DE4418513A1 - Immuntest zum Nachweis hochmolekularer Antigene - Google Patents

Description

Immunologische Testsysteme mit monoklonalen Antikörpern als spezifischem und selektivem Indikator werden seit mehr als einem Jahrzehnt durchgeführt. Hierbei sind eine Vielzahl diverser Formen der Testdurchführung erarbeitet und in der Folgezeit eingesetzt worden. Ein wesentliches Element immunologischer Testver­ fahren ist die Trennung von gebundenem Antigen oder Antikörper von solchen Molekülen, bei denen keine Antigen/Antikörper-Reaktion stattgefunden hat ("bound to free Separation"). Bei der überwiegenden Zahl der angewendeten Test­ systeme wird diese Trennung durch Immobilisierung einer Testkomponente an einer Festphase ("solid phase technology") erreicht. Bei den immobilisierten Mole­ külen kann es sich um Antigen, Antikörper oder um spezielle Ankermoleküle (z. B. Avidin, Biotinkonjugat etc.) für die indirekte Fixierung von Immuntest­ komponenten handeln.

Als Festphase dienen dabei in der Regel Kunststoffe (PVC, Polystyrol), Latex, Glas, Metalle oder poröse (Filter-) Membranen der unterschiedlichsten Zusammen­ setzung. Die Immuntestkomponenten (Antigen oder Antikörper) werden nun durch Adsorption oder kovalente Verknüpfung auf dieser Festphase immobilisiert. Im Laufe der Inkubation(en) wird durch Dekantieren, Zentrifugieren, Filtration o. ä. die Abtrennung der über die immobilisierte Testkomponente an der Festphase fixierte, gebundene Anteil des Inkubationsgemisches (Antigen-Antikörper Komplex) erreicht.

Dieses klassische Immuntest-Design wird durch die Möglichkeiten limitiert, die sich aus den biochemischen oder immunologischen Eigenschaften von Antigenen oder Antikörpern ergeben. So lassen sich nicht in allen Fällen Antigene auf Festphasen immobilisieren, ohne durch Veränderungen der Struktur oder ihres Verhaltens immunologisch (und damit analytische) Differenzen zu der jeweilig nativen Form auszubilden. Weiterhin sind nicht in jedem Fall die Möglichkeiten gegeben Antikörper auf jeder Festphase zu fixieren. So lassen sich polyklonale Antikörper in nahezu jedem Festphasen-Design mit ausreichender Effektivität immobilisieren. Monoklonale Antikörper sind jedoch nicht immer in zufrieden­ stellender Ausbeute oder gar nicht zu immobilisieren. Auch die Möglichkeit, Testkomponenten durch kovalente Bindungen auf einer Festphase zu binden, bedarf, wenn überhaupt für Routineanwendungen möglich, eines erheblichen Aufwandes.

Die für die Immuntest-Technologie mit Abstand am weitesten verbreitete Festphase, die Mikrotiterplatte (MTP) aus Polystyrol kann nicht in jedem Fall mit einer für eine sinnvolle Testanwendung notwendigen Menge an monoklonalen Antikörpern beschichtet werden. Derzeit werden in der Immuntest-Technologie eine Reihe von Verfahren eingesetzt, einen Festphasen-Immuntest durchzuführen.

Die Sandwich-Technologie arbeitet mit mindestens zwei spezifischen Antikörpern. Dies setzt Gewinnung, Optimierung, Herstellung und Charakterisierung von zwei unabhängigen Antikörpern voraus. Zusätzlich wird ein vergleichsweise aufwen­ diges Schema von Inkubations- und Waschstufen notwendig. Zusätzlich kann man bei der Arbeit mit monoklonalen Antikörpern nicht immer auf Polystyrol-MTP zurückgreifen (keine ausreichende Immobilisierung), sondern muß PVC-Material verwenden, oder den monoklonalen Antikörper durch eine andere Technik indirekt fixieren (Biotin-Avidin etc.).

Bei der Immobilisierung von Antigen ("Halbsandwich-ELISA") kann sich bei der Adsorption von Antigen dessen Struktur verändern, so daß sich eine Divergenz zum nativen Molekül ergibt. Auch hier muß zunächst erhebliche Optimierungs­ arbeit geleistet werden.

Die Aufgabe der vorliegenden Erfindung lag darin einen Immun-Test zu ent­ wickeln, der diese Nachteile vermeidet.

In der Folge wird ein Immuntest-Design für monoklonale Antikörper beschrieben, das sich durch eine erhebliche Vereinfachung der Testdurchführung (Zeitersparnis), durch eine deutliche Verkürzung der Entwicklungsphase (Kostenreduktion) sowie gegenüber allen beschriebenen Testformen durch eine gesteigerte Vielseitigkeit (Anwendung auf allen Festphasen) auszeichnet. Zusätzlich ist das hier dargestellte Test-Design für alle Applikationsbereiche (klinisch/pharmakologisch, veterinär­ medizinisch, sowie nichtmedizinische Anwendungen) ohne Einschränkungen ein­ setzbar. Der beschriebene Immuntest-Typ kann dabei als qualitativer und als quantitativer Nachweis konzipiert werden.

Das Verfahren wird in der Folge "Rapid Oneside Single Targeting" (ROST) genannt. Die wesentlichen Merkmale des Verfahrens sind:

• - nur ein spezifischer, monoklonaler AK (MoAb, F(ab)₂, Fab, z. B. Konjugat),
• - ein universeller, polyklonaler oder monoclonaler anti-MoAb (z. B.: Rabbit anti-Mouse Ig),
• - nur ein Inkubationsschritt für die bound to free Separation,
• - Verwendung auf allen Festphasen,
• - Auslegung als qualitativer und quantitativer Nachweis,
• - Verwendbar bei allen Antigenen:
• - Makromoleküle,
• - Partikel,
• - Mikroorganismen oder Zellen,
• - Viren,
• - Haptenen.

Das Verfahren beruht auf der Entdeckung, daß ein polyklonaler Fängerantikörper einen spezifischen, markierten monoklonalen Antikörper nach der Reaktion mit dessen korrespondierendem Antigen unter bestimmten Voraussetzungen nicht mehr binden kann (Fig. 1).

Die Beschichtung der Festphase erfolgt mit einem kommerziellen polyklonalen Doppelantikörper (anti-Maus, anti-Ratte etc. als Fänger-AK). Hierbei wird eine Immobilisierung erreicht, die für jede Festphase nur einmal zu optimieren ist und darüber hinaus für alle weiteren Testverfahren unabhängig von dem jeweiligen Antigen-Antikörper-System verwendet werden kann. Hierbei können Fänger-AK aus beliebigen Produktionssystemen (Rabbit, Goat, Sheep, Rat, Mouse etc.) verwendet werden. Die Spezifität des Fänger AK ist dabei nicht von grund­ sätzlicher Bedeutung (anti-Fc, anti-light chain etc.), es können beliebige AK verwendet werden.

Die spezifische Immuntest-Reaktion wird nun auf mit Fänger-AK vorbeschichteten (und dann beliebig weiterbehandelten, i.e. Blockreagenz, Trocknung etc.) Fest­ phasen durchgeführt. Hierbei werden Antigen (Probe, Standard) und spezifischer MoAb (Tracer, Markersystem, oder durch sekundäres Detektionssystem nachge­ wiesen) in Gegenwart der Festphase inkubiert. Hierbei bindet der Tracer zunächst an das Antigen bis die hier vorhandenen Bindungsstellen besetzt sind. Der nicht im Antigen-Antikörper Komplex verbrauchte Tracer wird in der zweiten Phase (vgl. Fig. 2) der Inkubation durch den festphasenfixierten Fänger-Ak gebunden. Nach einer bound to free Separation (z. B. durch Dekantieren MTP, Küvette etc. oder durch Waschen/Filtration, Membran etc.) wird der freie Tracer Anteil durch sein Markersystem detektiert. Das Ergebnis der Immunreaktion zeigt inverse Pro­ portionalität zum Antigengehalt.

Der Nachweis niedermolekularer Antigene erfolgt in analoger Weise. Hierbei wird jedoch ein Indikatorantikörper verwendet, der Haptene als Teil eines Konjugates oder als ungekoppeltes Molekül erkennt. Der korrespondierende Fängerantikörper kann das antigenspezifische Immunglobulin nach Komplexbildung mit dem Konju­ gat nicht mehr erfassen. Bei unkonjugierten niedermolekularen Antigenen findet ein Fängerantikörper Verwendung, der die freie Bindungstasche des Indikator­ antikörpers erkennt. Nach Einlagerung des niedermolekularen Antigenes in die Bindeniesche des Indikatorantikörpers erfaßt dieser Typ des Fängerantikörpers das spezifische Immunglobulin nicht mehr. Die Auswertung der Immunanalyse ergibt auch hier eine inverse Proportionalität zur Konzentration der niedermolekularen Antigene (vgl. Fig. 3).

Als Fängerantikörper wurden 6 verschiedene kommerzielle Immunglobuline (polyklonal, Sigma. Co.) verwendet. Hierbei handelt es sich um Antikörper mit unterschiedlicher Spezifität bezüglich des korrespondierenden Antigens (murine monoklonale Antikörper). Die Spezifitäten gehen aus folgender Tabelle hervor:

Schema der Inkubation Auf Mikrotiter-Platten, Röhrchen, Küvetten etc. (Fig. 2)

Die Inkubation der Immuntestkomponenten erfolgt, anders als beim Sandwich- ELISA, nicht sequentiell sondern parallel. Die vorbehandelte Festphase (beschichtet mit Fängerantikörper (Harlow, E; Lane, D. Antibodies, A Laboratory Manual Cold Spring Harbour Laboratory (1988)) wird einem Gemisch aus Antigen (Campbell, A.M. Monoclonal Antibody and Immunossensor Technology Laboratory techniques in Biochemistry and Molecular Biology Series, Volume 23, Elsevier, Amsterdam-New York-Oxford 1991)) und spezifischem, markierten Antikörper (monoklonal, (Tÿssen, P. Pratice and Theory of enzyme Immunoassay, Laboratory techniques in Biochemistry and Molecular Biology Series, Volume 15, Elsevier, Amsterdam-New York-Oxford 1985)) ausgesetzt. Die nun ablaufenden Immunreaktion, Bindung von MoAb an Antigen (A) und Fängerantikörper mit MoAb (B) laufen prinzipiell gleichzeitig ab. Hierbei wird jedoch die Reaktion (B) durch den notwendigen Diffusionsprozeß, der im Bereich der Festphase (Wandeffekte) erschwert ist, zeitlich getrennt.

Durch Zugabe von Detergenz (z. B. Tween 20) kann die Behinderung der Fest­ phasen-Reaktion zusätzlich verstärkt werden. Der am Antigen gebundene Anteil des spezifischen, markierten Antikörpers (3a) wird nun vom immobilisierten Fängerantikörper nicht mehr erkannt oder gebunden (sterische Hinderung, Konformationswechsel etc.). Lediglich der nicht mit Antigen verbundene Teil des eingesetzten Nachweis-Antikörpers (3b) kann nun noch mit den Fängerantikörpern reagieren. Die bound to free Separation erfolgt durch Dekantieren und Waschung vor der Zugabe des Enzymsubstraten der kolorimetrischen Reaktion.

Für die Realisation eines Immunoassays nach dem ROST Design für die Dip-Stick oder Dot-Blot Anwendung wurde der Fängerantikörper auf und/oder in einer Membran immobilisiert. Hierzu können alle herkömmlichen, kommerziellen Membranen verwendet werden.

Für die Testdurchführung werden Antigen und spezifischer, markierter Antikörper zusammengegeben. In dieses Inkubationsgemisch (Probe + AK) wird die mit Fängerantikörper beschichtete Membran (als Dip-Stick, fixiert auf Träger) eingetaucht. Vergleichbar den Inkubationsbedingungen in der Mikrotiterplatte ist auch in diesem Falle die Reaktion der membrangebundenen Fängerantikörper nur mit dem nicht in einem Antigen-Antikörper-Komplex verbrauchten Anteil des Konjugates (spez. MoAb) möglich.

Da der Einsatz von Dip-Sticks nur eine begrenzte Anzahl von Analysen parallel in praktikablem Umfang erlaubt, kann ein membrangebundener ELISA nach dem ROST-Design auch auf einer Dot-Blot Apparatur (BioRad, Millipore etc.) durchgeführt werden. Hierzu wird die mit Fängerantikörper beladene Membran in eine Filtrationsvorrichtung mit Mikrotiterplatten-Raster eingespannt. Probe und Konjugat können nun auf der Membran inkubiert und zur Phasentrennung (bound to free Separation) filtriert werden. Der Nachweis des nicht verbrauchten Konjugates erfolgt über das Markersystem des spezifischen MoAb auf der Membran (z. B.: Färbung).

Für die Durchführung von immunologischen Nachweisverfahren auf einem Filtrationssystem (Drop Box) werden die eingesetzten Membranen außerhalb des Test-Device mit Fängerantikörper beschichtet. Anschließend wird ein derart vorbehandelter Membranabschnitt in eine Filtrationseinrichtung eingesetzt.

Die Inkubation von Antigen mit dem korrespondierenden monoklonalen Nachweisantikörper erfolgt zunächst separat und von der Membran der Drop Box getrennt. Nach Ablauf einer kurzen Vorinkubationsphase wird das Reaktions­ gemisch tropfenweise über die Membran des Test-Device filtriert. Hierbei erfolgt die Reaktion der immobilisierten Fänger-Antikörper mit dem nicht gebundenen Anteil der Indikator-Antikörper.

Beispiele 1. Anti-Pseu ELISA

Der Nachweis von typischen Antigenen des Getreidepathogenes Pseudo­ cercosporella herpotrichoides mittels nur eines monoklonalen Antikörpers konnte auf unterschiedlichen Festphasen realisiert werden. Die verwendeten monoklonalen Antikörper wurden nach der Perjodat-Methode mit HRP konjugiert. Das Konjugat wurde anschließend durch Gelpermeationschromatographie (Sephacryl®) getrennt, und die Fraktionen mit den höheren Koppelungsraten (AK : HRP 3) für die Immunanalytik eingesetzt.

Insgesamt wurden monoklonale Antikörper aus 4 Klonen eingesetzt. Als Fängerantikörper (immobilisiert auf Festphase) wurden insgesamt 6 polyklonale Immunglobuline (kommerziell erhältlich) eingesetzt.

1.2 Test auf Mikrotiterplatten 1.2.1 Testdurchführung

Flachboden ELISA-Platten (MTP, Greiner, Elisa F) wurden über Nacht bei 4°C mit diversen Fängerantikörpern (Sigma) in einer Konzentration von 1-10 µg/ml in Carbonatpuffer (200 µl je Well) beschichtet. Nach Dekantieren der Beschichtungs­ lösung wurde die MTP mit einer Lösung von 0,01% BSA in PBS als Block­ protein nachbehandelt (Inkubation mit 200 µl BSA-Lösung in PBS für 20 min bei 4°C). Nach erneutem Dekantieren und einem zweifachen Waschschritt mit Wasser war die MTP für den eigentlichen ELISA vorbereitet.

Zur Durchführung des ELISA wurden zunächst 100 Ml Tris-Puffer je Well vorge­ legt. Anschließend wurden 50 µl diverser Verdünnungen der Antigenpräparation (PSEU 1) in Tris-Puffer zugegeben. Abschließend wurden 50 µl der Antikörper- Enzym Konjugate aufgegeben und der Inkubationsansatz gut durchmischt (Schüttler, 1 min, 400-500 UpM).

Die Inkubation des Ansatzes erfolgte bei 4°C für 120 min. Anschließend wurde die MTP dekantiert und mit Wasser gewaschen. Die Farbreaktion des Marker­ enzyms wurde mittels Tetramethylbenzidin (Sigma) im Acetatpuffer (100 mM, pH 6,0) mit Wasserstoffperoxid als Redox-Partner durchgeführt (200 µl Substrat je Well). Nach 45 min bei Raumtemperatur wurde die Reaktion durch Zugabe von 50 µl 4n Schwefelsäure gestoppt. Die Messung der Farbreaktion wurde auf einem ELISA-Photometer (SLT 380AT) durchgeführt. Die gemessenen Farbsignale korre­ lieren sehr gut mit den eingesetzten Mengen an Antikörper.

Die Verwendung eines Detergenz, z. B. Tween 20 kann die Empfindlichkeit eines ELISA nach dem ROST-Prinzip beeinflussen.

Mit steigender Konzentration im Detergenz wird die ohnehin schon zeitlich ver­ zögerte Reaktion der wandgebundenen polyklonalen Fängerantikörper gegenüber der Bindung von Konjugat an Antigen weiter verzögert. Das Ergebnis drückt sich durch eine gesteigerte Empfindlichkeit des Testsystems aus.

2. Test auf Membran als Dot-Blot 2.1 Test-Durchführung

Für den Einsatz des ROST-Elisa auf Filtermembranen im MTP-Raster wurde eine BioRad Dot-Blot Apparatur verwendet. Die eingelegte Filtermembran (polymerblend Membran mit (+) und ohne (-) TMB in der Schicht) wurde mit Fängerantikörper M 3014 beschichtet. Hierzu wurden 20 µl einer Lösung des polyklonalen IgG (1 mg/ml in PBS) je Well der Blot-Apparatur eingegeben und für 30 min bei Raumtemperatur inkubiert. Anschließend wurde die Membran mit 100 µl einer 7%igen Lösung von BSA in PBS je Well geblockt. Die Membran wurde dann mit 2 × 250 µl Tris-Puffer gewaschen. Die folgende Inkubation von je 50 µl Pseu 1 Standardantigenverdünnung und Konjugat SKD 0293 bzw. SKD 0493 in Tris-Puffer erfolgte zusammen auf den Membransegmenten des Blot- Rasters für 30 min bei Raumtemperatur. Nach Ablauf der Inkubationszeit wurden die Membranabschnitte mit 2 × 100 µl Tris-Puffer (mit 0,1% Tween 20) gewaschen. Die Membran konnte dann aus dem Dot-Blot Gerät entnommen und für 10 min bei Raumtemperatur im Substratgemisch eingelegt werden. Anschließend wurde die Färbung der für den Immuntest verwendeten Membransegmente mittels eines Reflektometers (Miles/Glukometer® 3) gemessen.

2.2 Ergebnisse

Die Meßergebnisse zeigen den typischen Verlauf einer Standard-Ver­ drängungskurve nach der Inkubation einer Verdünnungsreihe Pseu 1 Protein.

Analog zur Durchführung des Immuntests nach dem ROST-Design auf Mem­ branen mit copolymerisiertem TMB (+), wurden auch Versuche mit Membranen ohne internen TMB-Zusatz (-) durchgeführt. Hierbei wurde eine geringere Test­ empfindlichkeit und ein verkürzter dynamischer Bereich für Nachweisgrenzen fest­ gestellt.

3. Test auf Membran-Teststäbchen (Dip-Stick) 3.1 Test-Durchführung

Der Immuntest zum Nachweis von Pseudocercosporella Antigen als Test-Stäbchen System wurde auf polymerblend Membranen durchgeführt. Die Membranabschnitte waren auf Kunststoff-Trägern fixiert. Das Teststäbchen mit der aufgebrachten Membran wurde für 30 min in eine Lösung des Fängerantikörpers (M-3014, 1 mg/ml) eingetaucht. Nach der Absättigung der restlichen, immunologisch relevanten Bindungsstellen der Membran (10 min 10%ig BSA in PBS) wurde das Teststäbchen auf Filterpapier getrocknet. Antigen (Pseu 1-Protein) und markierter Detektor-Antikörper (Konjugat SKD 0493) wurden in Tris-Puffer verdünnt und in Volumina von je 100 µl zusammengegeben. Die beschichteten Test-Stäbchen wurden in diesen Inkubationsansatz eingetaucht und mit diesem zusammen für 30 min bei Raumtemperatur belassen. Nach Ablauf der Inkubationsphase wurde das Teststäbchen entfernt, in Wasser gewaschen und für 10 min in die Substrat­ lösung der Enzymreaktion eingetaucht. Abschließend erfolgte die Auswertung der Farbreaktion in einem Glukometer 3 anhand der Reflexion. Auch hier zeigte sich eine sehr gute Korrelation der Meßergebnisse mit der Antikörperkonzentration.

4. Test auf Membranscheibe (Drop-Box) 4.1 Testdurchführung

Für die Durchführung von immunologischen Analysen nach dem ROST-Design in der Drop-Box mußten die als Festphase eingesetzten Membranscheiben mit Fängerantikörper beschichtet werden. Hierzu wurden die Membranabschnitte für 30 min in eine Lösung des Fängerantikörpers eingetaucht (1 mg/ml in PBS). Anschließend erfolgte die Blockierung restlicher immunologisch relevanter Bindungsstellen durch Inkubation der Membran in einer 7%igen BSA Lösung (PBS). Nach einer Tauchwaschung in Tris-Puffer wurden die Membranscheiben im Luftstrom getrocknet (20-30°C). Die Membran wurde nun in die Drop-Box eingelegt. Die Inkubation der Standardverdünnungen des Antigens (Pseu 1) mit dem spezifischen, enzymmarkierten Antikörperkonjugat erfolgte separat. Je 50 µl der Antigenverdünnungen und des Konjugates wurden zusammen für 30 min bei Raumtemperatur inkubiert. Anschließend wurde das Inkubationsgemisch tropfen­ weise über die mit Fängerantikörper beladene Membranscheibe in das darunter­ liegende Fließ gesaugt. Die Membran wurde dann mit 2×50 µl Tris-Puffer (0,1% Tween 20) gewaschen. Nach Aufgabe der Substratlösung (TMB, H₂O₂, Citrat-Puffer) konnte die Färbung der Membranabschnitte visuell oder reflektometrisch ausgewertet werden.

5. anti-Meta ELISA

Der Nachweis von spezifischen Antigenen des insektenpathogenen Pilzes Metarhizium anisopliae durch monoklonale Antikörper konnte ebenfalls in einem ELISA nach dem ROST Prinzip realisiert werden. Die Immunglobuline wurden nach der Perjodat-Methode mit HRP konjugiert und nach Reinigung durch Gel­ permeationschromatographie verwendet.

5.1 Testdurchführung

Flackboden ELISA-Platten (MTP, Greiner, Elisa F) wurden über Nacht bei 4°C mit dem Fängerantikörper M-3014 (Sigma) in einer Konzentration von 10 µg/ml in Carbonatpuffer (200 µl je Well) beschichtet. Nach Dekantieren der Beschichtungs­ lösung wurde die MTP mit einer Lösung von 0,01% BSA in PBS als Blockprotein nachbehandelt (Inkubation mit 200 µl BSA-Lösung in PBS für 20 min bei 4°C). Nach erneutem Dekantieren und einem zweifachen Waschschritt mit Wasser war die MTP für den eigentlichen ELISA vorbereitet.

Zur Durchführung des ELISA wurden zunächst 100 µl Tris-Puffer mit 0,0001% Tween 20 je Well vorgelegt. Anschließend wurden 50 µl diverser Ver­ dünnungen der Antigenpräparation (META III) in Tris-Puffer zugegeben. Ab­ schließend wurden 50 µl der Antikörper-Enzym Konjugate aufgegeben und der In­ kubationsansatz gut durchmischt (Schüttler, 1 min, 400 bis 500 UpM). Die Inkubation des Ansatzes erfolgte bei 4°C für 60 min. Anschließend wurde die MTP dekantiert und mit Wasser gewaschen. Die Farbreaktion des Markerenzyms wurde mittels Tetramethylbenzidin in Acetatpuffer (100 mM, pH 6,0) mit Wasser­ stoffperoxid als Redox-Partner durchgeführt (200 µl Substrat je Well). Nach 45 min bei Raumtemperatur wurde die Reaktion durch Zugabe von 50 µl 4n Schwefelsäure gestoppt. Die Messung der Farbreaktion wurde auf einem ELISA- Photometer (SLT 380AT) durchgeführt.

Die gewonnenen Ergebnisse ergeben eine gute Standard-Verdrängungskurve mit einer Standardpräparation des META III Antigens aus Metarhizium anisopliae.

Das ROST-Design für immunologische Analysen mit monoklonalen Antikörper­ konjugaten zeigte für die 8 geprüften Konjugate und die unterschiedlichen Festphasen-Systeme gute und reproduzierbare Ergebnisse. Dies gilt sowohl für die Empfindlichkeit, als auch für die Durchführbarkeit des Verfahrens.

Claims (3)

1. Verfahren zum Nachweis von Antigenen, dadurch gekennzeichnet, daß man

• a) das Antigen an einen spezifischen monoklonalen Antikörper bindet,
• b) das gebildete Konjugat mit einem immobilisierten Fängerantikörper umsetzt, der den ungebundenen monoklonalen Antikörper erkennt und bindet und
• c) die Menge an freiem oder gebundenem Antikörper im Überstand oder an der Matrix bestimmt.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei der Fängerantikörper ein anti Maus oder ein anti Ratte Antikörper ist.

3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß das Antigen ein Protein, eine ganze Zelle, ein Organelle, ein Virus oder ein Hapten ist.