JP2008537942A - 心疾患のための処置 - Google Patents

Abstract

本発明は、血管新生促進療法及び細胞心筋形成術の組み合わせを使用して心疾患を処置するシステムを提供する。本システムは、冠動脈疾患、心筋細胞梗塞、鬱血性心不全、及び虚血により心筋が損傷した患者の処置に特に有用である。血管新生促進因子（例えば、ＶＥＧＦ）又は血管新生促進因子を送達する手段（例えば、遺伝子操作されたアデノウイルス、アデノ関連ウイルス、又は細胞）を心臓に投与して、患者の心臓の虚血性領域又は損傷領域内における新たな血管増殖を促進する。次に、分裂する能力、分化する能力及びそれら自体を損傷心筋に組み込む能力を有する細胞、例えば骨格筋芽細胞又は幹細胞（例えば、間充織幹細胞）を心臓の患部領域内に投与する。損傷心筋において新たな血管増殖を誘導することによって、細胞は、増殖がより可能となり、心臓の完全な部分となることができる。

Description

（関連出願）
本出願は、米国仮特許出願第６０／６６６，９３２号（２００５年３月３１日出願）に対する米国特許法第１１９条（ｅ）の下の優先権を主張し、この米国出願は、本明細書中で参考として援用される。

（発明の背景）
過去３０年の間に心疾患の処置に劇的な進歩が見られたのにもかかわらず、冠動脈疾患（ＣＡＤ）は、依然として西洋世界における主要な死因となっている（“Ｍｏｒｔａｌｉｔｙ ｆｒｏｍ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｈｅａｒｔ ｄｉｓｅａｓｅ ａｎｄ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｍｏｒｂｉｄｉｔｙ ＆ Ｍｏｒｔａｌｉｔｙ Ｗｅｅｋｌｙ Ｒｅｐｏｒｔ ５０：９０−９３， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。より具体的には、予防措置及び「機械的」血行再建戦略（血管形成術及びバイパス術）によって、そのような治療の対象者である個人の５年間の生存率が８０％を超えている一方で、冠動脈疾患がびまん性、閉塞性疾患、及び／又は梗塞に進行した際の治療選択は、依然として限られている（Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｈｅａｒｔ Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ， Ｈｅａｒｔ ａｎｄ Ｓｔｒｏｋｅ Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ Ｕｐｄａｔｅ， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。そのような進行した冠動脈疾患を有する個人における２年間の生存率は、わずかに２０％である（Ａｎｙａｎｗｕ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｒｏｇｎｏｓｉｓ ａｆｔｅｒ ｈｅａｒｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ： ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｓ ａｌｏｎｅ ｃａｎｎｏｔ ｂｅ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ｅｎｄ ｓｔａｇｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” ＢＭＪ ３２６：５０９−５１０， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。

毎年、ほぼ１，１００万人の米国人が、急性心筋細胞梗塞に罹患している（Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｈｅａｒｔ Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ， Ｈｅａｒｔ ａｎｄ Ｓｔｒｏｋｅ Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ Ｕｐｄａｔｅ， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。早期の介入は、梗塞の大きさを制限し、早期の生存を改善する可能性がある（非特許文献１；非特許文献２；非特許文献３；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。しかしながら、急性心筋細胞梗塞を生き延びた患者の２０％が、６０ｍＬ／ｍ^２未満の左心室収縮末期容量係数（ＬＶＥＳＶＩ）を伴う有意な左心室拡張を発症する。ＧＵＳＴＯ Ｉ試験（非特許文献２；本明細書に参考として組み入れられている）により、心筋細胞梗塞後の左心室拡張が死の独立した有意な予測因子であることが示されている。従って、心筋細胞梗塞後の早期の生存は、適切な再灌流治療の適時性及び妥当性により予想される場合がある一方で、長期の予後は、その後の左心室の形状及び機能の変化により大きく異なる。これらは、鬱血性心不全の決定因子である（非特許文献１；非特許文献４；非特許文献５；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

現在、米国では５００万を超える人々が、急性心筋細胞梗塞から起こり得る鬱血性心疾患（ＣＨＦ）を発症している（Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｈｅａｒｔ Ｌｕｎｇ ａｎｄ Ｂｌｏｏｄ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅｓ ｏｆ Ｈｅａｌｔｈ Ｄａｔａ Ｆａｃｔ Ｓｈｅｅｔ： ｃｏｎｇｅｓｔｉｖｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ： Ａ ｎｅｗ ｅｐｉｄｅｍｉｃ． ＮＨＬＢＩ ｗｅｂ ｓｉｔｅ： ｗｗｗ／ｎｈｌｂｉ．ｎｉｈ．ｇｏｖ／ｈｅａｌｔｈ／ｐｕｂｌｉｃ／ｈｅａｒｔ／ｏｔｈｅｒ／ｃｈｆ．ｈｔｍ； Ｏ’Ｃｏｎｎｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｃｏｎｏｍｉｃ ｉｍｐａｃｔ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ： ｔｉｍｅ ｆｏｒ ａ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｐｐｒｏａｃｈ” Ｊ． Ｈｅａｒｔ Ｌｕｎｇ Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ． １３：Ｓ１０７−Ｓ１１２， １９９４；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。薬物治療は、幾らか進歩が見られるものの、末期ＣＨＦの最も重篤な臨床症状を有する患者における１年間の生存率は、今も尚５０％に満たない状況となっている（Ｒｏｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｕｓｅ ｏｆ ａ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ａｓｓｉｓｔ ｄｅｖｉｃｅ ｆｏｒ ｅｎｄ−ｓｔａｇｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” ＮＥＪＭ ３４５（２０）： １４３５−４３， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。心臓移植は、その臨床効果にもかかわらず、心不全に対抗する疫学的有意性を殆ど有さない治療法である（Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅ ｒｅｇｉｓｔｒｙ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ ｓｏｃｉｅｔｙ ｏｆ ｈｅａｒｔ ａｎｄ ｌｕｎｇ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ： ２０^ｔｈ ｏｆｆｉｃｉａｌ ａｄｕｌｔ ｈｅａｒｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ ｒｅｐｏｒｔ−２００３” Ｊ． Ｈｅａｒｔ Ｌｕｎｇ Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ． ２２（６）：６１６−６２４， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。その結果、慢性心不全に罹患する患者を処置するために、梗塞心筋を修復及び再生する細胞ベースの治療法が提案されている（Ｃｈｉｕ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ： ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｃｅｌｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６０：１２−８， １９９５； Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂａｌｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：８７９−８８８， ２００３； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｄｏｒｆｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｉｓｓｕｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｗｉｔｈ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１６：７４４−５１， １９８８； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８； Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｓ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０− ２７， ２００１； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｏｒ ｆｕｓｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｃａｒｄｉａｃ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｕｓｃｌｅ ｃｅｌｌｓ” Ｃｉｒｃ． Ｒｅｓ． ９４（６）：ｅ５６−６０， ２００４； ＭｃＣｏｎｎｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｗｉｔｈ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）； Ｋｅｓｓｌｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｃｅｌｌ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｉｎｔｏ ｈｅａｒｔ ｍｕｓｃｌｅ： ｃｅｌｌｕｌａｒ ｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ６１：２１９−４２， １９９９； Ｙｏｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｅａｒｔ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｈｅａｒｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｉｃ ｈａｍｓｔｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ． １０２（１９ Ｓｕｐｐｌ ３）：ＩＩＩ２０４−９， ２０００； Ｋｏｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｔａｂｌｅ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｈｅａｒｔｓ ｏｆ ｄｙｓｔｒｏｐｈｉｃ ｍｉｃｅ ａｎｄ ｄｏｇｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９６（４）：２０３４−４２， １９９５； Ｋｌｕｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｎｇ ｅｍｂｒｏｎｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒｍ ｓｔａｂｌｅ ｉｎｔｒａｃａｒｄｉａｃ ｇｒａｆｔｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９８（ｌ）：２１６−２４， １９９６； Ｊａｃｋｓｏｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｃａｒｄｉａｃ ｍｕｓｃｌｅ ａｎｄ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｕｍ ｂｙ ａｄｕｌｔ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． １０７（１１）：１３９５−４０２， ２００１； Ｋｏｃｈｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｈｕｍａｎ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｄｅｒｉｖｅｄ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ ｐｒｅｖｅｎｔｓ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ， ｒｅｄｕｃｅｓ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ７：４３０−４３６， ２００１； Ｋａｍｉｈａｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｖｉａ ｓｉｄｅ ｓｕｐｐｌｙ ｏｆ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ， ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｌｉｇａｎｄｓ， ａｎｄ ｃｙｔｏｋｉｎｅｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４：１０４６−１０５２， ２００１； Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ａｄｕｌｔ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｐａｉｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｓ ｉｎ ｍｉｃｅ” Ａｎｎ． Ｎ．Ｙ． Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ９３８：２２１−９， ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ ２２９− ３０， ２００１； Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｐａｉｒ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｈｅａｒｔ， ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｒｖｉｖａｌ” Ｐｒｏｃ． Ｎａｔｌ． Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． Ｕ．Ｓ．Ａ． （９８）： １０３４４−９， ２００１； Ｂａｌｓａｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｍａｔｕｒｅ ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｆａｔｅｓ ｉｎ ｉｓｃｈａｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ４２８（６９８３）：６６８−７３， ２００４； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｔｏｌｌ ａｆｔｅｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｉｎｇ： ａ ｒｅｍｉｎｄｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｉｍｐｏｒｔａｎｃｅ ｏｆ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｂｉｏｌｏｇｙ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄ． ３４：２５１−２５３， ２００２； Ｐｅｒｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７：２２９４−２３０２， ２００３； Ｔｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｉｓｃｈａｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｌａｎｃｅｔ ３６１：４７−４９， ２００３； Ｋａｍｉｈａｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｖｉａ ｓｉｄｅ ｓｕｐｐｌｙ ｏｆ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ， ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｌｉｇａｎｄｓ， ａｎｄ ｃｙｔｏｋｉｎｅｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４：１０４６−１０５２， ２００１；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。未成熟細胞は、血管新生、血管形成及び／又は筋形成を目的として、心臓の心筋細胞不全の主要領域へ移植され、機能及び形状の修復を促進する。残念ながら、ヒト臨床試験の現在の成績では、移植細胞の生存数が非常に乏しく、移植後も生き延びる自己筋芽細胞は、通常１％にも満たないことが示されている（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ．” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：８７９−８８８， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。この乏しい細胞生存及び移植の理由は不明である。

細胞移植は、一般的に：（１）収縮筋細胞による瘢痕心筋を「複製」する；（２）薄化した損傷心室の更なるリモデリングを減少させる「足場」を提供する；又は（３）虚血性心筋の血管新生を刺激するビヒクルとしての役割を果たすことによって、心筋細胞梗塞の状況下で心機能を再生させると考えられている（Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１９：１１６９−７５， ２０００； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｓ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２００１； Ｓｕｚｕｋｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａ ｎｏｖｅｌ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０２［ｓｕｐｐｌ ＩＩＩ］： ＩＩＩ−３５９−ＩＩＩ−３６４， ２０００； Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ４１０：７０１−７０４， ２００１； Ｗａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍａｒｒｏｗ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ： ｆｅａｓｉｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２０：９９９−１００６， ２０００； Ｔｏｍｉｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｄａｍａｇｅｄ ｈｅａｒｔ ｈｅａｒｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２４７−ＩＩ−２５６， １９９９； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｕｒｖｉｖａｌ， Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｏｎ， ａｎｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｓ：ａ ｓｔｕｄｙ ｉｎ ｎｏｒｍａｌ ａｎｄ ｉｎｊｕｒｅｄ ｒａｔ ｈｅａｒｔｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００：１９３−２０２， １９９９； Ｓａｋａｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｔｈｏｒａｃｉｃ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ． Ｆｅｔａｌ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ： ａ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｃｅｌｌ ｔｙｐｅｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１８：７１５−２５， １９９９； Ｃｈｅｄｒａｗｙ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｎｔｅｇｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｍｐｌａｎｔｅｄ ｍｙｏｇｅｎｉｃ ａｎｄ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｎａｔｉｖｅ ｍｙｕｏｃａｒｄｉａｌ ｆｉｂｅｒｓ： ａｎａｔｏｍｉｃ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２４：５８４−９０， ２００２； Ｋｌｕｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｎｇ ｅｍｂｒｙｏｎｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒｍ ｓｔａｂｌｅ ｉｎｔｒａｃａｒｄｉａｃ ｇｒａｆｔｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９８：２１６−２２４， １９９６； Ａｔｋｉｎｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｔｒａｃａｒｄｉａｃ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｙｉｅｌｄｓ ｔｗｏ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｔｒｉａｔｅｄ ｃｅｌｌｓ ｉｎ ｓｉｔｕ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ６７：１２４−９， １９９９； Ｌｅｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｉｓｓｕｅ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｏｆ ｒａｔ． Ａ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ？” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９４ ［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−３３２−ＩＩ−３３６， １９９６； Ｚｈａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｆｏｒ ｃａｒｄｉａｃ ｒｅｐａｉｒ： ｇｒａｆｔ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ａｎｄ ａｎｔｉ−ｄｅａｔｈ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ３３：９０７−９２１， ２００１； Ｌｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｎａｔｕｒａｌ ｈｉｓｔｏｒｙ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｒａｔ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｉｎｔｏ ａｄｕｌｔ ｒａｔ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｓｃａｒ ｔｉｓｓｕｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９６［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−１７９−ＩＩ−１８７， １９９７； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ４：９２９−９３３， １９９８； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃ Ｒ Ｂｉｏｌｏｇｉｅｓ ３２５：７３１−７３８， ２００２， Ｏｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉａｃ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ ｆｒｏｍ ａｄｕｌｔ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｈｏｍｉｎｇ， ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｓｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｐｒｏｃ． Ｎａｔｌ． Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ＵＳＡ １００：１２３１３−１８， ２００３； Ｔｅｒａｄａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｔｈｅ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｏｆ ｏｔｈｅｒ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ｓｐｏｎｔａｎｅｏｕｓ ｃｅｌｌ ｆｕｓｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１６：５４２−５， ２００２； Ｙｉｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｈａｎｇｉｎｇ ｐｏｔｅｎｃｙ ｂｙ ｓｐｏｎｔａｎｅｏｕｓ ｆｕｓｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１６：５４５−８， Ａｐｒｉｌ ４， ２００２；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。これらの機序がもし認められるにせよ、どの機序が細胞心筋形成術（ＣＣＭ）の推定上の効果に関与するかは知られていない。この点で、一般的に極めて効率性の低い（１０％未満）ことが認められる、心筋細胞瘢痕領域内への細胞移植が、動物試験での細胞移植後に見られる心室機能の比較的限られた改善の説明になるものとして引用されており（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ： Ｈｉｓｔｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｅｌｌ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｎｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８， ２００３； Ｍａｔｓｕｓｈｉｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌ ｊｕｎｃｔｉｏｎｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｇｒａｆｔｅｄ ａｎｄ ｈｏｓｔ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ａｔ ｔｈｅ ｂｏｒｄｅｒ ｚｏｎｅ ｏｆ ｒａｔ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２６２−ＩＩ−２６８， １９９９； Ｋｅｈａｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｕｍａｎ ｅｍｂｒｙｏｎｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｃａｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｅ ｉｎｔｏ ｍｙｏｃｙｔｅｓ ｗｉｔｈ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． １０８：４０７−４１４， ２００１； Ｂｏｈｅｌｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌｕｒｉｐｏｔｅｎｔ ｅｍｂｒｙｏｎｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ” Ｃｉｒｃ． Ｒｅｓ． ９１：１８９−２０１， ２００２； Ｔｏｍａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｕｍａｎ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｅ ｔｏ ａ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｉｎ ｔｈｅ ａｄｕｌｔ ｍｕｒｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０５：９３−９８， ２００２； Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆｒａｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−ＩＩ−２６３， ２００３； Ｍｉｎａｍｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｕｓｃｌｅ ｍｅｅｔｓ ｃａｄｉａｃ ｍｕｓｃｌｅ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：１０８４−６， ２００３； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ−１３１−Ｉ−１３６， ２００２；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、又、血管新生の過渡的なメディエーターとして移植細胞が持つ潜在的な役割とは対照的に、筋細胞瘢痕内における細胞移植片の持続的な物理的存在の重要性が疑われ始めている（Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１９：１１６９−７５， ２０００； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｕｒｖｉｖａｌ， Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｏｎ， ａｎｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｓ： ａ ｓｔｕｄｙ ｉｎ ｎｏｒｍａｌ ａｎｄ ｉｎｊｕｒｅｄ ｒａｔ ｈｅａｒｔｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００：１９３−２０２， １９９９； Ｚｈａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｆｏｒ ｃａｒｄｉａｃ ｒｅｐａｉｒ： ｇｒａｆｔ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ａｎｄ ａｎｔｉ−ｄｅａｔｈ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ３３：９０７−９２１， ２００１； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃ． Ｒ． Ｂｉｏｌｏｇｉｅｓ ３２５：

７３１−７３８， ２００２；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。又、ＣＣＭの有効性は、幹細胞が機能的心筋細胞へ分化することが理想とされているが、そのような分化の証拠は、移植幹細胞と宿主筋細胞の間に細胞融合が見られる可能性があることから混同されている場合がある（Ｏｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉａｃ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ ｆｒｏｍ ａｄｕｌｔ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｈｏｍｉｎｇ， ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｓｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｐｒｏｃ． Ｎａｔｌ． Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ＵＳＡ １００：１２３１３−１８， ２００３； Ｔｅｒａｄａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｔｈｅ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｏｆ ｏｔｈｅｒ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ｓｐｏｎｔａｎｅｏｕｓ ｃｅｌｌ ｆｕｓｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１６：５４２−５， ２００２； Ｙｉｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｈａｎｇｉｎｇ ｐｏｔｅｎｃｙ ｂｙ ｓｐｏｎｔａｎｅｏｕｓ ｆｕｓｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１６：５４５−４８， Ａｐｒｉｌ ４， ２００２；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。最後に、骨格筋芽細胞は神経芽細胞移植よりも機能的に優れていることが心筋形成術試験で実証されているが、幹細胞と骨格筋芽細胞移植の間の機能的優位性は未だに実証されておらず、何れの細胞移植の収縮性も未だに実証されていない（Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１９：１１６９−７５， ２０００； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｓ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２００１； Ｓａｋａｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｔｈｏｒａｃｉｃ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ． Ｆｅｔａｌ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ： ａ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｃｅｌｌ ｔｙｐｅｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１８：７１５−２５， １９９９； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ４：９２９−９３３， １９９８；それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。
Ｍｉｔｃｈｅｌｌ，ら，「Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｙｅａｒ ａｆｔｅｒ ｆｉｒｓｔ ａｎｔｅｒｉｏｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ａ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｌｅ ｓｅｇｍｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｓｈａｐｅ」，Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ，１９９２年，第１９巻，ｐ．１１３６−４４， Ｍｉｇｒｉｎｏ，ら，「Ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ｉｎｄｅｘ ａｔ ９０ ａｎｄ １８０ ｍｉｎｕｔｅｓ ｉｎｔｏ ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｉｓ ａ ｓｔｒｏｎｇ ｐｒｅｄｉｃｔｏｒ ｏｆ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｌａｔｅ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ」，Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ，１９９７年，第９６巻，ｐ．１１６−１２１ Ｂｏｙｌｅ，ら，「Ｌｉｍｉｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎｆａｒｃｔ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ａｎｄ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｂｙ ｌａｔｅ ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎ． Ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｔｉｍｅ ｃｏｕｒｓｅ ａｎｄ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｉｎ ａ ｒａｔ ｍｏｄｅｌ」，Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ，１９９３年，第８８巻，ｐ．２８７２−８３ Ｇｈｅｏｒｇｈｉａｄｅ，ら，「Ｃｈｒｏｎｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ， ａ ｍａｎｉｆｅｓｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ」，Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ，１９９８年，第９７巻，ｐ．２８２−８９ Ｗｈｉｔｅ，ら，「Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ａｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｆｔｅｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｒｏｍ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ」，Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ，１９８７年，第７６巻，第１号，ｐ．４４−５１

従って、細胞心筋形成術における細胞生存及び移植に対してより理解を深め、心臓への細胞移植の成功率を改善することが依然として必要とされている。

（発明の要旨）
本発明は、細胞心筋形成術に見られる乏しい細胞生存及び移植が、細胞の移植される組織の低酸素環境に起因する場合があるという認識を包含する。本発明によれば、細胞は、血管新生促進因子による前処置又は併用処置の後に、患者の心臓に移植される。特定の実施形態において、移植する細胞は、例えばＶＥＧＦのような血管新生促進因子を発現するように操作される。幾つかの実施形態において、移植細胞がアポトーシスを受けるないようにするために抗アポトーシス療法が使用される場合があり、例えばアポトーシスを受けないように細胞が操作される。本発明の処置は、例えば、ＬＶ拡張を防止する及び／又はＬＶ寸法を縮小するために心臓リモデリングを逆転、防止又は軽減する（例えば、左心室収縮末期係数（ＬＶＥＳＩ）を６０ｍＬ／ｍ^２超に維持する）等、心機能を改善する。

一態様において、本発明は、患者の心臓に細胞を移植し、少なくとも１つの血管新生促進因子、又は少なくとも１つの血管新生促進因子をコードするベクターで心臓を処置することにより、心疾患（例えば、虚血性心疾患）に罹患する患者を処置する方法を含む。一般的に、血管新生促進因子（例えば、ＶＥＧＦ）による処置は、細胞移植よりも先に行う。多くの場合、細胞を移植する前に、虚血性組織が十分に血管再建して、新しく移植した細胞を支持するのに十分な時間（例えば、３週間）を経過させる。本発明の方法にて使用される場合がある細胞には、骨格筋芽細胞、間充織幹細胞、心筋細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、線維芽細胞、多能性幹細胞、造血幹細胞、臍帯血細胞、始原生殖細胞、神経幹細胞、及び成人骨髄由来の幹細胞が含まれる。特定の実施形態においては、骨格筋芽細胞が使用される。他の特定の実施形態においては、間充織幹細胞が患者の心臓に移植される。他の実施形態においては、幹細胞が移植される。使用する細胞は、血管新生促進因子及び／又は抗アポトーシス因子を発現するように操作される場合がある。細胞は、心外膜への直接注入、又はカテーテルによる心内膜への送達により送達される場合がある。細胞は、外科手術中に送達される場合がある。特定の実施形態においては、側孔付きの針を使用して細胞を移植する。一般的に、細胞の投与は、血管新生促進因子による前処置の少なくとも１、２、３、４、又は５週間後までに行われる。

別の態様において、本発明は、１つ以上の血管新生促進因子、例えばＶＥＧＦを発現するように操作された細胞を移植する方法を提供する。このように操作された細胞は、患者の心臓に投与される。細胞は、心外膜への直接注入、又はカテーテルによる心内膜への送達により投与される場合がある。細胞は、外科手術中に移植される場合がある。送達される細胞には、骨格筋芽細胞、間充織幹細胞、内皮幹細胞、骨髄幹細胞、造血幹細胞、臍帯血細胞、始原生殖細胞、神経幹細胞、多能性幹細胞、心筋細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、線維芽細胞、又は成人骨髄由来の細胞がある。特定の実施形態において、細胞は骨格筋芽細胞である。他の特定の実施形態において、細胞は間充織幹細胞である。特定の実施形態において、細胞は、他の種類の幹細胞（例えば、造血幹細胞）である。細胞は、当該技術分野で既知の技法を使用して、血管新生促進因子を発現するように操作される。血管新生促進因子は、構成的に発現される場合もあれば、因子の発現が、例えば低酸素、低ｐＨ、高ＣＯ_２、細胞ストレス等の刺激により誘発される場合もある。因子の発現を担う構造は、細胞のゲノムに組み込まれる場合もあれば、例えばプラスミド、コスミド、人工染色体、又はウイルス性ゲノムのような個別のポリヌクレオチド上に存在する場合もある。場合により、細胞は又、アポトーシスを受けないように操作される場合もある。如何なる特定の理論に束縛されることを望むわけではないが、このように操作された細胞は、移植細胞の生存率を高めることが提案される。操作した細胞の投与は又、血管新生促進因子による、又は上述のような血管新生促進因子をコードするベクターによる前処置と組み合わせられる場合もある。

別の態様においては、特許請求する本発明を実施するためのキットが提供される。このキットには、本発明の実施に有用な構成要素、例えば針（側孔付きの針を含む）、注射器、カテーテル、細胞、ポリヌクレオチド、ベクター、操作されたアデノウイルス、分子生物学で使用される酵素（例えばエンドヌクレアーゼ、リガーゼ、キナーゼ等）、緩衝液、ポリマーマトリックス、血管新生促進因子（例えば、ＶＥＧＦ）、緩衝液、培地、薬学的に許容される賦形剤、及び取扱説明書の組み合わせが含まれる場合がある。特定の実施形態において、キットの内容物は、滅菌され、臨床設定での使用に都合がよい形態に包装される。

特定の実施形態において、本発明は、１つ以上の血管新生促進因子を送達するベクターを提供する。これらのベクターは、例えばＶＥＧＦ、ＦＧＦ−１、ＦＧＦ−２、アンジオゲニン、ＴＧＦα、ＴＧＦβ、ＶＰＦ、ＩＬ−３、ＩＬ−８、ＰＤＥＧＦ、Ｇ−ＣＳＦ、分散因子、ＰＤＧＦ等の血管新生促進因子をコードする、ウイルス性、修飾ウイルス性、又は非ウイルス性ベクターである場合がある。特定の実施形態において、ベクター内の血管新生促進因子をコードする遺伝子は、天然に存在するものと同じである。他の実施形態において、血管新生促進因子をコードする遺伝子は、人により操作される。血管新生因子をコードする遺伝子の発現は、例えば低酸素、ｐＨ、細胞ストレス等の刺激により制御される場合がある。特定の実施形態において、このベクターは、哺乳動物細胞、好ましくはヒト細胞内の血管新生促進因子の発現をもたらす。特定の実施形態において、このベクターは、心臓内に存在する細胞、例えば内皮細胞、心内膜細胞、心筋細胞、心外膜細胞、血液細胞、筋芽細胞、線維芽細胞、神経細胞等の血管新生促進因子の発現をもたらす。特定の実施形態において、このベクターは、修飾ウイルス、例えば修飾アデノウイルスである。

別の態様において、本発明は、少なくとも１つの血管新生促進因子（例えば、ＶＥＧＦ）を発現するように遺伝子操作された細胞を提供する。これらの細胞は、何れの種類の細胞でもあり得るが、骨格筋芽細胞、心筋細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、間充織幹細胞、又は成人骨髄由来の細胞が好ましい。一般的に、細胞は、哺乳動物細胞、好ましくはヒト細胞である。細胞は血管新生促進因子を発現するように永久に修飾される場合もあれば、一時的に修飾される場合もある。特定の実施形態において、血管新生促進因子をコードする遺伝子又は構造は、細胞のゲノムに組み込まれる。他の実施形態において、この遺伝子は、細胞の染色体の一部ではない。この遺伝子は、人の手により操作される場合がある。本発明のベクターに関して上述した通り、この細胞は、血管新生促進因子を構成的に発現する場合もあれば、又は血管新生促進因子の発現が、低酸素又は低ｐＨ等の刺激により誘発される場合もある。

（定義）
薬剤は、任意の化合物又は化合物の組成物である。これらの化合物は、例えばタンパク質、ペプチド、ポリヌクレオチド（ＤＮＡ、ＲＮＡ、ＲＮＡｉ）、脂質、糖等の生体分子、天然生成物、小分子、ポリマー、有機金属錯体、金属等を含む場合がある。特定の実施形態において、薬剤は、小分子である。別の実施形態において、薬剤は、核酸又はポリヌクレオチドである。更に別の実施形態において、薬剤は、ペプチド又はタンパク質である。別の実施形態において、薬剤は、非ポリマー、非オリゴマー化合物である。別の実施形態において、薬剤は、例えば血管新生促進因子を発現する修飾ウイルス性ベクター等のベクターである。特定の実施形態において、薬剤は、ＦＤＡによって人での使用を認可された医薬である。特定の実施形態において、薬剤は、例えば、血管新生促進ペプチド又はタンパク質を発現する細胞等の細胞である。

血管新生とは、新しい血管（例えば、毛細血管）の形成を指す。本発明にて特に使用される血管新生は、内部に細胞が移植されている、又は移植される心臓組織内の新しい血管の形成を指す。特定の実施形態において、細胞は、虚血帯内に移植された場合、血管新生を亢進させる。血管新生は、細胞移植による作用の結果として、虚血の結果として、及び／又は例えばＶＥＧＦ等の血管新生促進因子の投与の結果として起こり得る。

不十分な心機能で特徴付けられる心臓の障害又は疾患は、正常な心機能の任意の障害若しくは非存在、又は異常な心機能の存在を含む。異常な心機能は、疾患、障害、及び／又は加齢の結果である場合がある。本明細書で使用される異常な心機能は、心筋細胞、心筋細胞の集団、又は心臓それ自体の形態学的及び／又は機能的異常を含む。形態学的及び機能的異常の非限定的な例は、心筋細胞の物理的変質及び／又は死、心筋細胞の異常な増殖パターン、心筋細胞間の物理的接続における異常、心筋細胞による一種又は複数種の物質の生産不足又は過剰生産、心筋細胞の、それらが通常生産する一種又は複数種の物質の生産不全、及び電気インパルスの異常なパターンでの又は異常な時間での伝達を含む。より全体的なレベルでの異常は、ジスキネジア、駆出分画率の低下、心エコー検査で観察される変化（例えば、拡張）、ＥＫＧにおける変化、運動耐用能における変化、毛細血管灌流の低下、及び血管造影で観察される変化を含む。異常な心機能は、例えば、虚血性心疾患、例えば、狭心症、心筋梗塞、慢性虚血性心疾患、高血圧性心疾患、肺性心（ｃｏｒ ｐｕｌｍｏｎａｌｅ）、心臓弁膜症、例えば、リウマチ熱、僧帽弁逸脱症、僧帽弁輪の石灰化、カルチノイド心疾患、感染性心内膜炎、先天性心疾患、心筋疾患、例えば、心筋炎、拡張型心筋症、高血圧性心筋症、鬱血性心不全を招く心疾患、及び心臓の腫瘍、例えば、原発性肉腫及び二次性腫瘍を含む多数の疾患に見られる。

「由来の」とは、試料若しくは対象から収集した細胞、又は試料若しくは対象から収集した細胞の子孫若しくは末裔を指す。細胞系由来の細胞は、細胞系のメンバー、又はその細胞系のメンバーである細胞の子孫若しくは末裔である。器官、組織、個人、細胞系等由来の細胞は、それを収集した後に、ｉｎ ｖｉｔｒｏで修飾される場合がある。例えば、細胞は、興味ある遺伝子を発現するように操作される場合がある。そのような細胞は、尚、元の供給源由来であると考慮される。

移植とは、移植した細胞をレシピエントの心臓内の細胞に対して直接結合させ、又はさせずに、移植した筋細胞又は筋細胞組成物を心臓組織内に組み込む（例えば、デスモソーム又はギャップ結合の形成により）ことであり、それによって細胞は、例えば心拍出量を増大させ、又は心機能の低下を防止若しくは遅延させて、心機能を向上させる。

ＧＡＴＡ転写因子は、ジンクフィンガー転写因子のＧＡＴＡファミリーのメンバーを含む。ＧＡＴＡ転写因子は、幾つかの中胚葉由来の細胞系譜の発達に重要な役割を果たす。好ましくは、ＧＡＴＡ転写因子は、ＧＡＴＡ−４及び／又はＧＡＴＡ−６を含む。ＧＡＴＡ−６とＧＡＴＡ−４タンパク質は、タンパク質のアミノ末端のプロリンに富んだ領域にわたって、ＧＡＴＡファミリーの他のメンバー内に保存されていない、高いレベルのアミノ酸配列同一性を共有する。

心臓内での細胞生存、筋芽細胞生存、又は神経芽細胞生存は、以下の何れか、及びそれらの組み合わせを指す：（１）細胞、筋芽細胞、又は線維芽細胞それ自体の生存；（２）細胞、筋芽細胞、又は線維芽細胞が分化した細胞の生存；（３）細胞、筋芽細胞、又は線維芽細胞の子孫の生存；及び（４）融合生成物（即ち、細胞、筋芽細胞、又は線維芽細胞が融合した細胞）の生存。

心筋虚血は、虚血性心筋障害に繋がる、心臓への酸素流の欠乏を指す。本明細書で使用される虚血性心筋障害という用語は、心筋への血流の低下による障害を含む。心筋虚血及び虚血性心筋障害の原因の非限定的な例は：動脈拡張期圧の低下、心室内圧の上昇、及び心筋収縮、冠動脈狭窄（例えば、冠動脈結紮、固定冠動脈狭窄、急性プラーク変化（例えば、破裂、出血）、冠動脈血栓症、血管狭窄）、大動脈弁狭窄及び逆流、並びに右心房圧の上昇を含む。心筋虚血及び虚血性心筋障害の有害作用の非限定的な例は：筋細胞障害（例えば、筋細胞の損失、筋細胞肥大、筋細胞肥大）、狭心症（例えば、安定狭心症、異形狭心症、不安定狭心症、心臓性突然死）、心筋梗塞、及び鬱血性心不全を含む。心筋虚血による障害は、急性又は慢性である場合があり、その結果は、瘢痕形成、心臓リモデリング、心臓肥大、壁薄化、拡張、及びそれに関連した機能的変化を含む場合がある。急性又は慢性心筋障害及び／又は心筋虚血の存在及び病因は、例えば、非侵襲的イメージング（例えば、ＭＲＩ、心エコー検査）、血管造影、ストレス試験、例えば心臓トロポニン等の心臓に特異的タンパク質に関するアッセイ、及び臨床症状を含む当該技術分野で既知の任意の種々の方法及び技術を使用して診断される場合がある。これらの方法及び技術、並びに他の適切な技術も、本明細書に記載する処置方法の適切な候補者である対象の決定に使用される場合がある。

ペプチド又はタンパク質は、ペプチド（アミド）結合によって互いに結合された少なくとも３つのアミノ酸の線を含む。ペプチドは、個々のペプチド又はペプチドの収集物を指す場合がある。本発明のペプチドは、天然アミノ酸のみを含むことが好ましいが、代替的に、当該技術分野で既知の非天然アミノ酸（即ち、天然に存在しないが、ポリペプチド鎖内に組み込まれてもよい化合物）及び／又はアミノ酸類似体を使用してもよい。又、本発明のペプチド内の一つ又はそれ以上のアミノ酸を、例えば炭水化物基、リン酸基、ファルネシル基、イソファルネシル基、脂肪酸基、結合のためのリンカー等の化学的実体の付加、機能付与、又は他の修飾により修飾してもよい。

ポリヌクレオチド又はオリゴヌクレオチドは、少なくとも３つのヌクレオチドからなるポリマーを指す。ポリマーは、天然ヌクレオシド（即ち、アデノシン、チミジン、グアノシン、シチジン、ウリジン、デオキシアデノシン、デオキシチミジン、デオキシグアノシン、及びデオキシシチジン）、ヌクレオシド類似体（例えば、２−アミノアデノシン、２−チオチミジン、イノシン、ピロロ−ピリミジン、３−メチルアデノシン、Ｃ５−プロピニル−シチジン、Ｃ５−ブロモウリジン、Ｃ５−フルオロウリジン、Ｃ５−ヨードウリジン、Ｃ５−プロピニル−ウリジン、Ｃ５−メチルシチジン、７−デアザアデノシン、７−デアザグアノシン、８−オキソアデノシン、８−オキソグアノシン、Ｏ（６）−メチルグアニン、及び２−チオシチジン）、化学的に修飾された塩基、生物学的に修飾された塩基（例えば、メチル化塩基）、介在塩基、修飾糖（例えば、２’−フルオロリボース、リボース、２’−デオキシリボース、アラビノース、及びヘキソース）、又は修飾リン酸基（例えば、ホスホロチオエート及び５’−Ｎ−ホスホロアミダイト結合）を含む場合がある。

小分子は、研究室内で合成されるか、又は天然に見出される非ペプチド、非オリゴマー有機化合物を指す。本明細書にて使用する小分子は、「天然生成物様の」化合物を指す場合があるが、「小分子」という用語は、「天然生成物様の」化合物に限定されない。むしろ、小分子は一般的に、数個の炭素−炭素結合を含み、分子量が１５００未満であるという特徴を有するが、この特徴は、本発明の目的を限定することを意図するものではない。所定の別の好ましい実施形態において、天然生成物様の小分子が使用される。

骨格筋芽細胞は、筋管及び骨格筋線維の前駆体を指す。骨格筋芽細胞という用語は、骨格筋内の筋線維と密接した状態で見出される単核細胞である衛星細胞も含む。衛星細胞は、骨格筋線維の基底膜の近傍に位置し、筋線維に分化してもよい。本明細書で考察される通り、骨格筋芽細胞を含有する好ましい組成物は、検出可能な筋管及び筋線維を欠く。心筋細胞という用語は、心筋由来の筋細胞を含む。そのような細胞は、一つの核を有し、心臓内に存在する場合、介在板構造により結合されている。

幹細胞は、適切な条件下で、より分化した細胞を発生する任意の多能性細胞を指す。本発明に従って使用される場合がある幹細胞は、間葉、筋、心筋、骨格筋、胎児幹細胞、神経幹細胞、内皮幹細胞、多能性幹細胞、造血幹細胞、骨髄幹細胞、及び胚幹細胞を含む。本発明にて有用な幹細胞は、心筋細胞又は心臓内に通常見出される他の細胞（例えば、間充織幹細胞）を発生する場合がある。幹細胞は、（１）自己複製、及び（２）更に分化した細胞を発生するそれらの能力によっても特徴付けられてもよい。これは、動態定義（ｋｉｎｅｔｉｃ ｄｅｆｉｎｉｔｉｏｎ）と称される。

本明細書にて使用される処置とは、心筋の障害又は機能不全の少なくとも１つの有害作用又は症状の軽減又は緩和を指す。より具体的には、該用語は、心筋虚血、虚血性心筋障害、心臓障害、又は不十分な心機能により特徴付けられる疾患の処置に適用される。心疾患の有害作用又は症状は、多数存在し、良く特徴付けられている。心疾患の有害作用又は症状の非限定的な例は、：呼吸困難、胸部疼痛、動悸、眩暈、失神、浮腫、チアノーゼ、蒼白、疲労、及び死を含む。多様な心疾患の有害作用又は症状の更なる例は、Ｒｏｂｂｉｎｓ， ｅｔ． ａｌ．， （１９８４） Ｐａｔｈｏｌｏｇｉｃａｌ Ｂａｓｉｓ ｏｆ Ｄｉｓｅａｓｅ （Ｗ．Ｂ． Ｓａｕｎｄｅｒｓ Ｃｏｍｐａｎｙ， Ｐｈｉｌａｄｅｌｐｈｉａ） ５４７−６０９； Ｓｃｈｒｏｅｄｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， ｅｄｓ． （１９９２） Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｍｅｄｉｃａｌ Ｄｉａｇｎｏｓｉｓ ＆ Ｔｒｅａｔｍｅｎｔ （Ａｐｐｌｅｔｏｎ ＆ Ｌａｎｇｅ， Ｃｏｎｎｅｃｔｉｃｕｔ） ２５７−３５６を参照されたい。

本明細書にて使用するベクターは、発現するべきタンパク質をコードする任意の核酸、又は核酸を含む実体を指す。ベクターは、核酸を移動する任意の実体、例えばプラスミド、コスミド、人工染色体、天然染色体、ウイルス、又は修飾ウイルスである場合がある。本発明の所定の好ましい実施形態において、ベクターは、少なくとも１つの血管新生促進因子をコードする。

（好ましい実施形態の詳細な説明）
本発明は、心疾患に罹患する患者の処置システムを提供する。処置システムは、心筋症、肥大性心筋症、拡張型心筋症、アテローム性動脈硬化症、冠動脈疾患、虚血性心疾患、心筋炎、ウイルス感染、創傷、高血圧性心疾患、弁膜症、先天性心疾患、心筋梗塞、鬱血性心不全、不整脈等を含む、任意の種類の心疾患の処置に有用である。本発明のシステムは、例えば収縮性の損失（例えば、駆出分画率の低下で示される場合がある）等、心臓組織の障害に関与した心疾患の処置に特に有用である。本発明のシステムは、ヒトの処置に限定されず、家畜動物又はペットを含む任意の動物の処置に使用される場合がある。本発明のシステムは、例えばマウス、ラット、犬、豚、羊、及び霊長類（例えば、類人猿、チンパンジー、猿）等の実験用動物にも使用される場合がある。本発明のシステムは、心疾患、特に心臓の収縮性の損失、虚血性心疾患、又は心臓リモデリングの結果としての疾患に関連した疾患に罹患する動物の処置を提供する。

本発明のシステムを使用して処置する患者は、処置する医師により評価される種々の基準に基づき選択される場合がある。これらの基準は、患者の疾患、患者の年齢、予後、患者の生活様式、ＥＫＧ、心エコー図、駆出分画率、一回拍出量、左心室収縮末期係数（ＬＶＥＳＩ）、心拍出量、血圧、例えば心臓酵素等の臨床検査値、臨床徴候及び症状、運動耐容能試験、移植待ちリストの位置等を含む場合がある。処置する臨床医は、これらの基準を評価し、患者が本発明のシステムを使用した処置に適切であるか否かを決定するであろう。特定の実施形態において、患者は、虚血性心疾患を有する。特定の実施形態において、患者は、びまん性冠動脈疾患に罹患している。別の実施形態において、患者は、心筋梗塞に罹患している。更に別の実施形態において、患者は、例えば血管形成術又は冠動脈バイパス移植術等の侵襲性処置を受けている。患者は、心筋梗塞又は他の虚血性疾患後の心臓リモデリングを防止又は減少させるための処置を選択される場合がある。患者は、心拍出量を増大させるための処置のために選択される場合がある。

特定の実施形態において、本発明のシステムは、他の処置と組み合わされる。例えば、本発明のシステムは、薬物療法の使用と組み合わされる場合がある。本発明のシステムは、例えば左心室補助装置、バルーンポンプ、又はペースメーカー等の心臓装置と共に使用することもできる。更に別の実施形態において、本発明の処置システムは、患者が心臓移植を待っている間の心機能の改善に使用される。特定の実施形態において、処置システムは、回復への橋渡しを提供する。

一態様において、本発明のシステムは、患者の心臓内への細胞の移植を、少なくとも１つの血管新生促進因子を使用する処置と組み合わせる、方法及び組成物の両方を含む。任意の特定の理論に束縛されることを望まず、細胞による心筋形成術を血管新生促進因子の投与と組み合わせることにより、細胞心筋形成術単独による処置と比較して、移植する細胞の生存率が高くなることが仮定される。血管新生促進因子（一種又は複数種）による処置は、移植した細胞を受容する心臓の虚血、障害、又は損傷領域内で、新しい血管の発現を誘導する。例えば、本発明者等は、ＶＥＧＦを発現するように操作されたアデノウイルス性ベクターを使用して、障害した心筋内で血管再建を誘導してもよいことを示した。細胞心筋形成術と組み合わせたこれらの結果は、移植した細胞の生存及び移植を向上させる場合がある。新しい血管により提供される酸素及び他の栄養が増加すると、移植細胞の生存率が向上する。細胞は又、分化して及び／又は心臓の心筋に組み込まれて、患者の心臓の心筋の収縮を協調させるのに必要な細胞のシンシチウムを形成することも好ましい場合がある。特定の実施形態において、移植された細胞の少なくとも１０％、２０％、３０％、５０％、６０％、７０％、８０％、又は９０％が、細胞筋形成術後３週間、６ヶ月間、又は１年間残留する。特定の実施形態において、移植後、移植された細胞の少なくとも５０％が残留する。これらの細胞は、患者の心臓の存在する心筋に組み込まれることが好ましい。特定の実施形態において、移植された細胞は、患者の心臓の存在する筋細胞と融合するか若しくはギャップ結合を形成する。細胞は、心筋内の細胞のシンシチウムの一部となる場合がある。

本発明のシステムは、二つの相を含む。第一の相は、患者の心臓組織内で血管新生を促進することを含む。特定の実施形態において、処置する心臓組織は、虚血性（即ち、十分な酸素又は血液供給が不足した）である。特定の実施形態において、心臓組織は、障害又は損傷されている。第二の相は、心臓内への細胞の移植（即ち、細胞心筋形成術）を含む。第一の相は、第二の相に先立って実施される必要はない；しかしながら、特定の実施形態において、血管新生は、細胞が移植される前に促進される。特定の実施形態において、第一の相及び第二の相は、同時に実施される。異なる相は、本発明の処置法の結果を改善するために、独立して又は組み合わせて反復されてもよい。例えば、血管新生を促進する第一の相は、細胞が移植される前に数回反復される場合がある。別の状況下で、細胞は複数回移植されて、患者の心臓内の移植細胞の数を増加させる場合がある。本発明のシステムの相は、例えば、心拍出量、駆出分画率、心臓リモデリングの安定化等の所望の効果を達成するまで、反復される場合がある。

血管新生の促進
本発明のシステムにおいて、細胞は、少なくとも１つの血管新生促進因子の投与後、又は投与と同時に、患者の心臓内に投与される。特定の実施形態において、血管新生を促進する手順は、細胞が心臓に投与される前に実施される。具体的には、血管新生促進療法は、細胞が投与される数日〜数週間〜数ヶ月前に開始される。投与時間は、処置する医師により、処置する疾患、疾患の程度、患者の状態、虚血の程度、移植部位の状態、血管新生促進因子（一種又は複数種）が投与される際の血管新生促進因子（一種又は複数種）の投与方法、移植するべき細胞の種類等の因子を考慮して、経験的に決定される。特定の実施形態において、血管新生因子の投与と細胞投与間の継続時間は、３日間〜８週間の範囲となる場合がある。特定の実施形態において、この範囲は、１〜６週間であり、更に他の実施形態において、この範囲は、２〜５週間である。更に別の実施形態において、細胞は、血管新生療法の開始から約３〜４週間後、投与される。特定の実施形態において、血管新生促進因子を投与する手順は、細胞の移植前、移植後、又は移植中に反復される場合がある。

血管新生療法は、一般的に、心臓の障害又は疾患領域内の血流を改善して、上部で移植細胞が増殖し、分裂し、及び／又はそれら自体を移植される場合がある、より良好な基体を提供するように設計される。特定の実施形態において、患者の心臓の一領域は、虚血性である。血管新生促進手順では、血管新生を誘導することが公知の任意の薬剤を使用される場合がある。薬剤は、タンパク質、ペプチド、ポリヌクレオチド、アプタマー、ウイルス、小分子、化合物、細胞等である場合がある。特定の実施形態において、薬剤は、例えば血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）等の血管新生促進タンパク質／ペプチドである。タンパク質／ペプチドベースの血管新生促進因子の他の例は、アンジオゲニン、増殖因子、低酸素誘導因子−１（ＨＩＦ−１）、上皮増殖因子（ＥＧＦ）、ｂＦＧＦ、アンジオポイエチン、酸性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−１）、塩基性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−２）、血小板由来の増殖因子、血管新生因子、形質転換増殖因子−α（ＴＧＦ−α）、形質転換増殖因子−β（ＴＧＦ−β）、血管透過性因子（ＶＰＦ）、腫瘍壊死因子α（ＴＮＦ−α）、インターロイキン−３（ＩＬ−３）、インターロイキン−８（ＩＬ−８）、血小板由来の内皮増殖因子（ＰＤ−ＥＧＦ）、顆粒球コロニー刺激因子（Ｇ−ＣＳＦ）、肝細胞増殖因子（ＨＧＦ）、分散因子（ＳＦ）、プレイトロフィン（ｐｌｅｉｔｒｏｐｈｉｎ）、プロフェリン（ｐｒｏｌｉｆｅｒｉｎ）、ホリスタチン、胎盤増殖因子（ＰｌＧＦ）、ミッドカイン、血小板由来の増殖因子−ＢＢ（ＰＤＧＦ）、及びフラクタルカインを含む。特定の実施形態において、上記の血管新生促進因子の組み合わせが使用される。これら血管新生促進因子の誘導体又は修飾体も、本発明に有用である。これらの修飾体は、一般的に７５％、８０％、９０％、９５％、９８％、９９％、又は１００％、野生のタンパク質又はペプチドと同じである。特定の実施形態において、これら修飾体は、少なくとも５０％、７５％、８０％、又は９０％の全体的な同一性を示し、認識又は保存配列要素を共有する。修飾体、融合体、又は誘導体は、少なくとも保存配列要素又は特徴的な配列要素が、非天然環境内に置かれた形態も含む。特定の実施形態において、修飾体又は誘導体は、天然に存在する因子と実質的に同じ活性を有するように、血管新生促進因子の配列を十分に有する。公知の、又は将来発見される任意の他の血管新生促進因子が、本発明の処置システムにおいて血管新生の促進に使用される場合がある。特定の実施形態において、血管新生因子の組み合わせを使用して、患者の心臓内の血管新生を促進する。

別の実施形態において、薬剤は、例えばＶＥＧＦ等の血管新生促進タンパク質／ペプチド、又は上記に列挙した任意の他の血管新生促進因子をコードし、それらを発現するポリヌクレオチドを介して送達される。具体的には、ポリヌクレオチドは、血管新生促進タンパク質／ペプチドをコードする遺伝子を含む。特定の実施形態において、ポリヌクレオチドは、ＤＮＡベースである。別の実施形態において、ポリヌクレオチドは、ＲＮＡベースである。特定の実施形態において、ポリヌクレオチドは、修飾ＤＮＡ分子である。ベクターは、細胞のゲノムに組み込まれるよう設計されたポリヌクレオチドである場合がある。別の実施形態において、ベクターは、患者の細胞のゲノムに組み込まれない。特定の実施形態において、ポリヌクレオチドは、プラスミド、コスミド、ウイルス（例えば、アデノウイルス又はアデノ関連ウイルス）、人工染色体、又は遺伝子操作された染色体である。ベクターは、例えばプロモーター、遺伝子発現を制御する要素、転写終結配列、リボソーム結合配列、スプライシング制御要素、選択マーカー、ハウスキーピング遺伝子、複製起点等の他のヌクレオチド配列を含有する場合がある。特定の実施形態において、ベクターは、血管新生促進因子をコードする完全遺伝子又は遺伝子部分を含む。特定の実施形態において、ベクターは、ＶＥＧＦ又はＶＥＧＦの変異体（例えば、ＶＥＧＦ_１２１）をコードする。別の実施形態において、ベクターは、人の手により修飾された遺伝子を含む場合がある。

特定の実施形態において、血管新生因子をコードする遺伝子は、例えばサイトメガロウイルス（ＣＭＶ）プロモーターの制御下で、構成的に発現される。別の実施形態において、遺伝子の発現は、例えば低酸素、栄養の欠乏、二酸化炭素の増加、ｐＨの変化、細胞ストレス等の刺激により誘発される。別の実施形態において、ベクターは、遺伝子が、例えば哺乳動物細胞、ヒト細胞、心筋細胞、内皮細胞、線維芽細胞、筋細胞、骨格筋芽細胞、心筋細胞、心外膜細胞、脂肪細胞、血液細胞等の所定の細胞タイプ内で発現されるように構成される。特定の実施形態において、細胞は、間充織幹細胞、内皮幹細胞、又は筋芽細胞である。血管新生の促進に有用な他の細胞は、骨髄由来の幹細胞、造血幹細胞、胚幹細胞、臍帯血細胞、始原生殖細胞、神経幹細胞、及び多能性幹細胞を含む。特定の実施形態において、細胞は、幹細胞である。感染される細胞タイプは、患者の心臓内に見出されることが好ましい。特定の実施形態において、ベクターは、特定の細胞タイプがトランスフェクトされるように構成される。

特定の実施形態において、血管新生促進因子は、移植又は別様に心臓に投与される細胞によって送達される。好ましくは、移植される細胞は、少なくとも１つの血管新生促進因子を発現するように遺伝子操作される。別の実施形態において、細胞は、血管新生促進因子を天然に発現する場合がある。ある特定の実施形態において、細胞は、血管新生促進因子を分泌する。細胞が血管新生促進因子を発現するように操作される場合、該細胞は、一般的に、ポリヌクレオチドベクターの使用に関して上述したような構造を含む。特定の実施形態において、血管新生促進因子を発現するように操作された構造を挿入することにより、細胞のゲノムが改変される。所定の別の実施形態において、上述したポリヌクレオチドベクターを使用して細胞をトランスフェクトしてもよく、次に該細胞を心臓に移植する。特定の実施形態において、細胞は、細胞心筋形成術にて移植されるべき細胞と同じ種類である。例えば、有用な細胞は、一般的に骨格筋芽細胞、心筋細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、間充織幹細胞、又は成人骨髄由来の細胞、及びそれらの組み合わせであり、場合により線維芽細胞も含む。細胞は、線維芽細胞、筋細胞、血液細胞（例えば、白血球）、内皮細胞、幹細胞、前駆細胞、骨髄細胞等であってもよい。細胞は、細胞の患者の身体内への移植により生じる、細胞に対する有害反応がない自己細胞が好ましい。しかしながら、細胞は、親戚又はマッチしたドナーに由来してもよい。

別の実施形態において、薬剤は、血管新生を促進することが公知の小分子である。例えば、小分子は、内皮細胞、神経芽細胞、幹細胞等内に血管新生経路を誘導するものである場合がある。小分子は、血管新生促進ペプチド又はタンパク質の三次元構造を模倣する場合がある。例えば、小分子は、ＶＥＧＦの受容体に結合し、該受容体を刺激する場合がある。Ｘ線結晶分析、ＮＭＲ試験、又は他の技術により決定された血管新生促進ペプチド又はタンパク質の構造は、血管新生促進小分子の設計に有用である場合がある。小分子は、ヒトでの使用をＦＤＡより認可されていることが好ましい。血管新生促進小分子の例は、ウシ網膜血管新生因子である。小分子の投与（即ち、用量、経路、投与時間等）は、当業者が理解するように、送達される薬剤、送達される薬剤の薬物動態、患者の状態、虚血の程度等に依存する。

血管新生剤は、一般的に患者の心臓に送達される。特定の実施形態において、薬剤は、心臓の損傷領域、例えば虚血により損傷した心臓領域に送達される。心臓の損傷領域は、感染（例えば、ウイルス、細菌、又は寄生虫による）、化合物、医原性、又は任意の他の手段によっても生じる場合がある。別の実施形態において、薬剤は、心臓の損傷領域と非損傷領域との境界ゾーンへ送達される。更に他の実施形態において、薬剤は、患者の心臓の健康な領域へ送達される。特定の実施形態において、薬剤は、損傷又は非損傷領域にかかわらず、心臓全体に送達される。薬剤は、静脈内、動脈内、非経口的、筋内等に送達される場合がある。特定の実施形態において、薬剤は、カテーテルを介して患者の心臓、特に損傷領域へ送達される。別の実施形態において、薬剤は、外科手術中、患者の心臓内へ筋内送達される。薬剤は、針、カテーテル、又は他の薬物送達装置のＸ線画像誘導を使用して、患者の心臓内へ送達してもよい。別の実施形態において、薬剤は、心臓又は心臓の特定の領域を標的とするように設計された形態で、全身に送達される。例えば、薬剤は、例えば心臓の細胞（例えば、心筋細胞、内皮細胞）上に見出される細胞表面分子（一種又は複数種）に指向された抗体等の標的手段を含む、ポリマーマトリックス内に封入される場合がある。別の実施形態において、薬物送達装置は、心臓に移植されて、血管新生促進因子（一種又は複数種）が時間放出される。別の実施形態において、薬剤は、心臓の細胞、特に心筋細胞又は内皮細胞を標的とするウイルスである。ウイルスは、心臓の細胞を標的とするように遺伝子操作される場合がある。

上述の通り、血管新生因子の投与は、反復される場合がある。特定の実施形態において、投与は、細胞が移植される前に反復されて、心臓内の血管新生を増大させる。投与は、細胞が移植された後にも反復されて、血管新生の促進を継続する場合がある。投与は、例えば毎日、一日おきに、３日に一度、５日に一度、毎週、２週間に一度、３週間に一度、若しくは４週間に一度、又はより低頻度で反復される場合がある。血管新生促進因子の正確な投与計画は、処置する医師が、例えば患者の健康、送達される血管新生剤、薬剤の投与方法、患者内の処置中の疾患、疾患の重篤さ等の要素を考慮して決定される。

細胞の投与
本発明のシステムの第二の役割は、細胞心筋形成術としても公知の、心臓の疾患領域内への細胞の移植を含む。細胞は、心臓の疾患又は損傷領域内に移植されて、心機能を改善する。本発明のシステムに有用な細胞は、患者の存在する心筋内で増殖し、それら自体を移植される場合がある細胞を含む。本発明のシステムにて特に有用であると見出された細胞は、筋芽細胞（例えば、骨格筋芽細胞）、間充織幹細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、及び骨髄幹細胞を含む。特定の実施形態において、本発明のシステムには、骨格筋芽細胞が使用される。本発明のシステムに有用な骨格筋芽細胞の更なる考察については、それぞれ本明細書に参考として組み入れられている、１９９９年７月２３日出願の米国特許出願第６０／１４５，８９４号；２０００年７月２４日出願の米国特許出願第０９／６２４，８８５号；及び２００２年３月２１日出願の米国特許出願第１０／１０５，０３５号を参照されたい。特定の実施形態において、本発明のシステムには、心筋細胞が使用される（例えば、それぞれ本明細書に参考として組み入れられている米国特許第６，６７３，６０４号；米国特許第６，４９１，９１２号；米国特許第５，９１９，４４９号；米国特許出願公開第２００３／０２３２４３１号；米国特許出願公開第２００３／００２２３６７号；米国特許出願公開第２００１／００５３３５４号を参照されたい）。特定の実施形態において、投与される細胞は、５０％、６０％、７０％、８０％、９０％、９５％、９８％、９９％純粋な細胞集団である。上記に引用した出願に説明されているように、骨格筋芽細胞又は他の細胞集団の純度は、筋生検からの細胞を、所定の条件下で、５〜２０倍加、好ましくは１０〜１５倍加、又はより好ましくは１１〜１２倍加にて培養することにより収集される場合がある（本明細書に参考として組み入れられている、Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００を参照）。特定の実施形態において、細胞は培養されていない。別の実施形態において、細胞は最小限培養されている。例えば、細胞は、細胞培養プレート上に数日間残留された後、非付着細胞が除去される場合がある。特定の実施形態において、細胞の全て又は相当部分は、それらが投与される前、細胞分裂を起こしていない。別の実施形態において、細胞は、１〜２倍加、３〜４倍加、又は５〜１０倍加されている。骨格筋芽細胞の純度は、ＣＤ５６マーカー又は細胞上の他のマーカーの存在により試験される場合がある。別の実施形態において、細胞は、幹細胞（例えば、胚幹細胞、胎児幹細胞、成人由来の幹細胞等）である。

特定の実施形態において、細胞は、間充織幹細胞又は間充織幹細胞由来の細胞である。特定の実施形態において、細胞は、幹細胞品質が得られるように処置される。一般的に、細胞は、未成熟又は未分化であり、移植後の筋細胞内への分化を可能にする。特定の実施形態において、間充織幹細胞は、患者の骨髄から採取される。間充織幹細胞は、例えば胎児心筋細胞等の心筋細胞と共に共培養される場合がある。胎児心筋細胞との共培養は、心筋細胞表現型に向けて予め分化されている細胞の採取を補助する。特定の実施形態において、幹細胞は、心筋細胞と融合される場合がある。別の実施形態において、この融合は回避されるべきである。特定の実施形態において、細胞は、全く培養されず、又は上述の通り、最小限培養される。

本発明のシステムで使用する細胞は、任意の供給源から採取されてもよい。しかしながら、細胞は一般的に、拒絶組織が存在しないように、患者から回収される（即ち、自己移植）。細胞は、例えば患者の筋肉、骨髄、血液、患者の胎児臍帯血等から回収される場合がある。又自己移植の他に、細胞は、親戚、ＭＨＣがマッチしたドナー、同じ血液型のドナー、又は同じ種の任意のドナーから採取される場合もある。特定の実施形態において、細胞の種間供与が使用される（即ち、異種間移植）。当業者に理解される場合があるように、供与細胞が患者又は関連したドナーからではない場合、免疫抑制が必要である場合がある。細胞は、それらの免疫原性を低減するよう処理され、又は修飾される場合がある。例えば、細胞上のＭＨＣクラスＩ分子は、それらの免疫原性を制限するためにマスキング又は修飾される場合がある。

一般的には、本発明に有用な集団のために、集団中、少なくとも約５０％、６０％、７０％、８０％、９０％、９５％、９８％、又は９９％の細胞が、生存している必要がある（トリパンブルー排除等の方法で測定して）。一般的に、投与直前の細胞生存率は、９０％、９５％、又は９８％を超える。投与される細胞の数は、１×１０^４〜１×１０^１０細胞、又は１×１０^５〜１×１０^９細胞、又は１×１０^６〜１×１０^８細胞、又は１×１０^８〜１×１０^９細胞の範囲となる場合がある。細胞は、全て一つの部位に又は複数の部位に注入される場合がある。投与される細胞の数は、障害した心臓組織の範囲に依存するであろう。細胞は、一般的に、心内膜と心外膜の間の心筋内に、１〜５ｃｍの距離にわたり注入される。

本発明にて使用する細胞は又、遺伝子操作される場合がある。細胞は、当該技術分野で既知の任意の技術により操作される場合がある。例えば、細胞のゲノムは、永久に改変され得、又は細胞は、遺伝子を単に過渡的に発現するよう改変される場合がある。特定の実施形態において、細胞は、上述した血管新生促進ペプチド又はタンパク質を生成するように遺伝子操作される。特定の実施形態において、少なくとも１つの血管新生促進因子を発現するように操作された細胞の移植は、血管新生促進剤の投与及び細胞移植の両方から構成される。血管新生ペプチド／タンパク質は、移植細胞内で構成的に発現され得、又は所定の刺激により発現される場合がある。遺伝子発現を制御する所定の刺激は、低酸素、栄養の欠乏、増殖因子の存在、ｐＨの変化、老廃物の蓄積、細胞ストレス等を含む。特定の実施形態において、本発明の移植細胞は、抗アポトーシス遺伝子を発現する場合がある。別の実施形態において、細胞は、例えば増殖因子（例えば、塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦ））等の増殖を増大させる遺伝子を発現し、又は発現するよう誘導されてもよい。別の実施形態において、細胞内で心臓細胞遺伝子産物を発現させることにより、心臓細胞表現型が促進される。例えば、細胞内でＧＡＴＡ転写（例えば、ＧＡＴＡ４、ＧＡＴＡ６）が発現されて、心臓細胞表現型が促進される場合がある。

細胞は、当該技術分野で既知の任意の技術を使用して、損傷した組織内に送達される。細胞は、心臓手術中に送達される場合がある。代替的に、又は付加的に、細胞は、カテーテルを介して送達される場合がある。細胞は一般的に、注射器及び針を使用して、損傷した組織内に注入される。特定の実施形態において、側孔付きの針を使用して、細胞を組織内に注入する（それぞれ本明細書に参考として組み入れられている、２００２年８月６日出願の米国特許出願第６０／４０１，４４９号、及び米国特許出願公開第２００４／０１９１２２５として公開された、２００３年８月６日出願の米国特許出願第１０／６３５，２１２号参照）。

収縮する心臓の力により、心筋内の注入部位から逃れる細胞数を制限する手順を実施することが必要である場合がある。例えば、針を除去した後、注入部位を数秒から数分間加圧してもよい。代替的に、又は付加的に、例えば注入前に、細胞と組み合わせた粘度上昇剤、例えばマトリックスを使用される場合がある。マトリックスは、生体適合性ポリマー（例えば、セルロース、タンパク質、ポリエチレングリコール、ソルビトール、ポリ（乳酸−グリコール酸）等）又は例えばグリセロール、炭水化物等の他の賦形剤である場合がある。特定の実施形態において、ポリマーは、生分解性も有する。幾つかの実施形態において、ポリマーは、バイオマトリックス（例えば、タンパク質、ＥＣＭタンパク質）である。幾つかの実施形態において、ポリマーは、バイオゲルである。特定の実施形態において、マトリックスは、Ｃｙｍｅｔｒａである。所定の別の実施形態において、マトリックスは、脱細胞化皮膚であり、脱細胞化皮膚が好ましい。マトリックスは、基底膜であってもよい。特定の実施形態において、マトリックスは、血管新生促進因子で含浸させる場合がある。マトリックスは、血管新生促進因子を遅延放出（例えば、ある時間にわたり、及び／又はシグナル若しくは環境的誘因に応答して）するように選択される場合がある。別の実施形態において、栓（例えば、ポリマー栓）又は固定具（ｂａｎｄａｇｅ）（例えば、縫合）を注入部位全体に適用して、注入した細胞の流出を防止する場合がある。

本発明の方法は、処置する医師が決定するように反復される場合がある。本方法の所定の手順は、反復される場合がある。例えば、血管新生促進因子は反復して投与され得、又は細胞は反復して移植され得、又はその両方である場合がある。患者の疾患及び状態により、反復療法が保証される程度を決定する場合がある。上述の通り、本発明の方法は、例えば血管形成術、冠動脈バイパス術、左心室補助装置、薬物療法、ステント留置術、心臓移植等の、より伝統的な処置と組み合わせる場合がある。

本発明のシステムは、患者の心機能を改善し、安定化させ、又は心機能の低下を制限するよう設計されている。特定の実施形態において、本発明のシステムは、駆出分画率、一回拍出量、心拍出量、血圧等を含む任意の数のパラメータで測定して、心機能を１％、２％、５％、１０％、２０％、３０％、４０％、５０％、７５％、１００％、２００％、３００％、４００％、又は５００％改善する場合がある。これらのパラメータは、心エコー検査、ＭＲＩ、カテーテル法、ＥＫＧ、血圧カフ、パルス酸素濃度計等により測定される場合がある。特定の実施形態において、心機能の改善は、運動耐容能試験により測定される場合がある。特定の実施形態において、本発明のシステムは、特に心臓の虚血性障害後の、心臓の拡張及び／又は衰弱を防止する。特定の実施形態において、本発明のシステムは、左心室収縮末期係数を５０ｍＬ／ｍ^２越、６０ｍＬ／ｍ^２越、又は７０ｍＬ／ｍ^２超にて維持する。特定の実施形態において、左心室拡張は、低下又は安定化される。特定の実施形態において、乳頭中央（ｍｉｄ−ｐａｐｉｌｌａｒｙ）短軸長が低下される。特定の実施形態において、本発明のシステムを使用して、別の処置、例えば心臓移植が実施される前に、患者を安定化させる。

本発明のシステムは、その他の処置様式と組み合わせる場合がある。これらの他の処置は、医薬（例えば、血圧薬、カルシウムチャネル遮断薬、ジギタリス、抗不整脈剤、ＡＣＥ阻害剤、抗凝血剤、免疫抑制剤、鎮痛剤、血管拡張剤等）、血管形成術、ステント留置術、冠動脈バイパス術、心臓補助装置（例えば、左心室補助装置、バルーンポンプ）、ペースメーカー留置術、心臓移植等を含む。特定の実施形態において、本発明のシステムは、心臓移植の実施を待っている患者の回復の橋渡しを提供する。

キット
本発明は、本発明のシステムの実施に有用なキットも提供する。キットは、一般的に、本発明の実施に有用な装置、器具、医薬、生物学的製剤、試薬等の任意の組み合わせを含む。キットの内容物は、処置する医師、看護婦、又は他の医療従事者の使用に都合がよいように包装されている。キット内の材料も、無菌条件下で包装される場合がある。特定の実施形態において、キットは、以下の何れか又は全てを含む場合がある：細胞、注射器、カテーテル、針（例えば、側孔付きの針）、培地、緩衝液、血管新生因子、血管新生因子（例えば、ＶＥＧＦ又は上述した任意の他の因子）発現のためのベクター、アデノウイルス性ベクター、保管容器、バイアル、麻酔剤、防腐剤、指示書、ポリヌクレオチド、固定具（ｂａｎｄａｇｅ）、細胞送達のための薬学的に許容される賦形剤、組織培養プレート等。

特定の実施形態においては、患者から骨格筋芽細胞を回収し、細胞を精製し、そして細胞を拡張させるキットが提供される。そのようなキットには、以下の何れかを含む場合がある：針、注射器、緩衝液、細胞培養基、血清、保存培地、グリセロール、細胞培養皿、取扱説明書、及びそれらの組み合わせ。このキットには、細胞を精製する材料が含まれる場合もある。このキットは、得られた集団の純度を検出する材料、（例えば、細胞マーカーに指向される抗体）が含まれる場合もある。

別の実施形態において、処置方法を実施するためのキットを提供する。キットは、以下の何れかを含む場合がある：針、カテーテル、注射器、血管新生因子、血管新生因子発現のためのベクター、細胞注入のための薬学的に許容される賦形剤、取扱説明書、及びそれらの組み合わせ。特定の実施形態において、キットは、精製された、例えばＶＥＧＦのような血管新生因子を含む。因子は、凍結乾燥粉末として供給される場合がある。

本発明は、上述したキットに含まれる場合があるその他の材料及び試薬も提供する。例えば、本発明は、本発明に有用なベクター及びポリヌクレオチドを提供する。特定の実施形態において、このベクターは、遺伝子操作されたアデノウイルスである。ある特定の実施形態において、このベクターは、それが感染する細胞内でＶＥＧＦの発現を誘導する、遺伝子操作されたアデノウイルスである。このベクターには、血管新生因子の発現を制御する制御配列が含まれる場合もある。例えば、血管新生因子の発現は、酸素の欠乏、ｐＨの変化、老廃物の蓄積等により誘発される場合がある。このベクターには、ベクターを複製及び選択する配列が含まれる場合もある。

本発明は、本発明のシステムのための細胞も提供する。一般的に、その細胞は、筋芽細胞（例えば、骨格筋芽細胞）、胎児心筋細胞、胚幹細胞、及び骨髄幹細胞である。所定の好ましい実施形態において、細胞は、骨格筋芽細胞である。細胞は、遺伝子操作される場合がある。具体的には、細胞は、血管新生因子を発現するように遺伝子操作される場合がある。他の場合において、細胞は、抗アポトーシス遺伝子を発現して、細胞がアポトーシスを受けることを防止する場合がある。特定の実施形態において、細胞は、他の細胞、又は通常細胞と共に見出される他の構成要素から精製される。

本発明のこれら及びその他の態様は、以下の実施例を検討することにより更に理解されると思われるが、これらの実施例は、本発明の特定の実施形態を例示することを目的としたものであり、特許請求の範囲により定義される本発明の適用範囲を制限することを目的としたものではない。

（実施例１ 虚血性拡張型心疾患における、自己骨格筋芽細胞生存と左心室リモデリングの変化との相関）
概要
複数の実験的試験において、自己骨格筋芽細胞（ＡＳＭ）移植、又は心筋形成術が、心筋細胞梗塞（ＭＩ）後の心臓機能を改善することが示されている（Ｃｈｉｕ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ： ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｃｅｌｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６０：１２−１８， １９９５； Ｌｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｈｅａｒｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６２：６５４−６１， １９９６； Ｍｕｒｒｙ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｎｅｃｒｏｓｉｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９８：２５１２−２３， １９９６； Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ． “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１９：１１６９−７５， ２０００； Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。試験の大部分はＭＩの小動物モデルで実施されているが，より大きい動物モデルで（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）又第一の患者試験において（Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｌａｎｃｅｔ ３５７：２７９−８０， ２００１； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：１０７８−８３， ２００３； Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：８７９−８８８， ２００３； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１ ：８４４−８５１， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）同様の改善の証拠が存在する。これら正の機能的変化の背景となる機序は、発達中の、移植された骨格筋芽細胞が、（コネクシン４３及び／又はギャップ結合の不在から明らかなように）電気機械的にそれらの宿主心筋から隔離されているため、殆ど理解されていない（Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１９：１１６９−７５， ２０００； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｌａｎｃｅｔ ３５７：２７９−８０， ２００１； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：１０７８−８３， ２００３； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｍｅ． Ｓｕｒｇ． ７１：８４４−８５１， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。更に、臨床的なＡＳＭ心筋形成術は、もっぱら重篤な虚血性心筋症の患者に適用され、又より重大には、常に冠動脈血行再建及び／又は左心室補助装置（ＬＶＡＤ）の付属物として実施されている（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。これら不随する療法のため、心筋灌硫、生存率及び機能の指標における改善は、ＡＳＭ注入単独に帰することが困難である場合がある。

又、増大する実験的証拠は、移植されるＡＳＭ細胞の数と機能的／幾何学的影響とは、直接関連することを示唆している（Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１ ：８４４−８５１， ２００１ ； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。例えば、Ｔａｍｂａｒａ等（“Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ Ｈ］： １１−２５９−６３， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）は、ラットの胎児由来のＡＳＭを使用して、心臓機能とリモデリングの両方が、用量依存的に影響を受けることを示した。しかしながら、これらの利益は、壁応力の上昇及び心筋の機械的エネルギー論の変化が、ＡＳＭの生存、分化、及び最終的には機能的効果を損なう可能性がある、虚血性拡張型ＨＦには示されていない。従って、本試験の目的は、末期虚血性ＨＦ（ＬＶＥＦ＜３５％及びＬＶ収縮末期容量＞８０ｍｌ／ｍ^２）の動物モデル内へのＡＳＭ移植後のＬＶリモデリング及び機能の評価である。更に、試験は、それら同じ動物内に注入したＡＳＭの生存率、分化及び整合の評価も試みた。

材料及び方法
虚血性心疾患モデル
犬にて説明されたＳａｂｂａｈ等（“Ａ ｃａｎｉｎｅ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｃｈｒｏｎｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｅｑｕｅｎｔｉａｌ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２６０：Ｈ１３７９−８４， １９９１；本明細書に参考として組み入れられている）の実験的虚血性心疾患を僅かに変更して羊にて構成した。即ち、左心室駆出分画率（ＬＶＥＦ）が連続して２週間、３５％を下回るよう維持されるまで、ポリスチレン粒（７０〜１１０μｍ）を週に１回注入することにより、一連の及び選択的な左回旋枝冠動脈（ＬＣｘＡ）微小塞栓術（動物ごと２．９±０．４注入）を実施した。

実験群
ＬＣｘＡ微小塞栓術及びＨＦ誘導の２週間前、羊のＨＦ対照群（ベースライン）に器具を装着した（ＨＦ対照、Ｎ＝６）。羊の移植群は、器具使用及びＡＳＭ注入の前に、ＬＣｘＡ微小塞栓術及びＨＦ誘導を受けた（ＨＦ＋ＡＳＭ、Ｎ＝５）。試験は、覚醒し、且つ鎮静されていない動物にて週に１回、６週間実施した。

長期器具使用
左開胸術により全羊に器具を装着した；左心室（ＬＶ）固体電子圧力変換器（４．０又は４．５ｍｍ；Ｋｏｎｉｇｓｂｅｒｇ［米国カリフォルニア］）をＬＶ内の頂点に配置し、慢性の、ヘパリン化（１０００Ｕ／ｍＬ）流体で満たしたカテーテル（Ｔｙｇｏｎ）を挿入して、大動脈、ＬＶ、及び右心室（ＲＶ）圧を監視した。６個の圧電性結晶（Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ Ｉｎｃ．［カナダ オンタリオ州ニューロンドン］）をＬＶ心内膜の乳頭中部レベル（短軸、ＳＡ）、ＬＶ基底及び頂点（長軸、ＬＡ）並びに後外側ＬＶの心筋中部内（セグメント長、ＳＬ_ｐｏｓｔ）に外科的に配置した。１６ｍｍ塞栓具（ｏｃｃｌｕｄｅｒ）（Ｉｎ Ｖｉｖｏ Ｍｅｔｒｉｃｓ［米国カリフォルニア州ヒールスバーグ］）を下大静脈（ＩＶＣ）周囲に配置した。全カテーテル及びケーブルを動物の肩甲骨間の位置にトンネリングした。

血行動態測定及び圧容量分析
大動脈、ＲＶ、及びＬＶ流体充填カテーテルを、較正したＳｔａｔｈａｍ圧力変換器（型番：Ｐ２３ＸＬ；Ｂｉｇｇｏ−Ｓｐｅｃｔｒａｍｅｄ［米国カリフォルニア州オックスナード］）に取り付け、増幅した（Ｇｏｕｌｄ［米国オハイオ州バレー］）。ＬＶ流体充填カテーテルを使用して、電子ＬＶ圧力ゲージを較正した。圧力波形を収集して（１ｋＨｚにて）、１６チャネルデータ取得及びソフトウェアシステム（ＩＯＸ；ＥＭＫＡ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ［米国バージニア州フォールズチャーチ］）により分析した。

音圧信号を、波形心臓周期依存性（拡張末期及び収縮末期）及び非依存性（最小、最大、平均等）パラメータに関して分析した。ＳＡ及びＬＡ寸法と、以下の方程式とを使用して、左心室容量（ｍｌ）をリアルタイムで計算した：ＳＡ^２＊ＬＡ＊π／６）／１０００。左心室容量係数を計算した：ＬＶ容量＊体表面積（ｍｌ／ｍ^２）。ＰＶ関係の生成のために、下大静脈閉塞を実施し、分析ソフトウェア（ＩＯＸ， ＥＭＫＡ）を使用してオフラインで分析した。

圧容量面積（ＰＶＡ）を計算して、左心室仕事量を推定した（Ｔｏｄａｋａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｉｎｇ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｃｓ ａｎｄ ｅｎｅｒｇｅｔｉｃｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ， ２７２：Ｈ１８６−９４， １９９７； Ｓｕｇａ， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ Ｅｎｅｒｇｅｔｉｃｓ” Ｐｈｙｓｉｏｌ， Ｒｅｖ． ７０：２４７−７７， １９９０； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。オフラインＥＳＰＶＲ由来のデータから、ＬＶ潜在的エネルギー（ＰＥ_ＬＶ）と一回仕事量（ＳＷ_ＬＶ）の合計として、ＰＶＡを計算した。

Ｖ_０：ゼロ圧におけるＬＶ容積（Ｅ_ｅｓのｘ切片）、ＬＶＥＳＶ：ＬＶ収縮末期容量（ｍＬ）及びＬＶＥＳＰ：ＬＶ収縮末期圧。

骨格筋生検及び自己骨格筋芽細胞培養
ＨＦ＋ＡＳＭ羊における第一微小塞栓術に際して、羊の左前肢から骨格筋生検（１〜３グラム）を回収した。前肢筋を露出し、電気焼灼を避け鋭利な切開を使用して生検を取り、生検輸送培地を入れた管内に配置し、ＡＳＭ標本のためにＧｅｎＶｅｃ， Ｉｎｃ．（米国マサチューセッツ州チャールストン）に輸送し、Ｊａｉｎ等（Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）による記載と同様に培養した。

全細胞を１１〜１２倍加にて増量し、移植前に凍結保存した。筋芽細胞を解凍し、輸送培中で調製して、直接心筋細胞注入のために輸送した。抗ＮＣＡＭ ｍＡｂ （ＣＤ５６−ＰＥ， Ｃｌｏｎｅ ＭＹ−３１， ＢＤ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ［米国カリフォルニア州サンディエゴ］）との反応性、及び多核筋管内への融合能力により、筋芽細胞純度を測定した。トリパンブルー排除により、細胞生存率を測定した。筋芽細胞をツベルクリン注射器（〜１．０×１０^８細胞／ｍＬ）内に充填して、４℃で出荷した。移植時、細胞をゆっくりと室温に暖め、穏やかに撹拌して再懸濁し、更に操作せずに注入した。自己骨格筋芽細胞を、セグメントのソノマイクロメトリー結晶の近隣において、梗塞心筋内の複数の部位に注入した。細胞の不注意な血管内又は心室内注入を避けるため、注入針を、心外膜表面と心内膜表面との等距離における３〜４ｃｍ距離にわたる心筋中部内に通し、注射器に陰圧をかけ、血液が全く逆流しない場合、針をゆっくり引き込みながら細胞を注入した。針の行路からの細胞流出を制限するために、注入後、針の出口位置に数秒間僅かな圧力をかけた。

組織学
試験の６週間後に、各動物を安楽死させ、心臓を取り出し、１０％緩衝ホルマリンで灌流した。ＡＳＭ注入を受けた塞栓心筋から、組織塊を形成した。標準的な方法を使用して、ヘマトキシリン及びエオシン及びトリクローム染色を実施した。

免疫組織化学
心筋と反応しない抗ミオシン重鎖抗体、アルカリホスファターゼ結合ＭＹ−３２ ｍＡｂ（Ｓｉｇｍａ［米国ミズーリ州セントルイス］）を使用して、脱パラフィン切片を免疫組織化学的に染色し、成熟移植片の表現型を確認した。切片をＢＣＩＰ−ＮＢＴ（Ｚｙｍｅｄ Ｌａｂ Ｉｎｃ．［米国カリフォルニア州サンフランシスコ］）で展開し、ニュークリアレッドで対比染色した。加えて、コネクシン−４３Ａｂ（Ｃｈｅｍｉｃｏｎ［米国カリフォルニア州テメキュラ］）、及び心臓に特異的トロポニンＩ（Ｃｈｅｍｉｃｏｎ）に関する染色も行った。

筋芽細胞生存の推定
心臓を寸法約２．５ｃｍ×２．５ｃｍ×３ｍｍの塊に切断し、パラフィン中で加工した。ある場合に、全塊を切片化（厚さ５μｍ）し、他の場合には、組織の一部のみを切片化した。次に、定量的細胞計数を実施するために、組織切片を骨格特異的なミオシン重鎖（ＭＹ−３２）に関して免疫染色した。６週目の細胞生存率を、ミオシン重鎖発現の開始（Ｈａｖｅｎｉｔｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｕｓｃｌｅ ｆｉｂｅｒ ｔｙｐｉｎｇ ｉｎ ｒｏｕｔｉｎｅｌｙ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｕｓｃｌｅ ｗｉｔｈ ｍｏｎｏｃｌｏｎａｌ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓ” Ｈｉｓｔｏｃｈｅｍ． ９３：４９７， １９９０；本明細書に参考として組み入れられている）、骨格筋細胞と一致した細胞構築組織、及び周辺に位置する正常な外観の核の存在に基づいて仮定した。代表的な組織切片及びコンピューター補助による画像分析を使用して生着面積を計算し、トリクローム染色切片上で実施した個別の核密度計数に従って、生着した核の数に変換した。各組織塊内の生存筋芽細胞核の合計数を、以下の方程式により推定した：
切片中の移植片面積の合計×移植面積当たりの核密度×塊当たりの切片数＊×Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ補正
（Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ， “Ｅｓｔｉｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｃｌｅａｒ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ｍｉｃｒｏｔｏｍｅ ｓｅｃｔｉｏｎｓ” Ａｎｔ． Ｒｅｃ． ９４：２３９−４７， １９４６；本明細書に参考として組み入れられている）
＊ 適切な塊の厚さ約３ｍｍ及び切片の厚さ５μｍに従った、塊当たりの切片の概算数。

統計的分析
データを平均±平均の標準誤差（ＳＥＭ）として表す。６週間のＨＦ試験期間中のＬＶ血液動態、幾何学的、及び機能的データに関する、ある時間にわたる、及び群間での差異を、反復測定（因子：群及び時間）を使用した変数の多因子（二方向）分析（ＡＮＯＶＡ）により試験した。ＨＦ対照に関して、反復測定を使用した一方向ＡＮＯＶＡ試験により、ベースラインとＨＦ時間点との差を確立した。Ｆ比が基準値（α＜０．０５）を超えた場合、ｐｏｓｔ−ｈｏｃ Ｓｔｕｄｅｎｔ−Ｎｅｗｍａｎ−Ｋｅｕｌｓ法を使用して、ペアワイズ比較を実施した。ｔ−試験を使用して、１週目のＨＦにおけるＨＦ＋ＡＳＭデータをベースラインと比較した。

分析析ソフトウェア（ＩＯＸ， ＥＭＫＡ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ）を使用して、個々の回帰分析をＰＶ関係に関して算出した。重回帰を使用して定性（群）及び相互作用の両方を考慮して、即ち、回帰関数の勾配の差異と交差とを同時に試験して、ＨＦ＋ＡＳＭとＨＦ対照に関するＰＶ関係の等価性を試験した。ＨＦ対照（Ｎ＝１１）を含む、ＬＶのリモデリング及び機能対生存するＡＳＭ由来の筋細胞数の指標間の関係を試験するために、直線回帰分析も実施した。

ＥＳＶＩ増大及びＬＶＥＦ低下の両方としてＨＦを確立するにおいて、２変数からなる帰無仮説、多重比較のためのＢｏｎｆｅｒｒｏｎｉ法を、適切な信頼レベル：α＜０．０２５と共に使用した。Ｐ値を決定し、比較の有意性及び重要性の指定にて考慮した。

結果
ＡＳＭを注入した（ＨＦ＋ＡＳＭ、Ｎ＝５）又は注入していない（ＨＦ対照、Ｎ＝６）ＨＦの確立後、１１匹の羊を６週間試験した。ＨＦ＋ＡＳＭ群を意図した８匹の羊のうち３匹が、器具使用プロセス中；ＡＳＭ注入（Ｎ＝２）前、又は注入後７２時間以内の何れかにて死亡し、これらは試験に含めなかった。ＨＦ対照の羊は、何れも早期にて死亡しなかった。動物は、６週間の試験中、食欲及び体重を維持した。羊は、ＨＦ誘導後、活動が低下し、軽い運動により時呼吸困難を起こしたが、日常の観察で群間差は認められなかった。

組織学
注入した筋芽細胞の平均数は、３．４４±０．４９×１０^８細胞であり、１．５３〜４．３×１０^８細胞の範囲にわたった。輸送時に、筋芽細胞純度は９２±１．４％、細胞生存率は９３±１．２％と評価され、輸送後（４℃）、筋芽細胞生存率は、（トリパンブルー排除を使用して）＞９０％と確認された。ＡＳＭ由来の骨格筋線維は、注入した全心臓にて見出されたが、６週目に生存する注入した筋芽細胞の相対生存率（考察参照）は、１４０，０００細胞（０．０５％生存）〜３３００万細胞（１０．７％生存）の範囲にわたった。

詳細な説明を伴う代表的な組織切片は、図１及び図２に見出される。一般的に、骨格筋細胞は、他の骨格筋線維及び残りの心筋細胞と整合された状態で観察された（図１Ｃ〜図１Ｆ；図２Ａ、図２Ｂ）。生着した骨格筋線維は、ミオシン重鎖の速筋型アイソフォームに対する染色により特徴付けられた（図１Ｂ、図１Ｄ、図１Ｆ及び図２Ｂの紫色染色）。しかしながら、生存心筋細胞と密接するにもかかわらず、トロポニンＩ又はコネクシン−４３に関して染色されたＡＳＭ由来の筋線維が観察された切片は、全く存在しなかった（それぞれ、図２Ｃ及び図２Ｄ）。

心臓血行動態
表１に、血行動態データを纏める。試験は、ＬＶＥＦの５０％変化を検出するように十分累乗された（β＜０．２０）；しかしながら、ＡＳＭ注入後、ｄＰ／ｄＴ_ｍａｘ又はＬＶＥＦが改善された動物は全く存在しなかった。生存細胞数とＬＶＥＦ（Ｒ^２＝０．０００１７、ｐ＝０．９９）又はｄＰ／ｄＴ_ｍａｘ（Ｒ^２＝０．０４８、ｐ＝０．５４３）間で、直線関係は全く見出されなかった。

平均±ＳＥＭ。＊ １週目においてベースラインからｐ＜０．０５。‡ 群内で１週目からｐ＜０．０５。§ 各時点において群間でｐ＜０．０５。ｄＰ／ｄＴ：圧力の微分係数、ＨＲ：心拍数、ＬＶＳＰ：ＬＶ収縮圧、ＬＶＥＤＰ：ＬＶ拡張末期圧、ＥＳＶＩ及びＥＤＶＩ：ＬＶ収縮末期及び拡張末期容量係数、Ｔａｕ：弛緩時定数（Ｗｅｉｓｓ法）。Ｍ_ｗ：前負荷動員一回仕事量；Ｅ_ｅｓ：収縮末期圧容量関係；Ｖｏ：Ｅ_ｅｓのｘ切片；Ｖ_ｗ：Ｍ_ｗのｘ切片；ＰＥ：ポテンシャルＬＶエネルギー、ＳＷ：ＬＶ一回仕事量。

圧容量分析（PV分析）
ＨＦ対照及びＨＦ＋ＡＳＭ羊からのＥＳＰＶＲ、ＰＲＳＷ及びＬＶ仕事量に関するデータ（ＰＶＡ）を表１に纏め、図３に例示した。ＰＶ分析は、両方のＨＦ羊群において、ベースラインからのＰＲＳＷ（Ｍ_ｗ）及び心臓収縮性の負荷非依存的な指標、Ｅ_ｅｓの勾配の減少が示された。群間の共分散を説明する更なる多回帰分析により、任意の時間点において、容量調整したＰＶ関係の勾配（ＷＫ１：ｐ＝０．６１４、ＷＫ６：ｐ＝０．５１９、累乗＝１）又は切片（ＷＫｌ：ｐ＝０．９４５、ＷＫ６：ｐ＝０．９２８、累乗＝１）における優位な差異が見出されないことも示された。生存する細胞の数と、Ｅ_ｅｓ（Ｒ^２＝０．０８８、ｐ＝０．４３６）又はＭ_ｗ（Ｒ^２＝０．０１８、ｐ＝０．７３１）間で、直線関係は全く見出されなかった。

１週目から６週目において、ＨＦ対照に関するＥ_ｅｓのＶ_０（ｘ切片）が増大（右方向シフト、ｐ＝０．０２６）した（図３）。反対に、ＨＦ＋ＡＳＭ羊に関しては、ＨＦ＋ＡＳＭ動物のＶ_０が６週間にわたり減少する（左方向シフト）傾向があり（ｐ＝０．２０）、６週目にＨＦ対照とＨＦ＋ＡＳＭの間で差異が認められ（ｐ＝０．０１４）、ＡＳＭ注入がＬＶリモデリングを減衰させることを支持した。結果として、又ＨＦ対照における心筋効率のより大きい損失を示唆して、ＰＥはＨＦ対照において１週目から６週目にて増大（ｐ＝０．０２８）したが、総ＬＶ仕事量（ＰＶＡ）は、６週間の試験において群間差がなかった。Ｖ_０と同様、ＨＦ対照群（ｐ＝０．０３）のＰＲＳＷ（Ｖ_ｗ）のｘ切片も、１週目から６週目にて増大し、６週目にＨＦ＋ＡＳＭ群と比較して尚異なっていた（ｐ＝０．００９）（表１及び図３）。

ソノマイクロメトリー及び左心室の分節性機能
表２に、左心室の局所及び分節データを示す。ＳＬ_ｐｏｓｔは、何れの群でも１週目から相違しなかったが、ＨＦ対照群では、ベースラインから上昇した（ｐ＜０．０５ ＨＦ１週目にて）。微小塞栓術後、左心室分節性運動異常が存在し、従って、６週間の試験を通して、両方の群で収縮期膨張（ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｂｕｌｇｉｎｇ）（ＳＢ）及び収縮後短縮（ｐｏｓｔ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｓｈｏｒｔｅｎｉｎｇ）（ＰＳＳ）の両方が明らかであった。

平均±ＳＥＭ。＊ ベースラインからｐ＜０．０５。‡ 群内で１週目からｐ＜０．０５。§ ＨＦ対照とＨＦ＋ＡＳＭ間でｐ＜０．０５。ＥＳ：収縮末期、ＳＡ：ＬＶ短軸、ＬＡ：ＬＶ長軸、ＳＬ_ｐｏｓｔ：後方ＬＶ部分（微小塞栓した）、％ｓｈｒｔ：％収縮期短縮、ＳＢ：収縮期膨張、ＰＳＳ：収縮後短縮、^＊＊注記：ＳＬ_ｐｏｓｔ長は、器具使用後の局所梗塞の拡大により、ベースラインとＨＦ対照とで異なるが、ＨＦ＋ＡＳＭでは、ＨＦ＋ＡＳＭ動物の器具使用が心不全後（梗塞拡大後）であったため、ベースラインから相違しない。従って、群の関連性の比較は、１〜６週目である。

ソノマイクロメトリー及び左心室寸法
左心室収縮末期及び拡張末期容量係数（それぞれ、ＥＳＶＩ及びＥＤＶＩ）は、ＨＦ１週目において、両方の群でベースラインから増大したが（ｐ＜０．０５）、１週目において群間差はなかった（表１）。ＨＦ＋ＡＳＭでは、ＬＶ拡張は、３週目までにＨＦ対照と比較して減衰し（ｐ＝０．０１６）（ＥＳＶＩの変化％：それぞれ５．３±１．２％及び１７．８±３．３％）、６週目までに進行した（ｐ＝０．００６）（図４）。ＬＶ容量における差は、ＳＡ拡張単独における有意な（ｐ＝０．００５）減衰から生じ、又３週目までに、ＨＦ＋ＡＳＭにも見られた（図４）。ＬＡ拡張の群間差は見られなかった（Ｐ＞０．５）。図４に、ＥＳＶＩ、ＳＡ及びＬＡのＡＳＭ生存との相関を表す。

考察
以前の試験では、おそらく、実験的心筋細胞梗塞後の、心臓性能及びリモデリングの改善に寄与する、骨格筋芽細胞の実行可能な骨格筋移植片の形成を示唆した。もし存在するとしても、既存の、臨床的に有意な、又重篤な程度の虚血性機能不全及びリモデリング（ＬＶＥＦ＜３５％及びＬＶＥＳＶＩ＞８０ｍｌ／ｍ^２）を有する心臓内でのＡＳＭの影響を試験した研究は、殆ど存在しない。本発明の試験では、冠動脈血行再建又は他の支持的な療法に関連した交絡因子が存在しない、虚血性、拡張型心不全の臨床的に適用可能なモデルにおけるＡＳＭ心筋形成術の治療ベネフィットを確立する。

ＡＳＭ由来の骨格筋は、６週目に、注入された全羊にて見出された。本発明者等は、比較する動物間での相対的な生存を可能にする、生存率の概算を報告する。細胞生存の計算に使用する方法には、相当の限界が存在するため（Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ， “Ｅｓｔｉｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｃｌｅａｒ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ｍｉｃｒｏｔｏｍｅ ｓｅｃｔｉｏｎ” Ａｎｔ， Ｒｅｃ． ９４：２３９−４７， １９４６；本明細書に参考として組み入れられている）、細胞生存に関する値は、絶対的な細胞生存として解釈するべきではない。本試験で見出された筋芽細胞の長期間の生存率（１０．７％までの生存）は、ＬＶＡＤ配置時に、同様数のＡＳＭ細胞を移植された患者にて報告されたものと比較して高い（＜１％生存）（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。他の者が報告したように（Ｓｃｏｒｓｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｔａｌ ｃａｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２０００； １１９：１１６９−７５； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｌａｎｃｅｔ ３５７： ２７９−８０， ２００１； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：１０７８−８３， ２００３； Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａ ｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１ ：８４４−８５１， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、コネクシン４３に関する染色は、ＡＳＭ由来の骨格筋に見出されなかった。移植されたＡＳＭ由来の骨格筋線維は、全切片において、互いに及び残りの心筋線維と整合していた（図１及び図２）。ＡＳＭ由来の線維のこれら組織化した整合により、これらの線維が、心筋内に見出される応力−緊張関係に対して感受性を維持することが示唆された（Ｋａｄａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｏｒｉｅｎｔａｔｉｏｎ ｃｈａｎｇｅ ｏｆ ｃａｒｄｉｏｃｙｔｅｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｃｙｃｌｉｃ ｓｔｒｅｔｃｈ ｓｔｉｍｕｌａｔｉｏｎ： ｔｉｍｅ ｄｅｐｅｎｄｅｎｃｙ ａｎｄ ｉｎｖｏｌｖｅｍｅｎｔ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ ｋｉｎａｓｅｓ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ３１ ：２４７−５９， １９９９； Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ． Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１ ：１１６１ −７２， １９９０； Ａｔｋｉｎｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｔｒａｃａｒｄｉａｃ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｙｉｅｌｄｓ ｔｗｏ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｔｒｉａｔｅｄ ｃｅｌｌｓ ｉｎ ｓｉｔｕ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ６７：１２４− ９， １９９９； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。微小塞栓術後の不均一な梗塞パターンの存在により、又試験した動物数が比較的少なかったことから、ＡＳＭ注入後の瘢痕代替の意味のある評価は不可能であった。しかしながら、本発明者等は、密な心筋梗塞において、細胞が互いに整合した状態で生存することを一貫して観察し（図１）生存心筋細胞の直近に見出される細胞数は比較的少なかった（図２）。

比較的低い筋芽細胞の生存率にもかかわらず（図１、細胞生存率１％の動物）、細胞融合とその後の筋線維の拡大の結果、瘢痕した心筋の相当の領域を、生存筋線維で満たすことができる（筋線維断面積において、核対筋芽細胞毎に、約１０倍の増加、未公開観察結果）。従って、低い細胞生存率であっても、心筋内の損傷領域を完全に満たすことが可能である場合がある。一般的には、注入した細胞の９５％までが、注入後短時間で損失される（Ｍｅｎａｓｃｈｅ， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ−ｂａｓｅｄ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｈｅａｒｔ Ｆａｉｌｕｒｅ Ｒｅｖｉｅｗｓ． ８：２２１−２７， ２００３； Ｇｒｏｓｓｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｃｏｍｐｌｅｔｅ Ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ Ｄｉｒｅｃｔ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ Ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ” Ｃａｔｈｅｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｉｎｔｅｒｖｅｎｔｉｏｎｓ ５５：３９２−３９７， ２００２； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。この早期の損失は、細胞の直接心筋内細胞注入後のリンパ管及び／又は静脈流出で説明される（Ｇｒｏｓｓｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｃｏｍｐｌｅｔｅ Ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ Ｄｉｒｅｃｔ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ Ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ” Ｃａｔｈｅｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｉｎｔｅｒｖｅｎｔｉｏｎｓ ５５：３９２−３９７， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。他の因子も又、心筋／瘢痕内に保持される細胞の更なる損失に寄与すると思われる。最近、研究により、前処置（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）及びＶＥＧＦを伴うＡＳＭのトランスフェクション（Ａｓｋａｒｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ， ｂｕｔ ｎｏｔ ｄｉｒｅｃｔ， ｄｅｎｏｖｉｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ” ＪＡＣＣ ４３：１９０８−１４， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）が、おそらく灌流及び栄養供給の増大により、心臓機能を改善することが示された。更に、炎症及び／又はアポトーシスの両方を制限する戦略も、細胞心筋形成術後の効果の改善に有益であることが証明されている（Ｚｈａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｆｏｒ ｃａｒｄｉａｃ ｒｅｐａｉｒ： ｇｒａｆｔ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ａｎｄ ａｎｔｉ−ｄｅａｔｈ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ３３：９０７−２１， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。強い炎症に関する証拠は、注入から６週間後の移植部位において観察されなかった（図１及び図２）。

左心室機能
表１及び表２の、ＡＳＭ注入後の心臓機能を評価するデータは、このモデルの末期、拡張型虚血性ＨＦを有する羊において、血液動態パラメータ又は心臓収縮性の指標の何れも改善されなかったことを示唆する。この羊に関して以前に公開された結果（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）との矛盾は、本発明者等の羊のＬＶ構造及び機能が劣っていたことが原因となる場合がある。Ｇｈｏｓｔｉｎｅ及び同僚の局所性心機能の改善は、症状の重篤さが比較的軽く、従ってＡＳＭ収縮の妨害は、もし存在したとしても、比較的低かった結果である場合がある。

これとは異なり、Ｐｏｕｚｅｔ及び同僚は（Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１ ：８４４−８５１， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）ＬＶ機能（ＬＶＥＦ）を階層化したラットにおいて、注入した細胞数とＬＶ機能の指標の間に有意な相関を示した；最も重い障害があるものが、最も大きい利益を受けた。本発明者等は、生存するＡＳＭ由来の筋細胞の数と比較して、このような関係を示すことができなかった。注入した細胞数と生存百分率とを比較した場合の明らかな相違の範囲外で、この相違を筋芽細胞の培養、増量における相違又は可能な細胞投与量の不足のみで説明できるであろうか？Ｐｏｕｚｅｔ等及びＧｈｏｓｔｉｎｅ等は、注入時の筋芽細胞の純度が５０％未満であること示したが、本発明者等は、筋芽細胞をより純粋な集団に拡張した（＞９０％ＣＤ５６陽性）。筋芽細胞注入縣濁液の純度が、結果に影響を与えるであろうか？これは可能であるが、筋芽細胞のより高い純度が、機能的利益を低下させるようには見えず；更に、本発明者等の及び他の公開された動物試験におけるＬＶ病理の多様性を鑑みると、細胞培養及び拡張技術の影響を理解することは困難である（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｌａｎｃｅｔ ３５７：２７９−８０， ２００１； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：１０７８−８３， ２００３； Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１：８４４−８５１， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

本発明者等の試験で見られた、証明可能な直接的な機能的利益の不在は、単発の虚血性発作（寒冷梗塞）（Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８；本明細書に参考として組み入れられている）、結紮（Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）、コイル塞栓術（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている））を使用した動物モデルと比較して、本発明者等のＨＦモデルの、ＬＶ不全の慢性の性質及び重篤さと関連する場合がある（数週間にわたる多発性微小梗塞）。微小塞栓術モデルは、ＡＳＭ注入後に遠隔心筋からの寄与を防ぐ設計により、遠隔心筋細胞補償機序をより効果的に消耗する場合がある（Ｓａｂｂａｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｃａｎｉｎｅ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｃｈｒｏｎｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｅｑｕｅｎｔｉａｌ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２６０：Ｈ１３７９−８４５ １９９１；本明細書に参考として組み入れられている）。本発明者等は、Ｊａｉｎ等のラットのｅｘ ｖｉｖｏ標本において，ＡＳＭ 注入後に観察された中程度の機能的改善が、ＬＶの非機能的性質の利益の結果，即ち、ＬＶ 収縮の直接の利益よりもむしろ、減衰したＬＶ 拡張の利益の結果と考えられるという（“Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）Ｊａｉｎ等が提供した解釈に同意する。本質的に、更なるＬＶ室拡張を防止する、ＡＳＭ由来の骨格筋から生じる遠隔心筋細胞に対するより小さい壁応力は、より良好な遠隔心筋細胞機能に転換される場合がある。おそらく、処置が早い程、ＡＳＭ由来の骨格筋の利益がより早くＬＶリモデリング上で実現され得、従って遠隔心筋細胞が全体的なＬＶ機能に十分に補償及び寄与する可能性が高まるであろうか？同様に、本発明者等は、本発明者等の試験に基づいて、より重篤な拡張では、機能的変化の観察に必要である場合がある期間が延長されると考える。

左心室リモデリング
本試験の重要な発見は、細胞生存率依存的な、ＡＳＭ移植後のＬＶ拡張の減衰であった（図４）。大型及びより小型の動物の両方における試験では、ＡＳＭ注入後のＬＶ拡張に陽性効果が示された（Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）： ９２９−３３， １９９８； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｐｏｕｚｅｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆａｃｔｏｒｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｕｔｃｏｍｅ ａｆｔｅｒ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ７１：８４４−８５１， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。目下の試験の興味深い他の発見は、ＬＶ拡張上の効果が、もっぱらＳＡの寸法に関連することであった。ＳＡリモデリングに関する優位な影響を定義する機序は、完全には解明されていない。細胞心筋形成術が瘢痕の弾性に直接影響し得、それにより瘢痕の拡張を制限するという考えは、局所的拡張の減衰の可能な説明である（Ｔｏｒｒｅｎｔ−Ｇｕａｓｐ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎｏｆ ｔｈｅ ｈｅｌｉｃａｌ ｈｅａｒｔ ａｎｄ ｉｔｓ ｂｕｔｔｒｅｓｓ ｗｒａｐｐｉｎｇ． Ａｒｔｉｃｌｅｓ Ｉ−ＶＩＩ” Ｓｅｍｉｎ． Ｔｈｏｒ． ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １３： ２９８−４１６， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。慢性虚血性心筋における収縮後短縮と収縮期膨張の両者の相互作用が良く特徴付けられているが（Ｓｋｕｌｓｔａｄ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｏｓｔｓｙｓｔｏｌｉｃ ｓｈｏｒｔｅｎｉｎｇ ｉｎ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ， ａｃｔｉｖｅ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｒ ｐａｓｓｉｖｅ ｒｅｃｏｉｌ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：７１８−２４， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている），ＡＳＭ注入後、ＰＳＳ又はＳＢの何れにおいても、測定可能な改善が存在しない事実が残る。

ｅｘ ｖｉｖｏで示されるように、ＡＳＭ由来の骨格筋線維が、それら線維と一直線上の力（伸長）に能動的に抵抗し得（Ｍｕｒｒｙ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｎｅｃｒｏｓｉｓ” Ｊ． ＣＩｍ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９８：２５１２−２３， １９９６；本明細書に参考として組み入れられている）、それによりＬＶ拡張を制限する場合、このことも、観察されたＬＶ短軸に関して選択的なＬＶ拡張の減衰の説明となる場合がある。例えば：虚血性損傷後、心室が益々球状となるにつれ、優勢な心臓線維軸（例えば、６０°）が左右方向又は短軸（例えば、３０°）に向けて徐々に再配向される（Ｔｏｒｒｅｎｔ−Ｇｕａｓｐ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｈｅｌｉｃａｌ ｈｅａｒｔ ａｎｄ ｉｔｓ ｂｕｔｔｒｅｓｓ ｗｒａｐｐｉｎｇ． Ａｒｔｉｃｌｅｓ Ｉ− ＶＩＩ” Ｓｅｍｉｎ． Ｔｈｏｒ． ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １３： ２９８−４１６， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。本発明者等は、ＡＳＭ由来の骨格筋線維が互いに及び残りの心筋細胞と平行になることを見出し、それ故、理論上は、移植されたＡＳＭ由来の筋線維の配向が、ＬＶ短軸とより平行になり得ることを示す。示唆されるように、ＡＳＭ由来の筋線維は、その線維の長さ上に、又は長さに沿って、拡張力に対する固有の抵抗を提供することにより、ＬＶ短軸に沿ったＡＳＭ移植に平行する拡張を選択的に防止する場合がある（図４）。

Ｊａｉｎ等（“Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｄ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−１９２７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）と同様に、単離した心臓標本において、本発明者等は、ＡＳＭ心筋形成術が、Ｅ_ｅｓ切片（Ｖ_０）の、及びＰＲＳＷに関する切片の右方向シフトを防止することを見出した（表１及び図４）。ＡＳＭ移植のＬＶリモデリング対ＬＶ機能の、明らかに一致しない効果の有意義な定量化の観点から、又その試みのため、本発明者等は、取得した圧容量データからＰＶＡを計算した（Ｔｏｄａｋａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｉｎｇ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｃｓ ａｎｄ ｅｎｅｒｇｅｔｉｃｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２７２：Ｈ１８６−９４， １９９７； Ｒｅｃｃｈｉａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｄｕｃｅｄ ｎｉｔｒｉｃ ｏｘｉｄｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ａｌｔｅｒｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｄｅｃｏｍｐｅｎｓａｔｉｏｎ ｏｆ ｐａｃｉｎｇ ｉｎｄｕｃｅｄ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｓｃｉｏｕｓ ｄｏｇ” Ｏｒ． Ｒｅｓ． ８３（１０）：９６９−７９， １９９８； Ｔａｋａｏｋａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｄｅｐｒｅｓｓｅｄ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｌｅ ｓｔａｔｅ ａｎｄ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｃｏｎｓｕｍｐｔｉｏｎ ｆｏｒ ｎｏｎ− ｍｅｃｈａｎｉｃａｌ ｗｏｒｋ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｄｕｅ ｔｏ ｏｌｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｒｅｓ． ２８：１２５１−７， １９９４； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。非機械的心臓仕事量又はＰＥの増大（表１）が、ＡＳＭ移植後に減衰された事実により、心臓の機械的エネルギー論に対する利益が暗示される。このような利益は、心臓性能をある時間にわたり改善し、又このことは、ＡＳＭ動物のＥ_ｅｓが６週間にわたり更に悪化しなかった事実により裏付けられ、より長時間では、このことは、群間で有意であることを証明する場合がある。心臓機能の改善が、より長い時間が経過した時点で示されるか、又はより多数のＡＳＭ細胞の移植後に示されるかを評価する試験が、現在進行中である。

試験の制限
本試験に使用した動物モデルは、病因学、症状の程度、及び冠動脈の構造において、臨床的虚血性ＨＦを近似している（Ｓａｂｂａｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｃａｎｉｎｅ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｃｈｒｏｎｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｅｑｕｅｎｔｉａｌ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎｓ”Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２６０：Ｈ１３７９−８４， １９９１； Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ． Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１ ：１１６１−７２， １９９０； Ｍｅｎａｓｃｈｅ， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ−ｂａｓｅｄ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｈｅａｒｔ Ｆａｉｌｕｒｅ Ｒｅｖｉｅｗｓ ８：２２１−２７， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。微小塞栓術は、全患者の、特に一回の大梗塞に苦しむ患者の、虚血性ＨＦに至る心筋細胞梗塞現象を完全にモデリングしていない。更に、このモデルは、慢性虚血性ＨＦに一般的な疾患の進行を非常に加速する（Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ． Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１： １１６１−７２， １９９０； Ｐｆｅｆｆｅｒ， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｍｅｄ． ４６：４５５−６６， １９９５； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

各動物は、同じ数及び種類のプロセスを受け、又ＨＦ測定において同じ血液動態基準に供された。本試験にて見出された差異は、群間での器具使用（及びＡＳＭ注入）のタイミングに基づいて生じ得た。拡張の減衰が観察され、該減衰は、ＨＦ＋ＡＳＭ動物のＳＡ寸法のみと相関する一方で、ＬＡ拡張は、ＨＦ対照とＡＳＭ群の間でほぼ同じであったという事実は、群間で見られた差異の、プロセスの順序への依存性が、筋芽細胞注入と比較して低いことを更に裏付ける。

ソノマイクロメトリーで測定した分節性及び／又は局所性機能は、ＡＳＭ生存の変動性により、ＡＳＭ生着の正確な領域における機能を十分に記述しない可能性がある；しかしながら、筋芽細胞注入は、特にソノマイクロメトリー結晶の直近を標的とし、６週目にここで見出された。局所器具使用がＡＳＭ注入後、機能的利益を明白に示さなかった場合、例えばＥＳＰＶＲ（Ｅ_ｅｓ）及びＰＲＳＷ（Ｍ_ｗ）等の指標は、室圧に対するＬＶ容量の変化に尚感受性であり、ＡＳＭ注入の影響を表すと思われる。以前に認められたように、Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ（“Ｅｓｔｉｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｃｌｅａｒ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ｍｉｃｒｏｔｏｍｅ ｓｅｃｔｉｏｎｓ” Ａｎｔ． Ｒｅｃ． ９４：２３９−４７， １９４６；本明細書に参考として組み入れられている）に記載されている方法は、細胞数を定量化する標準化された手法である。この手法は、細胞生存数を最良に概算するが、主な限界は、その試料採取誤差である。最後に、ＡＳＭ注入後のＬＶ機能に対する利益が観察されないことは、研究時間の制限に関連する場合がある（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。

結論
本試験では、付随する介入なしでの、慢性虚血性ＨＦの臨床的に適用可能な大型動物モデルにおけるＡＳＭ移植を記載する。心臓機能に対する直接の機能的影響が明らかに存在しないにもかかわらず、本発明者等は、ＡＳＭ移植後のＬＶ拡張の有意な減衰を示すことができた。ＬＶ拡張の減衰は、短軸に限定され、且つ細胞生存率依存的に観察された。これらの観察により、ＡＳＭは、細胞間コミュニケーション及び／又は直接的な機能的改善とは独立した機序により、ＬＶリモデリングに影響するが、ＡＳＭの生着及び整合は、そのような機序にて役割を果たす場合があることが示唆される。

（実施例２ 本発明の血管新生促進細胞移植戦略を使用した慢性心不全の処置）
（背景及び有意性）
死の５０％が、冠動脈の狭まりと、心臓への血流の減少に関連した状態である冠動脈疾患（ＣＡＤ）の結果である心血管系疾患に起因する。内科的及び外科的療法、並びに予防措置による心血管系疾患の処置における継続的な進歩によって、ＣＡＤによる死亡率は、１９６７年以来５４％減少しているが、米国においてＣＡＤは依然として男性及び女性の主な死因となっている（Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｈｅａｒｔ Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ． Ｈｅａｒｔ ａｎｄ ｓｔｒｏｋｅ Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ Ｕｐｄａｔｅ， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。これら個人に対する罹患率及び死亡率の負担に加えて、ＣＡＤの社会経済的負担は重大であり、推定年間コストは＄５６０億である（Ｇｏｌｄｆａｒｂ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐａｃｔ ｏｆ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｃｈｒｏｎｉｃ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ ｏｎ ｄｉｒｅｃｔ ｍｅｄｉｃａｌ ｃｏｓｔｓ ａｎｄ ｗｏｒｋｐｌａｃｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｖｉｔｙ： ａ ｒｅｖｉｅｗ ｏｆ ｔｈｅ ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ” Ｄｉｓ． Ｍａｎａｇ． ７（ｌ）：６１−７５， ２００４； 本明細書に参考として組み入れられている）。これらのドルの大部分が、心不全に苦しむ患者の処置に費やされる。心不全の総直接費用は、２００３年に＄２２１億を超えると予想されている。総費用は、入院、医師の外来診療、介護施設滞在、在宅医療介護、及び薬物療法の費用を含むが、主な費用要因は、頻繁な入院及び再入院である。再入院費用は、総患者介護費用のほぼ３０％を計上する（Ｇｏｌｄｆａｒｂ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐａｃｔ ｏｆ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｃｈｒｏｎｉｃ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｎ ｄｉｒｅｃｔ ｍｅｄｉｃａｌ ｃｏｓｔｓ ａｎｄ ｗｏｒｋｐｌａｃｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｖｉｔｙ： ａ ｒｅｖｉｅｗ ｏｆ ｔｈｅ ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ” Ｄｉｓ． Ｍａｎａｇ． ２００４；７（ｌ）：６１−７５）。慢性虚血性心疾患に苦しむ患者の心筋を再生できる、有効な戦略を開発する必要がある。

現在の治療法
薬理療法は、殆どの形態のＣＡＤの処置の中心であり、その冠動脈アテローム性病変を逆行する能力に限定されている。経皮経管冠動脈血管形成術（ＰＴＣＡ）による機械的血行再建は、虚血を逆転させ、しばしば全体の及び局所的な左心室機能を改善する（Ｚｉｊｌｓｔｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｉｍｍｅｄｉａｔｅ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｎｔｉｏｐｌａｓｔｙ ｗｉｔｈ ｉｎｔｒａｖｅｎｏｕｓ ｓｔｒｅｐｔｏｋｉｎａｓｅ ｉｎ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８９： ６８−７５， １９９４； Ｂｏｌｏｇｎｅｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｐｒｉｍａｒｙ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｎｇｉｏｐｌａｓｔｙ： ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｉｃｕｌａｒ ｄｉｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：２３５１−５７， ２００２； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。冠動脈バイパス移植術（ＣＡＢＧ）は、静脈又は動脈血管を使用して冠動脈閉塞をバイパスする手順である。類似する５年の生存率は、ＣＡＤの内科的（８１％）及び外科的（８４％）処置に関連している（Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｈｅａｒｔ Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ． Ｈｅａｒｔ ａｎｄ Ｓｔｒｏｋｅ Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ Ｕｐｄａｔｅ， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。これらの治療を、心筋瘢痕、重篤な左心室不全、及び左心室拡張を有する患者の処置に適用することは、依然として議論の余地があり、利益が少ない（Ｂｏｉｌｉｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｔｅｒｍｅｄｉａｔｅ−ｔｅｒｍ ｏｕｔｃｏｍｅ ｏｆ ｍｉｔｒａｌ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｉｎ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：３８１−８８， １９９８； Ｔｒａｃｈｉｏｔｉｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｂｙｐａｓｓ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ａｄｖａｎｃｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６６：１６３２−３９， １９９８； Ｃｏｐｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｃｏｓｔ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｖｅｒｓｕｓ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｏｐｅｒａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ７２：１２９８−３０５， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。１年で虚血性心疾患を有する約１００，０００人の患者が、従来の治療の候補者であり得ないことが概算される。より複雑な手順、例えば心臓移植、人工心臓装置、心室リモデリング手順が、選択された患者集団に適用されるが、これらは内在する心筋細胞疾患を処置せず、又更に費用、供給、有効性及び／又は罹患率により制限される（Ｏ’Ｃｏｎｎｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｃｏｎｏｍｉｃ ｉｍｐａｃｔ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ： ｔｉｍｅ ｆｏｒ ａ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｐｐｒｏａｃｈ” Ｊ． Ｈｅａｒｔ Ｌｕｎｇ Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ． １３：Ｓ１Ｏ７−Ｓ１１２， １９９４； Ｒｏｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｕｓｅ ｏｆ ａ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ａｓｓｉｓｔ ｄｅｖｉｃｅ ｆｏｒ ｅｎｄ−ｓｔａｇｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” ＮＥＪＭ ３４５（２０）： １４３５−４３， ２００１； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅ ｒｅｇｉｓｔｒｙ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ ｓｏｃｉｅｔｙ ｏｆ ｈｅａｒｔ ａｎｄ ｌｕｎｇ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ： ２０ｔｈ ｏｆｆｉｃｉａｌ ａｄｕｌｔ ｈｅａｒｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ ｒｅｐｏｒｔ−２００３” Ｊ． Ｈｅａｒｔ Ｌｕｎｇ Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ． ２２（６） ：６１６−６２４， ２００３； Ｃｏｐｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｃｏｓｔ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｈｅａｒｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｖｅｒｓｕｓ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｏｐｅｒａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ．” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ７２：１２９８−３０５， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

慢性虚血、リモデリング、及び虚血性心疾患（ＣＨＦ）
心筋細胞は、比較的短時間の虚血でも、急速に、又多くの場合、不可逆的に損傷される（Ｓｕｔｔｏｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ｐａｔｈｏｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｔｈｅｒａｐｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０１ ：２９８１−８８， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）。心臓組織の高い代謝要求により、これらは特に虚血及び再灌流損傷を受けやすい。心筋細胞は効果的な自己再生能力を有さないため、心筋細胞梗塞後、線維性結合組織及び瘢痕が、死んだ心筋細胞を代替する（Ｓｕｔｔｏｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ｐａｔｈｏｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｔｈｅｒａｐｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０１：２９８１−８８， ２０００； Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ Ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１ ：１１６１−７２， １９９０； Ｂｏｄｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｗａｌｌ ｍｏｔｉｏｎ ｏｆ ｎｏｎ−ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｔｏ ｒｅｇｉｏｎａｌ ａｎｄ ｇｌｏｂａｌ ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｏ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｌａｔｅ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｉｌａｔａｔｉｏｎ” Ｉｎｔｅｒ． Ｊ． Ｃａｒｄ． ７１ ：１５７−６５， １９９９； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。梗塞した心筋の元の機能的能力に回復することができる介入は、現在のところ存在しない（Ｂｏｌｏｇｎｅｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｐｒｉｍａｒｙ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｎｇｉｏｐｌａｓｔｙ： ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｉｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：２３５１−５７， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。収縮性の局所的損失により、左心室駆出分画率（ＬＶＥＦ）が低下し、このことは、時間の経過に伴い、心臓が１回拍出量を維持するため心拍出量を維持しようとすることから、心臓拡大を招く可能性がある（Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１ ： １１６１−７２， １９９０； Ｐｆｅｆｆｅｒ， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ａｎｎｕ， Ｒｅｖ． Ｍｅｄ． ４６：４５５−６６， １９９５； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

Ｌａｐｌａｃｅの法則（Ｍｉｔｃｈｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｙｅａｒ ａｆｔｅｒ ｆｉｒｓｔ ａｎｔｅｒｉｏｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ａ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｌｅ ｓｅｇｍｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｓｈａｐｅ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． １９：１１３６−４４， １９９２； Ｂｏｄｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｗａｌｌ ｍｏｔｉｏｎ ｏｆ ｎｏｎ−ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｔｏ ｒｅｇｉｏｎａｌ ａｎｄ ｇｌｏｂａｌ ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｏ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｌａｔｅ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｉｌａｔａｔｉｏｎ” Ｉｎｔｅｒ． Ｊ． Ｃａｒｄ． ７１：１５７−６５， １９９９； Ｐｆｅｆｆｅｒ， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｍｅｄ． ４６：４５５−６６， １９９５； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）により概略されているように、心室の拡大（リモデリング）は心筋壁応力を増大させて、筋細胞の機能を更に制限する。更に、心室圧を増大させ、及び／又は室容量を増大させ、及び／又は壁薄化を高める機序は、更に心筋壁応力を増大させ、このパラダイムを心臓不全へと駆り立てる（Ｐｆｅｆｆｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ８１ ：１１６１−７２， １９９０； Ｐｆｅｆｆｅｒ， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｍｅｄ． ４６：４５５−６６， １９９５； Ｃｏｈｎ， “Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ， ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｔｓ ｐｈａｒｍａｃｏｌｏｇｉｃ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９１ ：２５０４−０７， １９９５； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

Ｗｈｉｔｅ等（“Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ａｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｆｔｅｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｒｏｍ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ７６（１）：４４−５１， １９８７；本明細書に参考として組み入れられている）及びＧＵＳＴＯ Ｉ試験（Ｍｉｇｒｉｎｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ｉｎｄｅｘ ａｔ ９０ ａｎｄ １８０ ｍｉｎｕｔｅｓ ｉｎｔｏ ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｉｓ ａ ｓｔｒｏｎｇ ｐｒｅｄｉｃｔｏｒ ｏｆ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｌａｔｅ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９６：１１６−１２１， １９９７；本明細書に参考として組み入れられている）は、心筋細胞梗塞後の左心室拡張が、死の独立した、且つ有意な予測因子であることを記述している。従って、心筋細胞梗塞後の早期の生存が、適切な再灌流治療の永久性且つ適切さにより予想される場合がある一方で、長期の予後は、その後の左心室の形状及び機能の変化に強く依存し（Ｍｉｔｃｈｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｙｅａｒ ａｆｔｅｒ ｆｉｒｓｔ ａｎｔｅｒｉｏｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ａ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｌｅ ｓｅｇｍｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｓｈａｐｅ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． １９：１１３６−４４， １９９２； Ｗｈｉｔｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ａｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｆｔｅｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｒｏｍ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ７６（１）：４４−５１， １９８７； Ｇｈｅｏｒｇｈｉａｄｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｈｒｏｎｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ， ａ ｍａｎｉｆｅｓｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９７：２８２−８９， １９９８； Ｐｅｒｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７：２２９４−２３０２， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、これは鬱血性心不全（ＣＨＦ）を招き、最終的には死に至る（Ｍｉｔｃｈｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｙｅａｒ ａｆｔｅｒ ｆｉｒｓｔ ａｎｔｅｒｉｏｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ａ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｌｅ ｓｅｇｍｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｓｈａｐｅ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． １９：１１３６−４４， １９９２； Ｍｉｇｒｉｎｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｎｄ− ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ｉｎｄｅｘ ａｔ ９０ ａｎｄ １８０ ｍｉｎｕｔｅｓ ｉｎｔｏ ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｉｓ ａ ｓｔｒｏｎｇ ｐｒｅｄｉｃｔｏｒ ｏｆ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｌａｔｅ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９６：１１６−１２１， １９９７； Ｗｈｉｔｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｅｎｄ−ｓｙｓｔｏｌｉｃ ｖｏｌｕｍｅ ａｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｆｔｅｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｒｏｍ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ７６（１）：４４−５１， １９８７； Ｐｆｅｆｆｅｒ， “Ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｆｔｅｒ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｍｅｄ． ４６：４５５−６６， １９９５； Ｃｏｈｎ， “Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ， ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｔｓ ｐｈａｒｍａｃｏｌｏｇｉｃ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９１ ：２５０４−０７， １９９５； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

虚血性心疾患のための細胞ベースの治療法
最近明らかになってきた証拠により、心筋細胞の複製及び／又は細胞融合が起こり（Ｍｕｌｌｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ｏｆ ｎｏｎ−ｃａｒｄｉａｃ ｏｒｉｇｉｎ ｉｎ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｂｉｏｐｓｉｅｓ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｈｅａｒｔｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：３１−３５， ２００２； Ｂｅｌｔｒａｍｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｔｈａｔ ｈｕｍａｎ ｃａｒｄｉａｃ ｍｙｏｃｙｔｅｓ ｄｉｖｉｄｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” ＴＶ． Ｅｎｇｌ Ｊ． Ｍｅｄ． ４４：１７５０−５７， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、常在する心臓「予備」細胞が、損傷した心筋を「自己再生」する場合があることが示唆されている。心筋を自己再生する能力は、臨床効果がなく、又少なくとも操作上、一般的に成人心筋は、筋細胞の死後、それ自身を再生できないと考えられている。細胞ベースの治療法又は細胞心筋形成術は、例えば骨格筋芽細胞（衛星細胞）、骨髄由来の間充織幹細胞、胚幹細胞、胎児心筋等の未成熟細胞を、病変した心臓に投与する技術を意味し、これらの細胞は何れも、梗塞した心筋内に構造的に及び機能的に組み込まれる場合がある（Ｃｈｉｕ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ： ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｃｅｌｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６０：１２−１８， １９９５； Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３； Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２； Ｄｏｒｆｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｉｓｓｕｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｗｉｔｈ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１６：７４４−５１， １９９８； Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８； Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ− ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４； Ｊａｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ａｔｔｅｎｕａｔｅｓ ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０３：１９２０−２７， ２００１； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｏｒ ｆｕｓｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｃａｒｄｉａｃ ａｎｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｕｓｃｌｅ ｃｅｌｌｓ” Ｃｉｒｃ． Ｒｅｓ． ９４（６）：ｅ５６−６０， ２００４； ＭｃＣｏｎｎｅｌｌ ｅｔ． ａｌ． “Ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｗｉｔｈ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）； Ｋｅｓｓｌｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｃｅｌｌ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｉｎｔｏ ｈｅａｒｔ ｍｕｓｃｌｅ： ｃｅｌｌｕｌａｒ ｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ６１：２１９−４２， １９９９； Ｙｏｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｅａｒｔ ｃｅｌｌ ｔｒａｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｈｅａｒｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎｉｎ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｈａｍｓｔｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０２（１９ Ｓｕｐｐｌ ３）：ＩＩＩ２０４−９， ２０００； Ｋｏｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｔａｂｌｅ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｇｒａｆｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｈｅａｒｔｓ ｏｆ ｄｙｓｔｒｏｐｈｉｃ ｍｉｃｅ ａｎｄ ｄｏｇｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９６（４）：２０３４−４２， １９９５； Ｋｌｕｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｎｇ ｅｍｂｒｏｎｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒｍ ｓｔａｂｌｅ ｉｎｔｒａｃａｒｄｉａｃ ｇｒａｆｔｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． ９８（ｌ）：２１６−２４， １９９６； Ｊａｃｋｓｏｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｃａｒｄｉａｃ ｍｕｓｃｌｅ ａｎｄ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｕｍ ｂｙ ａｄｕｌｔ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． １０７（１１）：１３９５−４０２， ２００１； Ｋｏｃｈｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｈｕｍａｎ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｄｅｒｉｖｅｄ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ ｐｒｅｖｅｎｔｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ， ｒｅｄｕｃｅｓ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ７：４３０−４３６， ２００１； Ｋａｍｉｈａｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｖｉａ ｓｉｄｅ ｓｕｐｐｌｙ ｏｆ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ， ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｌｉｇａｎｄｓ， ａｎｄ ｃｙｔｏｋｉｎｅｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４：１０４６−１０５２， ２００１； Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ａｄｕｌｔ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｐａｉｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｓ ｉｎ ｍｉｃｅ” Ａｎｎ． Ｎ． Ｙ， Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ９３８：２２１−２９， ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ ２２９−３０， ２００１； Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｐａｉｒ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｈｅａｒｔ， ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｒｖｉｖａｌ” Ｐｒｏｃ． Ｎａｔｌ． Ａｃａｄ． ＳｃＩ ＵＳＡ ９８：１０３４４−９， ２００１； Ｂａｌｓａｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｍａｔｕｒｅ ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｆａｔｅｓ ｉｎ ｉｓｃｈａｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ４２８（６９８３）：６６８−７３， ２００４； Ｒｅｉｎｅｃｋｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｔｏｌｌ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｇｒａｆｔｉｎｇ： ａ ｒｅｍｉｎｄｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｉｍｐｏｒｔａｎｃｅ ｏｆ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｂｉｏｌｏｇｙ” Ｊ． Ｍｏｌ． Ｃｅｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌｏｇｙ ３４：２５１−２５３， ２００２； Ｐｅｒｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７：２２９４−２３０２， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。移植細胞は、通常、自己回収され、培地内で増量され、おそらく生存する筋細胞及び／又は血管によって心筋瘢痕の領域を「再配置」させる。細胞心筋形成術は、多数の試験にて、一般的に心室機能を１０〜３０％改善するという結果が示されている。

細胞移植の一つの限界は、局所虚血の影響、機械的ストレス、並びにリンパ管及び細静脈を介した早期の（移植から１〜５時間後）細胞損失を含む数個の機序により、多くの細胞が移植を生き残ることができないことである（下の表３参照）（Ｇｒｏｓｓｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｃｏｍｐｌｅｔｅ Ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ Ｄｉｒｅｃｔ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ Ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ” Ｃａｔｈｅｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｉｎｔｅｒｖｅｎｔｉｏｎｓ ５５：３９２−３９７， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。

＊ 組織試料中に保持された注入細胞１１０，６００，０００個における割合
多数の細胞移植試験では、移植細胞の沈着は非常に少なく、通常、移植片生存率は＜１％であることが見出されているため、代替的に、細胞移植による改善は、移植細胞の血管新生の潜在力に関連することが仮定されている（Ｋｏｃｈｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｈｕｍａｎ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｄｅｒｉｖｅｄ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ ｐｒｅｖｅｎｔｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ， ｒｅｄｕｃｅｓ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ７：４３０−４３６， ２００１； Ｋａｍｉｈａｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌｓ ｉｎｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｖｉａ ｓｉｄｅ ｓｕｐｐｌｙ ｏｆ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ， ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｌｉｇａｎｄｓ， ａｎｄ ｃｙｔｏｋｉｎｅｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４：１０４６− １０５２， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。数人の研究者は、細胞に血管新生メディエーターをトランスフェクトし、又は移植と同時に両方を投与したが、細胞死に対抗するこれら戦略による血管発達及び灌流増大のスケジュールにより、この手法では前処置戦略が好ましいことが示唆される。これらの考察と一致して、又本発明者等の、梗塞心筋の血管新生「予備脈管化」の利点の発見により（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）、又抗アポトーシス機序の活性化も、心筋瘢痕内に移植された細胞の生存率及び機能的利益を高め得る証拠（Ｆｕｊｉｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｋｔ ｐｒｏｍｏｔｅｓ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ａｎｄ ｐｒｏｔｅｃｔｓ ａｇａｉｎｓｔ ｉｓｃｈｅｍｉａ ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ｉｎｊｕｒｙ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｕｓｅ ｈｅａｒｔ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０１ ：６６０−６７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）により、本発明者等は、この手法の有効性が前臨床試験で確認されていることを条件として、ＶＥＧＦ前処置戦略を臨床試験に使用する。

自己骨格筋芽細胞
齧歯類及び兎での動物試験では、骨格筋芽細胞の心筋瘢痕領域内への移植後、左心室性能の改善が示された（ＬＶＥＦ、最大圧、前負荷動員一回仕事量）、（Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８；本明細書に参考として組み入れられている）。Ｇｈｏｓｔｉｎｅ及び同僚は、左回旋枝冠動脈梗塞後に筋芽細胞を移植した羊は、ＬＶ機能が対照動物と比較して良好であることを示した（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。骨格筋芽細胞移植は、筋芽細胞注入から４ヶ月後の梗塞羊において、心エコー検査及び組織ドップラー法で測定して、ＬＶ容量の増大を減衰させ（ＭｃＣｏｎｎｅｌｌ ｅｔ． ａｌ． “Ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｗｉｔｈ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）；本明細書に参考として組み入れられている；図５参照）、心筋壁の運動数及び心筋の速度勾配を改善する（Ｇｈｏｓｔｉｎｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｌｏｎｇ−ｔｅｒｍ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｒｅｇｉｏｎａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ１３１−６， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。

胎児骨格筋芽細胞を使用したラットにおける最近の証拠は、十分数の筋芽細胞が経壁的に瘢痕内に移植された場合に、ＬＶの形状が有利な影響を受ける可能性があることを示唆している（Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。Ｔａｍｂａｒａ等（“Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）は、心室拡張（心エコー検査で測定した拡張末期寸法）は、最大数の移植細胞（５．０×１０^７細胞）の注入により、用量依存的に逆転したことを示した。Ｔａｍｂａｒａ等は又、心エコー検査により、これら大量の細胞移植の遅発的な拡張収縮（ｌａｔｅ ｄｉａｓｔｏｌｉｃ ｃｏｎｔｒａｃｔｉｏｎ）の存在を用量依存的に示し、得られた筋線維収縮が、心臓周期と結合していない可能性があるが、受動的に収縮し、又は拡張末期において「伸張に応答」する場合があることを示唆した（Ｔａｙｌｏｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｎｇ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． ４（８）：９２９−３３， １９９８；本明細書に参考として組み入れられている）。しかしながら、これら比較的小さい動物モデルにて報告された陽性作用が、重篤な末期ＣＨＦを有する患者に適用できることを理解するための血液動態データは十分に存在していない。更に、胎児組織へのアクセスに問題があるため、これら試験のドナー源及び移植筋芽細胞開発上の起源（胎児）が、その臨床的応用を制限している。

ヒト自己骨格筋芽細胞（ＡＳＭ）移植は、欧州及び米国の両方で実施されている。Ｍｅｎａｓｈｅ等（“Ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｌａｎｃｅｔ ３５７：２７９−８０， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）は、２００１年に、最初に、付随する冠動脈バイパス術（ＣＡＢＧ）を受けた患者に対するＡＳＭ移植を報告した。経胸壁心エコー検査（ＴＴＥ）及びポジトロン断層法（ＰＥＴ）により、以前に瘢痕化した２２個の心筋分節（ＡＳＭ注入を伴うＣＡＢＧ）のうち１４個に、術後機能の局所的な改善が示された。欧州における最初の第一相試験（２００３）は、冠動脈血行再建の候補者であると評価され及び見出されたＬＶＥＦ＜３５％の１０人の患者について報告した（Ｍｅｎａｓｃｈｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ ｐｏｓｔｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：１０７８−８３， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。これらの患者は、ＣＡＢＧ時に、同時に約８７万個の自己骨格筋芽細胞を移植された。ＬＶＥＦは、ＡＳＭ移植及びＣＡＢＧ後、平均で２４％から３２％に改善した。局所的な壁機能の、盲検による心エコー評価では、移植した瘢痕の６３％が改善された。

３つの米国ＦＤＡ第一相多施設共同臨床試験（Ｔｈｅ Ｏｈｉｏ Ｓｔａｔｅ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ａｒｉｚｏｎａ Ｈｅａｒｔ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ， Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃａｌｉｆｏｒｎｉａ ａｔ Ｌｏｓ Ａｎｇｅｌｅｓ， Ｔｅｍｐｌｅ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ｃｌｅｖｅｌａｎｄ Ｃｌｉｎｉｃ Ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ， Ｌｉｎｄｎｅｒ Ｈｅａｒｔ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｅｒ， Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｍａｒｙｌａｎｄ， ＢｒｙａｎＬＧＨ Ｈｅａｒｔ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ， 及び Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｍｉｃｈｉｇａｎ）も又、自己骨格筋芽細胞移植、及びＣＡＢＧ又は左心室補助装置（ＬＶＡＤ）移植を受けた患者を試験した（Ｄｉｂ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓａｆｅｔｙ ａｎｄ ｆｅａｓｉｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｕｎｄｅｒｇｏｉｎｇ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｂｙｐａｓｓ ｇｒａｆｔｉｎｇ： ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−４６３， ２００２；本明細書に参考として組み入れられている）。米国第一相試験の結果も又、ＮＹＨＡクラスの有意な低下、ＰＥＴによる心筋灌流及び代謝活性の改善、並びに同時のＣＡＢＧを受けている患者の心臓ＭＲＩによる、１０人のうち３人の患者の心筋壁厚の増大を示した。６人の患者が、左心室補助装置（ＬＶＡＤ）移植時に、ＡＳＭ注入を受けた（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１：８７９−８８８， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。注入から１９１日後になって、外植した５つの心臓のうち４つにおいて、生存骨格筋線維の組織学的同定が可能であり、一つの外植心臓にて新しい血管内皮の組織学的証拠が明らかとなった（ＣＤ３１）（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ． Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ２００３， ４１ ： ８７９−８８８；本明細書に参考として組み入れられている）。

幹細胞
幹細胞は、自己再生能力を有し、複数の細胞系譜にトランス分化する能力を有する細胞として定義されている（Ｖｅｒｆａｉｌｌｉｅ， “Ａｄｕｌｔ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ： ａｓｓｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ｃａｓｅ ｆｏｒ ｐｌｕｒｉｐｏｔｅｎｃｙ” Ｔｒｅｎｄｓ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｌ． １２：５０２−５０８， ２００２； Ｏｒｋｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｔｅｍ−ｃｅｌｌ ｃｏｍｐｅｔｉｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１８：２５−２７， ２００２； Ａｎｄｅｒｓｏｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｎ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｃｒｏｓｓ ｌｉｎｅａｇｅ ｂｏｕｎｄａｒｉｅｓ？” Ｎａｔ Ｍｅｄ． ４：３９３−９５， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。幹細胞療法は、高い確率で筋芽細胞前駆体との組み合わせで、又は分化を誘導する場合は単独で、心筋瘢痕の再生に関する興味深く又刺激的な可能性を提供する。

最近の研究において、全骨髄内の未分化幹細胞は、多大な機能的柔軟性を有することが示唆されている。骨髄移植後、ドナー由来の幹細胞は、骨格筋（Ｆｅｒｒａｒｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｕｓｃｌｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｂｙ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ−ｄｅｒｉｖｅｄ ｍｙｏｇｅｎｉｃ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ” Ｓｃｉｅｎｃｅ． ２７９：１５２８−３０， １９９８； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、心筋（Ｂｉｔｔｎｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｃｒｕｉｔｍｅｎｔ ｏｆ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ−ｄｅｒｉｖｅｄ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ｓｋｅｌｅｔａｌ ａｎｄ ｃａｒｄｉａｃ ｍｕｓｃｌｅ ｉｎ ａｄｕｌｔ ｄｙｓｔｒｏｐｈｉｃ ｍｄｘ ｍｉｃｅ” Ａｎａｔ． Ｅｍｂｒｙｏｌ． １９９（５）：３９１−６， １９９９；本明細書に参考として組み入れられている）、肝臓胆管（Ｌａｇａｓｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｕｒｉｆｉｅｄ ｈｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｃａｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｅ ｉｎｔｏ ｈｅｐａｔｏｃｙｔｅｓ ｉｎ ｖｉｖｏ” Ｎａｔ． Ｍｅｄ． １１：１２２９−３４， ２０００； Ｐｅｔｅｒｓｅｎ “Ｈｅｐａｔｉｃ ’ｓｔｅｍ’ ｃｅｌｌｓ： ｃｏｍｉｎｇ ｆｕｌｌ ｃｉｒｃｌｅ” Ｂｌｏｏｄ Ｃｅｌｌｓ Ｍｏｌ． Ｄｉｓ． ２７（３）： ５９０−６００， ２００１ ； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）、及び血管内皮（Ａｓａｈａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｕｔａｔｉｖｅ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ｓｃｉｅｎｃｅ ２７５：９６４−６７， １９９７； Ｓｃｈａｔｔｅｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｌｏｏｄ−ｄｅｒｉｖｅｄ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅ ｂｌｏｏｄ−ｆｌｏｗ ｒｅｓｔｏｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｄｉａｂｅｔｉｃ ｍｉｃｅ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． １０６：５７１−８， ２０００； Ａｓａｈａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｏｒｉｇｉｎ ｏｆ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒ ｃｅｌｌｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｐｏｓｔｎａｔａｌ ｖａｓｃｕｌｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｐａｔｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ” Ｃｉｒｃ． Ｒｅｓ． ８５（３）：２２１−８， １９９９； Ｓｈｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｏｒ ｃｉｒｃｕｌａｔｉｎｇ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ−ｄｅｒｉｖｅｄ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｃｅｌｌｓ” Ｂｌｏｏｄ ９２（２）：３６２−７， １９９８； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）等の多様な非造血組織内に見出されている。研究者等は、免疫蛍光法を使用して、これら骨髄由来の未分化細胞が、心筋に特異的なマーカーを発現する分化を経ていることを確立した（Ｏｒｌｉｃ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ａｄｕｌｔ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ｒｅｐａｉｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｓ ｉｎ ｍｉｃｅ” Ａｎｎ． ＮＹ Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ９３８：２２１−２９， ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ ２２９−３０， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。最近、これらの結果は、骨髄由来の前駆細胞が局所細胞との細胞融合に供されることを示すことによりチャレンジされている。従って、これらの細胞は、心筋に関する特性を含む、マーカーの組み合わせを発現する傾向がある（Ｏｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｒｄｉａｃ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒ ｃｅｌｌｓ ｆｒｏｍ ａｄｕｌｔ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ： ｈｏｍｉｎｇ， ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ， ａｎｄ ｆｕｓｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｐｒｏｃ． Ｎａｔｌ Ａｃａｄ． Ｓｃｉ． ＵＳＡ １００（２１）：１２３１３−１８， ２００３； Ｔｅｒａｄａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｔｈｅ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｏｆ ｏｔｈｅｒ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ｓｐｏｎｔａｎｅｏｕｓ ｃｅｌｌ ｆｕｓｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ ４１６（６８８０）：５４２− ４５， ２００２； Ｙｅｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｐｅｒｉｐｈｅｒａｌ ｂｌｏｏｄ ＣＤ３４＋−ｅｎｒｉｃｈｅｄ ｃｅｌｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｉｎｔｏ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅｓ， ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｃｅｌｌｓ， ａｎｄ ｓｍｏｏｔｈ ｍｕｓｃｌｅ ｃｅｌｌｓ ｉｎ ｖｉｖｏ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８（１７）：２０７０−７３， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

最近では、多能性の骨髄由来の前駆細胞の心筋損傷部位における最終目的地の測定に、免疫蛍光法ではなく、より信頼性のある遺伝子法が使用されている。この実験は、心筋損傷のマウスモデルにおいて、骨髄由来の前駆細胞が、直接心筋に至る低いレベルのトランス分化を経ることを示している（Ｂａｌｓａｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｍａｔｕｒｅ ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｆａｔｅｓ ｉｎ ｉｓｃｈａｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ４２８（６９８３）：６６８−７３， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。更に、１０日後、虚血性心筋内にて移植細胞Ｌｉｎ⁻、ｃ−ｋｉｔ^＋集団が検出されたが、３０日までには、細胞は殆ど検出されず、その殆どは造血マーカーＣＤ４５を発現し、移植された前駆細胞の最終的な運命は、造血であることが示唆された（Ｂａｌｓａｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ａｄｏｐｔ ｍａｔｕｒｅ ｈａｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃ ｆａｔｅｓ ｉｎ ｉｓｃｈａｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ４２８（６９８３）：６６８−７３， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。

内皮前駆体細胞（ＥＰＣ）として公知の細胞は、虚血性心筋の処置に最も期待できる可能性を有する。表現型マーカーＣＤ３４⁻ＣＤ１３３^＋ＣＤ７⁻系譜⁻（ｌｉｎ⁻）を保有するＥＰＣ細胞は、ＣＤ３４＋細胞と比較してより原始的であると想定され、従って非造血潜在力、及び筋原性の系譜にトランス分化する能力を付与されている可能性がある（Ｇａｌｌａｃｈｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｏｖｅｌ ｃｉｒｃｕｌａｔｉｎｇ ｈｕｍａｎ ｅｍｂｒｙｏｎｉｃ ｂｌｏｏｄ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ” Ｂｌｏｏｄ ９６（５） −．１７４０−４７， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）。更に、胚血管芽細胞の表現型的及び機能的特性（ＣＤ３４^＋、ＣＤ１１７^＋、ＶＥＧＦＲ−２^＋、ＡＣ１３３^＋、ＧＡＴＡ−２^＋）を伴う内皮前駆細胞を注入すると、梗塞領域内で新しい血管の形成、及び血管の増殖（血管新生）が直接誘導される（Ｋｏｃｈｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｈｕｍａｎ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｄｅｒｉｖｅｄ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔｓ ｐｒｅｖｅｎｔｓ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ， ｒｅｄｕｃｅｓ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ ７：４３０−４３６， ２００１；本明細書に参考として組み入れられている）。ヌードマウス急性梗塞モデル内でのヒト骨格筋芽細胞とＣＤ１３３^＋幹細胞との比較により、ＬＶ機能の改善に関して同様の結果が示された（Ａｇｂｕｌｕｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｓｋｅｌｅｔａｌｍｙｏｂｌａｓｔｓ ａｎｄ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ−ｄｅｒｉｖｅｄ ＣＤ １３３＋ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｉｎｆｒａｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ” ＪＡＣＣ ４４：４５８−４６３；本明細書に参考として組み入れられている）。

未精製単核骨髄細胞縣濁液は、多くの白血球及びそれらの前駆細胞を含み、これらは主に局所炎症を誘導して、実際の幹細胞の影響を僅かなものにする場合がある。その代わり、本発明者等は、癌及び心疾患に関連した臨床試験に使用されている臨床的に入手可能な技術及び方法を使用して精製した幹細胞縣濁液を利用する。現在、骨髄幹細胞、抗ＣＤ３４及び抗ＣＤ１３３抗体の臨床的選択には、２種のモノクローナル抗体が使用できる。これら抗体の、豚細胞との交差反応性が確認されており（Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ， Ｃｈｉｃａｇｏ， ＩＩＩ）、又、本発明者等の研究室での予備データは、羊骨髄細胞との交差反応性の裏付けとなる。これらの羊細胞が、トランス分化を伴う未成熟系譜細胞を表すか否かの研究が、現在進行中である。

ＣＤ３４^＋ヒト骨髄細胞の約１％〜２％は、ＣＤ１３３^＋抗原も発現し、ＣＤ１３３^＋細胞の７０〜８０％は、ＣＤ３４^＋である。ＣＤ１３３^＋骨髄細胞集団は、小さい割合のクローン原性細胞を含み、これらは血管新生を誘導する非常に高い潜在性を有する（Ｐｅｉｃｈｅｖ， ｅｔ． ａｌ．， “ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ＶＥＧＦＲ−２ ａｎｄ ＡＣ１３３ ｂｙ ｃｉｒｃｕｌａｔｉｎｇ ｈｕｍａｎ ＣＤ３４（＋） ｃｅｌｌｓ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｓ ａ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｐｒｅｃｕｒｓｏｒｓ” Ｂｌｏｏｄ ９５：９５２−５８， ２０００； Ｒｅｙｅｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｏｒｉｇｉｎ ｏｆ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ ｉｎ ｈｕｍａｎ ｐｏｓｔｎａｔａｌ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ” Ｊ． Ｃｌｉｎ． Ｉｎｖｅｓｔ． １０９：３３７−４６， ２００２； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。ＣＤ１３３^＋／ＣＤ３４⁻サブ集団が、間葉及び他の非造血系譜に分化する潜在力を有する多能性幹細胞を含むことが、益々証明されている（Ｂｈａｔｉａ， ｅｔ． ａｌ．， “ＡＣ１３３ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｈｕｍａｎ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ” Ｌｅｕｋｅｍｉａ １５：１６８５−８８， ２００１； Ｋｕｃｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｎｏｖｅｌ ｃｌａｓｓ ｏｆ ｈｕｍａｎ ａｄｈｅｒｅｎｔ ＣＤ３４− ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｔｈａｔ ｇｉｖｅ ｒｉｓｅ ｔｏ ＳＣＩＤ−ｒｅｐｏｐｕｌａｔｉｎｇ ｃｅｌｌｓ” Ｂｌｏｏｄ １０１：８６９−７６， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。従って、精製したＣＤ１３３^＋細胞縣濁液を単離することは、現在、臨床設定において、多能性成人幹細胞の集団を採取するに最も有効な方法である。臨床試験で達成された細胞数（５００万までのＣＤ１３３^＋細胞）は、他の細胞型と比較すると少なく思われる場合があるが、これが増殖性の高い細胞の精製集団であることを念頭に置く必要がある。それに比べて、他の群が臨床試験において数億個の非選択単核骨髄細胞を使用した一方、これら細胞の１％未満が、潜在的に多能性幹細胞である。これらの観察は、ＣＤ１３３^＋骨髄細胞の使用の裏付けとなる。

治療的血管新生−細胞ベースの戦略
血管新生は、虚血に対する自然の重大な応答である新しい血管の形成の生物学的プロセスであり、例えば悪性新生物の血管新生等の病理学的過程の重要な成分である（Ｓｃｈｏｔｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒｓ ａｎｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｒｅｓ． ２７：１１５５−１１６１， １９９３； Ｐｉｅｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｂｌｏｏｄ ｓｕｐｐｌｙ ｔｏ ｔｈｅ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ａｔ ｒｉｓｋ ｉｎ ｈｕｍａｎ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ： ａ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｐｏｓｔｍｏｒｔｅｍ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． １１ ：１２９０−１２９， １９８８； Ｋｌａｇｓｂｕｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｓ ｏｆ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ａｎｎｕ． Ｒｅｖ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ５３：２１７−２３， １９９１； Ｌｅｅ， ｅｔ． ａｌ．， “ＶＥＧＦ ｇｅｎｅ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｔｏ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ． Ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｕｎｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０２：８９８−９０１， ２０００； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。血管新生分子は、血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）及び塩基性線維芽細胞増殖因子として公知の分子のファミリーを形成する（Ｓｃｈｏｔｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒｓ ａｎｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｒｅｓ． ２７：１１５５−１１６１， １９９３；本明細書に参考として組み入れられている）。これらメディエーターが血管新生の役割を果たすという証拠は、メディエーター誘導による内皮細胞増殖、移動、及び分解を示すｉｎ ｖｉｔｒｏでの試験；高度に脈管化された組織及び虚血部位内でのこれらメディエーター及びその関連する受容体の上方調節を示す組織検査；これらメディエーターの虚血性組織に対するｉｎ ｖｉｖｏでの投与後の新血管形成の証明；並びにこれらメディエーター及び／又はその機能を阻害する分子の投与による異常な新血管形成の抑制を含む、数個の源に由来する（Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８； Ｓｃｈａｌｃｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｄｅｎｏｖｉｒａ− ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ＶＥＧＦｌ ２１ ｃＤＮＡ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｅｘｅｒｃｉｓｅ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｎｏｎ−ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｓｔａｔｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：５３５−５４０， ２００４； Ｌｅｏｔｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｉｎ ａ ｐａｃｉｎｇ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｃｏｎｇｅｓｔｉｖｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２３：１１０１−１１１３， ２００２； Ｓｃｈａｌｃｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｏｍｏｚｙｇｏｕｓ ｄｅｌｅｔｉｏｎ ｏｆ ＥＧＲ−Ｉ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｌｉｍｂ ｉｓｃｈｅｍｉａ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｌｉｇａｔｉｏｎ： ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｏｒ ａ ｃｅｎｔｒａｌ ｒｏｌｅ ｆｏｒ ＥＧＲ−Ｉ ｉｎ ｖａｓｃｕｌａｒ ｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）； Ｆｒｅｅｄｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｆｏｒ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ” Ａｎｎ． Ｉｎｔｅｒｎ． Ｍｅｄ． １３６：５４−７１， ２００２； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

この虚血に対する内在性応答は、多くの場合不完全であるため、血管新生を誘導することが公知の外来性増殖因子、前駆細胞、又は処理細胞の投与（Ａｓｋａｒｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ， ｂｕｔ ｎｏｔ ｄｉｒｅｃｔ， ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ” ＪＡＣＣ ４３：１９０８−１４， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）が、虚血性組織の再灌流を「治療的に」高めるために使用されている（Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８； Ｓｃｈａｌｃｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ＶＥＧＦ１２１ ｃＤＮＡ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｅｘｅｒｃｉｓｅ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｎｏｎ−ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｓｔａｔｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：５３５−５４０， ２００４； Ｌｅｏｔｔａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃａｒｄｉａｃ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｉｎ ａ ｐａｃｉｎｇ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｃｏｎｇｅｓｔｉｖｅ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２３：１１０１−１１１３， ２００２； Ｓｃｈａｌｃｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｈｏｍｏｚｙｇｏｕｓ ｄｅｌｅｔｉｏｎ ｏｆ ＥＧＲ−Ｉ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｌｉｍｂ ｉｓｃｈｅｍｉａ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｌｉｇａｔｉｏｎ： ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｏｒ ａ ｃｅｎｔｒａｌ ｒｏｌｅ ｆｏｒ ＥＧＲ−Ｉ ｉｎ ｖａｓｃｕｌａｒ ｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）； Ｆｒｅｅｄｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｆｏｒ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ” Ａｎｎ． Ｉｎｔｅｒｎ． Ｍｅｄ． １３６：５４−７１， ２００２； Ｓｕｚｕｋｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ −ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４［ｓｕｐｐｌ Ｉ］ −．１−２０７−１−２１２， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。更に、慢性遺伝子導入ベクターにより誘導される増殖因子の発現の延長された上方調節は、病的な血管腫形成を誘導することが示されており（Ｌｅｅ， ｅｔ． ａｌ．， “ＶＥＧＦ ｇｅｎｅ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｔｏ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ． Ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｕｎｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０２：８９８−９０１， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）、これはアデノウイルスベクターにより提供される過渡的な増殖因子の発現には当て嵌らない。加えて、マウスにおいて、急性梗塞前のＶＥＧＦ前処置と、その後の筋原性前駆体の注入は、筋芽細胞の生存率を高め、より良好な機能的結果に移行することが示されている（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｄｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。

ＶＥＧＦ
ＶＥＧＦ−Ａ（ＶＥＧＦ）は、構造的及び機能的に関連したポリペプチドのファミリーの原型メンバーである（Ｆｅｒｒａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎｓ” Ｅｎｄｏｃｒ． Ｒｅｖ． １３：１８−３２， １９９２； Ｈｏｕｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｆａｍｉｌｙ： ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｆｏｕｒｔｈ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｓｐｌｉｃｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ ”Ｍｏｌ． Ｅｎｄｏｃｒｉｎｏｌ． ５：１８０６−１８１４， １９９１； Ｌｅｕｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｉｓ ａ ｓｅｃｒｅｔｅｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｍｉｔｏｇｅｎ” Ｓｃｉｅｎｃｅ ２４６：１３０６−１３０９， １９８９； Ｇｏｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｙｎｅｒｇｉｓｔｉｃ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ａｎｄ ｂａｓｉｓ ｆｉｂｒｏｂｌａｓｔ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｏｎ ｔｈｅ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｏｒｄ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｖｉｎｅ ｃａｐｉｌｌａｒｙｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｃｅｌｌｓ ｗｉｔｈｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｇｅｌｓ” Ｌａｂ． Ｉｎｖｅｓｔ． ６９：５０００８−５１７， １９９３； Ｄｖｏｒａｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｖａｓｃｕｌａｒ ｐｅｒｍｅａｂｉｌｉｔｙ ｆａｃｔｏｒ／ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ， ｍｉｃｒｏｖａｓｃｕｌａｒ ｈｙｐｅｒｐｅｒｍｅａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐａｔｈｏｌ． １４６：１０２９−１０３９， １９９５）。ＶＥＧＦは、一次ｍＲＮＡ転写産物の交互のスプライシングにより形成された、少なくとも４つの異なる種として存在する１４ｋｂ、８エクソン遺伝子によりコードされるヘパリン結合糖タンパク質である。これらのうち、１２１残基及び１６５残基アイソフォームは、最も豊富であり、又等価な効能を有すると思われる。ＶＥＧＦは、その細胞型に対して高い親和性を有する２つのチロシンキナーゼ受容体のほぼ完全な局在化により、内皮細胞に特異的な分裂促進因子であると考えられる（Ｆｏｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｏｌｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆｌｔ−１ ｒｅｃｅｐｔｏｒ ｔｙｒｏｓｉｎｅ ｋｉｎａｓｅ ｉｎ ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ ｔｈｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｏｆ ｔｈｅ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｕｍ” Ｎａｔｕｒｅ ３７６：６６−７０， １９９５；本明細書に参考として組み入れられている）。多数のデータが、ＶＥＧＦ及びＶＥＧＦ受容体の発現を、正常な生物学的及び病理学的プロセスの両方に関連付けている。ＶＥＧＦは、その組織再灌流における役割に関連して、心筋及び血管平滑筋細胞を含む種々の細胞型により発現されることが証明されており、又虚血により特定の酸素／ＶＥＧＦ遺伝子内のヘムタンパク質応答要素を介して過渡的に上方調製されることが証明されている。この強力な血管新生の、臨床上天然に存在する活性、その相対的な内皮選択性（比較的選択性が低い分裂促進因子は、線維症及び／又は内膜肥大の危険性をもたらす）、その走化性の特性、証明されたＶＥＧＦのｉｎ ｖｉｖｏでの強力な血管新生誘導能力は、目下の試験におけるＶＥＧＦの使用の根底をなしている。

遺伝子導入
遺伝子導入は、基本的に、特定のタンパク質をコードするＤＮＡ配列である遺伝子を、宿主標的細胞に送達し、それにより該細胞は、導入されたＤＮＡ配列によりコードされる興味あるタンパク質を生産するように指示される薬物療法を説明している（Ｎａｂｅｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ａｎｄ ｖａｓｃｕｌａｒ ｄｉｓｅａｓｅ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｒｅｓ． ２８：４４５−４５５， １９９４； Ｉｍｒａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ： ａ ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ” Ｃａｒｄｉｏｌｏｇｙ １０１：１３１−１４３， ２００４； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。血管新生誘導に関連して、遺伝子導入ベクターの単回投与は、使用する遺伝子導入ベクターに応じて、新生血管系の形成及び灌流の増大が誘導されるに十分な種々の期間で、増殖因子発現を提供できることが証明されている（Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８； Ｓｃｈａｌｃｈ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ− ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ＶＥＧＦ１２１ ｃＤＮＡ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｅｘｅｒｃｉｓｅ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｎｏｎ−ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｓｔａｔｅ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：５３５−５４０， ２００４； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。動物及びヒトにおける血管新生遺伝子導入試験の大多数は、遺伝子導入ベクターとして、プラスミド又は複製欠損型アデノウイルス（Ａｄ）を使用している。アデノ関連ウイルス又はレトロウイルスに基づく構造は、調節可能なプロモーターと伴に、又は伴わずに、Ａｄベクターと比較して長期の導入遺伝子発現を提供することができ、それ故、目下の試験には有利である場合がある。

アデノウイルスは、３６ｋｂの直線状の二本鎖ＤＮＡゲノムと、キャプシドタンパク質で包囲されたコアタンパク質とを含むＤＮＡウイルスである。４９個のヒトＡｄ血清型のうち、副群Ｃウイルス、タイプ２及び５は、殆どの遺伝子導入ベクターの基礎である。ウイルス性ゲノムのＥ１ａ配列を削除して、興味ある外来遺伝子を適切なプロモーターと伴に挿入することによって、ウイルスを、興味あるｃＤＮＡを標的細胞又は組織に導入可能な複製欠損型ベクターに形成することができる。アデノウイルス（Ａｄ）ベクターは、治療的血管新生のために、ＶＥＧＦ遺伝子の送達を理想的なものとする特性を有している。Ａｄベクターは、より高い力価で生成されることができ、複製する及び複製しない細胞に遺伝子情報を効率的に導入することができる。最も重要な点として、Ａｄベクターは、遺伝子を心血管系組織に導入するのに有効であり、ここで遺伝子は少なくとも１週間、高いレベル発現される（Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ− ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｍｅ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８；本明細書に参考として組み入れられている）。これは、タンパク質の非常に短い半減期と比較すると顕著な利点であるが、ＶＥＧＦｃＤＮＡの発現が長期に渡る場合に起こり得る、標的組織内での過剰な血管新生の誘起の危険性を有さないと思われる（Ｌｅｅ， ｅｔ． ａｌ．， “ＶＥＧＦ ｇｅｎｅ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｔｏ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ． Ｄｅｌｅｔｅｒｉｏｕｓ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｕｎｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０２：８９８−９０１， ２０００；本明細書に参考として組み入れられている）。従って、Ａｄベクター機能により染色体表面位置に導入された新たな遺伝子は、挿入的変異誘発、及び標的細胞の遺伝子型の永久な改変の危険性を排除する。対照的に、アデノ関連ウイルス及びレトロウイルスベクターは、外来遺伝子を標的細胞の染色体内に一体化するため、血管新生刺激を、それが必要とされた後も、不適切に供給する危険性を有する。

Ａｄ仲介による血管新生遺伝子の導入後の、持続する、機能的に有意な血管新生及び組織灌流刺激が、多数の関連モデルにて証明されており、その結果多数の第Ｉ／ＩＩ相臨床試験が実施されている（Ｉｍｒａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ： ａ ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ” Ｃａｒｄｉｏｌｏｇｙ １０１ ：１３１−１４３， ２００４； Ｌｅｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｃａｒｄｉａｃ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ： ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｏｆ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｆｔｅｒ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｃａｓｓｅｔｔｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｃｏｒｔｉｃｏｓｔｅｒｏｉｄ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｅｌｅｍｅｎｔ ｐｒｏｍｏｔｅｒｓ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１８：２６−３５， １９９９； Ｌｅｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｆｏｃａｌ ａｎｇｉｏｇｅｎ ｔｈｅｒａｐｙ ｕｓｉｎｇ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｃｏｄｉｎｇ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ６９：１４−２４， ２０００； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ： Ｐｈａｓｅ Ｉ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦｌ ２１ ｃＤＮＡ ｔｏ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｗｉｔｈ ｃｌｉｎｉｃａｌｌｙ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｓｅｖｅｒｅ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００：４６８−４７４， １９９９； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｉｘ−ｍｏｎｔｈ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ａ Ｐｈａｓｅ Ｉ ｔｒｉａｌ ｏｆ ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ｕｓｉｎｇ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦ１２１ ｃＤＮＡ” Ａｎｎ． Ｓｕｒｇ． ２３０：４６６−７２， １９９９； Ｍａｇｏｖｅｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｄｉｒｅｃｔ ｉｎ ｖｉｖｏ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｔｏ ｃａｎｉｎｅ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ａ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎ−ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｓｕｒｇ． ６２：４２５−４３４， １９９６； Ｍａｇｏｖｅｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｇｉｏｎａｌ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｉｎ ｎｏｎ−ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｔｉｓｓｕｅ ｂｙ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ” Ｈｕｍ． Ｇｅｎｅ Ｔｈｅｒ． ８：２１５−２２７， １９９７； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

細胞ベースの治療法の心臓への経皮送達の使用
心筋投与は、遺伝子情報の心筋への物理的送達に提案される戦略である。心筋への遺伝子導入の最も直接的な方法は、心外膜又は心内膜内への直接注入によるものである。細胞及び遺伝子導入ベクターの外科的心外膜送達は、例えば注入部位の直接可視化、及び接線方向の送達等の多数の利点を与えるが、以下の理由から、非外科的手法が、最良の送達様式であることが証明される場合がある。第一に、カテーテル送達は、細胞及びアデノベクターの心筋へ正確に送達に繋がることが既に示されている（Ｇｒｏｓｓｍａｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｎｃｏｍｐｌｅｔｅ Ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ Ｄｉｒｅｃｔ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ Ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ” Ｃａｔｈｅｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｉｎｔｅｒｖｅｎｔｉｏｎｓ ５５：３９２−３９７， ２００２； Ｓａｎｂｏｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｅｒｃｕｔａｎｅｏｕｓ ｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅｓ ｔｏ ｔｈｅ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ｆｌｕｏｒｏｓｃｏｐｉｃ ｇｕｉｄａｎｃｅ” Ｃａｔｈ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｄｉａｇ． ５２：２６０−２６６， ２００１； Ｒｕｔａｎｅｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ ｃａｔｈｅｔｅｒ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｍａｔｕｒｅ ｆｏｒｍ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ −Ｄ ｉｎｄｕｃｅｓ ｔｒａｎｓｍｕｒａｌ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０９：１０２９−３５， ２００４； Ｐｅｒｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７：２２９４−２３０２， ２００３； Ｃｈａｚａｕｄ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｎｄｏｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｐｏｒｃｉｎｅ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｃａｎ ｂｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｗｉｔｈ ｍｉｎｏｒ ｍｅｃｈａｎｉｃａｌ ｃｅｌｌ ｄａｍａｇｅ ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｒｅｓｅａｒｃｈ ５８：４４４−４５０， ２００３； Ｌｏｓｏｒｄｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｈａｓｅ １／２ ｐｌａｃｅｂｏ− ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ， ｄｏｕｂｌｅ−ｂｌｉｎｄ， ｄｏｓｅ−ｅｓｃａｌａｔｉｎｇ ｔｒｉａｌ ｏｆ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ２ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｂｙ ｃａｔｈｅｔｅｒ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ｃｈｒｏｎｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｓｃｈｅｍｉａ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０５：２０１２−１８， ２００２； Ｓｍｉｔｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｔｈｅｔｅｒ−ｂａｓｅｄ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ａｓ ａ ｐｒｉｍａｒｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ： ｃｌｉｎｉｃａｌ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ ｗｉｔｈ ｓｉｘ−ｍｏｎｔｈ ｆｏｌｌｏｗ−ｕｐ” ＪＡＣＣ ４２：２０６３− ２０６９， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。第二に、経皮的手法は、開胸手術を受けていない患者を処置することができるため、患者の集団を増大させることができる。第三に、経皮的送達経路は、外科的手順よりも低い罹患率を有することが期待される。最後に、臨床試験において細胞及びベクターのカテーテル送達は、盲検、プラセボ対照群を含めることができ、「単独」実験的介入とプラセボ対照との比較が可能である。今日まで、ＣＡＢＧの付属物としての、細胞又は遺伝子導入療法の効果を識別する事は、ＣＡＢＧ単独で改善が期待される場合があるため困難であった。羊心不全モデルにて提案する実験では、心外膜及び経皮心内膜注入を直接比較する。

Ｃｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅカテーテル法
ＮＯＧＡ^ＴＭ誘導ＭＹＯＳＴＡＲ^ＴＭ注入カテーテルを使用したＣｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅカテーテルシステムを使用して、前臨床試験において、細胞及びアデノベクターを送達し、経皮的手順と外科的手順とを比較する。Ｃｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅカテーテルは、左心室の３次元電気機械的マップを形成し、心内膜送達のための誘導システムを有する。今日まで、ＦＤＡによって使用を認可された注入カテーテルは存在していない。以下の４つの理由から、Ｃｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅシステムを選択した。第一に、このカテーテルシステムは、幹細胞、筋芽細胞、及びＡｄＶＥＧＦ遺伝子導入の心筋内送達に関して実験的に使用されている（Ｒｕｔａｎｅｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ ｃａｔｈｅｔｅｒ−ｍｅｄｉａｔｅｄ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｍａｔｕｒｅ ｆｏｒｍ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ −Ｄ ｉｎｄｕｃｅｓ ｔｒａｎｓｍｕｒａｌ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０９：１０２９−３５， ２００４； Ｐｅｒｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７： ２２９４−２３０２， ２００３； Ｃｈａｚａｕｄ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｅｎｄｏｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｐｏｒｃｉｎｅ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｃａｎ ｂｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｗｉｔｈ ｍｉｎｏｒ ｍｅｃｈａｎｉｃａｌ ｃｅｌｌ ｄａｍａｇｅ ” Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃｕｌａｒ Ｒｅｓ． ５８ ４４４−４５０， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。第二に、このカテーテルは、筋芽細胞及び遺伝子導入ベクターを送達する臨床試験において、正の安全性プロファイルを有することが判明している（Ｌｏｓｏｒｄｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｈａｓｅ １／２ ｐｌａｃｅｂｏ−ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ， ｄｏｕｂｌｅ−ｂｌｉｎｄ， ｄｏｓｅ−ｅｓｃａｌａｔｉｎｇ ｔｒｉａｌ ｏｆ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ２ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｂｙ ｃａｔｈｅｔｅｒ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ｃｈｒｏｎｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｖａｓｃｕｌａｒ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０５：２０１２−１８， ２００２； Ｓｍｉｔｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃａｔｈｅｔｅｒ−ｂａｓｅｄ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ａｓ ａ ｐｒｉｍａｒｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ： ｃｌｉｎｉｃａｌ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ ｗｉｔｈ ｓｉｘ−ｍｏｎｔｈ ｆｏｌｌｏｗ−ｕｐ” ＪＡＣＣ ４２： ２０６３−２０６９， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。第三に、３次元マップを生成して、各心内膜注入の位置を重ね合わせることにより、標的領域内における細胞又はベクターの散布を容易に達成することができる。更に、同じ位置への反復投与の可能性が最小となる。第四に、本発明者等は、豚筋芽細胞を梗塞した動物内に送達する実験を得ている。本発明者等の結果は、心筋内への安全な経皮送達のためにＣｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅカテーテルシステムを選択する裏付けとなる。

背景データの概略。現在の文献は、慢性虚血性心疾患の設定において、心室機能の改善に、細胞移植を潜在的な手段として使用することを支持している。骨格筋芽細胞及び骨髄幹細胞、特にＣＤ１３３細胞は、この用途に関して、理想的な臨床的候補であり得、これら細胞のカテーテル送達も同様である。虚血性／梗塞心筋の血管新生前処置は、移植した細胞の生存率を高め、それによりこの設定における心細胞移植戦略の有効性を高める場合がある。これらのデータは総じて、提案した試験にて筋芽細胞及び骨髄幹細胞を研究することの裏付けとなる。

経皮Ｂｉｏｓｅｎｓｅ Ｃｏｒｄｉｓ注入カテーテル（登録商標）に関する予備データ
経皮カテーテル送達による筋芽細胞送達の実行可能性及び安全性を証明するために、豚での試験を実施した。筋芽細胞をＭＹＯＳＴＡＲ^ＴＭカテーテルシステム（Ｃｏｒｄｉｓ／Ｂｉｏｓｅｎｓｅ）に通過させる最初のｉｎ ｖｉｔｒｏでの試験を実施した。結果は、カテーテル内の通過が細胞生存率及び密度を有意に変更しないことを示した。ｉｎ ｖｉｖｏ試験は、６匹の梗塞したＹｏｒｋｓｈｉｒｅ豚に関していた。各動物の後肢から自己骨格筋生検を採取し、ｉｎ ｖｉｔｒｏで増量した。梗塞から３０日後、細胞を心筋の瘢痕領域内に移植した。細胞注入の直前に、ＮＯＧＡ^ＴＭによる評価を行って、左心室の３次元単極電圧マップを生成し、梗塞領域を確認した。８Ｆ動脈シースを使用して、大腿動脈内にてＮＯＧＡ^ＴＭ誘導ＭＹＯＳＴＡＲ^ＴＭ注入カテーテルを前進させた。注入部位の誘導及び記録にもＮＯＧＡ^ＴＭマッピングを使用した。２匹の対照動物に移植培地を注入し、２匹に約３００×１０^６筋芽細胞を注入し、２匹の動物に約６００×１０^６筋芽細胞を注入した。移植から６０日後、豚の心臓を回収した。安全性を測定するために、健康な、生存している動物の心臓リズム及び網羅的な血液スクリーニングを、９０日間の試験期間にわたり評価した。死亡した動物は存在しなかった。ループレコーダーを使用した連続的なリズム監視により、不整脈は存在せず、又移植と回収の間の６０日間に、死亡又は有害事象は、任意の群にて存在しないことが明らかとなった。又血液検査値における有意な群間差は見られなかった。心筋機能評価により、処置群において、単極電圧で評価した駆出分画率、生存率、並びに移植と回収間の心臓の指標に関して、改善に向かう傾向が明らかになった。処置した豚心臓の組織学的検査では、骨格筋筋芽細胞又は筋管を全く確認せず、処置した豚の損傷は、対照の損傷と異ならなかった。これらの結果は、他の試験で実施された多数の豚筋芽細胞の心外膜及び心内膜注入と一致している（ラット及び羊への移植の成功とは反対に）。即ち、これらの結果は、豚の梗塞心筋内への経皮骨格筋芽細胞移植は、ＮＯＧＡ^ＴＭ誘導ＭＹＯＳＴＡＲ^ＴＭ注入カテーテルを使用して実行可能且つ安全であり、全体的に改善された心臓機能に寄与する場合があることを示している。

本試験の別の部門において、一匹の動物にイリジウム粒子で標識した筋芽細胞を注入した。細胞の経皮カテーテル送達から２時間後、心臓並びに脳、腎臓、肝臓、肺、及び脾臓からの組織を取り出した。本発明者等は、中性子活性化放射能定量（ｎｅｕｔｒｏｎ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｒａｄｉｏａｃｔｉｖｅ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｏｎ）を使用して、約４％の細胞が注入部位に保持されていることを測定した。イリジウム標識細胞は、脳、腎臓又は肝臓内で検出されなかった。非常に少数の細胞が脾臓内、及び細胞注入の標的としない左心室の領域内に検出された。細胞が検出された心臓外の主要部位は肺であり、５．１％の注入細胞を含んでいた。

細胞ベースの治療法のヒト臨床試験に関する予備データ
今日まで、３つの臨床試験において、３０人の患者が自己筋芽細胞移植（細胞１０００千万〜３億個）を受けている。２４人の患者が、冠動脈血行再建（平均２．７移植片／患者）及び自己筋芽細胞移植を受け、６人の患者が、自己筋芽細胞移植時に、左心室補助装置（ＬＶＡＤ）の移植を受けた。手術前の約２８％から、血行再建及び自己筋芽細胞移植後の１２及び１８ヶ月目に測定して、それぞれ３５及び３７％のＬＶＥＦの改善を測定した。このＬＶＥＦの改善は、ＮＹＨＡ分類の２．１から１．５の症候的改善と相関していた。これら核磁気共鳴映像法（ＭＲＩ）でのフォローアップに適格な患者において、筋芽細胞を注入した領域にて壁厚の増大が存在し、灌流及び機能の改善が間接的に示唆される。核心筋灌流を受け、陽電子放出型断層撮影（ＰＥＴ）試験を受けた数人の患者では、灌流の有意な改善を伴わず、ブドウ糖取り込みによる局所心筋の能力の改善が示された。このデータから、能力の改善及び灌流の有意な改善の不在は、移植された自己骨格筋芽細胞が原因であると推測される。

続いて心臓移植及び移植心臓の病理検査を受けた６人の評価可能なＬＶＡＤレシピエントのうち、５人に自己筋芽細胞の生存及び分化の組織学的証拠が確認された（Ｔｒａｃｈｉｏｔｉｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｂｙｐａｓｓ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ａｄｖａｎｃｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６６：１６３２−３９， １９９８； Ｔａｍｂａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｃａｎ ｆｕｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｉｎｆａｒｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｓｕｒｖｉｖｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｉｎ ｌａｒｇｅ ｎｕｍｂｅｒｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０８［ｓｕｐｐｌ ＩＩ］：ＩＩ−２５９−６３， ２００３； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。即ち、移植を生き残った自己筋芽細胞（骨格筋特異的なミオシン重鎖に関して陽性染色）、筋線維及び遅筋型ミオシンアイソフォームの両方に分化した自己筋芽細胞（ミオシン重鎖βに関して陽性染色）、宿主心筋線維と平行に整合された自己筋線維、又一人の患者にて、移植瘢痕領域内で血管（ＣＤ３１^＋染色）数の増加が見られた（Ｔｒａｃｈｉｏｔｉｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｂｙｐａｓｓ ｇｒａｆｔｉｎｇ ｉｎ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ａｄｖａｎｃｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ” Ａｎｎ． Ｔｈｏｒ． Ｓｕｒｇ． ６６：１６３２−３９， １９９８；本明細書に参考として組み入れられている）。

同時ＣＡＢＧを受けた２４人の患者のうち５人は、非持続性心室頻脈（ＮＳＶＴ）を示し、別の一患者は再入院を必要とし、最終的に誘導型単源性心室頻脈のためにＡＩＣＤ配置を受けた。高投与量群にて１５人のうち２人のみが、ＡＩＣＤ配置を必要としたため、ＡＩＣＤ配置の発生率が、細胞投与量に関連するように思われなかった。この患者では、反復性心室頻脈は、冠動脈前下行枝へのバイパス術の技術的結果を示す冠動脈血管造影、冠動脈血流評価、及び電気生理学的試験に基づき、筋芽細胞移植に依存するように思われず、誘導性不整脈に至る虚血を生じた。ＣＨＦのための両室ペーシング療法の一部として、計画的なＡＩＣＤ配置を受けた更に一人の患者の装置は、手術後９ヶ月目にて２回放電した。他の全ＡＩＣＤデバイスは、配置後、放電しなかった。

幹細胞注入に関するヒト臨床試験では、試験集団のＬＶ機能の改善が報告された。しかしながら、小数の患者、細胞製剤／源の多様性、及び同時の血行再建が、これら試験の解釈を混乱させている（Ｓｔｒａｕｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｉｎｆｒａｃｔｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｉｎｔｒａｃｏｒｏｎａｒｙ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：１９１３−１９１８， ２００２； Ａｓｓｍｕｓ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｅｎｈａｎｃｅｍｅｎｔ ｉｎ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ （ＴＯＰＣＡＲＥ−ＡＭＩ）” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０６：３００９−１７， ２００２； Ｔｓｅ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｂｙ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒ ｃｅｌｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ” Ｌａｎｃｅｔ ３６１ ： ４７−４９， ２００３； Ｐｅｒｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｔｒａｎｓｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ， ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒｅ， ｃｈｒｏｎｉｃ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０７：２２９４−２３０２， ２００３； Ｓｔａｍｍ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｓｔｅｍ−ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ” Ｌａｎｃｅｔ ３６１ ：４５−４６， ２００３； Ｓｔａｍｍ， ｅｔ． ａｌ．， “ＣＡＢＧ ａｎｄ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ” Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖ． Ｓｕｒｇ． ５２：１５２−８， ２００４； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。

予備データの概要。本項に記載する試験は、本発明者等の研究室で樹立した羊心不全モデルを使用して、細胞移植の心臓拡張対心臓収縮の機序の高度な分析が可能であることを示す。これらのデータは、動物モデルの虚血性心疾患の処置の、より重要には臨床試験の潜在的手段としての、現在提案されている、細胞移植（筋芽細胞対骨髄幹細胞）に先だった慢性虚血性心臓の血管新生前処置の研究を裏付けるものである。

研究設計及び方法
仮説：ＡｄＶＥＧＦ（ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ）による前処置は、細胞生存の改善と、結果として慢性虚血性心疾患の羊において機能及び幾何学（収縮性及び／又はリモデリング）の改善を促進すると想定される。

プロトコール及びスケジュール（表４）
自己骨格筋芽細胞又は骨髄由来の幹細胞の注入後の細胞生存率、ＬＶ機能、及びＬＶリモデリングを、ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ後又はウイルス非投与と比較する。

第１群：ＡｄＶＥＧＦ＋ＡＳＭ
第２群：ＡｄＶＥＧＦ＋ＢＭＳＣ
第３群：ウイルス非投与＋ＡＳＭ
第４群：ウイルス非投与＋ＢＭＳＣ
第５群：真の対照（生理食塩水＋培地）
方法：
微小塞栓術手順−虚血性心疾患の形成。成人のＤｏｒｓｅｔｔ羊に麻酔をかけ、本明細書に記載するように世話する。各動物の左首を刈り込み、無菌的に覆う。０．５％ブピバカインＨＣＬ（５ｃｃ）と１：１で混合した２％リドカインＨＣｌを皮膚及び皮下組織内に注入して局部麻酔し、左頸動脈へのアクセスのために３ｃｍ切開する。左外頸動脈を露出する。５〜０のプロレン縫合器部を配置し、Ｓｅｌｄｉｎｇｅｒ技術（針アクセス、ワイヤ誘導による配置）を使用して、５又は７Ｆｒの動脈導入具（１６〜２０ｍｍ，Ｉｎｐｕｔ．ＴＳ［アイルランド ゴールウェイ］）を配置する。導入具の配置後、動物をヘパリン処置（５０００Ｕヘパリン）する。動物にリドカイン（１ｍｇ／ｋｇ ｉ．ｖ．）及び硫酸マグネシウム（２ｇ、ｉ．ｖ．）を与えて、不整脈の危険性を低減する。左回旋枝冠動脈（ＬＣＸａ）に選択的にアクセスして７０〜１００μｍポリスチレン粒（Ｐｏｌｙｓｃｉｅｎｃｅｓ Ｉｎｃ．［米国ペンシルバニア州ウォーリントン］）０．５ｃｃ〜１．５ｃｃを送達するために、種々の冠動脈血管造影カテーテル及びワイヤが入手可能である。第一の塞栓術では、０．７５ｃｃ粒／５０Ｋｇを送達し、続く全塞栓術では１．２５ｃｃ粒／５０ｋｇを送達する（ＭｃＣｏｎｎｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｏｆ ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｗｉｔｈ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｈｅａｒｔ ｆａｉｌｕｒｅ ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４ （ｉｎ ｐｒｅｓｓ）；本明細書に参考として組み入れられている）。

創傷を層状に閉鎖し、無菌的に包帯する。必要に応じて、各手順の４８時間以内に、ブプレノルフィン（０．３〜０．６ｍｇ ｉ．ｍ）を疼痛のために使用する。続く塞栓術時、切開及び動脈切開は、首に極めてより隣接した部位に行う。

フォローアップ経胸壁心エコー検査。必要に応じて、羊をＴｅｌｏｚｏｌ（１．５ｍｇ／ｋｇ）で軽く鎮静させる。前胸部及び胸骨頸切痕上の羊毛を剃り、技術者が動物を支持する一方、その他の動物を立ったまま、又はつり包帯（ｓｌｉｎｇ）内に残留させる。２．５〜３．０ＭＨｚ変換器を搭載した位相配列ＧＥ Ｖｉｖｉｄ ７システム（Ｇｅｎｅｒａｌ Ｅｌｅｃｔｒｉｃ［米国ウィスコンシン州ミルウォーキー］）を使用して、従来の二次元経胸壁心エコー図（ＴＴＥ）を得る。ＧＥ Ｖｉｖｉｄ ７分析ワークステーション／ソフトウェア、及び収縮及び拡張末期におけるエリアレングス法を使用して、ＬＶＥＦを測定する。各微小塞栓術手順から５〜７日後、又はＴＴＥ時にＬＶＥＦが＜３５％と概算された場合、週に１回、２週間、ＴＴＥを実施する。ＬＶＥＦが２週間連続して＜３５％と測定された場合、次の週、動物は腹腔境ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ注入を受ける。

骨格筋生検。第一の微小塞栓手順時、同じ麻酔期間中、及び左首切開前に、左前肢から骨格筋生検（５〜１０ｇ）を回収する。左前肢の全領域を刈り込み、個別の無菌領域内で無菌的に覆う。前肢筋を露出し、電気焼灼を避け鋭利な切開を使用して生検を取り、細胞培地を入れた管内に配置し、培養及び増量のために細胞加工施設へ輸送する。術後無痛法は、組み合わせ微小塞栓手順にて記載したものと同様である。

骨髄吸引。最終的な微小塞栓術に使用した麻酔期間中の何れかに、羊に両側腸骨稜骨髄吸引を行う。合計で約１００〜２００の骨髄を収集する（側部ごとに７５〜１００ｍｌ）。本発明者等は、合計で約３．０×１０^６細胞を回収することができた。次に、骨髄吸引物をオンサイト研究所に輸送し、ここで細胞加工を完了させる。

Ａｄベクターの設計、構成、及びｉｎ ｖｉｔｒｏでの確認。これらの試験に使用するＡｄＶＥＧＦ_１２１ベクターは、機能的に活性であることが証明され、又他の研究所内で日常的に使用されている標準的な複製欠損性Ｅ１ａ−、部分Ｅ１ｂ−、部分Ｅ３−ベクターである（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ− ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｍｅ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ， Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４； Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ： Ｐｈａｓｅ Ｉ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦ １２１ ｃＤＮＡ ｔｏ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｗｉｔｈ ｃｌｉｎｉｃａｌｌｙ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｓｅｖｅｒｅ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ． １００：４６８−４７４， １９９９； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｉｘ−ｍｏｎｔｈ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ａ Ｐｈａｓｅ Ｉ ｔｒｉａｌ ｏｆ ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ｕｓｉｎｇ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦ１２１ ｃＤＮＡ” Ａｎｎ． Ｓｕｒｇ． ２３０：４６６−７２， １９９９； Ｓａｎｂｏｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｅｒｃｕｔａｎｅｏｕｓ ｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅｓ ｔｏ ｔｈｅ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ｆｌｕｏｒｏｓｃｏｐｉｃ ｇｕｉｄａｎｃｅ” Ｃａｔｈ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｄｉａｇ． ５２：２６０−２６６， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。以前に記載されているように、ベクター活性（ｐｆｕ）をＡ２９３細胞上で試験し、全粒子単位（ｐｕ）を最終的なベクター製剤にて分光法により測定して、一般的にｐｕ／ｐｆｕ比＜３０、及び１０^１０ｐｆｕ当たり１ＲＣＡを得ると共に、形質導入した細胞からの培地のＥＬＩＳＡにより、ｉｎ ｖｉｖｏでの発現を確認する（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ− ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４； Ｍａｃｋ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｂｉｏｌｏｇｉｃ ｂｙｐａｓｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ− ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｒｙ ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ １２１ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｐｏｒｃｉｎｅ ｈｅａｒｔ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １１５：１６８−１７７， １９９８； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ： Ｐｈａｓｅ Ｉ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦｌ ２１ ｃＤＮＡ ｔｏ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｗｉｔｈ ｃｌｉｎｉｃａｌｌｙ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｓｅｖｅｒｅ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １００：４６８−４７４， １９９９； Ｒｏｓｅｎｇａｒｔ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｉｘ−ｍｏｎｔｈ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ａ Ｐｈａｓｅ Ｉ ｔｒｉａｌ ｏｆ ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ｃｏｒｏｎａｒｙ ａｒｔｅｒｙ ｄｉｓｅａｓｅ ｕｓｉｎｇ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｔｒａｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ ｖｅｃｔｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ＶＥＧＦｌ ２１ ｃＤＮＡ” Ａｎｎ． Ｓｕｒｇ． ２３０：４６６−７２， １９９９； Ｓａｎｂｏｒｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｐｅｒｃｕｔａｎｅｏｕｓ ｅｎｄｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅｓ ｔｏ ｔｈｅ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｕｔｉｌｉｚｉｎｇ ｆｌｕｏｒｏｓｃｏｐｉｃ ｇｕｉｄａｎｃｅ” Ｃａｔｈ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｄｉａｇ． ５２：２６０−２６６， ２００１； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。ＡｄＶＥＧＦ_１２１の臨床ロットを、アイデンティティー、安全性、純度及び品質に関して広範に特徴付ける。

自己骨格筋芽細胞組織の加工及び培養。各生検から約５〜１０グラムの骨格筋を採取した後、結合組織を剥がし、細かく切ってスラリーとし、３７℃でトリプシン／ＥＤＴＡ（０．５ｍｇ／ｍｌトリプシン、０．５３ｍＭＥＤＴＡ； ＧｉｂｃｏＢＲＬ）及びコラゲナーゼ（０．５ｍｇ／ｍｌ；ＧｉｂｃｏＢＲＬ）により酵素消化の数回のサイクルにかけて、衛星細胞を解放する。骨格筋芽細胞を、変更したＨａｍ’ｓ方法に従って培養する（Ａｓａｈａｒａ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｕｔａｔｉｖｅ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｃｅｌｌｓ ｆｏｒ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ” Ｓｃｉｅｎｃｅ ２７５：９６４−６７， １９９７；本明細書に参考として組み入れられている）。衛星細胞をプレーティングし、１５〜２０％ＦＢＳ（Ｈｙｃｌｏｎｅ）、組み換えヒト上皮増殖因子（ｒｈＥＧＦ、１０ｎｇ／ｍＬ）、及びデキサメタゾン（３μｇ／ｍＬ）を含有する筋芽細胞増殖基礎培地（ＳＩｃＢＭ；Ｃｌｏｎｅｔｉｃｓ）中で増殖させる。培養プロセス中の筋管形成を防止するために、全プロセス中、細胞密度を維持して、＜７５％の培地表面を細胞で占有させる。

全細胞を１１〜１２倍加にて増量し、移植前に冷凍保存する。解凍後、筋芽細胞（単一細胞縣濁液としての）を洗浄し、移植培地中に懸濁させ、試料を回収して、トリパンブルー排除により生存率を測定する。細胞縣濁液の生存率を確認した後、細胞濃度を約１．５〜３億細胞／ｃｃに調整し、３〜５個の１ｃｃツベルクリン注射器内に充填し、４°Ｃに冷却する。移植時、細胞を室温に暖め、更なる操作なしで注射する。移植時の細胞縣濁液の生存率を測定する。蛍光励起細胞走査（Ｆｌｏｕｒｅｓｃｅｎｃｅ Ａｃｔｉｖａｔｅｄ Ｃｅｌｌ Ｓｃａｎｎｉｎｇ）（ＦＡＣＳ）を使用して、抗ＮＣＡＭモノクローナルＡｂ（５．１Ｈｌ１）との反応性により、筋芽細胞の純度を測定する。抗体は、筋芽細胞を選択的に染色し、線維芽細胞を染色しない。全筋芽細胞抽出及び増量手順は、ＣｏｒｅＢにて実施する。

骨髄幹細胞（ＢＭＳＣ）の単離。１００〜２００ｍｌの羊骨髄を、ヘパリン充填２０ｍｌ注射器内に吸引する。衛生的な条件下で骨髄吸引物の調製を行う。各調製手順の前後に、細胞試料を回収して、幹細胞の数、生存率、及び無菌性を測定する。単核細胞画分をＦｉｃｏｌｌ密度遠心分離により単離する。５％ヒト血清アルブミン（ＨＳＡ）を含有するリン酸緩衝生理食塩水（ＰＢＳ）中に細胞を再懸濁させ、再度遠心分離する。上清を除去し、系をＰＢＳ／ＨＡＳで再度補充し、細胞をＰＢＳ／ＨＡＳ中に再懸濁させる前に、２回目にて洗浄する。次の手順において、デキストラン−球形嚢内で超常磁性フェライト結晶に結合したモノクローナルＣＤ１３３抗体を、細胞加工バッグ内に注入し、縣濁液を３０分間インキュベートする。インキュベーション後、細胞をＰＢＳ／ＨＡＳで再度洗浄する。細胞加工バッグを加工システムから除去し、細胞をＰＢＳ／ＨＡＳと共に移動バッグ内で再懸濁させる。移動バッグをＣｌｉｎｉＭＡＣＳ磁気細胞分離装置（Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃｈ［独ベルギッシュグラートバッハ］）に接続する。ＣｌｉｎｉＭＡＣＳシステム内で、強力永久磁石内に配置された鉄マトリックス充填カラムに、細胞を通過させる。フェライト結晶結合ＡＣ１３３抗体に結合した細胞をカラム内に保持する一方、非標識細胞を通過させ、廃棄バッグ内に収集する。磁場を除去した後、ＣＤ１３３^＋細胞をカラムから押し流し、この手順を２回繰り返し、精製したＣＤ１３３^＋細胞縣濁液を得る。生存幹細胞の数を計算した後、細胞を１０分間遠心分離し、ＰＢＳ／ＳＳＡ中に再懸濁させ、細胞濃度をそれぞれ０．５×１０^６細胞／ｍｌから２．５×１０^６細胞／ｍｌに調整する。細胞を２ｍｌバイアル内に等分し、バイアル当たり最終投与量１．０×１０^６〜５×１０^６標的細胞とする。幹細胞を予め滅菌した２ｍｌプラスチック管内に満たし、無菌容器内に包装する。

ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ及び細胞の胸腔鏡直接注入（経心内膜）。心不全誘導後、且つ細胞注入前に、ＶＥＧＦを含有するアデノウイルスを注射器技術により瘢痕心筋内に直接注入する。Ｄｏｒｓｅｔｔ羊に麻酔をかけ、手術中、本明細書に記載したように世話する。羊の右胸部を剃り、外科ドレープの一部としての無菌膜、Ｉｏｂａｎ（３Ｍ［米国ミネソタ州セントポール］）の配置を容易にし、感染の危険性を低減する。切開前に、各動物にブピバカインＨＣＬと１：１で混合したリドカインＨＣＬを経皮投与し、次に、そこを通して胸腔鏡ポートを配置する肋間神経のブロックを行う。片肺換気下で、４個の胸腔鏡ポート（Ｅｔｈｉｃｏｎ［米国オハイオ州シンシナティ］；２×１２ｍｍ及び２×５ｍｍ）を右胸部内に配置し、二酸化炭素通気（５〜８ｍｍＨｇ）により視覚化を増強する。１０ｍｍ内視鏡（Ｓｔｒｙｋｅｒ Ｅｎｄｏｓｃｏｐｙ［米国カリフォルニア州サンホゼ］）を胸部内に通し、又心膜切開術を形成し、Ｋｅｉｔｈ針上の２−０絹縫合糸を肋間に通過させ、一時的に胸壁に固定することにより心膜クレードルを構築する。可撓性腹腔鏡下肝臓開創器を使用して、後外側面ＬＶを露出している心臓の右側に僅かな、穏やかな牽引を適用する。

５ｍｍポートを介して、注射器針を胸腔内に導入し、心筋細胞瘢痕領域に誘導する。この技術は、可撓性の２６ゲージ円形先端棘針 （Ｍｏｎｏｊｅｃｔ： ２３０５３９［米国ミズーリ州セントルイス］）を、心筋中部（心臓の周囲方向軸と平行）内の直線通過深度（ｌｉｎｅａｒ ｐａｓｓ ｌｅｎｇｔｈ）約３〜４ｃｍまで、浅い角度で心筋中部内に通過させることを含む。針を引き込みながら、ＡｄＶＥＧＦを注入する。それぞれ２×１０^９ｐｕ（２×１０^１０総投与量）の上述の通り調製したＡｄＶＥＧＦ、又は空の発現カセットを含有する（ＡｄＮｕｌｌ）アデノウイルスを含む、均一に分配された１０個の２０μＬ注入量を投与する。

胸部からトロカールを除去し、動物を両肺換気に変換し、切開を層状に閉鎖し、前の５ｍｍポート部位を介した１６Ｆｒ胸部管を使用して気肺を退避させ、動物を回復させる。術後に上述の通り世話をする。

手術の準備／常時器具使用。手術中、本明細書に記載したように、Ｄｏｒｓｅｔｔ羊を世話する。厳格な無菌技術を使用して、左開胸術を形成し、心膜を開放し、以下のように器具を装着する：図７に示す構成にて、６個のソノマイクロメトリー結晶（２ｍｍ；Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ［カナダ オンタリオ州ロンドン］）を心内膜表面上及び心筋中部（セグメント長）内に配置し、縫合により固定する。二重圧力遠隔操作ユニット（モデル＃： ＴＬｌ １Ｍ３−Ｄ７０−ＰＣＰ， ＤＳＩ［米国ミネソタ州セントポール］）は、大動脈及び左心室圧カテーテルの両方を提供する。これらをそれぞれ、下行胸部大動脈及びＬＶ尖部内に配置する。カテーテルを開胸術に通し、該装置を左胸部上の皮下ポケット内に固定する。１６ｍｍ下大静脈（ＩＶＣ）閉塞具（Ｉｎ Ｖｉｖｏ Ｍｅｔｒｉｃｓ［米国カリフォルニア州ヒールスバーグ］）を胸腔内ＩＶＣの周囲に配置し、固定する。右心室（ＲＶ）流体充填カテーテルを、ＲＶ内に配置する。器具の移植後、且つカテーテル及び器具の退去前に、細胞ベースの治療法による注入を行う。胸部を層状に閉鎖し、創傷を無菌的に包帯し、動物にソフトジャケットを装着する。術後鎮痛を上述の通り行う。

細胞注入（ＡＳＭ又はＢＭＳＣ）。自己骨格筋芽細胞又は幹細胞を、手術に使用できるように１個又は２個の無菌３ｍｌ注射器内に準備する。梗塞心筋内の以前ＡｄＶＥＧＦを注入した位置へ、細胞又は細胞培地（対照）を注入する。具体的には、０．２ｍｌの細胞を約１０部位のそれぞれに注入する。この技術は、可撓性の２６ゲージ円形先端棘針（Ｍｏｎｏｊｅｃｔ： ２３０５３９［米国ミズーリ州セントルイス］）を、心筋中部（心臓の周囲軸と平行）内の直線通過深度約３〜４ｃｍまで、浅い角度で心筋中部内に通過させることを含む。針を引き込みながら、細胞を注入する。

血流動態及びＥＣＧ監視。開放された大きい動物輸送手段内に、動物を配置する。羊は拘束なしで直立可能であり、試験を実施する際に拘束を必要としない。動物は、小磁石を使用して遠隔測定ユニットを作動される。ＲＭＣ−Ｉ受信器（ＤＳＩ）を羊に密接して、且つ制限されずに、動物輸送手段の内部に吊す。ＵＡ−１０デジタルアナログ変換器を使用して、較正シグナルを８チャネルデータ取得システム（ＥＭＫＡ）に送り、ここで心血管ソフトウェア（ＩＯＸ、ＥＭＫＡ）を使用してＥＣＧ及び血流動態波形分析を完了する。ＨＲ、ＳＢＰ、ＤＢＰ、ＭＡＰ、ＬＶＥＳＰ、ＬＶＥＤＰ、ｄＰ／ｄＴｍａｘ及び４０ｍｍＨｇにおけるＴａｕ、収縮性指標、並びに最大圧：を含むが、これらに限定されない標準的な血行動態指標に関して、大動脈及びＬＶ圧シグナルの両方を分析する。遠隔測定を介してＥＣＧ波形を７２時間間隔で一夜（１２時間）収集し、各動物に関して不整脈（動脈又は心室）の証拠を分析する。シグナル増幅器（Ｇｏｕｌｄ）に接続した、較正したＳｔａｔｈａｍ圧力変換器に、流体充填カテーテルを介して右心室圧を収集する。

無作為２４時間ＥＣＧ監視。各動物を２４時間監視し、ＡＳＭ注後の最初の２４時間、次に平均で３日毎に一夜、心臓性不整脈を無作為に評価する。各羊は、小磁石を使用してその遠隔測定装置（ＤＳＩ）を作動され、ＲＭＣ−Ｉ受信器は、ハウジング内に配置されて、上述の通り作動及び設定される。

ソノマイクロメトリー及び圧容量分析プロトコール。ソノマイクロメトリー皮膚ボタン（Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ）を、６チャネルＴＲＸＳｅｒｉｅｓ４受信器（Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ）に接続し、分析ソフトウェア（Ｓｏｎｏｖｉｅｗ；Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ）内に通した後、４チャネルデジタルアナログ変換器（Ｓｏｎｏｍｅｔｒｉｃｓ）を介して８−チャネルデータ取得及び分析システム（ＩＯＸ、ＥＭＫＡ）に送り、ここでシグナルを較正する。長軸（ＬＡ）、短軸（ＳＡ）、及びセグメント長（ＳＬ）に関するソノマイクロメトリーシグナルを、波形依存性（最小、最大、平均等）及び心臓周期依存性（拡張末期及び収縮末期）測定のためのソフトウェアを使用して、個別に分析する。容量は、ＳＡ及びＬＡのシグナルからリアルタイムで計算し、次に楕円の方程式を使用して計算する（ＳＡ^２＊ＬＡ＊π／６）／１０００（ｍＬ）。遠隔測定ＬＶ圧取得のための血行動態監視に関する項を参照されたい。各圧力及び容量シグナルをソフトウェアに同期にて持ち込み、圧容量（ＰＶ）及び圧距離ループを生成する。ＩＯＸソフトウェアを使用して、オフラインＰＶ分析を完了する。Ｅ_ｅｓ、Ｅ_ｅｄ、ＰＲＳＷ、及びＥ_ｍａｘ（時変最大エラスタンス）、並びに各回帰分析を実施する。

ベースラインから５分後の血行動態データを取得する（シグナル：大動脈、ＬＶ３ＥＣＧ、ＳＡ、ＬＡ、ＳＬ、計算ＬＶ容量）。ＰＶ関係を生成するために、ＩＶＣ閉塞を実施する。一般的な閉塞の継続時間は１０秒未満であり、続く閉塞の前に動物を約２分間回復させる。動物一匹当たり、一回の介入当たり２〜３回の閉塞を実施する（ドブタミン用量応答）。

ドブタミン用量応答。ＬＶ機能に対する細胞注入の影響を更に定義するために、本発明者等は、ベースライン及び３回の増大するドブタミン投与後にデータを収集する。ＲＶカテーテルは、ドブタミン投与のために、中心静脈アクセスを提供する。ドブタミン（０．１２５ｍｇ／ｃｃ）を伴う灌流ポンプ（Ｂａｘｔｅｒ，ｍｏｄｅｌ ＡＳ２０ＧＨ−２［米国ニューハンプシャー州フックセット］）を、１μｇ／ｋｇ／分、２．５μｇ／ｋｇ／分、及び５μｇ／ｋｇ／分の用量を送達するようにプログラムする。動物を各投与時に２分間安定化させる。ベースラインデータ（１分）を収集した後、閉塞間で１分間安定化させて、２回のＩＶＣ閉塞を実施する。このプロトコールを週一回の間隔で、各投与に関して繰り返す。

組織学。ＡＳＭ注入から８週間後、動物が深いチオペンタール麻酔下（４０ｍｇ／ｋｇ、ｉ．ｖ．）にある間、致死量の過飽和ＫＣＬを使用して安楽死させる。心臓を素早く取り出し、新鮮な組織生検（５グラム）を取り、後の分析のために−７０℃で冷凍する（以下参照）。次に、心臓を１０％緩衝ホルマリン溶液で灌流し、組織加工に先だってホルマリン中で少なくとも２４時間保管する。組織塊は、１）遠隔心筋（非梗塞）領域、２）ＡＳＭを受容しなかった塞栓心筋、及び３）細胞処置を受けた塞栓心筋から形成する。次に、組織塊をパラフィン中に包埋し、５μｍ切片を切る。組織化学的及び免疫組織化学的染色を実施して、移植片の生存及び注入した羊筋芽細胞の分化を特徴付ける。切片を標準的な方法によりヘマトキシリン＆エオシン並びにトリクロームで個別に染色する。

成熟移植片の表現型を確認するために、生着から２８日を超えた後、心筋と反応しない抗ミオシン重鎖抗体、アルカリホスファターゼ結合ＭＹ−３２ｍＡｂ（Ｓｉｇｍａ）を使用して、脱パラフィン切片を免疫組織化学的に染色する。切片をＢＣＩＰ−ＮＢＴ（Ｚｙｍｅｄ Ｌａｂ Ｉｎｃ．）で展開し、ニュークリアレッドで対比染色する。加えて、コネクシン−４３Ａｂ（マウスモノクローナル、ＩｇＧｌ；Ｃｈｅｍｉｃｏｎ［米国カリフォルニア州テメキュラ］；カタログ番号ＭＡＢ３０６８）に関する染色を実施する。

筋芽細胞生存の推定。上述の通り、組織切片をＨ＆Ｅ、又はトリクロームで染色し、骨格特異的ミオシン重鎖（ＭＹ３２）、ミオゲニン、又はｍｙｏＤに関して免疫染色する。心臓内の筋芽細胞生存率を概算するために、本発明者等は、代表的な組織切片中の移植片面積、移植片面積当たりの核の密度を測定し、以下の方程式を使用して、組織塊内の生存する筋芽細胞核の合計数を決定する。
切片中の移植片面積の合計×移植片面積当たりの核密度×塊当たりの切片数×Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ補正＊
^＊Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ補正は、隣接する切片内の同じ核の計数の可能性に関して調製する。

ＣＤ１３３^＋細胞生存率及び分化の推定。遺伝子導入は、移植した幹細胞の運命を監視する代替的な、且つ潜在的に優れた手法を提供する。高感度緑色蛍光タンパク質（ＥＧＦＰ）を発現するレポーター遺伝子を使用して、筋細胞及び筋原性幹細胞の運命を追跡する（Ｇｅｐｓｔｅｉｎ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａ ｎｏｖｅｌ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｎｏｎｆｌｕｏｒｏｓｃｏｐｉｃ ｃａｔｈｅｔｅｒ −ｂａｓｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｔｏｍｉｃａｌ ｍａｐｐｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｈｅａｒｔ： ｉｎ ｖｉｔｒｏ ａｎｄ ｉｎ ｖｉｖｏ ａｃｃｕｒａｃｙ ｒｅｓｕｌｔｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ ９５：１６１１−１６２２， １９９７； Ｒｏｅｌｌ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙｉｍｐｒｏｖｅｓ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｆｔｅｒ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌｉｎｊｕｒｙ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０５：２４３５−２４４１， ２００２； Ｍｕｌｌｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ−ｌｉｋｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｆｒｏｍ ｃｅｌｌｓ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ” ＦＡＳＥＢ Ｊ． １４：２５４０−２５４８， ２０００； それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）。又、ＥＧＦＰは、種々のイメージング技術に適合し、心臓内の移植細胞の監視に有用である場合がある。従って、本発明者等は、この手法を使用して、移植後の細胞を監視する。骨髄由来の幹細胞又は骨格筋細胞を増量又は培養し、高感度緑色蛍光タンパク質（ＥＧＦＰ）マーカー遺伝子をコードするベクターを細胞に形質導入する。ＧＦＰ標識ＣＤ１３３^＋細胞を、組織特異的な抗原（コネクシン４３［心臓性］、ＣＤ４５［造血性］、ＧＲ−１［骨髄性］、ＣＤ３１［内皮］）で共染色して、瘢痕心筋内の注入したＣＤ１３３^＋細胞の存在及びそれらのトランス分化を確認する。

新血管形成の推定。毛細血管密度を定量するために、Ｓｃｈｕｓｔｅｒ等により記載されているように（Ｓｃｈｕｓｔｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． Ｈｅａｒｔ Ｃｉｒ． ２８７：Ｈ５２５−Ｈ５３２， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）、ＣＤ３１、第八因子、及び主要組織適合性複合体（ＭＩＣ）のモノクローナル抗体を使用して、梗塞組織切片を染色し、心臓の損なわれていない領域の毛細血管密度と比較する。値を高倍率視野（ＨＰＦ）当たりのＣＤ３１^＋毛細血管数として表す。

統計的分析。検出力分析を行い、観察した予備データにおける差異（対照と低／高生存率ＡＳＭ間の）が、提案群の差異に外挿されるという仮説の下、対照とＡＳＭ群間の短軸長の統計的差異を示す際に必要な羊数を決定した。上述した予備試験は、ＡＳＭ注入が、対照と比較してＳＡ拡張を６．９％（σ＝４．０５％）減衰させることを示唆する。低及び高細胞生存群間で、減衰における同様の差異（６．６％、σ＝３．６２％）が観察された。より広い分散を仮定すると、１群当たり少なくとも６匹の動物が、５個の群間でｐ＜０．０５レベルにて、８０％の確立（α＝０．０５、β＝０．８０）で６．６％（最小）の差異を検出する必要がある。従って、表４に示す作業を完了するために、合計３０匹の羊が必要である。ＨＦ動物の微小塞栓術、器具使用、及び／又は細胞療法による結果としての動物の損失を考慮すると（〜３０％動物損失）、試験を開始するための予測される動物の合計数は、４０匹であろう。

反復測定計画多因子分散分析（ＡＮＯＶＡ）を使用して、血行動態、幾何学的、及び機能的データを検討する。例えば、反復測定２因子混合計画：（表４第１〜５群）及び２時間点（細胞注入後、１週間及び８週間）を使用して、ＬＶ拡張（ＳＡ、ＬＡ、又はＬＶ容量の何れか）又は機能（ＬＶＥＦ、Ｅ_ｅｓ、ＬＶセグメント短縮）における差異の比較を評価する。Ｆ比が臨界値（ｐ＜０．０５）を超えることが見出された場合、平均間の差異の有意性は、Ｂｏｎｆｅｒｒｏｎｉの事後試験を使用して検討する。

結果の解釈。細胞ベースの治療法の現在の主な限界は、細胞移植片の生存率が不十分なことであり（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ： ８７９−８８８， ２００３）、このことは、一部には、末期ＣＨＦにおいて、レシピエント組織−この場合、慢性心筋細胞瘢痕への酸素及び栄養供給が乏しいことに起因する場合がある。

本発明者等は、予備試験（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． １２７：１−１１， ２００４）及び他者の研究（Ａｓｋａｒｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌｕｌａｒ， ｂｕｔ ｎｏｔ ｄｉｒｅｃｔ， ａｄｅｎｏｖｉｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｌｅｆｔ ｖｅｎｔｒｉｃｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｉｎ ｄｉｌａｔｅｄ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐａｔｈｙ” ＪＡＣＣ ４３：１９０８−１４， ２００４； Ｓｕｚｕｋｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｃｅｌｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ａｃｕｔｅ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｉｎｆａｒｃｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ −ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ” Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ １０４［ｓｕｐｐｌ Ｉ］：Ｉ−２０７−Ｉ−２１２， ２００１， それぞれ本明細書に参考として組み入れられている）で示される、新生血管増殖に対する強力な刺激物質である、アデノウイルス性ベクター（ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ）を介した血管内皮増殖因子−１２１による、心筋細胞瘢痕の前処置の効果を試験することを提案する。又、予備データ（Ｒｅｔｕｅｒｔｏ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｎｇｉｏｇｅｎｉｃ ｐｒｅ−ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｐｌａｓｔｙｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｆｅｔａｌ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ” Ｊ． Ｔｈｏｒａｃ． Ｃａｒｄｉｏｖａｓｃ． Ｓｕｒｇ． ２００４； １２７：１−１１， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）に基づく血管新生前処置を支持して、本発明者等は、適切な新生血管形成のためには、細胞注入時に、定位置での前処置が必要であると考え、これは、この早期の期間が、細胞の保持及び生存に重要な時間であると考えられるためである。本発明者等は、先行する梗塞及び心不全の羊に対して、外科的な直接経心外膜細胞注入の３週間前に、低侵襲的（胸腔鏡による）な、且つ経心外膜的にＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅを直接注入することを選択した。胸腔鏡手順が、注入のための心筋アクセスを何らかにて損なう場合、低侵襲性開放技術が使用でき、又使用される。

主な目標は、１）ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅが細胞生存率を改善できるか、及び２）ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅ＋細胞に機能的（ＬＶ収縮性又はリモデリング）利点が存在するかを決定することである。更に、本発明者等は、細胞このタンパク質でトランスフェクトするよりも、アデノウイルスを介してＶＥＧＦ_１２１を送達して、心筋細胞瘢痕を処置することを選択した。本発明者等は以前の試験において、注入から３〜４週後の早期にＬＶリモデリングに関するＡＳＭの陽性作用を見出し、６週間を過ぎて骨格筋線維を確認した（それぞれ図２７及び図２２）。従って、本発明者等は、これら動物を細胞注入から８週間後まで試験することにより、１）細胞生存率、２）ＬＶ機能、及び３）ＬＶリモデリングの項目に対処する。ＬＶリモデリングにおける変化を説明するために、本発明者等の予備試験にて見出されたように、処置群を十分比較した（図９）。ＡＳＭ単独を使用した予備データと、ウイルス非投与前処置／細胞培地が適切な対照を提供する事実に基づき、ＡＳＭ単独群又はウイルス非投与単独群の排除が正当化される。

研究設計：
仮説。本発明者等の仮説は、最適な細胞ベースの治療法（ＡＳＭ又はＢＭＳＣ）の経皮送達が、虚血性拡張型心不全を有する動物に有効なことである。

プロトコール及びスケジュール（表５）
心内膜送達のためのＢｉｏｓｅｎｓｅ Ｃｏｒｄｉｓカテーテル使用の有効性を、心外膜心筋細胞への注射器注入の戦略の有効性と比較する。経皮送達ＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅの評価を、直接心外膜法と比較する。ＥＣＧ及び基礎血行動態データに加えて、ＡＳＭ又はＢＭＳＣ注入後の細胞生存率、ＬＶ機能、及びＬＶリモデリングを、適切な群と比較する。

方法：
手術の準備／常時器具使用。本明細書に記載したように外科的に覆い、麻酔をかけるが、健康な羊に行う。二重圧力遠隔測定ユニット（モデル番号：ＴＬ１１Ｍ３−Ｄ７０−ＰＣＰ；ＤＳＩ［米国ミネソタ州セントポール］）は、大動脈及び左心室圧の両方を提供する。これらのカテーテルを、それぞれ、下行胸部大動脈及びＬＶ尖部内に配置する。生体電位リードを心臓に対して頭側及び尾側に皮下的に配置し、単極誘導ＥＣＧを記録する。カテーテルを開胸術に通過させ、該装置を左胸部上の皮下ポケットに固定する。

ＣＨＦモデル及び細胞療法の準備。左回旋枝冠動脈微小塞栓術、心不全の判定のための経胸壁エコー、骨格筋生検、骨髄生検、Ａｄベクター生産、自己筋芽細胞加工、及び骨髄からの幹細胞の単離を実施する。

羊におけるＮＯＧＡ^ＴＭマッピング。各動物に麻酔をかけ、本明細書に記載したように、手術中世話をする。動物の右側に３〜５肋間腔にわたり、接着リファレンスパッチを配置する。左頸動脈を介した下行胸部大動脈への蛍光誘導の下（８Ｆｒシース）、マッピングカテーテルを撓ませてＪ形を形成し、大動脈弁を横切り左心室内に導入する。カテーテルの位置は拡張末期に開閉され、その時点で固定リファレンスカテーテルの位置に対して記録する。カテーテル先端をＬＶ心内膜表面上に移動しながら、システムは、蛍光透視を使用せずに、その位置を３次元空間にて分析する。０．５〜４００Ｈｚにてフィルタリングした単極（ＵＰ）及び双極（ＢＰ）記録の両方から、結果を収集する。カテーテルと壁との接触の安定性を、全部位において、リアルタイムで評価する。

隣接する地点間の１５ｍｍの補間閾値を使用して、全マップを取得する。新たな各部位を取得し、Ｓｉｌｉｃｏｎ Ｇｒａｐｈｉｃｓワークステーション上に連続して表示して、３次元ＬＶ心内膜再建をリアルタイムでアップデートする。高い電気シグナル（ＵＰ心内膜電圧１０ｍＶ及びＢＰ心内膜電圧２ｍＶ）及び正常なＬＳ（ＴＬＳ＜８０％及びＬＬＳ＞１２％）の両方が現れる心筋領域は、正常な心筋細胞機能を表すように解釈する。電気活性が損なわれ（ＵＰ電圧＜１０ｍＶ及びＢＰ電圧＜２ｍＶ）又機械的機能が損なわれた（ＴＬＳ＞８０％及びＬＬＳ＜８％）領域は、ＭＩ領域内の異常な電気機械的特性を表すように解釈する。

心筋内カテーテル注入手順。経皮冠動脈血管形成術の標準的な手順を使用して、少なくとも８Ｆの導入シースの右又は左大腿動脈内への挿入を実施する。ヘパリンΗＣｌ５０００単位を投与した後、以下を実施する：
・標準的な表示でベースライン左心室撮影を行い、カテーテル誘導を補助する；
・マッピングカテーテルを使用して、ベースライン電気機械的マップを作成し、注入誘導を補助する；
・心内膜マッピングの後、頸動脈シースを介して８Ｆ注入カテーテルをＬＶ内に配置する；
・ベースライン電気機械的マップ及び蛍光誘導を使用して、注入カテーテル（ＥＭチップセンサーを組み込んだ）を処置ゾーン（心筋の梗塞領域）へ配向させる；
・心内膜表面上の注入カテーテルの安定性を確立する（ループ安定性の値＜２の記録及び洞調律中のサイクル長安定性に従って）；
・壁厚に合わせて、注入針を心筋内に約４〜６ｍｍの深度まで延長する。容量０．２０ｍｌにて〜１ｃｍ離間させて注入を行う；
・注入を梗塞領域の中心部及び周囲に分散して繰り返す；
・注入部位の密度は、ＬＶ心内膜の解剖学的構造と、カテーテル移動又はＰＶＣなしで、心内膜表面上の安定した位置を達成する能力に依存する。ワークステーションソフトウェアは、各注入部位に関して、３次元（３Ｄ）空間内の位置の正確な注釈を提供する；並びに
・注入カテーテルを心筋内細胞注入の終了時に除去する。

常在遠隔測定カテーテル及びリードを介して、有害事象（高血圧、心機能低下［ｄＰ／ｄＴの減少］、及び／又はリズム）を監視する。心臓性酵素（トロピニンＩ及びＣＫＭＢ）を１２〜２４時間目に採取する。

週１回の心エコー検査。必要に応じて、羊をＴｅｌｏｚｏｌ（１．５ｍｇ／ｋｇ）で軽く鎮静させる。前胸部及び胸骨頸切痕上の羊毛を剃り、動物は立ったままで、又はつり包帯（ｓｌｉｎｇ）内で技術者により支持される。２．５及び／又は３．０ＭＨｚ二重周波数経胸腔変換器により、２Ｄ及びＭ−様式の経胸腔的画像を取得する。羊の胸郭の何れの側へもアクセスできるよう構成された、大きい動物の支柱内に立っている動物を使用して、安静時の長軸及び短軸像を取得する。局所壁肥厚、心室寸法、部分領域変化、駆出分画率、及び梗塞境界部の組織Ｄｏｐｐｌｅｒ分析（ＴＤＩ）、梗塞＋細胞療法、及び遠隔心筋を試験する。ＧＥ Ｖｉｖｉｄ ７分析ワークステーションにおいて、ＬＶＥＦ及びＴＤＩを標準的なプロセスにより決定する。

統計的分析。作業の完了には、合計１２匹の羊（Ｎ＝６／基）を必要とする（表５）。ＨＦ動物の手術及び／又は細胞療法の何れかの結果としての動物の損失を考慮すると（〜３０％動物損失）、予測される動物の合計数は、〜１６である。

結果の解釈。作業の主な目標は（表５）、経皮心内膜注入による細胞ベースの治療法の効果の評価である。研究の項目は、細胞療法の直接又は心外膜注入と比較した、経皮心内膜注入後の心臓機能及びリモデリングの評価（週１回のエコー及び常時遠隔測定される血行動態）である。これら試験の結果により、本発明者等は、処置戦略を臨床試験に推薦するであろう。細胞及びＡｄＶＥＧＦに関して同じカテーテルを使用することにより、臨床使用前に、有意により多数の動物においてカテーテルの安全性も評価することができる。

この群においては、非外科的ＣＨＦ患者をより正確に表すために、ソノマイクロメトリー及び他の精巧な器具使用を回避する。本発明者等は、週１回の心エコー試験（ＴＤＩ及びＷＭＳ）から取得した部分的及び全体的なＬＶ機能における改善を、ソノマイクロメトリーのデータと比較する。更に又、これにより、細胞の経皮心内膜送達と細胞の直接心外膜送達との相対的な効果を直接比較することが可能となる。

限界及び代替
羊は、ヒトと同様の心臓及び冠動脈解剖学的構造を有する（Ｈｕａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈｒｏｎｉｃ ｓｅｖｅｒｌｙ ｆａｉｌｉｎｇ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｓｈｅｅｐ ｈｅａｒｔ ａｆｔｅｒ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎ： ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ， ｅｎｅｒｇｅｔｉｃ， ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ａｎｄ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２８６：Ｈ２１４１−５０， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。羊及び他の種において、冠動脈微小塞栓術モデルが詳細に試験されており、拡張型虚血性心疾患に至る多発梗塞ヒト病変と非常に類似している（Ｈｕａｎｇ， ｅｔ． ａｌ．， “Ｒｅｍｏｄｅｌｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈｒｏｎｉｃ ｓｅｖｅｒｌｙ ｆａｉｌｉｎｇ ｉｓｃｈｅｍｉｃ ｓｈｅｅｐ ｈｅａｒｔ ａｆｔｅｒ ｃｏｒｏｎａｒｙ ｍｉｃｒｏｅｍｂｏｌｉｚａｔｉｏｎ： ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ， ｅｎｅｒｇｅｔｉｃ， ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ａｎｄ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． ２８６：Ｈ２１４１−５０， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。左回旋枝冠動脈に限れば、この動脈の単独の疾患を有する患者の代表的な一部のみであるが、これら実験動物において生存率がより良く、これは、中核穿通枝（左前下行動脈から分岐した）が回避された場合に、致命的な不整脈の発生率が低下するためである。しかしながら、この選択的プロセスと、選択性がより低いヒト疾患の間の固有の差は、発見を混乱させる可能性があるが、対照試験はこの矛盾を最小にするはずである。相当のＬＶ拡張を受けた患者と同様、ＬＶ拡張が進行した後、僧帽弁閉鎖不全が起こる。

本発明者等の予備結果に示される、又これらの将来の試験に提案される常時血行動態試験は、動物の福利が生理機能に有意に影響する可能性があるため複雑である。本発明者等は、本発明者等の動物の感染症、及び、一匹のみでない動物が感染症から損失した、他の器具関連の合併症について、連日監視する方針を取っている。予備試験での全ての予期せぬ動物の損失は、微小塞栓術手順中（心室不整脈又は急性心不全、損失の７５％）、又は動物が心不全（ＬＶＥＦ＜３５％）の間の開胸術を原因として、手術に際して（麻酔誘導にて、手順中又は手順の数時間以内に、損失の２５％）であった。総損失は、試験プロトコール等を開始した動物の３０％（１４／４８羊）であり、この損失百分率は、試験設計／統計にて因子化された。

胸腔鏡を使用したＡｄＶＥＧＦ_ｐｒｅの送達は、以前に文献に記載されていないが、本発明者等が患者を使用して経験し（胸腔鏡による外側ペーシングリード配置）、又内視鏡冠動脈バイパスの動物モデルで使用した（未公開試験及びＤａ Ｖｉｎｃｉ Ｒｏｂｏｔ ｉｎ ｔｈｅ Ｃａｒｄｉｏｔｈｏｒａｃｉｃ Ｓｕｒｇｅｒｙ ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ａｔ Ｏｈｉｏ Ｓｔａｔｅ Ｍｅｄｉｃａｌ Ｃｅｎｔｅｒでの訓練セッション）技術を使用する。本発明者等は、本発明者等が経静脈的に使用することを提案する、同じカテーテル送達システムを使用した、この胸腔鏡手法を使用すれば、カテーテルと細胞及び／又は遺伝子送達のそれぞれにより、より大きな経験が可能となると感じる。内視鏡送達が全動物にて可能でない場合、小（＜６ｃｍ）右開胸術を実施して、送達は尚カテーテルを使用して達成される。

自己骨格筋芽細胞及びＣｄ１３３^＋細胞の同定及び定量は、それぞれＭｙ−３２及びＧＦＰ標識細胞に関する免疫組織化学的染色を使用する。本発明者等の予備データで確認されるように、心臓内の骨格筋は、ＭＹ−３２を使用して確実に同定される。本発明者等は、ＧＦＰ標識細胞及び組織特異的な抗原（コネクシン４３、ＣＤ４５、ＧＲ−１、ＣＤ３１）による共染色の両方を使用して、瘢痕心筋内の注入Ｃｄ１３３^＋細胞の存在と、それらのトランス分化との確認を試みる。

慢性瘢痕内の新生血管形成は、標準的な記載されている技術を使用して同定及び定量される（Ｓｃｈｕｓｔｅｒ， ｅｔ． ａｌ．， “ Ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｎｅｏｖａｓｃｕｌａｒｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ ｂｏｎｅ−ｍａｒｒｏｗ ａｎｇｉｏｂｌａｓｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｍｙｏｃａｒｄｉａｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ” Ａｍ． Ｊ． Ｐｈｙｓｉｏｌ． Ｈｅａｒｔ Ｃｈ： ２８７：Ｈ５２５−Ｈ５３２， ２００４；本明細書に参考として組み入れられている）。本発明者等は又、新生血管形成を客観的に同定する別の一方法として、ｖｏｎＷｉｌｌｅｂｒａｎｄ’ｓ因子（ＣＤ３１）に関する免疫組織化学的染色を使用する（Ｐａｇａｎｉ， ｅｔ． ａｌ．， “Ａｕｔｏｌｏｇｏｕｓ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｙｏｂｌａｓｔｓ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｔｏ ｉｓｃｈｅｍｉａ−ｄａｍａｇｅｄ ｍｙｏｃａｒｄｉｕｍ ｉｎ ｈｕｍａｎｓ ” Ｊ． Ａｍ． Ｃｏｌｌ． Ｃａｒｄｉｏｌ． ４１ ：８７９−８８８， ２００３；本明細書に参考として組み入れられている）。

（実施例３ 羊心不全モデルにおける骨格筋芽細胞及びＶＥＧＦを使用した処置）
麻酔プロトコール
以下に記載する手順及び手術のために、羊に麻酔をかける。テラゾールの筋内（ＩＭ）注入により鎮静した後、カテーテルを背側耳静脈又は頸静脈内に配置して、麻酔誘導のためチオペンタール（２〜４ｍｇ／ｌｂＩＶ）又はエトミデート（０．７５〜１．５ｍｇ／ｌｂＩＶ）を投与する。セファゾリン（１．０ｇｍ／５ｍＬ）、セフォキシチン（１．０ｇｍ／１０ｍＬ）、及び／又はバンコマイシン（１．０ｇｍ／１０ｍＬ）の静脈内（ＩＶ）抗生物質注入を行う。経口気管内挿管を実施し、１〜３％イソフルラン及び１００％酸素により麻酔を維持する。正圧換気（１０〜１５ｍｌ／ｋｇ）及びメンテナンスＩＶ流体（０．９％ＮａＣｌ又は乳酸リンゲル液＠１０ｃｃ／ｋｇ／ｈｒ）を維持する。イソフルラン投与と同時にフェンタニルをボーラス投与し、その後点滴投与して、手術中に更なる鎮痛を与える。

必要に応じて、以下の薬物をＩＶにて付与する：塩化カリウム（２０〜４０ｍＥｑ＝１０〜２０ｍＬ）、塩化カルシウム（０．５〜１．０ｇ＝５〜１０ｍＬ）、塩化マグネシウム（０．５〜２ｇ＝１〜４ｍＬ）、重炭酸ナトリウム（５〜５０ｍＥｑ＝５〜５０ｍＬ）、フェニレフリン（０．１〜１ｍｇ＝生理食塩水中に希釈＝０．１〜１．０ｍＬ）、ドブタミン（０．１２５ｍｇ／ｍＬ＝５〜５０ｍＬ／ｈｒを達成するために点滴として）、エピネフリン（０．１〜１．０ｍｇ＝．１〜１．０ｍＬ）、リドカイン（２０〜６０ｍｇ＝ｌ〜３ｍＬ）。

手順又は手術を実施するに適切な横臥位にて羊を配置する。心臓監視のためにＥＣＧリードを固定する。ベタジンで手術部位を無菌準備する前に、該部位を刈り、毛を無くす。全手順は、無菌条件（前処理及び覆い）下で実施する。低侵襲手術の手順中、動脈血試料（０．５〜３．０ｍＬ）を収集して、血液ガス及び電解質の状態を評価する場合がある。

小手順
上述の通り羊に麻酔をかけ、以下に挙げる一つ又はそれ以上の手順を行う。可能な場合、複数の手順を同時に実施して、動物一匹当たりの麻酔事象数（最大５）を最小にする。全手順を無菌条件下で実施する。

１）塞栓手順：この手順では、心不全を誘導し、試験のためのモデルを形成する。心不全の臨床的徴候である、３５％未満の心臓性駆出分画率（ＥＦ）を一貫して達成及び維持するためには、５〜１４日間の間隔にて２〜５回の塞栓述が必要である。長時間局部鎮痛のために、ブビバカイン（０．５％、２〜５ｍＬ）及びリドカイン（２％、２〜５ｍＬ）を切開部位に皮下注入（ＳＣ）する。外頸静脈上に小切開（２〜３”）を形成する。カテーテル導入具（６〜８ｆｒ）を頸静脈及び頸動脈内に配置して、心臓性血管造影カテーテルの配置を容易にする。リドカイン（４０ｍｇ＝２ｍＬＩＶ）及び／又はＭｇＳＯ_４（２ｍｇ＝４．０ｍＬＩＶ）を与えて、不整脈を防止又は制限する。ヘパリン（３〜５，０００単位＝３〜５ｍＬＩＶ）を与えて、血塊形成を防止する。必要に応じて、動物にＩＶβ遮断（メトプロロール１〜３ｍｇ＝ｌ〜３ｍＬ、プロプラノロール１〜３ｍｇ＝１〜３ｍＬ、イソプロテロノール０．２〜１ｍｇ＝１〜５ｍＬ、又はＩＣＩ８〜１０ｍｇ＝３〜５ｍＬ）を使用してもよい。認められた冠動脈血管造影法を使用する。（０．５〜２．０ｍＬ）９０ミクロンのポリスチレン粒を投与して、選択的左回旋枝冠動脈塞栓術を実施する。各手順の終わりに塞栓術及びデータ収集が完了したら、全カテーテル及び導入具を除去する。切開を層状に閉鎖し、無菌包帯を適用する。

２）心エコー検査：右胸骨横臥位の羊を使用して、二次元心エコー検査を実施する。後の分析並びに駆出分画率（ＥＦ）及び部分的左心室（ＬＶ）壁厚及び機能の評価のために、ビデオテープ上に画像を保管する。

３）筋生検：左三頭筋上に小切開（２ｃｍ）を形成して、左三頭筋を露出する。切開生検（０．５ｃｍ^３）を採取し、続くＡＳＭ群に割り当てられた動物への注入のために、細胞を培養及び調製する。吸収性縫合糸を使用して、創傷を二層（皮膚を含む）状に閉鎖する。無菌包帯を適用する。

４）左心室血管造影図：左心室撮影を実施して、左心室（ＬＶ）機能を評価する。左頸動脈内に５〜７ｆｒ導入シースを介して挿入したピグテールカテーテルを使用して、造影剤溶液（２０〜６０ｍＬ）を注入する。後の心臓ＥＦ及び部分的心臓機能の評価のために、画像を記録する（ＶＣＲテープ）。

５）心筋内生検：左頸静脈内の８ｆｒ導入シースを介して心臓内に通した血管内生検鉗子により、標本を収集する。５個の標本（５．０ｍｍ^３）を収集し、後の分析のために冷凍する。

６）左心カテーテル法及び血行動態：Ｌ頸動脈内の導入シースを介して５〜７Ｆｒピグテール圧力カテーテルをＬＶ内に挿入し、ＬＶ圧を測定する。データを取得し、オフライン分析ソフトウェアを使用して分析する。

７）右心カテーテル法／心拍出量：頸静脈導入具を介して挿入したＳｗａｎ−Ｇａｎｚカテーテルより、中心静脈圧及び肺動脈（ＰＡ）圧を取得する。流体を満たした圧力トランスデューサにカテーテルを接続し、冷５％デキストローズ溶液を５ｃｃ注入する熱希釈法により、ＣＯを測定する。

８）血液標本の収集：血清サイトカイン及び心不全の他の全身マーカー（ＥＴ−１、ＰＮＥ等）の基礎研究所試験及び分析のために、血液２５ｃｃを収集する。

低侵襲性ＶＥＧＦ投与
低侵襲性小開胸術（切開＜６ｃｍ）を介して又は胸腔鏡を使用したアクセスにより、血管新生薬、ＶＥＧＦを心臓に直接投与する。これらは、それにより薬物がヒト患者に投与されることが期待される同じ手段である。この研究により、何れが最も適切な手法であるか決定される。低侵襲法は、比較的短い麻酔時間（＜１時間）、及び急速な術後回復を可能にする。手術は、一般的な麻酔下で、無菌条件下で実施される。第１〜５群は、右小開胸術（３〜４ｔｈ肋間腔の小切開）を有し、第６〜８群は、内視鏡及び内視鏡器具を使用して、右鏡腔鏡アクセス（３〜４１インチの右胸壁上の肋間切開）を有する。ブピバカイン（０．５％、５ｍＬ）及びリドカイン（２％、５ｍＬ）を切開部位に注入して、局部に長時間の鎮痛を与える。切開前に、短時間作用型神経筋遮断薬であるシサトラクリウム（０．２５ｍｇ／ｋｇ＝１．５〜２．５ｍＬ）を静脈に単回注入するが、これは麻酔の手術深度が確立されて初めて行う。

心不全動物（第２〜８群）の局所虚血は、心筋の変色と心臓リズムの潜在的な変化により確認する。第１群の動物は、心臓の虚血性標的領域内に処置を受ける。各羊は、心筋細胞梗塞領域内に、ＡｄＶＧＥＦ（１×１０１０ｐｆｕ；アデノウイルスが保有する血管新生増殖因子）又はＡｄＮｕＩｌ（空の発現カセットを伴うアデノウイルス）の何れかの注入を受ける。各動物は、２５ｇａ針を使用して、１〜５回の注入を受ける（０．２〜３．０ｍＬ／注入）。必要に応じて、リドカイン（４０〜６０ｍｇ＝２〜３ｍＬ）をＩＶ投与して、心臓操作の結果として起こる心室不整脈を処置する。

胸部管を配置し、皮下を通過させ、右側胸部から退出させる。永久及び吸収性縫合糸を適宜使用して、小開胸術（第１〜６群）を層状に閉鎖する。胸腔鏡切開（第７〜８群）も、標準的な様式にて閉鎖する。胸腔から気体を排除し、管を引いて、切開を閉鎖する。動物を管理下で回復させる。ケトロラク（０．２ｍｇ／ｌｂＩＭ）及びブプレノルフィン（０．０５ｍｇ／ｋｇＳＣ、０．０５ｍＬ、ｑ８〜１２ｈ）を投与して、術後鎮痛を提供する。手術直後の期間に更なる鎮痛を提供するために、フェンタニルパッチ（５０ｍｃｇ／ｈｒ）を適用してもよいが、これはこのような低侵襲的処置には必要でない場合がある。全羊は、更に抗生物質：セファゾリン（１．０ｇ／５ｍＬ）、セフォキシチン（１．０ｇ／１０ｍＬ）、及び／又はバンコマイシン（１．０ｇ／１０ｍＬ）の一回投与をＩＶにて受ける。以下のプロトコールに概略するように、追加の術後の世話を提供する。

自己骨格筋芽細胞の投与及び器具使用
ＶＥＧＦ投与から約３週間後、羊に麻酔をかけ、左胸部をベタジンで前処理し、無菌的に覆う。麻酔の手術深度が確立した後、短時間作用型神経筋遮断薬（シサトラクリウム、０．２５ｍｇ／ｋｇ＝１．５〜２．５ｍＬＩＶ）を単回注入する。長時間局所鎮痛薬免疫抑制剤（ブピバカイン、０．５％、５ｍＬ；及びリドカイン２％、５ｍＬ）を、切開部位に注入する。５ｔｈ肋骨切除を伴い、又は伴わずに５ｔｈ肋間腔を介して左側面開胸術を実施する。下大静脈の周囲に、水圧閉塞具（１４〜２０ｍｍ）を配置する。６個の圧電結晶の組み合わせを、心臓の心内膜及び心外膜上に固定する。大動脈フロープローブ（１４〜２０ｍｍ）を配置して、血流を監視してもよい。較正した二重圧力遠隔測定装置（３．５ｃｍ×１ｃｍ）を胸部上に皮下移植して、術後期間の心臓パラメータ（例えば、ＥＣＧ、圧力）の“ハンズフリー”監視及びデータ収集を可能にする。遠隔測定装置からの密封圧力カテーテル（４ｆｒ）を、下行胸部大動脈及び左心室内に配置及び固定する。他の流体充填カテーテルを右心室内に配置して、術後期間の血液試料収集及び治療薬投与を容易にし、血液標本収集のための針の使用を回避する。一連の左心室ペーシングリード（２〜６）を配置して、術後期間の心筋細胞インピーダンスの測定を容易にする。必要に応じて、リドカイン（４０〜６０ｍｇ＝２〜３ｍＬ）を使用して、心臓操作の結果として起こり得る心室不整脈を処置する。次に、自己骨格筋芽細胞（ＡＳＭ）又は対照ビヒクルを注入する；ＬＶ内の虚血性損傷領域内の種々の位置に、２５ｇａ針を介して、動物一匹当たり１〜５回の注入（０．２〜３．０ｍＬ／注入）行う。

全カテーテル及び器具は、動物の肩甲骨間の背側にて、胸部及び皮膚から退出する。胸部を閉鎖する前に、ベースライン血行動態測定を行って、全器具が機能することを確認する。胸部管を配置し、皮下を通過させ、左側胸部から退出させる。永久及び吸収性縫合糸を適宜使用して、胸部を層状に閉鎖する。ドレーンに吸引器を適用する。ケトロラク（０．２ｍｇ／ｌｂＩＭ）及びブプレノルフィン（０．００５ｍｇ／ｋｇＩＭ＝１〜２ｍＬ、ｑ８〜１２ｈ）を投与して、術後鎮痛を提供する。全羊は、抗生物質（ＡＢｓ）：セファゾリン（１．０ｇ／５ｍＬ）、セフォキシチン（１．０ｇ／１０ｍＬ）、及び／又はバンコマイシン（１．０ｇ／１０ｍＬ）ＩＶを受容する。

胸部に包帯を施し、“ジャケット”でカバーして、切開及び器具を不注意な損傷から保護する。動物は、管理下で麻酔から回復する。ＥＴ管を除去した後、動物は自発的な呼吸を維持でき、背側耳静脈カテーテルを除去する。羊をビバリウム動物居住施設及び日常的な飼育所に戻す。羊は、他の羊の視界内にいるとき、より急速に回復し、又ストレスが少ない。研究職員は、羊が補助なしで干し草を食べ、水を飲むまで、１〜２時間毎の羊の監視を継続する。

術後の世話
術後期間中、羊に鎮痛薬（ブプレノルフィン＝０．００５ｍｇ／ｋｇＩＭ＝１〜２ｍＬ、ｑ８〜１２ｈ、及び／又はフェンタニルパッチ＝５０ｍｃｇ／ｈｒで７２ｈｒ）を与えて、長時間鎮痛する。抗生物質（上記と同じ）を８〜１２時間毎（種類により指示）にＩＶ投与し、術後２週目まで継続される場合がある。胸部管を４〜８時間毎に退避し、定位置に４８時間まで残留させる。回収した流体を稠度及び容積に関して評価する。試験経過中、手術部位、カテーテル、及び包帯を毎日調べて、必要に応じて、又は２〜５日毎に交換する。動物世話スタッフは、羊の体重及び体温を５〜１０日毎に記録し、任意の有意な変化を研究職員に報告する。

データ収集
ＡＳＭ投与後、生理学的データ（心拍数、血圧、血流量等）を１〜１４日毎に（一般的に週に２回）収集する。輸送支柱／カートを使用して、データ収集室ビバリウム内の居住室の隣の）への輸送中、及びデータ収集中の羊に安全な環境を提供する。羊の鎮静と物理的拘束は、必要としない。

監視器具をデータ取得システムに接続して、データを収集する。例えばドブタミン（１〜１０ｍｃｇ／ｋｇ／分＝１〜５０ｍＬ−試験期間は、個々で変動し、５〜２５分又はそれ未満継続する）のような変力薬を、静脈内投与する場合がある。これは、心臓機能を評価する臨床的に許容される場合がある方法である。例えばメトプロロール（１〜３ｍｇ＝ｌ〜３ｍＬ）、プロプラノロール（１〜３ｍｇ＝１〜３ｍＬ）、又はＩＣＩ（８〜１０ｍｇ＝３〜５ｍＬ）のような薬剤のＩＶ投与によりβ受容体遮断も開始して、例えばイソプロテレノール（０．２〜１ｍｇ＝１〜５ｍＬ）のようなβアドレナリン化合物の存在下での、不全心臓の補償能を評価する場合がある。受容体のアベイラビリティ及び感受性における変化は、動物の心不全の進行と関連する場合がある。

血液試料（２５ｍＬ）は、基礎研究室試験、血清サイトカイン及び心不全のその他の全身性マーカー（ＥＴ−１、ＰＮＥ等）の分析のために採取される場合がある。研究所試験は、動物の生活（ｗｅｌｆａｒｅ）がより頻繁な試験を必要としない限り、週に３回を超えない。この時点で、必要な任意の医薬を投与し、心室カテーテルをヘパリン（１０００Ｕ／ｍｌ、３〜５ｍＬ）でフラッシュする。外科的切開を点検して（術後の世話にて述べたように）、包帯を交換する。包帯上にジャケットを装着し、羊を居住室に戻す。

末期手順
ＡＳＭ投与から６週間後、最後のデータ収集事象を行う。羊を以前のように麻酔し、直ちにＩＶ飽和塩化カリウムで安楽死させる。更なるｉｎ ｖｉｔｒｏでの試験に外植片組織を使用し、その幾つかを凍結又は＜１０％緩衝ホルマリン溶液中で固定した後、組織学的分析用に調製する。

細胞生存率の定量
心臓の注入部位を寸法約２．５ｍｍ×２．５ｍｍ×０．３ｍｍの塊に切断し、パラフィン中にて加工する。次に、組織を厚さ５μｍに切断し、組織学的分析のためにスライド上に配置する。ある場合には、全塊を切片化し、他の場合には、組織の一部のみを切片化する。次に、組織切片をＨ＆Ｅ、又はトリクロームで染色し、骨格特異的なミオシン重鎖（ＭＹ３２）、ミオゲニン、又はｍｙｏＤに関して免疫染色する。

心臓内の筋芽細胞の生存率を概算するために、代表的な組織切片中の移植片（一つ又は複数）面積、移植片面積当たりの核の密度を測定する。次に、以下の方程式を使用して、組織塊内の生存する筋芽細胞核の合計数を決定する。
切片中の移植片面積の合計×移植片面積当たりの核密度×塊当たりの切片数×Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ補正（１）
例：
２．６７５×１０^６μｍ^２×６．３×１０^−４核／μｍ^２×６００×０．４５
＝４．６×１０^５組織塊中の筋芽細胞核
Ａｂｅｒｃｒｏｍｂｉｅ補正は、隣接する切片内の同じ核の計数の可能性に関して調製する。

移植片を含む全塊から計算した細胞数を、注入した筋芽細胞数で割り、生存百分率を決定する。

結果
９匹の羊に、≦４億個の細胞を移植した。各動物に関する生存百分率を、下の表６に示す。生存百分率は、平均で、細胞移植前にＶＥＧＦを受けた羊にて高い。これらのデータは、血管新生因子が移植細胞の全生存率を改善できるという仮説の裏付けとなる。

その他の実施形態
前記は、本発明の非限定的な好ましい特定の実施形態を説明したものである。当業者は、特許請求の範囲に定義した本発明の趣旨又は適用範囲から逸脱することなく、この説明に種々の変更及び修正を加える場合があることを理解するであろう。

虚血性心疾患（ＨＦ）を有する羊に自己骨格筋芽細胞（ＡＳＭ）を注入してから６週間後の染色切片を示す。複合体トリクローム（Ａ）、及び骨格筋特異的なミオシン重鎖（Ｂ、ＭＹ−３２、紫色染色）染色は、心筋細胞瘢痕の領域内に生着したＡＳＭ由来の骨格筋線維の広範なパッチを示す。図Ｃ及びＤでは、図Ａ（矢印）のより高倍率で、互いに並んで、更に筋原線維束内に組織化されている骨格線維が認められる（図Ｃ及びＤ）。残りの心筋細胞（図Ｅ、‘ｃ’）、及び隣接する骨格筋原線維と並んだＡＳＭ由来の骨格筋は、ＭＹ−３２の染色（Ｆ）により確認される。図Ｂ、Ｄ及びＦ内の縮尺バーは、それぞれ２ｍｍ、０．５ｍｍ、及び０．２ｍｍである。 トリクローム染色（Ａ）により認められる心筋細胞線維症及び瘢痕の領域内の生存筋を示す。ＭＹ−３２による染色（Ｂ）では、ＡＳＭ由来の骨格筋が残りの心筋細胞（’ｃ’）に近接して移植され、これらの細胞と並んでいるが、ＡＳＭ由来の骨格筋は心臓に特異的なトロピニン−Ｉ（Ｃ）を選択的に染色しないことが確認された。同じ領域をより拡大すると（Ｃ、矢印）、ＡＳＭ由来の骨格筋細胞は、残りの心筋細胞（‘ｃ’）に非常に密接しているにもかかわらず、心臓細胞ギャップ結合の不可欠な成分であるコネクシン４３（Ｄ）を染色しない。図Ａ及びＤの縮尺バーは、それぞれ０．２ｍｍ及び０．１ｍｍである。 微小塞栓術前後の１匹の羊からの左心室容量（ＬＶＶ）及び左心室圧（ＬＶＰ）の記録（上図及び中間図）；微小塞栓後のＡＳＭ移植（下図、丸）を伴う又は伴わないＥＳＰＶＲ（中間図）及びＰＲＳＷ（下図、四角）の顕著な変化を示す。ＡＳＭ移植では、１週後に心臓機能の改善（勾配）が見られなかったが（○及び□）、移植では、６週目にＨＦ対照動物で見られるＰＲＳＷの右方向へのシフトが防止された（●及び■）。 左心室の拡張（ＥＳＶＩ、上図）及び乳頭中部短軸長（ＳＡ、中間図）の増大が、心不全対照（Ｎ＝６、網掛け棒グラフ）に比べてＡＳＭ注入後（Ｎ＝５、白色棒グラフ）に減衰した。左心室長軸長（ＬＡ、下図）に群間差は見られなかった。ＨＦ対照（「なし」）を含む全ての動物を使用して、ＡＳＭ由来の筋細胞生存率（ｌｏｇ）とＬＶリモデリングに対する関係を評価した（各挿入図、Ｎ＝１１）。ＡＳＭ由来の筋細胞生存率が最も高い動物は、特にＬＶ短軸拡張において最も顕著な減衰を示した。各関係の相対的統計を示す。 他の骨格筋線維、並びに天然の心筋線維と並んだ生存筋細胞を示すトリクローム染色（図Ａ及びＣ）を示す（矢印は図Ｃ及びＤのの軸を示す）。又、図Ａに比べて、図ＢのＭＹ−３２染色（速筋型ミオシン重鎖）では、骨格筋が確認される。 左回旋枝冠動脈微小塞栓術前（Ａ）及び後（Ｂ）の代表的な羊心臓を示す。 短軸（ＳＡ）、長軸（ＬＡ）、及び心室セグメント長（ＳＬ）の長期的、同時及びリアルタイム測定に使用した３組のソノマイクロメトリー結晶の配置を示す左心室の概略図を示す。ＳＡ及びＬＡ寸法を使用して、左心室容量をリアルタイムで導き出し、圧容量ループからの圧容量分析を可能にする。 心不全のベースラインから６週目までの、羊におけるＬＶＥＦ（折れ線グラフ）の低下と、不随する左心室収縮末期容量係数（棒グラフ）の増大の時間的関係（Ｎ＝５）を示す。括弧はベースラインに対する有意性ｐ＜０．０５を示す。 下大静脈閉塞時における代表的な圧容量ループを示す。又、収縮末期（ＥＳＰＶＲ）と拡張末期（ＥＤＰＶＲ）の圧容量関係を示す（左図）。同じ閉塞時における前負荷動員一回仕事量（ＰＲＳＷ）の表を生成する。 筋芽細胞生存率に依存して起こるＬＶ拡張の減衰を示す。筋芽細胞生存率が最も高い動物（ＡＳＭ（高）、Ｎ＝２）は、ＣＨＦ対照及び筋芽細胞生存率の低い羊（ＡＳＭ（低）、Ｎ＝３）の両方に比べて、６週目にＬＶ拡張における最も大きなベネフィット（括弧、上部図）を示した。ＣＨＦ＋ＡＳＭ（高）群は、６週目に短軸径の増大を全く示さなかった（下部図）。６週目に長軸拡張の群間差異は見られなかった（下部図）。

Claims (83)

1. 心疾患を処置する方法であって、
   心疾患に罹患する患者に血管新生促進剤を投与する工程；および
   該患者の心臓に細胞組成物を投与する工程を包含する、方法。
2. 前記血管新生促進剤を投与する前記工程が、前記細胞組成物を投与する前記工程の前に実施される、請求項１に記載の方法。
3. 前記血管新生促進剤を投与する前記工程が少なくとも２回繰り返される、請求項１に記載の方法。
4. 前記細胞組成物を投与する前記工程が少なくとも２回繰り返される、請求項１に記載の方法。
5. 前記血管新生促進剤がタンパク質又はペプチドである、請求項１に記載の方法。
6. 前記血管新生促進剤が小分子である、請求項１に記載の方法。
7. 前記血管新生促進剤がポリヌクレオチドである、請求項１に記載の方法。
8. 前記血管新生促進剤が細胞である、請求項１に記載の方法。
9. 前記血管新生促進剤が、内皮細胞、内皮幹細胞、骨髄由来の幹細胞、胚幹細胞、臍帯血細胞、始原生殖細胞、神経幹細胞、多能性幹細胞、骨格筋芽細胞、又は間充織幹細胞である、請求項１に記載の方法。
10. 前記血管新生促進剤が、血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）、アンジオゲニン、増殖因子、低酸素誘導因子−１（ＨＩＦ−１）、上皮増殖因子（ＥＧＦ）、ｂＦＧＦ、アンジオポイエチン、酸性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−１）、塩基性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−２）、血小板由来の増殖因子、血管新生因子、形質転換増殖因子−α（ＴＧＦ−α）、形質転換増殖因子−β（ＴＧＦ−β）、血管透過性因子（ＶＰＦ）、腫瘍壊死因子α（ＴＮＦ−α）、インターロイキン−３（ＩＬ−３）、インターロイキン−８（ＩＬ−８）、血小板由来の内皮増殖因子（ＰＤ−ＥＧＦ）、顆粒球コロニー刺激因子（Ｇ−ＣＳＦ）、肝細胞増殖因子（ＨＧＦ）、分散因子（ＳＦ）、プレイトロフィン、プロフェリン、ホリスタチン、胎盤増殖因子（ＰｌＧＦ）、ミッドカイン、血小板由来の増殖因子−ＢＢ（ＰＤＧＦ）、及びフラクタルカインからなる群から選択される、請求項１に記載の方法。
11. 前記血管新生促進剤が血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）である、請求項１に記載の方法。
12. 前記心疾患が、冠動脈心疾患、慢性心不全、虚血性心疾患、鬱血性心不全、心筋症、拡張型心筋症、ウイルス性心筋症、又は心筋細胞梗塞である、請求項１に記載の方法。
13. 前記細胞組成物が粘度上昇剤を含む、請求項１に記載の方法。
14. 前記細胞組成物がポリマーを含む、請求項１に記載の方法。
15. 前記細胞組成物がマトリックスを含む、請求項１に記載の方法。
16. 前記細胞が骨格筋芽細胞である、請求項１に記載の方法。
17. 前記細胞が幹細胞である、請求項１に記載の方法。
18. 前記細胞が胚幹細胞又は骨髄幹細胞である、請求項１に記載の方法。
19. 前記細胞が間充織幹細胞である、請求項１に記載の方法。
20. 前記細胞が、胎児心筋細胞と共に培養された間充織幹細胞である、請求項１に記載の方法。
21. 前記細胞が胎児心筋細胞である、請求項１に記載の方法。
22. 前記細胞がヒト細胞である、請求項１に記載の方法。
23. 前記細胞が培養されている、請求項１に記載の方法。
24. 前記細胞が最小限培養されている、請求項１に記載の方法。
25. 前記細胞がｉｎ ｖｉｔｒｏで２倍にされていない、請求項１に記載の方法。
26. 前記細胞が培養されていない、請求項１に記載の方法。
27. 前記細胞が前記患者に由来する、請求項１に記載の方法。
28. 前記細胞がヒトドナーに由来する、請求項１に記載の方法。
29. 前記細胞が抗アポトーシス因子を発現する、請求項１に記載の方法。
30. 前記細胞がＡｋｔを発現する、請求項１に記載の方法。
31. 前記細胞が増殖因子を発現する、請求項１に記載の方法。
32. 前記細胞が塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦ）を発現する、請求項１に記載の方法。
33. 前記薬剤を投与する前記工程が、前記細胞組成物を投与する前記工程の少なくとも１週間前に実施される、請求項１に記載の方法。
34. 前記薬剤を投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも２週間前に実施される、請求項１に記載の方法。
35. 前記薬剤を投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも３週間前に実施される、請求項１に記載の方法。
36. 前記薬剤を投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも４週間前に実施される、請求項１に記載の方法。
37. 前記方法が、前記細胞組成物の投与から２週間後に、前記患者の運動耐容能を改善する、請求項１に記載の方法。
38. 前記方法が、前記細胞組成物の投与から２週間後に、心拍出量を増大させる、請求項１に記載の方法。
39. 前記方法が心臓拡張を低下させる、請求項１に記載の方法。
40. 前記方法が、左心室収縮末期容量係数で測定される左心室拡張の減衰をもたらす、請求項１に記載の方法。
41. 心疾患を処置する方法であって、
    血管新生促進因子をコードするポリヌクレオチドを含むベクターを、心疾患に罹患する患者の心臓に投与する工程；および
    該患者の心臓に細胞組成物を投与する工程を包含する、方法。
42. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の前に実施される、請求項４１に記載の方法。
43. 前記心疾患が、冠動脈疾患、鬱血性心不全、慢性心不全、虚血性心疾患、心筋症、拡張型心筋症、又は心筋細胞梗塞である、請求項４１に記載の方法。
44. 前記細胞が骨格筋芽細胞である、請求項４１に記載の方法。
45. 前記細胞が幹細胞又は胚幹細胞である、請求項４１に記載の方法。
46. 前記細胞が間充織幹細胞である、請求項４１に記載の方法。
47. 前記細胞が、胎児心筋細胞と共に培養された間充織幹細胞である、請求項４１に記載の方法。
48. 前記細胞が胎児心筋細胞である、請求項４１に記載の方法。
49. 前記細胞が骨髄幹細胞である、請求項４１に記載の方法。
50. 前記細胞が前記患者に由来する、請求項４１に記載の方法。
51. 前記細胞がヒトドナーに由来する、請求項４１に記載の方法。
52. 前記細胞が抗アポトーシス因子を発現する、請求項４１に記載の方法。
53. 前記細胞がＡｋｔを発現する、請求項４１に記載の方法。
54. 前記細胞が増殖因子を発現する、請求項４１に記載の方法。
55. 前記細胞が塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦ）を発現する、請求項４１に記載の方法。
56. 前記細胞が間充織幹細胞である、請求項４１に記載の方法。
57. 前記ベクターがＤＮＡを含む、請求項４１に記載の方法。
58. 前記ベクターがＲＮＡを含む、請求項４１に記載の方法。
59. 前記ベクターが、血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）、アンジオゲニン、増殖因子、低酸素誘導因子−１（ＨＩＦ−１）、上皮増殖因子（ＥＧＦ）、ｂＦＧＦ、アンジオポイエチン、酸性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−１）、塩基性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−２）、血小板由来の増殖因子、血管新生因子、形質転換増殖因子−α（ＴＧＦ−α）、形質転換増殖因子−β（ＴＧＦ−β）、血管透過性因子（ＶＰＦ）、腫瘍壊死因子α（ＴＮＦ−α）、インターロイキン−３（ＩＬ−３）、インターロイキン−８（ＩＬ−８）、血小板由来の内皮増殖因子（ＰＤ−ＥＧＦ）、顆粒球コロニー刺激因子（Ｇ−ＣＳＦ）、肝細胞増殖因子（ＨＧＦ）、分散因子（ＳＦ）、プレイトロフィン、プロリフェリン、ホリスタチン、胎盤増殖因子（ＰｌＧＦ）、ミッドカイン、血小板由来の増殖因子−ＢＢ（ＰＤＧＦ）、及びフラクタルカインからなる群から選択される血管新生促進因子をコードする、請求項４１に記載の方法。
60. 前記ベクターが、プラスミド、ウイルス、アデノウイルス、又はアデノ関連ウイルスである、請求項４１に記載の方法。
61. 前記ベクターが、ＶＥＧＦをコードするアデノウイルス又はアデノ関連ウイルスである、請求項４１に記載の方法。
62. 前記ベクターが、ＶＥＧＦ_１２１をコードするアデノウイルス又はアデノ関連ウイルスである、請求項４１に記載の方法。
63. 前記ベクターが、血管新生因子の構成的な発現をもたらす、請求項４１に記載の方法。
64. 前記ベクターが、血管新生因子の低酸素誘導による発現をもたらす、請求項４１に記載の方法。
65. 前記血管新生因子がＶＥＧＦである、請求項６３又は６４に記載の方法。
66. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも１週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
67. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも２週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
68. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも３週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
69. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも４週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
70. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも６週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
71. 前記ベクターを投与する前記工程が、前記細胞を投与する前記工程の少なくとも８週間前に実施される、請求項４１に記載の方法。
72. 前記ベクターを投与する前記工程から３週間後に、毛細血管密度が少なくとも２倍増大する、請求項４１に記載の方法。
73. 前記細胞を投与する前記工程が、カテーテルを介して前記心臓に該細胞を投与することを包含する、請求項４１に記載の方法。
74. 心疾患を処置する方法であって、
    心疾患に罹患する患者の心臓に前記細胞を投与する工程を包含し、
    該細胞が、骨格筋芽細胞、胎児心筋細胞、胚幹細胞、間充織幹細胞、又は骨髄幹細胞からなる群から選択され；且つ
    該細胞が、血管新生促進因子を発現するように操作されている、方法。
75. 前記細胞が骨格筋芽細胞である、請求項７４に記載の方法。
76. 前記細胞が間充織幹細胞である、請求項７４に記載の方法。
77. 前記血管新生促進因子が、血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）、アンジオゲニン、増殖因子、低酸素誘導因子−１（ＨＩＦ−１）、上皮増殖因子（ＥＧＦ）、ｂＦＧＦ、アンジオポイエチン、酸性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−１）、塩基性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−２）、血小板由来の増殖因子、血管新生因子、形質転換増殖因子−α（ＴＧＦ−α）、形質転換増殖因子−β（ＴＧＦ−β）、血管透過性因子（ＶＰＦ）、腫瘍壊死因子α（ＴＮＦ−α）、インターロイキン−３（ＩＬ−３）、インターロイキン−８（ＩＬ−８）、血小板由来の内皮増殖因子（ＰＤ−ＥＧＦ）、顆粒球コロニー刺激因子（Ｇ−ＣＳＦ）、肝細胞増殖因子（ＨＧＦ）、分散因子（ＳＦ）、プレイトロフィン、プロリフェリン、ホリスタチン、胎盤増殖因子（ＰｌＧＦ）、ミッドカイン、血小板由来の増殖因子−ＢＢ（ＰＤＧＦ）、及びフラクタルカインからなる群から選択される、請求項７４に記載の方法。
78. （１）血管新生促進因子；及び（２）骨格筋芽細胞又は間充織幹細胞を含むキット。
79. 更に針、注射器、カテーテル、及び前記筋芽細胞を懸濁するための、薬学的に許容される賦形剤を含む、請求項７８に記載のキット。
80. 前記針が側孔付きの針である、請求項７８に記載のキット。
81. 前記骨格筋芽細胞又は間充織幹細胞が、血管新生促進因子を発現するように遺伝子操作される、請求項７８に記載のキット。
82. 前記血管新生促進因子が、アンジオゲニン、増殖因子、低酸素誘導因子−１（ＨＩＦ−１）、上皮増殖因子（ＥＧＦ）、ｂＦＧＦ、アンジオポイエチン、酸性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−１）、塩基性線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ−２）、血小板由来の増殖因子、血管新生因子、形質転換増殖因子−α（ＴＧＦ−α）、形質転換増殖因子−β（ＴＧＦ−β）、血管透過性因子（ＶＰＦ）、腫瘍壊死因子α（ＴＮＦ−α）、インターロイキン−３（ＩＬ−３）、インターロイキン−８（ＩＬ−８）、血小板由来の内皮増殖因子（ＰＤ−ＥＧＦ）、顆粒球コロニー刺激因子（Ｇ−ＣＳＦ）、肝細胞増殖因子（ＨＧＦ）、分散因子（ＳＦ）、プレイトロフィン、プロリフェリン、ホリスタチン、胎盤増殖因子（ＰｌＧＦ）、ミッドカイン、血小板由来の増殖因子−ＢＢ（ＰＤＧＦ）、血管内皮増殖因子（ＶＥＧＦ）、及びフラクタルカインからなる群から選択される、請求項７８に記載のキット。
83. 前記血管新生促進因子が血管内皮増殖因子である、請求項７８に記載のキット。

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