DE69721805T2

DE69721805T2 - Sordarin und dessen derivate als fungizide für planzenkulturen

Info

Publication number: DE69721805T2
Application number: DE69721805T
Authority: DE
Inventors: F. Gerald BILLS; W. Anne DOMBROWSKI; S. Wendy HORN; K. Richard JANSSON; Mark Rattray; Dennis Schmatz; E. Robert SCHWARTZ
Original assignee: Merck and Co Inc
Current assignee: Merck and Co Inc
Priority date: 1996-09-18
Filing date: 1997-09-15
Publication date: 2004-03-11
Anticipated expiration: 2017-09-16
Also published as: JP2005245450A; JP4165714B2; EP0938307B1; DE69721805D1; CA2265949A1; JP2001503032A; AU4346797A; ATE239466T1; WO1998011891A1; AU729659B2; EP0938307A4; CA2265949C; ES2196364T3; EP0938307A1; JP2006056886A

Description

ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
Die vorliegende Erfindung betrifft die Verwendung von Sordarin und Derivaten davon zur Bekämpfung phytopathogener Pilze bei Kulturpflanzen; agrochemische Zusammensetzungen, welche die Verbindungen enthalten; und Fermentationsverfahren zur Erzeugung von Sordarin sowie der darin verwendeten Mikroorganismen.
HINTERGRUND DER ERFINDUNG
Die Bekämpfung phytopathogener Pilze ist von großer wirtschaftlicher Bedeutung, da der Pilzwuchs auf Pflanzen oder auf Pflanzenteilen die Produktion von Blättern, Früchten oder Samen hemmt und die Gesamtqualität einer Kulturpflanze mindert. In der Tat würden ohne Pflanzenschutz mehr als 75% der Welt-Lebensmittelproduktion verloren gehen. Selbst mit Pflanzenschutz fallen noch immer 12% den Pflanzenkrankheiten zum Opfer. Aufgrund der enormen wirtschaftlichen Auswirkungen von Pilzinfektionen bei landwirtschaftlichen und gärtnerischen Kulturen ist eine große Auswahl an fungiziden und fungistatischen Produkten für allgemeine und spezielle Anwendungen entwickelt worden. Die weitverbreitete Verwendung landwirtschaftlicher Fungizide führt jedoch häufig zu einer Resistenz gegen derzeit erhältliche Mittel; daher ist es notwendig, neue antifungale Verbindungen zu entdecken, die nicht in den bekannten chemischen Klassen landwirtschaflicher Fungizide liegen und/oder die durch einen Mechanismus wirken, der sich von dem der verfügbaren Mittel unterscheidet.
Sordarin (I, wobei Z (d) ist) ist ein antifungales Antibiotikum, das aus dem Schimmelpilz Sordaria araneosa isoliert wird (siehe GB 1 162 027 und Helvetica Chimica Acta, 1971, 51: 119–120). Andere Verbindungen mit dem Sordarin-Skelett wurden ebenfalls als Antipilzmittel angegeben. Die Japanische Kokai J62040292 offenbart die Verbindung Zofimarin (I, wobei Z (e) ist), die aus Zopfiela marina sp. isoliert wird; die Japanische Kokai J06157582 offenbart die Verbindung BE-31405 (I, wobei Z (f) ist und R^a Acetyl ist), die aus Penicillium sp. isoliert wird; und SCH57404 (I, wobei Z (f) ist und R^a Methyl ist) ist in J. Antibiotics, 1995, 48: 1171– 1172, genannt. Halbsynthetische Sordarin-Derivate sind in den PCT-Anmeldungen WO96/14326 und WO96/14327 genannt. Obwohl alle obengenannten Verbindungen als Antipilzmittel bezeichnet worden sind, sind die einzigen, in der Literatur erwähnten Verwendungen die Behandlung von mykotischen Erkrankungen bei Mensch und/oder Tier. Es existiert keine Lehre oder kein Vorschlag, daß Sordarin und Derivate davon gegen phytopathogene Pilze wirksam sind oder daß sie für landwirtschaftliche Anwendungen geeignet sind.
DETAILLIERTE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG
Die vorliegende Erfindung stellt in einem Aspekt ein Verfahren zur Bekämpfung phytopathogener Pilze zur Verfügung, umfassend die Verabreichung einer antifungal wirksamen Menge einer Verbindung der Formel (I)
und Salzen und Solvaten (z. B. Hydraten) oder metabolisch labilen Derivaten davon an eine Pflanze, die eine solche Bekämpfung benötigt,
und wobei Z eine Tetrahydropyranogruppe ist, ausgewählt aus

wobei
R^a OC(O)CH₃ oder CH₃ ist,
R¹ Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl, C_1-4-Alkoxy oder Acyloxy ist,
R² und R³ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder
R² und R³ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S oder C_3-8-Cycloalkyl bedeuten können,
R⁴ Wasserstoff oder CH₂R⁷ ist (wobei R⁷ Wasserstoff, Hydroxyl, C_1-4-Alkoxy oder eine Gruppe OCOR⁸ ist, wobei R⁸ C_1-4-Alkyl oder Aryl ist),
R⁵ und R⁶ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder
R⁵ und R⁶ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S oder C_3-8-Cycloalkyl bedeuten können,
n null oder 1 ist,
X und Y jeweils unabhängig Sauerstoff, Schwefel oder CR⁹R¹⁰ bedeuten können (wobei R⁹ und R¹⁰ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl, C_1-4-Alkoxy oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder R⁹ und R¹⁰ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S, C_3-8-Cycloalkyl oder C=CHR¹¹ bedeuten können, wobei
R¹¹ Wasserstoff oder C_1-4-Alkyl bedeuten), oder, wenn X oder Y Sauerstoff ist und n null ist, -Y-CR²R³ bzw. -X-CR²R³- dann auch -N=CR³- oder -NR¹²-CR²R³- bedeuten kann (wobei CR² und R³ C=O sind und R¹² C_1-4-Alkyl oder eine Acylgruppe COR¹³ ist, wobei R¹³ C_1-6-Alkyl ist), oder, wenn Y Sauerstoff ist und n null ist, X die Gruppe CR¹¹ bedeuten kann (wobei R¹¹ die oben definierten Bedeutungen hat), welche durch eine Doppelbindung an den Pyranring gebunden ist,
R¹⁵ Wasserstoff, Halogen, Azido, C_1-6-Alkyl, Hydroxy, C_1-6-Alkoxy (gegebenenfalls substituiert durch 1 oder 2 Hydroxy oder ein Ketal davon oder 1 oder 2 C_1-3-Alkoxygruppen), Aryl-C_1-4-alkoxy, C_3-6-Alkenyloxy, eine Gruppe OCOR¹⁸ (wobei R¹⁸ Aryl-C_1-4-alkoxy oder eine C_1-10-Alkylgruppe ist, die gegebenenfalls ein oder zwei Doppelbindungen enthält) oder C_1-6-Alkoxycarbonyl-C_1-4-alkoxy ist und R¹⁶ Wasserstoff bedeutet oder R¹⁵ und R¹⁶ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O oder C=CH₂ bedeuten können,
R¹⁷ CH₂R¹⁹ ist, wobei R¹⁹ Wasserstoff, Hydroxyl, C_1-14-Alkoxy oder eine Gruppe OCOR²⁰ ist, wobei R²⁰ C_1-4-Alkyl ist, und
W Sauerstoff, Schwefel oder CH₂ ist
und die gestrichelte Linie in Gruppe (a) andeutet, daß gegebenenfalls eine zusätzliche Bindung vorhanden ist,
R^1a Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl oder C_1-4-Alkoxy ist,
R^2a Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl, C_1-10-Alkoxy, C_1-10-Alkylthio, C_1-6-Alkoxy-C_1-4-alkoxy, Aryl-C_1-6-alkyloxy, Aryl-C_3-6-alkenyloxy, Azido, NR^5aCOR^5a (wobei jedes R^5a unabhängig Wasserstoff oder C_1-6-Alkyl ist), OR^6a (wobei R^6a ein cyclischer Ether ist, der 4 bis 8 Atome enthält, die über ein zum Ring-Sauerstoffatom benachbartes Ring-Kohlenstoffatom an das Sauerstoffatom gebunden sind) oder eine Gruppe Y^aC(=O)-X^a-R^7a ist, wobei Y^a Sauerstoff, Schwefel oder NH ist, X^a entweder eine Bindung, ein Sauerstoffatom oder ein Rest NR^8a ist, wobei R^8a Wasserstoff oder C_1-6-Alkyl ist, und R^7a C_1-10-Alkyl, das gegebenenfalls ein oder zwei Doppelbindungen enthält, Aryl, Aryl-C_1-4-alkyl, Aryl-C_2-4-alkenyl, Halogen-C_1-6-alkyl oder C_1-6-Alkoxy-C_1-4-alkyl ist, und R^3a Wasserstoff bedeutet, oder
R^2a und R^3a zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O oder C=NOR^9a bedeuten können (wobei R^9a C_1-6-Alkyl ist) und R^4a Hydroxyl, C_1-6-Alkoxy oder OC(=O)R^7a ist (wobei R^7a wie oben definiert ist), mit der Maßgabe, daß, wenn R^1a eine Hydroxylgruppe in der axialen Konfiguration bedeutet und R^4a Methoxy ist, R^2a dann nicht eine Gruppe in der axialen Konfiguration bedeuten kann, die ausgewählt ist aus Hydroxyl und
In einem weiteren Aspekt stellt die vorliegende Erfindung eine landwirtschaftliche Zusammensetzung zur Verwendung bei der Bekämpfung phytopathogener Pilze zur Verfügung, die eine antifungal wirksame Menge einer Verbindung der Formel I und einen landwirtschaftlich annehmbaren Träger enthält.
Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung stellt ein Verfahren zur Herstellung von Sordarin zur Verfügung, umfassend:
Kultivieren eines sordarinerzeugenden Rosellinia-subiculata-Stammes in einem Nährmedium, das assimilierbare Kohlenstoff- und Stickstoff-Quellen enthält, und
Isolierung von Sordarin.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung stellt eine biologisch reine Rosellinia-subiculata-Kultur mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74386 zur Verfügung.
Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung stellt ein Verfahren zur Herstellung von Sordarin zur Verfügung, umfassend:
Kultivieren eines sordarinerzeugenden Stammes eines Pilzes mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74387 in einem Nährmedium, das assimilierbare Kohlenstoff- und Stickstoff-Quellen enthält, und
Isolierung von Sordarin.
Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung stellt eine biologisch reine Kultur eines Pilzes mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74387 zur Verfügung.
Sofern nichts anderes angegeben ist, gelten in der Anmeldung die folgenden Definitionen:
Die Bezeichnung "Bekämpfung" oder "Bekämpfen" umfaßt die prophylaktische Verwendung (d. h. zum Schutz vor einer Infektion) und die heilende Verwendung (d. h. zur Ausrottung einer Infektion).
Die Bezeichnung "Pflanzen" umfaßt lebende Pflanzen oder Teile davon, Blätter, Blumen, Samen, Früchte und andere von den Pflanzen stammende Materialien. Die Bezeichnung umfaßt auch die Wurzeln der Pflanze durch Anwendung des Wirkstoffes auf den Boden.
Die Bezeichnung "Zusammensetzung", wie z. B. in landwirtschaftliche oder agrochemische Zusammensetzung, soll ein Produkt umfassen, das den/die Wirkstoff (e) und den/die inerten Bestandteil(e), welche den Träger bilden, sowie jedes beliebige Produkt, das direkt oder indirekt durch Kombination, Komplexierung oder Aggregation von zwei oder mehreren der Bestandteile oder durch Dissoziation von einem oder mehreren der Bestandteile oder durch andere Arten von Reaktionen oder Wechselwirkungen von einem oder mehreren der Bestandteile hervorgeht. Demgemäß umfassen die Zusammensetzungen der vorliegenden Erfindung jede beliebige Zusammensetzung, die durch Vermischen einer Verbindung der vorliegenden Erfindung und eines landwirtschaftlich annehmbaren Trägers hergestellt wird.
"Alkyl" als Gruppe oder Teil einer Gruppe bedeutet einen gerad- oder verzweigtkettigen Alkylrest, wie z. B. Methyl, Ethyl, n-Propyl, n-Butyl, Isopropyl, s-Butyl, t-Butyl, n-Hexyl und n-Octyl.
"Aryl" als Gruppe oder Teil einer Gruppe bedeutet Phenyl oder Heteroaryl, jeweils gegebenenfalls substituiert durch ein bis drei Gruppen, unabhängig ausgewählt aus Halogen, Hydroxyl, C_1-6-Alkyl, C_1-6-Alkoxy oder C_1-4-Alkoxycarbonyl. Die Heteroarylgruppe kann ein 5- oder 6gliedriger heteroaromatischer Ring sein, der ein oder mehrere Heteroatome, ausgewählt aus Stickstoff, Sauerstoff und Schwefel, enthält. Geeignete Beispiele für Heteroarylgruppen sind u. a. Pyridyl, Furyl, Thienyl und Pyrrolyl.
"Halogen" oder "Halo" bedeutet Fluor, Chlor, Brom oder Iod.
Wenn R¹ eine Acyloxygruppe ist, kann sie zum Beispiel eine OCOR¹³-Gruppe sein, wobei R¹³ wie oben definiert ist.
Geeignete Salze einer Verbindung der Formel I sind u. a. Salze anorganischer Basen, wie z. B. Alkalimetallsalze (z. B. Natrium- und Kaliumsalze), Ammoniumsalze und Salze organischer Basen. Geeignete Salze organischer Basen sind u. a. Aminsalze, wie z. B. Trialkylamin (z. B. Triethylamin), Dialkylaminsalze (z. B. Dicyclohexylamin), gegebenenfalls substituiertes Benzylamin (z. B. Phenylbenzylamin oder p-Brombenzylamin), Ethanolamin, Diethanolamin, N-Methylglucosamin, N-Methylpiperidin, Pyridin und substituiertes Pyridin (z. B. Collidin, Lutidin, 4-Dimethylaminopyridin) und Tri(hydroxymethyl)methylaminsalze und Aminosäuresalze (z. B. Lysin- oder Arginin-Salze).
Metabolisch labile Derivate von Verbindungen der Formel I sind Verbindungen, die in dem behandelten Subjekt (wie z. B. der Pflanze, dem Blatt, der Blume, der Frucht, dem Samen oder andere Teile oder Produkte der Pflanze oder der Boden) in Verbindungen der Formel I umgewandelt werden. Beispiele für solche Derivate sind u. a. herkömmliche metabolisch labile Ester, die aus der Carbonsäure in dem Molekül gebildet werden.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform ist die Verbindung der Formel I Sordarin.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform sind die bekämpften phytopathogenen Pilze Erysiphe spp. (echter Mehltau) und andere echte Mehltaue, wie z. B. Sphaerotheca spp., Podosphaera spp. und Uncinula spp.; Puccinia spp. (Roste); Rhizoctonia spp.; Ustilago spp. (Brand); Venturia spp. (Schorf); Helminthosporium spp. (Curvularia, Drechslera, Exserohilum spp.); Stagnospora spp.; Septoria spp.; Botrytis spp. (Grauschimmel); Cercospora spp.; Pseudocercosporella spp.; Pyricularia spp.; Phytophthora spp.; Fusarium spp.; Verticillium spp.; Plasmopara spp.; Alternaria spp.
Die bevorzugtere Ausführungsform dieser bekämpften phytopathogenen Pilze sind Erysiphe graminis, Puccinia recondita, Stagnospora nodorum, Septoria tritici, Pyricularia oryzae, Phytophthora infestans, Plasmopara viticola und Botrytis cinerea.
Bei einer weiteren Ausführungsform sind die behandelten Pflanzen: Getreidearten (z. B. Weizen, Roggen, Hafer, Gerste, Reis, Hirse und verwandte Getreidearten), Rüben (Zuckerrübe und Futterrübe), Kernobst, Trauben und Beerenobst (z. B. Äpfel, Birnen, Pflaumen, Pfirsiche, Mandeln, Kirschen, Erdbeeren, Himbeeren und Brombeeren), hülsenfruchttragende Pflanzen (z. B. Bohnen, Erbsen, Linsen und Sojabohnen), Ölpflanzen (Raps, Senf, Mohn, Oliven, Sonnenblumen, Kokosnuß, Rizinusölpflanzen, Kakaobohnen und Erdnüsse), Cucurbitaceae (z. B. Gurke, Kürbis und Melone), Faserpflanzen (z. B. Baumwolle, Flachs, Hanf und Jute), Citrusfrüchte (z. B. Orangen, Zitronen, Mandarinen und Grapefrucht), Gemüse (z. B. Salat, Kohl, Spinat, Karotten, Spargel, Paprika, Zwiebeln, Tomaten und Kartoffeln), Lauraceae (Avocados, Zimt und Campher) oder Pflanzen wie Mais, Tabak, Nüsse, Kaffee, Zuckerrohr, Tee, Weinreben, Hopfen, Bananen und Naturkautschukpflanzen sowie Zierpflanzen (Blumen, Sträucher, breitblättrige Bäume und immergrüne Bäume, wie z. B. Koniferen).
Herstellung der Verbindungen. Die Verbindungen der Formel I sind alles bekannte Verbindungen, und Verfahren für ihre Herstellung sind in der Literatur zu finden.
Sordarin (I, wobei Z (d) ist) kann durch Kultivierung von Sordaria araneosa NRRL 3196 (auch bei der ATCC als ATCC 36386 hinterlegt) gemäß dem in GB 1 162 027 oder in der WO96/14326 beschriebenen Verfahren gewonnen werden. Sordarin kann auch aus der Fermentation von Rosellinia subiculata oder einem nichtidentifizierten Pilz (ATCC 74387) wie nachstehend beschrieben isoliert werden.
Zofimarin (I, wobei Z (e) ist) kann aus der Fermentationsbrühe von Zofiela marina SANK 21274 (ATCC 34456) wie in der Japanischen Kokai 62040292 beschrieben hergestellt werden. BE31405 (I, wobei A (f) ist und R^a Acetyl ist) wird durch Penicillium sp. F31405 wie in der Japanischen Kokai 06157582 beschrieben erzeugt. SCH57404 (I, wobei A (f) ist und R^a Methyl ist) wird durch einen Pilz erzeugt, der als Schering-Kulturnummer SCF1082A identifiziert wird, wie es in J. Antibiotics, 1995, 48(10): 1171–1172, berichtet wird.
Sordarinderivate (I, wobei Z (a) oder (b) ist) und deren Herstellung sind in der PCT-Anmeldung WO96/14326 beschrieben, und Sordarin-Derivate (I, wobei Z (c) ist) und deren Herstellung sind in der PCT-Anmeldung WO96/14327 beschrieben.
Wie oben erwähnt, wurde gefunden, daß zwei andere Organismen Sordarin erzeugen.
Einer der zur Erzeugung von Sordarin verwendeten Pilzstämme ist ein nichtidentifizierter steriler Pilz GB3109, der aus dem inneren Gewebe der Wurzeln eines Mangrovenstrauches, Conocarpus erectus (Combretaceae), gesammelt in der Manglar de Río Rincón, Península de Osa, Provincia de Puntarenas, Costa Rica, und identifiziert als MF6232 in der Kulturensammlung von Merck & Co., Inc., Rahway, New Jersey, isoliert wurde. Diese Kultur wurde am 27. August 1996 bei der Dauersammlung der American Type Culture Collection, 12301 Parklawn Drive, Rockville, Maryland 20852, USA, unter den Bestimmungen des Budapester Vertrags über die internationale Anerkennung der Hinterlegung von Mikroorganismen für die Zwecke von Patentverfahren hinterlegt, und es wurde ihr die Zugangsnummer ATCC 74387 zugewiesen.
Der Pilz wurde auf einer Reihe von mykologischen Medien unter verschiedenen Lichtregimes und auf sterilisierten Blättern und Filterpapier kultiviert, es konnten jedoch niemals reproduzierbare Strukturen erzeugt werden, und daher kann er nicht identifiziert werden.
In der Agar-Kultur weisen die Kolonien des Pilzes die folgende Morphologie auf:
Kolonien auf Hafermehlagar (Difco) bei 23°C, 12 Stunden Photoperiode, mittelschnell wachsend, 85–90 mm in 14 Tagen erreichend, mit niedergedrückter Vorschubzone, glatt, verschwommen zoniert, stark radial gestreift, mit feuchtem niedergedrücktem Myzel in der Mitte, samtartig werdend mit sternförmigen niederliegenden Hyphenbündeln oder -strängen, transluzent bis blaßrosa, fast Pale Ochraceous Salmon (Farbnamen in Großbuchstaben von Ridgway, R., 1912, Color Standards and Nomenclature, Washington, D. C.), Light Ochraceous Salmon, rosagrau Avellaneous, Cinnamon-Drab oder weiß im obersten Luftmyzel, entgegengesetzt blaßrosagrau, ohne Exsudate, schwacher Duft. Kein Wachstum bei 37°C auf Hafermehlagar.
Kolonien auf V8-Saft-Agar (Stevens, R. B. 1981. Mycology Guidebook. University of Washington Press, Seattle, S. 665) bei 23°C, 12 Stunden Photoperiode, langsamwachsend, in 14 Tagen 37–42 mm erreichend, am Rand untergetaucht, größtenteils mit niedergedrücktem feuchtem Myzel, mit etwas kurzem flockigem Luftmyzel zum äußeren Drittel hin, zoniert, transluzent bis blaßgraurosa, ähnlich der Farbe auf Hafermehlagar, entgegengesetzt transluzent bis blaßrötlichbraun, fast Wood Brown, Fawn Color.
Kolonien auf Maismehlagar (Difco) bei 25°C, 12 Stunden Photoperiode, langsamwachsend, in 14 Tagen 33–34 mm erreichend, mit untergetauchtem Rand, ohne Lufthyphen, zoniert, transluzent.
Das Myzel besteht aus stark verzweigten, einfach septierten hyalinen Hyphen.
Der zweite Pilzstamm (GB3719), der zur Erzeugung von Sordarin verwendet wird, ist ein Rosellina-subiculata-Stamm (Ascomycotina, Xylariaceae), der in der Kulturensammlung von Merck & Co., Inc., Rahway, New Jersey, als MF6239 bezeichnet wird. Diese Kultur wurde am 27. August 1996 bei der Dauersammlung der American Type Culture Collection, 12301 Parklawn Drive, Rockville, Maryland 20852, USA, unter den Bestimmungen des Budapester Vertrags über die internationale Anerkennung der Hinterlegung von Mikroorganismen für die Zwecke von Patentverfahren hinterlegt, und es wurde ihr die Zugangsnummer ATCC 74386 zugewiesen.
Ascomata von Rosellinia subiculata (GB3719) wurden auf einem entrindeten Hartholzast am Ufer des Navesink-Flusses, Monmouth Co., New Jersey, gefunden. Im Labor wurden die Apizes von mehreren Ascomata mit einem sterilisierten Mikrotommesser entfernt, und die Aszi, die Paraphysen und die Ascosporen aus der Mitte mit einer Insektennadel entfernt und auf Malz-Hefe-Extrakt-Agar ausgestrichen. Die Ascosporen wurden über Nacht inkubiert, bis sie keimten, und in Röhrchen mit Malz-Hefe-Extrakt-Agar überführt, um reine Kolonien zu starten.
Die Morphologie von Rosellinia subiculata (GB3719) entsprach im allgemeinen den Beschreibungen in der Literatur (J. B. Ellis & B. M. Everhart. 1892. The North American Pyrenomycetes. Veröffentlicht von den Autoren, Newfield, New Jersey, S. 165–166; L. E. Petrini. 1993, Rosellinia-Arten der gemäßigten Zonen. Sydowia 44: 169–281). Die Hauptkennzeichen, die zur Identifizierung des Pilzes als Rosellinia subiculata führten, waren: stromatische Ascomata, die einzeln, jedoch aggregiert oder in kleinen Clustern auf Myzel-Subikulum auf entrindetem Holz auftraten; die Stroma waren halbkugelförmig, papillös, glatt, glänzend, schwarz, das Subikulum war eine dünne Myzelmatte, blaßledrig, oder manchmal erschien es nur als eine schwach gefärbte Verfärbung des Holzes neben der Stromata; die Aszi waren zylindrisch mit einem amyloiden apikalen Stopfen; die Ascosporen waren braungrau, breit elliptisch bis leicht nierenförmig, glatt, ohne Fortsätze oder Ummantelungen, mit geradem, ventralem Keimspalt, 10–12 × 5–6 μm.
In der Agar-Kultur weisen die Kolonien des Pilzes die folgende Morphologie auf:
Kolonien auf Hafermehlagar bei 23°C, 12 Stunden Photoperiode, mittelschnell wachsend, 73–75 mm in 14 Tagen erreichend, mit niedergedrückter Vorschubzone, glatt, verschwommen zoniert, mit weißem samtigem bis flockigem Myzel im inneren Drittel, mit feuchtem niedergedrücktem Myzel entlang der äußeren Zweidrittel, transluzent bis weiß oder blaßrosa, blaßweinrotrosa, entgegengesetzt Light Vinaceous Cinnamon, ohne Exsudate, schwacher Duft. Kein Wachstum bei 37°C auf Hafermehlagar.
Kolonien auf V8-Saft-Agar bei 23°C, 12 Stunden Photoperiode, langsamwachsend, in 14 Tagen 25–35 mm erreichend, am Rand untergetaucht, größtenteils mit niedergedrücktem feuchtem Myzel, mit etwas flockigem Luftmyzel zum inneren Drittel hin, zoniert, transluzent bis blaßgraurosa, Vinaceous Cinnamon, entgegengesetzt transluzent bis zimtfarben, Orange-Cinnamon, Cinnamon oder blaßrötlichbraun, Russet, Fawn Color, duftender Geruch.
Kolonien auf Maismehlagar bei 25°C, 12 Stunden Photoperiode, langsamwachsend, in 14 Tagen 29–34 mm erreichend, mit untergetauchtem Rand, ohne Lufthyphen, nicht zoniert; transluzent oder mit kurzem weißem Myzel am Animpfpunkt, entgegengesetzt farblos.
Als er im August 1993 zum ersten Mal in Kultur wuchs, erzeugte der Stamm kurze Konidiophoren und Konidien eines Geniculosporium-Anamorphs, ähnlich dem von Petrini 1993 beschriebenen. Die Sporulation ist jedoch nicht mehr sichtbar, vermutlich aufgrund der langen Lagerung und der wiederholten Überführungen. Wenigstens in einem Fall wurden nach 5wöchigem Wuchs auf Hafermehlagar ein paar reife Perithezien mit Aszi und Ascosporen, identisch mit den in der Natur beobachteten, gebildet. Die Ascosporen keimten über Nacht, als sie auf Malz-Hefe-Extrakt-Agar bei Raumtemperatur inkubiert wurden. Das Myzel besteht aus stark verzweigten einfachen septierten hyalinen Hyphen.
Sordarin wird durch Kultivierung eines Stammes von Rosellina subiculata oder des nichtidentifizierten Pilzes MF6232 (ATCC 74387), der in der Lage ist, die Verbindung auf einem herkömmlichen festen Medium oder in einem herkömmlichen wäßrigen Medium zu erzeugen, hergestellt. Der Organismus wird in einem Nährmedium kultiviert, das bekannte Nährquellen für ähnliche Pilze, z. B. assimilierbare Quellen für Kohlenstoff und Stickstoff, sowie gegebenenfalls anorganische Salze und andere bekannte Wachstumsfaktoren enthält. Die allgemeinen Verfahren, die zur Kultivierung anderer ähnlicher Pilze angewandt werden, sind auf die vorliegende Erfindung anwendbar.
Das Nährmedium sollte eine geeignete assimilierbare Kohlenstoffquelle enthalten, wie z. B. Ribose, Glucose, Saccharose, Cellobiose oder Fructose. Als Stickstoffquelle kann Ammoniumchlorid, Ammoniumsulfat, Harnstoff, Ammoniumnitrat, Natriumnitrat usw. entweder alleine oder in Kombination mit organischen Stickstoffquellen, wie z. B. Pepton, Fischmehlextrakt, Hefeextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenpulver, Baumwollsamenmehl usw., verwendet werden. Falls notwendig können auch anorganische Nährstoffsalze hinzugegeben werden, um Quellen für Natrium, Kalium, Calci um, Ammonium, Phosphat, Sulfat, Chlorid, Bromid, Carbonat, Zink, Magnesium, Mangan, Cobalt, Eisen und dergleichen zur Verfügung zu stellen.
Die Produktion von Sordarin kann bei einer beliebigen Temperatur durchgeführt werden, die einen zufriedenstellenden Wuchs des produzierenden Organismus ergibt, z. B. bei 20°C–30°C. Gewöhnlich wird die optimale Produktion der erwünschten Verbindung in Schüttelflaschen nach Inkubationszeiten von 7–21 Tagen erhalten. Die Belüftung in den Schüttelflaschen wird durch Bewegung erzielt, z. B. durch Schütteln auf einem Rotationsschüttler. Wenn die Fermentation in Tankfermentern durchgeführt werden soll, ist es wünschenswert, in einer Nährbouillon durch Beimpfen der Bouillon-Kultur aus einer Schrägröhrchenkultur, einer gefriergetrockneten Kultur oder einer gefrorenen Kultur des Organismus ein vegetatives Inokulum zu erzeugen. Nachdem das aktive Inokulum auf diese Weise erhalten wurde, wird es aseptisch in das Fermentationstankmedium überführt. Die Erzeugung der erwünschten Verbindung in Tankfermentern erreicht üblicherweise nach 7- bis 21tägiger Inkubation ein Optimum. Die Bewegung im Tankfermenter wird durch Rühren erzeugt, und die Belüftung kann durch Einblasen von Luft oder Sauerstoff in die gerührte Mischung erzielt werden. Die Produktion der Verbindung kann durch Anwendung chromatographischer oder spektroskopischer Verfahren oder durch einen herkömmlichen biologischen Assay verfolgt werden.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform ist der erzeugende Stamm Rosellina subiculata mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74386 oder eine Mutation oder eine Variante davon.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform ist der erzeugende Stamm des nichtidentifizierten Pilzes ATCC 74387.
Sordarin wird leicht aus der Fermentationsbrühe durch Extraktion der gesamten Brühe mit einem organischen Lösungsmittel, wie z. B. Methylethylketon, gewonnen. Die Verbindungen können durch Anwendung von im Stand der Technik gut bekannten Standardverfahren, wie z. B. Gelfitrationschromatographie, Dünnschichtchromatographie, Hochleistungs-Flüssigchromatographie, Einengen, Ausfällung und/oder Kristallisation oder Kombinationen davon, gereinigt werden. Alternativ kann die gesamte Brühe oder ein organischer Extrakt davon sprühgetrocknet oder gefriergetrocknet werden, gefolgt von der oben genannten Reinigung.
Nutzen. Die Verbindungen der Formel I eignen sich als antifungale Breitband-Pflanzenschutzmittel und sind bei einem breiten Spektrum phytopathogener Pilze hochwirksam, insbesondere bei denen aus den folgenden Klassen (bestehend aus): Deuteromyceten (z. B. Botrytis spp., Septoria spp., Pyricularia spp., Stagnospora spp., Helminthosporium spp. (Curvularia, Drechslera, Exserophilum spp.), Fusarium spp., Cercospora spp., Rhynchosporium spp., Pseudocercosporella spp. und Alternaria spp.), Basidiomyceten (z. B. Puccinia spp., Rhizoctonia spp. und Hemileia), Ascomyceten (z. B. Venturia spp., Podospharera spp., Erysiphe spp., Monilinia spp. und Uncinula spp.) und Oomyceten (z. B. Phytophthora spp., Pernospora spp., Bremia spp., Pythium spp. und Plasmopara spp.). Die obige Liste nennt Beispiele für die phytopathogenen Pilze, gegen die die genannten Verbindungen Wirkung zeigen, und sie ist in keiner Weise einschränkend. Diese Verbindungen besitzen sehr vorteilhafte heilende, vorbeugende und systemische fungizide Eigenschaften zum Schutz von Pflanzen, und sie können verwendet werden, um die Mikroorganismen auf Pflanzen oder auf Pflanzenteilen (Frucht, Blüten, Blätter, Stengel, Knollen oder Wurzeln) von verschiedenen Nutzpflanzenbeständen zu inhibieren oder zu zerstören, während gleichzeitig Pflanzenteile, die später wachsen, ebenfalls gegen solche Mikroorganismen geschützt sind. Sie können auch als Beizmittel bei der Behandlung von Pflanzenvermehrungsmaterial, insbesondere Saatgut (Frucht, Knolle, Samenkorn) und Pflanzenstecklinge (z. B. Reis), verwendet werden, um einen Schutz gegen Pilzinfektionen und gegen phytopathogene Pilze, die im Boden vorkommen, zu ergeben. Die Verbindungen der Formel I der Erfindung zeichnen sich durch die Tatsache aus, daß sie von Pflanzen besonders gut vertragen werden und umweltfreundlich sind.
Basierend auf dem Wirkungsspektrum, können die Verbindungen der vorliegenden Erfindung verwendet werden, um Pflanzen vor phytopathogenen Pilzen, die verschiedene Nutzpflanzen befallen, zu schützen oder diese davon zu heilen. Die folgenden Pflanzenspezies eigenen sich für die im Umfang der Erfindung beschriebenen Verwendungen der genannten Verbindungen: Getreide (z. B. Weizen, Roggen, Hafer, Gerste, Reis, Hirse und verwandte Getreidearten), Rüben (Zuckerrübe und Futterrübe), Kernobst, Trauben und Beerenobst (z. B. Äpfel, Birnen, Pflaumen, Pfirsiche, Mandeln, Kirschen, Erdbeeren, Himbeeren und Brombeeren), hülsenfruchttragende Pflanzen (z. B. Bohnen, Erbsen, Linsen und Sojabohnen), Ölpflanzen (Raps, Senf, Mohn, Oliven, Sonnenblumen, Kokosnuß, Rizinusölpflanzen, Kakaobohnen und Erdnüsse), Cucurbitaceae (z. B. Gurke, Kürbis und Melone), Faserpflanzen (z. B. Baumwolle, Flachs, Hanf und Jute), Citrusfrüchte (z. B. Orangen, Zitronen, Mandarinen und Grapefrucht), Gemüse (z. B. Salat, Kohl, Spinat, Karotte, Spargel, Paprika, Zwiebeln, Tomaten und Kartoffeln), Lauraceae (Avocados, Zimt und Campher) oder Pflanzen wie Mais, Tabak, Nüsse, Kaffee, Zuckerrohr, Tee, Weinreben, Hopfen, Bananen und Naturkautschukpflanzen sowie Zierpflanzen (Blumen, Sträucher, breitblättrige Bäume und immergrüne Bäume, wie z. B. Koniferen). Die oben genannten Pflanzenarten stellen jedoch keine einschränkende Pflanzenliste dar, was das Spektrum der angegebenen Verbindungen betrifft.
Die Verbindungen der Formel I eignen sich speziell zur Bekämpfung der folgenden Pflanzenkrankheiten:
Erysiphe graminis (echter Mehltau) bei Weizen, Gerste, Hafer, Roggen und Gras und andere echte Mehltaue bei verschiedenen Wirten, wie z. B. Erysiphe cichoracearum und Sphaerotheca fuliginea bei Cucurbitaceae, Podosphaera leucotricha bei Äpfeln, Uncinula necator bei Weinreben; Puccinia-Arten (Roste) bei Weizen, Gerste und anderen Wirten; Rhizoctonia solani bei Baumwolle, Ustilago-Arten (Brand) bei Getreide und Zuckerrohr, Venturia inaequalis (Schorf) bei Äpfeln, Helminthosporium-Arten (Curvularia, Drechslera, Exserophilum) bei Getreide, Stagnospora nodorum und Septoria nodorum bei Weizen, Botrytis cinerea (Grauschimmel) bei Erdbeeren und Trauben, Cercospora arachidicola bei Erdnüssen, Pseudocercosporella herpotrichoides bei Weizen und Gerste, Pyricularia oryzae bei Reis, Phytophthora infestans bei Kartoffeln und Tomaten, Fusarium- und Verticillium-Arten bei verschiedenen Pflanzen, Plasmopara viticola bei Trauben, Alternaria-Arten bei Früchten und Gemüsen. Die Verbindungen der Formel I können auch zum Schutz von Materialien (z. B. zum Schutz von Holz gegen Paecilomyces variotii) verwendet werden.
Agrochemische Zusammensetzungen.
Die Verbindungen der Formel I können entweder in einer nichtmodifizierten Form oder vorzugsweise zusammen mit herkömm licherweise im Stand der Technik der agrochemischen Formulierung verwendeten Hilfsstoffen verwendet werden, und es sind für diese Zwecke hauptsächlich bekannte Formen wie: emulgierbare Konzentrate, beschichtbare Pasten, direkt versprühbare oder verdünnbare Lösungen, verdünnte Lösungen, Suspensionen (einschließlich hochprozentiger wäßriger, öliger oder anderer Suspensionen), Dispersionen, Öldispersionen, Mittel zur großflächigen Ausbringung, benetzbare Pulver, lösliche Pulver, Stäube, Granulate und Einkapselungen. Die Formulierungen werden auf bekannte Weise hergestellt, z. B. durch homogenes Vermischen und/oder Mahlen der Wirkstoffe mit Streckungsmitteln, z. B. Lösungsmitteln, festen Trägern und, wo passend, oberflächenaktiven Verbindungen (Tensiden). Pulver, Stäube und Mittel zur großflächigen Ausbringung können durch Vermischen oder Mahlen der Wirkstoffe mit einem festen Träger hergestellt werden. Granulate, z. B. beschichtete, imprägnierte oder homogene Granulate, können durch Bindung der Wirkstoffe an die festen Träger hergestellt werden.
Geeignete Lösungsmittel sind: aromatische Kohlenwasserstoffe, vorzugsweise Fraktionen mit 8 bis 12 Kohlenstoffatomen, wie z. B. Xylolmischungen oder substituierte Naphthaline, chlorierte Aromaten, wie z. B. Chlorbenzole, Phthalate, wie z. B. Dibutyl- oder Dioctylphthalat, aliphatische Kohlenwasserstoffe, wie z. B. Cyclohexan oder Paraffine, Alkohole und Glycole und ihre Ether und Ester, wie z. B. Ethanol, Ethylenglycol, Ethylenglycolmonomethyl- oder -monoethylether, Ketone, wie z. B. Cyclohexanon, Amine, wie z. B. Ethanolamin, stark polare Lösungsmittel, wie z. B. N-Methyl-2-pyrrolidon, Dimethylsulfoxid oder Dimethylformamid, und Pflanzenöle oder epoxidierte Pflanzenöle, wie z. B. epoxidiertes Kokosnußöl oder Sojabohnenöl, und Wasser.
Beispiele für Tenside sind: Alkalimetall-, Erdalkalimetall- und Ammoniumsalze von aromatischen Sulfonsäuren, z. B. Ligninsulfonsäure, Phenolsulfonsäure, Naphthalinsulfonsäure und Dibutylnaphthalinsulfonsäure, und von Fettsäuren, Alkyl-, und Alkylarylsulfonate und Alkyl-, Laurylether- und Fettalkoholsulfate, und Salze von sulfatierten Hexadecanolen, Heptadecanolen und Octadecanolen, Salze von Fettalkoholglycolethern, Kondensationsprodukte von sulfoniertem/n Naphthalin und Naphthalinderivaten mit Formaldehyd, Kondensationsprodukte von Naphthalin oder Naphthalinsulfon säuren mit Phenol und Formaldehyd, Polyoxyethylenoctylphenolether, ethoxyliertes Isooctylphenol, ethoxyliertes Octylphenol und ethoxyliertes Nonylphenol, Alkylphenolpolyglycolether, Tributylphenylpolyglycolether, Alkylarylpolyetheralkohole, Isotridecylalkohol, Fettalkohol-Ethylenoxid-Kondensate, ethoxyliertes Rizinusöl, Polyoxyethylenalkylether, ethoxyliertes Polyoxypropylen, Laurylalkoholpolyglycoletheracetal, Sorbitester, Ligninsulfit-Ablaugen und Methylcellulose.
Beispiele für feste Träger sind Mineralerden, wie z. B. Kieselsäuren, Kieselgele, Silicate, Talk, Kaolin, Attapulgus-Ton, Kalkstein, Kalk, Kreide, Bol, Löß, Ton, Dolomit, Diatomeenerde, Tonerde, Calciumsulfat, Magnesiumsulfat, Magnesiumoxid, gemahlene Kunststoffe, Dünger wie Ammoniumsulfat, Ammoniumphosphat, Ammoniumnitrat und Harnstoffe und Pflanzenprodukte wie Getreidemehle, Rindenmehl, Holzmehl und Nußschalenmehl, Zellstoffpulver usw.
Die Verbindungen der Formel I können mit anderen Wirkstoffen vermischt und ausgebracht werden, z. B. mit Herbiziden, Insektiziden, Bakteriziden, Nematoziden, Molluskiziden, Wachstumsregulatoren, Mikronährstoffen und Düngern. Die anderen Bestandteile können ebenfalls ein oder mehrere Fungizide sein, die, ohne jedoch darauf beschränkt zu sein, zu den folgenden Fungizidklassen gehören: Carboxamide, Benzimidazole, Triazole, Hydroxypyridine, Dicarboxamide, Phenylamide, Thiadiazole, Carbamate, Cyanooxime, Zimtsäurederivate, Morpholine, Imidazole, β-Methoxyacrylate und Pyridine/ Pyrimidine. Darüber hinaus können diese zusätzlichen Wirkstoffe als Mischung aus mehreren der Präparate, falls erwünscht, zusammen mit anderen, die Anwendung fördernden Hilfsstoffen, die üblicherweise in der Technik der Formulierung verwendet werden, verwendet werden. Geeignete Träger und Hilfsstoffe können fest oder flüssig sein und entsprechen den Substanzen, die typischerweise bei der Formulierungstechnik verwendet werden (z. B. natürliche oder regenerierte Mineralsubstanzen, Lösungsmittel, Dispersionsmittel und Benetzungsmittel).
Die folgende Liste mit Fungiziden, mit denen die Verbindungen der Formel I kombiniert werden können, soll mögliche Kombinationen veranschaulichen, jedoch keinerlei Einschränkungen auferlegen. Beispiele für Fungizide, die mit Verbindungen der Formel I kombiniert werden können, sind: Schwefeldithiocarbamate und ihre Derivat, wie z. B. Eisen(III)dimethyldithiocarbamat, Zinkdimethyldithiocarbamat, Zinkethylenbisdithiocarbamat, Manganethylenbisdithiocarbamat, Manganzinkethylendiaminbisdithiocarbamat, Tetramethylthiuramdisulfide, Ammoniumkomplex von Zink-N,N'-ethylenbisdithiocarbamat, Ammoniumkomplex von Zink-N,N'-propylenbisdithiocarbamat, Zink-N,N'-propylenbisdithiocarbamat und N,N'-Polypropylenbis(thiocarbamyl)disulfid; Nitroderivat, wie z. B. Dinitro(1-methylheptyl)phenylcrotonat, 2-sek.-Butyl-4,6-dinitrophenyl-3,3-dimethylacrylat, 2-sek.-Butyl-4,6-dinitrophenylisopropylcarbonat und Diisopropyl-5-nitroisophthalat; heterocyclische Substanzen, wie z. B. 2-Heptadecylimidazol-2-ylacetat, 2,4-Dichlor-6-(o-chloranilino)-s-triazin, O,O-Diethylphthalimidophosphonothioat, 5-Amino-1-[bis(dimethylamino)phosphinyl]-3-phenyl-1,2,4-triazol, 2,3-Dicyano-1,4-dithioanthrachinon, 2-Thio-1,3-dithio[4,5-b]chinoxalin, Methyl-1-(butylcarbamyl)-2-benzimidazolcarbamat, 2-Methoxycarbonylaminobenzimidazol, 2-(Fur-2-yl)-benzimidazol, 2-(Thiazol-4-yl)benzimidazol, N-(1,1,2,2-Tetrachlorethylthio)tetrahydrophthalimid, N-Trichlormethylthiotetrahydrophthalimid, N-Trichlormethylthiophthalimid, N-Dichlorfluormethylthio-N',N'-dimethyl-N-phenylschwefelsäurediamid, 5-Ethoxy-3-trichlormethyl-1,2,3-thiadiazol, 2-Thiocyanatomethylthiobenzothiazol, 1,4-Dichlor-2,5-dimethoxybenzol, 4-(2-Chlorphenylhydrazono)-3-methyl-5-isoxazolon, 2-Thiopyridin-1-oxid, 8-Hydroxychinolin und dessen Kupfersalz, 2,3-Dihydro-5-carboxanilido-6-methyl-1,4-oxathiin, 2,3-Dihydro-5-carboxanilido-6-methyl-1,4-oxathiin-4,4-dioxid, 2-Methyl-5,6-dihydro-4H-pyran-3-carboxanilid, 2-Methylfuran-3-carboxanilid, 2,5-Dimethylfuran-3-carboxanilid, 2,4,5-Trimethylfuran-3-carboxanilid, 2,5-Dimethyl-N-cyclohexylfuran-3-carboxamid, N-Cyclohexyl-N-methoxy-2,5-diethylfuran-3-carboxamid, 2-Methylbenzanilid, 2-Iodbenzanilid, N-Formyl-Nmorpholin-2,2,2-trichlorethylacetal, Piperazin-1,4-diylbis-(1-(2,2,2-trichlorethyl)formamid), 1-(3,4-Dichloranilino)-1-formylamino-2,2,2-trichlorethan, 2,6-Dimethyl-N-tridecylmorpholin und dessen Salze, 2,6-Dimethyl-N-cyclododecylmorpholin und dessen Salze, N-[3-(p-tert.-Butylphenyl)-2-methylpropyl]-cis-2,6-dimethylmorpholin, N-3-(p-tert.-Butylphenyl)-2-methylpropyl]piperidin, 1-2-(2,4-Dichlorphenyl)-4-ethyl-1,3-dioxolan-2-ylethyl]-1H-1,2,4-triazol, 1-[2-(2,4-Dichlorphenyl)-4-n-propyl-l,3-dioxolan-2- ylethyl]-1H-1,2,4-triazol, N-(n-Propyl)-N-(2,4,6-trichlorphenoxyethyl)-N]-imidazolylharnstoff, 1-(4-Chlorphenoxy)-3,3-dimethyl-1(1H-1,2,4-triazol-1-yl)butan-2-on, 1-(4-Chlorphenoxy)-3,3-dimethyl-1-(1H-1,2,4-triazol-1-yl)butan-2-ol, alpha-(2-Chlorphenyl)alpha-(4-chlorphenyl)-5-pyrimidinmethanol, 5-Butyl-(2-dimethylamino-4-hydroxy-6-methylpyrimidin, Bis-(p-chlorphenyl)-3-pyridinmethanol, 1,2-Bis-(3-ethoxycarbonyl-2-thioureido)benzol, 1,2-Bis-(3-methoxycarbonyl-2-thioureido)benzol, und verschiedene Fungizide, wie z. B. Dodecylguanidinacetat, 3-[3-(3,5-Dimethyl-2-oxycyclohexyl)-2-hydroxyethyl]glutaramid, Hexachlorbenzol, DL-Methyl-N-(2,6-dimethylphenyl)-N-fur-2-ylalanat, Methyl-DL-N-(2,6-dimethylphenyl)-N-(2)-methoxyacetyl)alanat, N-(2,6-Dimethylphenyl)-N-chloracetyl-DL-2-aminobutyrolacton, Methyl-DL-N-(2,6-dimethylphenyl)-N-(phenylacetyl)alanat, 5-Methyl-5-vinyl-3-(3,5-dichlorphenyl)-2,4-dioxo-1,3-oxazolidin, 3-[3,5-Dichlorphenyl]-5-methyl-5-methoxymethyl-1,3-oxazolidin-2,4-dion, 3-(3,5-Dichlorphenyl)-1-isopropylcarbamylhydantoin, N-(3,5-Dichlorphenyl)-1,2-dimethylcyclopropan-1,2-dicarboximid, 2-Cyano-[N-(ethylaminocarbonyl)-2-methoximino]acetamid, 1-[2-(2,4-Dichlorphenyl)pentyl]-1H-1,2,4-triazol-2,4-difluor-a-(1H-1,2,4-triazol-1-ylmethyl)benzhydrylalkohol, N-(3-Chlor-2,6-dinitro-4-trifluormethylphenyl)-5-trifluormethyl-3-chlor-2-aminopyridin und 1-((Bis-(4-fluorphenyl)methylsilyl)methyl)-1H-1,2,4-triazol.
Anwendungsverfahren. Wie bei der Beschaffenheit der Zusammensetzungen, wird das Anwendungsverfahren, wie z. B. Sprühen, Atomisieren, Stäuben, Ausstreuen, Überziehen, Beizen und Gießen, gemäß den beabsichtigten Zielen der Anwendung und den vorherrschenden Umständen ausgewählt. Ein Verfahren zur Anwendung des Wirkstoffes oder der agrochemischen Zusammensetzung, die wenigstens eine der genannten Verbindungen enthält, ist das Ausbringen auf die Pflanzen (d. h. Blattausbringung). Der Wirkstoff kann jedoch auch durch die Wurzeln im Boden in die Pflanze eindringen (d. h. Bodenausbringung). Dies kann entweder in Form einer flüssigen Ausbringung auf den Boden (Tränken) oder in Form einer Ausbringung durch Granulate geschehen.
Der Wirkstoff kann auch auf Pflanzenvermehrungsmaterial, wie z. B. Saatgut (Früchte, Knollen, Saatkörner) oder Pflanzenstecklinge, entweder in flüssiger Form (Überzug) oder in fester Form (Beizmittel) angewandt werden. Zum Beispiel kann Saatgut vor dem Sähen gebeizt werden. Die Verbindungen der Erfindung können auch entweder durch Imprägnieren der Saatkörner mit einer flüssigen Formulierung oder durch Überziehen dieser mit einer festen Formulierung auf Saatkörner angewandt werden. Die Zusammensetzung kann auch auf die Pflanzstelle aufgetragen werden, wenn das Vermehrungsmaterial gepflanzt wird, zum Beispiel auf die Saatfurche während des Pflügens.
Vorteilhafte Ausbringungsraten betragen normalerweise 50 g bis 50 kg Wirkstoff (WS) pro Hektar, vorzugsweise 100 g bis 2 kg WS/ha, besonderes bevorzugt 100 g bis 600 g WS/ha. Die Wirkstoffe der angegebenen Verbindungen werden typischerweise in Form von Zusammensetzungen verwendet und können auf die Pflanze oder auf Teile der Pflanze entweder gleichzeitig oder der Reihe nach mit weiteren Wirkstoffen angewandt werden. Diese weiteren Wirkstoffe können Dünger, zusätzliche Mikronährstoffe oder andere, das Pflanzenwachstum beeinflussende Verbindungen sein. Sie können jedoch auch selektive Herbizide, Insektizide, Bakterizide, Nematozide, Insektizide und Molluskizide sowie andere Fungizide sein.
Die folgenden Beispiele sollen der Veranschaulichung der Erfindung dienen und stellen in keiner Weise eine Einschränkung ihres Umfangs dar. Die Herstellung und Zusammensetzung der verschiedenen Impf- und Produktionsmedien, auf die in den Beispielen Bezug genommen werden, sind folgende: IMPFMEDIUM 1

Komponente g/l

Hefeextrakt 4,0

Malzextrakt 8,0

Glucose 4,0

Junlon 1,5
Das Medium wurde mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 7,0 eingestellt und in 50-ml-Portionen pro 250-ml-Erlenmeyerkolben ohne Schikanen verteilt. Wattestopfen wurden verwendet. Die Sterilisation erfolgte 20 Minuten lang bei 121°C.
IMPFMEDIUM 2
Das Medium wurde mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 6,8 eingestellt und in 50-ml-Portionen pro 250-ml-Erlenmeyerkolben ohne Schikanen verteilt. Wattestopfen wurden verwendet. Die Sterilisation erfolgte 20 Minuten lang bei 121°C.
Festes Produktionsmedium 1
1. Fester Teil:
Gib 675 cm³ Vermiculit in eine 2-Liter-Rollflasche. Verschließe mit einem Latex-Verschluß, Behandle 60 Minuten lang im Autoklaven und trockne 30 Minuten lang.
2. Flüssiger Teil:

Zu einer 500-ml-Flasche gib 220 ml von folgendem:

Komponente	g/l
Glucose	150,0
Glycerin	20,0
Hefeextrakt	4,0
NaNO₃	1,0
Mononatriumglutamat	3,0
Na₂HPO₄	0,5
MgSO₄·7H₂O	1,0
K-Elemente	1,0 ml/l
CaCO₃	8,0

K-Elemente

Komponente	(g/l)
FeCl₃·6H₂O	5,8
MnSO₄·H₂O	0,1
CoCl₂·6H₂O	0,02
CuSO₄·5H₂O	0,015
Na₂MoO₄·2H₂O	0,012
ZnCl₂	0,02
SnCl₂·2H₂O	0,005
H₃BO₃	0,01
KCl	0,02
HCl (konzentriert)	2,0 ml/l

Das Medium wurde mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 7,0 eingestellt. Glucose wurde getrennt im Autoklaven behandelt. Es wurde in 500-ml-Flaschen gegeben und 15 Minuten lang bei 121°C im Autoklaven behandelt. Flüssiges Produktionsmedium 1

Komponente g/l

Glycerin 75,0

Glucose 75,0

Tomatenpaste 5,0

NZ-Amin Typ A 4,0

Ardamin PH 5,0

K₂HPO₄ 0,5

MgSO₄·7H₂O 0,25

KCl 0,25

ZnSO₄·7H₂O 0,5

CaCO₃ 10,0
Das Medium wurde mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 7,0 eingestellt. Das Medium wurde in 50-ml-Portionen pro 250-ml-Erlenmeyerkolben ohne Schikanen verteilt.
Die Kolben wurden mit Watte verschlossen und 20 Minuten lang bei 121°C im Autoklaven behandelt.
Festes Produktionsmedium 2
1. Fester Teil:
Gib 675 cm³ Vermiculit in eine 2-Liter-Rollflasche. Verschließe mit einem Latex-Verschluß, Behandle 60 Minuten lang im Autoklaven und trockne 30 Minuten lang.
2. Flüssiger Teil:

Zu einer 500-ml-Flasche gib 220 ml von folgendem:

Komponente	g/l
Saccharose	60,0
Glucose	80,0
Glycerin	60,0
Citronensäure	15,0
NZ-Amin Typ A	5,0
NaNO₃	1,0
KH₂PO₄	0,5
MgSO₄·7H₂O	0,50
CaCO₃	0,5
K-Elemente	1 ml/l

K-Elemente

Komponente	(g/l)
FeCl₃·6H₂O	5,8
MnSO₄·H₂O	0,1
CoCl₂·6H₂O	0,02
CuSO₄·5H₂O	0, 015
NaMoO₄·2H₂O	0,012
ZnCl₂	0,02
SnCl₂·2H₂O	0,005
H₃BO₃	0,01
KCl	0,02
HCl (konzentriert)	2,0 ml/l

Das Medium wurde mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 7,0 eingestellt. Es wurde in 220-ml-Portionen pro 500-ml-Flasche verteilt und 15 Minuten lang bei 121°C im Autoklaven behandelt.
Flüssiges Produktionsmedium 2
Die Zusammensetzung ist die gleiche wie der flüssige Teil. des festen Produktionsmediums 1. Das Medium wird mit destilliertem Wasser hergestellt, der pH-Wert vor der Sterilisation auf 7,0 eingestellt. Glucose wird getrennt im Autoklaven behandelt. Das Medium wurde in 50-ml-Portionen pro 250-ml-Erlenmeyerkolben ohne Schikanen verteilt. Die Kolben wurden mit Watte verschlossen und 15 Minuten lang bei 121°C im Autoklaven behandelt.
BEISPIEL 1
Herstellung von Sordarin durch Fermentation von Rosellina subiculata (MF6239, ATCC 74386)

1. KULTUR: Ein Teil des Agar-Schrägröhrchens, das die Kultur enthält, wurde aseptisch in das Impfmedium 1 (50 ml/250 ml Kolben ohne Schikanen) überführt. Dies wurde auf einem Kreiselschüttler mit 2-Inch-Hub 5 Tage lang bei 220 U/Minute, 25°C und 85%iger relativer Feuchtigkeit (RF) inkubiert, um Biomasse zu gewinnen. Teile der Biomasse wurden in sterile Ampullen überführt, welche Glycerin enthielten, und eingefroren (als gefrorene vegetative Myzelien (FVM)). Diese wurden bei einer Endkonzentration von 10– 15% Glycerin bei –75°C gehalten. Sekundäre FVMs wurden aus einem primären FVM durch Überführen von 1,0 ml des getauten primären FVM in Impfmedium 2, 7tägiges Inkubieren bei 25°C, 220 U/Minute, und Einfrieren wie oben hergestellt.
2. IMPFUNG: Eine gefrorene Ampulle (FVM) mit MF6239 wurde auf Raumtemperatur aufgetaut und verwendet, um Impfkulturen mit 1,0 ml pro 50 ml Impfmedium 2 anzuimpfen. Diese wurden auf einem Kreiselschüttler (220 U/Minute) 7 Tage lang bei 25°C, 85%iger RF, kultiviert.
3. PRODUKTION: Auf festem Produktionsmedium. Ein Aliquot (10–12 ml) der Impfkultur wurde in 220 ml des flüssigen Teils des festen Produktionsmediums 1 gegeben. Dieser Kolben wurden kräftig geschwenkt, um die Biomasse zu verteilen. Die Inhalte wurden durch Gießen in ein 2-1-Kultur-Rollgefäß, das 675 Kubikzentimeter großteiliges Vermiculit enthielt, verteilt. Die Inhalte der Rollflasche wurden geschüttelt/vermischt, um eine homogene Beimpfung und Bedeckung zu gewährleisten. Die Rollflaschen wurden horizontal inkubiert, wobei sie sich mit etwa 4 U/Minute auf einer Wheaton-Rollapparatur bei 22°C, 70% RF, 17 Tage lang drehten, um einen sekundären Metaboliten in dem Fermentationsmedium zu erhalten.

In flüssigem Produktionsmedium. Die Impfkulturen wurden wie oben beschrieben beimpft. Ein Aliquot der Impfkultur (1,5 ml) wurde verwendet, um jeden Produktionskolben zu beimpfen, der 50 ml/250 ml Kolben flüssiges Produktionsmedium 1 enthielt. Die Kolben wurden auf einem Kreiselschüttler (220 U/Minute) 7–21 Tage lang bei 25°C, 50–85%iger RF, inkubiert.
BEISPIEL 2
Produktion von Sordarin durch Fermentation von MF6232 (ATCC 74387)

1. KULTUR: Ein Teil des Agar-Schrägröhrchens, das MF6232 enthält, wurde aseptisch in das Impfmedium 1 (50 ml/250 ml Kolben ohne Schikanen) überführt. Dies wurde auf einem Kreiselschüttler mit 2-Inch-Hub 3 Tage lang bei 220 U/Minute; 25°C und 85%iger relativer Feuchtigkeit (RF) inkubiert, um Biomasse zu gewinnen. Teile der Biomasse wurden in sterile Ampullen überführt, welche Glycerin enthielten, und eingefroren. Diese wurden bei einer Endkonzentration von 10–15% Glycerin bei –75°C gehalten. Sekundäre FVMs wurden aus einem primären FVM durch Überführen von 1,0 ml des getauten primären FVM in Impfmedium 2 (nachstehende Zusammensetzung), 7tägiges Inkubieren bei 25°C, 220 U/Minute, und Einfrieren wie oben hergestellt.
2. IMPFUNG: Eine gefrorene Ampulle (FVM) mit MF6232 wurde auf Raumtemperatur aufgetaut und verwendet, um Impfkulturen mit 1,0 ml pro 50 ml Impfmedium 2 anzuimpfen. Diese wurden auf einem Kreisel schüttler (220 U/Minute) 7 Tage lang bei 25°C, 85%iger RF, kultiviert.
3. PRODUKTION: Auf festem Produktionsmedium. Ein Aliquot (10–12 ml) der Impfkultur wurde in 220 ml festes Produktionsmedium 2 gegeben. Dies wurde kräftig geschwenkt, um die Biomasse zu verteilen. Die Inhalte wurden durch Gießen in ein 2-1-Kultur-Rollgefäß, das 675 Kubikzentimeter großteiliges Vermiculit enthielt, verteilt. Die Inhalte der Rollflasche wurden geschüttelt/vermischt, um eine homogene Beimpfung und Bedeckung zu gewährleisten. Die Rollflaschen wurden horizontal inkubiert, wobei sie sich mit etwa 4 U/Minute auf einer Wheaton-Rollapparatur bei 22°C, 70% RF, 21 Tage lang drehten, um einen sekundären Metaboliten in dem Fermentationsmedium zu erhalten.

In flüssigem Produktionsmedium. Die Impfkulturen wurden wie oben beschrieben beimpft. Ein Aliquot der Impfkultur (1,5 ml) wurde verwendet, um jeden Produktionskolben zu beimpfen, der 50 ml/250 ml Kolben flüssiges Produktionsmedium 2 enthielt. Die Kolben wurden auf einem Kreiselschüttler (220 U/Minute) 7–21 Tage lang bei 25°C, 50–85%iger RF, inkubiert.
BEISPIEL 3
Großtechnische Produktion von Sordarin durch MF6232 (ATCC 74387)
Der flüssige Teil des festen Produktionsmediums 1 wurde sowohl für die Impf- als auch für die Produktionsfermenter verwendet. Cerelose, die poststeril zugegeben wurde, lag im Impffermentermedium mit 30 g/l vor, wohingegen sie im Produktionsfermentermedium mit 150 g/l vorlag. Die Impffermenter wurden mit 2 l in Schüttelflaschen kultivierter Kultur beimpft. Diese Fermenter ließ man 30 Stunden lang bei 25°C wachsen, bis die Sauerstoffaufnahmerate etwa 3 mmol/l-h betrug. Nach 30 Stunden wurden 25 1 der Fermenter-Impfkultur in den Produktionsfermenter überführt.
Das Wachstum in dem Produktionsfermenter erreichte nach 50 Stunden 8–10 mmol/l-h und fiel dann am Ende der Kultivierung auf 5–7 ab. Gelöster Sauerstoff wurde durch verstärktes Rühren gesteuert. Der pH-Wert der Bouillon wurde nicht gesteuert und war im allgemeinen nach 200 Stunden auf 5,3 abgesunken. Die Temperatur betrug 25°C.
Nach 280 Stunden Wachstum wurde die Fermentation gestoppt und mit den Vorbereitungen zur Ernte begonnen. Der pH-Wert wurde mit Natriumhydroxid auf etwa 12 eingestellt und die Charge 20 Stunden bei der Fermentationstemperatur gealtert. Der pH-Wert wurde dann mit Schwefelsäure auf 6,0 eingestellt, bevor man die Charge zur Weiterverarbeitung in Trommeln überführte.
BEISPIEL 4
Isolierung von Sordarin
ISOLIERUNG I
Ein Methylethylketonextrakt der Fermentation von Kultur MF6263 (ATCC 74387), der 64 ml der Gesamtbouillon entsprach, wurde im Vakuum zur Trockene eingeengt (365 mg). Dieses Material wurde in 2 Teilen Methanol in 98 Teilen Methylenchlorid bis zu einem Endvolumen von 4,6 ml gelöst. Ein 4,3-ml-Teil (341 mg) wurde auf eine 60-ml-Kieselgel-60-Flashchromatographiesäule (0,040–0,0630 mm, 230–400 Mesh, E. Merck) aufgetragen, die mit 2 Prozent Methanol in Methylenchlorid äquilibriert worden war. Die Säule wurde durch einen Stufengradienten von jeweils 240 ml 2, 5, 10 und 30% Methanol in Methylenchlorid, gefolgt von 120 ml Methanol, eluiert. Sechzehn 15-ml-Fraktionen wurden von jedem Lösungsmittelsystem gesammelt. Die produktreichen Fraktionen 39–56 wurden durch biologisches Assay ermittelt.
Die gesammelten Rohfraktionen wurden im Vakuum zur Trockene eingeengt (103,1 mg). Ein 34,4-mg-Teil dieser Probe wurde durch HPLC-Trennung (Zorbax (TM) Rx-C8, 5 μm, 9,4 mm × 250 mm, eluiert mit einer mobilen Phase, die aus 20% Acetonitril/80% wäßrigem 0,01M K₂HPO₄ dessen pH-Wert mit konzentrierter HP₃O₄ auf 6,9 eingestellt worden war, bestand, Fließrate 4 ml/Minute bei 40°C, Diodenarray-Nachweis) weiter gereinigt. Vier-Milliliter-Fraktionen wurden gesammelt. Die produktreichen Fraktionen 16–20 wurden gesammelt und im Vakuum auf etwa fünfundzwanzig Prozent ihres ursprünglichen Volumens eingeengt. Das Konzentrat wurde mit einem gleichen Volumen Ethylacetat doppelt extrahiert, und die Ethylacetatschichten wurden mit einem gleichen Volumen Salzlösung gewaschen, über wasserfreiem Na₂SO₄ getrocknet und im Vakuum eingeengt, um 3,7 mg Sordarin zu ergeben.
ISOLIERUNG II
Ein Methylethylketonextrakt der Charge -004Y der Fermentation von Kultur MF6263 (ATCC 74387), der 980 ml der Gesamtbouillon entsprach, wurde im Vakuum zur Trockene eingeengt (4,9 g). Dieses Material wurde in 1 Teil Methanol in 9 Teilen Methylenchlorid bis zu einem Endvolumen von 21,5 ml gelöst. Ein 21-ml-Teil (4,8 g) wurde auf eine 500-Milliliter-Kieselgel-60-Flashchromatographiesäule (0,040–0,0630 mm, 230–400 Mesh, E. Merck) aufgetragen, die mit 2 Prozent Methanol in Methylenchlorid äquilibriert worden war. Die Säule wurde bei einer Fließrate von 25 ml/Minute durch einen Stufengradienten, beginnend mit jeweils 1 Liter 2 und 5% Methanol in Methylenchlorid, gefolgt von 2 Liter 15% Methanol, eluiert. Die Säulenelution wurde mit jeweils 1 Liter 30 und 100% Methanol abgeschlossen. Fünfundzwanzig-Milliliter-Fraktionen wurden gesammelt. Die produktreichen Fraktionen 75–85 und 111–121 wurden durch biologisches Assay ermittelt und enthielten Verbindung I gemäß RP-HPLC-Analysen unter sauren Bedingungen.
Die gesammelten Rohfraktionen 75–85 und 111–121 wurden getrennt im Vakuum zur Trockene eingeengt (69,3 mg bzw. 95,3 mg). Zwei 34-mg-Teile des Pools 75–85 wurden durch zwei identische HPLC-Trennungen (Zorbax (TM) Rx-C8, 7 μm, 21,2 mm × 250 mm, eluiert mit einer mobilen Phase, die aus 40% Acetonitril/60% H₂O mit insgesamt 0,1% H₃PO₄ bestand, Fließrate 20 ml/Minute bei 25°C, 220 nm) weiter gereinigt. Zehn-Milliliter-Fraktionen wurden gesammelt. Die produktreichen Fraktionen 27–31 aus beiden Durchläufen wurden vereint und im Vakuum auf etwa vierzig Prozent ihres ursprünglichen Volumens eingeengt. Das Konzentrat wurde mit einem gleichen Volumen Ethylacetat extrahiert und mit einem gleichen Volumen Salzlösung gewaschen, über wasserfreiem Na₂SO₄ getrocknet und im Vakuum eingeengt, um 27 mg Sordarin zu ergeben. Zwei 46-mg-Teile von Pool 111–121 wurden ebenfalls unter identischen HPLC-Bedingungen, wie sie oben angegeben wurden, weiter gereinigt. Die Fraktionen 25–28 aus beiden Durchläufen wurden vereint und wie oben beschrieben weiterbehandelt, um weitere 17 mg Sordarin zu ergeben.
BEISPIEL 5
Biologische Untersuchung von Sordarin
1. Wirkung gegen Erysiphe graminis auf Weizen.

a) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit einer Sprühmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/0,25% Triton X155) zum Ablaufen besprüht. Nach 2 Stunden werden die behandelten Pflanzen mit Ascosporen infiziert, welche von Impfmaterialpflanzen abgeschüttelt worden waren. Der Pilzangriff wird nach 8tägiger Inkubation bei 22°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Schutz zu ermitteln.
b) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit Ascosporen, welche von Impfmaterialpflanzen abgeschüttelt worden waren, infiziert. Nach 24 Stunden werden die Weizenpflanzen mit einer Sprühmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/0,25% Triton X155) besprüht. Der Pilzangriff wird nach 8tägiger Inkubation bei 22°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Heilwirkungsgrad zu ermitteln.
c) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit Ascosporen, welche von Impfmaterialpflanzen abgeschüttelt worden waren, infiziert. Nach 24 Stunden wird der Boden, in dem die Weizenpflanzen wachsen, mit der Tränkmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/0,25% Triton X155) getränkt. Der Pilzangriff wird nach 8tägiger Inkubation bei 22°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Heilwirkungsgrad zu ermitteln.

Weizenpflanzen, die mit einer sordarinhaltigen Mischung behandelt worden waren, zeigten eine 100%ige Bekämpfung der Pilzinfektion bei 200 ppm bei allen drei Tests, d. h., eine starke schützende, heilende und systemische Wirkung gegen Erysiphe graminis auf Weizen wurde bewiesen.
2. Wirkung gegen Puccinia recondita auf Weizen.

a) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit einer Sprühmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/0,25% Triton X155) zum Ablaufen besprüht. Nach 2 Stunden werden die behandelten Pflanzen mit einer Spore infiziert. Der Pilzangriff wird nach 1tägiger Inkubation bei 95–100%iger relativer Feuchtigkeit bei 20°C, gefolgt von 7tägiger Inkubation bei 25°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit, untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Schutz zu ermitteln.
b) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit einer Sporensuspension infiziert. Nach 24 Stunden werden die Weizenpflanzen mit einer Sprühmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/ 0,25% Triton X155) zum Ablaufen besprüht. Der Pilzangriff wird nach 1tägiger Inkubation bei 95–100%iger relativer Feuchtigkeit bei 20°C, gefolgt von 7tägiger Inkubation bei 25°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit, untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Heilwirkungsgrad zu ermitteln.
c) Nach 1 Woche Kultivierung werden Weizenpflanzen mit einer Sporensuspension infiziert. Nach 24 Stunden wird der Boden, in dem die Weizenpflanzen wachsen, mit der Tränkmischung (200 ppm Wirkstoff/20% Aceton/0,25% Triton X155) getränkt. Der Pilzangriff wird nach 1tägiger Inkubation bei 95–100%iger relativer Feuchtigkeit bei 20°C, gefolgt von 7tägiger Inkubation bei 25°C und 50%iger relativer Feuchtigkeit, untersucht, um den von der Verbindung bereitgestellten Heilwirkungsgrad zu ermitteln.

Weizenpflanzen, die mit einer sordarinhaltigen Mischung behandelt worden waren, zeigten eine 100%ige Bekämpfung der Pilzinfektion bei 200 ppm bei allen drei Tests, d. h., eine starke schützende, heilende und systemische Wirkung gegen Puccinia recondita auf Weizen wurde bewiesen.

Claims

Ein Verfahren zur Bekämpfung phytopathogener Pilze, umfassend die Verabreichung einer antifungal wirksamen Menge einer Verbindung der Formel (I)
von Salzen und Solvaten (z. B. Hydraten) oder metabolisch labilen Derivaten davon an eine Pflanze, die eine solche Bekämpfung benötigt, und wobei Z eine Tetrahydropyranogruppe ist, ausgewählt aus
wobei R^a OC(O)CH₃ oder CH₃ ist, R¹ Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl, C_1-4-Alkoxy oder Acyloxy ist, R² und R³ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder R² und R³ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S oder C_3-8-Cycloalkyl bedeuten können, R⁴ Wasserstoff oder CH₂R⁷ ist (wobei R⁷ Wasserstoff, Hydroxyl, C_1-4-Alkoxy oder eine Gruppe OCOR⁸ ist, wobei R⁸ C_1-4-Alkyl oder Aryl ist), R⁵ und R⁶ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder R⁵ und R⁶ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S oder C_3-8-Cycloalkyl bedeuten können, n null oder 1 ist, X und Y jeweils unabhängig Sauerstoff, Schwefel oder CR⁹R¹⁰ bedeuten können (wobei R⁹ und R¹⁰ jeweils unabhängig Wasserstoff, C_1-6-Alkyl, C_1-4-Alkoxy oder C_1-4-Alkoxy-C_1-4-alkyl bedeuten können oder R⁹ und R¹⁰ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O, C=S, C_3-8-Cycloalkyl oder C=CHR¹¹ bedeuten können, wobei R¹¹ Wasserstoff oder C_1-4-Alkyl bedeuten), oder, wenn X oder Y Sauerstoff ist und n null ist, -Y-CCR²R³ bzw. -X-CCR²R³- dann auch -N=CR³- oder -NR¹²-CR²R³- bedeuten kann (wobei CR² und R³ C=O sind und R¹² C_1-4-Alkyl oder eine Acylgruppe COR¹³ ist, wobei R¹³ C_1-6-Alkyl ist), oder, wenn Y Sauerstoff ist und n null ist, X die Gruppe CR¹¹ bedeuten kann (wobei R¹¹ die oben definierten Bedeutungen hat), welche durch eine Doppelbindung an den Pyranring gebunden ist, R¹⁵ Wasserstoff, Halogen, Azido, C_1-6-Alkyl, Hydroxy, C_1-6-Alkoxy (gegebenenfalls substituiert durch 1 oder 2 Hydroxy oder ein Ketal davon oder 1 oder 2 C_1-3-Alkoxygruppen), Aryl-C_1-4-alkoxy, C₃_₆-Alkenyloxy, eine Gruppe OCOR¹⁸ (wobei R¹⁸ Aryl-C_1-4-alkoxy oder eine C_1-10-Alkylgruppe ist, die gegebenenfalls ein oder zwei Doppelbindungen enthält) oder C_1-6-Alkoxycarbonyl-C_1-4-alkoxy ist und R¹⁶ Wasserstoff bedeutet oder R¹⁵ und R¹⁶ zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O oder C=CH₂ bedeuten können, R¹⁷ CH₂R¹⁹ ist, wobei R¹⁹ Wasserstoff, Hydroxyl, C_1-14-Alkoxy oder eine Gruppe OCOR²⁰ ist, wobei R²⁰ C_1-4-Alkyl ist, und W Sauerstoff, Schwefel oder CH₂ ist und die gestrichelte Linie in Gruppe (a) andeutet, daß gegebenenfalls eine zusätzliche Bindung vorhanden ist, R^1a Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl oder C_1-4-Alkoxy ist, R^2a Wasserstoff, Halogen, Hydroxyl, C_1-10-Alkoxy, C_1-10-Alkylthio, C_1-6-Alkoxy-C_1-4-alkoxy, Aryl-C_1-6-alkyloxy, Aryl-C_3-6-alkenyloxy, Azido, NR^5aCOR^5a (wobei jedes R^5a unabhängig Wasserstoff oder C_1-6-Alkyl ist), OR^6a (wobei R^6a ein cyclischer Ether ist, der 4 bis 8 Atome enthält, die über ein zum Ring-Sauerstoffatom benachbartes Ring-Kohlenstoffatom an das Sauerstoffatom gebunden sind) oder eine Gruppe Y^aC(=O)-X^a-R^7a ist, wobei Ya Sauerstoff, Schwefel oder NH ist, X^a entweder eine Bindung, ein Sauerstoffatom oder ein Rest NR^8a ist, wobei R^9a Wasserstoff oder C_1-6-Alkyl ist, und R^7a C_1-10-Alkyl, das gegebenenfalls ein oder zwei Doppelbindungen enthält, Aryl, Aryl-C_1-4-alkyl, Aryl-C_2-4-alkenyl, Halogen-C_1-6-alkyl oder C_1-6-Alkoxy-C_1-4-alkyl ist, und R^3a Wasserstoff bedeutet, oder R^2a und R^3a zusammen mit dem Kohlenstoffatom, an das sie gebunden sind, C=O oder C=NOR^9a bedeuten können (wobei R^9a C_1-6-Alkyl ist) und R^4a Hydroxyl, C_1-6-Alkoxy oder OC(=O)R^7a ist (wobei R^7a wie oben definiert ist), mit der Maßgabe, daß, wenn R^1a eine Hydroxylgruppe in der axialen Konfiguration bedeutet und R^4a Methoxy ist, R^2a dann nicht eine Gruppe in der axialen Konfiguration bedeuten kann, die ausgewählt ist aus Hydroxyl und
Das Verfahren nach Anspruch 1, wobei die Verbindung der Formel I Sordarin ist.
Das Verfahren nach Anspruch 1, wobei der phytopathogene Pilz ausgewählt ist aus der Gruppe, bestehend aus: Erysiphe graminis, Puccinia recondita, Stagnospora nodorum, Septoria tritici, Pyricularia oryzae, Phytophthora infestans, Plasmopara viticola und Botrytis cinerea.
Ein Verfahren zur Bekämpfung phytopathogener Pilze, umfassend die Verabreichung einer antifungal wirksamen Menge Sordarin an eine Pflanze, die eine solche Bekämpfung benötigt, wobei der genannte phytopathogene Pilz ausgewählt ist aus der Gruppe, bestehend aus: Erysiphe graminis, Puccinia recondita, Stagnospora nodorum, Septoria tritici, Pyricularia oryzae, Phytophthora infestans, Plasmopara viticola und Botrytis cinerea.
Ein Verfahren zur Herstellung von Sordarin, umfassend: Kultivieren eines Rosellina-subiculata-Stammes, der in der Lage ist, in einem Nährmedium, das assimilierbare Kohlenstoff- und Stickstoff-Quellen enthält, Sordarin zu erzeugen, und Gewinnung von Sordarin.
Ein Verfahren zur Herstellung von Sordarin, umfassend: Kultivieren eines Stammes des Pilzes MF 6232 (ATCC 74387), der in der Lage ist, in einem Nährmedium, das assimilierbare Kohlenstoff- und Stickstoff-Quellen enthält, Sordarin zu erzeugen, und Gewinnung von Sordarin.
Das Verfahren nach Anspruch 5, wobei das Rosellina subiculata ein Stamm ist, der die Identifizierungseigenschaften von ATCC 74386 besitzt.
Eine biologisch reine Rosellina-subiculata-Kultur mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74386.
Eine biologisch reine Kultur eines Pilzes mit den Identifizierungseigenschaften von ATCC 74387.