ES2929394T3

ES2929394T3 - Activación plaquetaria y liberación de factor de crecimiento usando pulsos eléctricos

Info

Publication number: ES2929394T3
Application number: ES18210654T
Authority: ES
Inventors: Vasile Bogdan Neculaes; Andrew Soliz Torres; Antonio Caiafa; Brian Duh-Lan Lee; Allen Lawrence Garner
Original assignee: General Electric Co
Current assignee: General Electric Co
Priority date: 2014-01-17
Filing date: 2015-01-09
Publication date: 2022-11-28
Anticipated expiration: 2035-01-09
Also published as: MX2016009316A; CA2936230C; US20190336578A1; US20150202264A1; RU2016126427A; US20160367632A1; RU2016126427A3; US9452199B2; US20230013598A1; TW201620529A; AU2020207831A1; TWI673054B; EP3094970B1; US20160367633A1; EP3094970A1; CA2936230A1; JP6625542B2; EP3502690B1; US10369200B2; CN105899949B

Abstract

Se describen sistemas para liberar factores de crecimiento. En ciertas realizaciones, una muestra de sangre se expone a una secuencia de uno o más pulsos eléctricos para desencadenar la liberación de un factor de crecimiento en la muestra. En ciertas realizaciones, la liberación del factor de crecimiento no se acompaña de coagulación dentro de la muestra de sangre. (Traducción automática con Google Translate, sin valor legal)

Description

DESCRIPCIÓN

Activación plaquetaria y liberación de factor de crecimiento usando pulsos eléctricos

Antecedentes

La materia objeto descrita en la presente memoria se relaciona, en general, con la terapia plaquetaria usada en diversas aplicaciones médicas, tales como tratamientos para cirugía o trauma. Específicamente, las realizaciones descritas se refieren a la activación plaquetaria y la liberación de factor de crecimiento en plasma rico en plaquetas. La terapia plaquetaria es un tratamiento de cicatrización de heridas usado para muchos tipos de lesiones y afecciones, como lesiones nerviosas, tendinitis, osteoartritis, lesión del músculo cardíaco, y reparación y regeneración ósea. La terapia plaquetaria también puede usarse para acelerar la cicatrización de heridas después de la cirugía.

En general, un médico puede extraer sangre de un paciente; a continuación, la sangre se centrifuga para generar plasma rico en plaquetas (PRP). Para la activación plaquetaria en vivo, el médico puede aplicar el PRP en el sitio sin agregar un activador de plaquetas. La activación plaquetaria, que incluye la liberación de factor de crecimiento y la coagulación, en general, se induce por el colágeno dentro del tejido conectivo. Para la activación plaquetaria ex vivo, el médico puede desencadenar la activación plaquetaria dentro del PRP agregando un activador típico, como la trombina, y a continuación aplicar el PRP activado al sitio.

Para tales aplicaciones ex vivo, puede usarse trombina bovina para inducir la activación plaquetaria. Sin embargo, el uso de trombina de origen animal puede provocar reacciones alérgicas o una posible contaminación del PRP con agentes infecciosos. Las alternativas a la trombina de origen animal tienden a ser costosas y aún pueden provocar reacciones alérgicas.

Además, hay algunas aplicaciones de cicatrización de heridas en las que se desea la liberación de factor de crecimiento pero no la coagulación posterior. Por ejemplo, un médico puede desear inyectar una muestra de PRP con factores de crecimiento liberados en el sitio, lo que es un tratamiento común para las lesiones articulares. Exponer una muestra de PRP a diversos tipos de luz (p. ej., infrarroja) puede desencadenar la liberación de factor de crecimiento sin la coagulación posterior. Sin embargo, el equipo experimental es complejo, pudiendo ser su instalación en un laboratorio costosa y llevar mucho tiempo. Adicionalmente, el tiempo de exposición a la luz para una muestra puede ser largo, lo que posteriormente aumentaría el tiempo total del tratamiento.

El documento "Nanosecond pulse electric field (nanopulse): A novel non-ligand agonist for platelet activation"; Zhang et al; publicado en ARCHIVOS DE BIOQUÍMICA Y BIOFÍSICA, vol. 471, 2008, páginas 240-248 describe un método para liberar factores de crecimiento de la sangre en condiciones de agregación de plaquetas.

Breve descripción

De acuerdo con la invención, los sistemas según las reivindicaciones independientes 1 y 2 incluyen una memoria legible por ordenador no transitoria que almacena una o más rutinas ejecutables de procesador, cuando se ejecutan, hacen que se aplique una secuencia de uno o más pulsos eléctricos a una muestra de sangre para desencadenar la liberación de un factor de crecimiento en la muestra de sangre.

Los sistemas también incluyen un procesador configurado para acceder y ejecutar la una o más rutinas ejecutables de procesador almacenadas en la memoria legible por ordenador.

Dibujos

Estas y otras características, aspectos y ventajas de la presente invención se entenderán mejor cuando se lea la siguiente descripción detallada haciendo referencia a los dibujos adjuntos en los que los mismos caracteres representan partes iguales a lo largo de los dibujos, en donde:

la FIG. 1 es un esquema de un sistema de generación de pulsos,

la FIG. 2 es un diagrama

e flujo que ilustra un método para la activación plaquetaria ex vivo, la FIG. 3 es un diagrama

e flujo que ilustra un método para la liberación de factor de crecimiento ex vivo, la FIG. 4 es un diagrama

e flujo que ilustra un método de liberación de factor de crecimiento ex vivo la FIG. 5 ilustra una muestra de plasma rico en plaquetas activado usando trombina bovina (lado izquierdo) y una muestra de plasma rico en plaquetas después de la exposición a pulsos eléctricos (lado derecho) donde se produce la liberación de factor de crecimiento sin coagulación;

la FIG. 6 es una gráfica que muestra la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado en las muestras de plasma ricas en plaquetas ilustradas en la FIG. 5 usando diversos enfoques, incluyendo los enfoques tratados en la presente memoria;

la FIG. 7 representa dos muestras de plasma rico en plaquetas expuestas a campos eléctricos pulsados, y

la FIG. 8 es una gráfica que muestra la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado en las muestras de plasma ricas en plaquetas ilustradas en la FIG. 7 usando diversos enfoques, incluyendo los enfoques tratados en la presente memoria.

Descripción detallada

A continuación, se describirán una o más realizaciones específicas de la presente materia objeto. En un esfuerzo por proporcionar una descripción concisa de estas realizaciones, todas las características de una implementación real pueden no estar descritas en la memoria descriptiva. Debería tenerse en cuenta que en el desarrollo de cualquier implementación real, como en cualquier proyecto de ingeniería o diseño, se deben tomar numerosas decisiones específicas-implementación para lograr los objetivos específicos de los desarrolladores, tales como el cumplimiento de las restricciones relacionadas con el sistema y el negocio, que pueden variar de una implementación a otra. Es más, debería tenerse en cuenta que dicho esfuerzo de desarrollo puede ser complejo y llevar mucho tiempo, pero sin embargo sería una tarea rutinaria de diseño, fabricación y manufactura para aquellos con conocimientos ordinarios que se beneficien de la presente descripción.

Al introducir elementos de diversas realizaciones de la presente invención, los artículos "un", "una", "el", "la" y "dicho/a" significan que hay uno o más de los elementos. Las expresiones "que comprende", "que incluye", y "que tiene" pretenden ser inclusivas y significan que puede haber elementos adicionales además de los elementos enumerados.

La activación y/o agregación de plaquetas puede usarse para tratar heridas en vivo y/o ex vivo. Durante los procesos convencionales, las plaquetas en la sangre están expuestas a un compuesto de activación de plaquetas, tal como la trombina, que induce tanto la liberación de factores de crecimiento (p. ej., factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF)) como la coagulación. Para la activación plaquetaria en vivo, el PRP inactivado se aplica o se inyecta en el sitio de la lesión. Habitualmente, el colágeno dentro del tejido conectivo desencadena la activación plaquetaria, la liberación de factor de crecimiento y la coagulación. Para la activación plaquetaria ex vivo, un médico puede extraer sangre de un paciente y centrifugar la muestra de sangre para producir una muestra de plasma rico en plaquetas (PRP). El cloruro de calcio (CaCl²) y un compuesto de activación de plaquetas, tal como la trombina, puede agregarse a la muestra de PRP para desencadenar la activación plaquetaria y formar un gel que, a continuación, se aplica a la herida. Sin embargo, el uso de trombina de origen animal en la activación plaquetaria puede provocar reacciones alérgicas o una posible contaminación de la muestra de PRP. Además, las alternativas a la trombina de origen animal tienden a ser costosas y aún pueden provocar reacciones alérgicas.

Las presentes realizaciones se refieren a la activación plaquetaria ex vivo y a la liberación de factor de crecimiento, que incluye enfoques para liberar el factor de crecimiento sin provocar los eventos de coagulación normalmente asociados con la activación plaquetaria. Las aplicaciones específicas de cicatrización de heridas pueden implicar el tratamiento de muestras de sangre, que incluyen muestras de PRP, para liberar factores de crecimiento sin coagular. Los métodos para la activación plaquetaria ex vivo tratada en la presente memoria puede incluir exponer una muestra de sangre, tal como una muestra de PRP, a pulsos eléctricos para desencadenar la activación plaquetaria. La liberación de difosfato de adenosina (ADP) puede observarse como parte de la liberación de activación plaquetaria en respuesta a campos eléctricos pulsados en ciertas implementaciones. Los métodos para la liberación de factor de crecimiento ex vivo puede implicar o no la adición de productos químicos a la muestra de sangre antes de la estimulación eléctrica, como se trata en la presente memoria.

Con lo anterior en mente, la FIG. 1 muestra esquemáticamente un sistema de generación de pulsos 10 para la activación plaquetaria ex vivo y la liberación de factor de crecimiento. El sistema 10 incluye una circuitería de generación de pulsos 12 y unos conjuntos de electrodos (o matrices de electrodos) 14 y 16. En el ejemplo representado, los electrodos 14 y 16 están separados en lados opuestos de una cubeta 18. Es decir, la cubeta 18 está dispuesta entre los electrodos y los electrodos 14 y 16 están acoplados a la circuitería de generación de pulsos a través de los contactos 20. La cubeta 18 está configurada para contener una muestra 22 que contiene plaquetas. En algunos casos, la cubeta 18 puede ser desechable y extraíble de un portamuestras 24 que incluye los electrodos 14 y 16. Por consiguiente, la inserción de la cubeta 18 y el contacto de los electrodos 14 y 16 con los contactos 20 permite que la circuitería de generación de pulsos produzca un pulso eléctrico, y la muestra 22 dentro de la cubeta 18 se expone a los pulsos. Como se apreciará, la cubeta 18 es simplemente un ejemplo de un recipiente de muestra, y puede usarse junto con el sistema 10 cualquier recipiente adecuado configurado para contener la muestra 22, hacer contacto con los electrodos 14 y 16, y conducir los pulsos eléctricos. El espacio entre los electrodos 14 y 16 puede influir en la intensidad del campo eléctrico del pulso, que se define como la relación entre la tensión aplicada y la distancia de espacio de cubeta. Por ejemplo, exponer una cubeta de 1 cm de ancho a un pulso de 1 kV produce una intensidad de campo de 1 kV/cm.

En algunos casos, el sistema puede incluir un control adecuado y una circuitería de entrada y puede implementarse en una carcasa dedicada o puede acoplarse a un ordenador u otro sistema de control basado en un procesador. El sistema 10 incluye un procesador 26 que controla la circuitería de generación de pulsos 12. Los componentes adicionales del sistema 10 incluyen una memoria 28 que almacena instrucciones que se ejecutan por el procesador 26. Tales instrucciones pueden incluir protocolos y/o parámetros para los pulsos eléctricos generados por la circuitería de generación de pulsos 12. El procesador 26 puede incluir, por ejemplo, microprocesadores de uso general de uno o varios chips. De manera adicional, el procesador 26 puede ser cualquier procesador convencional de fin especial, tal como un procesador o circuitería específico de la aplicación. La memoria 28 puede ser cualquier medio legible por ordenador no transitorio adecuado tal como una memoria de acceso aleatorio, un dispositivo de almacenamiento masivo, un dispositivo de memoria FLASH o una memoria extraíble. De manera adicional, una pantalla 30 puede proporcionar indicaciones a un operario relacionadas con la operación del sistema 10. El sistema 10 puede incluir un dispositivo de entrada de usuario 32 (p. ej., un teclado, ratón, pantalla táctil, bola de seguimiento, dispositivo portátil tal como una PDA o un teléfono inteligente o cualquier combinación de los mismos) para activar la circuitería de generación de pulsos 12 y/o seleccionar los parámetros apropiados.

El sistema de generación de pulsos 10 que se proporciona en la presente memoria puede implementarse como un dispositivo de un solo fin para la activación de plaquetas o como un dispositivo multipropósito que puede usarse para otras aplicaciones de exposición a campos eléctricos, tal como la electroporación, además de la activación plaquetaria, como se trata en la presente memoria. Además, el sistema 10 puede configurarse para generar un pulso eléctrico según uno o más protocolos. Los protocolos pueden generarse mediante la entrada de usuario y/o pueden almacenarse en la memoria 28 para seleccionarse por el usuario. En una realización, la circuitería de generación de pulsos 12 puede operar bajo el control del procesador 26 para implementar un protocolo que especifica una intensidad de campo eléctrico predeterminada, la duración del pulso y/o el tiempo total de exposición. Dicho protocolo puede estar determinado por estudios empíricos o teóricos. En otra, el sistema 10 puede configurarse para recibir una entrada de usuario relacionada con la intensidad del campo eléctrico, la duración del pulso y/o el tiempo total de exposición, es decir, el usuario puede especificar uno o más de estos parámetros operativos. Además, el sistema 10 puede configurarse para generar una forma de pulso particular o para generar una serie de pulsos que pueden diferir unos de otros según una entrada de usuario y/o una configuración de protocolo almacenada.

De acuerdo con la invención, un pulso generado por el sistema 10 tiene una duración de aproximadamente 1 nanosegundo a aproximadamente 100 microsegundos, y una intensidad de campo eléctrico de aproximadamente 0,1 kV/cm a aproximadamente 350 kV/cm, en función de la aplicación. Como se ha mencionado anteriormente, la intensidad de campo eléctrico del pulso es la tensión aplicada dividida por la distancia entre los electrodos 14 y 16. Mientras que los pulsos generados por el sistema 10 tienen una intensidad de campo eléctrico de al menos 0,1 kV/cm, no deberían superar el campo de ruptura de la suspensión que incluye las células.

En algunas realizaciones, el sistema de generación de pulsos 10 puede incluir una funcionalidad de detección. Es decir, el sistema de generación de pulsos 10 puede configurarse para exponer la muestra 22 a una señal de detección, que puede ser un pulso eléctrico con una intensidad de campo eléctrico inferior a la de los pulsos eléctricos usados para la activación plaquetaria. El sistema de generación de pulsos 10 puede, como se representa en la FIG. 1, incluir una circuitería de detección de corriente 34, que puede obtener y/o procesar la señal de detección para estimar algunas de las propiedades eléctricas de la muestra 22, que incluyen, pero no se limitan a la conductividad y la permitividad. La circuitería de detección de corriente 34 puede acoplarse al procesador 26, que puede controlar la generación y el procesamiento de la señal de detección y, en algunas realizaciones, puede realizar una parte del procesamiento. En otras realizaciones, la circuitería de detección de corriente 34 puede incluir un procesador dedicado para controlar el procesamiento de la señal de detección y puede comunicarse con el procesador 26 para informar los resultados. Como alternativa, la circuitería de detección de corriente 34 puede formar parte de la circuitería de generación de pulsos 12. En aún otras realizaciones, el procesamiento de la señal de detección puede realizarse por un procesador dedicado como se ha descrito anteriormente o el procesador 26.

El tratamiento de una herida usando la activación plaquetaria ex vivo, como se ilustra en la FIG. 2, puede usarse junto con el sistema 10. En la etapa 42, el personal (p. ej., un médico o una enfermera) puede extraer sangre de un paciente. La sangre extraída puede procesarse para generar una muestra de PRP en la etapa 44. Diversas técnicas adecuadas para la separación de plaquetas, tales como la centrifugación o la filtración, pueden usarse para generar la muestra de PRP. En tales situaciones, las etapas 46-54 pueden realizarse usando la muestra de PRP. Como alternativa, la etapa 44 puede omitirse, y el resto de las etapas pueden realizarse usando una muestra de sangre completa. En la implementación representada, se añade CaCl²a la muestra en la etapa 46, antes de la exposición a uno o más pulsos a través del sistema 10 durante la etapa 48. La adición de CaCl²a la muestra aumenta la probabilidad y la cantidad de movilización de calcio entre las plaquetas, lo que facilita la activación plaquetaria. La estimulación eléctrica de la etapa 48 desencadena la liberación de ADP dentro de la muestra en la etapa 50 que a continuación, junto con el CaCl², desencadena la activación plaquetaria en la etapa 52. En la etapa 54, la muestra con plaquetas activadas puede aplicarse a continuación al sitio de la lesión en el paciente.

Como se ha mencionado anteriormente, la activación plaquetaria es un proceso que, en ciertos enfoques de activación, implica tanto la liberación de factor de crecimiento como la coagulación. Sin embargo, en determinadas situaciones, puede ser deseable evitar la actividad de coagulación si es posible. Tal y como se ha tratado anteriormente, esto puede lograrse usando los campos eléctricos pulsados como se ha tratado en la presente memoria.

Por ejemplo, volviendo a la FIG. 3, ilustra el desencadenamiento de la liberación de factor de crecimiento sin coagulación. El método 60 usa pulsos eléctricos, similares a los usados para el método de activación de plaquetas 40, y como tal, puede realizarse en parte por el sistema 10. En la etapa 62, el personal extrae sangre de un paciente. En cierta situación, la muestra de sangre de la etapa 62 puede procesarse para generar una muestra de PRP en la etapa 64, como se ha observado anteriormente. En otras situaciones, como se ha mencionado anteriormente, las etapas 66 70 del método 60 pueden realizarse usando una muestra de sangre completa. En la etapa 66, la muestra se expone a uno o más pulsos a través del sistema 10, que desencadena la liberación de factores de crecimiento en la etapa 68. En este ejemplo, el CaCl²no se agrega antes o durante la exposición a los campos eléctricos pulsados. A continuación, los factores de crecimiento liberados pueden recogerse y almacenarse en la etapa 70.

Como se ha descrito, el método 60 es similar al método 40, con la excepción de añadir CaCl²a la muestra antes de la estimulación eléctrica. Sin embargo, esta distinción produce un resultado diferente en el sentido de que, aunque todavía se liberan factores de crecimiento, no se produce coagulación en la muestra. Como resultado, la cubeta 18 contiene solo y cualesquiera factores de crecimiento liberados después de ejecutar el protocolo.

La FIG. 4 ilustra un método alternativo 80 para desencadenar la liberación de factor de crecimiento sin coagulación. El personal extrae sangre de un paciente en la etapa 82, que, a continuación, puede procesarse para generar una muestra de PRP en la etapa 84. Alternativamente, las etapas 86-92 del método 80 pueden realizarse usando una muestra de sangre completa. El CaCl²y un producto químico bloqueador de ADP (p. ej., apyrase) se agregan a continuación a la muestra en la etapa 86. En la etapa 88, la muestra se expone a uno o más pulsos eléctricos a través del sistema 10, que desencadena la liberación de factores de crecimiento en la etapa 90. A continuación, los factores de crecimiento liberados se recogen y almacenan en la etapa 92. En este ejemplo, el producto químico bloqueador de ADP actúa para unir cualquier ADP liberado debido a la presencia del CaCl²en la muestra y no se observa coagulación.

Ejemplos

Muestras de plasma rico en plaquetas con y sin adición de cloruro de calcio y bloqueador de ADP antes de la estimulación eléctrica

Con la exposición anterior en mente, la FIG. 5 ilustra dos muestras de concentración 3,7x de plasma rico en plaquetas (PRP). La FIG. 5 ilustra una muestra de plasma rico en plaquetas activado usando trombina bovina (lado izquierdo), donde la activación de las plaquetas se acompaña de la liberación de factor de crecimiento con coagulación, como lo indica el PRP que no fluye hacia el fondo del tubo. En cambio, mostrado a la derecha, se representa una muestra de plasma rico en plaquetas después de la exposición a pulsos eléctricos (como se ha tratado en la presente memoria) donde se produce la liberación de factor de crecimiento sin coagulación, como muestra el PRP que fluye hacia el fondo del tubo. Cloruro de calcio y apirasa, un producto químico bloqueador de difosfato de adenosina (ADP), se agregaron a la muestra de PRP en el tubo de la derecha antes de la estimulación con pulso eléctrico. Se añadieron cloruro de calcio y apirasa antes de la activación plaquetaria usando trombina bovina en la muestra de la izquierda.

Como se ilustra, y como se ha observado anteriormente, la muestra activada usando trombina bovina permanece, en general, en la punta del tubo, indicando que se ha coagulado. De este modo, como puede entenderse a partir de este estudio, el bloqueador de ADP no afecta la cascada de coagulación cuando se usa trombina para la activación, resultando de este modo en coagulación. En cambio, la muestra de la derecha no muestra la coagulación observada en la otra muestra y, por lo tanto, fluye más libremente hacia el fondo del tubo. En vista de estos resultados, se cree que el producto químico bloqueador de ADP actúa para bloquear el ADP liberado de la muestra cuando se expone tanto al cloruro de calcio como a los pulsos eléctricos. Con el ADP bloqueado, no se observa coagulación incluso en presencia de CaCl². Como se representa, esta es una diferencia llamativa del caso donde se usa trombina bovina, lo que lleva a la conclusión de que el bloqueador de ADP afecta a la cascada de coagulación cuando se usa estimulación eléctrica. De este modo, la muestra de la derecha corresponde a una muestra preparada de acuerdo con el método 80 de la FIG. 4.

La FIG. 6 compara la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado para muestras de PRP que no están activadas, muestras de PRP con adición de cloruro de calcio y apirasa y que se activan con trombina bovina, y muestras de PRP con adición de cloruro de calcio y apirasa y que se exponen a pulsos eléctricos. La coagulación se produce en la muestra de PRP activada con trombina bovina, pero no se produce en la muestra de PRP expuesta a pulsos eléctricos. En particular, la FIG. 6 es una gráfica que muestra la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado en las muestras de plasma ricas en plaquetas ilustradas en la FIG.

5 usando diversos enfoques, incluyendo los enfoques tratados en la presente memoria. Como se muestra, los campos eléctricos pulsados pueden liberar factores de crecimiento de las plaquetas sin coagulación. Además, la cantidad de PDGF liberada en la muestra de PRP expuesta a pulsos eléctricos puede compararse con la cantidad de PDGF liberada en la muestra de PRP activada con trombina bovina. Como se ha indicado anteriormente, no se produce coagulación en la muestra de PRP expuesta a pulsos eléctricos.

Muestras de plasma rico en plaquetas con y sin adición de cloruro de calcio antes de la estimulación eléctrica

Se expusieron a pulsos eléctricos dos muestras de concentración de 3,7x de PRP. Los tubos de muestra resultantes se muestran en la FIG. 7. En particular, la FIG. 7 representa dos muestras de plasma rico en plaquetas expuestas a campos eléctricos pulsados (en las mismas condiciones eléctricas). La muestra de la derecha se activó completamente con coagulación, como lo demuestra el PRP que no fluye hacia el fondo del tubo y la liberación de factor de crecimiento. La muestra de la izquierda no coaguló, como lo muestra el PRP que fluye hacia el fondo del tubo; sin embargo, todavía se producía la liberación de factor de crecimiento, como se ejemplifica con los datos de la FIG. 8 (tratada a continuación).

Se añadió cloruro de calcio a la muestra de PRP en el tubo de la derecha antes de la estimulación eléctrica, pero no a la muestra de la izquierda. Es decir, la muestra de la derecha se trató de acuerdo con el método 40 de la FIG. 2, mientras que la muestra de la izquierda se trató de acuerdo con el método 60 de la FIG. 3. Como se ilustra, la muestra en el tubo del lado derecho está coagulada y permanece en la punta del tubo, incluso cuando está invertido. En cambio, la muestra de la izquierda no se ha coagulado y fluye hacia abajo con respecto a la punta del tubo cuando está invertido.

La FIG. 8 muestra una gráfica que compara la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado para muestras de PRP no expuestas a pulsos eléctricos, muestras de PRP expuestas a campos eléctricos pulsados sin cloruro de calcio y muestras de PRP expuestas a campos eléctricos pulsados en presencia de cloruro de calcio. La coagulación se produce en la muestra de PRP que contiene cloruro de calcio, pero no se produce en la muestra de PRP sin cloruro de calcio y expuesta a pulsos eléctricos. En particular, la FIG. 8 es una gráfica que muestra la cantidad de factor de crecimiento obtenido de plaquetas (PDGF) liberado en las muestras de plasma ricas en plaquetas ilustradas en la FIG. 7 usando diversos enfoques, incluyendo los enfoques tratados en la presente memoria. Esta gráfica muestra que el factor de crecimiento puede liberarse con o sin coagulación. La cantidad de PDGF liberado en la muestra de PRP sin cloruro de calcio puede compararse con la cantidad de PDGF liberado en la muestra de PRP con cloruro de calcio. Además, no se produce coagulación en la muestra de PRP sin cloruro de calcio.

Una o más de las realizaciones descritas, sola o en combinación, puede proporcionar uno o más efectos técnicos útiles para técnicas médicas de activación plaquetaria ex vivo y liberación de factor de crecimiento. La técnica actual para la activación plaquetaria ex vivo usa estimulación eléctrica para liberar factores de crecimiento, tales como los factores de crecimiento obtenidos de plaquetas. Ciertas realizaciones pueden permitir a los operadores extraer factores de crecimiento de las plaquetas sin inducir la coagulación. Además, las técnicas actuales para la liberación de factor de crecimiento ex vivo pueden realizarse en parte usando equipo médico ya presente en muchos laboratorios médicos. Los efectos técnicos y los problemas técnicos descritos en la memoria descriptiva se proporcionan solo como ejemplos y no pretenden ser limitativos. Debería observarse que las realizaciones descritas en la memoria descriptiva pueden tener otros efectos técnicos y pueden resolver otros problemas técnicos.

Algunas de las realizaciones pueden usarse para flujos de trabajo de activación de plaquetas en vivo. Uno podría desencadenar la liberación de factor de crecimiento en PRP mediante estimulación eléctrica, sin coagular e inyectar este PRP en el sitio de la lesión. Los factores de crecimiento liberados de este modo pueden usarse para la cicatrización de heridas en el lugar de la lesión. Además, en ciertas realizaciones, las plaquetas también pueden activarse completamente por el colágeno dentro del tejido conectivo.

Claims

REIVINDICACIONES

1. Un sistema (10) para liberar factores de crecimiento, comprendiendo el sistema una circuitería de generación de pulsos (12), unos electrodos primero y segundo (14, 16), y un recipiente (18) que contiene una muestra de sangre (22), en donde los electrodos primero y segundo (14, 16) están acoplados a la circuitería de generación de pulsos (12) y están dispuestos en cualquiera de los lados del recipiente (18) y que además comprenden:

una memoria legible por ordenador no transitoria (28) que almacena una o más rutinas ejecutables de procesador, en donde las rutinas ejecutables de procesador, cuando se ejecutan, hacen que la circuitería de generación de pulsos (12) acoplada a dichos electrodos primero y segundo (14, 16) suministre una secuencia de uno o más pulsos eléctricos a la muestra de sangre (22) para desencadenar la liberación de los factores de crecimiento en la muestra de sangre, teniendo el uno o más pulsos eléctricos una intensidad de campo eléctrico entre 0,1 kV/cm y 350 kV/cm y duraciones de pulso entre 1 nanosegundo y 100 microsegundos, en donde la muestra de sangre no comprende cloruro de calcio (CaCl²) antes o durante la aplicación de la secuencia del uno o más pulsos eléctricos por lo que la liberación de factor de crecimiento no se acompaña de coagulación dentro de la muestra de sangre;

y que comprende además un procesador (26) configurado para acceder y ejecutar la una o más rutinas ejecutables de procesador almacenadas en la memoria legible por ordenador (28).

2. Un sistema (10) para liberar factores de crecimiento, comprendiendo el sistema una circuitería de generación de pulsos (12), unos electrodos primero y segundo (14, 16), y un recipiente (18) que contiene una muestra de sangre (22), en donde los electrodos primero y segundo (14, 16) están acoplados a la circuitería de generación de pulsos (12) y están dispuestos en cualquiera de los lados del recipiente (18) y que además comprenden:

una memoria legible por ordenador no transitoria (28) que almacena una o más rutinas ejecutables de procesador, en donde las rutinas ejecutables de procesador, cuando se ejecutan, hacen que la circuitería de generación de pulsos (12) acoplada a dichos electrodos primero y segundo (14, 16) suministre una secuencia de uno o más pulsos eléctricos a la muestra de sangre (22) para desencadenar la liberación de los factores de crecimiento en la muestra de sangre, teniendo el uno o más pulsos eléctricos una intensidad de campo eléctrico entre 0,1 kV/cm y 350 kV/cm y duraciones de pulso entre 1 nanosegundo y 100 microsegundos, en donde la muestra de sangre comprende cloruro de calcio (CaCl²) y un agente bloqueador de ADP antes de que se aplique la secuencia de uno o más pulsos eléctricos por lo que la liberación de factor de crecimiento no se acompaña de coagulación dentro de la muestra de sangre;

3. Un sistema según la reivindicación 1 o la reivindicación 2, en donde los factores de crecimiento comprenden factores de crecimiento obtenidos de plaquetas.

4. Un sistema según cualquier reivindicación anterior, en donde la muestra de sangre es una muestra de sangre completa o un plasma rico en plaquetas.

5. Un sistema según cualquier reivindicación anterior, que comprende además una circuitería de detección de corriente (34) configurada para determinar una estimación de una o más propiedades eléctricas de la muestra de sangre (22), y en donde la una o más rutinas ejecutables de procesador comprenden además una rutina ejecutable de procesador que, cuando se ejecuta, hace que se aplique un pulso eléctrico a la muestra de sangre (22), en donde el pulso eléctrico se procesa mediante la circuitería de detección de corriente (34).