ES2626630T3

ES2626630T3 - Procedimiento y sistema de liberación sostenida de agente esclerosante

Info

Publication number: ES2626630T3
Application number: ES08848113.0T
Authority: ES
Inventors: Alain Tremblay; Severian Dumitriu
Original assignee: UTI LP
Current assignee: UTI LP
Priority date: 2007-10-30
Filing date: 2008-10-30
Publication date: 2017-07-25
Anticipated expiration: 2028-10-30
Also published as: CN102112139A; WO2009060322A2; AU2008326154A1; EP2222363A4; CA2703849C; ES2717531T3; EP3184141A1; US8361052B2; EP2222363A2; KR20100122073A; JP2011514171A; US20090247983A1; WO2009060322A3; CA2703849A1; US8529542B2; US20130072898A1; AU2008326154B2; BRPI0818128A2; EP2222363B1; RU2010121860A

Abstract

Un agente esclerosante para su uso en el estímulo de la pleurodesis difusa en un paciente, en el que el agente esclerosante se administra al paciente utilizando un catéter que comprende: un extremo proximal; un extremo distal; y el agente esclerosante proximal al extremo distal, en el que el agente esclerosante se configura para estimular la inflamación o la fibrosis de una capa pleural; mediante la inserción del extremo distal del catéter en un espacio pleural entre una primera capa pleural y una segunda capa pleural del paciente, de forma que el catéter termine en el espacio pleural del paciente y de forma que el agente esclerosante se pone en contacto con el espacio pleural; liberar el agente esclerosante de forma sostenida en el espacio pleural durante un periodo de tiempo mayor que o igual a veinticuatro horas; y crear una pleurodesis difusa de las primera y segunda capas pleurales.

Description

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El recipiente 150 puede acoplarse al dispositivo de presión negativa 140 para recoger la acumulación de líquido/aire retirada del espacio pleural 250. En determinadas realizaciones, el recipiente 150 tiene una capacidad de aproximadamente 500 mililitros y se puede asegurar al dispositivo de presión negativa 140 de forma que pueda desmontarse. En determinadas realizaciones, el recipiente 150 puede retirarse fácilmente del catéter 100 y/o del dispositivo de presión negativa, de forma que el recipiente 150 pueda vaciarse del líquido drenado del espacio pleural 250. En determinadas realizaciones, puede acoplarse un recipiente al catéter sin un dispositivo de presión negativa.

Aunque se describe en el presente documento una realización ejemplar, se entenderá que pueden hacerse diversas modificaciones del procedimiento y el sistema sin apartarse del ámbito de la presente invención. Por ejemplo, la composición del agente esclerosante puede ser distinta en otras realizaciones. Además, la enumeración secuencial de las etapas en cualquier reivindicación no es una obligación de que las etapas se realicen en un cualquier orden particular, a menos que se establezca otra cosa.

Reparación de catéteres recubiertos

Los iones metálicos (por ejemplo, oro, plata, cobre) tienen una actividad antimicrobiana de amplio espectro (Spadaro y col., 1974; Schaeffer y col., 1988). Los iones de plata se utilizan para la prevención de la colonización bacteriana en catéteres (Maki y col., 1988; Groeger y col., 1993, Raad y col., 1996). Los iones de plata se depositan en el catéter como un recubrimiento fino de plata metálica, normalmente con un grosor de ≤ 1 μm, mediante un procedimiento que utiliza vapor a baja temperatura y un gran vacío (Sioshansi, 1991; Sioshansi, 1994; Sioshansi y Tobin, 1995; Bambauer y col., 1998). Esta tecnología se ha aplicado a catéteres fabricados de silicona, poliuretano y otros polímeros. Actualmente, los catéteres con recubrimientos de plata se utilizan en combinación con agentes antimicrobianos, tales como cloruro de benzalconio (CBC) (Li y col., 1999), que se han depositado sobre el catéter fabricado de poliuretano (Maki y col., 1997; Hentschel y Munstedt, 1999) y silicona (Raad y col., 1996). Los procedimientos utilizados para depositar iones de plata sobre la superficie de los catéteres se pueden clasificar como sigue: (i) inclusión de nanopartículas de plata (Samuuel y Guggenbichler, 2004) y (ii) plata recubierta en una fase de vapor (Tobin y Bambauer, 2003). Vargas y col. /16/ mostraron que el nitrato de plata administrado en el espacio pleural es un modo eficaz de producir pleurodesis y el nitrato de plata es un conocido agente esclerosante (Bouros y col., 2000; Gallivan, 2001).

Los hidrogeles de nitrato de plata que se han recubierto sobre la superficie de los catéteres de poliuretano y silicona se describen en el presente documento. Para crear el recubrimiento, se emplearon dos procedimientos distintos: una reacción de quelación entre el quitosano y los iones de plata, seguido de (i) la reacción de quelación entre el quitosano y el ión de plata, y al final la reticulación con glutaraldehído, o (ii) la reacción de quelación entre el quitosano y el ión de plata y al final a) la reacción entre quelato de quitosano con ión de plata y ácido hialurónico.

Con respecto a la reacción de quelación, el quitosano forma un complejo con los iones de plata que tiene propiedades fisicoquímicas modificadas y una estructura supermolecular. La modificación supermolecular consiste en una transformación de las moléculas de quitosano en solución de una estructura helicoidal a una forma aleatoria desorganizada. Esta estructura tiene la capacidad de retener los iones de plata mediante fuerzas de van der Waals e iónicas. Las modificaciones fisicoquímicas transforman el quitosano a un hidrogel. El grado de hinchamiento del hidrogel depende de la concentración de la solución de nitrato de plata y del tiempo de reacción. La estabilidad dimensional del hidrogel y el control del grado de hinchamiento del hidrogel se realiza mediante dos procedimientos:

(i) la reticulación con glutaraldehído; y (2) el recubrimiento de la capa final de quitosano-Ag+ con un complejo poliiónico con una base de quitosano-Ag+ y ácido hialurónico. Los hidrogeles discutidos en el presente documento se forman de forma irreversible y pueden eluir iones de plata a una velocidad constante a lo largo del tiempo, tal como 2 semanas.

Hablando de forma general, los factores no limitantes que afectan la preparación y las propiedades de los catéteres recubiertos de quitosano-plata incluyen:

•: Las características fisicoquímicas del quitosano: la masa molecular del quitosano está normalmente entre

400.000 a 600.000 g/mol con un grado de acetilación (GA) del 18-20 %.

•: La concentración de la solución de quitosano: la concentración de quitosano en una solución de ácido acético al 1 % está normalmente entre el 1,4-1,8 %. Cuanto mayor es la concentración, más grueso es el recubrimiento.

•: La temperatura de la solución de quitosano: la temperatura es normalmente de 5 ºC para asegurar el grosor apropiado del recubrimiento.

•: La concentración de la solución de nitrato de plata: la concentración de la solución de nitrato de plata es normalmente de entre el 14-16 %.

•: El tiempo de reacción y la temperatura para el recubrimiento de quitosano sobre el catéter y el nitrato de plata es normalmente de 24 horas a temperatura ambiente.

•: El tiempo de reposo con una solución de glutaraldehído al 1 % es normalmente de 8 min.

•: El tiempo de secado tras el recubrimiento del complejo de quitosano-plata es normalmente de 24 horas.

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Procedimiento experimental: colocación del catéter pleural -conejos

Se utilizaron conejos blancos New Zealand libres de patógenos que pesaban de 1,5 a 2,0 kg. Todos los animales se alojaron de forma que se minimizaba la exposición a patógenos. Los animales se atendieron con procedimientos normalizados de trabajo.

Los animales recibieron duprenorfina 0,02-0,05 mg/kg s.c. de forma preoperatoria y la anestesia se indujo con un agente inhalatorio.

Los animales se rasuraron y prepararon. La pared torácica lateral derecha y la posterior, y el lomo, requirieron rasurado y, tras la inducción de la anestesia, el animal se puso en la posición de decúbito lateral izquierdo antes del procedimiento de lavado y preparación. Se administró oxígeno complementario mediante una máscara. Se insertó una sonda de polietileno (descrito a continuación) en el espacio pleural derecho, como sigue. Se realizó una incisión de 1 cm en la piel con un bisturí a lo largo del hemitórax derecho, 5 cm lateral con respecto a la línea vertebral y 2 cm proximal al borde costal. La fascia subcutánea se asió con pinzas y se cortó con unas tijeras, creando una apertura de 0,5 cm. Se utilizó una disección roma para entrar al espacio pleural con unas pinzas curvas pequeñas evitando de este modo la lesión del pulmón subyacente. Después, la sonda torácica se hizo avanzar suavemente de forma anterior a través de las pinzas abiertas a una distancia de 5-6 cm. La sonda se aspiró con una jeringa para confirmar la permeabilidad y para resorber el aire que pudo haber entrado en la cavidad pleural durante la inserción del catéter. Además, el extremo proximal del catéter se tunelizó bajo la piel hasta el lomo del animal y se suturó para evitar la migración. Esto se realizó haciendo una incisión de 0,5 cm en la piel, en la línea media de la base del cuello, seguido del paso de unas pinzas estrechas por vía subcutánea en dirección caudal y, después, lateral al sitio de la inserción del catéter. Después se tiró con las pinzas del extremo proximal de la sonda para salir por la pequeña incisión del cuello. Se unió un adaptador i.v. sin aguja al extremo proximal de la entubación y la sonda se aspiró una vez más para asegurar la permeabilidad y la ausencia de un neumotórax. Se aplicó una sutura a la incisión del cuello y se envolvió alrededor de la vía i.v. para mantenerla en su posición. La pared torácica, la fascia y la piel en el sitio de inserción se cerraron, cada una con de dos a tres suturas con seda 2.0.

Los animales se llevaron de nuevo al área de aislamiento una vez producida la recuperación. Durante el periodo de estudio se proporcionó analgesia con duprenorfina 0,02-0,05 mg/kg s.c. cada 8-12 h según fuese necesario si se observaba evidencia de dolor tal como anorexia, bruxismo, vigilancia del sitio quirúrgico o nerviosismo

Configuración del catéter

Los catéteres se construyeron con tubo de polietileno de calidad médica (de 1,58 mm de diámetro interno, 3,18 mm de diámetro externo). El recubrimiento del catéter se aplicó a lo largo de los 3 cm distales para suministrar una dosis de NP determinada anteriormente para conducir una pleurodesis eficaz durante un período de 14 días (24 mg durante 14 días). Además, el estudio se repitió con un catéter de dosis superior (50 mg durante 14 días). Se incorporaron orificios de drenaje laterales adicionales justo proximales al recubrimiento para facilitar el drenaje. Los catéteres se esterilizaron por gas de óxido de etileno y se envasaron en un paquete sellado y estéril. El extremo proximal de las sondas se equipó con un sistema de acceso/válvula estéril en el momento de la colocación.

Atención clínica y control

Todos los animales se atendieron con procedimientos normalizados de trabajo. El bienestar general de los animales se evaluó de forma diaria. En los días 1, 8, 15, 22 y 29 del estudio se midieron sus pesos. El personal veterinario realizó observaciones clínicas diarias y exámenes clínicos antes del tratamiento, y en los días 1, 8, 15, 22 y 29. El líquido se aspiró del catéter pleural a diario y el volumen del líquido extraído se documentó. El catéter pleural se mantuvo durante 14 días.

Eutanasia y necropsia

El día 29 del estudio los animales se sometieron a eutanasia con la inyección de 3 ml de Euthanyl™ (pentobarbital 240 mg/ml) por vía intravenosa en la vena auricular marginal. Los animales que murieron o se necesitó someter a eutanasia antes del día 29 se sometieron a un examen de necropsia.

El tórax se retiró en bloque. Se entró en la tráquea con una aguja unida a una jeringa llena de 50 ml de formalina al 10 % en solución salina tamponada con fosfato, que se inyectó en la tráquea para inflar los pulmones. Tras el inflado, la tráquea se ligó con puntos de sutura de nylon y el tórax completo se sumergió en una solución de formalina al 10 % durante al menos 48 h. Después, cada cavidad pleural se expuso realizando incisiones bilaterales a través de los diafragmas y a través de todas las costillas en la línea medioclavicular. De esta manera, el esternón y las partes medias de las costillas anteriores se retiraron, de forma que pudieran evaluarse el pulmón y las cavidades pleurales. Se registraron la presencia o ausencia en cada animal de hemotórax (sangre coagulada en la cavidad pleural) y la posición del mediastino. El examen macroscópico de la pleura se realizó y se clasificó de acuerdo con una escala de 8 puntos (véase la Figura 5, véase también Lee, Teixeira, Devin, y col. Transforming Growth Factorbeta 2 Induces Pleurodesis Significantly Faster than Talc, 163 AM. J. OF RESPIRATORY AND CRITICAL CARE 640 (2001). Se tomaron de forma bilateral muestras de la pleura, el pulmón y el diafragma para la evaluación histopatológica.

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Patología

Las muestras obtenidas en la necropsia se fijaron según un protocolo de fijación con formalina tamponada neutra convencional. Se aplicaron a los cortes histológicos las tinciones de hematoxilina y eosina (H y E) y de Musto.

La fibrosis pleural se clasificó como ninguna (0), ambigua (1), media (2), moderada (3) o grave (4).

Análisis estadístico

a.: Análisis de datos: se calcularon los valores medios para las puntuaciones de pleurodesis y los valores de laboratorio. Se utilizaron términos descriptivos para el análisis patológico.

b.: Estadística: la comparación de puntuación de pleurodesis media entre los grupos de tratamiento y de control se compararon con una prueba t. El uso de grupos de 6 animales permitió la detección de una diferencia en la puntuación de pleurodesis de 2 a 6 (es decir, 4 puntos de diferencia, con una DT de 2), con un alfa de 0,05 y un beta de 0,9.

Ética

El Comité del Cuidado de Animales de la Universidad de Calgary aprobó el estudio. Se tomaron todas las precauciones para asegurarse de que los investigadores cumplían de forma rigurosa las normas para el tratamiento ético de los animales en investigación animal.

Resultados

A continuación se proporcionan en la Figura 6 los resultados de una prueba realizada en conformidad con el procedimiento explicado anteriormente en el Ejemplo 4. Estos resultados demuestran que la pleurodesis se logró de forma satisfactoria en cada animal que se trató con un catéter recubierto con nitrato de plata, el cual liberó de forma sostenida 50 mg de nitrato de plata in vivo a lo largo de un período de 14 días (puntuación mayor que o igual a 5). En el grupo en el cual el catéter liberaba de forma sostenida 24 mg de nitrato de plata a lo largo de un período de 14 días, 4 de los 6 animales lograron una pleurodesis satisfactoria. La Figura 7 ilustra una tabla de las puntuaciones de pleurodesis promedio logradas para diversos niveles de dosificación.

La Figura 8 es una fotografía que demuestra la patología macroscópica de un espécimen animal con un espacio pleural no fusionado utilizado como un control contralateral. En la Figura 8 es visible un pulmón 500 adyacente a una pared torácica 510 y un diafragma 530. Como se muestra en la Figura 8, el espacio pleural 520 (entre el pulmón 500 y el diafragma 530) no está fusionado y no muestra adherencias. En este ejemplo, no se ha insertado catéter y no se ha introducido agente esclerosante. En consecuencia, el espacio pleural es visible en su estado “normal”.

La Figura 9A es una fotografía que demuestra la patología macroscópica de un espécimen animal con un espacio pleural fusionado. Como se muestra en la Figura 9A, se insertó un catéter de liberación sostenida 540 en un espacio pleural que rodeaba un pulmón 600 que está de forma adyacente a una pared pectoral 610 y un diafragma 630, de acuerdo con el procedimiento descrito anteriormente para el Ejemplo 4. En este espécimen particular, el catéter 540 se recubrió con nitrato de plata y se suministró a una dosis de aproximadamente 50 mg durante un período de 14 días. Como se muestra en la Figura 9A, el espacio pleural 620 se ha fusionado y se ha logrado la pleurodesis eficaz con la liberación sostenida de nitrato de plata a partir del catéter 540. El espacio pleural 620 presenta pleurodesis difusa con una mayoría de las capas pleurales fusionadas, y la adhesión de las capas pleurales en áreas que se emplazan lejos del catéter 540.

La Figura 9C demuestra que la puntuación histológica de fibrosis (escala 0-4) fue significativamente más alta para el espacio pleural derecho en animales que recibieron un catéter recubierto (24 mg o 50 mg) en comparación con los catéteres no recubiertos (p<0,05), así como cuando se comparó con el espacio pleural contralateral (izquierdo) de control (p<0,05). La Figura 9B representa un corte histológico (tinción de Musto) de pulmón y de espacio pleural, que demuestra la extensa fibrosis (grado 4) y que da como resultado una sínfisis pleural en un animal tratado con un catéter recubierto de 50 mg.

Ejemplo 3

Dosificación con catéter recubierto, modelo de oveja

El objetivo del presente estudio es demostrar la pleurodesis eficaz con un catéter de liberación sostenida que eluye una dosis baja de nitrato de plata de forma constante durante 14 días en un modelo de animal grande.

Procedimiento experimental: colocación del catéter pleural -ovejas

El estudio consistió en un experimento in vivo en grupos de cuatro ovejas, que consistió en la colocación de catéteres recubiertos con NP en el espacio pleural derecho. Se sometió a cuatro animales de control a la colocación de una sonda torácica sin el recubrimiento de elución de fármaco. El espacio pleural contralateral de cada animal sirvió como control adicional.

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Se realizó un control diario de los constantes vitales, que incluían el peso. Los animales se sometieron a eutanasia el día 29 y se realizó la necropsia, que incluía el examen microscópico de la pleura y el pulmón. Un tercer grupo de cuatro animales se sometió a la colocación de un catéter recubierto con el 25 % de disminución de la dosis, dado que la puntuación de pleurodesis fue mayor que 5 con la dosis probada inicial.

Se utilizó un modelo animal bien descrito de enfermedad pleural y pleurodesis utilizando ovejas de un año (Suffolk) que pesaban 25-30 kg. (Lee, y col., 2002; Lee y col., 2000). Se necesitó un total de 12 animales para completar el estudio. Todos los animales se alojaron de forma que se minimizaba la exposición a patógenos. Los animales se atendieron con procedimientos normalizados de trabajo.

Los animales se bañaron y esquilaron. Se indujo la anestesia general a través de inhalación. La circunferencia de la pared torácica y el lomo se rasuraron y, después de la inducción de la anestesia, el animal se puso en posición de decúbito lateral izquierdo, antes del procedimiento de lavado y preparación. Se administró oxígeno complementario mediante una máscara. Se insertó en el espacio pleural derecho un catéter pleural estéril diseñado a partir de tubo de silicona de calidad médica con un orificio lateral adicional, como sigue. Se realizó una incisión de 3 cm en la piel con un bisturí a lo largo del tórax lateral derecho, 15-20 cm lateral con respecto a la línea vertebral en el 7º espacio intercostal. La fascia subcutánea se asió con pinzas y se cortó con unas tijeras, creando una apertura de 0,5 cm.

Se realizó una disección roma para entrar al espacio pleural con unas pinzas romas curvas, evitando de este modo el daño en el pulmón subyacente. Después, el tubo se hizo avanzar suavemente de forma anterior a través de las pinzas abiertas a una distancia de 10-15 cm. La sonda se aspiró con una jeringa para confirmar la permeabilidad y la reabsorber el aire que pudo haber entrado en la cavidad pleural durante la inserción del catéter.

Además, el extremo proximal del catéter se tunelizó bajo la piel hacia el lomo del animal y se suturó para evitar la migración. Esto se realizó haciendo una incisión de 1 cm en la piel al nivel de los cuerpos vertebrales en la línea media, seguido del paso de unas pinzas estrechas por vía subcutánea en una dirección posterior y después lateral al sitio de la inserción del catéter. Después se tiró con las pinzas del extremo proximal de la sonda para salir por la escisión del lomo. Se unió un adaptador i.v. sin aguja al extremo proximal del tubo y la sonda se aspiró otra vez para asegurar la permeabilidad y la ausencia de neumotórax. Se aplicó una sutura a la escisión del lomo y se envolvió alrededor de la vía i.v. sin aguja para mantenerla en su posición. La pared torácica, la fascia y la piel en el sitio de la inserción se cerraron, cada una con 2 a 3 suturas de seda de 2.0. Una vez que se produjo la recuperación los animales se llevaron de nuevo a su área de alojamiento. Durante el período de estudio se proporcionó analgesia con buprenorfina 0,01-0,02 mg/kg s.c. cada 6-8 h según se necesitara, si se notaba evidencia de dolor tal como anorexia, bruxismo, vigilancia del sitio quirúrgico o nerviosismo.

Configuración del catéter

Los catéteres se construyeron a partir de tubo de silicona de calidad médica de 4,88 mm de diámetro externo (área de superficie de 1,533 cm2 por cm de tubo). El recubrimiento del catéter se aplicó a lo largo de los 13 cm distales de tal modo que se suministrará la dosis de NP durante un periodo de 14 días. La dosis de nitrato de plata se extrapoló a partir de experimentos previos en un modelo de conejo. Aunque no existen estudios informados en ovejas con nitrato de plata de única dosis, otros agentes de pleurodesis parecen ser eficaces a dosis similares a las utilizadas de forma clínica. Para los primeros 4 animales tratados se utilizó una dosis de nitrato de plata total para 14 días de

1.000 mg. Dada su eficacia, se trató un grupo adicional con una dosis reducida de 750 mg.

Para facilitar el drenaje se incorporó un orificio lateral de drenaje adicional justo proximal al recubrimiento. Los catéteres se esterilizaron por gas de óxido de etileno y se envasaron en un paquete sellado y estéril. El extremo proximal de cada sonda se equipó con un sistema de acceso/válvula estéril en el momento de la colocación.

Atención clínica y control

Todos los animales se atendieron según procedimientos normalizados de trabajo para la cría de ovejas. El bienestar general de los animales se evaluó de forma diaria. Los pesos se midieron en los días 1, 8, 15, 22 y 29 del estudio. El personal veterinario realizó observaciones clínicas diarias y exámenes clínicos antes del tratamiento y en los días 1, 8, 15, 22 y 29. El líquido se aspiró del catéter pleural de forma regular y el volumen del líquido extraído se documentó. Los catéteres pleurales se mantuvieron durante un mínimo de 14 días y hasta que el líquido extraído se hizo de menos de 20 ml/oveja por día durante 2 días consecutivos.

Eutanasia y necropsia

Los animales se sometieron a eutanasia el día 29 del estudio con Euthanyl-Forte (pentobarbital 540 mg/ml, 10 ml cada 50 kg) por vía intravenosa en la vena yugular mientras se constreñía de forma manual. En el momento de la autopsia se abrió el tórax de forma ventral y se expusieron las cavidades pleurales. El grado de pleurodesis macroscópica se evaluó de acuerdo con el sistema de puntuación de 8 puntos mostrado en la Figura 5. Se obtuvieron muestras de pleura visceral, de diafragma y de pulmón de forma bilateral y se pusieron en formalina al 10 % en solución salina tamponada con fosfato.

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Análisis estadístico

a.: Análisis de datos: se calcularon los valores medios para las puntuaciones de pleurodesis y los valores de laboratorio.

b.: Estadística: la comparación de la puntuación de pleurodesis media para un dado agente a una dosis particular se comparó con el control apropiado con una prueba t. El uso de grupos de 4 animales permitió la detección de una diferencia en la puntuación de pleurodesis de 1,5 a 6 (es decir, una diferencia de 4,5 puntos, con una desviación típica de 3), con un alfa de 0,05 y un beta de 0,8.

Resultados

Las puntuaciones de pleurodesis medias en el lado tratado (derecho) fueron de 1,0, 6,67 y 7,33 para los grupos no recubierto, de 750 mg y de 1 g, respectivamente (p = 0,001 frente a no recubierto para cada grupo de NP). En el grupo de 1 g, los tres animales mostraron muchas adherencias difusas entre la pleura visceral y la parietal, lejos del sitio del catéter, con sínfisis del hemitórax lejos del sitio del catéter. Cada espécimen del grupo de 1 g presentó una puntuación de 7 o más, de acuerdo con el sistema de puntuación explicado en la Figura 5. Las puntuaciones para el lado no tratado (izquierdo) fueron de 1,0 para todos los grupos. Las Figuras 10 y 11 proporcionan los datos tabulares y gráficos, respectivamente, ilustrando la puntuación de pleurodesis para cada animal del estudio

Demostración de las propiedades de liberación sostenida

Se realizaron experimentos para demostrar la liberación sostenida eficaz de nitrato de plata a partir de los catéteres que se recubrieron con nitrato de plata de acuerdo con los procedimientos proporcionados en la presente divulgación. La cinética de elución de un fármaco a partir de un recubrimiento de liberación sostenida se puede medir ya sea in vivo o in vitro. (Spador, y col., 1974; Schaeffer, y col., 1988; Maki y col., 1988; Groeger y col., 1993; Raad y col., 1996). Los catéteres utilizados en el procedimiento de demostración in vitro descrito a continuación fueron equivalentes a los catéteres utilizados en los experimentos in vivo descrito anteriormente.

El procedimiento convencional in vivo de medición de la cinética del fármaco introducido al sistema (en general mediante administración oral) es para medir la cantidad del fármaco en el sistema circulatorio. Este procedimiento se considera en general como el más preciso y proporciona una descripción precisa de cómo la medicación se difunde en el sistema. Sin embargo, en el tratamiento de la enfermedad pleural, la absorción sistémica o intravascular no es el resultado deseado, de modo que este procedimiento no es relevante.

El procedimiento in vitro es un procedimiento más básico pero aceptado para la medición de las cinéticas de liberación. La muestra se introduce en una solución (habitualmente mantenida a pH 5 o 7) y la cantidad eluida de fármaco se mide a intervalos de tiempo regulares (1-10). La cantidad eluida de fármaco se calcula después a partir de la siguiente ecuación:

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en donde:

mNP = cantidad de nitrato de plata (NP) liberada de la muestra un determinado tiempo (mg);

CNP = concentración de nitrato de plata (NP) en la muestra extraída (mg/ml);

Ve = volumen de eluyente recirculado a través del sistema (ml);

Vi = volumen de la muestra extraída, i, (ml);

Ci = concentración de nitrato de plata (NP) en la muestra extraída, i, (mg/ml).

Procedimientos de medición

Se colocaron en un recipiente 50 ml de agua destilada y una masa conocida de catéteres recubiertos de hidrogel/plata seco y se protegió de la luz. El sistema se mantuvo a una temperatura de 37 ºC y se ajustó a una agitación de 55 rpm.

Después de la primera hora, se retiraron 2 ml de solución mediante una pipeta y se sustituyeron inmediatamente con 2 ml de agua (o disolvente). Para el análisis in vitro, se utilizó agua destilada para probar la tasa de elución de los catéteres recubiertos de hidrogel/plata, debido a que los líquidos fisiológicos producen una precipitación de plata libre y también depositan en la superficie del catéter una capa de proteína que puede modificar la cinética. En un contexto in vivo, el complejo proteína/plata se descompone, el nitrato de plata se encuentra en su forma molecular y la cinética no se perturba. La concentración de AgNO3 en la solución se midió en cada punto de tiempo mediante dos procedimientos distintos: (1) electroquímico: el procedimiento de VRA (voltamperometría de redisolución anódica) y (2) de absorción atómica: el procedimiento de EAA (espectroscopía de absorción atómica).

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Cinética de liberación de iones de plata a partir de catéteres de poliuretano

En la Figura 12 se presenta un ejemplo de cinética de difusión de nitrato de plata a partir de un catéter de poliuretano recubierto con el recubrimiento de hidrogel/plata. Como se muestra en la figura, la cantidad de nitrato de plata eluida del catéter permaneció bastante constante durante un período de 10 días.

Como se muestra en la Figura 13, la esterilización con óxido de etileno no disminuyó la cantidad de nitrato de plata en los catéteres, ni modificó la cinética de liberación.

Cinética de liberación de iones de plata a partir de catéteres de silicona

Además de los catéteres de poliuretano descritos anteriormente también se utilizaron los catéteres de silicona con un diámetro externo de 4,88 mm (área de superficie externa de 1,533 cm2 por cm de tubo). Los catéteres de silicona se recubrieron a lo largo de una longitud de 13 cm. Se prepararon dos dosis distintas de catéteres, Si5A y Si5B. Si5A proporciona una elución constante de aproximadamente 250 mg de nitrato de plata para 13 cm de catéter recubierto durante un periodo de 10 días, lo que demuestra la Figura 14 durante el periodo inicial de 3 días. Si5B proporciona una elución constante de aproximadamente 150 mg para 13 cm de catéter recubierto, y la Figura 15 demuestra esta elución durante el periodo completo de 14 días. Durante el análisis experimental se observó que aproximadamente el veinte por ciento del nitrato de plata permaneció en el catéter tras el período de prueba de 14 días (lo que dio como resultado una tasa de liberación promedio de aproximadamente el 5,7 % del nitrato de plata por día).

Referencias

Patente de Estados Unidos 4.265.848 Patente de Estados Unidos 4.496.464 Patente de Estados Unidos 5.304.121 Patente de Estados Unidos 5.344.401 Patente de Estados Unidos 5.576.072 Patente de Estados Unidos 5.662.960 Patente de Estados Unidos 5.674.192 Patente de Estados Unidos 5.709.672 Patente de Estados Unidos 5.733.496 Patente de Estados Unidos 5.954.706 Patente de Estados Unidos 6.221.425 Patente de Estados Unidos 6.287.285 Patente de Estados Unidos 6.409.716 Patente de Estados Unidos 6.541.116 Patente de Estados Unidos 6.645.547 Patente de Estados Unidos 6.656.517 Patente de Estados Unidos 6.719.991 Patente de Estados Unidos 6.897.349 Patente de Estados Unidos 6.916.379 Patente de Estados Unidos 7.048.962 Patente de Estados Unidos Publicación 20060025816 Patente de Estados Unidos Publicación 20060116721 American Thoracic Society, Am. J. Respir. Crit. Care Med., 162(5): 1987-2001, 2000. Bambauer y col., ASAIO J., 303-308, 1998. Bouros y col., Chest, 118: 577-579, 2000. Brant e Eaton, Respirology, 6(3): 181-185, 2001. Dumitriu y col., Clin. Materials, 6: 265-276, 1990. Dumitriu y col., J. Bioactive Compat. Polym., 5: 310-326, 1990. Dumitriu y Dumitriu, Biomaterials, 12: 821-826, 1991. Dumitriu y col., Colloid. Polym. J., 269: 1140-1147, 1991. Dumitriu y col., J. Biomat. Applications, 6: 80-88, 1991. Dumitriu y col., In: High Performance Biomaterials. A Comprehensive Guide to Medical and Pharmaceutical Applications, Szycher (Ed.), Technomic Publ. Co., Inc., PA, 669-731, 1991. Dumitriu y col., En: Polymers in Medicine: Biomedical and Pharmaceutical Applications, Ottenbritte and Chiellini (Eds.), Technomic Publ. Co., Inc., PA, 115-145, 1991. Dumitriu y col., Il Farmaco, 47: 509-518, 1992. Dumitriu y col., J. Biomat. Applications, 6: 251-260,1992. Dumitriu y col., J. Biomat. Applications, 7: 265-276, 1993. Elpern y col., J. Crit. Illn., 9(12): 1105-1110, 1994. Gallivan, Chest, 119: 1624-1625, 2001. Groeger y col., Ann. Surg., 218: 106-10, 1993. Heffner y col., Chest, 105(6): 1743-1747, 1994. Hentschel y Munstedt, Infection, 1: S43-45, 1999.

Herrington y col., Pharmacotherapy, 16(2): 280-285, 1996. Kennedy y col., Chest, 106(2): 342-346, 1994. Lee y col., Respirology, 7(3): 209-16, 2002. Lee y col., Thorax, 55(12): 1058-62, 2000.

5 Li y col., J. Biomater. Appl., 13: 206-223, 1999. Light y col., Am. J. Respir. Crit. Care Med., 162(1): 98-104, 2000. Light y col., Chest, 106(2): 577-582, 1994. Light y col., Chest, 107(6): 1702-1706, 1995. Light y col., JAMA, 264(17): 2224-2230, 1990.

10 Maki y col., Am. J. Med., 85: 307-14, 1988. Maki y col., Ann. Intern. Med., 127: 257-266, 1997. Mansson, Scand. J. Infect. Dis. Supl., 53: 29-34, 1988. Marchi y col., Chest, 128(3): 1798-1804, 2005. Marom y col., Radiology, 210(1): 277-281, 1999.

15 Montes y col., Am. J. Respir. Crit. Care Med., 168(3): 348-355, 2003. Paschoalini y col., Chest, 128(2): 684-689, 2005. Pulsiripunya y col., Respirology, 1(1): 69-72, 1996. Raad y col., Biomaterials, 17: 1055-1059, 1996. Raad y col., J. Infect. Diseases, 173: 495-8, 1996.

20 Rinaldo y col., J. Thorac. Cardiovas. Surg., 85(4): 523-526, 1983. Samuuel y Guggenbichler, Int. J. Antimicrob. Agents, 23S1: S75-S78, 2004. Schaeffer y col., J. Urol., 139: 69-73, 1988. Sherman y col., Chest, 93(3): 533-536, 1988. Sioshansi y Tobin, Med. Plastics Biomat., 2: 50-59, 1995.

25 Sioshansi, Artif. Organs, 18: 266-271, 1994. Sioshansi, Orthopaedics Today, 11: 24-25, 1991. Spadaro y col., Agents Chemother., 6: 637-642,1974. Stefani y col., Eur. J. Cardiothorac. Surg., 30(6): 827-832, 2006. Thompson y col., Ann. Pharmacother., 32(7-8): 739-742, 1998.

30 Tobin y Bambauer, Therap. Apheresis Dialysis, 7(6): 504-509, 2003. Tremblay y Michaud, Chest, 129(2): 362-368, 2006. Vargas y col., Chest, 108(4): 1080-1083, 1995. Vargas y col., Chest, 118: 808-813, 2000. Wied y col., J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1983; 86(4): 591-593, 1983.

35 Wied y col., Scand. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 15(3): 305-307, 1981.

Claims

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