EP3714030A1 - Milieu de culture anti-adhésion - Google Patents

Milieu de culture anti-adhésion

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Publication number
EP3714030A1
EP3714030A1 EP18804013.3A EP18804013A EP3714030A1 EP 3714030 A1 EP3714030 A1 EP 3714030A1 EP 18804013 A EP18804013 A EP 18804013A EP 3714030 A1 EP3714030 A1 EP 3714030A1
Authority
EP
European Patent Office
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varieties
microorganisms
culture
microalgae
culture medium
Prior art date
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Pending
Application number
EP18804013.3A
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German (de)
English (en)
Inventor
Philippe BOUDIER
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Fermentalg SA
Original Assignee
Fermentalg SA
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Filing date
Publication date
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Pending legal-status Critical Current

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    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M39/00—Means for cleaning the apparatus or avoiding unwanted deposits of microorganisms
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N5/00—Undifferentiated human, animal or plant cells, e.g. cell lines; Tissues; Cultivation or maintenance thereof; Culture media therefor
    • C12N5/0018—Culture media for cell or tissue culture
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M21/00—Bioreactors or fermenters specially adapted for specific uses
    • C12M21/02—Photobioreactors
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
    • C12N1/10—Protozoa; Culture media therefor
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
    • C12N1/12—Unicellular algae; Culture media therefor
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2500/00—Specific components of cell culture medium
    • C12N2500/05—Inorganic components
    • C12N2500/10—Metals; Metal chelators
    • C12N2500/20—Transition metals
    • C12N2500/22—Zinc; Zn chelators
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2500/00—Specific components of cell culture medium
    • C12N2500/05—Inorganic components
    • C12N2500/10—Metals; Metal chelators
    • C12N2500/20—Transition metals
    • C12N2500/24—Iron; Fe chelators; Transferrin
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2533/00—Supports or coatings for cell culture, characterised by material
    • C12N2533/30—Synthetic polymers

Definitions

  • the present invention relates to a method for culturing microorganisms, in particular protists, designed to prevent the adhesion of microorganisms to the walls of the reactors in which the culture is carried out.
  • Microorganisms tend to adhere to the walls during long-term cultures (from days to months). This phenomenon known as "fouling" is well known. It has very harmful consequences both on crop productivity and on the longevity of the material that must be regularly cleaned.
  • the cells that adhere to the walls of bioreactors reduce the amount of light penetrating inside, they can die for lack of resources (nutrients, oxygen ... etc) and thus cause the development of necrophagous organisms.
  • active surface work methods such as mechanical scraper-type systems (Wet Labs / Sea-Bird BioWiper), pressurized water jet, ultrasound, biocides such as chlorine or bromine (Alconox), anionic detergents for manual washing, UV radiation.
  • C-Spray YSI This can be a surface composed of a biocide that gradually releases the neutralizing element of the biofilm into the medium.
  • biocides are usually composed of copper salts, it releases Cu2 + which interferes with enzymes on membranes preventing their division (YSI 6-Series Anti-Fouling Kits).
  • the invention also relates to a method for culturing microorganisms in a culture medium suitable for their growth, characterized in that the culture medium comprises an appropriate amount of a flocculating agent to prevent the adhesion of microorganisms on the walls of the reactors. in which the culture is carried out.
  • Figure 3 shows the viability of microalgae with different concentrations of starch
  • Figure 5 shows the points on the wall of the transparent column used as a reactor for measuring the light passing through the column.
  • the microorganisms grown are protists.
  • protists all unicellular eukaryotic microorganisms.
  • Microalgae Chlorophytes such as Chlorella, Senedesmus, Tetraselmis, Haematococcus, Charophytes, chrysophytes including diatoms, Nannochloropsis, Euglenophytes such as Euglena, Phacus; Rodophytes including Galdieria ... etc), unicellular fungi (Thrautochytrids such as Schizochytrium, Aurantiochytrium ...
  • cyanobacteria Arabaena, Nostoc, Microcistis, Arthrospira, Spirulina Certainly or cyanobacteria are part of the group of protists.
  • microalgae When the microalgae are of the Chlorella genus, they may be selected from C. acuminata, C. angustoellipsoidea, C. anitrata, C. antarctica, C. aureoviridis, C. autotrophica, C. botryoides, C. caldaria, C. candida , C. capsulata, C. chlorelloides, C. cladoniae, C. coelastroides, C. colonialis, C. com munis, C. conductrix, C. conglomerata, C. desiccata, C. ellipsoidea, C. elongata, C. emersonii , C. faginea, C.
  • the algae of the genus Chlorella may be algae selected from the species C. sorokiniana or C. vulgaris.
  • microalgae When the microalgae are of the Euglena genus, they may be chosen among others from the species E. viridis, E. gracilis, E. limosa, E. globosa, E. prowsei, E. polomorpha.
  • microalgae When the microalgae are of the Scenedesmus genus, they may be selected from the species S. abundans, S. aciculatus, S. aculeolatus, S. aculeotatus, S. acuminatus, S. acutiformis, S. acutus, S. aldavei, S. alternans , S. ambuehlii, S. anhuiensis, S. anomalus, S. antennatus, S. antillarum, S. apicaudatus, S. apiculatus, S. arcuatus, S. aristatus, S. armatus, S. arthrodesmiformis, S. arvernensis, S.
  • ornatus S. ovalternus, S. pannonicus, S. papillosum, S. parisiensis, S. parvus, S. pecsensis, S. pectinatus, S. perforatus, S. planctonicus, S. plarydiscus, S. platydiscus, S. pleiomorphus, S. polessicus, S. polydenticulatus, S. polyglobulus, S. polyspinosus, S. praetervisus, S. prismaticus, S. producto-capitatus, S. protuberans, S. pseudoarmatus, S. pseudobernardii, S. pseudodenticulatus, S. pseudogranulatus, S.
  • pseudohystrix S. pyrus, S. quadrialatus, S. quadricauda, S. quadricaudata, S. quadricaudus, S. quadrispina, S. raciborskii, S. ralfsii, S. reginae, S. regularis, S. reniformis, S. rostrato-spinosus, S. rotundus, S. rubescens, S. scenedesmoides, S. schnepfii, S. schroeteri, S. securiformis, S. semicristatus, S. semipulcher, S. sempervirens, S. senilis, S. serrato-perforatus, S.
  • serratus S. serrulatus, S. setiferus, S. sihensis, S. smithii, S. soli, S. sooi, S. spicatus, S. spinoso-aculeolatus, S. spinosus, S. spinulatus, S. striatus., S. subspicatus, S. tenuispina, S. terrestris, S. tetradesmiformis, S. transilvanicus, S. Tricostatus, S. tropicus, S. tschudyi, S. vacuolatus, S. variabilis, S. velitaris, S. verrucosus, S.
  • microalgae When microalgae are diatoms, they can be chosen from the following genera: Nitzschia, Navicula, Gyrosigma, Phaeodactylum, Thalassiosira ... etc.
  • microalgae When the microalgae are of the genus Nitzschia, they may be selected from the species N. abbreviata, N. abonuensis, N. abridia, N. accedens, N. accommodata, N. aciculariformis, N. acicularioides, N. acicularis (including all varieties), N. acidoclinata, N. actinastroides, N. actydrophila, N. acula, N. acuminata (including all these varieties), N. acuta, N. adamata, N. adamatoides, N. adapta, N. adducta, N. adductoids, N. admissa, N.
  • N. aequalis N. aequatorialis, N. aequora, N. aequorea
  • N. aerophila N. aerophiloides
  • N. aestuari N. affinis, N. africana, N. agnewii , N. agnita, N. alba, N. albicostalis, N. alexandrina, N. alicae, N. allanssonii, N. alpina, N. alpinobacillum, N. amabilis, N. ambigua, N. americana, N. amisaensis, N. amphibia, N. amphibia (including all these varieties), N. amphibioides, N.
  • N. ardua N. aremonica
  • N. arenosa N. areolata
  • N. armoricana N. asperula, N. astridiae, N. atomus, N. attenuata, N. aurantiaca, N. aurariae, N. aurica, N. auricula, N. australis, N. austriaca, N. bacata (including all these varieties), N. bacillariaeformis, N. bacilliformis, N. bacillum, N. balatonis, N. balcanica, N. baltica, N. barbieri (including all these varieties), N. barkleyi, N. barronii, N.
  • N. brevirostris N. brevissima (including all these varieties), N. brevistriata, N. brightwellii, N. brittonii, N. brunoi, N. bryophila, N. buceros, N. bukensis, N. bulnheimiana, N. buschbeckii, N. calcicola, N. caledonensis, N. calida (including all these varieties), N. californica, N. campechiana, N. capensis, N. capitata, N. capitellata (including all these varieties), N. capsuleuspalae, N. carnicobarica, N. carnico-barica, N. challengeri, N. chalonii, N.
  • congolensis N. constricta (including all these varieties), N. consummata, N. diverenta, N. costei, N. coutei, N. creticola, N. cucumis, N. cursoria, N. curta , N. curvata, N. curvilineata, N. curvipunctata, N. curvirostris (including all these varieties), N. curvula (including all these varieties), N. cuspidata, N. cylindriformis, N. cylindrus, N. dakariensis, N. davidsonii, N. dealpina, N. debilis, N. decipiens, N. delauneyi, N. americanissima, N.
  • N. draveillensis, N. droebakensis, N. dubia including all these varieties
  • N. dubiformis N. dubioides
  • N. ebroicensis N. eglei, N. elegans, N. elegantula, N. elegens, N. elliptica, N. elongata, N. entomon, N. epiphytica, N. epiphyticoides, N. epithemiformis, N. epithemioides, N. epithemoides (including all these varieties), N. epsilon, N. erlandssonii, N. erosa, N. etoshensis, N. examanda, N.
  • eximia N. famelica, N. fasciculata, N. febigeri, N. ferox, N. ferrazae, N. fibula-fissa, N. filiformis (including all these varieties), N. flexa, N. flexoides, N. fiuminensis, N. fluorescens, N. fluvialis, N. fogedii, N. fonticola (including all these varieties), N. fonticoloides, N. fonticula, N. fontifuga, N. forfica, N. formosa, N. fossalis, N. fossilis, N. fragilariiformis, N. franconica, N. fraudulenta, N. frauenfeldii, N.
  • N. goetzeana including all these varieties
  • N. gotlandica N. graciliformis
  • N. gracilis including all these varieties
  • N. gracillima N. graciloides
  • N. granulata including all these varieties
  • N. granulosa, N. groenlandica N. grossestriata, N. grovei, N. gruendleri, N. gru nowii, N. guadalupensis, N. guineensis, N. guttula, N. gyrosigma, N.
  • N. homburgiensis N. hudsonii, N. hummii, N. hungarica (including all these varieties), N. hustedti, N. hustedtiana, N. hyalina, N. hybrida (including all these varieties), N. hybridaeformis, N. ignorata (including all these varieties), N. iltisii, N. impressa, N. improvisa, N. incerta, N. incognita, N. inconspicua, N. incrustans, N. incurva (including all these varieties), N. indica, N. indistincta, N. inducta, N. inflatula, N. ingenua, N.rysta, N.
  • innominata N. insecta, N. insignis (N. including all varieties), N. intermedia (including all these varieties), N. intermissa, N. interrupta, N. interruptstriata, N. invicta (including all these varieties), N. invisa, N. invisitata, N. iranica, N. irregularis, N. irremissa, N. irrepta, N. irresoluta, N. irritans, N. italica, N. janischii, N. jelineckii, N. johnmartinii, N. juba, N. jucunda, N. jugata (including all these varieties ), N. jugiformis, N.
  • lorenziana (including all these varieties), N. lucisensibilis, N. lunaris, N. lunata, N. lurida, N. luzonensis, N. macaronesica, N. macedonica, N. macera, N. machardyae, N. macilenta (including all these varieties), N. magnacarina, N. mahihaensis, N. mahoodii, N. maillardii, N. major, N. majuscula (including all these varieties) ), N. makarovae, N. manca, N. mancoides, N. manguini, N. marginata, N. marginulata (including all these varieties), N. marina, N. martiana, N.
  • N. nathorsti N. navicularis, N. navis-varingica, N. navrongensis, N. neglecta, N. nelsonii, N. neocaledonica, N. neoconstricta, N. neofrigida, N. neogena, N. neotropica, N. nereidis, N. nicobarica, N. nienhuisii, N. normannii, N. notabilis, N. nova, N. novae-guineaensis, N. novae-guineensis, N. novaehollandiae, N. nova-zealandia, N.
  • N. nyassensis N. operheimiana, N. obesa, N. obliquecostata, N. obscura, N. obscurepunctata, N. obsidialis, N. obsoleta, N. obsoletiformis, N. obtusa (including all these varieties), N. obtusangula, N. oceanica, N. ocellata, N. oiiffi, N. omega, N. osmophila, N. ossiformis, N. ostenfeldii, N. ovalis, N. paaschei, N. pacifica, N. palacea, N. palea (including all these varieties), N. paleacea, N.
  • N. Perversa N. petitiana, N. philippinarum, N. pilum, N. pinguescens, N. foundedarum, N. plana (including all these varieties), N. planctonica, N. plicatula, N. plioveterana, N. polaris, N. polymorpha, N. ponciensis, N. praecurta, N. praefossilis, N. praereinholdii, N. princeps, N. procera, N. prolongata (including all these varieties), N. prolongatoides, N. promare, N. propinqua, N. pseudepiphytica, N.
  • pseudoamphioxoides N. pseudoamphioxys, N. pseudoamphyoxys, N. pseudoatomus, N. pseudobacata, N. pseudocapitata, N. pseudocarinata, N. pseudocommunis, N. pseudocylindrica, N. pseudodelicat issima, N. pseudofonticola, N. pseudohungarica, N. pseudohybrida, N. pseudonana, N. pseudoseriata, N. pseudosigma, N. pseudosinuata, N. pseudostagnorum, N. pubens, N. pulcherrima, N. pumila, N. punctata (including all these varieties), N. pismes (including all these varieties), N. pungiformis, N.
  • N. puriformis N. pusilla (including all these varieties), N. putrida, N. quadrangula, N. quickiana, N. rabenhorstii, N. radicula (including all these varieties), N. rautenbachiae, N. recta (including all these varieties), N. rectiformis, N. rectilonga, N. rectirobusta, N. rectissima, N. regula, N. reimeri, N. reimerii, N. reimersenii, N. retusa, N. reversa, N. rhombica, N. rhombiformis, N. rhopalodioides, N.
  • N. rigida richterae, N. rigida (including all these varieties), N. ritscheri, N. robusta, N. rochensis, N. rolandii, N. romana, N. romanoides, N. romanowiana, N. rorida, N. rosenstockii, N. rostellata, N. rostrata, N. ruda, N. rugosa, N. rupestris, N. rusingae, N. ruttneri, N. salinarum, N. salinicola, N. salpaespinosae, N. salvadoriana, N. sansimoni, N. sarcophagum, N. scabra, N.
  • N. scalaris N. scaligera, N. scalpelliformis, N. schoenfeldii, N. schwabei, N. schweikertii, N. scutellum, N. sellingii, N. semicostata, N. semirobusta, N. separanda, N. seriata (including all these varieties ), N. serpenticola, N. serpentiraphe, N. serrata, N. sibula (including all these varieties), N. sigma (including all these varieties), N. sigmaformis, N. sigmatella, N. sigmoidea (including all these varieties), N. silica, N. silicula (including all these varieties), N. siliqua, N.
  • N. streinikovae N. stricta, N. strigillata, N. striolata, N. subaccommodata, N. subacicularis, N. subacuta, N. subamphioxioides, N. subapiculata, N. subbacata, N. subcapitata, N. subcapitellata, N. su bcohaerens (including all these varieties), N. subcommunis, N. subconstricta, N. subcurvata, N. subdenticula, N. subfalcata, N. subfraudulenta, N.
  • subfrequens N. subfrustulum, N. subgraciloides, N. subinflata, N. subinvicta, N. sublaevis, N. sublanceolata, N. sublica, N. subirinearis, N. sublongirostris, N. submarina, N. submediocris, N. subodiosa, N. subpacifica, N. subpunctata, N. subromana, N. subrostrata, N. subbrostratoides, N. subrostroides, N. subsalsa, N. subtilioides, N. subtilis (including all these varieties), N. subtubicola, N. subvitrea, N. suchlandtii, N.
  • N. sulcata N. sundaensis, N. supralitorea, N. tabellaria, N. taenia, N. taeniiformis, N. tantata, N. tarda, N. taylorii, N. temperei, N. tenella, N. tenerifa, N. tenuiarcuata, N. tenuirostris, N. tenuis (including all these varieties), N. tenuissima, N. tergestina, N. terrestris, N. terricola, N. thermalis (including all these varieties), N. thermaloides, N. tibetana, N. tirstrupensis, N. tonoensis, N.
  • towutensi s N. translucida, N. tropica, N. tryblionella (including all these varieties), N. tsarenkoi, N. tubicola, N. tumida, N. turgidula, N. turgiduloides, N. umaoiensis, N. umbilicata, N. umbonata, N. vacillata, N. vacua, N. valdecostata, N. valdestriata, N. valens, N. valga, N. valida (including all these varieties), N. vanheurckii, N. vanoyei, N. vasta, N. ventricosa, N.
  • N. vermicularioides N. vermicularis (including all these varieties), N. vermicularoides, N. vexans, N. victoriae, N. vidovichii, N. vildaryana, N. villarealii, N. virgata, N. visurgis, N. vitrea (including all these varieties), N. vivax (including all these varieties). ), N. vixnegligenda, N. vonhauseniae, N. vulga, N. weaveri, N. weissflogii, N. westii, N. williamsiii, N. wipplingeri, N. witkowskii, N. wodensis, N. woltereckii, N. woltereckoides, N. wuellerstorfii, N. wunsamiae, N. yunchengensis, N. zebuana, N. zululandica.
  • the algae of the genus Nitzschia may be algae selected from the species N. sp.
  • microalgae When the microalgae are of the genus Haematococcus, they may be selected from the species H. allmanii, H. buetschlii, H. capensis, H. carocellus, H. droebakensis, H. grevilei, H. insignis, H. lacustris, H. murorum , H. pluvialis, H. salinus, H, sanguineis, H. thermalis, H. zimbabwiensis.
  • microalgae When microalgae are of the genus Aurantiochytrium, they may be chosen from among the species: A. limacinum, A. mangrovei
  • microalgae When the microalgae are of the genus Schizochytrium, they may be chosen from among the species: S. aggregatum, S. limacinum, S. mangrovei, S. minutum, S. octosporum.
  • microalgae When the microalgae are of the genus Crypthecodinium, they may be chosen from among the species: C. cohnii, C. setense.
  • the microalgae When the microalgae are of the Tetraselmis genus, they may be chosen from among the species: T. alacris, T. apiculata, T. arnoldii, T. ascus, T. astigmatica, T. bichlora, T. bilobata, T. bolosiana, T. chui, T. contracta, T. convolutae, T. cordiformis, T. desikacharyi, T. elliptica, T. fontiana, T. gracilis, T. hazenii, T. helgolandica, T. impellucida, T. incisa, T. inconspicua, T. indica, T. levis, T.
  • the methods of culturing microorganisms are also well known to those skilled in the art, whether in the auxotrophic, heterotrophic or mixotrophic mode (references).
  • the culture media used for these different culture methods adapted to the various microorganisms mentioned above are also well known to those skilled in the art (reference).
  • the invention is particularly suitable for so-called long-term cultures (from several days to several months), subject to the phenomenon of adhesion of microorganisms to the walls of the reactors in which they are grown.
  • reactors employed for these different modes of cultivation are also known to those skilled in the art, such as in bubble columns, airlifts (Lesson: Industrial). Applications of Microbes, Dr. Parvinder Kaur, page 11-12), fermenters (Tryton TM), tubular photobioreactors (Schott, Synoxis Algae), raceways and bioreactors.
  • the walls of the bioreactors are made of materials known to those skilled in the art, in particular flexible plastic, stainless steel, concrete or brick.
  • the invention is particularly suitable for cultures carried out in reactors comprising at least one transparent wall to let light, be it natural light or artificial light, in autotrophic mode or in mixotrophic mode.
  • the light-transparent walls may be made of glass, borosilicate, plastic of the polymethyl methacrylate (PMMA), polyvinyl chloride (PVC), polyethylene (PE) type, in particular low polyethylene type. density (PE-LD), polycarbonate, polystyrene (PS).
  • PMMA polymethyl methacrylate
  • PVC polyvinyl chloride
  • PE polyethylene
  • PE-LD polyethylene
  • PS polystyrene
  • the transparent walls are made of PMMA, PVC, PE or polycarbonate.
  • the invention is particularly suitable for transparent wall type reactors with autotrophic bubble column type for the cultivation of microalgae, such as carbon sinks.
  • These carbon sinks are bubble columns or "air lifts" for growing microalgae in auxotrophic mode and in which the ambient air is passed through which carbon dioxide is absorbed by the microorganisms as carbon source. By multiplying, they clean up the atmosphere by absorbing carbon dioxide.
  • Such systems are described in particular in WO 2014/063229 or WO 2017/077061.
  • microalga To divide the microalga needs light.
  • the availability of light in the environment is essential for the development of microalgae.
  • the adhesion on the walls of the reactor decreases the available light and growth capacity, and therefore carbon absorption of microalgae.
  • the carbon sink corresponds to a variable volume column containing microalgae that will be able to capture between 1 and 10,000 tons of CO2 per year.
  • the light does not come from outside the bioreactor through transparent walls, but light is brought into the bioreactor by plunging sources of sealed lights into the vessel.
  • a light backlight system may be used (WO2014 / 174182). The invention then makes it possible to reduce the adhesion of the cells to the light source.
  • the culture medium used includes "BG-11 growth media", described and marketed by UTEX (UTEX Culture Collection of Algae, 205 W. 24th St., Biological Labs 218, The University of Texas at Austin (F0402), Austin, TX 78712 USA).
  • UTEX UTEX Culture Collection of Algae, 205 W. 24th St., Biological Labs 218, The University of Texas at Austin (F0402), Austin, TX 78712 USA.
  • the culture medium does not include a carbon source other than the carbon dioxide contained in the air that passes into the culture medium.
  • a carbon source other than carbon dioxide such as glucose.
  • the ambient air flow rate in the culture medium corresponds to a flow rate ranging from 0.3 to 0.5 vvm.
  • Outside air containing CO2 passes through a bubbler to be injected into the column.
  • the injected air can also come from factory smoke (eg incineration plants) which contain between 1 and 20% CO2.
  • the carbon sink is drained. Finally, the well is again filled with medium to be inoculated with microalgae.
  • Flocculating agents are well known to those skilled in the art. They are usually used at the end of the microorganism culture, added to the fermentation must when the culture is complete to facilitate the separation of the biomass from the culture medium (Hanotu J. & al., 2012). These additions once the crop is complete are generally not detrimental to the use of recovered microalgae, for example for feed for aquaculture (US 2013/205850).
  • flocculants are organic or inorganic, such as chitosan, arboxymethylcelluloses, starches or starch derivatives such as rice starch, corn starch, tapioca starch, yellow dextrin, starch potato, pregelatinized starch or cationic starch for organic flocculants, or aluminum sulphate, calcium chloride, zinc chloride or iron chloride for inorganic flocculants.
  • organic or inorganic such as chitosan, arboxymethylcelluloses, starches or starch derivatives such as rice starch, corn starch, tapioca starch, yellow dextrin, starch potato, pregelatinized starch or cationic starch for organic flocculants, or aluminum sulphate, calcium chloride, zinc chloride or iron chloride for inorganic flocculants.
  • the use of flocculants according to the invention is during the culture, in the culture medium, not to promote the separation of the biomass from the culture medium, but to favor the maintenance of this biomass in the culture medium by preventing its adhesion on the walls of the reactors.
  • the flocculating agents according to the invention must be able to be used without affecting the growth capacities and the biological activity of the microorganisms cultivated. Indeed the viability tests have revealed that flocculants and iron chloride in particular do not disturb the growth of microalgae. ( Figures 1, 2 and 3)
  • the skilled person will be able to select by simple laboratory tests the agents flocculants best suited to cultured microorganisms and their growing conditions.
  • the amount of flocculating agent in the culture medium ranges from 50 to 450 mg / l, more particularly from 150 to 350 mg / l.
  • the addition of flocculating agents in the culture medium can lead to the formation of suspended cell aggregates.
  • the culture will be done under usual conditions of agitation, such as mechanical or passive agitation such as in a bubble column or an air lift reactor.
  • the invention also relates to a culture medium suitable for the culture of microorganisms, characterized in that it comprises from 50 to 450 mg / l, more particularly from 150 to 350 mg / l of flocculating agent as defined above, in particular of iron chloride.
  • the columns were inoculated at 0.5 g / L of microalgae.
  • the temperature remained constant at 30 ° C.
  • the brightness was set at 500 pEinstein / m 2 / s.
  • the pH is stabilized at 6.3 up to 160 hours (control) 189 hours (Fecl3) and is no longer regulated, the pH will rise to 8 to stabilize at this level until the end of the experiment. It was chosen not to regulate the pH because a high pH makes it possible to increase the bonding capacities of microalgae to the walls.
  • the biomass is recovered with a pump, one obtains the biomass in suspension as well as that remained at the bottom of the column. Then a volume of water is added to the column in order to take off the microalgae remaining on the walls. A dry mass measurement is performed on each batch.
  • the total biomass suspended in the medium represents 18 g and the biomass remained at the bottom of the column amounted to 1.11 g.
  • the biomass bonded to the walls is 0.043 g, which represents 0.22% of the total biomass.
  • the light measurements were carried out on 24 points as shown in the schematic representation of the column in Figure 5.
  • the light was measured on a clean column without microalgae, on a control column with microalgae and a column containing FeCl3 with microalgae.

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Abstract

La présente invention concerne un procédé culture de microorganismes, en particulier de protistes, réalisé de manière à prévenir l'adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.

Description

MILIEU DE CULTURE ANTI-ADHÉSION
DOMAINE DE L'INVENTION
La présente invention concerne un procédé culture de microorganismes, en particulier de protistes, réalisé de manière à prévenir l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
ETAT DE LA TECHNIQUE
Les micro-organismes ont tendance à adhérer aux parois lors des cultures de longues durées (de plusieurs jours à plusieurs mois). Ce phénomène dit de « fouling » est bien connu. Il a des conséquences très néfastes tant sur la productivité des cultures que sur la longévité du matériel qui doit régulièrement être nettoyé. Les cellules qui adhérent aux parois des bioréacteurs réduisent la quantité de lumière pénétrant à l’intérieur, elles peuvent mourir par manque de ressources (nutriments, oxygène... etc) et provoquer ainsi le développement d’organismes nécrophages.
Certains matériaux génèrent moins d’adhérences que d’autres mais aucun ne permet de s’affranchir des inconvénients cités ci-dessus.
La salinité du milieu dans lequel circulent les microorganismes et la nature de la paroi qui le contient peuvent avoir une incidence sur l’adhésion des microorganismes à la paroi. Ainsi, il a été montré que l’ajout de chlorure de fer favorise les phénomènes d’adhésion de microalgues du genre Chlorella sur les parois de verre (Nordin J. & al., 1967).
Il existe des méthodes dites actives de travail en surface tel que les systèmes mécaniques de type grattoir (Wet Labs/Sea-Bird BioWiper), jet d’eau sous pression, ultrason, les biocides comme chlore ou brome (Alconox), les détergents anioniques pour le lavage manuel, les radiations UV.
Il est possible de construire une paroi « anti-fouling » intégrée (C-Spray YSI). Cela peut être une surface composée d’un biocide qui libère progressivement l’élément neutralisant du biofilm dans le milieu. Ces systèmes avec biocides sont généralement composés de sels de cuivre, il libère le Cu2+ qui interfère avec les enzymes sur les membranes empêchant leur division (YSI 6-Series Anti-Fouling Kits).
Ces méthodes sont difficiles à mettre en oeuvre car il est difficile de libérer les bonnes doses de produits en fonction de la croissance avec un risque de déploiement trop rapide du biofilm. Une fois le biofilm formé, le produit est moins efficace. Par ailleurs l’efficacité de ces techniques chimiques est basée sur la mort des microalgues, donc au détriment de leur croissance.
Il reste le besoin d’un moyen d’éviter l’agrégation des microorganismes cultivés dans des réacteurs tout en conservant voire en améliorant les propriétés de croissance et l’activité biologique de ces microorganismes.
EXPOSE DE L'INVENTION
Pour résoudre ce problème technique, l’invention concerne l’utilisation d’un agent floculant dans le milieu de culture pendant la culture des microorganismes pour prévenir l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
L’invention concerne aussi un procédé de culture de microorganismes dans un milieu de culture approprié pour leur croissance, caractérisé en ce que le milieu de culture comprend une quantité appropriée d’un agent floculant pour prévenir l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
DESCRIPTION DES FIGURES
La figure 1 représente la viabilité des microalgues avec différentes concentrations de chlorure de fer.
La figure 2 représente la viabilité des microalgues avec différentes concentrations de chlorure de zinc.
La figure 3 représente la viabilité des microalgues avec différentes concentrations d'amidon
La Figure 4 représente la production de biomasse de la même microalgue dans deux conditions, avec et sans agent floculant FeCI3. Les conditions de températures, pH, luminosités sont les mêmes.
La Figure 5 représente les points disposés sur la paroi de la colonne transparente employée comme réacteur pour la mesure de la capacité de passage de la lumière à travers la colonne.
La Figure 6 représente l’efficacité de 3 flocculants. Il s’agit de 2 éléments inorganiques dont le FeCI3, le ZnCI2 et un élément organique, l’amidon de pomme de terre.
DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION
L’invention concerne la culture de microorganismes. Ces procédés de cultures de microorganismes et les microorganismes cultivés sont bien connus de l’homme du métier.
Il s’agit notamment de bactéries, de levures ou encore de protistes, plus particulièrement de microalgues. Selon un mode particulier et préféré de réalisation de l’invention, les microorganismes cultivés sont des protistes.
Par « protistes », on entend tous les microorganismes unicellulaires eucaryotes. Les microalgues (Chlorophytes telles que Chlorella, Senedesmus, Tetraselmis, Haematococcus ; Charophytes, chrysophytes dont les diatomées ; Nannochloropsis ; Euglenophytes telle que Euglena, Phacus ; Rodophytes dont Galdieria... etc), les champignons unicellulaires (Thrautochytrides telle que Schizochytrium, Aurantiochytrium ...etc), les cyanobactéries (Anabaena, Nostoc, Microcistis, Arthrospira, Spirulina...) ou les flagellés hétérotrophes (Crypthecodinium etc.) font partie du groupe des protistes.
Lorsque les microalgues sont du genre Chlorella, elles pourront être choisies parmi les espèces C. acuminata, C. angustoellipsoidea, C. anitrata, C. antarctica, C. aureoviridis, C. autotrophica, C. botryoides, C. caldaria, C. candida, C. capsulata, C. chlorelloides, C. cladoniae, C. coelastroides, C. colon ialis, C. com munis, C. conductrix, C. conglomerata, C. desiccata, C. ellipsoidea, C. elongata, C. emersonii, C. faginea, C. fusca, C. glucotropha, C. homosphaera, C. infusionum, C. kessleri, C. koettlitzii, C. lacustris, C. lewinii, C. lichina, C. lobophora, C. luteo-viridis, C. marina, C. miniata, C. minor, C. minutissima, C. mirabilis, C. mucosa, C. mutabilis, C. nocturna, C. nordstedtii, C. oblonga, C. oocystoides, C. ovalis, C. paramecii, C. parasitica, C. parva, C. peruviana, C. photophila, C. pituita, C. pringsheimii, C. protothecoides, C. pulchelloides, C. pyrenoidosa, C. régula ris, C. reisiglii, C. reniformis, C. rotunda, C. rubescens, C. rugosa, C. saccharophila, C. salina, C. simplex, C. singularis, C. sorokiniana, C. spaerckii, C. sphaerica, C. stigmatophora, C. subsphaerica, C. terri cola, C. trebouxioides, C. vannielii, C. variabilis, C. viscosa, C. volutis, C. vulgaris, C. zopfingiensis. Avantageusement selon l’invention les algues du genre Chlorella pourront être des algues choisies parmi les espèces C. sorokiniana ou C. vulgaris.
Lorsque les microalgues sont du genre Euglena, elles pourront être choisies entre autres parmi les espèces E. viridis, E. gracilis, E. limosa, E. globosa, E. prowsei, E. polomorpha.
Lorsque les microalgues sont du genre Scenedesmus, elles pourront être choisies parmi les espèces S. abundans, S. aciculatus, S. aculeolatus, S. aculeotatus, S. acuminatus, S. acutiformis, S. acutus, S. aldavei, S. alternans, S. ambuehlii, S. anhuiensis, S. anomalus, S. antennatus, S. antillarum, S. apicaudatus, S. apiculatus, S. arcuatus, S. aristatus, S. armatus, S. arthrodesmiformis, S. arvernensis, S. asymmetricus, S. bacillaris, S. baculiformis, S. bajacalifornicus, S. balatonicus, S. basiliensis, S. bernardii, S. bicaudatus, S. bicellularis, S. bidentatus, S. bijuga, S. bijugatus, S. bijugus, S. brasiliensis, S. breviaculeatus, S. brevispina, S. caribeanus, S. carinatus, S. caudato-aculeolatus, S. caudatus, S. chlorelloides, S. circumfusus, S. coalitus, S. costatogranulatus, S. crassidentatus, S. curvatus, S. decorus, S. denticulatus, S. deserticola, S. diagonalis, S. dileticus, S. dimorphus, S. disciformis, S. dispar, S. distentus, S. ecornis, S. ellipsoideus, S. ellipticus, S. falcatus, S. fenestratus, S. flavescens, S. flexuosus, S. furcosus, S. fuscus, S. fusiformis, S. gracilis, S. graevenitzii, S. grahneisii, S. granulatus, S. gujaratensis, S. gutwinskii, S. hanleyi, S. helveticus, S. heteracanthus, S. hindakii, S. hirsutus, S. hortobagyi, S. houlensis, S. huangshanensis, S. hystrix, S. incrassatulus, S. indianensis, S. indicus, S. inermis, S. insignis, S. intermedius, S. javanensis, S. jovais, S. jugalis, S. kerguelensis, S. kissii, S. komarekii, S. lefevrei, S. linearis, S. littoralis, S. longispina, S. longus, S. luna, S. lunatus, S. magnus, S. maximus, S. microspina, S. minutus, S. mirus, S. morzinensis, S. multicauda, S. multiformis, S. multispina, S. multistriatus, S. naegelii, S. nanus, S. notatus, S. nygaardii, S. oahuensis, S. obliquus, S. obtusiusculus, S. obtusus, S. olvalternus, S. oocystiformis, S. opoliensis, S. ornatus, S. ovalternus, S. pannonicus, S. papillosum, S. parisiensis, S. parvus, S. pecsensis, S. pectinatus, S. perforatus, S. planctonicus, S. plarydiscus, S. platydiscus, S. pleiomorphus, S. polessicus, S. polydenticulatus, S. polyglobulus, S. polyspinosus, S. praetervisus, S. prismaticus, S. producto-capitatus, S. protuberans, S. pseudoarmatus, S. pseudobernardii, S. pseudodenticulatus, S. pseudogranulatus, S. pseudohystrix, S. pyrus, S. quadrialatus, S. quadricauda, S. quadricaudata, S. quadricaudus, S. quadrispina, S. raciborskii, S. ralfsii, S. reginae, S. regularis, S. reniformis, S. rostrato-spinosus, S. rotundus, S. rubescens, S. scenedesmoides, S. schnepfii, S. schroeteri, S. securiformis, S. semicristatus, S. semipulcher, S. sempervirens, S. senilis, S. serrato-perforatus, S. serratus, S. serrulatus, S. setiferus, S. sihensis, S. smithii, S. soli, S. sooi, S. spicatus, S. spinoso-aculeolatus, S. spinosus, S. spinulatus, S. striatus., S. subspicatus, S. tenuispina, S. terrestris, S. tetradesmiformis, S. transilvanicus, S. tricostatus, S. tropicus, S. tschudyi, S. vacuolatus, S. variabilis, S. velitaris, S. verrucosus, S. vesiculosus, S. westii, S. weberi, S. wisconsinensis, S. wuhanensis, S. wuhuensis. Avantageusement selon l’invention les algues du genre Scenedesmus pourront être des algues choisies parmi les espèces S. obliquus ou S. abundans.
Lorsque les microalgues sont des diatomées, elles pourront être choisies parmi les genres suivants : Nitzschia, Navicula, Gyrosigma, Phaeodactylum, Thalassiosira...etc.
Lorsque les microalgues sont du genre Nitzschia, elles pourront être choisies parmi les espèces N. abbreviata, N. abonuensis, N. abridia, N. accedens, N. accommodata, N. aciculariformis, N. acicularioides, N. acicularis (comprenant toutes ces variétés), N. acidoclinata, N. actinastroides, N. actydrophila, N. acula, N. acuminata (comprenant toutes ces variétés), N. acuta, N. adamata, N. adamatoides, N. adapta, N. adducta, N. adductoides, N. admissa, N. admissoides, N. aequalis, N. aequatorialis, N. aequora, N. aequorea, N. aerophila, N. aerophiloides, N. aestuari, N. affinis, N. africana, N. agnewii, N. agnita, N. alba, N. albicostalis, N. alexandrina, N. alicae, N. allanssonii, N. alpina, N. alpinobacillum, N. amabilis, N. ambigua, N. americana, N. amisaensis, N. amphibia, N. amphibia (comprenant toutes ces variétés), N. amphibioides, N. amphicephala, N. amphilepta, N. amphioxoides, N. amphioxys (comprenant toutes ces variétés), N. amphiplectans, N. amphiprora, N. amplectens, N. amundonii, N. anassae, N. andicola, N. angularis (comprenant toutes ces variétés), N. angulata, N. angustata (comprenant toutes ces variétés), N. angustatula, N. angustiforaminata, N. aniae, N. antarctica, N. antillarum, N. apiceconica, N. apiculata, N. archibaldii, N. arcuata, N. arcula, N. arcus, N. ardua, N. aremonica, N. arenosa, N. areolata, N. armoricana, N. asperula, N. astridiae, N. atomus, N. attenuata, N. aurantiaca, N. aurariae, N. aurica, N. auricula, N. australis, N. austriaca, N. bacata (comprenant toutes ces variétés), N. bacillariaeformis, N. bacilliformis, N. bacillum, N. balatonis, N. balcanica, N. baltica, N. barbieri (comprenant toutes ces variétés), N. barkleyi, N. barronii, N. barrowiana, N. bartholomei, N. bathurstensis, N. bavarica, N. behrei, N. bergii, N. beyeri, N. biacrula, N. bicapitata (comprenant toutes ces variétés), . bicuneata, N. bifurcata, N. bilobata (comprenant toutes ces variétés), N. birostrata, N. bisculpta, N. bita, N. bizertensis, N. blankaartensis, N. bombiformis, N. borealis, N. bosumtwiensis, N. braarudii, N. brebissonii (comprenant toutes ces variétés), N. bremensis (comprenant toutes ces variétés), N. brevior, N. brevirostris, N. brevissima (comprenant toutes ces variétés), N. brevistriata, N. brightwellii, N. brittonii, N. brunoi, N. bryophila, N. buceros, N. bukensis, N. bulnheimiana, N. buschbeckii, N. calcicola, N. caledonensis, N. calida (comprenant toutes ces variétés), N. californica, N. campechiana, N. capensis, N. capitata, N. capitellata (comprenant toutes ces variétés), N. capuluspalae, N. carnicobarica, N. carnico-barica, N. challengeri, N. chalonii, N. chandolensis, N. chardezii, N. chasei, N. chauhanii, N. chungara, N. chutteri, N. circumsuta, N. clarissima, N. clausii, N. clementei, N. clementia, N. clevei, N. closterium (comprenant toutes ces variétés), N. coarctata, N. cocconeiformis, N. communis (comprenant toutes ces variétés), N. commutata, N. commutatoides, N. compacta, N. compressa (comprenant toutes ces variétés), N. concordia, N. confinis, N. conformata, N. confusa, N. congolensis, N. constricta (comprenant toutes ces variétés), N. consummata, N. corpulenta, N. costei, N. coutei, N. creticola, N. cucumis, N. cursoria, N. curta, N. curvata, N. curvilineata, N. curvipunctata, N. curvirostris (comprenant toutes ces variétés), N. curvula (comprenant toutes ces variétés), N. cuspidata, N. cylindriformis, N. cylindrus, N. dakariensis, N. davidsonii, N. dealpina, N. debilis, N. decipiens, N. delauneyi, N. delicatissima, N. delicatula, N. delognei, N. denticula (comprenant toutes ces variétés), N. denticuloides, N. desertorum, N. dianae, N. diaphana, N. diducta, N. didyma, N. dietrichii, N. dilatata, N. diluviana, N. dippelii, N. directa, N. diserta, N. disputata, N. dissipata (comprenant toutes ces variétés), N. dissipatoides, N. distans (comprenant toutes ces variétés), N. distantoides, N. divaricata, N. divergeas, N. diversa, N. diversecostata, N. doljensis, N. draveillensis, N. droebakensis, N. dubia (comprenant toutes ces variétés), N. dubiformis, N. dubioides, N. ebroicensis, N. eglei, N. elegans, N. elegantula, N. elegens, N. elliptica, N. elongata, N. entomon, N. epiphytica, N. epiphyticoides, N. epithemiformis, N. epithemioides, N. epithemoides (comprenant toutes ces variétés), N. epsilon, N. erlandssonii, N. erosa, N. etoshensis, N. examinanda, N. eximia, N. famelica, N. fasciculata, N. febigeri, N. ferox, N. ferrazae, N. fibula-fissa, N. filiformis (comprenant toutes ces variétés), N. flexa, N. flexoides, N. fiuminensis, N. fluorescens, N. fluvialis, N. fogedii, N. fonticola (comprenant toutes ces variétés), N. fonticoloides, N. fonticula, N. fontifuga, N. forfica, N. formosa, N. fossalis, N. fossilis, N. fragilariiformis, N. franconica, N. fraudulenta, N. frauenfeldii, N. frequens, N. frickei, N. frigida (comprenant toutes ces variétés), N. frustuloides, N. frustulum (comprenant toutes ces variétés), N. fruticosa, N. fundi, N. fusiformis, N. gaarderi, N. gaertnerae, N. gandersheimiensis, N. garrensis, N. gazellae, N. geitleri, N. geitlerii, N. gelida (comprenant toutes ces variétés), N. geniculata, N. gessneri, N. gieskesii, N. gigantea, N. gisela, N. glabra, N. glacialis (comprenant toutes ces variétés), N. glandiformis, N. goetzeana (comprenant toutes ces variétés), N. gotlandica, N. graciliformis, N. gracilis (comprenant toutes ces variétés), N. gracillima, N. graciloides, N. gradifera, N. graeffii, N. grana, N. grandis, N. granii (comprenant toutes ces variétés), N. granulata (comprenant toutes ces variétés), N. granulosa, N. groenlandica, N. grossestriata, N. grovei, N. gruendleri, N. grunowii, N. guadalupensis, N. guineensis, N. guttula, N. gyrosigma, N. habirshawii, N. habishawii, N. hadriatica, N. halteriformis, N. hamburgiensis, N. hantzschiana (comprenant toutes ces variétés), N. harderi, N. harrissonii, N. hassiaca, N. heidenii, N. heimii, N. hemistriata, N. heteropolica, N. heuflerania, N. heufleriana (comprenant toutes ces variétés), N. hiemalis, N. hiengheneana, N. hierosolymitana, N. hoehnkii, N. holastica, N. hollerupensis, N. holsatica, N. homburgiensis, N. hudsonii, N. hummii, N. hungarica (comprenant toutes ces variétés), N. hustedti, N. hustedtiana, N. hyalina, N. hybrida (comprenant toutes ces variétés), N. hybridaeformis, N. ignorata (comprenant toutes ces variétés), N. iltisii, N. impressa, N. improvisa, N. incerta, N. incognita, N. inconspicua, N. incrustans, N. incurva (comprenant toutes ces variétés), N. indica, N. indistincta, N. inducta, N. inflatula, N. ingenua, N. inimasta, N. innominata, N. insecta, N. insignis (comprenant toutes ces variétés), N. intermedia (comprenant toutes ces variétés), N. intermissa, N. interrupta, N. interruptestriata, N. invicta (comprenant toutes ces variétés), N. invisa, N. invisitata, N. iranica, N. irregularis, N. irremissa, N. irrepta, N. irresoluta, N. irritans, N. italica, N. janischii, N. jelineckii, N. johnmartinii, N. juba, N. jucunda, N. jugata (comprenant toutes ces variétés), N. jugiformis, N. kahlii, N. kanakarum, N. kanayae, N. kavirondoensis, N. kerguelensis, N. kimberliensis, N. kittlii, N. kittonii, N. knysnensis, N. kolaczeckii, N. kotschyi, N. kowiensis, N. krachiensis, N. krenicola, N. kuetzingiana (comprenant toutes ces variétés), N. kuetzingii, N. kuetzingioides, N. kurzeana, N. kurzii, N. kützingiana (comprenant toutes ces variétés), N. labella, N. labuensis, N. lacrima, N. lacunarum, N. lacunicola, N. lacus-karluki, N. lacustris, N. lacuum, N. laevis, N. laevissima, N. lagunae, N. lagunensis, N. lamprocampa (comprenant toutes ces variétés), N. lanceola (comprenant toutes ces variétés), N. lanceolata (comprenant toutes ces variétés), N. lancettula, N. lancettuloides, N. lange-bertalotii, N. latens, N. latestriata, N. latiuscula, N. lauenbergiana, N. lauenburgiana, N. lecointei, N. leehyi, N. legleri, N. lehyi, N. leistikowii, N. lesbia, N. lesinensis, N. lesothensis, N. leucosigma, N. levidensis (comprenant toutes ces variétés), N. liebetruthii (comprenant toutes ces variétés), N. ligowskii, N. limicola, N. limulus, N. linearis (comprenant toutes ces variétés), N. lineata, N. lineola, N. linkei, N. lionella, N. littoralis (comprenant toutes ces variétés), N. littorea, N. longa, N. longicollum, N. longirostris, N. longissima (comprenant toutes ces variétés), N. lorenziana (comprenant toutes ces variétés), N. lucisensibilis, N. lunaris, N. lunata, N. lurida, N. luzonensis, N. macaronesica, N. macedonica, N. macéra, N. machardyae, N. macilenta (comprenant toutes ces variétés), N. magnacarina, N. mahihaensis, N. mahoodii, N. maillardii, N. major, N. majuscula (comprenant toutes ces variétés), N. makarovae, N. manca, N. mancoides, N. manguini, N. marginata, N. marginulata (comprenant toutes ces variétés), N. marina, N. martiana, N. maxima, N. media, N. medioconstricta, N. mediocris, N. mediterranea, N. metzeltinii, N. microcephala (comprenant toutes ces variétés), N. migrans, N. minuta, N. minutissima, N. minutula, N. miramarensis, N. miserabilis, N. mitchelliana, N. modesta, N. moissacensis (comprenant toutes ces variétés), N. mollis, N. monachorum, N. monoensis, N. montanestris, N. morosa, N. multistriata, N. nana, N. natalensis, N. natans, N. nathorsti, N. navicularis, N. navis-varingica, N. navrongensis, N. neglecta, N. nelsonii, N. neocaledonica, N. neoconstricta, N. neofrigida, N. neogena, N. neotropica, N. nereidis, N. nicobarica, N. nienhuisii, N. normannii, N. notabilis, N. nova, N. novae-guineaensis, N. novae-guineensis, N. novaehollandiae, N. nova-zealandia, N. nyassensis, N. oberheimiana, N. obesa, N. obliquecostata, N. obscura, N. obscurepunctata, N. obsidialis, N. obsoleta, N. obsoletiformis, N. obtusa (comprenant toutes ces variétés), N. obtusangula, N. oceanica, N. ocellata, N. oiiffi, N. oméga, N. osmophila, N. ossiformis, N. ostenfeldii, N. ovalis, N. paaschei, N. pacifica, N. palacea, N. palea (comprenant toutes ces variétés), N. paleacea, N. paleaeformis, N. paleoides, N. palustris, N. pamirensis, N. panduriformis (comprenant toutes ces variétés), N. pantocsekii, N. paradoxa (comprenant toutes ces variétés), N. parallela, N. pararostrata, N. partita, N. parvula (comprenant toutes ces variétés), N. parvuloides, N. paxillifer, N. peisonis, N. pelagica, N. pellucida, N. pennata, N. peragallii, N. perindistincta, N. perminuta, N. perpusilla (comprenant toutes ces variétés), N. perspicua, N. persuadens, N. pertica, N. perversa, N. petitiana, N. philippinarum, N. pilum, N. pinguescens, N. piscinarum, N. plana (comprenant toutes ces variétés), N. planctonica, N. plicatula, N. plioveterana, N. polaris, N. polymorpha, N. ponciensis, N. praecurta, N. praefossilis, N. praereinholdii, N. princeps, N. procera, N. prolongata (comprenant toutes ces variétés), N. prolongatoides, N. promare, N. propinqua, N. pseudepiphytica, N. pseudoamphioxoides, N. pseudoamphioxys, N. pseudoamphyoxys, N. pseudoatomus, N. pseudobacata, N. pseudocapitata, N. pseudocarinata, N. pseudocommunis, N. pseudocylindrica, N. pseudodelicatissima, N. pseudofonticola, N. pseudohungarica, N. pseudohybrida, N. pseudonana, N. pseudoseriata, N. pseudosigma, N. pseudosinuata, N. pseudostagnorum, N. pubens, N. pulcherrima, N. pumila, N. punctata (comprenant toutes ces variétés), N. pungens (comprenant toutes ces variétés), N. pungiformis, N. pura, N. puriformis, N. pusilla (comprenant toutes ces variétés), N. putrida, N. quadrangula, N. quickiana, N. rabenhorstii, N. radicula (comprenant toutes ces variétés), N. rautenbachiae, N. recta (comprenant toutes ces variétés), N. rectiformis, N. rectilonga, N. rectirobusta, N. rectissima, N. régula, N. reimeri, N. reimerii, N. reimersenii, N. retusa, N. reversa, N. rhombica, N. rhombiformis, N. rhopalodioides, N. richterae, N. rigida (comprenant toutes ces variétés), N. ritscheri, N. robusta, N. rochensis, N. rolandii, N. romana, N. romanoides, N. romanowiana, N. rorida, N. rosenstockii, N. rostellata, N. rostrata, N. ruda, N. rugosa, N. rupestris, N. rusingae, N. ruttneri, N. salinarum, N. salinicola, N. salpaespinosae, N. salvadoriana, N. sansimoni, N. sarcophagum, N. scabra, N. scalaris, N. scaligera, N. scalpelliformis, N. schoenfeldii, N. schwabei, N. schweikertii, N. scutellum, N. sellingii, N. semicostata, N. semirobusta, N. separanda, N. seriata (comprenant toutes ces variétés), N. serpenticola, N. serpentiraphe, N. serrata, N. sibula (comprenant toutes ces variétés), N. sigma (comprenant toutes ces variétés), N. sigmaformis, N. sigmatella, N. sigmoidea (comprenant toutes ces variétés), N. silica, N. silicula (comprenant toutes ces variétés), N. siliqua, N. similis, N. simplex, N. simpliciformis, N. sinensis, N. sinuata (comprenant toutes ces variétés), N. smithii, N. sociabilis, N. socialis (comprenant toutes ces variétés), N. solgensis, N. solida, N. solita, N. soratensis, N. sp., N. spathulata (comprenant toutes ces variétés), N. speciosa, N. spectabilis (comprenant toutes ces variétés), N. sphaerophora, N. spiculoides, N. spiculum, N. spinarum, N. spinifera, N. stagnorum, N. steenbergensis, N. stellata, N. steynii, N. stimulus, N. stoliczkiana, N. stompsii (comprenant toutes ces variétés), N. streinikovae, N. stricta, N. strigillata, N. striolata, N. subaccommodata, N. subacicularis, N. subacuta, N. subamphioxioides, N. subapiculata, N. subbacata, N. subcapitata, N. subcapitellata, N. subcohaerens (comprenant toutes ces variétés), N. subcommunis, N. subconstricta, N. subcurvata, N. subdenticula, N. subfalcata, N. subfraudulenta, N. subfrequens, N. subfrustulum, N. subgraciloides, N. subinflata, N. subinvicta, N. sublaevis, N. sublanceolata, N. sublica, N. subiinearis, N. sublongirostris, N. submarina, N. submediocris, N. subodiosa, N. subpacifica, N. subpunctata, N. subromana, N. subrostrata, N. subrostratoides, N. subrostroides, N. subsalsa, N. subtilioides, N. subtilis (comprenant toutes ces variétés), N. subtubicola, N. subvitrea, N. suchlandtii, N. sulcata, N. sundaensis, N. supralitorea, N. tabellaria, N. taenia, N. taeniiformis, N. tantata, N. tarda, N. taylorii, N. temperei, N. tenella, N. tenerifa, N. tenuiarcuata, N. tenuirostris, N. tenuis (comprenant toutes ces variétés), N. tenuissima, N. tergestina, N. terrestris, N. terricola, N. thermalis (comprenant toutes ces variétés), N. thermaloides, N. tibetana, N. tirstrupensis, N. tonoensis, N. towutensis, N. translucida, N. tropica, N. tryblionella (comprenant toutes ces variétés), N. tsarenkoi, N. tubicola, N. tumida, N. turgidula, N. turgiduloides, N. umaoiensis, N. umbilicata, N. umbonata, N. vacillata, N. vacua, N. valdecostata, N. valdestriata, N. valens, N. valga, N. valida (comprenant toutes ces variétés), N. vanheurckii, N. vanoyei, N. vasta, N. ventricosa, N. vermicularioides, N. vermicularis (comprenant toutes ces variétés), N. vermicularoides, N. vexans, N. victoriae, N. vidovichii, N. vildaryana, N. villarealii, N. virgata, N. visurgis, N. vitrea (comprenant toutes ces variétés), N. vivax (comprenant toutes ces variétés), N. vixnegligenda, N. vonhauseniae, N. vulga, N. weaveri, N. weissflogii, N. westii, N. williamsiii, N. wipplingeri, N. witkowskii, N. wodensis, N. woltereckii, N. woltereckoides, N. wuellerstorfii, N. wunsamiae, N. yunchengensis, N. zebuana, N. zululandica.
Avantageusement selon l’invention, les algues du genre Nitzschia pourront être des algues choisies parmi les espèces N. sp.
Lorsque les microalgues sont du genre Haematococcus, elles pourront être choisies parmi les espèces H. allmanii, H. buetschlii, H. capensis, H. carocellus, H. droebakensis, H. grevilei, H. insignis, H. lacustris, H. murorum, H. pluvialis, H. salinus, H, sanguineis, H. thermalis, H. zimbabwiensis.
Lorsque les microalgues sont du genre Aurantiochytrium , elles pourront être choisies parmi les espèces: A. limacinum, A. mangrovei
Lorsque les microalgues sont du genre Schizochytrium , elles pourront être choisies parmi les espèces: S. aggregatum, S. limacinum, S. mangrovei, S. minutum, S. octosporum.
Lorsque les microalgues sont du genre Crypthecodinium , elles pourront être choisies parmi les espèces: C. cohnii, C. setense.
Lorsque les microalgues sont du genre Tetraselmis , elles pourront être choisies parmi les espèces: T. alacris, T. apiculata, T. arnoldii, T. ascus, T. astigmatica, T. bichlora, T. bilobata, T. bolosiana, T. chui, T. contracta, T. convolutae, T. cordiformis, T. desikacharyi, T. elliptica, T. fontiana, T. gracilis, T. hazenii, T. helgolandica, T. impellucida, T. incisa, T. inconspicua, T. indica, T. levis, T. maculata, T. marina, T. mediterranea, T. micropapillata, T. rubens, T. striata, T. subcordiformis, T. suecica, T. tetrabrachia, T. tetrathele, T. verrucosa, T. viridis, T. wettsteinii.
Selon un mode particulier de réalisation de l’invention, les protistes sont choisis parmi celles des genres Chlorella, Galdieria, Euglena, cyanobacteria et diatomées.
Les méthodes de cultures de microorganismes sont également bien connues de l’homme du métier, qu’elles soient en mode auxotrophe, hétérotrophe ou mixotrophe (références). Les milieux de cultures employés pour ces différents modes de culture adaptés aux différents microorganismes précités sont également bien connus de l’homme du métier (référence).
L’invention est particulièrement adaptée pour des cultures dites de longues durées (de plusieurs jours à plusieurs mois), sujettes au phénomène d’adhésion des microorganismes aux parois des réacteurs dans lesquels ils sont cultivés.
Les réacteurs employés pour ces différents modes de culture sont également connus de l’homme du métier, tels que dans les colonnes à bulles, les « airlifts » (Lesson: Industrial Applications of Microbes, Dr. Parvinder Kaur, page 11-12), les fermenteurs (Tryton™), les photobioréacteurs tubulaires (Schott, Synoxis Algae) les « raceways » et les bioréacteurs.
Les parois des bioréacteurs sont en matériaux connus de l’homme du métier, notamment en plastique flexible, en acier inoxydable, en béton ou en brique.
L’invention est particulièrement adaptée aux cultures réalisées dans des réacteurs comprenant au moins une paroi transparente pour laisser passer la lumière, qu’il s’agisse de lumière naturelle ou de lumière artificielle, en mode autotrophe ou en mode mixotrophe.
Les parois transparentes à la lumière, bien connues de l’homme du métier, peuvent être en verre, en borosilicate, en plastique de type polyméthacrylate de méthyle (PMMA), polychlorure de vinyle (PVC), polyéthylène (PE) en particulier polyéthylène basse densité (PE-LD), polycarbonate, polystyrène (PS). De manière avantageuse, les parois transparentes sont en PMMA, en PVC, en PE ou en polycarbonate.
L’invention est en particulier adaptée pour des réacteurs à parois transparentes de type colonnes à bulles en mode autotrophe pour la culture de microalgues, comme des puits à carbone. Ces puits à carbone sont des colonnes à bulles ou « air lifts » pour faire croître des microalgues en mode auxotrophe et dans lequel on fait passer l’air ambiant dont le dioxyde de carbone est absorbé par les microorganismes comme source de carbone. En se multipliant elles dépolluent l’atmosphère en absorbant du dioxyde de carbone. De tels systèmes sont notamment décrits dans WO 2014/063229 ou WO 2017/077061.
Pour se diviser la microalgue a besoin de lumière. La disponibilité en lumière dans le milieu est indispensable au développement des microalgues. Or, l’adhésion sur les parois du réacteur diminue la lumière disponible et les capacités de croissance, et donc d’absorption du carbone des microalgues.
Le puits de carbone correspond à une colonne de volume variable contenant des microalgues qui vont pouvoir capter entre 1 et 10000 tonnes de CO2 par an.
Dans certains cas, la lumière ne provient pas de l’extérieur du bioréacteur par des parois transparentes, mais la lumière est apportée à l’intérieur du bioréacteur en plongeant des sources de lumières étanches dans la cuve. Par exemple, un système de contre-pâles lumineuses peut être utilisé (WO2014/174182). L’invention permet alors de réduire l’adhérence des cellules sur la source de lumière.
En limitant l’adhésion, on augmente la disponibilité en lumière dans le bioréacteur. Par conséquent les microalgues maintiennent leurs capacités de croissance et on réduit les coûts de nettoyage des colonnes.
Les microalgues employées dans ces puits de carbone sont généralement choisis parmi les microalgues chlorophylliennes ou non mais aussi d’autre microorganisme ayant généralement des membranes externes négatives. Ces microorganismes ayant généralement des membranes externes négatives et susceptibles d’être employés dans des puits de carbone sont bien connus de l’homme du métier, en particulier parmi celles des genres Chlorella, Galdieria, Euglena, cyanobacteria et diatomées.
Le milieu de culture employé comprend le « BG-11 growth media », décrit et commercialisé par UTEX (UTEX Culture Collection of Algae, 205 W. 24th St, Biological Labs 218, The University of Texas at Austin (F0402), Austin, TX 78712 USA). Pour une culture autotrophe, le milieu de culture ne comprend pas de source de carbone autre que le dioxyde de carbone contenu dans l’air qui passe dans le milieu de culture. Toutefois, pour amorcer la croissance des microalgues ou la relancer, on peut temporairement ajouter une source de carbone autre que le dioxyde de carbone, comme du glucose.
Le débit en air ambiant dans le milieu de culture correspond à un débit allant de 0,3 à 0,5 vvm. L’air extérieur contenant du C02 passe à travers un bulleur pour être injecté dans la colonne. L’air injecté peut également provenir de fumée d’usine (par exemple des usines d’incinération) qui contiennent entre 1 et 20% de C02.
Lorsque la quantité de biomasse maximum est atteinte, le puits de carbone est vidangé. Enfin, le puits est de nouveau rempli avec du milieu pour être inoculé avec des microalgues.
Les agents floculants sont bien connus de l’homme du métier. Ils sont généralement employés à la fin de la culture des microorganismes, ajoutés au moût de fermentation lorsque la culture est terminée pour faciliter la séparation de la biomasse du milieu de culture (Hanotu J. & al., 2012). Ces ajouts une fois la culture terminée ne sont généralement pas préjudiciable à l’usage des microalgues récupérées, par exemple pour des aliments destinés à l’aquaculture (US 2013/205850).
Ces agents floculants sont organiques ou inorganiques, tels que le chitosane, les arboxyméthylcelluloses, des amidons ou dérivés d’amidons comme l’amidon de riz, l’amidon de maïs, l’amidon de tapioca, la dextrine jaune, l’amidon de pomme de terre, l’amidon prégélatinisé ou l’amidon cationique pour les floculants organiques, ou le sulfate d’aluminium, le chlorure de calcium, chlorure de zinc ou chlorure de fer pour les floculants inorganiques.
Contrairement aux usages de l’état de la technique, l’utilisation des agents floculants selon l’invention se fait pendant la culture, dans le milieu de culture, non pas pour favoriser la séparation de la biomasse du milieu de culture, mais pour favoriser le maintien de cette biomasse dans le milieu de culture en prévenant son adhésion sur les parois des réacteurs.
Les agents floculants selon l’invention doivent pourvoir être employés sans affecter les capacités de croissance et l’activité biologique des microorganismes cultivés. En effet les tests de viabilités ont révélé que les agents floculants et le chlorure de fer en particulier ne perturbent pas la croissance des microalgues. (Figures 1 , 2 et 3)
L’homme du métier saura sélectionner par de simples essais de laboratoire les agents floculants les mieux adaptés aux microorganismes cultivés et à leurs conditions de culture.
De manière préférée, les agents floculants employés dans le milieu de culture selon l’invention sont choisis parmi le chlorure de zinc et le chlorure de fer, plus préférentiellement le chlorure de fer. Ces agents floculants sont disponibles sur le marché, notamment sous les noms iron(lll) chloride, chlorure de fer(lll), chlorure ferrique, perchlorure de fer chez des fournisseurs comme VWR et Sigma.
L’homme du métier saura déterminer par de simples essais de laboratoire la quantité appropriée d’agent floculant nécessaire pour prévenir l’adhésion des microorganismes aux parois.
L’homme du métier saura déterminer la quantité de floculant à ajouter, en particulier pour obtenir une efficacité de floculation (pourcentage de biomasse sédimenté par rapport à la biomasse totale) d’au moins 10%, de manière avantageuse d’au moins 30%. En effet, l’efficacité de floculation change en fonction du floculant pour une même concentration. La composition de milieu de culture et la souche de microorganisme utilisée peut également avoir un impact sur l’efficacité de floculation. Ces ajustements font partie des travaux de mise au point de routine connus de l’homme du métier.
De manière avantageuse, la quantité d’agent floculant dans le milieu de culture va de 50 à 450 mg/L, plus particulièrement de 150 à 350 mg/L.
L’ajout d’agent floculants dans le milieu de culture peut conduire à la formation d’agrégats cellulaires en suspension. De manière à prévenir ou limiter cette formation d’agrégats, la culture sera faite dans des conditions usuelles d’agitation, comme une agitation mécanique ou bien passive telle que dans une colonne à bulle ou un réacteur « air lift ».
L’ajout d’agent floculant dans le milieu de culture peut être fait à tout moment pendant la culture de manière à prévenir ou limiter la formation d’adhésion sur les parois du réacteur. De manière préférentielle, l’agent floculant est ajouté dans le milieu de culture dès le début du procédé de culture et maintenu dans ce milieu de culture jusqu’à la fin de la culture.
L’invention concerne également un milieu de culture approprié pour la culture de microorganismes, caractérisé en ce qu’il comprend de 50 à 450 mg/L, plus particulièrement de 150 à 350 mg/L d’agent floculant tel que défini précédemment, en particulier de chlorure de fer.
EXEMPLES
On effectue deux cultures de microalgues, un témoin sans agent floculent et une avec l’agent floculant FeCI3.
Matériels et Méthodes
Microalgues Les microalgues employées dans cet exemple viennent de l’espèce Chlorella sorokiniana.
Milieu de culture
Un milieu de type BG-11 growth media (UTEX) a été utilisé.
Conditions de culture
Les colonnes ont été inoculé à 0.5 g/L de microalgue. La température est restée constante à 30°C. La luminosité a été fixé à 500 pEinstein/m2/s. Le pH est stabilisé à 6.3 jusqu’à 160 heures (témoin) 189 heures (Fecl3) puis n’est plus régulé, le pH va monter à 8 pour se stabiliser à ce niveau jusqu’à la fin de l’expérience. Il a été choisi de ne plus réguler le pH car un pH élevé permet d’augmenter les capacités de collage des microalgues aux parois.
Récupération de la biomasse
La biomasse est récupérée avec une pompe, on obtient la biomasse en suspension ainsi que celle resté au fond de la colonne. Ensuite on ajoute un volume d’eau à la colonne afin de décoller les microalgues restées sur les parois. Une mesure de masse sèche est effectuée sur chacun des lots.
Passage de la lumière
L’analyse de la capacité de passage de la lumière à travers la colonne est mesurée sur 24 points disposés sur la paroi de la colonne comme représentés sur la Figure 5. Ces mesures exprimées en pEinstein/m2/s.
Résultats
La Figure 4 permet montre la différence de production de biomasse avec et sans agent floculant. Pour l’expérience effectuée avec le floculant, on note que jusqu’à 1 g/L de biomasse supplémentaire dans le milieu de culture comparé à la même culture sans agent floculant. Cette biomasse supplémentaire est due aux non-collages des microalgues sur la paroi.
En fin d’expérience on fait la distinction entre la biomasse dans le milieu de culture et celle collée sur les parois.
Dans le cadre de l’expérience sans FeCI3, la biomasse totale en suspension dans le milieu représente 14,7 g et la biomasse restée au fond de la colonne s’élevé à 5,6 g. La biomasse collée aux parois est de 1 ,013 g ce qui représente 4.74 % de la biomasse totale.
Dans le cadre de l’expérience avec FeCI3, la biomasse totale en suspension dans le milieu représente 18 g et la biomasse restée au fond de la colonne s’élevé à 1 ,11 g. La biomasse collée aux parois est de 0,043 g ce qui représente 0.22 % de la biomasse totale.
On constate une plus grande quantité de biomasse en suspension avec l’utilisation du FeCI3 ou 94% de la biomasse en suspension contre 69% dans le témoin. Tableau 1 Proportion de MS dans les 3 zones de la colonne
Les résultats de l’analyse du passage de la lumière à travers les parois de la colonne sont donnés dans le Tableau 2 ci-dessous.
Les mesures de la lumière ont été effectué sur 24 points comme présenté sur la représentation schématique de la colonne en Figure 5. La lumière a été mesuré sur une colonne propre sans microalgues, sur une colonne témoin avec microalgue et une colonne contenant du FeCI3 avec des microalgues.
Tableau 2: Mesure de 24 points sur la colonne
Sur les 12 points qui constituent la partie inférieure de la colonne, la pénétration de la lumière est 2.78 fois plus importante avec la présence de FeCI3.
Tableau 3: Mesure des 12 points de la moitié inférieure de la colonne
L’ensemble des résultats montre une amélioration des cultures de microorganismes dues à la présence d’un agent floculant dans le milieu de culture, due à la prévention de l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs.
Des résultats similaires seront obtenus avec d’autres microorganismes dans d’autres conditions de culture en mode hétérotrophe ou mixotrophe, en particulier dans le cas de cultures de longues durées, en particulier pour la culture de Chlorella, Galdieria, Euglena, cyanobacteria, diatomées.
RÉFÉRENCES
- L. Delauney, C. Compere & M. Lehaitre, Biofouling protection for marine environmental sensors - Océan Science, 6, 503-51 1 , 2010
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- J. S. Nordin, H.M. Tsuchiya & A.G. Fredrickson, Interfacial Phenomena Governing Adhesion of Chlorella to Glass Surfaces, Biotechnology and Bioengineering, 1967 ; IX, 545-558
- Nicholas B. Wyatt, Lindsey M. Gloe, Patrick V. Brady, John C. Hewson, Anne M. Grillet,
Matthew G. Hankins & Phillip I. Pohl, Critical Conditions for Ferrie Chloride-lnduced Flocculation of Freshwater Algae - Biotechnol. Bioeng. 2012; 109: 493-501.
- Suchitra Rakesh, Sudhir Saxena, Dolly W. Dhar, Radha Prasanna & Anil K. Saxena, Comparative évaluation of inorganic and organic amendments for their flocculation efficiency of selected microalgae - - Springer Science+Business Media Dordrecht 2013
- Yeong Hwan Seo, Mina Sung, Bohwa Kim & Jong-ln Han, Ferrie chloride based downstream process for microalgae based biodiesel production - DOI: 10.1016/j.biortech .2015.01.004
- WO 2014/063229
- WO2014/174182
- WO 2017/077061
- US 2013/205850

Claims

REVENDICATIONS
1. Procédé de culture de microorganismes dans un milieu de culture approprié pour leur croissance, caractérisé en ce que le milieu de culture comprend une quantité appropriée d’un agent floculant pour prévenir l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
2. Procédé selon la revendication 1 , caractérisés en ce que l’agent floculant est choisi parmi le chlorure de fer ou le chlorure de zinc.
3. Procédé selon l’une des revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que le milieu de culture comprend de 50 à 450 mg/L d’agent floculant.
4. Procédé selon l’une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que l’agent floculant est ajouté au milieu de culture en début de culture et maintenu jusqu’à la fin de la culture.
5. Procédé selon l’une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le réacteur est un puits de carbone.
6. Procédé selon l’une des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que la culture est réalisée en mode autotrophe ou en mode mixotrophe et le réacteur comprend au moins une paroi transparente à la lumière.
7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que la paroi transparente à la lumière est polyméthacrylate de méthyle (PMMA), en polychlorure de vinyle (PVC), polyéthylène (PE) ou en polycarbonate.
8. Procédé selon l’une des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que les microorganismes sont choisis parmi les protistes.
9. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que les microorganismes sont des microalgues choisies parmi microalgues chlorophylliennes.
10. Utilisation d’un agent floculant dans le milieu de culture pendant la culture des microorganismes pour prévenir l’adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
1 1. Utilisation selon la revendication 10, caractérisé en ce que l’agent floculant est choisi parmi le chlorure de fer ou le chlorure de zinc.
12. Utilisation selon l’une des revendications 10 ou 1 1 , caractérisée en ce que les microorganismes sont choisis parmi les protistes
13. Utilisation selon la revendication 12, caractérisée en ce que les microorganismes sont des microalgues choisies parmi microalgues chlorophylliennes.
14. Milieu de culture approprié pour la culture de microorganismes, caractérisé en ce qu’il comprend de 50 à 450 mg/L d’agent floculant choisi parmi le chlorure de fer ou le chlorure de zinc.
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