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Diese
Erfindung betrifft die allgemeinen Gebiete der Expression von rekombinantem
Protein und der Virologie. Genauer betrifft die Erfindung Glycoproteine,
die bei Diagnose, Behandlung und Prophylaxe der Infektion mit Hepatitis
C-Virus (HCV) hilfreich sind und Verfahren zur Herstellung solcher
Glycoproteine.
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Hintergrund
der Erfindung
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Nicht-A,
Nicht-B Hepatitis (NANBH) ist eine übertragbare Krankheit (oder
Familie von Krankheiten), von der angenommen wird, dass sie Virus-induziert
ist, und die von anderen Formen Virus-assoziierter Lebererkrankungen
wie etwa jenen, die vom Hepatitis A-Virus (HAV), Hepatitis B-Virus
(HBV), Hepatitis delta-Virus (HDV), Cytomegalievirus (CMV) oder Epstein-Barr-Virus
(EBV) verursacht werden, unterschieden werden können. Das epidemiologische
Erscheinungsbild legt nahe, dass es drei Typen der NANBH geben kann:
den durch Wasser übertragenen
epidemischen Typ; den Blut- oder Nadel-assoziierten Typ und den
sporadisch auftretenden, von einer Gemeinschaft erworbenen Typ.
Die Anzahl der verursachenden Agenzien ist unbekannt. Eine neue Virusart,
Hepatitis C-Virus, ist jedoch kürzlich
als die primäre
(möglicherweise
einzige) Ursache der durch Blut übertragenen
NANBH (BB-NANBH) identifiziert worden. Vgl. zum Beispiel PCT WO89/046699.
Hepatitis C scheint in einer Reihe von Ländern oder Regionen, einschließlich der
Vereinigten Staaten, Europa und Japan, die Hauptform der mit Transfusion
assoziierten Hepatitis zu sein. Es bestehen ebenso Anhaltspunkte,
die HCV mit der Induktion von Leberzellkarzinom in Zusammenhang
bringen. Daher besteht ein Bedarf für ein wirksames Verfahren zur
Verhinderung und Behandlung von HCV-Infektion.
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Der
Bedarf für
empfindliche, spezifische Verfahren zur Durchmusterung und Identifizierung
von HCV-Trägern
und HCV kontaminiertem Blut oder Blutprodukten ist bedeutend. Post-Transfusions-Hepatitis
(PTH) tritt bei annähernd
10% der Patienten auf, die ein Transfusion erhalten, und HCV ist
für bis zu
90% dieser Fälle
verantwortlich. Das Hauptproblem bei dieser Erkrankung ist das häufige Fortschreiten
hin zu einer chronischen Leberschädigung (25–55%).
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Sowohl
Patientenfürsorge
als auch die Verhinderung der Übertragung
von HCV durch Blut und Blutprodukte oder durch engen persönlichen
Kontakt erfordern zuverlässige
diagnostische und prognostische Verfahren zum Nachweis von Nucleinsäuren, Antigenen
und Antikörpern,
die zu HCV in Beziehung stehen. Zusätzlich besteht ebenso ein Bedarf
für wirksame
Impfstoffe und immuntherapeutische Mittel zur Verhinderung und/oder
Behandlung der Erkrankung.
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HCV
erscheint in dem Blut infizierter Personen im Vergleich zu anderen
infektiösen
Viren in sehr geringen Mengen, was den Nachweis des Virus sehr erschwert.
Die niedrige Virusbelastung ist wahrscheinlich der Hauptgrund dafür, dass
das verursachende Agens der NANB-Hepatitis so lange unentdeckt blieb.
Obwohl es jetzt cloniert worden ist, erweist sich HCV immer noch
als schwer zu kultivieren und zu vermehren. Demzufolge besteht ein
hoher Bedarf für
rekombinante Verfahren zur Herstellung von diagnostischen/therapeutischen/prophylaktischen
HCV-Proteinen.
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Zusätzlich besteht
ein großer
Bedarf für
einen HCV-Impfstoff. Es ist jedoch extrem schwierig, HCV in Zelllinien
zu kultivieren. Es ist daher bisher nicht möglich gewesen, abgeschwächte Virusstämme durch
serielle Passage in Gewebe/Zell-Kulturen herzustellen.
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Offenlegung der Erfindung
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Man
fand heraus, dass zwei HCV-Proteine, E1 und E2, Membran gebundene
Asialoglycoproteine zu sein scheinen, wenn sie in rekombinanten
Systemen exprimiert werden. Dies ist überraschend, denn Glycoproteine
verbleiben in Säugerarten
normalerweise nicht in Mannose terminierter Form, sondern werden
weiter mit anderen Kohlenhydraten modifiziert: die Mannose terminierte
Form ist typischerweise nur ein Zwischenstadium. Im Fall von E1
und E2 (wie sie in unseren Systemen exprimiert wurden), scheint
das Asialoglycoprotein die Endform zu sein. E1 (Hüllprotein
1) ist ein Glycoprotein mit einem Molekulargewicht von etwa 35 kD,
das von. der vorhergesagten E1-Region des HCV-Genoms translatiert wird.
E2 (Hüllprotein
2) ist ein Glycoprotein mit einem Molekulargewicht von etwa 72 kD,
das von der vorhergesagten NS1(nicht strukturelles Protein 1)-Region
des HCV-Genoms translatiert
wird, basierend auf dem flaviviralen HCV-Modell. Da virale Glycoproteine oft
hoch immunogen sind, sind E1 und E2 wichtigste Kandidaten zur Verwendung
in Immuntests und therapeutischen/prophylaktischen Impfstoffen.
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Die
Entdeckung, dass E1 und E2 nicht sialyliert sind, ist signifikant.
Die spezielle Form eines Proteins diktiert oft, welche Zellen als
geeignete Wirtszellen zur rekombinanten Expression dienen könnten. Prokaryonten
wie etwa E. coli glycosylieren Proteine nicht und sind allgemein
nicht für
die Produktion von Glycoproteinen zur Verwendung als Antigene geeignet,
weil die Glycosylierung oft für
die volle Antigenität,
Löslichkeit
und Stabilität
des Proteins wichtig ist. Einfachere Eukaryonten wie etwa Hefe und
Pilze glycosylieren Proteine, sind aber allgemein nicht in der Lage,
endständige
Sialinsäure-Reste
an die Kohlenhydratkomplexe anzufügen. Daher können Proteine,
die aus Hefe stammen, sich als Antigene von ihren natürlichen
(nicht rekombinanten) Gegenstücken unterscheiden.
Expression in Säugerzellen
wird für Anwendungen
bevorzugt, bei denen die Antigenität des Produktes wichtig ist,
da die Glycosylierung des rekombinanten Proteins die des Wildtyp-Virusproteins möglichst
genau widerspiegeln sollte.
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Neue
Erkenntnisse weisen darauf hin, dass sich das HCV-Virus während der
Infektion entweder durch den Asialoglycoprotein-Rezeptor, der auf
Hepatocyten gefunden wird, oder durch den Mannose-Rezeptor, der
auf Hepato-Endothelzellen und Makrophagen (besonders Kupfferschen
Zellen) gefunden wird, Eingang in Wirtszellen verschaffen kann. Überraschend
wurde herausgefunden, dass der größte Teil von natürlichem
E1 und E2 keine endständigen
Sialinsäure-Reste
enthält,
sondern nur im Kern glycosyliert ist. Ein kleiner Teil enthält zusätzlich endständiges N-Acetylglucosamin.
Es ist daher ein Gegenstand der vorliegenden Erfindung, Hüll-Glycoproteine
des HCV bereit zu stellen, denen alle oder nahezu alle endständigen Sialinsäure-Reste
fehlen.
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Ein
anderer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung
von Asialo-E1 oder -E2 unter Bedingungen, die die Addition von endständiger Sialinsäure verhindern,
z. B. durch Expression in Hefe oder durch Expression in Säugerzellen,
wobei Antibiotika zur Vereinfachung von Sekretion oder Freisetzung
verwendet werden.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Reinigung
von E1 oder E2 durch die Affinität
zu Lektinen, die endständige
Mannose-Reste oder endständige
N-Acetylglucosamin-Reste
binden.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist eine immunogene Zusammensetzung,
die ein rekombinantes Asialoglycoprotein, ausgewählt aus der aus HCV-E1 und
-E2 bestehenden Gruppe, in Verbindung mit einem pharmazeutisch verträglichen
Träger umfasst.
Optional kann man bei Bedarf ein immunologisches Adjuvans einschließen.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Immuntest-Reagenz, das
ein rekombinantes Asialoglycoprotein, ausgewählt aus der aus HCV-E1 und
-E2 bestehenden Gruppe, in Verbindung mit einem geeigneten Träger umfasst.
Ein anderes Immuntest-Reagenz der Erfindung umfasst ein rekombinantes
Asialoglycoprotein, ausgewählt
aus der aus HCV-E1 und -E2 bestehenden Gruppe, in Verbindung mit
einer geeigneten nachweisbaren Markierung.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung betrifft Dimere und Aggregate
höherer
Ordnung von E1 und/oder E2. Ein spezieller Gegenstand der Erfindung
ist ein E2-Komplex. Ein anderer spezieller Gegenstand der Erfindung
ist ein E1:E2-Heterodimer.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist eine Zusammensetzung eines
HCV-Impfstoffes, der E1:E2-Aggregate und einen pharmazeutisch verträglichen
Träger
umfasst.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Reinigung
von E1:E2-Komplexen.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Vermehrung
von HCV in Zellkultur, umfassend (a) Bereitstellung einer Zelle,
die einen Rezeptor exprimiert, ausgewählt aus der Gruppe, die aus
dem Mannose-Rezeptor und dem Asialoglycoprotein-Rezeptor besteht; (b) Infizierung der
Zelle mit HCV; und (c) Kultivierung der infizierten Zelle. Bevorzugt
exprimiert die Zelle einen rekombinanten Rezeptor.
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Verfahren zur Ausführung der
Erfindung
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A. Definitionen
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Der
Ausdruck „Asialoglycoprotein" bezeichnet ein glycosyliertes
Protein, das im Wesentlichen frei von Sialinsäure-Einheiten ist. Asiaoglycoproteine können rekombinant
oder durch Reinigung aus Zellkultur oder aus natürlichen Quellen hergestellt
werden. Zur Zeit stammen bevorzugte Asialoglycoproteine von HCV,
bevorzugt die Glycoproteine E1 und E2, am meisten bevorzugt rekombinantes
E1 und E2 (rEl und rE2). Ein Protein ist im Rahmen dieser Definition „im Wesentlichen
frei" von Sialinsäure, wenn
die Sialinsäure-Reste
in ihrer Menge die Bindung des Glycoproteins an Mannose-Bindungsproteine
wie etwa GNA nicht wesentlich stören.
Dieser Grad an Sialysierung wird allgemein erreicht werden, sobald
weniger als etwa 40% der gesamten N-gebundenen Kohlenhydrate Sialinsäure ist,
mehr bevorzugt weniger als etwa 30%, mehr bevorzugt weniger als
etwa 20%, mehr bevorzugt weniger als etwa 10%, mehr bevorzugt weniger
als etwa 5% und am meisten bevorzugt weniger als etwa 2%.
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Der
hierin verwendete Ausdruck „E1" bezeichnet ein Protein
oder Polypeptid, das innerhalb der ersten 400 Aminosäuren eines
HCV-Polyproteins exprimiert wird, es wird manchmal auch als E- oder S-Protein
bezeichnet. In seiner natürlichen
Form ist es ein Glycoprotein mit 35 kD, das in hohem Maß Membran
gebunden vorliegt. In den meisten natürlichen HCV-Stämmen ist
das E1-Protein im viralen Polyprotein im Anschluss an das C-(Kern-)Protein
codiert. Das E1-Protein erstreckt sich etwa von Aminosäure 192
bis etwa As383 des Gesamtlängen-Polyproteins. Der
hierin verwendete Ausdruck „E1" umschließt auch
Analoga und verkürzte
Mutanten, die immunologisch kreuzreaktiv mit natürlichem E1 sind.
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Der
hierin verwendete Ausdruck „E2" bezeichnet ein Protein
oder Polypeptid, das innerhalb der ersten 900 Aminosäuren eines
HCV-Polyproteins exprimiert wird, es wird manchmal auch als NS1-Protein
bezeichnet. In seiner natürlichen
Form ist es ein Glycoprotein mit 72 kD, das in hohem Maß Membran gebunden
vorliegt. In den meisten natürlichen HCV-Stämmen folgt
das E2-Protein auf das E1-Protein. Das E2-Protein erstreckt sich
von etwa As384 bis etwa As820. Der hierin verwendete Ausdruck „E2" umschließt auch
Analoga und verkürzte
Mutanten, die immunologisch kreuzreaktiv mit natürlichem E2 sind.
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Der
hierin verwendete Ausdruck „Aggregat" bezeichnet einen
Komplex aus E1 und/oder E2, der mehr als ein E1- oder E2-Monomer
enthält. E1:E1-Dimere,
E2:E2-Dimere und E1:E2-Heterodimere
sind alle im Rahmen dieser Definition "Aggregate". Zusammensetzungen der Erfindung können auch
größere Aggregate
umschließen
und können Molekulargewichte
von über
800 kD aufweisen.
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Der
hierin verwendete Ausdruck „Partikel" bezeichnet ein E1-,
E2- oder E1/E2-Aggregat, das im Elektronenmikroskop sichtbar ist
und eine Größe von mindestens
20 nm aufweist. Bevorzugte Partikel sind jene, die ein annähernd sphärisches
Erscheinungsbild und einen Durchmesser von etwa 40 nm im Elektronenmikroskop
haben.
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Der
hierin für
Proteine verwendet Ausdruck „gereinigt" bezieht sich auf
eine Zusammensetzung, bei der das gewünschte Protein mindestens 35%
des gesamten Proteinanteils in der Zusammensetzung umfasst. Das
gewünschte
Protein umfasst bevorzugt mindestens 40%, mehr bevorzugt mindestens
etwa 50%, mehr bevorzugt mindestens etwa 60%, noch mehr bevorzugt
mindestens etwa 70%, sogar noch mehr bevorzugt mindestens etwa 80%;
sogar noch mehr bevorzugt mindestens etwa 90% und am meisten bevorzugt
mindestens etwa 95% des gesamten Proteinanteils. Die Zusammensetzung
kann andere Verbindungen wie etwa Kohlenhydrate, Salze, Lipide,
Lösungsmittel
und dergleichen enthalten, ohne die Bestimmung der hierin verwendeten
prozentualen Reinheit zu beeinträchtigen.
Ein „isoliertes" HCV-Asialoglycoprotein
bezeichnet eine Zusammensetzung von HCV-Asialoglycoprotein, die
eine Reinheit von mindestens 35% aufweist.
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Der
hierin verwendete Ausdruck „Mannose-Bindungsprotein" bezeichnet ein Lektin
oder ein anderes Protein, das spezifisch Proteine bindet, die eine
Mannose terminierte Glycosylierung (z. B. Asialoglycoproteine) aufweisen,
zum Beispiel Mannose-bindende Lektine, Antikörper, die für Mannose-terminierte Glycosylierung
spezifisch sind, Mannose-Rezeptorprotein (R. A. B. Ezekowitz et
al., J Exp Med (1990) 176: 1785–94),
Asialoglycoprotein-Rezeptorproteine
(H. Kurata et al., J Biol Chem (1990) 265: 11295–98), Serum-Mannose-Bindungsprotein (I.
Schuffenecker et al., Cytogenet Cell Genet (1991) 56: 99–102; K.
Sastry et al., J Immunol (1991) 147: 692–97), Serum-Asialoglycoprotein-Bindungsprotein
und dergleichen. Mannose-Bindungslektine umschließen zum
Beispiel GNA, Concanavalin A (ConA) und andere Lektine mit ähnlichen
Bindungseigenschaften.
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Der
Ausdruck „GNA-Lektin" bezeichnet Agglutinin
von Galanthus nivalus, ein im Handel erhältliches Lektin, das Mannose
terminierte Glycoproteine bindet.
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Ein „rekombinantes" Glycoprotein bezieht sich
hierin auf ein von einem rekombinanten Polynucleodid exprimiertes
Glycoprotein, in dem das Strukturgen, das das Glycoprotein codiert,
unter der Kontrolle von Regulatorsequenzen exprimiert wird, die dem
Strukturgen natürlich
vorkommend nicht benachbart sind, oder in dem das Strukturgen modifiziert
ist. Zum Beispiel kann man einen Vektor herstellen, in dem das E1-Srukturgen
unter die Kontrolle eines funktionalen Fragments des Glycerindehyd-3-phosphat-Dehydrogenase-(GAPDH-)Promotors
der Hefe gestellt wird. Ein zur Zeit bevorzugter Promotor zur Verwendung
in Hefe ist der ADH2/GAP-Hybridpromotor, beschrieben im US-Patent
Nr. 4,880,734, der ein Fragment des GAPDH-Promotors in Kombination
mit der von der Alkoholdehydrogenase 2 stammenden, stromaufwärts gelegenen
Aktivierungssequenz verwendet. Modifikationen des Strukturgens können Substitution von
verschiedenen Codons mit degenerierten Codons (z. B. um von der
Wirtszelle bevorzugte Codons zu verwenden, um Spaltstellen für Restriktionsenzyme
zu eliminieren oder zu schaffen, um Haarnadelbildung zu kontrollieren
etc.) und Substitution, Insertion oder Deletion einer begrenzten
Anzahl von Codons, die unterschiedliche Aminosäuren codieren (bevorzugt sollten
nicht mehr als etwa 10%, mehr bevorzugt weniger als etwa 5% der
Anzahl der natürlichen
Aminosäuresequenz
geändert
werden) und dergleichen umfassen. In ähnlicher Weise bezeichnet ein „rekombinanter" Rezeptor ein Rezeptorprotein,
das von einem rekombinanten Polynucleotid exprimiert wird, in dem
das Strukturgen, das den Rezeptor codiert, unter der Kontrolle von
Regulatorsequenzen exprimiert wird, die natürlich vorkommend dem Strukturgen nicht
benachbart sind, oder in dem das Strukturgen modifiziert ist.
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Der
Ausdruck „isoliertes
Polypeptid" bezeichnet
ein Polypeptid, das im Wesentlichen frei von anderen HCV-Virusbestandteilen,
besonders Polynucleotiden, ist. Eine Polypeptid-Zusammensetzung ist „im Wesentlichen frei" von anderen Bestandteilen, wenn
das Gewicht des Polypeptids in der Zusammensetzung mindestens 70%
des Gewichtes des Polypeptids und anderen Bestandteilen zusammen beträgt, mehr
bevorzugt mindestens etwa 80%, noch mehr bevorzugt etwa 90% und
am meisten bevorzugt etwa 95% oder mehr. Zum Beispiel ist eine Zusammensetzung,
die 100 μg/ml
E1 und nur 3 μg/ml
andere HCV-Bestandteile (z. B. DNA, Lipide etc.) enthält, im Wesentlichen
frei von „anderen
HCV-Virusbestandteilen",
und daher befindet sich eine Zusammensetzung eines isolierten Polypeptids
innerhalb des Rahmens dieser Definition.
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Der
Ausdruck „Sekretionsleader" bezeichnet ein Polypeptid,
das, wenn es am N-terminalen Ende eines Proteins codiert ist, verursacht,
dass das Protein nach der Translation in das Kulturmedium der Wirtszelle
sekretiert wird. Der Sekretionsleader wird allgemein von der verwendeten
Wirtszelle abstammen. Zum Beispiel umschließen zur Verwendung in Hefe
geeignete. Sekretionsleader den α-Faktor-Leader
von Saccharomyces cerevisiae (vgl. US-Patent Nr. 4,870,008).
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Der
Ausdruck „niederer
Eukaryont" bezeichnet
Wirtszellen wie Hefe, Pilze und dergleichen. Niedere Eukaryonten
sind allgemein (aber nicht notwendigerweise) einzellig. Bevorzugte
niedere Eukaryonten sind Hefen, besonders Arten von Saccharomyces,
Schizosaccaromyces, Kluveromyces, Pichia, Hansenula und dergleichen.
Saccharomyces cerevisiae, S. carlsbergensis und K. lactis sind die
am häufigsten
verwendeten Hefewirte, und sie sind gebräuchliche Pilzwirte.
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Der
Ausdruck „höherer Eukaryont" bezeichnet Wirtszellen,
die von höheren
Tieren wie etwa Säugerarten,
Reptilien, Insekten und dergleichen abstammen. Zur Zeit bevorzugte
Wirtszellen höherer Eukaryonten
stammen vom chinesischen Hamster (z. B. CHO), Affen (z. B. COS- Zellen), Menschen
und Insekt (z. B. Spodoptera frugiperda). Die Wirtszellen können in
Suspensions- oder Flaschenkulturen, Gewebekulturen, Organkulturen
und dergleichen bereit gestellt werden.
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Der
Ausdruck „Calcium-Modulator" bezeichnet eine
Verbindung, die in der Lage ist, Calcium-Ionen innerhalb des endoplasmatischen
Retikulums zu komplexieren oder zu binden, oder sie beeinträchtigt die
Konzentration der Calcium-Ionen innerhalb des ER. durch ihre Wirkung
auf Calcium-Regulatorproteine (z. B. Calciumkanal-Proteine, Calciumpumpen etc.).
Geeignete Calcium-Modulatoren umschließen zum Beispiel Thapsigargin,
EGTA (Ethylenglycolbis[β-aminoethylether]
N,N,N',N'-Tetraessigsäure). Der
zur Zeit bevorzugte Modulator ist Thapsigargin (vgl. z. B. O. Thastup
et al., Proc. Nat. Acad. Sci. USA (1990) 87: 2466–70).
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Der
Ausdruck „imunogen" betrifft die Fähigkeit
einer Substanz, entweder allein oder in Verbindung mit einem Trägerstoff,
in Anwesenheit oder Abwesenheit eines Adjuvans, eine humorale und/oder zelluläre Immunantwort
auszulösen. „Neutralisation" bezeichnet eine
Immunantwort, die die Infektiösität eines
infektiösen
Agens entweder zum Teil oder vollständig blockiert. Ein „Impfstoff" ist eine immunogene Zusammensetzung,
die in der Lage ist, Schutz gegen HCV aufzubauen, entweder zum Teil
oder vollständig,
der nützlich
zur Behandlung eines Individuums ist.
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Der
Ausdruck „biologische
Flüssigkeit" bezeichnet eine
Flüssigkeit,
die von einem Organismus erhalten wurde, wie etwa Serum, Plasma,
Speichel, Verdauungssekret, Schleim und dergleichen. Allgemein wird
eine biologische Flüssigkeit
auf die Anwesenheit von HCV-Partikeln
durchmustert. Einige biologische Flüssigkeiten werden als Quelle
für andere Produkte
verwendet, wie etwa Gerinnungsfaktoren (z. B. Faktor VIII:C), Serumalbumin,
Wachstumshormone und dergleichen. In solchen Fällen ist es wichtig, dass die
Quelle der biologischen Flüssigkeit
frei von Viruskontamination wie etwa dem HCV ist.
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B. Grundsätzliches
Verfahren
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Die
E1-Region des HCV-Genoms wird in
EP 388,232 als
Region "E" beschrieben, während E2
als „NS1" beschrieben wird.
Die E1-Region umfasst etwa die Aminosäuren 192–383 im viralen Polyprotein
mit voller Länge.
Die E2-Region umfasst etwa die Aminosäuren 384–820. Die vollständigen Sequenzen von
Prototypen dieser Proteine (Stamm HCV-1) stehen in dem Fachgebiet
zu Verfügung
(vgl.
EP 388,232 ), ebenso
wie allgemeine Verfahren zur Clonierung und Expression der Proteine.
Sowohl E1 als auch E2 können
von einem Polynucleotid exprimiert werden, das die ersten 850–900 Aminosäuren des HCV-Polyproteins
codiert: in den meisten eukaryontischen Wirtszellen wird das anfängliche
Polyprotein in der posttranslationalen Prozessierung in C, E1 und E2
gespalten. Man kann das 5'-Ende
der Codierungsregion verkürzen,
um die Menge an produziertem Protein C zu vermindern.
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Die
Expression von Asialoglycoproteinen kann mit einer Reihe von Verfahren
durchgeführt werden.
Zum Beispiel kann man Expression in niederen Eukaryonten (wie etwa
Hefe) erreichen, die normalerweise Sialinsäure-Reste nicht an glycosylierte Proteine
anfügen.
Bei Hefe-Expressionssystemen wird zur Zeit bevorzugt, einen Sekretionsleader
wie etwa den α-Faktor-Leader von
S. cerevisiae einzusetzen, sodass das Protein nach der Translation
in das Kulturmedium exprimiert wird. Ebenso wird zur Zeit bevorzugt,
Mutanten zu verwenden, denen die Fähigkeit zur Glycosylierung
fehlt, wie etwa pmr1, da diese Mutanten nur die Kern-Glycosylierung durchführen und
oft heterologe Proteine mit höherer
Effizienz sekretieren (H. K. Rudolph et al., Cell (1989) 58: 133–45). Alternativ
kann man andere Hefearten einsetzen, wie etwa Pichia pastoris, die
Glycoproteine exprimieren, die 8–9 Mannose-Reste in einem Muster
enthalten, von dem man annimmt, dass es das Kern-Glycosylierungsmuster
widerspiegelt, das in Säugerarten
und bei S. cerevisiae beobachtet wird.
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Alternativ
kann man Expression in Säugerzellen
veranlassen und die endständige
Glycosylierung (Addition von Sialinsäure) blockieren. Rekombinante
Konstruktionen werden bevorzugt ein Sekretionssignal einschließen, um
sicher zu stellen, dass das Protein zum endoplasmatischen Retikulum
gelenkt wird. Der Transport zum Golgi-Apparat scheint von E1 und
E2 selbst blockiert zu werden: Expression von E1 oder E2 auf hohem
Niveau in Säugerzellen scheint
die Sekretion aller zellulären
Proteine am endoplasmatischen Retikulum oder cis-Golgi-Apparat zum
Stillstand zu bringen. Man kann zusätzlich eine Mutante mit einem
Glycolsylierungsdefekt verwenden. Vgl. zum Beispiel P. Stanley.
Ann. Rev. Genet. (1984) 18: 525–52.
In dem Fall, dass eine Glycosylierungs- oder Transport-Mutante E1
oder E2 mit Sialylierung exprimiert, können die endständigen Sialinsäure-Reste
durch Behandlung mit Neuraminidase entfernt werden.
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Der
Ertrag sollte durch die Verwendung eines Calcium-Modulators weiter
erhöht
werden, um die Freisetzung des Proteins aus dem Inneren des endoplasmatischen
Retikulums zu erreichen. Geeignete Modulatoren umschließen Thapsigargin,
EGTA und A23817 (vgl. z. B. O. Thastrup et al., Proc. Nat. Acad.
Sci. USA (1990) 87: 2466–70).
Zum Beispiel kann man eine große
Menge E1 oder E2 intrazellulär in
Säugerzellen
(z. B. CHO-, COS-, HeLa-Zellen und dergleichen) durch Transfektion
mit einem rekombinanten Vaccinia-Virusvektor exprimieren. Nachdem den
Zellen Zeit zur Proteinexpression und Akkumulation im endoplasmatischen
Retikulum gegeben wurde, werden sie einem Calcium-Modulator in einer Konzentration
ausgesetzt, die groß genug
ist, die Freisetzung des ER-Inhalts zu verursachen. Das Protein
wird darauf aus dem Kulturmedium zurück gewonnen, welches für den nächsten Durchlauf
erneuert wird.
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Zusätzlich kann
es vorteilhaft sein, eine verkürzte
Form des Hüllproteins
zu exprimieren. Sowohl E1 als auch E2 scheinen eine stark hydrophobe
Domäne
zu haben, die das Protein anscheinend innerhalb des endoplasmatischen
Retikulums verankert und eine wirksame Freisetzung verhindert. Es
kann daher der Wunsch bestehen, Teile der Sequenz zu entfernen,
die in einer oder mehreren der Regionen As170-190, As260-290 oder
As330-380 von E1 (Nummerierung vom Anfang des Polyproteins) und As660-830
von E2 vorkommen (vgl. zum Beispiel
20-1 in
EP 388,232 ). Es ist wahrscheinlich,
dass mindestens eine dieser hydrophoben Domänen eine Transmembran-Region
bildet, die für
die Antigenität des
Proteins nicht essentiell ist und die daher ohne nachteilige Wirkung
entfernt werden kann. Die am besten zu entfernende Region kann durch
Durchführung
einer begrenzten Anzahl von Deletionsexperimenten im Rahmen des
normalen Fachwissens bestimmt werden. Deletion des hydrophoben 3'-Endes von E2 hat
die Sekretion eines Teils des exprimierten E2 mit Sialylierung des
sekretierten Proteins zur Folge.
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Man
kann jeden aus einer Vielzahl von Vektoren verwenden, um Expression
zu erhalten. Niedere Eukaryonten wie Hefe werden typischerweise
mit Plasmiden unter Verwendung des Verfahrens der Calciumphosphatfällung transformiert,
oder sie werden mit einem rekombinanten Virus transfiziert. Die Vektoren
können
sich unabhängig
innerhalb der Wirtszelle replizieren, oder sie können in das Genom der Wirtszelle
integriert werden. Höhere
Eukaryonten können
mit Plasmiden transformiert werden, werden aber typischerweise mit
einem rekombinanten Virus infiziert, zum Beispiel einem rekombinanten
Vaccinia-Virus. Vaccinia ist besonders bevorzugt, da die Infektion
mit Vaccinia die Expression von Proteinen der Wirtzelle zum Stoppen
bringt. Zur Zeit bevorzugte Wirtszellen umschließen HeLa- und Plasmacytom-Zelllinien.
Für das
vorliegende System bedeutet dies, dass E1 und E2 wie bei den meisten
glycosylierten Arten im ER der Wirtszelle akkumuliert werden. Da
rEl und rE2 die vorherrschenden Glycoproteine sein werden, die Mannose
terminiert sind, können
sie leicht unter Verwendung von Lektinen wie etwa Agglutinin von
Galanthus nivalus (GNA), das endständige Mannose-Reste bindet,
aus den Zellen gereinigt werden.
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Proteine,
die natürlich
als Mannose terminierte Glycoproteine exprimiert werden, sind in
der Physiologie von Säugerarten
relativ selten. In den meisten Fällen
ist ein Säuger-Glycoprotein
nur in einem unbeständigen
Zwischenstadium in der Glycosylierungs-Reaktionskette Mannose terminiert.
Die Tatsache, dass rekombinant exprimierte HCV-Hüllproteine Mannose-terminierte Glycosylierung
oder (in geringerem Maße)
N-Acetylglucosamin enthalten, bedeutet, dass HCV-Proteine und ganze
Virionen abgetrennt und zum Teil von endogenen Proteinen gereinigt
werden können,
indem Lektine verwendet werden, die für endständige Mannose oder N-Acetylglucosamin
spezifisch sind. Die rekombinanten Proteine scheinen authentisch
zu sein, und es wird angenommen, dass sie im Wesentlichen mit den
Hüllproteinen
identisch sind, die im reifen, freien Virion oder als eine Form
von Zell-assoziiertem
Hüllprotein
angetroffen werden. Daher kann man Lektine wie etwa GNA für Mannose
terminierte Proteine und WGA (Weizenkeim-Agglutinin) und seine Äquivalente
für N-Acetylglucosamin
terminierte Proteine verwenden. Man kann an eine feste Phase (z.
B. eine Lektin-Sepharose®-Säule) gebundenes Lektin verwenden,
um E1 und E2 aus Zellkultur-Überständen und
anderen Flüssigkeiten
abzutrennen, z. B. zur Reinigung während der Produktion von Antigenen
zur Verwendung als Impfstoff oder im Immuntest.
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Alternativ
kann man ein geeignetes Lektin einsetzen, um E1, E2 oder HCV-Virionen
aus Flüssig-
oder Gewebeproben von Individuen zu isolieren, die unter dem Verdacht
stehen, HCV-infiziert zu sein. Da Mannose terminierte Glycoproteine
relativ selten sind, sollte eine solche Prozedur dazu dienen, die
in der Probe anwesenden Proteine zu reinigen, wobei der Hintergrund
wesentlich reduziert wird. Nach der Bindung an Lektin kann das HCV-Protein
unter Verwendung von anti-HCV-Antikörpern nachgewiesen werden.
Wenn ganze Virionen vorliegen, kann man alternativ HCV-Nucleinsäuren nachweisen,
indem PCR-Techniken oder andere Verfahren zur Amplifikation von
Nucleinsäuren
verwendet werden, die auf die konservierten Regionen des HCV-Genoms
gerichtet sind (zum Beispiel die nicht-codierende 5'-Region). Dieses
Verfahren erlaubt Isolierung und Charakterisierung von sich unterscheidenden HCV-Stämmen ohne
Berücksichtigung
von Antigen-Drift oder Variation, z. B. in Fällen, in denen ein neuer Stamm
immunologisch nicht kreuzreaktiv mit dem Stamm ist, der zur Herstellung
der Antikörper verwendet
wurde. Es gibt viele weitere Wege, Vorteile der einzigartigen Erkennung
von Mannose terminierten Glycoproteinen durch bestimmte Lektine
zu nutzen. Zum Beispiel kann man Proben, die im Verdacht stehen,
HCV-Virionen oder -Proteine zu enthalten, mit Biotin oder Avidin
markierten Lektinen inkubieren und den Protein-Lektin-Komplex mit
Avidin oder Biotin ausfällen.
Man kann die Affinität
von Lektin für
HCV-Proteine auch dafür
nutzen, um Verbindungen für
therapeutische Zwecke auf Virionen zu lenken, zum Beispiel durch
Bindung einer antiviralen Verbindung an GNA. Alternativ kann man
geeignete Lektine verwenden, um Mannose terminierte Glycoproteine
aus Serum- oder Plasmafraktionen zu entfernen, um auf diese Weise
das Risiko der HCV-Kontaminierung
zu reduzieren oder auszuschließen.
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Es
wird zur Zeit bevorzugt, E1- und/oder E2-Asialoglycoproteine aus
rohen Zelllysaten zu isolieren, indem sie mit einem immobilisierten
Mannose-Bindungsprotein, besonders einem Lektin wie etwa ConA oder
GNA inkubiert werden. Die Zellen werden z. B. durch mechanischen
Aufbruch in einer hypotonischen Pufferlösung mit anschließender Zentrifugation
lysiert, um ein postnukleäres
Lysat herzustellen, und weiter zentrifugiert, um eine rohe mikrosomale
Membranfraktion zu erhalten. Die rohe Membranfraktion wird anschließend in
einer Pufferlösung solubilisiert,
die ein Detergenz wie etwa Triton X-100, NP40 oder dergleichen enthält. Dieser
Detergenz-Extrakt wird durch Zentrifugation von unlöslichen
Bestandteilen weiter geklärt,
und das resultierende, geklärte
Lysat wird in einer Chromatographiesäule, die ein immobilisiertes
Mannose-Bindungsprotein enthält,
bevorzugt GNA, gebunden an eine feste Unterlage wie etwa Agarose
oder Sepharose®,
für einen
zur Bindung ausreichenden Zeitraum inkubiert, typischerweise 16
bis 20 Stunden. Die Suspension wird dann auf die Säule gegeben,
bis E1/E2 im Eluent zu erscheinen beginnen, sie wird dann in der Säule für einen
Zeitraum inkubiert, der für
die Bindung ausreichend ist, typischerweise etwa 12–24 Stunden.
Das gebundene Material wird dann mit einer zusätzlichen, ein Detergenz (z.
B. Triton X-100, NP40 oder dergleichen) enthaltenden Pufferlösung gewaschen
und mit Mannose eluiert, um gereinigtes Asialoglycoprotein zu erhalten.
Während
der Eluierung ist es bevorzugt, nur so lange zu eluieren, bis das
Protein im Eluat zu erscheinen beginnt; an diesem Punkt wird die
Eluierung gestoppt und der Säule erlaubt, über 2–3 Stunden
zu äquilibrieren,
bevor die Eluierung des Proteins fortgeführt wird. Man nimmt an, dass
auf diese Weise der langsamen Ablösungsrate, die für umfangreiche
Proteinaggregate erwartet wird, ausreichend Zeit gegeben wird. In
Fällen,
in denen E1 und E2 zusammen in ihrer natürlichen Form (d. h. ohne Verkürzung der
Membranbindungs-Domäne)
exprimiert werden, erscheint eine wesentliche Fraktion der Asialoglycoproteine
als E1:E2-Aggregate. Werden diese Aggregate im Elektronenmikroskop untersucht,
erscheint ein signifikanter Anteil von ihnen als annähernd sphärische Partikel
mit einem Durchmesser von etwa 40 nm, was der für ein intaktes Virus erwarteten
Größe entspricht.
Diese Partikel scheinen selbst-aggregierende subvirale Partikel
zu sein. Es wird erwartet, dass diese Aggregate eine quartäre Struktur
aufweisen, die der Struktur authentischer HCV-Virionpartikel sehr ähnlich ist,
und es wird daher erwartet, dass sie sich als hoch immunogene Impfstoffe
eignen.
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Die
E1/E2-Komplexe können
durch Gelchromatographie auf einem basischen Medium, zum Beispiel
Fractogel-DEAE oder DEAE-Sepharose®, weiter
gereinigt werden. Bei der Verwendung von Fractogel-DEAE-Gelchromatographie
kann man E1/E2-Komplexe in einer Reinheit von annähernd 60–80% erhalten.
Man kann E1 weiter durch Behandlung mit Lysin-Protease reinigen, denn E1 besitzt 0–1 Lys-Reste.
Die Behandlung des Komplexes mit Lysin-Protease zerstört E2 und ermöglicht eine
leichte Abtrennung von E1.
-
Die
Gewebespezifität
von HCV, in Verbindung mit der Beobachtung, dass HCV-Hüll-Glycoproteine Mannose
terminiert sind, legt nahe, dass das Virus den Mannose-Rezeptor
oder den Asialoglycoprotein-Rezeptor (ASGR) benutzt, um sich Eintritt
in Wirtszellen zu verschaffen. Mannose-Rezeptoren finden sich auf
Makrophagen und sinusoidalen Leberzellen, während der ASGR auf parenchymatischen Leberzellen
angetroffen wird. Es sollte daher möglich sein, HCV in Kultur zu
halten, indem man Wirtszellen verwendet, die einen oder beide dieser
Rezeptoren exprimieren. Man kann entweder Primärzell-Kulturen, die den Rezeptor
natürlicherweise
exprimieren, unter Bedingungen verwenden, bei denen der Rezeptor
erhalten bleibt, oder man kann eine andere Zelllinie wie etwa HeLa,
CHO, COS und dergleichen, mit einem Vektor transfizieren, der die
Expression des Rezeptors zur Verfügung stellt. Clonierung des Mannose-Rezeptors
und seine Transfektion und Expression in Fibroblasten ist von M.
E. Taylor et al., J. Biol. Chem. (1990) 265: 12156–62 gezeigt
worden. Clonierung und Sequenzierung des ASGR wurden von K. Drickamer
et al., J. Biol. Chem. (1984) 259: 770–78 und M. Spiess et al., Proc.
Nat. Acad. Sci. USA (1985) 82: 6465–69 gezeigt; Transfektion und Expression
eines funktionalen ASGR in HTC-Zellen der Ratte wurden von M. McPhaul
und P. Berg. Proc. Nat. Acad. Sci. USA (1986) 83: 8863–67 und
M. McPhaul und P. Berg, Mol. Cell. Biol. (1987) 7: 1841–47 beschrieben.
Es ist daher möglich,
einen oder beide Rezeptoren in geeignete Zelllinien zu transfizieren und
die entstehenden Zellen als Wirte zur Zucht von HCV in Kultur zu
verwenden. Serielle Passage von HCV in solchen Kulturen sollte in
der Entwicklung von abgeschwächten
Stämmen
münden,
die zur Verwendung als Lebendimpfstoff geeignet sind. Man kann statt
dessen auch Primärzell-Kulturen, die den
Rezeptor natürlicherweise
exprimieren, unter Bedingungen verwenden, bei denen der Rezeptor
erhalten bleibt, oder man kann eine andere Zelllinie wie etwa HeLa,
CHO, COS und dergleichen mit einem Vektor transfizieren, der die
Expression des Rezeptors zur Verfügung stellt. Clonierung des
Mannose-Rezeptors und seine Transfektion und Expression in Fibroblasten
sind von Taylor et al., vorstehend, gezeigt worden, während Transfektion
und Expression eines funktionalen ASGR in HTC-Zellen der Ratte von
McPhaul et al., vorstehend, beschrieben wurden. Es wird zur Zeit
bevorzugt, eine immortalisierte Zelllinie zu verwenden, die mit
einem oder beiden rekombinanten Rezeptoren transfiziert ist.
-
Immunogene
Zusammensetzungen können nach
den auf dem Fachgebiet bekannten Verfahren hergestellt werden. Die
vorliegenden Zusammensetzungen enthalten eine immunogene Menge eines Polypeptids,
z. B. E1, E2 oder E1/E2-Partikel-Zusammensetzungen, gewöhnlich kombiniert
mit einem pharmazeutisch verträglichen
Träger,
der bevorzugt darüber
hinaus ein Adjuvans enthält.
Falls ein „Cocktail" erwünscht ist,
kann eine Kombination von HCV-Polypeptiden
wie etwa zum Beispiel E1- plus E2-Antigene für eine erhöhte Wirksamkeit zusammengemischt
werden. Von den Virus-ähnlichen
Partikeln der E1/E2-Aggregate wird erwartet, dass sie ein besonders
nützliches
Impfstoff Antigen liefern. Immunogene Zusammensetzungen können Tieren verabreicht
werden, um die Produktion von Antikörpern anzuregen, entweder um
als Quelle für
Antikörper
zu dienen oder um schützende
Immunität
im Tier hervor zu rufen.
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Pharmazeutisch
verträgliche
Träger
umschließen
jeden Träger,
der nicht selbst die Produktion von Antikörpern hervor ruft, die gefährlich für das Individuum
sind, das die Zusammensetzung erhält. Geeignete Träger sind
typischerweise große
Makromoleküle,
die langsam abgebaut werden, wie etwa Proteine, Polysaccharide,
Polymilchsäuren,
Polyglycolsäuren,
polymere Aminosäuren,
Aminosäure-Copolymere
und inaktive Viruspartikel. Solche Träger sind Fachleuten auf diesem
Gebiet wohlbekannt.
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Bevorzugte
Adjuvantien zur Verstärkung
der Wirksamkeit der Zusammensetzung umschließen, sind aber nicht auf diese
begrenzt, Aluminiumhydroxid („alum"), N-Acetylmuramyl-L-threonyl-D-isoglutamin
(thr-MDP), wie im US-Patent Nr. 4,606,918 beschrieben, N-acetylnormuramyl-L-alanyl-D-isoglutamin
(nor-MDP), N-acetylmuramyl-L-alanyl-D-isoglutaminyl-L-alanin-2-(1'-2'-dipalmitoyl-sn-glycero-3-hydroxyphosphoryloxy)ethylamin
(MTP-PE) und RIBI, das in einer 2%igen Squalen/Tween®80-Emulsion drei
Bestandteile, Monophosphoryl-Lipid A, Trehalose-dimycolat und Zellwandskelett
(MPL + mM + CWS), enthält,
die aus Bakterien extrahiert wurden. Zusätzlich können Adjuvantien wie etwa Stimulon (Cambridge
Bioscience, Worcester, MA) verwendet werden. Darüber hinaus können Komplettes
Freundsches Adjuvans (CFA) und inkomplettes Freundsches Adjuvans
(IFA) für
nicht-menschliche Anwendungen und zu Forschungszwecken eingesetzt
werden.
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Die
immunogenen Zusammensetzungen werden typischerweise pharmazeutisch
verträgliche Vehikel
wie etwa Wasser, Kochsalzlösung,
Glycerin, Ethanol etc. enthalten. Zusätzlich können unterstützende Substanzen
wie etwa benetzende oder emulgierende Agenzien, den pH-Wert puffernde
Substanzen und dergleichen in solche Vehikel eingeschlossen sein.
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Typischerweise
werden die immunogenen Zusammensetzungen als Injektionslösungen hergestellt,
entweder als flüssige
Lösungen
oder als Suspensionen; feste Formen, die zur Lösung oder Suspension in flüssigen Vehikeln
vor der Injektion geeignet sind, können ebenfalls hergestellt
werden. Das Präparat
kann auch zur Verstärkung
der Adjuvanswirkung emulgiert oder in Liposomen eingeschlossen werden.
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Immunogene
Zusammensetzungen, die als Impfstoffe verwendet werden, enthalten
eine immunologisch wirksame Menge des HCV-Polypeptids sowie einen
anderen der vorstehend genannten Bestandteile, falls notwendig. „Immunologisch
wirksame Menge" bedeutet,
dass die Verabreichung dieser Menge an ein Individuum, entweder
in einer einzelnen Dosis oder als Teil einer Serie, eine wirksame Behandlung,
wie vorstehend definiert, darstellt. Diese Menge variiert in Abhängigkeit
von der Gesundheit und dem physischen Zustand des zu behandelnden
Individuums, der taxonomischen Gruppe des zu behandelnden Individuums
(z. B. nicht menschlicher Primat, Primat etc.), der Fähigkeit
des Immunsystems des Individuums, Antikörper zu synthetisieren, dem
gewünschten
Grad des Schutzes, der Formulierung des Impfstoffes, der Einschätzung der
medizinischen Situation vom behandelnden Arzt, des Stammes des infizierenden
HCV und anderen relevanten Faktoren. Es wird erwartet, dass die
Menge in einem relativ breiten Bereich liegen wird, der durch Routineversuche
bestimmt werden kann.
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Die
selbst-organisierenden E1/E2-Aggregate können ebenfalls als Impfstoffträger dienen,
um heterologe (nicht-HCV) Haptene zu präsentieren, in gleicher Weise
wie das Hepatitis B-Oberflächen-Antigen
(vgl. Europäische
Patentanmeldung 174,444). Bei dieser Anwendung liefern die E1/E2-Aggregate einen
immunologischen Träger,
der in der Lage ist, eine Immunantwort auf Haptene oder Antigene,
die an die Aggregate gebunden sind, zu stimulieren. Das Antigen
kann entweder durch herkömmliche
chemische Verfahren gebunden sein, oder es kann in das E1 und/oder
E2 codierende Gen an eine Stelle cloniert sein, die einer hydrophilen
Region des Proteins entspricht.
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Die
immunogenen Zusammensetzungen werden gewöhnlich parenteral verabreicht,
typischerweise durch Injektion, zum Beispiel subkutan oder intramuskulär. Zusätzliche Formulierungen,
die für
andere Verabreichungsarten geeignet sind, umschließen orale
Formulierungen und Zäpfchen.
Dosierungen können
nach einem Einzeldosen-Zeitplan oder einem Vielfachdosen-Zeitplan
vorgenommen werden. Der Impfstoff kann in Verbindung mit anderen immunregulatorischen
Agenzien verabreicht werden.
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C. Beispiele
-
Die
nachstehend angeführten
Beispiele werden als weitere Anleitung für die anwendenden Fachleute
auf dem Gebiet gegeben und dienen nicht dazu, die Erfindung in irgendeiner
Weise einzugrenzen.
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Beispiel 1
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Clonierung und Expression
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(A)
Vektoren werden aus Plasmiden konstruiert, die den 5'-Abschnitt des HCV-Genoms
enthalten, wie in
EP 318,216 und
EP 388,232 beschrieben wurde.
Die Kassette HCV(S/B) enthält
ein StuI-BglII-DNA-Fragment, das das 5'-Ende des Polyproteins von Met
1 bis zu Leu
906 codiert,
beginnend bei Nucleotid –63,
bezogen auf Met
1. Dies umschließt das Kernprotein
(C), das E1-Protein (gelegentlich auch als S bezeichnet), das E2-Protein
(auch als NS 1 bezeichnet) und einen 5'-Abschnitt der NS2a-Region. Während der
Expression der Konstruktion werden die einzelnen C-, E1- und E2-Proteine
durch proteolytische Prozessierung gebildet.
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Kassette
HCV(A/B) enthält
ein ApaLI-BglII DNA-Fragment, das das 5'-Ende des Polyproteins von Met1 bis zu Leu906 codiert,
beginnend bei Nucleotid –6,
bezogen auf Met1. Dies umschließt das Kernprotein
(C), das E1-Protein (gelegentlich auch als S bezeichnet), das E2-Protein
(auch als NS1 bezeichnet) und einen 5'-Abschnitt der NS2a-Region. Während der
Expression der Konstruktion werden die einzelnen C-, E1- und E2-Proteine
durch proteolytische Prozessierung gebildet.
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Kassette
C-E1(S/B) (ein StuI-BamHI-Abschnitt) enthält das 5'-Ende von Met1 bis
zu Ile340 (eine BamHI-Stelle im Gen). Expression
dieser Kassette führt
zur Expression von C und einem etwas verkürzten E1 (E1'). Der am 3'-Ende verkürzte Abschnitt ist
eine hydrophobe Region, von der man annimmt, dass sie als Translokationssignal
dient.
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Kassette
NS1(B/B) (ein BamHI-BglII-Abschnitt) enthält einen kleinen 3'-Abschnitt von E1 (von
Met3064), das gesamte E2 und einen Abschnitt von
NS2a (bis zu Leu906). In dieser Konstruktion
dient das E1-Fragment als Translokationssignal.
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Kassette
TPA-NS1 verwendet anstatt des 3'-Abschnitts
von E1 einen Gewebe-Plasminogen-Aktivator
(tPA)-Leader des Menschen als ein Translokationssignal. Die Kassette
enthält
eine verkürzte
Form von E2, von Gly406 bis Glu661,
in der das hydrophobe 3'-Ende
deletiert ist.
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Jede
Kassette wurde zur Transkription und Translation unter Verwendung
von T7- und Retikulocyten vom Kaninchen zur Expression in vitro,
mit einer und ohne eine synthetische, nicht-codierende 5'-β-Globulin-Sequenz, in den Vektor
pGEM3Z (Promega) inseriert. Rekombinante Vektoren des Vaccinia-Virus
(rVV) wurden durch Insertion der Kassetten in das Plasmid pSC11
(erhalten von Dr. B. Moss, NIH) und anschließender Rekombination mit dem Vaccinia-Virus
hergestellt, wie von Charkrabarty et al., Mol. Cell. Biol. (1985)
5: 3403–09
beschrieben wurde.
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(B)
Ein anderer Expressionsvektor wurde durch Insertion von HCV(A/A)
zwischen die StuI- und SpeI-Stellen
von pSC59 (erhalten von Dr. B. Moss, NIH) und anschließender Rekombination
mit dem Vaccinia-Virus hergestellt, wie von Charkrabarty et al.,
Mol. Cell. Biol. (1985) 5: 3403–09
beschrieben wurde.
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(C)
HeLa-S3-Zellen wurden durch Zentrifugation über 7 Minuten bei 2000 UpM
bei Zimmertemperatur in sterilen 500 ml-Zentrifugenflaschen (JA-10 Rotor)
gesammelt. Die Pellets wurden auf eine Endkonzentration von 2 × 107 Zellen/ml in zusätzlichem Kulturmedium (von
Joklik modifiziertes MEM-Spinner-Medium + 5% Pferdeserum und Gentamicin) („Spinner-Medium") resuspendiert.
Ein Ultraschall behandelter wilder vv/SC59-HCV-Virusstamm wurde bei einer Multiplizität der Infektion
von 8 PBE/Zelle zugegeben, und das Gemisch wurde bei 37°C über 30 Minuten
gerührt.
Die infizierten Zellen wurden dann in eine Spinner-Flasche überführt, die
8 1 Spinner-Medium enthielt und über
3 Tage bei 37°C
inkubiert.
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Die
kultivierten Zellen wurden dann durch Zentrifugation gesammelt,
und die Pellets in Pufferlösung
(10 mM Tris-HCl, pH-Wert 9,0, 152 ml) resuspensiert. Die Zellen.
wurden darauf unter Verwendung eines 40 ml-Dounce-Homogenisators
(50 Hübe)
homogenisiert und die Kerne durch Zentrifugation (5 Minuten, 1600
UpM, 4°C,
JA-20 Rotor) pelletiert. Die Kernpellets wurden in Tris-Pufferlösung (24 ml)
resuspendiert, rehomogenisiert und wiederum pelletiert, wobei alle Überstände vereinigt
wurden.
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Das
zusammengegebene Lysat wurde in 10 ml-Aliquots aufgeteilt und 3 × 30 Minuten
in einem Cuphorn-Ultraschallgerät
bei mittlerer Stärke
mit Ultraschall behandelt. Das Ultraschall behandelte Lysat (15
ml) wurde auf 17 ml-Saccharose-Kissen (36%) in SW28-Zentrifugengefäßen geschichtet
und bei 13.000 UpM über
80 Minuten bei 4°C
zentrifugiert, um das Virus zu pelletieren. Das Viruspellet wurde
in 1 ml Tris-Pufferlösung
(1 mM Tris-HCl,
pH-Wert 9,0) resuspendiert und bei –80°C tiefgefroren.
-
Beispiel 2
-
Vergleich von in vitro-
und in vivo-Produkten
-
(A)
E1 und E2 wurden unter Verwendung der in Beispiel 1 vorstehend beschriebenen
Vektoren sowohl in vitro als auch in vivo exprimiert und mit 35S-Met markiert. BSC-40- und HeLa-Zellen
wurden mit den rVV-Vektoren zur in vivo-Expression infiziert. Sowohl
das Medium als auch die Zelllysate wurden auf rekombinante Proteine
untersucht. Die Produkte wurden unter Verwendung von menschlichem HCV-Immunserum
immunpräzipitiert,
während
in vitro-Proteine direkt analysiert wurden. Die resultierenden Proteine
wurden mittels SDS-PAGE analysiert.
-
Das
Retikulocyten-Expressionssystem (pGEM3Z mit HCV(S/B) oder HCV(A/B)
produzierte C-, E1- und E2-Proteine, die Molekulargewiehte von etwa
18 kD, 35 kD, bzw. 72 kD aufwiesen. Lysate von BSC-40- und HeLa-Zellen,
die mit HCV(S/B), HCV(A/B) oder C-E1(S/B) enthaltenden rVV transfiziert
worden waren, zeigten die gleichen Proteine. Da das Retikulocyten-System
keine wirksame Golgi-Prozessierung liefert und daher keine Sialinsäure liefert,
legt die Tatsache, dass sowohl in vitro- als auch in vivo-Produkte
identische Mobilitäten
aufweisen, nahe, dass die Proteine in vivo nicht sialyliert werden.
Nur der TPA-NS1
enthaltende rVV-Vektor führte
zu einer extrazellulären
Sekretion von E2, das, übereinstimmend
mit der Sialylierung, eine veränderte
Mobilität
zeigte.
-
(B)
HCV(S/B) wurde in vitro exprimiert und mit einer Reihe biotinylierter
Lektine inkubiert: GNA, SNA, PNA, WGA und ConA. Im Anschluss an
die Inkubation wurden die Komplexe auf Avidin-Acryl-Perlen gesammelt,
gewaschen, mit Laemmli-Probenpufferlösung eluiert und mittels SDS-PAGE
analysiert. Die Ergebnisse zeigten, dass E1 und E2 sich an GNA und
ConA banden, was die Anwesenheit von Mannose anzeigt. GNA bindet
endständige
Mannose-Gruppen, während
ConA jede α-gebundene
Mannose bindet. Das Fehlen der Bindungen an SNA, PNA und WGA zeigt
an, dass keines der Proteine Sialinsäure, Galactose-N-acetylgalactosamin
oder N-Acetylglucosamin enthielt.
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(C)
Radiomarkiertes E1 und E2 wurden in BSC-40-Zellen durch Infektion
mit rVV, der HCV(S/B) (vv/SC11-HCV) enthielt, produziert und mit
menschlichem HCV+-Immunserum immunpräzipitiert.
Eine Hälfte
des durch die Immunfällung
erhaltenen Materials wurde über
Nacht mit Neuraminidase behandelt, um jegliche Sialinsäure zu entfernen.
Nach der Behandlung wurden die behandelten und nicht behandelten
Proteine mittels SDS-PAGE analysiert. Es wurde kein signifikanter
Unterschied in der Mobilität beobachtet,
was auf das Fehlen von Sialylierung in vivo hinweist.
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(D)
Radiomarkiertes E1 und E2 wurden in BSC-40-Zellen durch Infektion
mit rVV, der HCV(A/B) (vv/SC59-HCV) enthielt, produziert und entweder
mit menschlichem HCV+-Serum immunpräzipitiert oder unter Verwendung
von biotinyliertem GNA-Lektin, das an Acrylperlen gebunden war,
ausgefällt,
wobei von HCV-Sequenzen freies vv/SC11 als Kontrolle verwendet wurde.
Die Niederschläge
wurden mittels SDS-PAGE analysiert. Die Daten zeigten, dass E1 und
E2 die überwiegenden
Arten von Mannose terminierten Proteinen in vv/SC59-HCV infizierten
Zellen waren. Bei der Fällung
von E1 und E2 aus dem Zellkultur-Medium war GNA ebenso wirksam wie menschliche
Antiseren. Es wurde eine 25 kD-Komponente beobachtet, die jedoch
spezifisch für
Vaccinia infizierte Zellen zu sein scheint.
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Beispiel 3
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Reinigung unter Verwendung
von Lektin
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(A)
HeLa-S3-Zellen wurden mit gereinigtem vv/SC59-HCV-Virusstamm mit
hohem Titer mit einer Multiplizität der Infektion von 5 PBE/Zelle
angeimpft, und das Gemisch wurde bei 37°C über 30 Minuten gerührt. Die
infizierten Zellen wurden dann in eine Spinner-Flasche übertragen,
die 8 1 Spinner-Medium enthielt, und über 3 Tage bei 37°C inkubiert.
Die Zellen wurden durch Zentrifugation wieder gesammelt und in hypotonischem
Puffer (20 mM HEPES, 10 mM NaCl, 1 mM MgCl2,
120 ml) auf Eis resuspendiert. Die Zellen wurden darauf mit einem
Dounce-Homogenisator homogenisiert (50 Hübe), und die Kerne durch Zentrifugation
(5 Minuten, 1600 UpM, 4°C,
JA-20 Rotor) gefällt.
Die Pellets wurden zusammengegeben, in 48 ml hypotonischer Pufferlösung resuspendiert, rehomogenisiert,
rezentrifugiert, wiederum zusammengegeben und bei –80°C tiefgefroren.
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Die
tiefgefrorenen Überstände wurden
dann aufgetaut, und die mikrosomale Membranfraktion des post-nukleären Lysats
wurde durch Zentrifugation über
20 Minuten mit einem JA-20 Rotor mit 13.500 UpM bei 4°C isoliert.
Der Überstand
wurde durch Absaugen entfernt.
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Die
Pellets wurden in 96 ml Detergens-Pufferlösung (20 mM Tris-HCl, 100 mM
NaCl, 1 mM EDTA, 1 mM DDT, 0,5% Triton X-100, pH-Wert 7,5) aufgenommen
und homogenisiert (50 Hübe).
Das Produkt wurde durch Zentrifugation über 20 Minuten bei 13.500 UpM,
4°C geklärt, und
die Überstände wurden
gesammelt.
-
Eine
GNA-Agarose-Säule
(1 cm × 3
cm, Perlen mit 3 mg GNA/ml, 6 ml Bettvolumen, Vector Labs, Burlingame,
CA) wurde mit Detergens-Pufferlösung prä-äquilibriert.
Die Überstand-Probe wurde unter Rezirkulation
bei einer Flussrate von 1 ml/min über 16–20 Stunden bei 4°C auf die
Säule gegeben.
Die Säule
wurde dann mit Detergens-Pufferlösung
gewaschen.
-
Die
gereinigten E1/E2-Proteine wurden mit α-D-Mannosid (0,9 M in Detergens-Pufferlösung) mit einer
Flussrate von 0,5 ml/Minute eluiert. Die Eluierung wurde beim Erscheinen
von E1/E2 im Eluat gestoppt, und der Säule wurde gestattet, über 2–3 Stunden
zu reäquilibrieren.
Die Fraktionen wurden mittels Western-Blot-Analyse und Silberfärbung analysiert. Peak-Fraktionen wurden
vereinigt und UV-Strahlung ausgesetzt, um noch bestehende Vaccinia-Viren zu inaktivieren.
-
(B)
Mit GNA-Agarose gereinigte E1- und E2-Asialoglycoproteine wurden
durch 20–60%
Glycerin-Gradienten sedimentiert. Die Gradienten wurden fraktioniert,
und die Proteine wurden mittels SDS-PAGE und Western-Blot-Analyse
analysiert. Die Blots wurden mit GNA-Sonden untersucht, um E1 und
E2 zu identifizieren. Die Ergebnisse weisen auf die Anwesenheit
eines E1:E2-Heterodimers hin, das mit der erwarteten Rate sedimentiert
(d. h. in einer für
ein 110 kD-Protein charakteristischen Position). Größere Aggregate
von HCV-Hüllproteinen
sind gleichfalls vorhanden. E2:E2-Homodimere waren gleichfalls vorhanden.
E2 schien bei den größeren Arten
in Bezug zu E1 überrepräsentiert
zu sein, obwohl auch diskrete E1:E2-Arten nachgewiesen wurden. Die
größeren Aggregate
sedimentierten signifikant schneller als der Thyroglobulin-Marker.
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(C)
Mit GNA-Agarose gereinigtes E1 und E2 wurde durch 20–60% Glycerin-Gradienten,
die 1 mM EDTA enthielten, sedimentiert. Die Fraktionen wurden mittels
SDS-PAGE mit und ohne β-Mercaptoethanol
(βME) analysiert.
Es wurde ein geringer oder kein Unterschied bei der apparenten Häufigkeit
von E1 und E2 in Anwesenheit von oder ohne βME beobachtet, was auf das Fehlen
von Disulfid-Bindungen zwischen Heterodimeren hinweist.
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(D)
E1/E2-Komplexe (etwa 40% Reinheit) wurden in einem Coulter DM-4-Sub-Micron-Partikel-Analysator
untersucht. Material im Bereich von 20–60 nm wurde nachgewiesen.
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(E)
E1/E2-Komplexe (etwa 40% Reinheit) wurden unter Verwendung von Negativfärbung mit Phosphorwolframsäure unter
dem Elektronenmikroskop untersucht. Das elektronenmikroskopische
Bild zeigte die Anwesenheit von Partikeln, die eine sphärische Erscheinungsform
und einen Durchmesser von etwa 40 nm aufwiesen. E1/E2-Komplexe wurden mit
menschlichem HCV+-Immunserum inkubiert und dann
im EM mit Negativfärbung
analysiert. Es wurden Antikörperkomplexe
beobachtet, die große
Aggregate und kleinere Partikel enthielten.
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Beispiel 4
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Chromatographische Reinigung
-
(A)
Das wie in Beispiel 3 hergestellte, mit GNA-Lektin gereinigte Material
(0,5–0,8
ml) wurde 10-fach mit Pufferlösung
A (20 mM Tris-Cl-Pufferlösung,
pH-Wert 8,0, 1 mM EDTA) verdünnt
und auf eine 1,8 × 1,5
cm große
Säule mit
Fractogel EMD DEAE-650 (EM Separations, Gibbstown, New Jersey, Kat.
Nr. 16883) gegeben, die mit Pufferlösung A äquilibriert worden war. Die
E1/E2 enthaltende Proteinfraktion wurde mit der selben Pufferlösung mit
einer Flussrate von 0,2 ml/Minute eluiert, und 1-ml-Fraktionen wurden
gesammelt. E1 und E2 enthaltende Fraktionen (bestimmt durch SDS-PAGE)
wurden vereinigt und bei –80°C gelagert.
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(B)
Das im vorstehenden Teil (A) gereinigte Material hat eine Reinheit
von 60–80%,
wie durch SDS-PAGE abgeschätzt
wurde. Die Identifizierung der vermuteten E1- und E2-Banden wurde
durch eine Analyse der N-terminalen Sequenz nach Anwendung eines
Transfer-Verfahrens
bestätigt.
Zu diesem Zweck wurde das durch Fractogel-DEAE gereinigte E1/E2-Material durch Zugabe
von Laemmli-Pufferlösung
(pH-Wert 6,8, 0,06 M Tris-Cl, 2,3% SDS, 10% Glycerin, 0,72 M β-Mercaptoethanol)
reduziert und für
3 Minuten gekocht. Die Probe wurde dann auf ein 10% Polyacrylamid-Gel
aufgetragen. Nach SDS-PAGE-Analyse wurde das Protein auf eine 0,2 μm-Polyvinylidendifluorid
(PVDF)-Membran (Bio-Rad Laboratories, Richmond, CA) übertragen.
Die jeweiligen vermuteten E1- und E2-Proteinbanden wurden aus dem Blot ausgeschnitten
und der N-terminalen Aminosäure-Analyse unterworfen,
obgleich keine besondere Vorsorge getroffen wurde, aminoterminale
Blockierung während
der Präparation
des Materials zu verhindern. Die ersten 15 Zyklen zeigten, dass
die E1-Probe eine Tyr-Gln-Val-Arg-X-Ser-Thr-Gly-X-Tyr-His-Val-X-Asn-Asp-Sequenz aufwies,
während
die Sequenz von E2 Thr-His-Val-Thr-Gly-X-X-Ala-Gly-His-X- Val-X-GIy-Phe war.
Diese Daten zur Aminosäure-Sequenz
stimmen mit denen überein,
die aus den zugehörigen DNA-Sequenzen
erwartet wurden.
-
Es
wird angenommen, dass das vorstehend durch Fractogel-DEAE-Chromatographie
gereinigte E1/E2-Produkt als Aggregat vorliegt, was durch die Tatsache
ersichtlich wird, dass eine große
Menge E1 und E2 gemeinsam in dem Hohlraumvolumen einer Gel-Permeations-Bio-Sil TSK-4000-SW-Chromatographiesäule eluiert.
Dies zeigt an, dass unter natürlichen
Bedingungen eine signifikante Menge des E1/E2-Komplexes ein Molekulargewicht
von mindestens 800 kD aufweist. E1/E2-Material mit einem Molekulargewicht
von etwa 650 kD wurde ebenfalls beobachtet.