To a second culturing step. The recovery step is not particularly limited, as long as the Ulva can be isolated from seawater.
[0034]
In the second culture step, Aosa is cultured with a sulfur compound and / or a peroxide serving as a raw material of D-cysteinolic acid for the purpose of increasing the D-cysteinolic acid content in Aosa. The second culture is preferably performed for one to three days.
[0035]
The culture tank used in the second culture does not have a perforated wall, that is, any culture tank having a partition completely outside the culture tank can be used. This can prevent the sulfur compound and / or peroxide to be added from diffusing out of the culture tank, and maintain the substance at a high concentration in the culture tank.
[0036]
The culture tank is further provided with a means for adding a sulfur compound and / or a peroxide. The addition means is not particularly limited as long as a sulfur compound and / or a peroxide can be added to the culture tank at a desired concentration. For example, most substances to be added can be introduced and dissolved as an aqueous solution or as a granular solid. In addition, some peroxides can be dissolved and introduced as a gaseous substance by bubbling.
[0037]
The sulfur compound is preferably a sulfate, for example, magnesium sulfate, potassium sulfate, ammonium sulfate, or the like. The concentration of the sulfate ion to be added is preferably 1.1 to 1.5 times that of seawater. Examples of the peroxide include hydrogen peroxide and ozone. The concentration at the time of injection is preferably 0.2 to 10 ppm for hydrogen peroxide and 0.01 to 0.1 ppm for ozone.
[0038]
After the first or second culture step, Aosa is washed prior to the next drying step.
[0039]
After washing, Aosa is preferably dried under a light-shielded environment for the purpose of preventing the decomposition of D-cysteinolic acid produced by Aosa. The light-shielded environment is not particularly limited as long as it is an environment that can block direct sunlight, and may be an indoor space or an open space that blocks direct sunlight. The drying process is completed in approximately 24 to 72 hours.
[0040]
The drying device to be used has a structure that protects against direct sunlight, and includes a drying chamber having an opening and closing part for ventilation, and a heating and dehumidifying means. The opening / closing unit for ventilation is not particularly limited as long as the opening / closing unit can be opened to promote ventilation, and can be located, for example, on the side surface of the drying device. Drying can also be promoted using a fan. The heating temperature is preferably controlled to 70 ° C. or lower and 40 to 60 ° C. in order to prevent the decomposition of D-cysteinolic acid. Simultaneously with the heating, dehumidification may be performed to increase the drying efficiency.
[0041]
Due to the structure of the drying device, which blocks direct sunlight, it is possible to suppress the decomposition of D-cysteinolic acid, and to efficiently dry blue seaweed with a structure that promotes ventilation and a heating / dehumidifying means.
[0042]
Next, the step of extracting D-cysteinolic acid from Aosa after the first or second culture step or dried Aosa is performed by stirring Aosa in an organic solvent or hot water. The extraction is completed in about 1-2 hours. At this time, in order to increase the extraction efficiency, it is preferable to grind Aosa to several millimeters. The hot water is used at a temperature of 50 to 70 ° C. in order to prevent the decomposition of D-cysteinolic acid. As the organic solvent, a 60 to 75 (v / v)% ethanol or methanol solution of the same 50 to 70 ° C. is used. Can be used.
[0043]
After the above extraction, after decolorization with diethyl ether, activated carbon is added to adsorb the dye, and then a clear solution can be obtained by filtration. By concentrating this solution, D-cysteinolic acid is partially purified.
[0044]
In order to obtain D-cysteinolic acid with higher purity, in addition to the above-mentioned operation, purification by an ion-exchange resin, and then crystallization in the presence of 70 to 80 (v / v)% ethanol or methanol are performed. Is preferred. In the purification using an ion exchange resin, a strongly acidic cation exchanger and a weakly basic anion exchanger can be used. In the crystallization step, crystals of D-cysteinolic acid can be obtained by storing in ice-cold 75% (v / v) ethanol or methanol.
[0045]
By the above steps, the content of D-cysteinolic acid in blue seaweed is increased, and then the extraction efficiency is increased, thereby finally improving the yield of D-cysteinolic acid.
[0046]
FIG. 1 shows an example of the process for producing D-cysteinolic acid according to the present invention using the above sterile Aosa MHI-ATRC-1 strain.
[0047]
The Aosa culture production means 1 has a structure like a cage in which a culture part having an open top is floated on the sea, and the bottom of the culture part is a perforated wall. The culturing unit is provided with a means for stirring the seawater in the culturing part and an aeration means in the vicinity of the bottom of the culturing part immediately below the perforated wall. The agitating means and the aeration means promote the exchange of seawater inside and outside the culturing section so that nitrogen and phosphorus in the seawater can be effectively used as a nutrient source of Aosa. The ventilation line installed at almost the same water level or directly below the perforated partition wall that forms the bottom of the culture section has a number of discharge holes, gently agitates the seawater in the culture tank, and produces carbonic acid, a nutrient source of Aosa. It has the effect of supplementing the gas and promoting the exchange of seawater in the culture section with seawater rich in external nutrients. As the ventilation means, an electric or internal combustion engine type compressor or the like can be used. In an internal combustion engine, part or all of the carbon dioxide in the exhaust gas is supplied to the ventilation line to increase the concentration of carbon dioxide in the ventilation line, thereby having the effect of promoting the growth of Ulva. Further, carbon dioxide gas can be drawn in from another carbon dioxide gas generation source and used.
[0048]
The Aosa recovery means 2 recovers grown Aosa. As a method of recovery, the seawater containing blue seaweed is harvested by separating seawater and blue seaweed with a net-shaped basket having an appropriate pore size that does not leak blue seaweed, or by picking blue seaweed in a colander cage. , The collection method can be selected according to the size of aosa.
[0049]
The D-cysteinolic acid content improving means 3 is composed of an independent Ulva cultivation tank having a partition completely from seawater in the sea. And cultivate Aosa at high density in the presence of the following additives. Examples of the compound added to improve the content of D-cysteinolic acid include, for example, hydrogen peroxide and ozone as the peroxide, and the concentration at the time of injection is 0.2 to 10 ppm with hydrogen peroxide. And 0.01 to 0.1 ppm of ozone is desirable. The sulfur compound to be added is desirably a sulfate, such as magnesium sulfate, potassium sulfate, or ammonium sulfate. The concentration of the sulfate ion to be added is preferably 1.1 to 1.5 times that of seawater. By adding these peroxides and sulfur compounds, the content of D-cysteinolic acid can be increased, and the amount used can be reduced because of the independent structure that separates from other culture tanks.
[0050]
The Aosa washing means 4 is installed on land, and removes salt of Aosa collected from seawater by washing with fresh water, thereby preventing rust of instruments and the like in the subsequent process and improving the extraction efficiency. Having.
[0051]
Aosa drying means 5 is installed for the purpose of storing Aosa and preventing the decomposition of D-cysteinolic acid contained in Aosa, and can provide a heating and dehumidifier to promote drying of Aosa. . The heating temperature is desirably 40 to 60 ° C, and D-cysteinolic acid is decomposed at a higher temperature. Further, an opening / closing unit is provided at a position on the side surface of the structural unit, and when the weather is fine, the opening / closing unit is opened to promote ventilation and promote drying of Aosa. However, it has a structure in which direct sunlight does not enter, and suppresses the decomposition of D-cysteinolic acid due to direct sunlight. In addition, the sample after dried Aosa can be cut and formed and used as feed for livestock and health food.
[0052]
The D-cysteinolic acid extraction means 6 is used to extract Aosa crushed to several millimeters in size with 50-70 ° C. hot water, 50-70 ° C. 60-75 (v / v)% ethanol solution, or methanol solution. After stirring for a time, D-cysteinolic acid is extracted from Aosa into the solution. Next, after decolorizing with diethyl ether, the aqueous layer is charged with activated carbon and filtered to obtain a transparent liquid. The supernatant thus obtained contains D-cysteinolic acid, and only partially dried under reduced pressure to recover partially purified D-cysteinolic acid. In this state, most of the components other than the mixed peptides and some dyes can be separated. If higher purity D-cysteinol acid is required, it is purified using a strongly acidic cation exchanger and a weakly basic anion exchanger, and then ice-cold in 75% (v / v) ethanol or methanol. When stored, crystals of D-cysteinolic acid can be obtained. As described above, D-cysteinolic acid can be purified and collected from sterile blue seaweed produced by the above-described means 1 to 6.
[0053]
【Example】
Hereinafter, the method of the present invention will be described more specifically with reference to examples.
[0054]
(Example 1)
To reproduce Aosa production in the ocean on land, seawater with a dissolved nitrogen concentration of about 1 ppm obtained from the vicinity of Hakkeijima, Kanazawa-ku, Yokohama, was used to convert Aosa MHI-ATRC strain into a solar simulator (Wacom using a xenon lamp as a light source). (Manufactured by the company). The culture was performed by the following operation.
[0055]
A gas obtained by adding 0.1 (v / v)% CO ₂ to air is supplied to a culture tank (light receiving area 200 cm ² × depth 5 cm) at a rate of 0.15 L / seawater volume L · min. Was replaced at a flow rate of 2 L / hr to supply dissolved nitrogen to the reactor. Aosa was prepared with a leaf punch to a size of 0.6 cm in diameter, 3,000 individuals of this Aosa were added to a culture tank, and preculture was performed for 4 days and then cultured for 10 days. The growth rate was determined by this culture, and as a result, it was confirmed that the cells grew at 15 g (dry weight) / m ² · day. On the other hand, when the alga bodies were collected and the contents of nitrogen and phosphorus were measured, they were found to be 3% and 0.2%, respectively, on a dry weight basis, indicating that nitrogen and phosphorus were absorbed from seawater.
[0056]
Next, SO ₄ ^2- as a sulfur component was added to the grown Aosa after the 10th day of culture at a final concentration of 0.34 g / L (with MgSO ₄ .7H ₂ O added) and a final concentration of 1 mg / L (1 ppm). ) Was added and cultured for 2 days. As a result, as shown in FIG. 2, the D-cysteinolic acid content increased most when both substances were added, compared with those in which only seawater was used for culture (no addition) and those in which each was added alone. However, it was found to increase by about 30%.
[0057]
In the drying process of Aosa, the content of D-cysteinolic acid was measured for Aosa dried in direct sunlight and Aosa air-dried in a room protected from direct sunlight. As a result, as shown in FIG. 3, the decomposition of D-cysteinolic acid by sunlight can be suppressed by blocking the direct sunlight and air-drying indoors, thereby reducing the content loss of D-cysteinolic acid. 30% could be improved.
[0058]
(Example 2)
Next, Aosa obtained by the cultivation as described above was washed with pure water, dehydrated, dehydrated, spread on newspaper, and dried with a fan in a room out of direct sunlight. Thus, 20 g of Aosa was obtained as a dry weight.
[0059]
After the Aosa was crushed to a size of several mm, it was immersed in a 60% (v / v) aqueous ethanol solution and stirred at 70 ° C. for 1 hour. The solution was concentrated under reduced pressure to about half the volume, degreased and decolorized with diethyl ether to obtain a translucent aqueous solution. Next, about 20 g of granular activated carbon was added to 1 L of this solution to adsorb excess dye, and the activated carbon was filtered with a Buchner funnel to obtain a transparent aqueous solution.
[0060]
The filtrate was concentrated by an evaporator and applied to a strongly acidic cation exchanger Dowex 50W × 8 (H ⁺ type) to obtain a flow-through portion. This fraction was concentrated, applied to a weakly basic anion exchanger Dowex 2 × 8 (OH ^- type), passed through, and a fraction eluted with 5% acetic acid was obtained. Next, this fraction was concentrated, and a fraction eluted with 5% acetic acid in the same manner using a weakly basic anion exchanger Dowex 2 × 8 (OH ⁻ type) was obtained. Excess acetic acid in the fraction thus obtained is removed by an evaporator, and the syrup-like liquid is dissolved in water. Then, ethanol having a final concentration of 75 (v / v)% is added, and the mixture is stored and allowed to stand under cooling. As a result, white needle-like crystalline D-cysteinolic acid was obtained.
[0061]
The obtained D-cysteinolic acid was 80 mg, and the yield from the raw material Aosa was 0.4%. The properties of D-cysteinolic acid thus obtained were as follows. Easily soluble in water, insoluble in ethanol. The result of elemental analysis was C: 23.22, H: 5.85, N: 9.03. From the LC-MASS analysis, as shown in FIG. 4, a deprotonated molecular weight containing a sulfite group (molecular weight: 80) 154 peaks were observed. This confirmed that it was D-cysteinolic acid having a molecular weight of 155.
[0062]
【The invention's effect】
ADVANTAGE OF THE INVENTION According to this invention, D-cysteinolic acid can be produced by culturing sterile Aosa on the sea using nitrogen, phosphorus, etc. in seawater as a nutrient source. In addition, sterile Aosa can be produced all year round, and has good storage stability in a dry state. Therefore, D-cysteinolic acid having a desired purity can be stably supplied as a raw material without being affected by the season. be able to. In addition, since the sterile Aosa has a D-cysteinolic acid content which is one order of magnitude higher than that of sardines, the present invention can produce D-cysteinolic acid at a 40-fold higher efficiency and economically than the conventional method. . On the other hand, since nitrogen and phosphorus in the sea area can be fixed by Aosa culture in this system, it is possible to provide a secondary effect of sea area environment purification such as purification of sea water.
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 is a view showing a process for producing D-cysteinolic acid.
FIG. 2 is a graph showing an improvement in D-cysteinolic acid content by addition of sulfate ions and hydrogen peroxide.
FIG. 3 is a diagram showing an improvement in D-cysteinol content by drying by indirect irradiation.
FIG. 4 is a diagram showing identification of D-cysteinolic acid by a mass spectrum.
[Explanation of symbols]
DESCRIPTION OF SYMBOLS 1 ... Aosa culture | cultivation process 2 ... Aosa collection | recovery process 3 ... Sulfur compound and peroxide addition cultivation process 4 ... Aosa washing | cleaning process 5 ... Aosa drying process 6 ... D-cysteinolic acid extraction process

Claims (7)

In a first culture vessel having an open top, seawater containing nitrogen and phosphorus is supplied into the culture vessel, and bubbling of carbon dioxide gas into the culture vessel, while Aosa containing D-cysteinolic acid is supplied. Culturing,
Extracting D-cysteinolic acid from Aosa with an organic solvent or hot water. Recovering the Ulva after culturing in the culturing step according to claim 1;
A step of culturing in a second culture tank while adding a sulfur compound and / or a peroxide to the collected Ulva so as to increase the D-cysteinolic acid content in the Ulva;
Extracting D-cysteinolic acid from Aosa with an organic solvent or hot water. After collecting the Ulva produced by the culture method according to claim 1 or 2, drying the Ulva under a light-shielded environment,
Extracting D-cysteinolic acid from Aosa with an organic solvent or hot water. 4. D-cysteinol further comprising a step of purifying D-cysteinolic acid obtained by the production method according to any one of claims 1 to 3 with an ion exchange resin, and crystallizing in the presence of ethanol or methanol. Method for producing acid. The method according to any one of claims 1 to 4, wherein the Aosa is a sterile Aosa. A first culturing apparatus for cultivating Aosa containing D-cysteinolic acid, a first culturing tank having an open upper part, and supplying seawater containing nitrogen and phosphorus into the culturing tank. A first culturing apparatus comprising: a supply unit and a stirring unit; and an aeration unit for bubbling carbon dioxide gas into the culture tank;
A second culturing device for culturing the collected Ulva after culturing in the first culturing device, wherein a second culturing tank having no perforated wall and a sulfur compound and / or a peroxide are added. A second culture device comprising an addition means for performing
After collecting the Aosa produced in the first culture device or the second culture device, a drying device for drying the Aosa, having a structure to protect from direct sunlight, an opening and closing unit for ventilation. A drying chamber having heating and dehumidifying means;
An apparatus for extracting D-cysteinolic acid from the seaweed treated by the apparatus according to any one of the first culture apparatus, the second culture apparatus, or the drying apparatus, wherein the organic solvent or heat is used. An apparatus for producing D-cysteinolic acid, comprising: an extraction device having means for stirring with water. 7. The production apparatus according to claim 6, further comprising a purification means using an ion exchange resin for purifying D-cysteinolic acid from the extract obtained by the extraction apparatus, and crystallization in the presence of ethanol or methanol. Means for producing D-cysteinolic acid.

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