DE112018003082B4 - SYSTEM UND VERFAHREN FÜR EINEN EINSTUFIGEN ELISA-PROZESS ÜBER LOKALE pH-WERT-MODULATION - Google Patents

SYSTEM UND VERFAHREN FÜR EINEN EINSTUFIGEN ELISA-PROZESS ÜBER LOKALE pH-WERT-MODULATION Download PDF

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Abstract

Ein Verfahren zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz in einer Reagenzienlösung unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA) umfasst das Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an eine Elektrode und das Binden eines Erfassungsmittels direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz. Das Verfahren umfasst ferner das Modulieren des pH-Werts von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich die gebundene Zielsubstanz und das gebundene Erfassungsmittel befinden, unter Verwendung der Elektrode, wobei der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass das gebundene Erfassungsmittel einer Änderung unterzogen wird, und das Erfassen der Änderung an dem gebundenen Erfassungsmittel. Die erfasste Änderung entspricht der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung.

Description

  • Diese Anmeldung beansprucht die Priorität der provisorischen US-Anmeldung Serien-Nr. 62/531,836, eingereicht am 12. Juli 2017, deren Offenbarung durch Bezugnahme hier in ihrer Gänze aufgenommen ist.
  • HINTERGRUND
  • Der enzymverknüpfte immunabsorbierende Test (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, „ELISA“) ist ein Proteinerfassungsverfahren für diverse Anwendungen von fundamentalen biologischen Studien bis hin zur Krankheitsdiagnostik. ELISA wird sehr häufig in universitären Forschungslabors, medizinischen Testreferenzlabors und Hospitalen zum Erfassen von Zielsubstanzen von diversen Typen von biologischen Proben eingesetzt. Der ELISA-Prozess beruht auf dem Prinzip, dass eine Zielsubstanz durch ein primäres/Fängermittel identifiziert wird. Die Anwesenheit der Zielsubstanz wird durch einen Detektions-/sekundären Antikörper visualisiert, an den ein Enzym oder ein fluoreszierender Farbstoff gebunden ist. Die Signalintensität von einem enzymatischen Reaktionsprodukt des Enzyms oder von dem fluoreszierenden Farbstoff wird als Ergebnis des Tests gemessen.
  • Einige patientennahe Systeme verwenden ELISA zur Detektion einer Zielsubstanz, und ELISA ist ein üblicherweise eingesetztes Testformat für die Diagnose von Krankheiten. ELISA ist jedoch für die meisten Fälle nicht standardisiert worden, und auch handelsübliche ELISA-Kits sind oft unzuverlässig. Die Variation der Testresultate zwischen verschiedenen Labors ist ein weiterer Hauptnachteil für die praktische Anwendung von ELISA in der Krankheitsdiagnostik. Der bekannte ELISA-Prozess weist vielfache Reaktionsschritte auf, wobei jeder einen sorgfältigen Waschschritt beinhaltet. Vielfache Reaktionsschritte und Waschschritte in einem ELISA-Protokoll erhöhen das Risiko, dass sich Fehler einschleichen, und es ist kritisch, das Einschleichen von Fehlern bei medizinischen diagnostischen Tests oder bei Assays vom Multiparameter-Screening-Typ zu vermeiden. Vielfache Waschschritte bewirken zum Beispiel Ungenauigkeiten, da ein nicht vollständiges Waschen falsche positive Signale und/oder Rauschen hervorruft, während übermäßig aggressives Waschen die Signalintensität durch Dissoziation von an Antikörper gebundenen Zielsubstanzen verringert.
  • Die vielfachen Reaktionsschritte machen es auch schwieriger und komplizierter, ein tragbares ELISA-basiertes System zu entwickeln. Übliche Merkmale von tragbaren ELISA-basierten Systemen sind eine entsorgbare Mikrofluid-Cartridge, mechanische Komponenten für die Strömungsregelung der Reagenzienlösung und optische Detektionskomponenten. Mechanische Komponenten wie Pumpen, Motoren und Spritzen erfordern typischerweise einen großen physischen Raum, einen komplexen Software-Steueralgorithmus und ein hohes Niveau von potentieller Wartung.
  • Entsprechend umfassen bekannte ELISA-Prozesse und ELISA-basierte Systeme vielfache Reaktions- und Waschschritte, die das Risiko von durch Techniker ausgelösten Fehlern wie auch die Mengen von notwendigen Reagenzienlösungen und die Variabilität von Test zu Test erhöhen. Die vielfachen Schritte bei der Handhabung der Reagenzienlösung stellen auch ein Haupthindernis für die Automatisierung und die Miniaturisierung der Instrumente dar, besonders für ein patientennahes System. Als Ergebnis sind weitere Entwicklungen in den Bereichen der ELISA-Prozesse und der ELISA-basierten Systeme wünschenswert.
  • KURZDARSTELLUNG
  • Gemäß einer beispielhaften Ausführungsform der Offenbarung umfasst ein Verfahren zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz in einer Reagenzienlösung unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA) das Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an eine Elektrode und das Binden eines Erfassungsmittels direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz. Das Verfahren umfasst ferner das Modulieren des pH-Werts von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich die gebundene Zielsubstanz und das gebundene Erfassungsmittel befinden, unter Verwendung der Elektrode, wobei der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass das gebundene Erfassungsmittel einer Änderung unterzogen wird. Das Verfahren umfasst auch das Erfassen der Änderung in dem gebundenen Erfassungsmittel. Die erfasste Änderung entspricht der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung.
  • Gemäß einer weiteren beispielhaften Ausführungsform der Offenbarung umfasst ein Verfahren zum Erfassen einer Zielsubstanz unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA) das Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an eine erste Elektrode, die sich in einem Testbehälter mit einer Reagenzienlösung befindet, und das Zufügen eines Erfassungsmittels zu dem Testbehälter. Ein gebundener Teil des Erfassungsmittels ist direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz gebunden, und ein nicht gebundener Teil des Erfassungsmittels ist nicht an die gebundene Zielsubstanz gebunden. Das Verfahren umfasst ferner das Zufügen von weiterem Erfassungsmittel zu einem Kontrollbehälter, der weitere Reagenzienlösung enthält und der die Zielsubstanz nicht enthält. Eine zweite Elektrode befindet sich in dem Kontrollbehälter. Das Verfahren umfasst das Modulieren des pH-Werts von nur einem Teil der Reagenzienlösung in dem Testbehälter, in dem sich die gebundene Zielsubstanz befindet, um zu bewirken, dass der gebundene Teil des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung befindet, und der nicht gebundene Teil des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung befindet, einer ersten Änderung unter Verwendung der ersten Elektrode unterzogen werden, und das Modulieren des pH-Werts von nur einem entsprechenden Teil der weiteren Reagenzienlösung, der sich in dem Kontrollbehälter befindet, um zu bewirken, dass ein entsprechender Teil des weiteren Erfassungsmittels, der sich in dem entsprechenden Teil der weiteren Reagenzienlösung befindet, einer zweiten Änderung unter Verwendung der zweiten Elektrode unterzogen wird. Das Verfahren umfasst ferner das Erfassen der ersten Änderung als erster erfasster Wert, das Erfassen der zweiten Änderung als zweiter erfasster Wert und das Erzeugen eines Testwerts als Vergleich des ersten erfassten Werts mit dem zweiten erfassten Wert. Der erzeugte Testwert entspricht einer Anwesenheit der Zielsubstanz in dem Testbehälter und/oder einer Konzentration der Zielsubstanz in dem Testbehälter.
  • Gemäß noch einer weiteren beispielhaften Ausführungsform der Offenbarung umfasst ein System zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA) einen Testbehälter, eine Reagenzienlösung, die sich in dem Testbehälter befindet und die Zielsubstanz enthält, und mindestens eine Elektrode, die sich in dem Testbehälter in direktem Kontakt mit der Reagenzienlösung befindet. Die Zielsubstanz bindet direkt oder indirekt an die mindestens eine Elektrode. Das System umfasst ferner ein Erfassungsmittel mit einem pH-sensitiven Reporter, wobei das Erfassungsmittel konfiguriert ist, direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz zu binden, und eine Steuereinrichtung, die elektrisch mit der mindestens einen Elektrode verbunden ist. Die Steuereinrichtung ist konfiguriert, einen pH-Wert von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich die gebundene Zielsubstanz und das gebundene Erfassungsmittel befinden, unter Verwendung der Elektrode zu modulieren. Der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass der pH-sensitive Reporter des gebundenen Erfassungsmittels einer Änderung unterzogen wird. Die Steuereinrichtung erfasst die Änderung in dem pH-sensitiven Reporter, und die erfasste Änderung entspricht der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung.
  • Gemäß einer weiteren Ausführungsform umfasst ein System zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA) einen Testbehälter, eine Reagenzienlösung, die sich in dem Testbehälter befindet und die Zielsubstanz enthält, mindestens eine Elektrode, die sich in dem Testbehälter in direktem Kontakt mit der Reagenzienlösung befindet, ein Fängermittel, das ein pH-sensitives Donor-Molekül oder ein Akzeptor-Molekül aufweist, wobei das Fängermittel an der mindestens einen Elektrode gebunden ist, wobei die Zielsubstanz direkt oder indirekt an das Fängermittel bindet, ein Erfassungsmittel, das das andere des pH-sensitiven Donor-Moleküls oder des Akzeptor-Moleküls aufweist, wobei das Erfassungsmittel konfiguriert ist, direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz zu binden, und eine Steuereinrichtung, die elektrisch mit der mindestens einen Elektrode verbunden und konfiguriert ist, einen pH-Wert von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich das gebundene Erfassungsmittel befindet, unter Verwendung der Elektrode zu modulieren, wobei der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass das pH-sensitive Donor-Molekül einer ersten Änderung unterzogen wird, und die erste Änderung bewirkt, dass das Akzeptor-Molekül einer zweiten Änderung unterzogen wird, und das Erfassen der zweiten Änderung in dem Akzeptor-Molekül, wobei die erfasste zweite Änderung der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung entspricht.
  • KURZE BESCHREIBUNG DER FIGUREN
    • 1 ist ein Blockdiagramm, das ein Ein-Schritt-ELISA-System mit einem Behälter, einer Steuereinrichtung, einer Leistungsquelle und einem Speicher darstellt, wobei das ELISA-System in einer Ausführungsform eine lokalisierte Änderung des pH-Werts einer Reagenzienlösung verwendet, um die Anwesenheit und/oder die Konzentration einer Zielsubstanz in einer Testprobe zu erfassen;
    • 2 ist eine Kurvendarstellung der Licht- oder Emissionsabgabe in Abhängigkeit vom pH-Wert für drei Farbstoffe, von denen zwei zur Verwendung bei dem ELISA-System von 1 geeignet sind, einschließlich pHrodo® Green und FAM;
    • 3 ist ein Flussdiagramm, das ein beispielhaftes Verfahren zum Betrieb des ELISA-Systems von 1 darstellt;
    • 4 ist ein Blockdiagramm eines Testbehälters und eines Kontrollbehälters des ELISA-Systems von 1, wobei das ELISA-System die lokalisierte Änderung des pH-Werts nicht aufweist;
    • 5 ist eine Kurvendarstellung des elektrischen Stroms und des pH-Werts gegenüber der Zeit für das ELISA-System von 1;
    • 6 ist ein Blockdiagramm des Testbehälters und des Kontrollbehälters des ELISA-Systems von 1, wobei das System die lokalisierte Änderung des pH-Werts sowohl in dem Testbehälter als auch in dem Kontrollbehälter aufweist;
    • 7 ist ein Blockdiagramm, das eine beispielhafte Signalausgabe des ELISA-Systems von 1 darstellt;
    • 8 ist ein Blockdiagramm, das eine beispielhafte Multiplex-Ausführungsform eines Ein-Schritt-ELISA-Systems darstellt;
    • 9 ist ein Blockdiagramm, das eine weitere beispielhafte Multiplex-Ausführungsform eines Ein-Schritt-ELISA-Systems darstellt;
    • 10 ist ein Blockdiagramm, das vier Typen von ELISA darstellt, die zur Verwendung bei den hierin offenbarten Ein-Schritt-ELISA-Systemen geeignet sind;
    • 11 ist ein Blockdiagramm, das einen weiteren Testbehälter und einen weiteren Kontrollbehälter der hierin offenbarten ELISA-Systeme darstellt;
    • 12 ist ein Blockdiagramm, das den Waschschritt und den einzigen Reaktionsschritt der hierin offenbarten ELISA-Systeme darstellt;
    • 13 ist ein Blockdiagramm gemäß dem Stand der Technik, das vielfache Waschschritte und vielfache Reaktionsschritte eines konventionellen ELISA-Systems darstellt;
    • 14A ist ein Blockdiagramm, das ein Ein-Schritt-ELISA-System auf FRET-Basis, wie hierin offenbart, vor dem Modulieren des pH-Werts einer Modulationszone darstellt;
    • 14B ist ein Blockdiagramm von einem Teil des Systems auf FRET-Basis von 14A, gezeigt während der pH-Wert-Modulation der Modulationszone;
    • 15 ist ein Blockdiagramm, das FRET darstellt, wie von dem System von 14A verwendet;
    • 16 ist eine Tabelle, die beispielhafte Donor- und Akzeptor-Paare zur Verwendung bei dem System auf FRET-Basis von 14A darstellt;
    • 17 ist ein Blockdiagramm, das eine weitere beispielhafte Multiplex-Ausführungsform eines Ein-Schritt-ELISA-Systems darstellt, wie hierin offenbart; und
    • 18 ist ein Blockdiagramm, das noch eine weitere beispielhafte Multiplex-Ausführungsform eines Ein-Schritt-ELISA-Systems darstellt, wie hierin offenbart.
  • AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG
  • Zum Zweck der Förderung des Verständnisses der Prinzipien der Offenbarung wird nun Bezug auf die in den Zeichnungen dargestellten und in der folgenden Beschreibung beschriebenen Ausführungsformen genommen. Es versteht sich, dass dadurch keine Beschränkung des Schutzbereichs der Offenbarung beabsichtigt ist. Es versteht sich weiterhin, dass diese Offenbarung jegliche Änderungen und Modifikationen an den dargestellten Ausführungsformen einschließt und weitere Anwendungen der Prinzipien der Offenbarung einschließt, wie sie sich normalerweise für eine Fachperson auf diesem Gebiet ergeben, zu dem diese Offenbarung gehört.
  • Für die Zwecke der Offenbarung bedeutet die Formulierung „A und/oder B“ (A), (B) oder (A und B). Für die Zwecke der Offenbarung bedeutet die Formulierung „A, B und/oder C“ (A), (B), (C); (A und B); (A und C); (B und C); oder (A, B und C) .
  • Die Ausdrücke „umfassend“, „aufweisend“, „enthaltend“ und dergleichen, wie sie mit Bezug auf die Ausführungsformen der Offenbarung verwendet werden, sind synonym.
  • Die Offenbarung beschreibt ein System und ein Verfahren zum Durchführen eines ELISA-Prozesses mit einer einzelnen Mischung von Reagenzienlösungen in einem einzelnen Reaktionsschritt. Wie hierin verwendet, bezieht sich ein „Ein-Schritt-ELISA-Prozess“ auf ein System und/oder ein Verfahren, das nur einen Reaktionsschritt zum Konfigurieren des Systems für die Detektion einer Zielsubstanz umfasst. Der Ein-Schritt-ELISA kann einen oder mehrere Waschschritte beinhalten.
  • Die hierin offenbarten Systeme und Verfahren verwenden eine elektrochemische pH-Wert-Modulation oder einen ionischen Konzentrationsgradienten in einer definierten Region in Kombination mit pH-sensitiven Reporter-Systemen wie z. B. pH-sensitiven fluoreszierenden Farbstoffen oder pH-sensitiven Enzymreaktionen. In einer Ausführungsform erzeugt das offenbarte ELISA-System Testergebnisse, ohne dass der Benutzer Lösungen ändern muss oder elektronische Testauslesegeräte einsetzen muss. Weiterhin weisen die hierin offenbarten ELISA-Systeme nur einen Waschschritt auf. Entsprechend sind die hierin offenbarten ELISA-Systeme einfach und kompakt und weisen auch eine verbesserte Testgenauigkeit und Reproduzierbarkeit auf.
  • Wie in 1 gezeigt, weist ein als Ein-Schritt-ELISA-System 100 vorgesehener Biosensor einen Probenbehälter 108, eine Leistungsquelle 116, einen Speicher 124 und eine Steuereinrichtung 132 auf. Der Behälter 108 ist typischerweise auf einer Glasplatte (oder einem anderen Typ von Platte), einem Halbleiter oder einem Kunststoffsubstrat gebildet. Zusätzlich oder alternativ kann der Behälter 108 eines von vielen im Wesentlichen identischen Behältern („Wells“) 108 in einer Mikrotiterplatte sein (nicht dargestellt). Nur ein Behälter 108 der potentiell vielen Behälter 108 ist in 1 gezeigt. Der beispielhafte Behälter 108 definiert ein offenes zylindrisches Volumen zum Aufnehmen einer flüssigen Mischung, die allgemein als Probe 134 bezeichnet wird. Der Behälter 108 enthält in einer Ausführungsform ungefähr 0,5 nl bis 5 ml der Probe 134. In einer weiteren Ausführungsform ist der Behälter 108 eine geschlossene Kammer, die mit mikrofluidischen Kanälen verbunden ist (nicht gezeigt).
  • Der Behälter 108 weist eine Bodenfläche 136 und eine Seitenfläche 137 auf, die sich von der Bodenfläche 136 erstreckt. Eine erste Elektrode 140 und eine zweite Elektrode 144 befinden sich in dem Behälter 108. Die Elektrode 140, die hierin auch als Bodenelektrode bezeichnet wird, befindet sich auf, an oder nahe der Bodenfläche 136 des Behälters 108 innerhalb des von dem Behälter 108 definierten zylindrischen Volumens. Mindestens ein Teil der Elektrode 140 ist so positioniert, dass sie in direktem Kontakt mit der in dem Behälter 108 enthaltenen Probe 134 steht. In der dargestellten Ausführungsform ist eine obere Fläche 148 (d. h. die von der Bodenfläche 136 des Behälters 108 abgewandte Fläche der Elektrode 140) der Elektrode 140 in direktem Kontakt mit der Probe 134 positioniert. In einer Ausführungsform ist die Elektrode 140 im Wesentlichen eben und hat einen kreisförmigen Umfang, der im Wesentlichen der Bodenfläche 136 des Behälters 108 entspricht. In anderen Ausführungsformen hat die Elektrode 140 irgendeine geeignete Form. Die obere Fläche 148 ist in einer Ausführungsform strukturiert, geformt oder sonstwie konfiguriert, so dass die Probe 134 einer gewünschten elektrochemischen Reaktion auf der bestromten Elektrode 140 unterzogen wird. Insbesondere ist die obere Fläche 148 der Elektrode 140 in einer Ausführungsform derart strukturiert, dass bewirkt wird, dass eine Reagenzienlösung 150 der Probe 134 Pufferungseffekten während der pH-Wert-Modulation widersteht. Obwohl 1 das System 100 mit nur einer der Elektroden 140 darstellt, weist das System 100 in anderen Ausführungsformen jegliche geeignete Anzahl von Elektroden 140 auf, je nach Fläche und Form des Behälters 108. Zum Beispiel weist in einer Ausführungsform das System 100 mehr als zehn der Elektroden 140 auf, die auf der Bodenfläche 136 des Behälters 108 voneinander beabstandet sind.
  • Die Elektrode 144, die hierin auch als Seitenelektrode bezeichnet wird, ist auf, an oder nahe der Seitenfläche 137 des Behälters 108 angebracht. Die Elektrode 144 ist in mindestens teilweise direktem Kontakt mit der in dem Behälter 108 enthaltenen Probe 134 positioniert. Die Elektrode 144 ist von der Elektrode 140 beabstandet und steht nicht in direktem Kontakt mit der Elektrode 140. Wie in 1 gezeigt, definiert in einer Ausführungsform die Elektrode 144 eine Hauptfläche 146, die im Wesentlichen senkrecht zu der oberen Fläche der Elektrode 140 steht. In anderen Ausführungsformen hat die Elektrode 144 jegliche geeignete Form einschließlich zylindrisch und eben. Weiterhin hat in einigen Ausführungsformen die Elektrode 144 eine „siebartige“ oder perforierte Konfiguration, wobei die Elektrode 144 eine Mehrzahl von durchgehenden Löchern aufweist. Die Elektrode 144 ist in anderen Ausführungsformen nicht senkrecht zu der Elektrode 140 und kann jegliche geeignete Winkelorientierung mit Bezug auf die Elektrode 140 aufweisen. Weiterhin ist in anderen Ausführungsformen die Elektrode 144 irgendwo in dem Behälter 108 positioniert, der die Elektrode 144 für den Kontakt mit der Probe 134 konfiguriert. Zum Beispiel können die Elektrode 144 und die Elektrode 140 sich auf der gleichen Fläche befinden. Zusätzlich oder alternativ kann die Elektrode 144 in der Mitte der Probe 134 eingetaucht sein, so dass die Elektrode die Probe 134 kontaktiert und von den Flächen des Behälters 108 beabstandet ist. Zum Beispiel kann die Elektrode 144 mit dem Ende einer Sonde (nicht gezeigt) verbunden sein, die in die Probe 134 eingeführt werden kann.
  • Die Elektroden 140, 144 bestehen aus jeglichem geeigneten Material oder Materialien, einschließlich, aber nicht darauf beschränkt, Metallen, wie z. B. Platin, Gold und Silber; Metalloxiden, wie z. B. Indium-Zinn-Oxid und fluor-dotiertem Zinnoxid; und Kohlenstoffmaterialien, wie z. B. Glaskohlenstoff oder Graphit. Die Elektroden 140, 144 müssen nicht aus dem gleichen Material oder Materialien bestehen. Zum Beispiel kann die Bodenelektrode 140 aus einem ersten Material bestehen, und die Seitenelektrode 144 kann aus einem zweiten Material bestehen, das von dem ersten Material verschieden ist.
  • Wie in 1 gezeigt, weist die in dem Behälter 108 enthaltene Probe 134 die Reagenzienlösung 150, eine Zielsubstanz 158 und ein Erfassungsmittel 170 auf. Ein Fängermittel 166 ist auch in dem Behälter 108 enthalten, wird typischerweise aber nicht als Teil der Probe 134 angesehen. Die Reagenzienlösung 150 ist in einer Ausführungsform eine wässrige Lösung, die eine lokalisierte Änderung des pH-Werts in Reaktion auf einen elektrischen Impuls aufweist. Die Reagenzienlösung 150 enthält elektroaktive Moleküle, die zu einer elektrochemischen Oxidation und/oder einer elektrochemischen Reduktion in der Lage sind, was zur Erzeugung oder zum Verbrauch von Protonen führt, um den pH-Wert von mindestens einem Teil der Reagenzienlösung 150 in Reaktion auf ein auf mindestens eine der Elektroden 140, 144 aufgebrachtes elektrisches Signal zu modulieren. Die Reagenzienlösung 150 kann elektrochemisch aktive Mittel, Pufferungshemmer, Pufferlösungen, Enzyme, Enzymsubstrate, Elektrolyte oder jegliche Kombination davon aufweisen, was zu der lokalisierten Änderung des pH-Werts führt. Mindestens ein Teil der Elektroden 140, 144 steht in direktem Kontakt mit der Reagenzienlösung 150. In einer spezifischen Ausführungsform weist die Reagenzienlösung 150 Elektrolyte, wie z. B. Natriumsulfat, Natrium- oder Kaliumchlorid, Natrium- oder Kaliumbromid, Natrium- oder Kaliumiodid, Natrium- oder Kaliumperchlorat, Natrium- oder Kaliumnitrat, Tetraalkylammoniumbromid und Tetraalkylammoniumiodid auf. Beispielhafte Pufferungshemmer der Reagenzienlösung 150 sind, sind aber nicht darauf beschränkt, Poly(allylaminhydrochlorid), Poly(diallyldimethylammoniumchlorid), Poly(vinylpyrrolidon), Poly(ethylenimin), Poly(vinylamin), Poly(4-vinylpyridin) und Tris(2-carboxyethyl)phosphinhydrochlorid. In einigen Ausführungsformen weist die Reagenzienlösung 150 ein wassermischbares organisches Co-Lösungsmittel auf, ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Acetonitril, Dimethylsulfoxid (DMSO), Dimethylformamid (DMF), N,N-Dimethylacetamid (DMAc) und Mischungen davon. Das organische Co-Lösungsmittel, falls vorhanden, fördert die pH-Wert-Modulation der Reagenzienlösung 150 gemäß einem hierin beschriebenen Verfahren 300 (3). Die Reagenzienlösung 150 kann hierin auch einfach als „Reagenz“ bezeichnet sein.
  • In einer weiteren Ausführungsform ist die Reagenzienlösung 150 für die reversible elektrochemische Oxidation/Reduktion von Chinon-Derivaten, Hydrazin-Derivaten oder Wasser konfiguriert, um eine schnelle Änderung des pH-Werts in einer lokalisierten Region herbeizuführen. Der pH-Wert in der lokalisierten Region kann mit dem Chinon-Derivat in dem Bereich von 0 bis 10 moduliert werden. Die Grenze der pH-Wert-Modulation am basischen Ende hängt von dem pKa-Wert des spezifischen Chinon-Derivats ab, aber es gibt keine theoretische Grenze für das saure Ende. In einer derartigen Ausführungsform ist die Reagenzienlösung 150 als jegliches Chinon-Derivat, Hydrazin-Derivat oder Phenol-Ru(2,2'-bipyridin)3 2+ oder jegliches andere Molekül und/oder Verbindung vorgesehen, die einem protonengekoppelten Elektronentransfer unterzogen wird.
  • Die Zielsubstanz 158 umfasst jegliches Biomolekül, einschließlich, aber nicht darauf beschränkt, Proteinen, Peptiden, Antikörpern, Nukleinsäuren, extrazellulären Vesikeln, Hormonen und Antigenen. Beispielhafte Quellen von Zielsubstanzen 158 sind Körperfluide von Menschen und Tieren wie z. B. Blut, Serum, Speichel, Urin, Schweiß; biologische Zellen; oder Gewebeproben. Entsprechend ist das System 100 für sowohl medizinische als auch veterinäre Anwendungen geeignet. Zusätzlich oder alternativ weist die Zielsubstanz 158 konsumierbare Stoffe wie z. B. Milch, Wein, Obst, Gemüse, Babynahrung oder Wasser auf. Die Zielsubstanz 158 ist direkt oder indirekt an die Elektrode 140 gebunden, wie hierin beschrieben.
  • Weiterhin ist mit Bezug auf 1 das Fängermittel 166 an der oberen Fläche 148 der Elektrode 140 angebracht/gebunden. Das Fängermittel 166 ist jegliches Molekül und/oder jegliche Verbindung, das oder die die Zielsubstanz 158 immobilisiert, wie durch die vier beispielhaften Moleküle der immobilisierten Zielsubstanz 158 in 1 gezeigt. Zum Beispiel kann das Fängermittel 166 eine Substanz sein, an der die Zielsubstanz 158 adsorbiert wird, um die Zielsubstanz 158 zu immobilisieren. Beispielhafte Fängermittel 166 sind, sind aber nicht darauf beschränkt, Antikörper, Peptide, Nukleinsäuren, kleine Moleküle und/oder jegliche andere geeignete Moleküle. In einer Ausführungsform befindet das Fängermittel 166 sich nur auf der oberen Fläche 148 der Bodenelektrode 140 und befindet sich nicht auf einer anderen Fläche innerhalb des Behälters 108. In einer derartigen Ausführungsform ist die obere Fläche 148 ein besetzter Bereich und die anderen Bereiche und Regionen des Behälters 108 sind nicht besetzte Bereiche, gegen die das Fängermittel 166 blockiert worden ist. Spezifisch ist das Fängermittel 166 gegen einen nicht besetzten Bereich einschließlich der Seitenfläche 137 des Behälters 108 und der Seitenelektrode 144 blockiert. Weiterhin ist das Fängermittel 166 auf der Elektrode 140 in einer Weise aufgebracht oder ausgebildet, dass die Moleküle des Fängermittels 166 ein durchschnittliches oberes Niveau 172 definieren (1), oberhalb dessen kein (oder im Wesentlichen kein) Fängermittel 166 zu dem Signal beiträgt. Das heißt, alle (oder im Wesentlichen alle) Moleküle des Fängermittels 166 befinden sich unterhalb des oberen Niveaus 172 des Fängermittels 166. In anderen Ausführungsformen befindet das Fängermittel 166 sich auf irgendeiner anderen Fläche des Behälters 108, der Elektrode 140 und/oder der Elektrode 144; jedoch trägt nur das Fängermittel 166, das sich unterhalb einer Modulationslinie 184 (1, siehe Diskussion weiter unten) befindet, zum Ergebnis des Erfassungsmittels 170 bei.
  • Die Moleküle des Fängermittels 166 werden an der Elektrode 140 unter Verwendung von jeglichem gewünschten Prozess angebracht. Zum Beispiel werden Prozesse einschließlich chemischer Prozesse auf Basis von Linkermolekülen, elektrostatischer Adsorption und physikalischer Adsorption typischerweise zum Anbringen oder Verknüpfen des Fängermittels 166 an der Elektrode 140 verwendet. In einigen Ausführungsformen wird eine Oberflächenbehandlung an der Bodenfläche 136 des Behälters 108 und/oder der Bodenelektrode 140 vorgenommen, um zu ermöglichen, dass das Fängermittel 166 noch wirksamer an die Elektrode 140 bindet.
  • In den Figuren ist das Fängermittel 166 in einem viel größeren Maßstab als die Elektroden 140, 144 gezeigt, um beim Verstehen, Beschreiben und Darstellen des Systems 100 zu unterstützen. Da das Fängermittel 166 an die Elektrode 140 gebunden ist, ist das Fängermittel 166 nicht freifließend innerhalb der Reagenzienlösung 150, wie es die Zielsubstanz 158 und das Erfassungsmittel 170 sind. Weiterhin wird in einer Ausführungsform das Fängermittel 166 dem Behälter 108 vor dem Zufügen der Probe 134 zugefügt. Die Zielsubstanz 158 wird direkt oder indirekt an das Fängermittel 166 gebunden, abhängig vom eingesetzten Typ von ELISA (siehe Diskussion von 10 hierin).
  • Das Erfassungsmittel 170 ist jegliches Molekül und/oder jegliche Verbindung, das oder die einen Komplex mit der Zielsubstanz 158 bildet. Das Bilden eines „Komplexes“ umfasst das Absorbieren, das Verknüpfen und/oder das sonstige Binden an die Zielsubstanz 158. Zum Beispiel kann das Erfassungsmittel 170 in der Form von Antikörpern, Peptiden, Nukleinsäuren, kleinen Molekülen und/oder jeglichem anderen geeigneten Molekül vorgesehen sein. Wie in 1 gezeigt, bindet das Erfassungsmittel 170, wenn das Erfassungsmittel 170 in der Zielsubstanz 158 vorhanden ist, an die (oder bildet einen Komplex mit der) Zielsubstanz 158. Etwas von dem Erfassungsmittel 170 bindet an Bereiche der Zielsubstanz 158, die durch das Fängermittel 166 immobilisiert worden sind, wodurch eine Kette (oder ein Sandwich) von Molekülen einschließlich des Fängermittels 166, der Zielsubstanz 158 und des Erfassungsmittels 170 gebildet wird, die an die Elektrode 140 gebunden sind. Die Kette von Molekülen definiert eine durchschnittliche Höhe oder eine maximale Höhe, wie durch die in 1 gezeigte Immobilisierungs-Höhenlinie 178 identifiziert. Die Immobilisierungs-Höhenlinie 178 wird in einer Ausführungsform auf Basis einer Summe der größten Abmessung von jedem der Moleküle 158, 166, 170 bestimmt. Alle oder im Wesentlichen alle Moleküle des Erfassungsmittels 170, die an eine immobilisierte Zielsubstanz 158 gebunden sind, befinden sich unterhalb der Immobilisierungs-Höhenlinie 178.
  • Wie in 1 gezeigt, weist das Erfassungsmittel 170 ein Tag 174 auf. Das Tag 174 ist ein Detektionsenzym oder ein anderes Molekül, das eine vom pH-Wert abhängige Eigenschaft oder Charakteristik aufweist. Zum Beispiel ist in einer Ausführungsform das Tag 174 ein pH-sensitiver Reporter wie z. B. ein pH-sensitiver fluoreszierender Farbstoff, der eine Lichtemission ausführt, wenn er sich in Lösung mit einer Reagenzienlösung 150 mit einem ersten pH-Wert befindet, und der keine Lichtemission ausführt, wenn er sich in Lösung mit einer Reagenzienlösung 150 mit einem zweiten pH-Wert befindet, der verschieden von dem ersten pH-Wert ist. Zum Beispiel emittiert das Tag 174 im Wesentlichen kein Licht, wenn die Reagenzienlösung 150 einen pH-Wert von 7,0 hat, und emittiert eine vom Menschen wahrnehmbare und von einer Maschine erfassbare Intensität von Licht, wenn die Reagenzienlösung 150 einen pH-Wert von 4,5 hat. Beispielhafte Tags 174 sind u. a. Oregon Green, FAM (z. B. 6-FAM (6-Carboxyfluorescein)), LysoSensor Green, pHrodo Green, Protonex-Farbstoffe (beispielhafte Farbstoffe für saure Bedingungen), HEX (Hexachlorfluorescein), JOE (NHS-Ester, 6-Carboxy-4',5'-dichlor-2',7'-dimethoxyfluorescein), TET (Tetrachlorfluorescein) und Meerrettichperoxidase-Enzym (HRP), unter anderem. Weiterhin sind beispielhafte Tags 174 fluoreszierende Proteine wie z. B. GFP (grün fluoreszierendes Protein), YFP (gelb fluoreszierendes Protein), CFP (cyan fluoreszierendes Protein) und ihre Derivate (beispielhafte Farbstoffe für neutral-basische Bedingungen).
  • Wie hierin ausgeführt, ist das Tag 174 „aktiviert“, wenn das Tag 174 sich in einer Reagenzienlösung 150 mit einem pH-Wert befindet, der bewirkt, dass das Tag 174 (d. h. der pH-sensitive Reporter) eine Intensität von Licht emittiert, die gleich oder höher als ein vorbestimmtes Lichtniveau 175 ist (2). Das Tag 174 ist „deaktiviert“, wenn das Tag 174 sich in einer Reagenzienlösung 150 mit einem pH-Wert befindet, der bewirkt, dass das Tag 174 eine Intensität von Licht emittiert, die niedriger als das vorbestimmte Lichtniveau 175 ist.
  • 2 stellt die Werte von fluoreszierenden Emissionen von beispielhaften Tags 174 einschließlich pHrodo Green und FAM in Abhängigkeit vom pH-Wert dar. Der ATTO 488-Farbstoff ist als Kontrolle ebenfalls dargestellt und weist keine Änderung der fluoreszierenden Emissionen auf Basis des pH-Werts auf. Wie in 2 gezeigt, hat pHrodo Green starke fluoreszierende Emissionen oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175, wenn die Reagenzienlösung 150 sauer ist, und schwache fluoreszierende Emissionen unterhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175, wenn die Reagenzienlösung 150 basisch ist. pHrodo Green weist eine Lichtintensität auf, die deutlich oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 bei einem pH-Wert in einem Bereich von etwa 4,0 bis 5,0 liegt. Dagegen hat FAM umgekehrte Lichtintensitätsabgabeeigenschaften gegenüber pHrodo Green. Genauer gesagt, weist FAM schwache fluoreszierende Emissionen unterhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175, wenn die Reagenzienlösung 150 sauer ist, und starke fluoreszierende Emissionen oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 auf, wenn die Reagenzienlösung 150 neutral oder basisch ist. FAM weist eine Lichtintensitätsabgabe auf, die bei einem pH-Wert in einem Bereich von etwa 7,5 bis 9,0 deutlich oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 liegt. Auf Basis des Obigen scheint pHrodo Green für einen Beobachter hell zu leuchten, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 etwa 4,0 bis 6,5 ist, und pHrodo Green scheint weniger hell oder überhaupt nicht zu leuchten, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 größer als etwa 6,5 ist. FAM scheint für einen Beobachter hell zu leuchten, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 etwa 6,5 bis 9,0 ist, und FAM scheint weniger hell oder überhaupt nicht zu leuchten, wenn der pH-Wert von dessen Lösung kleiner als etwa 6,5 ist.
  • Mit Bezug wiederum auf 1 ist die Leistungsquelle 116 des Systems 100 eine elektrische Leistungsquelle, die über die Steuereinrichtung 132 elektrisch mit den Elektroden 140, 144 verbunden ist. Die Leistungsquelle 116 liefert Wechsel- oder Gleichspannung (wie vom Benutzer ausgewählt) für die Elektroden 140, 144 und ist als jegliche typische Leistungsquelle vorgesehen. In einer Ausführungsform ist die Leistungsquelle 116 ein Schaltnetzteil. Die Leistungsquelle 116 erzeugt in einer Ausführungsform ein elektrisches Signal und führt dies den Elektroden 140, 144 zum Modulieren des pH-Werts von nur einem ausgewählten Teil der Reagenzienlösung 150 zu (d. h. zum Beispiel des Teils der Reagenzienlösung 150, der sich unterhalb der Modulationslinie 184 befindet).
  • Der Speicher 124 des Systems 100 ist ein nicht-transientes computerlesbares Medium, das elektrisch mit der Steuereinrichtung 132 verbunden ist. In einer Ausführungsform speichert der Speicher 124 Daten in Programmdateien oder Programmen 180, die einem bestimmten Behälter 108, einer bestimmten Elektrode 140, 144, Reagenzienlösung 150, Zielsubstanz 158, einem bestimmten Fängermittel 166, Erfassungsmittel 170 und/oder Tag 174 entsprechen. Zum Beispiel kann ein erstes Programm 180 Daten aufweisen, die bewirken, dass die Leistungsquelle 116 an die Elektrode 140 ein elektrisches Signal liefert, das zu einem Strom von 2,5 µA durch die Probe 134 führt. In einer Ausführungsform fließt der Strom gemäß konventionellem Stromfluss von der Elektrode 140 durch die Probe 134 und zu der Elektrode 144. Der Wert des Stroms wird typischerweise so ausgewählt, dass er einem gewünschten vorbestimmten pH-Wert der Reagenzienlösung 150 nahe den Elektroden 140, 144 entspricht (d. h. unterhalb der Modulationslinie 184 (1)). Ein weiteres Programm 180 kann einem anderen Behälter 108, einer anderen Elektrode 140, 144, Reagenzienlösung 150, Zielsubstanz 158, einem anderen Fängermittel 166, Erfassungsmittel 170 und/oder Tag 174 entsprechen und kann Daten aufweisen, die einem anderen gewünschten Wert des Stroms durch die Probe 134 entsprechen. Noch ein weiteres Programm 180 kann das System 100 gemäß einem galvanostatischen Modus oder einem potentiostatischen Modus betreiben.
  • Die Steuereinrichtung 132 ist konfiguriert, die Programme/Anweisungen 180 (d. h. die Software) auszuführen, die in dem Speicher 124 gespeichert sind. Die Steuereinrichtung 132 ist betriebsmäßig mit der Leistungsquelle 116, dem Speicher 124 und den Elektroden 140, 144 verbunden. Die Steuereinrichtung 132 ist als mindestens ein Mikrocontroller und/oder Mikroprozessor vorgesehen.
  • Im Betrieb und mit Bezug auf 3 ist die Steuereinrichtung 132 konfiguriert, das Verfahren 300 zum Bestimmen oder Erfassen der Anwesenheit der Zielsubstanz 158 in der Probe 134 und/oder der Konzentration der Zielsubstanz 158 in der Probe 134 auszuführen. Wie in Block 304 und mit zusätzlichem Bezug auf 4 gezeigt, weist das Verfahren 300 das Vorbereiten eines Testbehälters 188 und eines Kontrollbehälters 190 auf. Der Testbehälter 188 und der Kontrollbehälter 190 sind in einer Ausführungsform beide einer der Behälter 108, wie weiter oben beschrieben. Um die Behälter 188, 190 vorzubereiten, wird das Fängermittel 166 auf den jeweiligen Elektroden 140 ausgebildet und wird gegen andere Bereiche und Flächen der Behälter 188, 190 blockiert. 4 zeigt, dass in jedem Behälter 188, 190 das Fängermittel 166 an die Elektrode 140 gebunden oder sonstwie angebracht ist.
  • Nachdem das Fängermittel 166 an die jeweiligen Elektroden 140 gebunden wurde, werden die Behälter 188, 190 typischerweise gewaschen, um jegliches nicht gebundene Fängermittel 166 zu entfernen. Das Waschen der Behälter 188, 190 umfasst das Spülen der Behälter 188, 190 mit der Reagenzienlösung 150 (oder einer anderen geeigneten Substanz), um jegliche nicht gebundene Moleküle des Fängermittels 166 aus den Behältern 188, 190 zu entfernen. Das Waschen der Behälter 188, 190 beeinflusst oder verschiebt die Moleküle des an die Elektrode 140 gebundenen Fängermittels 166 nicht. Das Verfahren 300 weist keinen weiteren Waschschritt auf.
  • Danach werden, um die Behälter 188, 190 weiter vorzubereiten, Proben zu jedem Behälter 188, 190 zugefügt. Insbesondere wird die Probe 134 zu dem Testbehälter 188 zugefügt. Die Probe 134 weist die Reagenzienlösung 150, die Zielsubstanz 158 und das Erfassungsmittel 170 auf. Eine Kontrollprobe 138 wird zu dem Kontrollbehälter 190 zugefügt. Die Kontrollprobe 138 weist die Reagenzienlösung 150 und das Erfassungsmittel 170 auf, aber nicht die Zielsubstanz 158. In einer Ausführungsform weisen beide Behälter 188, 190 die gleiche Reagenzienlösung 150 und das gleiche Erfassungsmittel 170 auf.
  • Nach dem Zufügen der Testprobe 134 zu dem Testbehälter 188, wie in 4 gezeigt, adsorbieren, komplexieren und/oder sonstwie immobilisieren die Moleküle des Fängermittels 166 mindestens einige Moleküle der Zielsubstanz 158. Weiterhin binden mindestens einige Moleküle des Erfassungsmittels 170 an die adsorbierten Moleküle der Zielsubstanz 158 und werden ebenfalls immobilisiert, und andere Moleküle des Erfassungsmittels 170 binden an nicht gebundene Moleküle der Zielsubstanz 158 und sind in der Probe 134 frei beweglich. Ein derartiger Prozess ist der „einzelne Reaktionsschritt“ des Verfahrens 300. Die immobilisierten Moleküle der Zielsubstanz 158 in dem Testbehälter 188 sind die unter Verwendung des Verfahrens 300 und des Systems 100 „erfassbaren Moleküle“ der Zielsubstanz 158. Die Moleküle der Zielsubstanz 158, die in dem Testbehälter 188 nicht immobilisiert sind, falls vorhanden, sind typischerweise durch das Verfahren 300 und das System 100 nicht erfassbar, selbst wenn das Erfassungsmittel 170 daran gebunden ist.
  • Nach dem Zufügen der Kontrollprobe 138 zu dem Kontrollbehälter 190, wie in 4 gezeigt, ist nichts oder nichts von Bedeutung durch das Fängermittel 166 des Kontrollbehälters 190 immobilisiert. In dem Kontrollbehälter 190 befindet sich keine Zielsubstanz 158, um an das Fängermittel 166 zu binden. Weiterhin bindet das Erfassungsmittel 170 direkt nur an die Zielsubstanz 158 und kann nicht direkt an das Fängermittel 166 binden. Somit weist die Kontrollprobe 138 eine im Wesentlichen homogene Mischung des Erfassungsmittels 170 auf, wobei einige Moleküle des Erfassungsmittels 170 sich oberhalb der Modulationslinie 184 befinden, und andere Moleküle des Erfassungsmittels 170 sich unterhalb der Modulationslinie 184 befinden.
  • Danach umfasst, wie in Block 308 von 3 gezeigt, das Verfahren 300 das lokale Modulieren des pH-Werts der Proben 134, 138 sowohl in dem Testbehälter 188 als auch in dem Kontrollbehälter 190. Das „lokale“ Modulieren des pH-Werts umfasst das Ändern des pH-Werts von nur dem Teil der Reagenzienlösung 150 (d. h. einem ersten Teil der Reagenzienlösung 150), der sich in einer jeweiligen Modulationszone 182 (4) von jedem der Behälter 188, 190 befindet, von einem ersten pH-Wert (d. h. einem unmodulierten oder einem anfänglichen pH-Wert, einem ersten pH-Wert) auf einen zweiten pH-Wert (d. h. einem vorbestimmten pH-Wert, einem zweiten pH-Wert), der von dem ersten pH-Wert verschieden ist. In einer Ausführungsform erstreckt sich die Modulationszone 182 von der Bodenfläche 136 des Behälters 108 zu der Modulationslinie 184 (4), die sich in einem vorbestimmten Abstand 194 (4) von der Bodenfläche 136 befindet. Die Modulationslinie 184 trennt die Modulationszone 182 von einer Nicht-Modulationszone 186 (4) (d. h. einem zweiten Teil der Reagenzienlösung 150). Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Nicht-Modulationszone 186 wird nicht geändert, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 lokal moduliert wird (d. h. geändert wird). Das heißt, während der lokalen Modulation des pH-Werts wird der Teil der Proben 134, 138 moduliert, der sich unterhalb der Modulationslinie 184 in der Modulationszone 182 befindet, und der pH-Wert des Teils der Proben 134, 138 wird nicht moduliert, der sich oberhalb der Modulationslinie 184 in der Nicht-Modulationszone 186 befindet (oder wird daran gehindert, moduliert zu werden). Das lokale Modulieren des pH-Werts wird hierin wie folgt bezeichnet: (i) Ändern der ionischen Konzentration der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 durch eine elektrochemische Reaktion, und (ii) Einführen eines ionischen Gradienten in mindestens der Probe 134 an und unterhalb der Modulationslinie 184.
  • Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 wird lokal moduliert, indem die Elektroden 140, 144 gemäß mindestens einem der in dem Speicher 124 (1) gespeicherten Programme 180 (1) angeregt werden. In einer Ausführungsform bewirkt die angeregte Elektrode 140 eine In-situ-Oxidation und/oder - Reduktion des Teils der Reagenzienlösung 150, der sich nahe der Elektrode 140 in der Modulationszone 182 befindet. Die Oxidation und/oder -Reduktion setzt entweder (i) Wasserstoffionen (H+) frei, die an Wassermoleküle der wässrigen Reagenzienlösung 150 binden, um Hydronium-Kationen (H3O+) zu bilden, die die Reagenzienlösung 150 ansäuern (d. h. den pH-Wert lokal herabsetzen), oder (ii) erhöht die Konzentration von Hydroxidanionen (OH-), die die Reagenzienlösung 150 alkalisieren (d. h. den pH-Wert lokal erhöhen). Das System 100 ist konfigurierbar, den pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 auf Basis mindestens der Zusammensetzung der Reagenzienlösung 150, der Zusammensetzung der Elektroden 140, 144, der Flächenstruktur der Elektroden 140, 144 (d. h. sind die Elektroden 140, 144 strukturiert) und der Charakteristik des von der Steuereinrichtung 132 an die Elektroden 140, 144 angelegten elektrischen Signals lokal zu erhöhen oder lokal zu erniedrigen.
  • Die Kurvendarstellung von 5 stellt ein elektrisches Signal 200, das für das Anlegen an jeweilige Elektroden 140, 144 geeignet ist, und eine pH-Wert-Kurve 204 dar, die den lokal modulierten pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 in Reaktion auf das elektrische Signal 200 darstellt. Genauer gesagt, zeigt 5 die geforderte pH-Wert-Modulation durch die Oxidation von 2,5-Dimethylhydrochinon auf einer Indium-Zinn-Oxid-Elektrode 140 in einer Reagenzienlösung 150 mit einem 1 mM Phosphatpuffer. Wenn Anodenstrom (d. h. das elektrische Signal 200) an die Elektrode 140 angelegt wird, übertrifft die Protonenproduktion die Pufferkapazität der Reagenzienlösung 150, und der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 wird saurer. Das elektrische Signal 200 wird als elektrischer Strom gemessen, der 0 Mikroampere (0 µA) in der Zeit 0 bis 21 Sekunden ist und sich dann in einer Stufe auf ungefähr 2,4 Mikroampere (2,4 µA) erhöht. Das elektrische Signal 200 bestromt die Elektrode 140 mit einem elektrischen Gleichstromsignal von 2,4 Mikroampere über einen vorbestimmten Zeitraum 208 von etwa 60 Sekunden. Nach dem vorbestimmten Zeitraum 208 verringert sich das elektrische Signal 200 auf 0 Mikroampere. In anderen Ausführungsformen ist der vorbestimmte Zeitraum 208 von 1,0 Nanosekunden bis 60 Minuten. Die pH-Werte der pH-Wert-Kurve 204 in 5 wurden durch eine vorkalibrierte Iridiumoxid-Messelektrode bestimmt (nicht dargestellt), die auf der Oberfläche strukturiert war.
  • In Reaktion auf das an die Elektrode 140 angelegte elektrische Signal 200 weist der Teil der Reagenzienlösung 150, der sich in der Modulationszone 182 befindet, eine temporäre Änderung des pH-Werts auf. Wie in der pH-Wert-Kurve 204 von 5 gezeigt, ändert sich der pH-Wert von einem anfänglichen Wert von etwa 8,0 zu einem vorbestimmten pH-Wert 210 (5) von etwa 5,7. Der pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 wird über den Verlauf des vorbestimmten Zeitraums 208 zu dem vorbestimmten pH-Wert 210 schrittweise reduziert. In einer Ausführungsform weist die Reagenzienlösung 150 eine im Wesentlichen lineare Reduktion des pH-Werts in Reaktion auf das elektrische Signal 200 auf, wie in 5 gezeigt. Die Reduktion des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 hängt mindestens von der Charakteristik des elektrischen Signals 200, der Zusammensetzung der Reagenzienlösung 150 und der Pufferstärke ab. Die Reduktion des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 ist in anderen Ausführungsformen nichtlinear. Am Ende des vorbestimmten Zeitraums 208, wenn das elektrische Signal 200 nicht mehr an der Elektrode 140 anliegt, kehrt der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 auf den anfänglichen Wert zurück. 5 zeigt, dass die Rückkehr zu dem anfänglichen Wert im Wesentlichen exponentiell verläuft, ähnlich wie beim Laden eines Kondensators. Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 kehrt in einer Ausführungsform in etwa fünf Minuten zu dem anfänglichen pH-Wert zurück. Die benötigte Zeit zur Rückkehr des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 zu dem anfänglichen pH-Wert hängt mindestens von der Charakteristik des elektrischen Signals 200, der Zusammensetzung der Reagenzienlösung 150 und der Pufferstärke ab. Entsprechend kann der pH-Wert der Reagenzienlösung irgendwann zwischen einer Sekunde und zehn Minuten zu dem anfänglichen pH-Wert zurückkehren.
  • Die lokale Modulation des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 kann in einem galvanostatischen Modus (stromgesteuert) oder einem potentiostatischen Modus (spannungsgesteuert) ausgeführt werden. Weiterhin kann jeglicher Typ von elektrischem Signal während des Verfahrens 300 an die Elektroden 140, 144 angelegt werden. Zum Beispiel ist das an die Elektroden 140, 144 angelegte elektrische Signal in einer Ausführungsform ein Wärmebehandlungsimpuls mit einer vorbestimmten Pulsfrequenz, einer vorbestimmten Pulsbreite und einer vorbestimmten Pulsform. Die Spannung des Wärmebehandlungsimpulses ist ausreichend für die Änderung des pH-Werts in der Modulationszone 182 und zum Entfernen von nicht kovalent gebundenen Molekülen aus der Probe 134. Die Entfernung der nicht kovalent gebundenen Moleküle eliminiert oder reduziert ein Waschen des Substrats (d. h. der Elektrode 140) nach dem anfänglichen Kontakt zwischen der Zielsubstanz 158 und dem Fängermittel 166. Ein weiterer Vorteil ist, dass der Wärmebehandlungsimpuls beim Entfernen von nicht kovalent gebundenem Material aus der Probe 134 wirksamer als ein einfaches Waschen ist.
  • Die lokale Modulation des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 kann auch mit einem geschlossenen Regelkreis ausgeführt werden. Ein geschlossener Regelkreis liefert eine präzise pH-Wert-Steuerung der Reagenzienlösung 150 unter Verwendung einer geschlossenen Regelkreisfunktion, die auf einer Eingabe von einem pH-Wert-Sensor beruht (nicht gezeigt), der sich in dem Behälter 108 befindet. Die Größe des an die Elektroden 140, 144 angelegten elektrischen Signals 200 kann unter Verwendung des geschlossenen Regelkreises dynamisch eingestellt werden, sodass ein gewünschtes pH-Wert-Niveau der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 über den vorbestimmten Zeitraum 208 beibehalten wird.
  • Das Verfahren 300 ermöglicht dem System 100, die Menge der Reagenzienlösung 150 zu steuern, die der lokalen Änderung des pH-Werts unterzogen wird. Eine derartige Steuerung wird visualisiert und verstanden, indem berücksichtigt wird, dass die Steuereinrichtung 132 den Ort der Modulationslinie 184 innerhalb der Behälter 188, 190 steuert. Der Ort der Modulationslinie 184 wird typischerweise als der Abstand zwischen der Modulationslinie 184 und der Elektrode 140, 144 gemessen, an der sich das Fängermittel 166 befindet. Der Ort der Modulationslinie 184 wird auf Basis mindestens teilweise der Immobilisierungs-Höhenlinie 178 (4) ausgewählt. In einer Ausführungsform wird der Ort der Modulationslinie 184 als der gleiche Ort wie die Immobilisierungs-Höhenlinie 178 oder nur etwas weiter von der Elektrode 140 als die Immobilisierungs-Höhenlinie 178 (d. h. höher als die Immobilisierungs-Höhenlinie 178) bestimmt. Der Ort der Modulationslinie 184 ist der gleiche für sowohl den Testbehälter 188 als auch den Kontrollbehälter 190, obwohl der Kontrollbehälter 190 keine immobilisierten Moleküle der Zielsubstanz 158 aufweist.
  • Das an die Elektrode 140 angelegte elektrische Signal bewirkt, dass die Oxidations-/Reduktionsreaktion der Reagenzienlösung 150 an der Elektrode 140 auftritt. Während des vorbestimmten Zeitraums 208 diffundieren durch die pH-Wert-Änderung an der Oberfläche der Elektrode 140 gebildete Ionen und/oder Anionen von der Elektrode 140 weg (nach oben in 4). Das Ergebnis ist, dass die Modulationslinie 184 während des vorbestimmten Zeitraums 208 als auf dem Niveau der Elektrode 140 beginnend und von der Elektrode 140 sich nach oben weg bewegend angesehen werden kann. Wenn die Dauer des vorbestimmten Zeitraums 208 zunimmt, nimmt die Höhe der Modulationslinie 184 zu, und die Menge der Reagenzienlösung 150, die der lokalen Änderung des pH-Werts unterzogen wird, nimmt zu. In einer weiteren Ausführungsform wird der Ort der Modulationslinie 184 mindestens teilweise durch die Konfiguration der Elektroden 140, 144 bestimmt, insbesondere durch den Wert des an die Elektroden 140, 144 angelegten elektrischen Signals.
  • Die Dauer des vorbestimmten Zeitraums 208 wird in einer Ausführungsform derart ausgewählt, dass nur der Teil der Reagenzienlösung 150, der sich von der Immobilisierungs-Höhenlinie 178 bis zur Bodenfläche 136 des Behälters befindet, der Änderung des pH-Werts unterzogen wird. Das heißt, die Dauer des vorbestimmten Zeitraums 208 ist mindestens lang genug, dass den pH-Wert ändernde Ionen und/oder Anionen von der Oberfläche der Elektrode 140 nach oben zu der Immobilisierungs-Höhenlinie 178 diffundieren, sodass die Moleküle des Erfassungsmittels 170, die über die Zielsubstanz 158 an das Fängermittel 166 gebunden sind, sich in der Region des modulierten pH-Werts befinden. Zu diesem Zweck ist die Modulationslinie 184 konfiguriert, sehr nahe (d. h. von 1 bis 100000 Nanometer) zu einer durch eine durchschnittliche Höhe der immobilisierten Zielsubstanz 158 und des Erfassungsmittels 170 auf dem Fängermittel 166 gebildeten Fläche (d. h. sehr nahe zu der Immobilisierungs-Höhenlinie 178) zu sein.
  • Wie weiter oben beschrieben, sind die Tags 174 des Erfassungsmittels 170 pH-sensitiv. Das Verfahren 300 führt dazu, dass Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, einer Änderung unterzogen werden, und verhindert, dass die Tags 174, die sich in der Nicht-Modulationszone 186 befinden, der Änderung unterzogen werden. Insbesondere bewirkt die Steuereinrichtung 132, dass nur die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, Licht oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 emittieren, und verhindert, dass die Tags 174, die sich in der Nicht-Modulationszone 186 befinden, Licht oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 emittieren, oder Licht unterhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 emittieren. Die Steuereinrichtung 132 bewirkt, dass nur die Tags 174, die sich an oder unterhalb der Immobilisierungs-Höhenlinie 178 befindet, Licht emittieren, da nur diese Tags 174 potentiell die Anwesenheit der Zielsubstanz 158 anzeigen. Das Verfahren 300 umfasst das Betreiben der Steuereinrichtung 132 zum Zuführen des elektrischen Signals 200 mindestens zu der Elektrode 140 über den vorbestimmten Zeitraum 208, der von ausreichender Dauer ist, um zu bewirken, dass der pH-Wert der Reagenzienlösung 150, die sich an oder unterhalb der Immobilisierungs-Höhenlinie 178 befindet, zu dem vorbestimmten pH-Wert 210 ändert, und um zu bewirken, dass die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, der erfassbaren Änderung unterzogen werden. Somit umfasst das Verfahren 300 die Verwendung einer dynamischen und bedarfsgerechten Steuerung über den pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182.
  • Block 312 in 3 zeigt, dass das Verfahren 300 das Erfassen eines Ausgangssignals des Erfassungsmittels 170 in dem Testbehälter 188 umfasst. Das Erfassungsmittel 170 kann jeglichen geeigneten Ausgangstyp oder jegliches geeignete Ausgangssignal aufweisen, einschließlich Lumineszenz, Fluoreszenz, kolorimetrischer Verfahren, elektrochemischer Verfahren, Impedanzmessungen, magnetischer Induktionsmessungen und/oder Chemilumineszenz. In einer Ausführungsform umfasst das Verfahren 300 das Erfassen der Helligkeit und/oder der Intensität des von dem Testbehälter 188 emittierten Lichts als erster erfasster Wert (d. h. eine erste Änderung der Tags 174 und ein erstes Ausgangssignal) und das Erfassen der Helligkeit und/oder der Intensität des von dem Kontrollbehälter 190 emittierten Lichts als zweiter erfasster Wert (d. h. eine zweite Änderung der Tags 174 und ein zweites Ausgangssignal). Die erfassten Werte werden erfasst, wenn der Teil der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 den vorbestimmten pH-Wert 210 aufweist.
  • Wie in 6 gezeigt, weisen, wenn die Reagenzienlösung 150 sich auf den vorbestimmten pH-Wert ändert, die Tags 174 der Erfassungsmittel 170, die sich an oder unterhalb der Modulationslinie 184 befinden, eine erfassbare Änderung auf, die mit einem Testinstrument erfassbar ist, wie z. B. einer ladungsgekoppelten Vorrichtung, einer Kamera, einer Infrarotkamera, einer thermischen Kamera, einem Spektrofotometer, einem Fluorometer, einem Luminometer, einem Mikroskop und/oder dem menschlichen Auge. Die Tags 174, die der erfassbaren Änderung unterzogen wurden, sind in 6 als weiße Sterne mit einer schwarzen Umrisslinie dargestellt, und die Tags 174, die der erfassbaren Änderung nicht unterzogen wurden, sind in 6 als ausgefüllte schwarze Sterne dargestellt. In 6 weisen nur die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, die erfassbare Änderung auf, und die Tags 174, die sich nicht in der Modulationszone 182 befinden (d. h. die in der Nicht-Modulationszone 186 sind), weisen die erfassbare Änderung nicht auf. Die erfassbare Änderung tritt in den Tags 174 des Testbehälters 188 und den Tags 174 des Kontrollbehälters 190 auf, die sich in der Modulationszone 182 befinden.
  • 6 stellt weiterhin dar, dass einige Moleküle des Erfassungsmittels 170, die sich unterhalb der Modulationslinie 184 befinden, nicht an das Fängermittel 166 gebunden sind (direkt oder indirekt). Diese nicht gebundenen Moleküle (d. h. frei bewegliche Moleküle) des Erfassungsmittels 170, die sich unterhalb der Modulationslinie 184 befinden, tragen zu der erfassbaren Änderung der Helligkeit bei, zeigen aber nicht die Anwesenheit der Zielsubstanz 158 an und werden im Folgenden als Falscherfassungs-Moleküle 212 bezeichnet. Sowohl der Testbehälter 188 als auch der Kontrollbehälter 190 weisen typischerweise mindestens einige Falscherfassungs-Moleküle 212 auf, da die Moleküle des Erfassungsmittels 170 in der Reagenzienlösung 150 dispergiert sind. Weiterhin weisen die Behälter 188, 190 wegen der ähnlichen Struktur, Form und Größe typischerweise die gleiche Anzahl von Falscherfassungs-Molekülen 212 auf. Somit ist der erste erfasste Wert eine Summe des gebundenen Teils des Erfassungsmittels 170 und des nicht gebundenen Teils des Erfassungsmittels 170, der sich in der Modulationszone 182 des Testbehälters 188 befindet. Der zweite erfasste Wert ist der nicht gebundene Teil des Erfassungsmittels 170, der sich in der Modulationszone 182 des Kontrollbehälters 190 befindet. Die Steuereinrichtung 132 erfasst die Falscherfassungs-Moleküle 212, wie weiter unten beschrieben. Weiterhin sind oberhalb der Modulationslinie 184 alle oder im Wesentlichen alle Moleküle des Erfassungsmittels 170 nicht an das Fängermittel 166 gebunden und werden keiner Änderung unterzogen, da sie dem modulierten pH-Wert der Modulationszone 182 nicht ausgesetzt sind.
  • Als nächstes umfasst, wie in Block 316 gezeigt, das Verfahren 300 die Verwendung der Steuereinrichtung 132 zum Vergleich des erfassten Werts des Testbehälters 188 mit dem erfassten Wert des Kontrollbehälters 190, um ein weiteres Ausgangssignal zu erzeugen. In einer Ausführungsform wird ein elektronisches Testinstrument 216 (6) dazu verwendet, die erfassten Werte des Testbehälters 188 und des Kontrollbehälters 190 zu erfassen und den zweiten erfassten Wert des Kontrollbehälters 190 von dem ersten erfassten Wert des Testbehälters 188 zu subtrahieren und einen Testwert des Systems 100 zu erhalten. Die Subtraktion trennt die Lichtabgabe des gebundenen Erfassungsmittels 170, das sich in der Modulationszone 182 des Testbehälters 188 befindet, von der Lichtabgabe des nicht gebundenen Erfassungsmittels 170, das sich in der Modulationszone 182 des Testbehälters 188 befindet. Der Ausgang des Testinstruments 216 ist in einer Ausführungsform kalibriert, um die Konzentration oder Menge der Zielsubstanz in der Probe 134 darzustellen. Zusätzlich oder alternativ ist der Ausgang des Testinstruments 216 eine Anzeige von nur der Anwesenheit oder der Abwesenheit der Zielsubstanz 158 in der Probe 134.
  • In einem Beispiel, wie in 6 gezeigt, weist der Testbehälter 188 die Zielsubstanz 158 auf, und der Kontrollbehälter 190 weist die Zielsubstanz 158 nicht auf. Der erfasste Wert des Testbehälters 188 weist die Lichtabgabe des an die Zielsubstanz 158 gebundenen Erfassungsmittels 170 plus der Lichtabgabe der Falscherfassungs-Moleküle 212 auf. Der erfasste Wert des Kontrollbehälters 190 weist nur die Lichtabgabe der Falscherfassungs-Moleküle 212 auf. Da die Probe 134 und die Probe 138 im Wesentlichen gleich sind, bis auf die Hinzufügung der Zielsubstanz 158 zu der Probe 134, sollten beide Proben 134, 138 die gleiche Anzahl von Falscherfassungs-Molekülen 212 enthalten. Somit entfernt das Subtrahieren des Lichtabgabe des Kontrollbehälters 190 von der Lichtabgabe des Testbehälters 188 die Wirkungen der Falscherfassungs-Moleküle 212 von der Lichtabgabe des Testbehälters 188, und die Differenz stellt nur die Lichtabgabe des Erfassungsmittels 170 dar, das an die Zielsubstanz 158 in dem Testbehälter 188 gebunden ist.
  • In einem weiteren Beispiel, das in den Figuren nicht gezeigt ist, weist der Testbehälter 188 die Zielsubstanz 158 nicht auf (eine Tatsache, die dem Techniker anfangs nicht bekannt sein mag), und der Kontrollbehälter 190 weist die Zielsubstanz 158 nicht auf. In diesem Beispiel beruht der erfasste Wert des Testbehälters 188 nur auf der Lichtabgabe der Falscherfassungs-Moleküle 212, und der erfasste Wert des Kontrollbehälters 190 beruht nur auf der Lichtabgabe der Falscherfassungs-Moleküle 212. Somit ist, wenn der erfasste Wert des Kontrollbehälters 190 von dem erfassten Wert des Testbehälters 188 subtrahiert wird, die Differenz ungefähr null, wodurch angezeigt wird, dass die Zielsubstanz 158 nicht in dem Testbehälter 188 vorhanden ist.
  • In einer weiteren Ausführungsform werden die Blöcke 312 und 316 des Verfahrens 300 von einem Techniker in einer patientennahen Lösung ausgeführt. In dieser Ausführungsform sind die Tags 174 des Erfassungsmittels 170 konfiguriert, Licht im (für das menschliche Auge) sichtbaren Spektrum zu emittieren. Während des Blocks 312 beobachtet der Techniker die jeweiligen Helligkeitsniveaus oder die bestimmten Farben des Testbehälters 188 und des Kontrollbehälters 190. Dann vergleicht der Techniker die Helligkeitsniveaus und/oder die Farben mit einer gedruckten oder einer elektronischen Bezugstafel, um (zum Beispiel) die Ergebnisse des Tests zu bestimmen (d. h. die Anwesenheit und/oder die Konzentration der Zielsubstanz 158 in der Probe 134 zu bestimmen). Kein elektronisches Testinstrument 216 wird in dieser Ausführungsform zum Bestimmen der Testergebnisse verwendet.
  • In noch einer weiteren Ausführungsform des Ein-Schritt-ELISA-Systems 100 wird ein Detektionsfenster verwendet, das klein genug ist, um nur einen Satz von komplettem Bindungskomplex eines Fängermittels 166, einer Zielsubstanz 158 und eines mit einem pH-sensitiven Signal-Reportingsystem (auf Basis von fluoreszierendem Farbstoff oder Enzym) markierten Erfassungsmittels 170 abzudecken, sodass ein Rauschsignal von nicht gebundenen Detektions-Antikörpern (d. h. den Falscherfassungs-Molekülen 212) wirksam ausgeschlossen wird. Zu diesem Zweck ist der Schritt der pH-Wert-Modulation typischerweise schnell, und der physische Raum, in dem die aktive pH-Wert-Modulation auftritt, ist typischerweise gut gesteuert.
  • 7 ist eine weitere Darstellung des Testbehälters 188 und des Kontrollbehälters 190 mit einer verschiedenen Anordnung des Fängermittels 166, der Zielsubstanz 158 und des Erfassungsmittels 170.
  • Wie in 8 gezeigt, weist eine Multiplex-Ausführungsform eines Ein-Schritt-ELISA-Systems 400 einen Behälter 404, eine Steuereinrichtung 408, einen Speicher 412 und eine Leistungsquelle 416 auf. Der Behälter 404 enthält Elektroden 420 und darin befindliche Elektroden 424. Jede der Elektroden 420, 424 befindet sich auf einer Bodenfläche 430 des Behälters 404. Die Elektroden 420, 424, die Leistungsquelle 416 und der Speicher 412 sind jeweils elektrisch mit der Steuereinrichtung 408 verbunden. Der Speicher 412 weist Programme 434 auf, die konfiguriert sind, zu bewirken, dass die Steuereinrichtung 408 ein Verfahren ähnlich zu dem Verfahren 300 von 3 implementiert. Die Steuereinrichtung 408 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Steuereinrichtung 132, die Leistungsquelle 416 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Leistungsquelle 116, und der Speicher 412 ist im Wesentlichen der gleiche wie der Speicher 124. 8 zeigt, dass eine Testprobe 440 sich am linken Satz der Elektroden 420, 424 befindet, und eine Kontrollprobe 444 sich am rechten Satz der Elektroden 420, 424 befindet. Ein physischer Raum (d. h. eine Lücke) befindet sich zwischen den Proben 440, 444, so dass die Proben 440, 444 durch eine Luftlücke voneinander isoliert sind.
  • Das System 400 unterscheidet sich darin von dem System 100, dass die Testprobe 440 und die Kontrollprobe 444 sich in einer Multiplex-Anordnung in dem gleichen Behälter 404 (d. h. in dem gleichen Raum) befinden. Wie in 8 gezeigt, ist das Volumen der Testprobe 440 so ausgewählt, dass eine kleine „Blase“ am linken Satz der Elektroden 420, 444 gebildet wird, die sich nicht zum rechten Satz der Elektroden 420, 444 erstreckt. Durch die Oberflächenspannung der Testprobe 440 wird die Form der Testprobe 440 beibehalten und verhindert, dass die Testprobe 440 die Kontrollprobe 444 kontaktiert und sich mit dieser mischt. In ähnlicher Weise ist das Volumen der an dem rechten Satz der Elektroden 420, 424 angelegten Kontrollprobe 444 so ausgewählt, dass eine weitere kleine „Blase“ gebildet wird, die sich nicht zu dem linken Satz der Elektroden 420, 424 erstreckt. Durch die Oberflächenspannung der Kontrollprobe 444 wird die Form der Kontrollprobe 444 beibehalten und verhindert, dass die Kontrollprobe 444 die Testprobe 440 kontaktiert und sich mit dieser mischt. Als Ergebnis verwendet das System 400 die halbe Anzahl von Behältern 404 im Vergleich mit dem System 100.
  • Im Betrieb umfasst das System 400 das lokale Modulieren des pH-Werts der Testprobe 440 und der Kontrollprobe 444 in dem Behälter 404. In der dargestellten Ausführungsform ist die Modulationszone 182 durch die Modulationslinien 184 definiert und ist ein im Wesentlichen rechtwinkliger Bereich der Reagenzienlösung 150, der sich oberhalb der Elektrode 424 befindet. Das Fängermittel 166 befindet sich in der Modulationszone 182. Die Modulationslinien 184 trennen die Modulationszone 182 von einer Nicht-Modulationszone 186. Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Nicht-Modulationszone 186 wird nicht geändert, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 lokal moduliert wird. Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 wird durch die Steuereinrichtung 408 durch Anregen der Elektroden 420, 424 gemäß dem weiter oben beschriebenen Prozess lokal moduliert.
  • In 8 sind die Tags 174 des Erfassungsmittels 170 pH-sensitiv, und die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, werden in Reaktion auf den lokal modulierten pH-Wert einer Änderung unterworfen. Die Tags 174, die sich in der Nicht-Modulationszone 186 befinden, werden der Änderung nicht unterzogen. Die Änderung an den Tags 174, die sich in den Modulationszonen 182 von 8 befinden, bildet zwei Ausgangssignale. Nur die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, tragen zu dem Ausgangssignal der Testprobe 440 bei, und die Tags 174, die sich außerhalb der Modulationszone 182 befinden, tragen nicht zu dem Ausgangssignal bei. Genauer gesagt, nur die Tags 174, die sich in den Modulationszonen 182 befinden, emittieren Licht oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175, und die Tags 174, die sich in den Nicht-Modulationszonen 186 befinden, werden daran gehindert, Licht oberhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175 zu emittieren, oder emittieren Licht unterhalb des vorbestimmten Lichtniveaus 175. Die Tags 174, die sich außerhalb der durch die Modulationslinie 184 der Testprobe 440 definierten Zone 182 befinden, können die Anwesenheit der Zielsubstanz 158 nicht anzeigen, da diese Tags 174 keinen Typ von Ausgangssignal in Reaktion auf den lokal modulierten pH-Wert erzeugen. Die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 der Testprobe 440 befinden, wird als erster erfasster Wert erfasst, und die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 der Kontrollprobe 444 befinden, wird als zweiter erfasster Wert erfasst. Die Steuereinrichtung 408 vergleicht den erfassten Wert der Testprobe 440 mit dem erfassten Wert der Kontrollprobe 444 gemäß dem weiter oben beschriebenen Prozess, um die Anwesenheit und/oder die Konzentration der Zielsubstanz 158 in der Testprobe 440 zu bestimmen.
  • Ein weiteres Multiplex-Ein-Schritt-ELISA-System 500 ist in 9 gezeigt. Das System 500 ist konfiguriert, die Anwesenheit und/oder die Konzentration von vielfachen/verschiedenen Typen von Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C innerhalb einer einzelnen Testprobe 526 zu erfassen. Das System 500 weist einen Testbehälter 504, einen Kontrollbehälter 506, eine Steuereinrichtung 508, einen Speicher 512, eine Leistungsquelle 516 und ein Testinstrument 518 mit drei Sensoren 522A, 522B, 522C auf. Der Testbehälter 504 weist eine gemeinsame Elektrode 520 auf, die sich die Elektroden 524A, 524B, 524C teilen, und die Testprobe 526 befindet sich darin. Der Kontrollbehälter 506 weist Elektroden 520, 524D auf, und eine Kontrollprobe 528 befindet sich darin. Die Elektroden 524A, 524B, 524C, 524D, 520, der Speicher 512, die Leistungsquelle 516 und das Testinstrument 518 sind jeweils elektrisch mit der Steuereinrichtung 508 verbunden. Der Speicher 512 weist Programme 534 auf, die konfiguriert sind, zu bewirken, dass die Steuereinrichtung 508 ein Verfahren ähnlich/gleich zu dem Verfahren 300 von 3 implementiert. Die Steuereinrichtung 508 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Steuereinrichtung 132, die Leistungsquelle 516 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Leistungsquelle 116, und der Speicher 512 ist im Wesentlichen der gleiche wie der Speicher 124.
  • Das System 500 von 9 unterscheidet sich von dem System 100 darin, dass die Testprobe 526 drei verschiedene Fängermittel 166A, 166B, 166C, drei verschiedene Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C und drei verschiedene Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C innerhalb der Reagenzienlösung 150 aufweist. Die Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C sind in 9 jeweils unterschiedlich dargestellt. Die Fängermittel 166A, 166B, 166C und die Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C sind in 9 durch Bezugsziffer und Buchstabe unterscheidbar, haben aber die gleiche graphische Darstellung. Das Fängermittel 166A ist nur an die Elektroden 524A und 524D gebunden, das Fängermittel 166B ist nur an die Elektrode 524B gebunden, und das Fängermittel 166C ist nur an die Elektrode 524C gebunden. Das System 500 unterscheidet sich auch darin, dass die Modulationszone 182 im Wesentlichen rechtwinklige Teil-Modulationszonen 530A, 530B, 530C aufweist, wie weiter unten beschrieben.
  • Die beispielhafte Konfiguration des Testbehälters 504 bildet eine „A“-Detektionszone auf der linken Seite des Testbehälters 504 einschließlich der Teil-Modulationszone 530A, eine „B“-Detektionszone in der Mitte des Testbehälters 504 einschließlich der Teil-Modulationszone 530B und eine „C“-Detektionszone auf der rechten Seite des Testbehälters 504 einschließlich der Teil-Modulationszone 530C. Die Linie 532A identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 530A und der Teil-Modulationszone 530B, und die Linie 532B identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 530B und der Teil-Modulationszone 520C. In einer Ausführungsform ist der Sensor 522A des Testinstruments 518 so positioniert, dass er die Lichtabgabe von der „A“-Detektionszone erfasst (d. h. der Teil-Modulationszone 530A), der Sensor 522B ist so positioniert, dass er die Lichtabgabe von der „B“-Detektionszone erfasst (d. h. der Teil-Modulationszone 530B), und der Sensor 522C ist so positioniert, dass er die Lichtabgabe von der „C“-Detektionszone erfasst (d. h. der Teil-Modulationszone 530C). In anderen Ausführungsformen weist das Testinstrument 518 weniger als drei Sensoren 522A, 522B, 522C auf. Zum Beispiel weist in einer Ausführungsform das Testinstrument 518 einen „Weitwinkel“-Sensor auf (nicht gezeigt), der konfiguriert ist, die Lichtabgabe von jeder der Detektionszonen A, B, C zu erfassen und zu differenzieren. Jede Ausführungsform des Testinstruments 518 ist auch konfiguriert, die Lichtabgabe von der Modulationszone 182 des Kontrollbehälters 506 zu erfassen.
  • Der Kontrollbehälter 506 weist eine beispielhafte Kontrollprobe 528 mit der Reagenzienlösung 150 und mindestens einem Typ von Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C auf. In der beispielhaften Ausführungsform von 9 weist die Kontrollprobe 528 alle drei Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C auf. Mindestens eines der Fängermittel 166A, 166B, 166C ist an die Elektrode 524D gebunden. In dem dargestellten Beispiel ist das Fängermittel 166A an die Elektrode 524D gebunden.
  • Im Betrieb umfasst das System 500 das lokale Modulieren des pH-Werts der Testprobe 526 in dem Behälter 504 und der Kontrollprobe 528 in dem Behälter 506. In der dargestellten Ausführungsform erstreckt sich die Modulationszone 182 von der Modulationslinie 184 nach unten zu den Elektroden 524A, 524B, 524C, 524D. Das Fängermittel 166A befindet sich in der Teil-Modulationszone 530A, das Fängermittel 166B befindet sich in der Teil-Modulationszone 530B, und das Fängermittel 166C befindet sich in der Teil-Modulationszone 530C. Die Modulationslinie 184 trennt die Modulationszone 182 von einer Nicht-Modulationszone 186. Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Nicht-Modulationszone 186 wird nicht geändert, wenn der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 in der Modulationszone 182 lokal moduliert wird. Der pH-Wert der Reagenzienlösung 150 wird durch die Steuereinrichtung 508 durch Anregen mindestens einer der Elektroden 524A, 524B, 524C und der Elektrode 520 gemäß dem weiter oben beschriebenen Prozess lokal moduliert.
  • Die Tags 174 des Erfassungsmittels 170A, 170B, 170C sind pH-sensitiv, und die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, werden in Reaktion auf den lokal modulierten pH-Wert einer Änderung unterworfen. Die Tags 174, die sich in der Nicht-Modulationszone 186 befinden, werden der Änderung nicht unterzogen. Die Änderung an den Tags 174, die sich in den Modulationszonen 182 von 9 befinden, bewirkt mindestens vier Ausgangssignale. Die ersten drei Ausgangssignale werden an den Detektionszonen A, B bzw. C erzeugt. Das vierte Ausgangssignal wird an der Modulationszone 182 des Kontrollbehälters 506 erzeugt. Nur die Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 befinden, tragen zu dem Ausgangssignal der Testprobe 526 bei, und die Tags 174, die sich außerhalb der Modulationszone 182 befinden, tragen nicht zu dem Ausgangssignal bei. In einer Ausführungsform wird die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Detektionszone A der Testprobe 526 befinden, als erster erfasster Wert erfasst, die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Detektionszone B der Testprobe 526 befinden, wird als zweiter erfasster Wert erfasst, die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Detektionszone C der Testprobe 526 befinden, wird als dritter erfasster Wert erfasst, und die Lichtabgabe der Tags 174, die sich in der Modulationszone 182 der Kontrollprobe 528 befinden, wird als vierter erfasster Wert erfasst. Genauer gesagt, die Lichtabgabe (die Ausgangssignale) von jeder Detektionszone A, B, C kann durch gleichzeitiges Bestromen jeder der Elektroden 524A, 524B, 524C erzeugt werden, um den pH-Wert in der gesamten Modulationszone 182 einschließlich aller Teil-Modulationszonen 530A, 530B, 530C zu modulieren. In einer weiteren Ausführungsform wird eine ausgewählte der drei Elektroden 524A, 524B, 524C und/oder der Elektrode 520 moduliert, um den pH-Wert in nur einer ausgewählten der Teil-Modulationszonen 530A, 530B, 530C zu modulieren, wobei in diesem Fall nur die Tags 174, die sich in der ausgewählten Teil-Modulationszone 530A, 530B, 530C befinden, der Änderung unterworfen werden und eine von dem Testinstrument 518 als erfasster Wert erfassbare Lichtabgabe erzeugen. Die Steuereinrichtung 508 vergleicht den erfassten Wert oder die erfassten Werte der Testprobe 526 mit dem erfassten Wert der Kontrollprobe 528, gemäß dem weiter oben beschriebenen Prozess, um die Anwesenheit und/oder die Konzentration der Zielsubstanz 158A, 158B, 158C in der Testprobe 526 zu bestimmen.
  • In einer weiteren Ausführungsform weist das System 500 drei verschiedene Typen von Tags 174 auf (nicht gezeigt), wie z. B. einen A-, B- und C-Typ von Tag 174. In einer derartigen Ausführungsform ist jeder Typ von Tag 174 konfiguriert, einen eindeutigen oder individuell identifizierbaren Ausgang (durch das Testinstrument 518) zu erzeugen. Zum Beispiel kann jeder verschiedene Typ von Tag 174, wenn er dem vorbestimmten pH-Wert 210 ausgesetzt wird, Licht mit einer verschiedenen Wellenlänge abgeben.
  • Wie in 10 gezeigt, sind die Ein-Schritt-ELISA-Systeme 100, 400, 500 kompatibel mit diversen Typen von ELISA einschließlich „Sandwich“-ELISA-Techniken, bei denen die Zielsubstanz 158 „sandwichartig“ zwischen dem Fängermittel 166 und dem Erfassungsmittel 170 aufgenommen wird. Bei der Sandwich-Technik kann ein Zwischen-Molekül 460 (gezeigt durch ein gestricheltes Oval) oder kann nicht zwischen der Zielsubstanz 158 und dem Erfassungsmittel 170 gebunden sein. Die Systeme 100, 400, 500 sind auch mit dem direkten ELISA kompatibel, bei dem kein Fängermittel 166 vorhanden ist, und die Zielsubstanz 158 direkt an die Elektrode 140, 424 gebunden ist. Bei dem direkten ELISA, der auch in 11 dargestellt ist, ist das Erfassungsmittel 170 an die Zielsubstanz 158 gebunden, sodass die Zielsubstanz 158 direkt erfasst wird. Dagegen ist beim indirekten ELISA (in 10 gezeigt) das Zwischen-Molekül 460 zwischen der Zielsubstanz 158 und dem Erfassungsmittel 170 gebunden, und die Zielsubstanz 158 wird indirekt durch Messen des Ausgangs des Erfassungsmittels 170 für Moleküle erfasst, die an das Zwischen-Molekül 460 gebunden sind. Weiterhin sind die Systeme 100, 400, 500 mit einem kompetitiven ELISA kompatibel, der das Fängermittel 166 nicht aufweist, aber eine Hemmsubstanz 464 aufweist, wie z. B. ein Hemmantigen. Bei jedem Typ von ELISA modulieren die Systeme 100, 400, 500 den pH-Wert der Reagenzienlösung 150 gemäß dem weiter oben beschriebenen Verfahren 300. Die Systeme 100, 400, 500 sind mit allen Typen von ELISA kompatibel.
  • Die hierin offenbarten Systeme 100, 400, 500 bieten zahlreiche Vorteile gegenüber ELISA-Systemen des Stands der Technik. Wie durch Vergleich von 12 und 13 gezeigt, enthalten die hierin offenbarten Systeme 100, 400, 500 nur einen Waschschritt und nur einen Reaktionsschritt vor dem Erfassen der erfassten Werte. Insbesondere findet das Waschen (d. h. Waschen 1), wie in 12 gezeigt, statt, nachdem das Fängermittel 166 an die Elektrode 140 gebunden wurde und bevor die Zielsubstanz 158 zu dem Behälter 188 zugefügt wird. Keine weiteren Waschschritte oder Reaktionsschritte werden eingesetzt; somit sind die Systeme 100, 400, 500 Ein-Schritt-ELISA-Prozesse. Dagegen hat, wie in 13 gezeigt, ein konventionelles ELISA-System 600 mindestens drei Waschschritte und mindestens drei Reaktionsschritte vor dem Erfassen des Ausgangs. Das konventionelle ELISA-System 600 weist einen Behälter 604 auf, der keine Elektroden enthält. Das Fängermittel 608 ist direkt an die Bodenfläche 612 des Behälters 604 gebunden. Der konventionelle ELISA weist einen ersten Waschschritt (d. h. Waschen 1) auf, nachdem das Fängermittel 608 an dem Behälter 604 und der Fläche 612 gebunden wurde. Danach wird ein zweiter Waschschritt (d. h. Waschen 2) nach dem Zufügen der Zielsubstanz 620 zu dem Behälter 604 durchgeführt, um die Moleküle von nicht gebundener Zielsubstanz 620a, die nicht an das Fängermittel 608 gebunden waren, zu entfernen. Ein dritter Waschschritt (d. h. Waschen 3) wird nach Zufügen des Erfassungsmittels 628 zu dem Behälter 604 durchgeführt, um die Moleküle von nicht gebundenem Erfassungsmittel 628a, die nicht an die Zielsubstanz 620 gebunden waren, zu entfernen. Nach dem dritten Waschschritt liefert eine zeitlich gesteuerte enzymatische Entwicklungsreaktion einen Ausgangswert.
  • Der Behälter 604 liefert einen Ausgangswert, indem er eine Änderung der Farbe der Reagenzienlösung 650 aufweist, die entweder mit einem Testgerät (nicht gezeigt) oder durch visuelle Beobachtung durch den Techniker erfassbar ist. Genauer gesagt, das Erfassungsmittel 628 ist mit einem Enzym 654 markiert, das konfiguriert ist, mit Substraten 658 in der Reagenzienlösung 650 zu reagieren und Produkte zu erzeugen, die die Farbe der Reagenzienlösung 650 ändern, oder sichtbare lokale Präzipitate auf der Fläche 612 zu bilden. Das System 600 verwendet nicht eine Änderung des pH-Werts, um die Zielsubstanz 620 zu erfassen.
  • Die Systeme 100, 400, 500 und das Verfahren 300, wie hierin offenbart, sind viel weniger anfällig für Benutzerfehler als das konventionelle ELISA-System 600 und liefern daher reproduzierbarere und zuverlässigere Testergebnisse. Bei jedem Waschschritt in dem ELISA-Prozess besteht die Möglichkeit, dass der Techniker den Testprozess stört. Zum Beispiel ist es bei dem konventionellen ELISA-System 600, falls der Behälter 604 gewaschen wird, um die nicht gebundenen Moleküle 620a der Testsubstanz 620 zu entfernen, dann möglich, einige der gebundenen Moleküle der Testsubstanz 620 zu entfernen, wodurch die Testergebnisse durch Reduzieren der Menge der Testsubstanz 620, die an das Fängermittel 608 gebunden ist, beeinträchtigt werden. Somit ist es typischerweise wünschenswert, die Anzahl der Waschschritte zu reduzieren. Weiterhin beansprucht jedes Waschen eine bestimmte Zeit; somit ist ein hoher Durchsatz ein weiterer Vorteil der Systeme 100, 400, 500. Bei einer stundenlangen Reaktion für jede Komponente (Fängermittel 608, Zielsubstanz 620 und Erfassungsmittel 628) und mindestens drei bis fünf Waschschritten von jeweils mindestens fünf Minuten wird die Reaktionszeit des konventionellen ELISA-Systems 600 dramatisch verlängert, verglichen mit dem Ein-Schritt-ELISA Verfahren 300, wie hierin offenbart. Da die Systeme 100, 400, 500 weniger Waschschritte verwenden, erzeugen die Systeme 100, 400, 500 Testergebnisse schneller und mit größerer Zuverlässigkeit als das konventionelle ELISA-System 600 von 13, wodurch die Systeme 100, 400, 500 besonders gut geeignet für patientennahe Systeme gestaltet werden. Falls ein Multiplex-Format eingesetzt wird (d. h. wie in 8 und 9 gezeigt), wird der Durchsatz des Systems 400, 500 noch mehr erhöht, verglichen mit dem konventionellen ELISA-System 600.
  • Wie in 14A, 14B, 15 und 16 gezeigt, verwendet ein ELISA-System 700 eine pH-Wert-Modulation und ein Detektionsverfahren auf FRET-Basis. Detektionsverfahren auf FRET-Basis (Fluoreszenz-Resonanzenergietransfer) verwenden ein Paar von Fluorophoren, um die Zielsubstanz 158 zu erfassen. Wenn ein Fluorophor (Donor) des Paars mit Licht mit der richtigen Anregungs-Wellenlänge angeregt wird, wird die Energie zu dem angeregten Niveau des anderen Fluorophors übertragen, und das andere Fluorophor (Akzeptor) emittiert ein Fluoreszenz-Signal mit einer entsprechenden Emissions-Wellenlänge. Je nach verwendetem FRET-Paar kann der Energietransfer auch eine Löschung eines Lichtsignals anstelle der Emission des Lichtsignals oder der Freisetzung des Fluoreszenz-Signals herbeiführen.
  • Wie weiter unten ausgeführt, reduzieren Detektionssysteme auf FRET-Basis, wie z. B. das System 700, die Anzahl von Falscherfassungs-Molekülen (wie z. B. der Falscherfassungs-Moleküle 212, 1). Zu diesem Zweck verwendet das System 700 Fängermittel und Erfassungsmittel, die mit einem FRET-Paar markiert sind: ein Fängermittel markiert mit einem Donor-Molekül und ein Erfassungsmittel markiert mit einem Akzeptor-Molekül oder umgekehrt. Mindestens einer des Donors oder des Akzeptors erzeugt ein pH-Wert-abhängiges Ausgangssignal (wie z. B. eine Lichtabgabe). Wie in 15 gezeigt, wird das Ausgangssignal nur erzeugt, wenn der Donor und der Akzeptor sich innerhalb eines vorbestimmten Abstands 738 voneinander befinden, durch das Binden an die gleiche Zielsubstanz 158, und der pH-Wert wird auf den gewünschten vorbestimmten pH-Wert moduliert. Ein weiterer Vorteil ist, dass FRET-Systeme 700 die Fluoreszenz löschen ebenso wie anregen können, und als Ergebnis kann die Anwesenheit der Zielsubstanz(en) 158 entweder als Ausgangssignal mit einem Fluoreszenz-Signal (Emission von Licht) oder als Ausgangssignal mit Abwesenheit von Licht (ein gelöschtes Signal) angezeigt werden. Beispielhafte FRET-Paare (d. h. Donor- und Akzeptor-Paare) sind in 16 beschrieben und umfassen Fluoresceinisothiocyanat (FITC) und ein Isothiocyanat-Derivat von Tetramethylrhodamin (TRITC), FAM und TRITC und Oregon Green 488 und Tetramethylrhodamin (TMR). 16 zeigt auch die Anregungs- und Emissions-Wellenlängen von jedem Donor- und Akzeptor-Paar, ebenso welches der Paare pH-sensitiv ist.
  • Ein beispielhaftes System 700 auf FRET-Basis ist in 14A und 14B gezeigt. Das System 700 ist konfiguriert, die Anwesenheit und/oder die Konzentration einer Zielsubstanz 158 zu erfassen, ohne dass ein separater Kontrollbehälter benötigt wird. Das System 700 weist einen Behälter 704, eine Steuereinrichtung 708, einen Speicher 712, eine Leistungsquelle 716 und ein Testinstrument 718 auf. Der Behälter 704 weist Elektroden 720, 724 und eine Testprobe 726 darin auf. Die Elektroden 720, 724, der Speicher 712, die Leistungsquelle 716 und das Testinstrument 718 sind jeweils elektrisch mit der Steuereinrichtung 708 verbunden. Der Speicher 712 weist Programme 734 auf, die konfiguriert sind, zu bewirken, dass die Steuereinrichtung 708 ein Verfahren ähnlich/gleich dem Verfahren 300 von 3 implementiert. Die Steuereinrichtung 708 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Steuereinrichtung 132, die Leistungsquelle 716 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Leistungsquelle 116, und der Speicher 712 ist im Wesentlichen der gleiche wie der Speicher 124.
  • Das System 700 weist ein an die Elektrode 720 gebundenes Fängermittel 166 auf, und die Testprobe 726 weist die Zielsubstanz 158 und ein Erfassungsmittel 170 auf. In diesem Beispiel weisen das Fängermittel 166 und das Erfassungsmittel 170 ein FRET-Paar auf. Genauer gesagt, ist das Fängermittel 166 mit einem Donor-Molekül 730 markiert, und das Erfassungsmittel 170 ist mit einem Akzeptor-Molekül 734 markiert. In anderen Ausführungsformen ist das Fängermittel 166 mit dem Akzeptor-Molekül 734 markiert, und das Erfassungsmittel 170 ist mit dem Donor-Molekül 730 markiert. In 14A ist die Reagenzienlösung 150 nicht im pH-Wert moduliert. Entsprechend ist der pH-Wert der Testprobe 726 im Wesentlichen gleichförmig, und weder das Donor-Molekül 730 noch das Akzeptor-Molekül 734 ist aktiv.
  • In einer Ausführungsform ist das Akzeptor-Molekül 734 darin von dem Tag 174 verschieden, dass das Akzeptor-Molekül 734 kein Ausgangssignal erzeugt oder keiner Änderung direkt in Reaktion auf die lokalisierte Änderung des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 unterworfen wird. Stattdessen wird das Akzeptor-Molekül 734 der Änderung nur unterzogen, wenn es sich innerhalb des vorbestimmten Abstands 738 (14B) von einem aktivierten Donor-Molekül 730 befindet. Das Donor-Molekül 730 wird in Reaktion auf die lokalisierte Änderung des pH-Werts der Reagenzienlösung 150 einer Änderung (d. h. einer ersten Änderung) unterzogen, aber die Änderung an dem Donor-Molekül 730 ist von dem Testinstrument 718 nicht erfassbar. Stattdessen aktiviert das Donor-Molekül 730 die Akzeptor-Moleküle 734, die sich innerhalb des vorbestimmten Abstands 738 davon oder innerhalb einer vorbestimmten Donor-Region 742 befinden. Wenn die Steuereinrichtung 708 den pH-Wert der Modulationszone 182 moduliert, erzeugen nur die Akzeptor-Moleküle 734, die sich innerhalb des vorbestimmten Abstands 738 von den aktivierten Donor-Molekülen 730 befinden, das Ausgangssignal (d. h. eine zweite Änderung), das von dem Testinstrument 718 erfassbar ist. Die Nicht-Modulationszone 186 befindet sich oberhalb der Modulationszone 182.
  • Im Betrieb, wie in 14B gezeigt, ist das System 700 dazu betriebsfähig, die Anwesenheit und/oder die Konzentration der Zielsubstanz 158 in der Testprobe 726 zu erfassen. Am Beginn moduliert das System 700 lokal den pH-Wert in der Modulationszone 182 unterhalb der Modulationslinie 184. Der modulierte pH-Wert aktiviert die Donor-Moleküle 730 des Fängermittels 166 und bewirkt, dass nur die Akzeptor-Moleküle 734, die sich innerhalb der Donor-Regionen 742 befinden, einer Änderung unterzogen werden und ein Ausgangssignal erzeugen, das von dem Testinstrument 718 erfassbar ist. Wie in 14B gezeigt, weisen zwei nahegelegene Erfassungsmittel 750 Akzeptor-Moleküle 754 auf, die sich unterhalb der Modulationslinie 184 in der Modulationszone 182 befinden. Die Akzeptor-Moleküle 754 sind außerhalb der Donor-Regionen 742 beabstandet und sind nicht aktiviert und tragen nicht zu dem Ausgangssignal bei, das von dem Testinstrument 718 erfassbar ist.
  • Die Änderung, der die Akzeptor-Moleküle 734, die sich innerhalb der Donor-Regionen 742 befinden, unterzogen wurden, ist das Ausgangssignal des Systems 700. In einer Ausführungsform wird kein Kontrollsignal von dem System 700 erzeugt, und kein Kontrollsignal wird von dem Ausgangssignal subtrahiert, da das System 700 „falsche Positive“ unter Verwendung des FRET-Konzepts eliminiert. Kurz gesagt, die Verwendung von FRET bewirkt, dass nur diejenigen Akzeptor-Moleküle 734, die am wahrscheinlichsten an die Zielsubstanz 158 gebunden werden, einen Ausgang erzeugen. FRET verbessert die Zuverlässigkeit des Tests, indem einfach verhindert wird, dass die Akzeptor-Moleküle 734, die nicht an die Zielsubstanz 158 gebunden sind, sich aber unterhalb der Modulationslinie 184 befinden, zu dem Ausgangssignal beitragen. In einer weiteren Ausführungsform wird ein Kontrollsignal von dem System 700 erhalten, um jeglichen fluoreszierenden Ausgang der Akzeptor-Moleküle 734 zu kompensieren, der nicht auf der pH-Wert-Modulation beruht. Dieser fluoreszierende Ausgang wird hierin als Hintergrundniveau des fluoreszierenden Ausgangs bezeichnet. Das Hintergrundniveau des fluoreszierenden Ausgangs, falls vorhanden, wird von dem durch die pH-Wert-modulierten Tags 734 erzeugten Ausgangssignal subtrahiert.
  • Auf Basis des Vorstehenden ist in dem System 700 auf FRET-Basis mindestens eines des Donor-Moleküls 730 und des Akzeptor-Moleküls 734 pH-sensitiv. Genauer gesagt, in einer ersten Konfiguration des Systems 700 auf FRET-Basis ist das Donor-Molekül 730 pH-sensitiv, und das Akzeptor-Molekül 734 ist nicht pH-sensitiv. In einer zweiten Konfiguration des Systems 700 auf FRET-Basis ist das Donor-Molekül 730 nicht pH-sensitiv, und das Akzeptor-Molekül 734 ist pH-sensitiv. In einer dritten Konfiguration des Systems 700 auf FRET-Basis sind sowohl das Donor-Molekül 730 als auch das Akzeptor-Molekül 734 pH-sensitiv.
  • In einer weiteren Konfiguration des Systems 700 auf FRET-Basis ist eine pH-Wert-Modulation nicht erforderlich, um die Anwesenheit und/oder die Konzentration der Zielsubstanz 158 in der Probe 726 zu erfassen. In einer derartigen Ausführungsform sind weder die Donor-Moleküle 730 noch die Akzeptor-Moleküle 734 pH-sensitiv, und der Ein-Schritt-ELISA wird ohne Modulieren des pH-Werts des Reagenzes 150 durchgeführt. Genauer gesagt, die Donor-Moleküle 730 und die Akzeptor-Moleküle 734 sind so ausgewählt, dass sie einen erfassbaren Ausgang (entweder Lichtemission oder ein gelöschtes Signal) liefern, wenn sie sich in weniger als dem vorbestimmten Abstand 738 voneinander befinden. Da die Donor-Moleküle 730 an die Elektrode 720 gebunden sind, wird der erfassbare Ausgang am meisten durch die Akzeptor-Moleküle 734 der Moleküle des Erfassungsmittels 170 beeinflusst, die an die Zielsubstanz 158 gebunden sind. Die Moleküle von nicht gebundenem Erfassungsmittel 170 befinden sich typischerweise weiter als im vorbestimmten Abstand 738 von den Donor-Molekülen 730 und tragen daher nicht zu dem erfassbaren Ausgang bei. Das hierin beschriebene Verfahren der pH-Wert-Modulation liefert typischerweise ein erhöhtes Genauigkeitsniveau im Vergleich mit einem System auf FRET-Basis, das keine pH-Wert-Modulation einsetzt.
  • Ein weiteres Multiplex-System 800 ist in 17 gezeigt. Das System 800 ist konfiguriert, die Anwesenheit und/oder die Konzentration von vielfachen/verschiedenen Typen von Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C innerhalb einer Probe 826 unter Verwendung eines einzelnen Behälters 804 ohne einen separaten Kontrollbehälter zu erfassen. Das System 800 weist den Behälter 804, eine Steuereinrichtung 808, einen Speicher 812 und eine Leistungsquelle 816 auf. Das System 800 kann auch ein Testinstrument aufweisen (nicht gezeigt), wie z. B. das Testinstrument 518 von 9. Der Behälter 804 weist eine gemeinsame Elektrode 820, die sich Testelektroden 824A, 824B, 824C teilen, und eine Kontrollelektrode 824D auf. Die Elektroden 824A, 824B, 824C, 824D, 820, der Speicher 812 und die Leistungsquelle 816 sind jeweils elektrisch mit der Steuereinrichtung 808 verbunden. Der Speicher 812 weist Programme 834 auf, die konfiguriert sind, zu bewirken, dass die Steuereinrichtung 808 ein Verfahren ähnlich/gleich dem Verfahren 300 von 3 implementiert. Die Steuereinrichtung 808 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Steuereinrichtung 132, die Leistungsquelle 816 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Leistungsquelle 116, und der Speicher 812 ist im Wesentlichen der gleiche wie der Speicher 124.
  • Das System 800 von 17 ist ähnlich zu dem System 500 von 9, unterscheidet sich aber darin, dass der Behälter 804 eine Kombination des Testbehälters 504 und des Kontrollbehälters 506 des Systems 500 ist. Der Behälter 804 weist eine Probe 826 mit drei verschiedenen Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C und drei verschiedenen Erfassungsmitteln 170A, 170B, 170C innerhalb der Tags 174 enthaltenden Reagenzienlösung 150 auf. Weiterhin sind drei verschiedene Fängermittel 166A, 166B, 166C an die entsprechenden Elektroden 824A, 824B, 824C gebunden. Die Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C sind in 17 jeweils unterschiedlich dargestellt. Die Fängermittel 166A, 166B, 166C und die Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C sind in 17 durch Bezugsziffer und Buchstabe unterscheidbar, haben aber die gleiche graphische Darstellung. Das Fängermittel 166A ist nur an die Elektrode 824A gebunden, das Fängermittel 166B ist nur an die Elektrode 824B gebunden, und das Fängermittel 166C ist nur an die Elektrode 824C gebunden. Das System 800 weist im Wesentlichen rechtwinklige (im Querschnitt) Teil-Modulationszonen 830A, 830B, 830C auf. Die Linie 832A identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 830A und der Teil-Modulationszone 830B, und die Linie 832B identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 830B und der Teil-Modulationszone 820C. Die Modulationslinie 184 trennt die Modulationszone 182 von der Nicht-Modulationszone 186.
  • Der Behälter 804 weist eine Testregion 850 und eine Kontrollregion 854 auf. Eine Grenzlinie 858 identifiziert eine Grenze zwischen den Regionen 850, 854, aber es befindet sich keine physische Barriere zwischen den Regionen 850, 854. Das heißt, die Regionen 850, 854 sind fluidisch verbunden, und die Probe 826 bewegt sich frei zwischen den beiden Regionen 850, 854. Die Kontrollelektrode 824D weist keine daran angebrachten Moleküle des Fängermittels (einschließlich der Fängermittel 166A, 166B, 166C) auf. Anders gesagt, die Kontrollelektrode 824D ist frei von Fängermittel 166A, 166B, 166C. Entsprechend liegt, auch wenn die Kontrollelektrode 824D der Probe 826, die die Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C aufweist, ausgesetzt ist, keine spezifische Bindung zwischen der Kontrollelektrode 824D und irgendwelchen Molekülen der Probe 826 vor. Das heißt, keine der Moleküle innerhalb der Probe 826 sind konfiguriert, direkt an die Kontrollelektrode 824D zu binden. Daher existiert ein Ausgangssignal (d. h. eine Lichtabgabe oder ein anderer erfassbarer Ausgang) der Kontrollregion 854 nur auf Basis der Falscherfassungs-Moleküle 212. Im Betrieb wird das Ausgangssignal der Kontrollregion 854 von den Ausgangssignalen (d. h. eine Lichtabgabe oder ein anderer erfassbarer Ausgang) der Teil-Modulationszonen 830A, 830B, 830C subtrahiert, um zu den Ergebnissen des Tests zu kommen.
  • Das System 800 ermöglicht einen Test, der in einem Einzel-Behälter-Format entweder für eine Probe mit einer einzelnen Zielsubstanz oder der Multiplex-Probe 826 mit vielfachen Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C durchgeführt wird. Das System 800 ist in 17 in einem Format zur Verwendung mit der Multiplex-Probe 826 dargestellt.
  • Ein weiteres Multiplex-System 900 ist in 18 gezeigt. Das System 900 ist konfiguriert, die Anwesenheit und/oder die Konzentration von vielfachen/verschiedenen Typen von Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C innerhalb einer Probe 926 unter Verwendung eines einzelnen Behälters 904 ohne einen separaten Kontrollbehälter zu erfassen. Das System 900 weist den Behälter 904, eine Steuereinrichtung 908, einen Speicher 912 und eine Leistungsquelle 916 auf. Das System 900 kann auch ein Testinstrument aufweisen (nicht gezeigt), wie z. B. das Testinstrument 518 von 9. Der Behälter 904 weist eine gemeinsame Elektrode 920 und eine gemeinsame Testelektrode 924 auf. Die Elektroden 920, 924, der Speicher 912 und die Leistungsquelle 916 sind jeweils elektrisch mit der Steuereinrichtung 908 verbunden. Der Speicher 912 weist Programme 934 auf, die konfiguriert sind, zu bewirken, dass die Steuereinrichtung 908 ein Verfahren ähnlich/gleich dem Verfahren 300 von 3 implementiert. Die Steuereinrichtung 908 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Steuereinrichtung 132, die Leistungsquelle 916 ist im Wesentlichen die gleiche wie die Leistungsquelle 116, und der Speicher 912 ist im Wesentlichen der gleiche wie der Speicher 124.
  • Das System 900 von 18 ist im Wesentlichen das gleiche wie das System 800 von 17, unterscheidet sich aber darin, dass das System 900 nur eine Testelektrode 920 anstelle der beabstandeten vielfachen Testelektroden 824A, 824B, 824C von 17 aufweist. Wie in 18 gezeigt, erstreckt sich die einzelne Elektrode 920 von der Testregion 950 zu der Kontrollregion 954. Weiterhin sind drei verschiedene Typen des Fängermittels 166A, 166B, 166C an die Elektrode 920 an drei verschiedenen strukturierten Stellen 982, 984, 986 der Elektrode 920 gebunden. Die strukturierten Stellen 982, 984, 986 können jeweils die gleiche Strukturierung aufweisen, oder die Stellen 982, 984, 986 können jeweils eine verschiedene Strukturierung aufweisen, die einem bestimmten der Fängermittel 166A, 166B, 166C entspricht. Das heißt, zum Beispiel kann die strukturierte Stelle 982 in einer Weise strukturiert sein, die bewirkt, dass nur das Fängermittel 166A daran bindet, während die Fängermittel 166B, 166C daran gehindert werden, daran zu binden. Die Elektrode 924 kann in einer Ausführungsform unter Verwendung eines Spotted-Array-Verfahrens strukturiert sein.
  • Die Probe 926 weist drei verschiedene Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C und drei verschiedene Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C innerhalb der Tags 174 enthaltenden Reagenzienlösung 150 auf. Weiterhin sind die drei verschiedenen Fängermittel 166A, 166B, 166C an die Elektrode 924 gebunden. Die Zielsubstanzen 158A, 158B, 158C sind in 18 jeweils verschieden dargestellt. Die Fängermittel 166A, 166B, 166C und die Erfassungsmittel 170A, 170B, 170C sind in 18 durch Bezugsziffer und Buchstabe unterscheidbar, haben aber die gleiche graphische Darstellung. Das Fängermittel 166A ist nur an die strukturierte Stelle 982 gebunden, das Fängermittel 166B ist nur an die strukturierte Stelle 984 gebunden, und das Fängermittel 166C ist nur an die strukturierte Stelle 986 gebunden. Es liegen keine gebundenen Fängermittel-Moleküle 166A, 166B, 166C vor, die sich in der Kontrollregion 954 befinden. Das System 900 weist im Wesentlichen rechtwinklige (im Querschnitt) Teil-Modulationszonen 930A, 930B, 930C auf. Die Linie 932A identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 930A und der Teil-Modulationszone 930B, und die Linie 932B identifiziert eine Grenze zwischen der Teil-Modulationszone 930B und der Teil-Modulationszone 920C. Die Modulationslinie 184 trennt die Modulationszone 182 von der Nicht-Modulationszone 186. Eine Grenzlinie 958 identifiziert eine Grenze zwischen den Regionen 950, 954, aber es befindet sich keine physische Barriere zwischen den Regionen 950, 954. Das heißt, die Regionen 950, 954 sind fluidisch verbunden, und die Probe 926 bewegt sich frei zwischen den beiden Regionen 950, 954.
  • Beim Erfassen des Ausgangs des Systems 900 wird das Testinstrument (wie z. B. das Testinstrument 518) so positioniert, dass die Lichtabgabe von der Teil-Modulationszone 930A unter Verwendung des Sensors 522A erfasst wird, die Lichtabgabe von der Teil-Modulationszone 930B unter Verwendung des Sensors 522B erfasst wird und die Lichtabgabe von der Teil-Modulationszone 930C unter Verwendung des Sensors 522C erfasst wird. Das Kontrollsignal wird durch einen weiteren Sensor des Testinstruments 518 in irgendeinem Teil der Kontrollregion 954 erfasst.
  • Während die Offenbarung in den Zeichnungen und der vorstehenden Beschreibung dargestellt und näher beschrieben wurde, sollte sie als illustrativ und nicht als einschränkend angesehen werden. Es versteht sich, dass nur die bevorzugten Ausführungsformen vorgestellt wurden, und dass alle Änderungen, Modifikationen und weitere Anwendungen, die innerhalb des Geists der Offenbarung liegen, geschützt werden sollen.

Claims (20)

  1. Verfahren zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz in einer Reagenzienlösung unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests („Enzyme-Linked Immunosorbent Assay“, ELISA), umfassend: Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an eine Elektrode; Binden eines Erfassungsmittels direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz; Modulieren des pH-Werts von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich das gebundene Erfassungsmittel befindet, unter Verwendung der Elektrode, wobei der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass das gebundene Erfassungsmittel einer Änderung unterzogen wird; und Erfassen der Änderung in dem gebundenen Erfassungsmittel, wobei die erfasste Änderung der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung entspricht.
  2. Verfahren nach Anspruch 1, ferner umfassend: Binden eines Fängermittels an die Elektrode; und Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an das Fängermittel.
  3. Verfahren nach Anspruch 1, wobei das Erfassungsmittel einen pH-sensitiven Reporter aufweist, wobei das Verfahren ferner umfasst: Bestromen der Elektrode mit einem elektrischen Gleichstromsignal über einen vorbestimmten Zeitraum, um den pH-Wert von nur dem Teil der Reagenzienlösung von einem ersten Wert zu einem zweiten Wert zu modulieren, wobei der zweite Wert verschieden von dem ersten Wert ist, wobei der pH-sensitive Reporter der Änderung in Reaktion auf den Teil der Reagenzienlösung mit dem zweiten pH-Wert unterzogen wird.
  4. Verfahren nach Anspruch 1, wobei der Teil der Reagenzienlösung ein erster Teil der Reagenzienlösung ist, und der erste Teil der Reagenzienlösung sich in einer Modulationszone befindet, wobei das Verfahren ferner umfasst: Verhindern der Modulation des pH-Werts eines zweiten Teils der Reagenzienlösung, wobei der zweite Teil der Reagenzienlösung sich in einer Nicht-Modulationszone befindet, wobei sich nicht gebundene Moleküle des Erfassungsmittels in der Nicht-Modulationszone befinden, und wobei die nicht gebundenen Moleküle des Erfassungsmittels der Änderung nicht unterzogen werden.
  5. Verfahren nach Anspruch 1, ferner umfassend: Binden eines Fängermittels an einen besetzten Bereich einschließlich eines Bereichs der Elektrode; Blockieren eines nicht besetzten Bereichs angrenzend an den besetzten Bereich, um ein Binden des Fängermittels an den nicht besetzten Bereich zu verhindern; Entfernen von nicht gebundenem Fängermittel von dem besetzten Bereich und dem nicht besetzten Bereich in einem Waschschritt; Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an das gebundene Fängermittel; und Erfassen der Änderung in dem gebundenen Erfassungsmittel ohne weitere Waschschritte.
  6. Verfahren nach Anspruch 1, wobei das Erfassungsmittel einen pH-sensitiven Reporter aufweist, wobei das Verfahren ferner umfasst: Erfassen der Änderung in dem gebundenen Erfassungsmittel als Intensität von von dem pH-sensitiven Reporter emittiertem Licht.
  7. Verfahren zum Erfassen einer Zielsubstanz unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA), umfassend: Binden der Zielsubstanz direkt oder indirekt an eine erste Elektrode, die sich in einem Testbehälter mit einer Reagenzienlösung befindet; Zufügen eines Erfassungsmittels zu dem Testbehälter, wobei ein gebundener Teil des Erfassungsmittels direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz gebunden wird, und ein nicht gebundener Teil des Erfassungsmittels nicht an die gebundene Zielsubstanz gebunden wird; Zufügen von weiterem Erfassungsmittel zu einem Kontrollbehälter, der weitere Reagenzienlösung enthält und der die Zielsubstanz nicht enthält, wobei sich eine zweite Elektrode in dem Kontrollbehälter befindet; Modulieren des pH-Werts von nur einem Teil der Reagenzienlösung in dem Testbehälter, in dem sich der gebundene Teil des Erfassungsmittels befindet, um zu bewirken, dass der gebundene Teil des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung befindet, und der nicht gebundene Teil des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung befindet, einer ersten Änderung unter Verwendung der ersten Elektrode unterzogen werden; Modulieren eines pH-Werts von nur einem entsprechenden Teil der weiteren Reagenzienlösung, der sich in dem Kontrollbehälter befindet, um zu bewirken, dass ein entsprechender Teil des weiteren Erfassungsmittels, der sich in dem entsprechenden Teil der weiteren Reagenzienlösung befindet, einer zweiten Änderung unter Verwendung der zweiten Elektrode unterzogen wird; und Erfassen der ersten Änderung als erster erfasster Wert; Erfassen der zweiten Änderung als zweiter erfasster Wert; und Erzeugen eines Testwerts als Vergleich des ersten erfassten Werts mit dem zweiten erfassten Wert, wobei der erzeugte Testwert einer Anwesenheit der Zielsubstanz in dem Testbehälter und/oder einer Konzentration der Zielsubstanz in dem Testbehälter entspricht.
  8. Verfahren nach Anspruch 7, ferner umfassend: Erfassen des ersten erfassten Werts als Wert, der eine Summe des gebundenen Teils des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung mit dem modulierten pH-Wert befindet, und des nicht gebundenen Teils des Erfassungsmittels, der sich in dem Teil der Reagenzienlösung mit dem modulierten pH-Wert befindet, darstellt; und Erfassen des zweiten erfassten Werts als Wert, der nicht gebundenes Erfassungsmittel, das sich in dem Teil der weiteren Reagenzienlösung mit einem modulierten pH-Wert befindet, darstellt.
  9. Verfahren nach Anspruch 8, ferner umfassend: Subtrahieren des zweiten erfassten Werts von dem ersten erfassten Wert, um den Testwert zu erzeugen, um einen Ausgang des gebundenen Erfassungsmittels, das sich in dem Teil der Reagenzienlösung mit dem modulierten pH-Wert befindet, zu isolieren.
  10. Verfahren nach Anspruch 7, ferner umfassend: Zufügen der Reagenzienlösung und der weiteren Reagenzienlösung in den gleichen Raum; und Beibehalten einer physischen Trennung zwischen der Reagenzienlösung und der weiteren Reagenzienlösung.
  11. Verfahren nach Anspruch 7, wobei das Erfassungsmittel und das weitere Erfassungsmittel jeweils einen pH-sensitiven Reporter aufweisen, und das Verfahren ferner umfasst: Erfassen der ersten Änderung als Intensität von von dem pH-sensitiven Reporter des gebundenen Erfassungsmittels emittiertem Licht; und Erfassen der zweiten Änderung als weitere Intensität von von dem pH-sensitiven Reporter des weiteren Erfassungsmittels, das sich in dem entsprechenden Teil der weiteren Reagenzienlösung befindet, emittiertem Licht.
  12. System zum Erfassen einer Anwesenheit und/oder einer Konzentration einer Zielsubstanz unter Verwendung eines enzymverknüpften immunabsorbierenden Tests (ELISA), umfassend: einen Testbehälter; eine Reagenzienlösung, die sich in dem Testbehälter befindet und die Zielsubstanz enthält; mindestens eine Elektrode, die sich in dem Testbehälter in direktem Kontakt mit der Reagenzienlösung befindet; ein Fängermittel, das ein pH-sensitives Donor-Molekül oder ein Akzeptor-Molekül aufweist, wobei das Fängermittel an die mindestens eine Elektrode gebunden ist, wobei die Zielsubstanz direkt oder indirekt an das Fängermittel bindet; ein Erfassungsmittel, das das andere des pH-sensitiven Donor-Moleküls oder des Akzeptor-Moleküls aufweist, wobei das Erfassungsmittel konfiguriert ist, direkt oder indirekt an die gebundene Zielsubstanz zu binden; und eine Steuereinrichtung, die elektrisch mit der mindestens einen Elektrode verbunden und konfiguriert ist, einen pH-Wert von nur einem Teil der Reagenzienlösung, in dem sich das gebundene Erfassungsmittel befindet, unter Verwendung der Elektrode zu modulieren, wobei der modulierte pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung bewirkt, dass das pH-sensitive Donor-Molekül einer ersten Änderung unterzogen wird, und die erste Änderung bewirkt, dass das Akzeptor-Molekül einer zweiten Änderung unterzogen wird; und Erfassen der zweiten Änderung in dem Akzeptor-Molekül, wobei die erfasste zweite Änderung der Anwesenheit der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung und/oder der Konzentration der Zielsubstanz in der Reagenzienlösung entspricht.
  13. System nach Anspruch 12, ferner umfassend: eine Leistungsquelle, die konfiguriert ist, ein elektrisches Signal zu erzeugen und dieses der mindestens einen Elektrode zuzuführen, wobei das elektrische Signal den pH-Wert von nur dem Teil der Reagenzienlösung moduliert.
  14. System nach Anspruch 13, wobei das elektrische Signal ein elektrisches Gleichstromsignal mit einer vorbestimmten Zeitdauer ist.
  15. System nach Anspruch 13, ferner umfassend: einen Speicher, der elektrisch mit der Steuereinrichtung verbunden und konfiguriert ist, mindestens ein Programm zum Erzeugen des elektrischen Signals zu speichern.
  16. System nach Anspruch 13, wobei die Reagenzienlösung elektroaktive Moleküle aufweist, die zu einer elektrochemischen Oxidation und/oder einer elektrochemischen Reduktion in der Lage sind, was zur Erzeugung oder zum Verbrauch von Protonen führt, um den pH-Wert des Teils der Reagenzienlösung in Reaktion auf das elektrische Signal zu modulieren.
  17. System nach Anspruch 16, wobei die Reagenzienlösung ein Chinon-Derivat, ein Hydrazin-Derivat und/oder Phenol-Ru(2,2'-bipyridin)3 2+ aufweist.
  18. System nach Anspruch 12, wobei die mindestens eine Elektrode aus Platin, Gold, Silber, Indium-ZinnOxid, fluor-dotiertem Zinnoxid, Glaskohlenstoff und/oder Graphit gebildet ist.
  19. System nach Anspruch 12, wobei: das Donor-Molekül an das Fängermittel gebunden ist, das Akzeptor-Molekül an das Erfassungsmittel gebunden ist, und das Akzeptor-Molekül nicht pH-sensitiv ist.
  20. System nach Anspruch 19, wobei: die erste Änderung die eine Donor-Region erzeugenden Donor-Moleküle umfasst, nur die Akzeptor-Moleküle, die sich in der Donor-Region befinden, der zweiten Änderung unterworfen werden, und die zweite Änderung eine Emission von Licht oder eine Löschung von Licht ist.
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