ES2343648T3 - Metodo de mutagenesis. - Google Patents
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Abstract
Un método para introducir una o más mutaciones en una molécula de ácido nucleico, que comprende las siguientes etapas: (a) sintetizar un cebador mutagénico a partir de una molécula plantilla de ácido nucleico, en donde dicho cebador mutagénico contiene una o más mutaciones respecto a una molécula de partida; (b) aislar una forma de cadena sencilla de dicho cebador mutagénico; (c) madurar dicho cebador mutagénico de cadena sencilla a una forma de cadena sencilla de dicha molécula de partida; y (d) sintetizar una cadena complementaria a partir de dicho cebador mutagénico para producir una molécula de ácido nucleico de forma circular que contenga dichas mutaciones.
Description
Método de mutagénesis.
La presente invención se refiere a un método
para producir moléculas de ácido nucleico mutagenizadas. En
particular, la presente invención se refiere a un método en el que
el propio cebador usado en la reacción de mutagénesis (el cebador
mutagénico) se sintetiza a partir de una molécula plantilla de ácido
nucleico. El resultado de la reacción de mutagénesis es una
molécula de ácido nucleico circular mutagenizada que puede ser
transformada, por ejemplo, en bacterias sin necesidad de
modificaciones adicionales. En las realizaciones preferidas, el
método se aplica a poblaciones de moléculas, por ejemplo en la
creación o en el escrutinio de poblaciones de moléculas. El método
también puede usarse de un modo combinatorio, en el que se usan
múltiples cebadores mutagénicos para mutar múltiples moléculas de
partida.
Una de las etapas implicadas en las técnicas
biológicas moleculares es la introducción de ácido nucleico en un
vector. Por ejemplo, se puede digerir e introducir un fragmento de
ADN o una población de fragmentos de ADN mediante incorporación a
un vector. Por ejemplo, se puede digerir un fragmento de ADN (o
población de fragmentos) y eliminarlo de un primer vector (por
ejemplo, un plásmido) en un segundo vector en un proceso conocido
como subclonación. De este modo, se digiere un primer vector con las
mismas enzimas de restricción que el segundo vector de tal modo que
se producen extremos sobresalientes complementarios para la
ligación. El fragmento de ADN y el segundo vector son ligados
entonces en virtud a sus extremos sobresalientes complementarios y
el resultado es un vector completado, que contiene el fragmento de
ADN, que puede ser replicado en una célula hospedante (por ejemplo,
en bacterias).
Por lo tanto, se pueden producir grandes
cantidades de ADN para su uso en diversas aplicaciones de biología
molecular. O el vector en el que se ha introducido el ADN puede
tener un propósito particular (por ejemplo, puede ser un vector de
sobreexpresión). Una vez introducido en un vector de expresión de
ese tipo, la proteína codificada por el fragmento de restricción
puede ser expresada a partir del vector en una célula hospedante.
Una vez expresada, la proteína resultante podría ser purificada para
su uso final. O, particularmente cuando el método se use para
incorporar una población de fragmentos de ADN en un vector de
expresión, la proteína expresada puede usarse en un escrutinio (por
ejemplo, mediante afinidad de unión a una diana molecular).
También se conocen varios métodos para
introducir mutaciones en ADN. El trabajo de Barik (Barik, Methods in
Molecular Biology Volumen 192: PCR Cloning Protocols, 2ª edición,
páginas 189-196, Editores B-Y Chen y
H. W Janes, Humana Press Inc, Totowa, NJ; Burke y Barik, Methods In
Molecular Biology Volumen 226: PCR Protocols, 2ª edición, páginas
525-531, Editores JMS Bartless y D Stirling, Humana
Press Inc, Totowa, NJ) muestra cómo usar una estrategia basada en
PCR para introducir mutaciones en ADN lineal. Según dicho método, se
han usado los denominados megaprímeros para introducir mutaciones
en una plantilla lineal en una reacción de PCR. Sin embargo, dichos
métodos dan como resultado un producto de ADN de doble cadena lineal
que debe ser subclonado a su vez en un vector apropiado a fin de
producir una forma replicante para, por ejemplo, el aumento de
escala o para la expresión de proteínas.
Miyazaki propuso un método que implica PCR de un
plásmido entero (Miyazaki, Methods In Molecular Biology: Directed
Evolution Library Creation: Methods and Protocols. Editores Amold y
Georglou, Humana Press Inc. Totowa, NJ; Biotechniques 33:
1033-1038). En este método se usa un plásmido de
cadena doble como plantilla en una reacción PCR, al que se añade
para cebado un producto de PCR de cadena doble que contiene la
mutación que se va a introducir. Sin embargo, la propiedad de
cadena doble del cebador y la plantilla pueden provocar una
auto-maduración de las cadenas de cebador y las
cadenas de plantilla en lugar de una maduración cruzada, y por lo
tanto se usa una relación específica de cebador a plantilla para
minimizar la auto-maduración. Wang y Malcolm (1999)
también describen un método de mutagénesis basado en PCR de
plásmidos (Wang y Malcolm, Biotechniques, volumen 26, nº 4, 1999,
páginas 680-684).
Además de los problemas de
auto-maduración que se producen con una plantilla de
cadena doble, existen otros problemas cuando se usa una plantilla
de cadena doble en una reacción PCR. En una reacción exponencial, la
capacidad para introducir errores es elevada, ya que el error
introducido en una ronda se traslada a cada ronda posterior en base
exponencial. Además, cuando dicha plantilla de PCR es una plantilla
grande, tal como un vector, por ejemplo un plásmido, esto aumenta
aún más la probabilidad de introducir errores.
También se conoce el uso de oligonucleótidos
sintéticos para mutar ADN (Kunkel y col., (1985) PNAS USA, volumen
82, páginas 488-492; Sidhu y col., Phage Display for
the Selection of Novel Binding Peptides). La patente EP 1108783
también se refiere a un método de mutagénesis que usa
oligonucleótidos sintéticos. Sin embargo, existen limitaciones en
la longitud de los oligonucleótidos que pueden sintetizarse
químicamente. Adicionalmente, para programar el sintetizador, se
debe conocer la secuencia y debe introducirse por adelantado en el
sintetizador para su producción.
Por tanto, existe una necesidad de métodos
alternativos de mutagénesis. En particular, de métodos que produzcan
un resultado que pueda ser transformado directamente en bacterias,
fácil de usarse en etapas posteriores, tal como en escrutinios de
expresión (evitando la necesidad de etapas adicionales de digestión
y ligación para introducir ácido nucleico en un vector apropiado).
También existe la necesidad de métodos de mutagénesis rápidos y
eficaces, y de métodos que sean fácilmente escalables, por ejemplo,
para uso en la producción de poblaciones para escrutinio o
producción de bibliotecas.
La presente invención, en un aspecto, se refiere
a un método para introducir una o más mutaciones en una molécula de
ácido nucleico, que comprende: madurar una forma de cadena sencilla
de un cebador mutagénico con una molécula de partida, habiendo sido
sintetizado dicho cebador mutagénico a partir de una molécula de
ácido nucleico plantilla y que contiene una o más mutaciones
respecto a dicha molécula de partida; y sintetizar una cadena
complementaria a partir de dicho cebador mutagénico de tal modo que
se produzca una molécula de ácido nucleico de forma circular que
contenga dichas mutaciones.
En un aspecto, la presente invención proporciona
un método para introducir una o más mutaciones en una molécula de
ácido nucleico, que comprende las siguientes etapas:
- (a)
- sintetizar un cebador mutagénico a partir de una molécula de ácido nucleico plantilla, en donde dicho cebador mutagénico contiene una o más mutaciones respecto a una molécula de partida;
- (b)
- aislar una forma de cadena sencilla de dicho cebador mutagénico;
- (c)
- madurar dicho cebador mutagénico de cadena sencilla con una forma de cadena sencilla de dicha molécula de partida; y
- (d)
- sintetizar una cadena complementaria a partir de dicho cebador mutagénico de tal modo que se produzca una molécula de ácido nucleico de forma circular que contenga dichas mutaciones.
\vskip1.000000\baselineskip
Por tanto, el cebador mutagénico es sintetizado
a partir de una molécula de ácido nucleico plantilla usando una
enzima adecuada, usando métodos conocidos en la técnica. Es
preferible que dicho cebador mutagénico sea sintetizado usando un
método basado en reacción en cadena de polimerasa (PCR).
La molécula plantilla y la molécula de partida
pueden ser la misma, o pueden contener la misma secuencia, que
forma la base de la síntesis del cebador mutagénico. Por tanto, en
algunas realizaciones, la secuencia de la plantilla para la
síntesis de cebador mutagénico es la misma que la encontrada en la
molécula de partida. En estas realizaciones, las mutaciones pueden
introducirse en virtud a la introducción de errores durante la
síntesis del cebador mutagénico de la molécula de partida, por
ejemplo, mediante una polimerasa propensa al error. Por tanto, en
algunas realizaciones, el cebador mutagénico se sintetiza mediante
un método de síntesis en el que se introducen errores cuando se
sintetiza una segunda cadena a partir de una primera cadena,
preferiblemente mediante PCR propensa al error (los especialistas
en la técnica conocen métodos adecuados, por ejemplo Molecular
Cloning: a Laboratory Manual: 2ª edición, Sambrook y col., 1989,
Cold Spring Harbour Laboratory Press). En la técnica se dispone de
varios kits para llevar a cabo PCR propensa a error, tal como
Diversify (BDBiosciences 63070). En otra estrategia, la molécula
plantilla puede ser transformada en una cepa de E. coli (en
la técnica se dispone de cepas adecuadas, por ejemplo
XL1-RED (Stratagene)), que introduce errores en la
secuencia de ADN. El especialista en la técnica conocerá otros
métodos para introducir errores en el cebador mutagénico cuando se
produce a partir de la plantilla.
La plantilla y la molécula de partida pueden ser
moléculas diferentes, es decir, pueden contener regiones en las que
existe una diferencia en la secuencia entre la molécula de partida y
la molécula plantilla, respectivamente. Por tanto, cuando se
sintetiza el cebador mutagénico a partir de la plantilla contiene
mutaciones en comparación con la molécula de partida (en esta
situación no es necesaria una reacción que introduzca errores, por
ejemplo una PCR propensa a error).
El especialista en la técnica conoce reactivos y
condiciones de reacción adecuados para la síntesis del cebador
mutagénico a partir de la plantilla (véase, por ejemplo, Molecular
Cloning: a Laboratory Manual: 2ª edición, Sambrook y col., 1989,
Cold Spring Harbour Laboratory Press). Cuando se sintetiza el
cebador mutagénico usando la reacción en cadena de polimerasa, el
especialista en la técnica selecciona los cebadores adecuados,
teniendo en cuenta la plantilla que se está usando. Los cebadores
usados para producir el cebador mutagénico se denominan en la
presente memoria cebadores iniciales. Dichos cebadores iniciales
comprenden un cebador directo y uno inverso, que generalmente se
basan en los extremos de la secuencia que se va a amplificar, es
decir, en los extremos de la secuencia que va a ser el cebador
mutagénico. Los cebadores iniciales generalmente son
oligonucleótidos sintéticos, producidos mediante métodos estándares
usando un sintetizador de oligonucleótidos. Dichos cebadores
iniciales pueden tener cualquier longitud adecuada, por ejemplo una
longitud de alrededor de 15 a 100 nucleótidos, por ejemplo
alrededor de 15 a 75 nucleótidos de longitud, alrededor de 15 a 50
nucleótidos de longitud, generalmente de 18 a 25 nucleótidos de
longitud. El especialista puede elegir o diseñar cebadores iniciales
adecuados en función de, por ejemplo, la secuencia de molécula
plantilla, el tamaño del cebador mutagénico resultante y/o la
aplicación del método.
Una ventaja adicional de la presente invención
surge del hecho de que el cebador mutagénico se sintetiza a partir
de una molécula plantilla de ácido nucleico, de tal modo que la
secuencia del cebador mutagénico puede ser desconocida para el
usuario. Por ejemplo, cuando el cebador mutagénico se produce
mediante PCR usando los cebadores iniciales dirigidos a una parte
conocida de la plantilla, la región amplificada por dichos cebadores
puede ser desconocida. Por tanto, en determinadas realizaciones, la
secuencia del cebador mutagénico es desconocida antes de dicha
maduración. Esto es particularmente aplicable cuando el método de la
invención se aplica a bibliotecas (discutido más adelante), aunque
no se limita a ello. Existen otras muchas aplicaciones en las que
una secuencia particular en la sub-clonación es
desconocida pero las fronteras del vector en el que están
contenidas son conocidas (un ejemplo sería la clonación al azar o
"shotgun"). La persona especialista puede seleccionar
cebadores iniciales adecuados en base a su conocimiento de la
molécula de partida.
La molécula definida en la etapa (b) es por
tanto un cebador mutagénico de cadena sencilla que ha sido aislado
de su cadena complementaria. Los términos separados y aislados se
usan intercambiablemente con respecto al cebador mutagénico. Se
prefiere que esta separación o aislamiento del cebador mutagénico de
cadena sencilla de su cadena complementaria se lleve a cabo usando
un medio separativo (tal como perlas o una columna separativa), tal
como se describe más adelante. De este modo se puede introducir un
resto de unión en una de las cadenas del cebador mutagénico cuando
se sintetiza, permitiendo así que una de las cadenas del cebador
mutagénico sea aislada de la otra, por ejemplo, en una etapa de
captura tal como se describe más adelante.
Se prefiere que el cebador de cadena sencilla
definido en la etapa (b) se separe mediante el uso de un medio
separativo. Por ejemplo, la etapa de sintetizar el cebador
mutagénico puede introducir un resto de unión en la cadena positiva
o en la cadena negativa del cebador mutagénico y la separación del
cebador mutagénico en sus cadenas positiva y negativa puede
llevarse a cabo entonces a través de la unión de dicho resto de
unión con su pareja de unión en un medio separativo. El medio
separativo puede ser cualquier medio de fase sólida, tal como
perlas o una columna (por ejemplo, perlas o columna a las que está
unida la pareja de unión).
Más particularmente, el resto de unión puede ser
introducido en la cadena positiva del cebador mutagénico (por
ejemplo, usando un cebador directo inicial en la reacción de
mutagénesis que incorpora un resto de unión) y la cadena negativa
del cebador mutagénico puede ser eluída a continuación después de
que la forma de cadena positiva se una al medio separativo. Se
prefiere que el resto de unión sea biotina y que dicha pareja de
unión sea estreptavidina. Los especialistas en la técnica conocen
otros restos de unión y parejas de unión adecuados e incluyen
fluorosceína y digoxina, y anticuerpos (incluyendo fragmentos y
derivados) y antígenos.
El especialista es consciente de que existen
otros restos y parejas de unión que se podrían usar. Por ejemplo,
además de estreptavidina se dispone de otras parejas de unión que se
unen a biotina tales como avidina y neutravidina. La persona
especialista puede seleccionar restos y parejas de unión adecuados
para su uso en la etapa de captura implicada en la separación de
cadena. Además se pueden usar análogos de biotina y/o estreptavidina
(véase, por ejemplo, J Mol Biol (1994) Sep 30: 242 (4):
559-65). Biotina y estreptavidina son lo más
preferible.
Por ejemplo, un resto antigénico particular
podría incorporarse a una de las cadenas del cebador mutagénico
durante su síntesis, de un modo similar al descrito para el ejemplo
de biotina mencionado anteriormente. A continuación se podría
separar una cadena de la otra usando una columna que contiene
anticuerpos del antígeno.
Otra estrategia es usar un sistema separativo
que contiene proteínas que se unen a secuencias específicas de ADN.
Por ejemplo, en la técnica se sabe que la metilasa HaeIII se une a
una secuencia de ADN 5' específica, otro ejemplo de proteína que se
une a una secuencia de ADN específica es la P2A. Para una discusión
de dicha estrategia véase Bertschinger y Neri "Protein,
Engineering, Design and Selection" (2004), Volumen 17, página
699.
La pareja de unión y el resto de unión deberían
tener una afinidad suficiente para soportar el tratamiento usado
para la separación de las cadenas de ADN. Para la separación de
cadenas se puede usar un pH alto o bajo. Cuando se usa un pH bajo
preferiblemente es \leq a pH 3, más preferiblemente \leq a pH 2,
incluso más preferiblemente \leq a pH 1. Los ácidos preferidos
son ácido clorhídrico y ácido cítrico. Es más preferible un pH
alto. Cuando se usa un pH alto preferiblemente es \geq a pH 13.
Los agentes alcalinos preferidos incluyen hidróxido sódico y otros
hidróxidos de Grupo I tales como LiOH ó KOH. También podrían usarse
hidróxidos de Grupo II, excepto Be(OH)_{2} y
Ba(OH)_{2}. Es más preferible que las cadenas se
separen usando hidróxido sódico (por ejemplo, NaOH 0,1 N, que tiene
un pH de 13). La persona especialista en la técnica puede
seleccionar los agentes y condiciones apropiados. Lo más preferido
es el uso de biotina y estreptavidina y/o sus análogos y un
tratamiento de separación de cadenas a pH alto como el definido
antes.
También se podrían usar grupos químicos para
ligar químicamente una de las cadenas a un soporte. Por ejemplo, es
posible sintetizar oligonucleótidos de tal modo que incorporen un
grupo químico particular tal como un grupo amino o tiol. De hecho,
dichos oligonucleótidos pueden adquirirse de suministradores. Cuando
se usan oligonucleótidos como uno de los cebadores iniciales en la
reacción de la invención, el grupo químico relevante se incorporará
en la cadena relevante del cebador mutagénico resultante. La
separación de las cadenas puede completarse entonces acoplando
estos agentes químicos (que ya están incorporados en la cadena de
ADN) a agentes de ligación de aminas o a agentes de ligación de
tiol, a modo de ejemplo, y la persona especialista dispone de
agentes adecuados en la técnica.
Después de generar la forma de cadena sencilla
del cebador mutagénico tal como se ha descrito, a continuación se
introduce en la molécula de partida para llevar a cabo la etapa de
maduración (c). De este modo se añade entonces la forma de cadena
sencilla del cebador mutagénico a la molécula de partida para su uso
en la reacción de maduración.
En la etapa (c), la maduración del cebador
mutagénico con la molécula de partida puede usar cualesquier
condiciones y reactivos adecuados, dependiendo de, por ejemplo, el
tamaño del cebador mutagénico. La persona especialista en la
técnica conoce la selección de condiciones apropiadas. A modo de
ejemplo, se puede usar una relación molar de cebador mutagénico a
plantilla de 3:1. Las condiciones de reacción adecuadas son la
incubación a 90ºC durante 2 minutos, 50ºC durante 3 minutos y 20ºC
durante 5 minutos. Las condiciones pueden variarse si la persona
especialista en la técnica lo considera necesario.
La molécula de ácido nucleico de forma circular
resultante de la etapa (d) también es referida en la presente
memoria como "producto de la reacción de mutagénesis" (o,
abreviando, como "producto"). Preferiblemente, el producto de
la reacción es replicativo, lo que significa que mediante
transformación en una célula hospedante puede replicarse para
producir copias de sí mismo. Esto presenta la ventaja de que el
producto de la reacción de mutagénesis puede transformarse
directamente en una célula hospedante (tal como una célula
hospedante para el propósito de la expresión de proteína a partir
de ácido nucleico) sin la necesidad de manipulaciones adicionales,
por ejemplo, sin la necesidad de escindir la porción relevante del
ácido nucleico con enzimas de restricción y ligarla en un plásmido
adicional.
Alternativamente, o adicionalmente, es
preferible que el producto de la reacción de mutagénesis sea de
cadena doble para permitir la digestión con enzimas de
restricción.
Es más preferible que la molécula de forma
circular (producto de la reacción de mutagénesis) sea ADN circular
cerrado covalentemente, preferiblemente de cadena doble.
Como se ha indicado, la etapa (d) produce un
producto de reacción circular a partir de la molécula de partida.
Dicha reacción implica la imprimación de síntesis de cadena
complementaria a partir del cebador mutagénico madurado, de tal
modo que la cadena complementaria resultante contenga las mutaciones
del cebador mutagénico. En general, la mezcla de reacción contendrá
cantidades adecuadas de las bases de nucleótidos, polimerasa de
ADN, ligasa de ADN y un tampón apropiado (los ejemplos proporcionan
cantidades adecuadas). Esto se incuba en las condiciones apropiadas
para que la síntesis de la segunda cadena se complete. Dichos
métodos son conocidos por la persona especialista en la técnica. Es
preferible que esta reacción sea de tipo
no-amplificación (por ejemplo, una reacción de tipo
no-PCR) de tal modo que no implique ciclos sucesivos
de amplificación y pueda por tanto describirse como una reacción
lineal (es decir, se produce una cadena complementaria por cadena
sencilla de molécula de partida). Por ejemplo, en el método de la
invención, la reacción de mutagénesis de la molécula de partida de
cadena sencilla produce una segunda cadena sencilla que es opuesta
en sentido a la cadena sencilla de la molécula de partida. Por
tanto, cuando la molécula de partida de cadena sencilla es una
cadena positiva, la segunda cadena sintetizada en la reacción de
mutagénesis será una cadena negativa.
Usando una plantilla de cadena sencilla y un
cebador de cadena sencilla en la reacción de mutagénesis se evitan
los problemas asociados a la auto-maduración.
Además, el producto de la reacción de mutagénesis es de cadena
doble y como tal transforma bacterias de forma más eficaz que una
molécula de cadena sencilla. Por lo tanto, cuando se transforma en
un hospedante bacteriano, la forma de doble cadena mutada
transformará bacterias en preferencia con respecto a la plantilla
de cadena sencilla (efectivamente una selección de la forma mutada
sobre la plantilla no
mutada).
mutada).
El método de la invención comprende las etapas
enumeradas anteriormente (en la presente memoria el término
"comprende" se usa en el sentido de incluir, es decir, permitir
la presencia de una o más características, por ejemplo, etapas de
reacción). Por tanto, el método de la invención puede incluir etapas
adicionales, que incluyen, aunque sin limitación, aquellas etapas
mencionadas en cualquier parte de la presente memoria. El método de
la invención puede consistir alternativamente en las etapas
enumeradas anteriormente, o mencionadas en la presente memoria. Las
etapas de reacción pueden combinarse en recipientes de reacción
sencillos, y no es necesario que cada etapa se lleve a cabo en un
recipiente separado. Por ejemplo, la etapa de maduración del
cebador mutagénico con la molécula de partida y la etapa de síntesis
de una cadena complementaria pueden llevarse a cabo en un
recipiente.
Preferiblemente, la molécula de partida de
cadena sencilla es ADN circular de cadena sencilla. Por ejemplo, la
molécula de partida de cadena sencilla pueden ser ADN circular de
cadena sencilla que es extraído de partículas fago.
Preferiblemente en el método de la invención,
antes de dicha etapa de maduración (c), existe la etapa separada de
añadir la molécula de partida de cadena sencilla al cebador de
cadena sencilla. Más preferiblemente, el método comprende además la
etapa de aislar dicha molécula de partida de cadena sencilla antes
de la etapa (c).
El orden de las etapas relacionadas con el
cebador mutagénico y la molécula de partida, respectivamente, no es
necesariamente consecutivo. Así, la forma de cadena sencilla del
cebador mutagénico puede ser separada antes de que se aísle la
forma de cadena sencilla de la molécula de partida. O la forma de
cadena sencilla de la molécula de partida puede aislarse antes de
que la forma de cadena sencilla del cebador mutagénico sea
separada. O la separación del cebador mutagénico de cadena sencilla
y el aislamiento de la molécula de partida de cadena sencilla,
respectivamente, pueden llevarse a cabo por separado, o
simultáneamente.
Es preferible que el método de la invención
comprenda además una etapa de exclusión por tamaño llevada a cabo
con dicha molécula de partida de cadena sencilla antes de la etapa
(c). Por ejemplo, la molécula de partida de cadena sencilla se hace
pasar a través de una resina porosa, los fragmentos pequeños quedan
atrapados en la resina mientras que la molécula de partida, de
mayor tamaño, pasa a través. Esta etapa elimina los fragmentos
lineales cortos de ADN (que se cree son productos de degradación que
co-purifican la plantilla). La eliminación de estos
fragmentos mejora la eficacia de la mutagénesis evitando episodios
de imprimación a partir de fragmentos cortos que no conducen a
mutagénesis.
La molécula de partida contendrá los elementos
de secuencia necesarios para el uso posterior del producto del
método. En la técnica se dispone de vectores adecuados para uso como
molécula de partida, o pueden ser construidos por el especialista
usando técnicas convencionales. Dichos vectores comprenden
secuencias reguladoras apropiadas, que incluyen secuencias
promotoras, secuencias de terminación, secuencias potenciadoras,
genes marcadores, etc. Los vectores pueden ser cualquier tipo
adecuado, por ejemplo, plásmido, fago, fagémido, etc. Por ejemplo,
cuando el producto del método se va a usar en la expresión de
proteínas (por ejemplo, para escrutar el producto expresado) la
molécula de partida contendrá las secuencias necesarias para la
expresión de proteína en una célula hospedante.
Los sistemas de expresión adecuados son bien
conocidos en la técnica, y se puede usar una variedad de células
hospedantes. Éstas incluyen células de bacterias, levaduras,
insectos y mamíferos (por ejemplo células HeLa, CHO ó BHK). Se
prefieren las células de bacterias, más preferiblemente de E.
coli. En la técnica se dispone de los vectores adecuados para
cada uno de estos hospedantes, o pueden construirse empleando
métodos rutinarios. También se pueden usar sistemas de expresión
víricos, tales como sistemas de baculovirus o sistemas de expresión
víricos de vegetales. Las técnicas de manipulación de ADN son bien
conocidas en la técnica (por ejemplo, clonación, secuenciamiento,
expresión y análisis, etc.). Se pueden encontrar más detalles de
métodos conocidos en, por ejemplo, Molecular Cloning: A Laboratory
Manual, 2ª edición, Sambrook y col., 1989, Cold Spring Harbor
Laboratory Press; ó Current Protocols in Molecular Biology, segunda
edición, Ausubel y col., editores, John Wiley & Sons, 1992.
El método de la invención además comprende la
etapa de transformar la molécula de ácido nucleico mutagenizada en
células hospedantes. La transformación puede realizarse mediante
cualquier método adecuado conocido por el especialista en la
técnica. Los ejemplos incluyen el método de choque térmico. Es
preferible que dicha transformación sea llevada a cabo usando
electroporación. La etapa de transformar el producto mutagenizado
puede llevarse a cabo directamente después de la etapa (d), o puede
haber etapas intermedias entre la etapa (d) y la transformación en
una célula hospedante. En una realización preferida discutida más
adelante, la transformación en una célula hospedante se usa para
seleccionar preferencialmente la cadena complementaria mutada sobre
la molécula de partida no mutada.
El método de la invención puede comprender una
etapa llevada a cabo en las condiciones en las que se seleccione
preferentemente la cadena complementaria que contiene las
mutaciones. Dicha selección preferencial de la cadena
complementaria puede ser el resultado de la digestión preferencial
de la molécula de partida, o de la supervivencia preferencial de la
cadena complementaria en una célula hospedante.
La molécula de partida puede contener
modificaciones de tal modo que se seleccione preferencialmente la
cadena complementaria. El método de la invención puede comprender
además la etapa de introducir dichas modificaciones. En las
realizaciones preferidas, las modificaciones en la molécula de
partida incluyen la introducción de dU en lugar de dT. Cuando el
método comprende además la etapa de introducir dichas mutaciones, se
entiende que esto incluye realizaciones en las que la molécula de
partida contiene dichas modificaciones inicialmente y se introducen
modificaciones adicionales en esta etapa, y realizaciones en las que
no hay modificaciones inicialmente y cualquier modificación de este
tipo se introduce durante esta etapa.
La situación en la que dU reemplaza a dT puede
explicarse como se indica a continuación. La molécula de partida se
cultiva en una cepa de E. coli que soporta la introducción de
uracilo, por ejemplo, una cepa "duf ung" tal como CJ236
(Kunkel y col., (1985) PNAS USA, Vol. 82, páginas
488-492; Sidhu y col., Phage Display for the
Selection of Novel Binding Peptides, Methods in Enzymology 2000,
Volumen 238, página 333-363). Según estos
protocolos, la molécula de partida es multiplicada en E. coli
en forma de fagémido. Mediante métodos estándares se extrae ADN que
contienen uracilo de cadena sencilla (por ejemplo, el Qiagen M13
Spin Prep Kit). Tras la maduración del cebador mutagénico con el
ADN que contiene uracilo de cadena sencilla, se sintetiza la cadena
complementaria (se usa dT en la reacción de síntesis en lugar de
dU). Esto da como resultado una molécula de ADN heterodúplex, en la
que una cadena (la cadena de partida) contiene dU y no contiene las
mutaciones deseadas, y la segunda cadena (la cadena complementaria
sintetizada en la etapa (d)) contiene dT y contiene las mutaciones.
La molécula resultante se transforma a continuación en un hospedante
E. coli que no soporta la presencia de uracilo, por ejemplo
un hospedante dut^{+} ung^{+} tal como JM101. Por tanto,
la cadena complementaria que contiene la mutación es replicada
preferentemente respecto a la cadena de partida que no contiene las
mutaciones (la cadena de partida que contienen dU es hidrolizada
mediante uracilo-glicosilasa en el hospedante
dut^{+} ung^{+}).
Otros métodos de selección incluyen el uso de
metilación. La molécula de partida se metilará en casi todas las
cepas de E. coli. En la etapa (d), se puede sintetizar una
cadena complementaria in vitro que no esté metilada, dando
como resultado un heterodúplex que comprende una cadena de partida
metilada que no contiene las mutaciones, y una cadena
complementaria no metilada que sí contiene las mutaciones. A
continuación el heterodúplex es digerido con enzima de restricción
Dpn1, que corta el ADN de cadena doble en la posición
5'-Gm^{6}ATC-3' y que es
específica para ADN metilado y hemimetilado. De este modo, la cadena
de partida es digerida y la cadena complementaria que contiene las
mutaciones no. Se pueden usar enzimas alternativas a la
Dpn1.
Como posibilidad adicional para el método de
selección, se puede usar un gen condicionalmente letal. Un ejemplo
es ccdB, también conocido como gen de "control de muerte
celular". Este gen podría insertarse en la molécula de partida
en la región que sería reemplazada después de la reacción de
mutagénesis. La molécula de partida se prepararía a partir de una
cepa de E. coli que no es susceptible a este gen. La reacción
de mutagénesis reemplazaría entonces el gen ccdB con el gen
de interés. Las moléculas de partida no mutadas, que todavía
expresan ccdB harían que sus hospedantes E. coli
murieran. De este modo, se seleccionan las moléculas mutadas
resultantes de la reacción de mutagénesis.
Se pueden usar otros sistemas y enzimas
selectivas adecuadas siempre que impliquen la ruptura selectiva de
la cadena de partida del heterodúplex. Los ejemplos incluyen
endonucleasas y endoglicosilasas.
Por tanto el método implica el uso de una
molécula de partida de cadena sencilla que comprende la modificación
de los nucleótidos (por ejemplo, dU reemplaza a dT). La síntesis de
la cadena complementaria imprimada a partir del cebador mutagénico
produce una cadena mutada nueva sintetizada que no incluye dichas
modificaciones (por ejemplo, usando dTPP en lugar de dUTP en la
reacción de síntesis). La cadena mutada no modificada, sintetizada
desde cero, se selecciona preferentemente (por ejemplo, mediante
transformación de la molécula de heterodúplex en una célula
hospedante que soporta sólo la replicación de la cadena mutada no
modificada sintetizada nueva, o digiriendo la cadena de partida con
una enzima selectiva).
La invención proporciona además un método en el
que dicha selección preferencial se lleva a cabo transformando
dicha molécula de forma circular de la etapa (d) en una célula
hospedante que es selectiva para la cadena complementaria no
modificada (la cadena mutada no modificada recién sintetizada).
Por lo tanto, en una realización la invención
proporciona un método para introducir una o más mutaciones en una
molécula de ácido nucleico que comprende las siguientes etapas:
- (a)
- sintetizar (preferiblemente mediante PCR) un cebador mutagénico a partir de una molécula plantilla de ácido nucleico en donde dicho cebador mutagénico contiene una o más mutaciones respecto a la molécula de partida;
- (b)
- separar una forma de cadena sencilla de dicho cebador mutagénico;
- (c)
- madurar dicho cebador mutagénico de cadena sencilla con una forma de cadena sencilla de dicha molécula de partida, en donde dicha molécula de partida contiene una o más modificaciones seleccionables;
- (d)
- sintetizar una cadena complementaria de dicho cebador mutagénico de tal modo que se produzca una molécula de ácido nucleico de forma circular que no contenga dichas modificaciones;
- (e)
- llevar a cabo una etapa de selección en la que se seleccione la cadena complementaria preferentemente respecto a la molécula de partida.
\vskip1.000000\baselineskip
El método de la invención puede aplicarse a
poblaciones de moléculas. Por tanto, se puede mutar una población
de moléculas usando el método anterior, o se puede insertar una
población de secuencias en un vector apropiado para escrutinio (por
ejemplo, escrutinio de expresión).
Por ejemplo, el método puede usarse para crear
una biblioteca de moléculas. De este modo, se pueden usar múltiples
cebadores mutagénicos para mutar un vector adecuado para producir
una biblioteca de productos. También se puede usar mutagénesis
combinatoria usando múltiples cebadores mutagénicos y múltiples
moléculas de partida para producir una biblioteca con permutaciones
extensivas. Por ejemplo, se pueden usar múltiples moléculas de
partida con una variación en una primera posición en dicha molécula
en la reacción de mutagénesis, junto con múltiples cebadores
mutagénicos que introduzcan mutaciones en una segunda posición,
generando de este modo una biblioteca extensa como resultado de la
combinación o permutación de las variaciones en la primera y
segunda posiciones. Esto queda ilustrado en el ejemplo 1 y se
muestra esquemáticamente en la Figura 6.
El método también puede usarse para facilitar el
escrutinio de una población de moléculas. Por ejemplo una población
de cebadores mutagénicos puede derivar de una población de moléculas
plantilla. Esta población puede ser introducida entonces en, por
ejemplo, un vector común, tal como un vector de expresión para
escrutinio. Esto se ilustra en el ejemplo 2.
De este modo, el método puede aplicarse a
poblaciones de moléculas, por ejemplo en el escrutinio de una
población de moléculas o en la sub-clonación de una
población de moléculas para crear una biblioteca. Por tanto, puede
haber una pluralidad de moléculas de cebador mutagénico, plantilla
y/o de partida. Dichas poblaciones pueden tener un tamaño de al
menos 1000 moléculas, más preferiblemente al menos 10^{4}, más
preferiblemente al menos 10^{5}, más preferiblemente al menos
10^{6}, más preferiblemente al menos 10^{7}, más preferiblemente
al menos 10^{8}, más preferiblemente al menos 10^{9}, más
preferiblemente al menos 10^{10}, más preferiblemente al menos
10^{11}, más preferiblemente al menos 10^{12}, más
preferiblemente al menos 10^{13}.
Las ventajas asociadas a la aplicación del
método de la invención a poblaciones, especialmente bibliotecas, se
basan en parte en el hecho de que las secuencias de cebadores
mutagénicos no necesitan ser conocidas en el inicio del protocolo.
El conocimiento de una región o regiones cortas comunes en las
moléculas plantilla (por ejemplo, una secuencia conocida que linda
con una región de variabilidad, o una secuencia conocida en un
vector que contiene la molécula(s) plantilla) permite el
diseño de los cebadores iniciales. Dichos cebadores iniciales
pueden por tanto ser usados para amplificar una población entera de
moléculas que tienen regiones variables así como las regiones
comunes a las que están dirigidos los cebadores iniciales.
Igualmente, una población de moléculas puede ser insertada en una
molécula de partida común (por ejemplo un vector) para escrutinio,
tal como escrutinio de expresión, siempre que exista una región de
complementariedad entre el cebador mutagénico y la molécula de
partida. Esta región de complementariedad puede ser la misma, o
parcialmente la misma, que la región a la que estaban dirigidos los
cebadores iniciales en la molécula de partida.
Por tanto, en el método de la invención, puede
haber múltiples plantillas, o múltiples formas de la plantilla. Por
ejemplo, la plantilla puede ser una biblioteca de diferentes
moléculas contenidas dentro de un vector, por ejemplo, un plásmido.
De este modo, entonces se pueden usar múltiples cebadores
mutagénicos producidos a partir de dicha biblioteca para producir
una serie de productos mutagenizados de forma circular, ya que cada
uno de los múltiples cebadores mutagénicos introduce diferentes
mutaciones en la molécula de partida cuando se sintetiza la cadena
de complementariedad en la etapa (d). Cuando estos múltiples
productos son transformados en un hospedante adecuado, por ejemplo,
un hospedante bacteriano, tal como E. coli, cada colonia
resultante contiene el producto resultante de uno de los múltiples
cebadores mutagénicos.
Cuando se van a producir diferentes cebadores
mutagénicos a partir de una biblioteca, por ejemplo, una biblioteca
de plásmidos, entonces los cebadores iniciales usados para
sintetizar el cebador mutagénico se eligen de tal modo que sean
complementarios con una región del vector, que es común a la
biblioteca. Así, las múltiples plantillas pueden comprender una
región de variabilidad y una región que está en común entre las
plantillas múltiples. Por ejemplo, la región de variabilidad puede
ser una región aleatoria de ácido nucleico que está adyacente a
regiones que no son aleatorias. En otro ejemplo, la región de
variabilidad puede ser producida mediante múltiples injertos que
han sido introducidos en múltiples moléculas del mismo vector base.
Los cebadores iniciales son elegidos por tanto para ser
complementarios a una región de la plantilla que se encuentra fuera
de la región de variabilidad, por ejemplo, complementaria a toda o a
parte de la región no aleatoria de la plantilla, o a parte del
vector base. De este modo se pueden producir múltiples cebadores
mutagénicos en una reacción de síntesis usando los mismos
cebadores
iniciales.
iniciales.
Alternativa o adicionalmente, puede haber
múltiples moléculas de partida. Así, en la etapa (c) el cebador
mutagénico puede ser madurado con múltiples moléculas de partida
diferentes. Cuando hay múltiples cebadores mutagénicos, como se ha
descrito previamente, éstos también pueden ser madurados con
múltiples moléculas de partida. Por tanto se puede producir un
efecto combinatorio, en el que múltiples cebadores mutagénicos son
madurados con múltiples moléculas de partida, produciéndose
combinaciones de cebadores mutagénicos y moléculas de partida.
Por tanto, el método de la invención puede
incluir múltiples moléculas de partida y/o múltiples moléculas de
cebador mutagénico.
Esto tiene la ventaja de que se puede usar para
grandes repertorios de moléculas de partida y/o plantillas, por
ejemplo para combinar grandes repertorios de moléculas de partida
y/o plantillas. Los tamaños de repertorio preferidos son al menos
de 100 moléculas de partida y/o plantillas, más preferiblemente de
al menos 1000, incluso más preferiblemente de al menos 2500.
Usando la estrategia combinatoria se pueden
producir grandes repertorios, por ejemplo tras combinar las diversas
moléculas de partida con los diversos cebadores mutagénicos puede
darse al menos 1000 productos resultantes, más preferiblemente al
menos 10^{4}, más preferiblemente al menos 10^{5}, más
preferiblemente al menos 10^{6}, más preferiblemente al menos
10^{7}, más preferiblemente al menos 10^{8}, más preferiblemente
al menos 10^{9}, más preferiblemente al menos 10^{10}, más
preferiblemente al menos 10^{11}, más preferiblemente al menos
10^{12}, más preferiblemente al menos 10^{13}.
Las mutaciones que pueden introducirse empleando
este método incluyen sustituciones, eliminaciones y adiciones. Las
mutaciones pueden producirse en una pluralidad de nucleótidos (pero
también pueden darse únicamente en un solo nucleótido). Por
ejemplo, se puede hacer una pluralidad de mutaciones en la molécula
de partida mediante el cebador mutagénico, o se puede eliminar, o
añadir, una serie de nucleótidos. También son posibles las
combinaciones de los diferentes tipos de mutaciones. Por tanto,
puede haber una combinación de sustituciones y eliminaciones, una
combinación de sustituciones y adiciones, una combinación de
adiciones y eliminaciones, o una combinación de adiciones,
eliminaciones y sustituciones.
También puede haber múltiples regiones de
mutaciones, por ejemplo, dos regiones en las que uno o más
nucleótidos son sustituidos, separados por una región en la que no
se ha realizado ningún cambio por el cebador mutagénico (debido a
que en esta región intersticial existe complementariedad entre el
cebador mutagénico y la molécula de partida).
Otras posibilidades incluyen: múltiples regiones
en las que se han sustituido uno o más nucleótidos, separadas por
regiones de complementariedad; múltiples regiones en las que se han
añadido uno o más nucleótidos, separadas por regiones de
complementariedad; múltiples regiones en las que se han eliminado
uno o más nucleótidos, separadas por regiones de complementariedad.
También son posibles combinaciones. Por tanto, puede haber: una o
más regiones en las que los nucleótidos son sustituidos y una o más
regiones en las que los nucleótidos son añadidos, separadas por
regiones de complementariedad; uno o más regiones en las que los
nucleótidos son sustituidos y una o más regiones en las que los
nucleótidos son eliminados, separadas por regiones de
complementariedad; una o más regiones en las que los nucleótidos
son eliminados y una o más regiones en la que los nucleótidos son
añadidos, separadas por regiones de complementariedad; y una o más
regiones en las que los nucleótidos son añadidos, una o más
regiones en las que los nucleótidos son añadidos, y una o más
regiones en las que los nucleótidos son eliminados, separadas por
regiones de complementariedad.
La naturaleza y el número de las mutaciones se
determina mediante el número y naturaleza de diferencias entre la
molécula de partida y el cebador mutagénico. Así, cuando existe una
adición de un nucleótido sencillo en el cebador mutagénico en
comparación con la molécula de partida, entonces se añadirá un solo
nucleótido en virtud de la reacción de mutagénesis. Cuando hay
regiones dispersas de diferencias entre el cebador mutagénico y la
molécula de partida (por ejemplo, regiones dispersas de adiciones,
eliminaciones y sustituciones tal como se ha establecido
anteriormente), esto dará como resultado regiones dispersas de
mutaciones correspondientes como resultado de la reacción de
mutagénesis. Los cebadores mutagénicos pueden reemplazar tiras de
nucleótidos en la molécula de partida. Por ejemplo, el cebador
mutagénico puede contener una región con un 70% de complementariedad
con la molécula de partida y por tanto, tras la reacción de
mutagénesis, esta región de la molécula de partida es reemplazada
por la región del 70% de complementariedad del cebador
mutagénico.
Con el objetivo de que el cebador mutagénico sea
madurado, debe haber un grado de complementariedad entre el cebador
mutagénico y la molécula de partida. Normalmente debería haber
regiones mínimas de complementariedad en los extremos del cebador
mutagénico. Cuando se ha producido el cebador mutagénico mediante
PCR y los cebadores iniciales (definidos anteriormente) son
complementarios a la molécula de partida, entonces éstos
proporcionan una región mínima de complementariedad de 18 a 25
pares base en los extremos del cebador mutagénico.
El grado de complementariedad sobre el total del
cebador mutagénico es preferiblemente de al menos el 60%, más
preferiblemente de al menos el 70%, más preferiblemente de al menos
el 80%, más preferiblemente de al menos el 90%, más preferiblemente
de al menos el 95%, más preferiblemente de al menos el 97%, más
preferiblemente de al menos el 98%, más preferiblemente de al menos
el 99%. A modo de ejemplo, una complementariedad de al menos el 97%
corresponde a 20 diferencias en un cebador mutagénico con una
longitud de 830 nucleótidos (complementariedad de 810). Una
complementariedad de al menos el 60% corresponde a una región de
diferencia en el cebador mutagénico que tiene una longitud de 730
nucleótidos y es un 70% idéntica a la molécula de partida en un
cebador mutagénico con una longitud de 830 nucleótidos (siendo los
dos extremos de cualquier lado de la "región del 70%"
perfectamente complementarios con la molécula de partida). En las
figuras se muestran ejemplos no limitantes de los cebadores
mutagénicos.
El cebador mutagénico puede tener entre 100
nucleótidos y 4000 nucleótidos de longitud, preferiblemente entre
200 y 3000 nucleótidos, más preferiblemente entre 300 y 2000
nucleótidos, más preferiblemente entre 400 y 1500 nucleótidos, más
preferiblemente entre 400 y 1000 nucleótidos, incluso más
preferiblemente entre 400 y 850 nucleótidos de longitud o entre 800
y 1500 nucleótidos de longitud.
El tamaño del cebador mutagénico puede depender
del tamaño de la molécula de partida. Por ejemplo, cuando la
molécula de partida es de 5,5 kb, el cebador mutagénico
preferiblemente es de 1 kb. Así, el cebador mutagénico
preferiblemente tiene entre 1/50 y 1/5 el tamaño de la molécula de
partida, más preferiblemente 1/25, más preferiblemente 3/10 el
tamaño de la molécula de partida, más preferiblemente
aproximadamente 1/5 el tamaño de la molécula de partida en longitud
expresada en nucleótidos.
Se prefiere que la relación molar de cebador
mutagénico a molécula de partida en la etapa (c) esté
aproximadamente entre 2:1 y 5:1, más preferiblemente alrededor de
3:1.
Las aplicaciones del método de la invención
incluyen el escrutinio o la creación de bibliotecas, en particular
bibliotecas de anticuerpos. Por ejemplo, la molécula de partida
puede ser un vector para la expresión de anticuerpos o dominios de
anticuerpos. Habiendo introducido mutaciones en la molécula de
partida (por ejemplo fabricando los cebadores mutagénicos a partid
de una plantilla que comprende una biblioteca de dominios de
anticuerpo), las moléculas de partida mutadas resultantes pueden
ser expresadas en un hospedante adecuado y ser escrutadas contra un
antígeno apropiado (para más información, véase Vaughan y col.,
(1996) Nature Biotechnology, Volumen 14, páginas 309 a 314; y
Edwards y col., (2003) J. Mol. Biol., 334, páginas
103-118). Otros ejemplos relacionados con
anticuerpos incluyen la sub-clonación de dominios de
anticuerpo en un plásmido aceptor de inmunoglobulina, por ejemplo
un plásmido aceptor de IgG (tal como un vector de expresión pEU IgG,
véase Persic y col. (1997) Gene 187: 9-18. El
término anticuerpo describe una inmunoglobulina e incluye las
versiones naturales y las sintéticas. El término abarca
polipéptidos que tiene un dominio de unión de anticuerpo, que es
homólogo, o sustancialmente homólogo, a un dominio de unión de
anticuerpo. Los ejemplos incluyen Fab (dominios V_{L}, V_{H},
CL y CH1), scFv (domino V_{H} y dominio V_{L} ligados mediante
un enlace tal como
(Gly-Gly-Gly-Gly-Ser)_{3},
por ejemplo, Bird y col., (1998), Science, 242,
423-426, Huston y col. (1998), PNAS USA, 85, páginas
5879-5883); Fv (dominios V_{L} y V_{H} de un
único anticuerpo); Fd (dominios V_{H} y CH1); dAB (Holt y col.
(2003), Trends in Biotech. 21, páginas 484-490) y
diacuerpos
(WO94/13804).
(WO94/13804).
\newpage
Por tanto, en determinadas realizaciones la
molécula de partida, la plantilla o el cebador mutagénico comprenden
secuencias que codifican un dominio variable de anticuerpo. El
dominio variable de anticuerpo puede ser un dominio V_{H} o
V_{L}. Preferiblemente, la molécula de partida comprende un
scFv.
Cuando se menciona en la presente memoria un
anticuerpo o dominio de anticuerpo en el contexto de ácido nucleico
tal como vectores, debe entenderse que se refiere a la secuencia de
ácido nucleico que codifica dicho anticuerpo o dominio.
El método también puede usarse para barajar
dominios de anticuerpos para crear repertorios de anticuerpos. Así,
la molécula de partida puede contener un dominio de anticuerpo
V_{H} y la molécula de cebador mutagénico puede contener un
dominio de anticuerpo V_{L}, o la molécula de partida puede
contener un dominio de anticuerpo V_{L} y la molécula de cebador
mutagénico puede contener un dominio de anticuerpo V_{H}. Se puede
combinar (barajar) una biblioteca de dominios de anticuerpo V_{H}
con una biblioteca de dominios de anticuerpo V_{L}, o viceversa.
Por tanto, se puede usar una de las dos bibliotecas como plantilla
para formar múltiples cebadores mutagénicos y la otra biblioteca
puede estar presente como biblioteca en múltiples moléculas de
partida.
Por tanto, la invención proporciona un método en
el que la molécula de partida contiene un dominio de anticuerpo
V_{H} y un dominio de anticuerpo V_{L} y la molécula de cebador
mutagénico contiene un dominio de anticuerpo V_{L} para mutar el
dominio V_{L} de la molécula de partida. La invención también
proporciona un método en el que la molécula de partida contiene un
dominio de anticuerpo V_{L} y un domino de anticuerpo V_{H} y
la molécula de cebador mutagénico contiene un dominio de anticuerpo
V_{H} para mutar el dominio de anticuerpo V_{H} de la molécula
de partida. De este modo se puede combinar (barajar) una biblioteca
de dominios de anticuerpo V_{H} con una biblioteca de dominios de
anticuerpo V_{L}, o viceversa.
Puede ser deseable que sólo uno de los dominios
V_{L} y V_{H} de la molécula de partida sea mutado, o puede ser
deseable que ambos dominios V_{L} y V_{H} de la molécula de
partida sean mutados. Los sistemas de dominio único también son
abarcados, por ejemplo, aquellos en los que las construcciones
contengan un dominio V_{L} (pero no un dominio V_{H}) y que el
dominio V_{L} sea mutado por un cebador mutagénico de V_{L}, o
por ejemplo, en donde la construcción contenga un dominio V_{H}
(pero no un domino V_{L}) y que el dominio V_{H} sea mutado por
un cebador mutagénico de V_{H}. La invención proporciona todas
estas posibilidades.
Por tanto, la invención abarca la situación en
la que ambos dominios V_{H} y V_{L} de la molécula de partida
serán mutados por cebadores mutagénicos que contienen cada uno de
estos dominios. De este modo, un cebador mutagénico de V_{H}
mutaría el dominio V_{H} de la molécula de partida y un cebador
mutagénico de V_{L} mutaría el dominio V_{L} de la molécula de
partida. También podría usarse un único cebador mutagénico que
contenga ambos dominios.
Por lo tanto, la invención proporciona un
método, en el que se usa un primer y un segundo cebador mutagénico
para mutar la molécula de partida, conteniendo el primer cebador
mutagénico un dominio de anticuerpo V_{H} para mutar el dominio
V_{H} de la molécula de partida, y conteniendo el segundo cebador
mutagénico un domino de anticuerpo V_{L} para mutar el dominio
V_{L} de la molécula de partida. El primer cebador mutagénico y
el segundo cebador mutagénico pueden ser usados en etapas de
reacción de mutagénesis separadas, en cuyo caso el primer cebador
mutagénico y el segundo cebador mutagénico pueden tomar parte en
reacciones de mutagénesis separadas en cualquier orden (es decir,
el primer cebador mutagénico podría usarse en una reacción de
mutagénesis que preceda o que suceda a la reacción de mutagénesis
que implica al segundo cebador mutagénico). Otra posibilidad es que
dicho primer cebador mutagénico y dicho segundo cebador mutagénico
sean usados en la misma etapa de reacción de
mutagénesis.
mutagénesis.
Los aspectos descritos anteriormente en los que
el método de la invención se usa para combinar (o barajar)
bibliotecas de dominios V_{H} con bibliotecas de dominios V_{L}
en el contexto de anticuerpo podría aplicarse a otros sistemas en
los que el barajado de combinaciones de dominios es deseable, tal
como otras moléculas relacionadas con las inmunoglobulinas y las
proteínas multi-dominio en general. Por tanto, la
invención proporciona un método para combinar una biblioteca de
primeros dominios con una biblioteca de segundos dominios, tal como
se ha descrito anteriormente para los aspectos de anticuerpo (en
donde el primer dominio es el dominio V_{H} y el segundo dominio
es el dominio V_{L}, o viceversa).
En algunas realizaciones preferidas, la molécula
de partida comprende ácido nucleico que codifica un scFv.
La presente invención también proporciona kits
para llevar a cabo los métodos anteriores. Por ejemplo, un kit de
ese tipo puede comprender cebadores iniciales adecuados para
sintetizar una molécula de cebador de cadena sencilla a partir de
una molécula plantilla, una molécula de partida de cadena sencilla e
instrucciones de uso. La molécula de partida puede modificarse tal
como se describe en la presente memoria. También se pueden incluir
los reactivos y tampones adecuados, tal como los especificados en la
presente memoria. También se pueden incluir componentes adicionales
del kit, según se defina en cualquiera de las realizaciones del
método de la invención.
Como se ha indicado, los métodos y kits de la
invención tienen una serie de aplicaciones, que incluyen las
siguientes. Los métodos pueden usarse en
sub-clonación, por ejemplo, una región de ácido
nucleico puede ser generada en la etapa (a) e introducida en un
vector apropiado mediante la reacción de mutagénesis, evitando la
necesidad de digestión y ligación del ácido nucleico. Por ejemplo,
se podría clonar un antígeno diana en un vector de expresión. Los
métodos pueden aplicarse a la creación y al escrutinio de
bibliotecas, como se ha mencionado antes. Utilidades más
específicas se describen a continuación.
Los métodos descritos en la presente memoria se
pueden usar para convertir fragmentos Fv de cadena sencilla (scFv)
(dominios V_{H} y V_{L} ligados como un único péptido mediante
un ligando) en moléculas IgG. De este modo, los dominios V_{H} y
V_{L} pueden introducirse en plásmidos aceptores IgG_V_{H} e
IgG_V_{L}. Usando cebadores iniciales que son oligonucleótidos
denominados genéricos, dirigidos a partes no variables del vector
que contiene el scFv, o al ligando entre los dos dominios (por
ejemplo, un cebador inicial que está dirigido a la secuencia por
encima o por debajo de cada uno de los dominios, y un segundo
cebador inicial que está dirigido al ligando entre los dos
dominios). Por ejemplo, si se usan los scFvs descritos en Vaughan y
col., uno de los cebadores iniciales podría estar dirigido a la
secuencia por encima del dominio V_{H} en pCantab6 y el otro al
ligando (es decir, dirigido a parte de la secuencia que codifica
(Gly-Gly-Gly-Gly-Ser)_{3}).
Los métodos de la invención también pueden
usarse para generar bibliotecas ingenuas (es decir, bibliotecas de
donantes humanos no inmunizados). Actualmente éstas se generan
llevando a cabo PCR de regiones V_{H} y V_{L} de anticuerpos
ingenuos procedentes de donantes humanos no inmunizados, seguida de
digestión de restricción y de ligación en plásmidos aceptores.
Usando el método de la invención, se pueden separar los cebadores
mutagénicos de dichos productos PCR derivados de los donantes no
inmunizados. Nuevamente, el uso de los anteriores métodos elimina
la necesidad de restricción y ligación. Los cebadores adecuados
pueden estar basados en secuencias en cada extremo de la cadena
pesada y en cada extremo de la cadena ligera (véase, por ejemplo,
Vaughan y col., ver más arriba).
Los aspectos y realizaciones de la invención se
ilustrarán ahora a través de ejemplos y haciendo referencia a las
figuras anexas, en las que:
La Figura 1 muestra los cebadores mutagénicos
para uso en el método de la invención. En cada caso, los números
son el número aproximado de bases y la región de diferencia está
marcada en gris. La Figura 1a muestra el cebador mutagénico 1,
usado en el Ejemplo 1 (recombinación V_{H}/V_{L}). La Figura 1b
muestra el cebador mutagénico 2a, usado en el Ejemplo 2
(subclonación de Panel de Ribosoma) para variantes V_{H} CDR3. La
Figura 1c muestra el cebador mutagénico 2b, usado en el Ejemplo 2
para variantes V_{L} CDR3. La Figura 1d muestra un cebador
mutagénico para producir variantes V_{H} ó V_{L}. La región en
gris es aproximadamente idéntica en un 70% a la plantilla del
Ejemplo 2. La Figura 1e muestra cebadores mutagénicos para clonar en
un plásmido aceptor IgG. La Figura 1f muestra cebadores mutagénicos
para clonar en plásmidos aceptores V_{H} y V_{L} para la
creación de bibliotecas ingenuas.
La Figura 2 muestra la posición de los cebadores
iniciales para la síntesis del cebador mutagénico para el uso en
las realizaciones de recombinación V_{H}/V_{L} (por ejemplo,
Ejemplo 1). A y B muestran los cebadores directo e inverso,
respectivamente.
La Figura 3 muestra la posición de los cebadores
iniciales para la síntesis del cebador mutagénico para el uso en
los aspectos de panel de ribosoma (por ejemplo, Ejemplo 2). A y B
muestran los cebadores directo e inverso, respectivamente.
La Figura 4 muestra los resultados del
procedimiento de mutagénesis del Ejemplo 1.
La Figura 5 es una visión esquemática del
procedimiento de mutagénesis de la invención. En el esquema, el
VHCDR3 de un plásmido que contiene scFv que contiene una mutación
particular en el VHCDR3 (mostrada con una estrella) es amplificado
mediante PCR y separado en forma de cadena sencilla mediante la
introducción de biotina por acción de los cebadores en la reacción
de PCR. Se purifica ADN de cadena sencilla a partir del plásmido
que contiene scFV, que contiene una mutación particular en el VLCDR3
(también mostrada con una estrella). En la reacción de mutagénesis
entre el producto de PCR de cadena sencilla que contiene la mutación
de VHCDR3 y el plásmido de cadena sencilla que contiene la mutación
de VLCDR3, las dos mutaciones se combinan para producir un plásmido
que contiene scFv con ambas mutaciones.
La Figura 6 muestra una realización combinatoria
de la invención. En la parte superior de la figura se muestran
múltiples moléculas plantilla que contienen las mutaciones a, b y c.
Las regiones de dichas moléculas que contienen las mutaciones son
amplificadas mediante PCR en múltiples cebadores de mutagénesis de
cadena sencilla usando biotina. En la parte inferior de la figura
se muestran múltiples moléculas de partida que contienen las
mutaciones x, y y z. A partir de esta moléculas se produce ADN de
cadena sencilla, de tal modo que se producen múltiples moléculas de
partida que contienen las mutaciones x, y ó z. En la reacción de
mutagénesis, los cebadores mutagénicos que contienen las mutaciones
a, b y c se usan para mutar las múltiples moléculas de partida.
Esto da como resultado la combinación de productos mostrada en la
parte derecha de la figura.
Se ha demostrado que la recombinación de
regiones V_{H} y V_{L} optimizadas conduce a un aumento de la
potencia durante la maduración por afinidad de anticuerpos in
vitro (Osbourn y col. (1996), Immunotechnology, volumen 2,
páginas 181-196). En este ejemplo, el método de
mutagénesis de la invención se usa para recombinar un grupo de
variantes en el que se aleatorizado V_{H}CDR3 con otro grupo de
variantes en el que se ha aleatorizado V_{L}CDR3. Ambos grupos de
variantes contienen la misma secuencia de anticuerpos original,
excepto por las regiones cortas aleatorias en el CDR3 de V_{H} y
V_{L}. Tras la aleatorización, los conjuntos V_{H} y V_{L}
han sido sometidos cada uno a dos rondas de selección de panel de
fagos para mejora de afinidad. Los productos V_{H} y V_{L} de
la ronda dos de selección, que contienen cada uno una estimación de
10^{5} a 10^{6} secuencias variantes diferentes, forman el
punto de partida para el método de recombinación descrito en este
ejemplo.
En el método de este ejemplo, el grupo V_{H}
es amplificado mediante PCR usando el oligonucleótido biotinilado
PAMA-IN en el extremo 5' y el oligonucleótido
H-LINK en el extremo 3' (véase la Figura 2). Tras la
captura de partículas de estreptavidina, la cadena no biotinilada
es eluída y esto forma el cebador mutagénico.
El grupo V_{L} se prepara como plásmidos de
cadena sencilla, tras el rescate de partículas de bacteriófago
procedentes de la cepa dut-ung- de E.
coli CJ236. Juntando el cebador mutagénico que codifica V_{H}
y los plásmidos de cadena sencilla que representan el conjunto
V_{L}, se puede producir la recombinación de regiones V_{H} y
V_{L}.
La plantilla de ADN dU-ss
aislada a partir de M13 es de cadena-positiva de tal
modo que el cebador es complementario a la
cadena-positiva (es decir, es
cadena-negativa). Biotinilando el cebador directo,
la cadena negativa puede ser eluída tras la captura de
estreptavidina. Los oligonucleótidos usados son los siguientes (de
5' a 3'):
- Bio-PAMA-IN: biotina-GCGGCCCAGCCGGCCATGG
- H-LINK: ACCGCCAGAGCCACCTCCGCC
- 1.
- La reserva de glicerol del repertorio de V_{L} en pCantab6 (Vaughan y col.) fue inoculada 100 \muL en 50 mL 2xTYA en un matraz cónico pequeño.
- 2.
- El cultivo se preparó durante 2 horas a 37ºC y 300 rpm.
- 3.
- Las células fueron peletizadas mediante centrifugación en tubos Falcon de 50 mL a 3200 rpm durante 10 minutos.
- 4.
- Se llevó a cabo el protocolo Qiagen HiSpeed Plasmid Midi Kit para aislar ADN de plásmido ds en 1 mL de agua.
- 5.
- La concentración de ADN se comprobó mediante espectrometría UV o gel de agarosa.
El ADN de Plásmido ds de la parte 3 se preparó a
continuación mediante el siguiente protocolo:
- Plasmid Midiprep de repertorio de V_{L} en pCantab6 (Vaughan y col.)
- Cloramfenicol (CAM) a 10 mg/mL en etanol y almacenado a -20ºC
- Uridina (Sigma U-6381) a 0,25 mg/mL en agua y almacenado a 4ºC
- 2xTYAG (+10 \mug/mL CAM) placas: (TY es tal como se describe en Sambrook y col., ver más arriba, más 100 \mug/mL de ampicilina (A) y un 2% de glucosa (G), se añade cloramfenicol (CAM) a 20 \muL a 80 \muL de etanol y se esparce por la placa).
- 1.
- Se inocularon 5 mL de medio 2xTY (más 10 \mug/mL de CAM) con una única colonia de células de E. coli CJ236 (por ejemplo, suministradas por Biorad). Las células fueron cultivadas una noche a 37ºC y a 300 rpm. El CAM selecciona el episoma F' de las CJ236.
- 2.
- Se inocularon 500 mL de 2xTY con 5 mL del cultivo de una noche y se incubaron con agitación a 37ºC.
- 3.
- Cuando la DO a 600 nm alcanzó un valor de 0,9 se recolectó el cultivo mediante centrifugación a 4ºC (5 minutos, 5000 rpm). Se retiró el sobrenadante y se drenó la partícula de células. Las células fueron resuspendidas con cuidado en 100 mL de MgCl_{2} 100 mM enfriado en hielo.
- 4.
- Las células volvieron a ser recolectadas mediante centrifugación (centrífuga a 4ºC) y las partículas drenadas. Las células fueron resuspendidas con cuidado en 20 mL de CaCl_{2} 100 mM frío hasta que se obtiene una suspensión suave. Se añaden 200 mL de CaCl_{2} 100 mM frío y se mezcla. Las células fueron colocadas en hielo durante 30-90 minutos.
- 5.
- Las células fueron recolectadas mediante centrifugación en una centrífuga fría y las partículas fueron drenadas. Las células fueron resuspendidas en 20 mL de CaCl_{2} 85 mM frío y un 15% de glicerol.
- 6.
- Inmediatamente se tomaron alícuotas de la suspensión celular (las alícuotas pueden congelarse en hielo/etanol si es necesario).
\vskip1.000000\baselineskip
- 1.
- Las células competentes CJ236 CaCl_{2} anteriores fueron congeladas en hielo (y mantenidas en hielo durante todo el protocolo).
- 2.
- Se añadieron 5 \muL de plásmido pCantab6 que contiene el repertorio VL de la sección 3 a 100 \muL de células competentes en un tubo de PCR.
- 3.
- Se ejecutó el siguiente programa en el bloque de la máquina de PCR:
- 0,1ºC durante 30 minutos
- 42ºC durante 45 s
- 0,1ºC durante 2 minutos
- 4.
- Las células fueron transferidas a un tubo Falcon de 15 mL en 0,5 mL de 2xTY.
- 5.
- Las células fueron incubadas a 37ºC durante 45-60 minutos con agitación a 200 rpm.
- 6.
- Se dispusieron 0,5 mL de células sobre placas 2xTYAG (+10 \mug/mL de CAM) y las placas fueron incubadas o/n a 37ºC.
\vskip1.000000\baselineskip
- 1.
- Se rascó la pelusa que surgió de la etapa 6 anterior de transformantes de CJ236 y se llevó a un 1 mL de 2xTY. Se inocularon 500 \muL en 50 mL de 2xTYGAC (es decir, un 2% de glucosa, 100 \mug/mL de AMP, 10 \mug/mL de CAM) y se incubó a 37ºC y 300 rpm hasta una DO_{600} = 0,5-1.
- 2.
- Se calculó la densidad celular a partir de la lectura de DO (DO_{600} de 1= 5x10^{8} células/mL) y se añadieron fagos colaboradores KO7 naturales (fago colaborador M13 KO7 de Amersham Biosciences) para asegurar una multiplicidad de infección (MOI) de 10 fagos: 1 célula (wt KO7 normalmente contiene 10^{10} fagos en 0,33 \muL). A continuación las células fueron incubadas a 37ºC (sin agitación) durante 10 minutos para permitir la infección.
- 3.
- Se transfirió 1 mL de cultivo a 30 mL de 2xTYAC suplementado con 25 \mug/mL de KAN (para seleccionar KO7) y 0,25 \mug/mL de uridina (para permitir la síntesis de plantilla que contiene uracilo). Se incubó durante una noche a 37ºC y 300 rpm.
- 4.
- Las células fueron centrifugadas durante 10 minutos a 15000 rpm y 2ºC en un rotor SS-34. El sobrenadante fue transferido a un tubo nuevo y se añadió un volumen 1/5 de PEG-NaCl (20% de PEG^{8000}, NaCl 2,5 M). Se incubó durante 5 minutos a temperatura ambiente y a continuación se centrifugó durante 10 minutos a 10000 rpm y 2ºC en el SS-34.
- 5.
- Se produjo una pequeña partícula de fago blanco. Se decantó el sobrenadante y se invirtió el tubo sobre el tejido a drenar. La partícula de fago fue resuspendida en 0,5 mL de PBS (las paredes del tubo fueron enjuagadas para captura tanto fago como fuera posible). El fago fue transferido a tubos eppendorf y se centrifugó durante 5 minutos a 15000 rpm en una microcentrífuga hasta obtener la materia insoluble restante. El sobrenadante fue transferido a un nuevo eppendorf.
- 6.
- La plantilla de ADN dU-ss fue purificada usando un kit Qiagen Qiaprep Spin M13, empezando por la adición del tampón Qiagen MP (Sidhu y col., ver arriba). El ADN se eluyó en 100 \muL de Tris-HCl 10 mM, pH 8,0 y se examinó en un gel de agarosa al 1%. La preparación del ADN ss apareció como una banda distinta a 2,5 kb y se usó en la reacción de mutagénesis de la sección 6.
\vskip1.000000\baselineskip
La región que representa el repertorio de
secuencias VH diferentes fue amplificada a partir de pCantab6
mediante PCR usando los oligonucleótidos
bio-PAMA-IN y
H-LINK. Se pueden usar condiciones PCR estándar en
una serie de diluciones de la plantilla midiprep preparada en la
sección 3.
Se analizan 5 \muL de cada PCR en un gel de
agarosa al 1% (esto confirmó el tamaño del producto, mostró el
rendimiento, etc.).
- 1.
- Se colocó una columna microMACS (Miltenyi Biotec: 130-042-701) en un sistema magnético.
- 2.
- Se dejó que pasaran a su través 250 \muL de 1x tampón de unión (2x tampón de unión: Tris 10 mM, pH 7,5, NaCl 2 M, EDTA 1 mM, Tween 20 al 0,1%).
- 3.
- Se mezclaron 45 \muL de reacción PCR con 105 \muL de perlas de estreptavidina microMACS (Miltenyi Biotec: 130-074-101) y 150 \muL 2x tampón de unión, y se incubaron durante dos minutos.
- 4.
- Se aplicó ADN+perlas a una columna microMACS y se dejó que pasara a su través.
- 5.
- La columna fue lavada con 2x1 mL de 1 x tampón de unión.
- 6.
- Se eluyó ADN en un tubo eppendorf con 200 \muL de NaOH 0,1 N (recién preparado).
- 7.
- Al ADN eluido se añadieron 20 \muL de acetato sódico, pH 5,2, 550 \muL de etanol, 1 \muL de glicógeno.
- 8.
- Se incubó a -70ºC durante 30 minutos.
- 9.
- Se centrifugó a 13000 rpm durante 10 minutos hasta peletizar el ADN. Se eliminó el sobrenadante y se reemplazó con 500 \muL de etanol al 70%.
- 10.
- Se centrifugó a 13000 rpm durante otros 5 minutos, se retiró el sobrenadante, se secó al aire en un bloque de calor a 37ºC durante 2 minutos. Se resuspendió el ADN en 50 \muL de agua.
\vskip1.000000\baselineskip
- Tampón TM (10x): Tris-HCl 500 mM, MgCl2 100 mM, pH 7,5.
- ATP 10 mM: (reserva 1M preparada disolviendo 0,6052 g en 1 mL de agua y ajustando el pH hasta 7,0 con NaOH 0,1M. Reserva diluida 1:100 para preparar ATP 10 mM, se puede almacenar a -70ºC).
\newpage
- DTT 100 mM: (reserva 1M preparada disolviendo 0,1542 g en 1 mL de acetato sódico 0,01 M (pH 5,2). Reserva diluida 1:10 para preparar DTT 100 mM, se puede almacenar a -20ºC).
- Enzimas: T4 polinucleótido quinasa, T4 ADN ligasa y T7 ADN polimerasa de New England Biolabs (NEB).
- dNTPs 25 mM.
- Kit de purificación PCR Qiagen Qiaquick (Qiagen).
\vskip1.000000\baselineskip
Se añadió lo siguiente a un tubo Eppendorf:
Se añadió agua a un volumen total de 53 \muL.
Se añadieron 2 \muL (20U) de T4 polinucleótido quinasa (10
U/\muL) y se incubaron durante 1 hora a 37ºC.
\vskip1.000000\baselineskip
Se añadió lo siguiente a un tubo Eppendorf:
- Plantilla de dU-ADNss (de la Sección 4), 4,4 \mug (4,4 \mug/1.750.000 daltons = 2,5 pmoles)
- Cebador mutagénico fosforilado, 1,0 \mug (1,0 \mug/132.000 daltons = 7,6 pmoles)
- Tampón TM (10x), 25 \muL
Se añadió agua hasta un volumen de 250
\muL.
Se incubaron los 250 \muL a 90ºC durante 2
minutos, a 50ºC durante 3 minutos y a 20ºC durante 5 minutos para
madurar el cebador mutagénico a la plantilla.
\vskip1.000000\baselineskip
Las reacciones fueron incubadas a 20ºC durante 3
horas.
\newpage
Cada reacción fue purificada por afinidad con 35
\muL de agua usando el kit de purificación Qiagen Qiaquick PCR.
Se analizó 1 \muL de cada reacción sobre gel de agarosa al 1% y se
comparó con el producto de las reacciones con y sin cebadores
mutagénicos. Se observó una banda de ADNss intensa (2,5 kb para
pCantab6) en la calle "sin cebador". En la calle "con
cebador" esta banda de ADNss se redujo en intensidad y fue
sustituida por una o más bandas de mayor tamaño que representan
ADNccc (ADN circular cerrado covalentemente) (>3 kb para
pCantab6).
Se prepararon células TG1 electrocompetentes
frescas (Stratagene) de acuerdo al siguiente protocolo:
- 1.
- Se inoculó un volumen apropiado de medio 2TY con una colonia procedente de una placa de TG1 en medio mínimo. Las células fueron cultivadas durante una noche a 25ºC y a 300 rpm.
- 2.
- Se inocularon 5 matraces que contenían 500 mL cada uno de 2TY con 10 mL (por matraz) del cultivo de una noche. Esto se cultivó a 25ºC y a 300-350 rpm hasta alcanzar una DO_{600} de 0,5-0,6 [en realidad esto lleva aproximadamente 2-3 horas].
- 3.
- Se pre-enfriaron a 2ºC 6 x 500 mL botellas de centrífuga y el rotor Sorval SLA 3000.
- 4.
- Una vez alcanzada la DO óptima, las células fueron enfriadas durante 30 minutos en hielo en las botellas de centrífuga y se giraron a 4.000 rpm durante 15 minutos a 2ºC.
- 5.
- Se retiró el sobrenadante y se resuspendió la partícula en un pequeño volumen de agua Milli-Q autoclavaza enfriada con hielo. Se completó hasta aproximadamente 300 mL con agua y se giró a 4.000 rpm durante 15 minutos a 2ºC.
- 6.
- Se retiró el sobrenadante y se resuspendió en un volumen pequeño del agua restante y a continuación se añadieron 300 mL de agua y se giró como se ha indicado anteriormente.
- 7.
- Se pre-enfriaron 8 x 50 mL tubos Falcon a -20ºC. Se pre-enfrió una centrífuga de sobremesa Sorvall hasta 2ºC.
- 8.
- Se retiró el sobrenadante y se resuspendió la partícula en el agua restante.
- 9.
- Una vez resuspendida, se pipeteó a los tubos Falcon y se añadió agua hasta 50 mL. Se giró a 3.200 rpm durante 10 minutos.
- 10.
- El sobrenadante se retiró y se resuspendió cada partícula en una pequeña cantidad de agua, las células fueron combinadas en un único tubo Falcon de 50 mL, se llevó hasta 50 mL con agua y se giró como se ha indicado antes.
- 11.
- Se retiró el sobrenadante y las células se resuspendieron en el volumen restante de agua.
Para la electroporación se usó una serie de
diluciones de células (únicamente células) para determinar una
concentración adecuada (por ejemplo, diluciones de células a 100%,
80%, 60% y 50%). El único control de células se pone en 2TYAG como
confirmación de que no hay células resistentes a ampicilina en la
preparación de células competentes.
Se electroporó el total de 35 \muL de reacción
de mutagénesis completada directamente en 400 \muL de células TG1
electrocompetentes en una única cubeta (cubeta
Bio-Rad E. Coli Pulser, hueco de electrodo
0,2 cm; Nº de catálogo 165-2086), usando los
siguientes parámetros:
Fuerza de campo 2,5 kV
Resistencia 200 \Omega
Capacitancia 25 \muF
Constante de tiempo 4,2 milisegundos
Inmediatamente después de la electroporación, se
añadió 1 mL de 2TYG a la cubeta y las células fueron transferidas a
un tubo Falcon de 50 mL. La cubeta se enjuagó con 1 mL adicional de
2TYG para transferir las células del fondo de la cubeta (con una
punta de pipeta P200 alargada) al tubo Falcon. Esto se transfirió a
un incubador a 37ºC y a 150-250 rpm para permitir
que las células se recuperaran durante 1 hora.
Se llevó a placa una serie de dilución de cada
biblioteca (de cada tubo Falcon) sobre placas pequeñas de 2xTYAG
para estimar el tamaño de la biblioteca y las células restantes en
la placa grande de 2xTYAG. Las células restantes fueron giradas
(3200 rpm durante 10 minutos) y resuspendidas en 1 mL de 2TYG antes
de ser llevadas a la placa grande. Las placas fueron incubadas
durante una noche a 30ºC.
A continuación la biblioteca fue raspada de la
placa grande en 5 mL de 2xTY y suplementada a continuación con 2,5
mL de glicerol al 50%. Se calculó la densidad celular a través de la
DO^{600} (DO^{600} de 1 = 5x10^{8} células/mL) de una
dilución 1:100. Para el almacenamiento, múltiples alícuotas de cada
biblioteca fueron almacenadas a -70ºC, cada una de ellas con un
exceso de células 10 a 1 sobre el tamaño de la biblioteca. Entonces
se puede congelar una única alícuota y añadirse a 500 mL de cultivo
para el rescate de la biblioteca como fago, por ejemplo para
selección de fago mediante unión por afinidad (Hawkins y col. (1992)
J. Mol. Biol., 226, páginas 889-896).
Los resultados de este método son los mostrados
a continuación, y también se muestran en la Figura 4:
Este ejemplo se refiere a la subclonación de
productos del panel de ribosoma. En este método de subclonación, la
plantilla fue un scFv, descrito como scFv de partida. Los protocolos
usados son los del Ejemplo 1.
La etapa de PCR inicial que produce el cebador
mutagénico usando los cebadores iniciales se lleva a cabo sobre los
productos de una biblioteca de panel de ribosoma (es decir,
productos RT-PCR), véase Jermutus y col. (2001)
PNAS, volumen 98, Nº 1, 75-80. Los oligonucleótidos
usados como cebadores de PCR iniciales se muestran en la Figura
3.
Por tanto, se amplificó mediante PCR un
repertorio de diferentes secuencias scFv a partir de productos de
panel de ribosoma (Jermutus y col., P.N.A.S. 2001, volumen 98,
páginas 75 a 80) usando un cebador directo biotinilado madurado al
principio del V_{H} y el cebador inverso mycRestore que ceba en la
etiqueta myc, justo por debajo del extremo del V_{L} (véase la
Figura 3).
Dependiendo de la secuencia de aminoácidos del
comienzo de la cadena pesada, se usó tanto Bio-EVQ
como Bio-QVQ. Se usaron condiciones estándar de PCR
(véase el Ejemplo 1 para más detalles).
Los productos PCR resultantes fueron separados
en su forma de cadena sencilla para formar los cebadores mutagénicos
tal como se ha descrito en el Ejemplo 1, y se usaron en la reacción
de mutagénesis.
La molécula de partida para la reacción de
mutagénesis era scFv de cadena sencilla en pCantab6 (Vaughan y col.
(1996) Nature Biotechnology, Volumen 14, páginas 309 a 314). En este
ejemplo, sólo se usó una secuencia scFv de partida de pCantab6. De
este modo, la molécula de partida sencilla es mutagenizada mediante
múltiples cebadores mutagénicos para subclonar así los múltiples
productos del panel de ribosomas en el plásmido de partida.
La preparación de la molécula de partida de
cadena sencilla, los protocolos para la reacción de mutagénesis y
para la transformación de las células son como se ha descrito en el
Ejemplo 1.
Los productos de las reacciones de mutagénesis
resultaron en >10.000 transformantes tras la electroporación.
Por el contrario, el control sin cebador mutagénico y sin enzima
produjo menos de 10 transformantes.
Los resultados del ejemplo anterior son los
siguientes:
Los anteriores cebadores mutagénicos se muestran
en las Figuras. A modo de comparación, cuando se usan
oligonucleótidos sintéticos en la mutagénesis (normalmente, 18
bases complementarias a cada lado de una diferencia de 18 bases) la
eficacia de la mutagénesis es del 64% (n = 350 secuencias).
La eficacia de mutagénesis fue mejorada llevando
a cabo una etapa de exclusión por tamaño sobre la molécula de
partida de cadena sencilla del Ejemplo 2, antes de la reacción de
mutagénesis. Esto dio como resultado una mejora de aproximadamente
1,5x en la mutagénesis (medida mediante análisis de secuencias,
contando el número de secuencias mutadas con éxito).
Claims (44)
1. Un método para introducir una o más
mutaciones en una molécula de ácido nucleico, que comprende las
siguientes etapas:
- (a)
- sintetizar un cebador mutagénico a partir de una molécula plantilla de ácido nucleico, en donde dicho cebador mutagénico contiene una o más mutaciones respecto a una molécula de partida;
- (b)
- aislar una forma de cadena sencilla de dicho cebador mutagénico;
- (c)
- madurar dicho cebador mutagénico de cadena sencilla a una forma de cadena sencilla de dicha molécula de partida; y
- (d)
- sintetizar una cadena complementaria a partir de dicho cebador mutagénico para producir una molécula de ácido nucleico de forma circular que contenga dichas mutaciones.
\vskip1.000000\baselineskip
2. El método de acuerdo con la reivindicación 1,
en el que antes de dicha etapa de maduración (c), el cebador de
cadena sencilla es mezclado con la molécula de partida de cadena
sencilla.
3. El método de la reivindicación 1, en el que
el cebador de cadena sencilla de la etapa (b) es aislado mediante
el uso de un medio separativo.
4. El método de acuerdo con la reivindicación 2,
que además comprende la etapa de aislar dicha molécula de partida
de cadena sencilla antes de la etapa (c).
5. El método de acuerdo con la reivindicación 4,
que además comprende una etapa de exclusión por tamaño llevada a
cabo sobre dicha molécula de partida de cadena sencilla antes de la
etapa (c).
6. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicha molécula de
partida es ADN circular de cadena sencilla.
7. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que la molécula de partida
es un vector de expresión o un vector de panel de fago.
8. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicha molécula de forma
circular es ADN circular cerrado covalentemente.
9. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, que además comprende la etapa de
transformar la molécula de ácido nucleico mutagenizado en células
hospedantes.
10. El método de acuerdo con la reivindicación
9, en el que dicha transformación se lleva a cabo usando
electroporación.
11. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, que comprende una etapa llevada a
cabo en las condiciones que permiten seleccionar preferentemente la
cadena complementaria que contiene las mutaciones.
12. El método de la reivindicación 11, en el que
dicha selección preferente de la cadena complementaria es el
resultado de la digestión preferente de la molécula de partida.
13. El método de la reivindicación 11, en el que
la molécula de partida contiene modificaciones de tal modo que la
cadena complementaria se seleccione preferentemente.
14. El método de la reivindicación 13, que
además comprende la etapa de introducir dichas modificaciones.
15. El método de la reivindicación 13 ó de la
reivindicación 14, en el que la modificación es la introducción de
dU en lugar de dT.
16. El método de la reivindicación 13 ó de la
reivindicación 14, en el que la modificación es la metilación o la
introducción de un gen condicionalmente letal.
17. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 11 a 16, en el que dicha selección preferente se
lleva a cabo transformando dicha molécula de forma circular de la
etapa (d) en una célula hospedante que sea selectiva para la cadena
complementaria, no modificada.
\newpage
18. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicho cebador mutagénico
se sintetiza mediante un método basado en PCR.
19. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicho cebador mutagénico
se sintetiza mediante un método de síntesis en el que se introducen
errores cuando se sintetiza una segunda cadena a partir de una
primera cadena.
20. El método de acuerdo con la reivindicación
19, en el que dicho método es PCR propensa al error.
21. El método de acuerdo con la reivindicación
19 ó con la reivindicación 20, en el que la secuencia de la
plantilla para la síntesis del cebador mutagénico es la misma
obtenida en la molécula de partida.
22. El método de acuerdo con la reivindicación
3, en el que la etapa de síntesis de dicho cebador mutagénico
introduce un resto de unión bien en la cadena positiva o bien en la
cadena negativa del cebador mutagénico, y dicha preparación se
lleva a cabo a través de la unión de dicho resto de unión con su
pareja de unión en dicho medio separativo.
23. El método de acuerdo con la reivindicación
22, en el que dicho resto de unión se introduce en la cadena
positiva del cebador mutagénico y la cadena negativa del cebador
mutagénico se eluye de dicho medio separativo.
24. El método de acuerdo con la reivindicación
22 ó con la reivindicación 23, en el que dicho resto de unión es
biotina y dicha pareja de unión es estreptavidina.
25. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicha(s)
mutación(es) incluye sustituciones.
26. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicha(s)
mutación(es) incluye eliminaciones.
27. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicha(s)
mutación(es) incluye adiciones.
28. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dichas mutaciones son
mutaciones en una pluralidad de nucleótidos.
29. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicho cebador mutagénico
tiene al menos un 80% de complementariedad con la molécula de
partida.
30. El método de acuerdo con la reivindicación
29, en el que dicho cebador mutagénico tiene al menos un 90% de
complementariedad con la molécula de partida.
31. El método de acuerdo con la reivindicación
30, en el que dicho cebador mutagénico tiene al menos un 95% de
complementariedad con la molécula de partida.
32. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que dicho cebador mutagénico
tiene un tamaño entre 100 nucleótidos y 4.000 nucleótidos.
33. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que la relación molar de
cebador mutagénico a molécula de partida en la etapa (c) es
aproximadamente 3:1.
34. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que existen múltiples
moléculas de partida y/o múltiples moléculas de cebador
mutagénico.
35. El método de acuerdo con una cualquiera de
las reivindicaciones precedentes, en el que la molécula de partida,
la plantilla o el cebador mutagénico contienen un dominio variable
de anticuerpo.
36. El método de acuerdo con la reivindicación
35, en el que dicho dominio variable de anticuerpo es un dominio de
anticuerpo V_{L}.
37. El método de acuerdo con la reivindicación
35, en el que dicho dominio variable de anticuerpo es un dominio de
anticuerpo V_{H}.
38. El método de acuerdo con la reivindicación
35, en el que la molécula de partida contiene un dominio de
anticuerpo V_{H} y un dominio de anticuerpo V_{L} y la molécula
de cebador mutagénico contiene un dominio de anticuerpo V_{L}
para mutar el dominio V_{L} de la molécula de partida.
\newpage
39. El método de la reivindicación 35, en el que
la molécula de partida contiene un dominio de anticuerpo V_{L} y
un dominio de anticuerpo V_{H} y la molécula de cebador mutagénico
contiene un dominio de anticuerpo V_{H} para mutar el dominio de
anticuerpo V_{H} sobre la molécula de partida.
40. El método de la reivindicación 38 ó de la
reivindicación 39, en el que se usan un primer cebador mutagénico y
un segundo cebador mutagénico para mutar la molécula de partida,
conteniendo el primer cebador mutagénico un dominio de anticuerpo
V_{H} para mutar el dominio V_{H} en la molécula de partida, y
conteniendo el segundo cebador mutagénico un dominio de anticuerpo
V_{H} para mutar el dominio V_{L} en la molécula de
partida.
41. El método de la reivindicación 40, en el que
dicho primer cebador mutagénico y dicho segundo cebador mutagénico
se usan en etapas de reacción de mutagénesis separadas.
42. El método de la reivindicación 41, en el que
dicho primer cebador mutagénico y dicho segundo cebador mutagénico
se usan en la misma etapa de reacción de mutagénesis.
43. El método de la reivindicación 38 ó de la
reivindicación 39, en el que se usa un único cebado mutagénico que
contiene ambos dominios, V_{H} y V_{L}, para mutar los dominios
V_{H} y V_{L} en la molécula de partida.
44. El método de acuerdo con cualquiera de las
reivindicaciones 34 a 43, en el que la molécula de partida comprende
ácido nucleico que codifica un scFv.
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