DE102022214044A1

DE102022214044A1 - Verfahren zum Funktionalisieren eines Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, funktionalisiertes CNT-Material und Sensoren mit einem CNT-Material

Info

Publication number: DE102022214044A1
Application number: DE102022214044.3A
Authority: DE
Inventors: Sebastian Kruss; Justus Tom Metternich; Svenja Herbertz
Original assignee: Fraunhofer Gesellschaft zur Forderung der Angewandten Forschung eV
Current assignee: Fraunhofer Gesellschaft zur Forderung der Angewandten Forschung eV
Priority date: 2022-12-20
Filing date: 2022-12-20
Publication date: 2024-06-20

Abstract

Ein Verfahren zum Funktionalisieren einer Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, CNT-Materials, umfasst ein Bereitstellen des CNT-Materials mit zumindest einer CNT; ein Bereitstellen eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist; ein Vermischen des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials und ein Erzeugen einer kovalenten Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz.

Description

Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf Verfahren zum Funktionalisieren eines Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, CNT-Materials, auf funktionalisierte CNT-Materialien und auf Sensoren mit funktionalisierten CNT-Materialien. Die vorliegende Erfindung bezieht sich insbesondere auf einwandige Kohlenstoffnanoröhrchen (engl.: single walled carbon nanotube, SWCNT) -basierte Biosensoren mit kovalenter Anker-Fängerfunktionalisierung.
Fluoreszenzbasierte Nachweisverfahren haben große Bedeutung bei der Analyse (bio)chemischer Proben. Das Detektionslimit wird bei diesen Verfahren durch die Interaktion der Reaktionspartner, dem Reaktionssystem, der Leuchtkraft des Fluorophores und der Ausleseeinheit begrenzt. Für gewöhnlich werden Fluorophore verwendet, die im sichtbaren Bereich des Lichts (400-780 nm) fluoreszieren. Diese sind in ihrer Photostabilität allgemein limitiert:

- Durch das Anregungslicht werden die Fluorophor-Moleküle photochemisch zerstört und verlieren dadurch ihre Fähigkeit zur Fluoreszenz (Photobleichung). Die durchschnittliche Anzahl von Anregungs- und Emissionszyklen, die ein Fluorophor durchführen kann, bevor es durch Photobleichung inaktiviert wird, hängt von der Intensität und der Energie des Anregungslichts ab, außerdem von der molekularen Struktur und der chemischen Umgebung.
- Durch konkurrierende strahlende und nicht-strahlende Relaxationswege angeregter Fluorophore kommt es zur Fluoreszenzintermittenz (Blinken). Hier kommt es zum zufälligen Umschalten zwischen dem leuchtenden und dem nicht-leuchtenden Zustand.

Zudem sind fluoreszenzbasierte Nachweisverfahren meist auf den Einsatz der Fluorophore als Label bzw. Marker begrenzt, da die Fluorophore selbst in der Regel keine sensorische Eigenschaften (Erkennung eines Moleküls und Signalweiterleitung) besitzen.
Durch diese Probleme ist man allgemein auf der Suche nach neuartigen Fluorophoren, die photostabil sind und im nahen Infrarot (NIR) fluoreszieren und sich zudem als Sensor eignen, um so das Signal-Rausch-Verhältnis auf chemische Weise zu optimieren.
Fluoreszente Kohlenstoffnanoröhrchen (SWCNTs) haben sich in der Vergangenheit als besonders vielseitiges Fluorophor herausgestellt, da sie nicht bleichen oder blinken und im Gewebe-Transparenzfenster des NIR fluoreszieren. Darüber hinaus ist ihre Fluoreszenz abhängig von der chemischen Umgebung, so dass sie durch eine entsprechende Bio-Funktionalisierung als optische Sensoren für Moleküle verwendet werden können. Die Art der Bio-Funktionalisierung ist je nach Sensor sehr unterschiedlich. Typischerweise werden Moleküle an der Oberfläche der SWCNTs angebracht. Die Klasse der Moleküle sowie der Aufbau der Erkennungseinheit für das Zielmolekül müssen für jeden Fall jedoch einzeln optimiert werden, wie es der aus [1] entnommenen beigefügten 34 zu entnehmen ist.
Bekannte SWCNT-basierte Biosensoren werden durch eine nicht-kovalente Adsorption von Polymeren oder kleinen Molekülen funktionalisiert, siehe rechte Seite der 34. Daneben kann die Modifizierung auch durch das kovalente Einbringen von Defekten, etwa einem sp³-Defekt, COOH/-OH Funktionalitäten oder dergleichen, erfolgen.
Wünschenswert wären demnach Verfahren zum Funktionalisieren von CNT-Materialien, funktionalisierte CNT-Materialien und Sensoren unter Verwendung derartiger Materialien, die einfach zu funktionalisieren sind und/oder einen stabileren Zustand aufweisen.
Eine Aufgabe der vorliegenden Erfindung besteht deshalb darin, Verfahren zum Funktionalisieren von CNT-Materialien, funktionalisierte CNT-Materialien und Sensoren mit derartigen Materialien zu schaffen, die einfach zu funktionalisieren sind und/oder eine stabile Funktionalisierung aufweisen.
Diese Aufgabe wird durch den Gegenstand der unabhängigen Patentansprüche gelöst.
Ein Kerngedanke der vorliegenden Erfindung besteht darin, erkannt zu haben, dass eine Funktionalisierung durch Einbringen eines Guanin-Defekts eine kovalente Verbindung zwischen einer Ankersequenz und einer Kohlenstoffnanoröhre erhalten werden kann, was einerseits einfach ohne hohe Komplexität ausgeführt werden kann und andererseits zu einer stabilen Funktionalisierung der CNT durch die kovalente Verbindung führt. Ein weiterer Kerngedanke besteht darin, dass ein ähnlicher Effekt durch Funktionalisieren von CNT-Material durch Binden eines Aptamer-Materials an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz des Funktionalisierungsmaterials erhalten werden kann, da hier auf einfache und stabile Weise eine Spezifizierung der sensorischen Eigenschaft erhalten werden kann. Eine derartige Bindung kann optional auch als kovalente Bindung der Ankersequenz an das CNT erfolgen.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel umfasst ein Verfahren zum Funktionalisieren eines Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, CNT-Materials, ein Bereitstellen des CNT-Materials mit zumindest einer CNT, ein Bereitstellen eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist und ein Vermischen des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials. Das Verfahren umfasst ein Erzeugen einer kovalenten Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz. Die kovalente Bindung wird dabei durch eine oder mehrere in der Ankersequenz enthaltenen Guanin-Base erhalten, welche Teil einer entsprechenden Reaktion beim Erzeugen der kovalenten Bindung ist.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel umfasst ein Verfahren zum Funktionalisieren eines Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials ein Bereitstellen des CNT-Materials mit zumindest einer CNT, ein Bereitstellen eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist und ein Vermischen des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials. Das Verfahren umfasst ein Erzeugen einer Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz. Ferner erfolgt ein Binden eines Aptamer-Materials an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz.
Sowohl das Erzeugen einer kovalenten Bindung vermittels der Guanin-Base als auch das Binden des Aptamer-Materials können Sensoren in einfacher Weise bereitstellen.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel umfasst ein Verfahren zum Detektieren eines Stoffes ein Kontaktieren einer Probe mit einer durch ein hierin beschriebenes Verfahren bereitgestellten funktionalisierten CNT und ein Hybridisieren des Stoffes und der Fängersequenz, um eine hybridisierte CNT zu erhalten. Das Verfahren umfasst ein Auswerten eines Fluoreszenz der hybridisierten CNT. Die Fluoreszenz ist vorteilhaft besonders stabil und vermeidet das vorerwähnte Blinken.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel werden funktionalisierte Kohlenstoffnanoröhrchen-Materialien bereitgestellt, insbesondere durch Anwenden hierin beschriebener Verfahren.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel umfasst ein funktionalisiertes Kohlenstoffnanoröhrchen-Material eine CNT, die an zumindest einer Stelle eine kovalente Bindung mit einer Ankersequenz aufweist, wobei die Ankersequenz an eine Fängersequenz gebunden ist.
Gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel umfasst ein funktionalisiertes Kohlenstoffnanoröhrchen-Material eine CNT, die an zumindest einer Stelle eine Bindung mit einer Ankersequenz aufweist, wobei die Ankersequenz an eine Fängersequenz gebunden ist und an einem der CNT abgewandten Ende der Fängersequenz ein Aptamer-Material gebunden ist.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel wird ein Sensor unter Verwendung hierin beschriebener funktionalisierter CNT-Materialien bereitgestellt.
Gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel umfasst ein Sensor eine CNT, an die vermittels einer kovalenten Bindung an zumindest einer Stelle eine Guanin-Base aufweisende Ankersequenz angeordnet ist, welche mit einer Fängersequenz verbunden ist, und die zum Wechselwirken mit einem Analyt oder einer Erkennungseinheit konfiguriert ist, um basierend auf dem Wechselwirken eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre zu beeinflussen.
Gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel wird ein Sensor mit einer Kohlenstoffnanoröhre bereitgestellt, die an zumindest einer Stelle eine Bindung mit einer Ankersequenz aufweist, wobei die Ankersequenz mit einer Fängersequenz verbunden ist. An einem der CNT abgewandten Ende der Fängersequenz ist ein Aptamer-Material gebunden und zum Wechselwirken mit einem Analyt konfiguriert, um basierend auf dem Wechselwirken eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre zu beeinflussen.
Bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind der Gegenstand abhängiger Patentansprüche.
Besonders bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung werden nachfolgend Bezug nehmend auf die beiliegenden Zeichnungen erläutert. Es zeigen:

1 ein schematisches Flussdiagramm eines Verfahrens zum funktionalisieren von CNT-Material mittels kovalenter Bindung gemäß einem Ausführungsbeispiel;
2 ein schematisches Flussdiagramm eines Verfahrens gemäß einem Ausführungsbeispiel zum Funktionalisieren von CNT-Material vermittels eines Aptamer-Materials;
3a-c eine schematische Gegenüberstellung einer erfindungsgemäßen kovalenten Modifikation durch Guanin-Defekte und einer nicht-kovalenten Funktionalisierung.
4 eine Gegenüberstellung einer klassischen nicht-kovalenten Anbindung an eine CNT gegenüber den Vorteilen von sp³-Defekten und der erfindungsgemäßen Verwendung von Guanin-Defekten;
5a-f beispielhafte Darstellungen zu einem DNA-Sensing gemäß einem Ausführungsbeispiel;
6 ein schematisches Flussdiagramm eines Verfahrens zum Detektieren eines Stoffes gemäß einem Ausführungsbeispiel;
7a-d Darstellungen von Ergebnissen eines Nachweises der Interaktion von Fluorophoren mittels Fluoreszenzanisotropie gemäß einem Ausführungsbeispiel;
8a-i Darstellungen zur Erläuterung, dass allgemeine Sensorkonzepte von traditionellen SWCNT-Sensoren gemäß Ausführungsbeispielen auf die vorgestellte Funktionalisierung mit Guanin-Defekten übertragbar sind;
9a-g Darstelllungen zu einer Spike-Protein-Erfassung unter Verwendung von DNA-verankerten Aptameren gemäß einem Ausführungsbeispiel;
10a-b eine Darstellung von Ergebnissen einer Evaluierung der kolloidalen Stabilität von nicht-kovalent modifizierten und gemäß einem Ausführungsbeispiel mittels Guanin-Defekten modifizierten Nanoröhren durch Absorptionsspektroskopie in einer phosphatgepufferten Salzlösung (PBS);
11a-c Darstellungen einer charakteristischen optische Absorptions-/Fluoreszenz- und Raman-Features von Nanoröhren und der Nachweis von Guanin-Defekten gemäß einem Ausführungsbeispiel;
12 eine schematische Darstellung einer funktionalisierten CNT gemäß einem Ausführungsbeispiel
13a-g ein Design einer DNA-erfassenden SWCNT-Funktionalisierung unter Verwendung von Guanin-Defekten gemäß einem Ausführungsbeispiel;
14a-c Darstellungen einer Antwort im Nahinfrarotbereich von SWCNT-Sensoren gemäß einem Ausführungsbeispiel;
15a-c Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren nach der Hinzufügung von DNA gemäß einem Ausführungsbeispiel;
16a-c Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren (Guanin-Defekte aus 5 µM Bengalrosa) nach der Hinzufügung von DNA gemäß einem Ausführungsbeispiel;
17a-c Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren (Guanin-Defekte aus 18 µM Bengalrosa) nach der Hinzufügung von DNA gemäß einem Ausführungsbeispiel;
18a-b schematische Graphen zu Absorbanzspektren von SWCNTs mit Variationen der Fängersequenz zur Charakterisierung erfindungsgemäß funktionalisierter CNTs;
19a-b Absorbanzspektren von SWNTs mit Variationen in der Ankersequenz zur Charakterisierung erfindungsgemäß funktionalisierter CNTs;
20a-b beispielhafte Darstellungen von Fluoreszenzeigenschaften von Cy3-markierten Oligonukleotiden vor und zwei Stunden nach der Hinzufügung von SWCNT-Sensoren mit Fängersequenzen gemäß einem Ausführungsbeispiel;
21 eine Tabelle zur Angabe von Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₆ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₆@SWCNT-Nanosensoren gemäß einem Ausführungsbeispiel;
22-28 Tabellen mit Rohdaten zur Angabe Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung unterschiedlicher Mittel gemäß Ausführungsbeispielen;
29a-b beispielhafte Graphen zur Auswertung der kolloidalen Stabilität von nicht-kovalent ((GT)₁₅T₂₀) (29a) und kovalent (d(GT₁₅T₂₀) (29b) modifizierten Nanoröhren über 21 Tage gemäß einem Ausführungsbeispiel;
30a-d Auswertungen einer DNA-Hybridisierung nach einer dreiwöchigen Inkubation auf Nanoröhrensensoren gemäß einem Ausführungsbeispiel;
31 einen beispielhaften Plot im Zusammenhang mit einem konzentrationsabhängigen Dequenching der SWCNT-Nanoröhrenfluoreszenz bei Hinzufügung von Deferoxamin (DFO) gemäß einem Ausführungsbeispiel;
32a-f zeitabhängige Fluoreszenzänderungen nach Proteininteraktion (10 nM) unter Verwendung von SARS-CoV-2-Spike-bindenden Aptameren auf Fängersequenzen gemäß einem Ausführungsbeispiel;
33a-b Daten zu einem Vergleich von Aptamersensoren, die auf Funktionalisierungen mit (Defekten, d((GT)₁₅T₂₀) und ohne (defektfrei, (GT)₁₅T₂₀) Defekte hybridisiert sind gemäß einem Ausführungsbeispiel; und
34 eine bekannte Darstellung zum Aufbau der Erkennungseinheit für das Zielmolekül

Bevor nachfolgend Ausführungsbeispiele der vorliegenden Erfindung im Detail anhand der Zeichnungen näher erläutert werden, wird darauf hingewiesen, dass identische, funktionsgleiche oder gleichwirkende Elemente, Objekte und/oder Strukturen in den unterschiedlichen Figuren mit den gleichen Bezugszeichen versehen sind, so dass die in unterschiedlichen Ausführungsbeispielen dargestellte Beschreibung dieser Elemente untereinander austauschbar ist bzw. aufeinander angewendet werden kann.
Nachfolgend beschriebene Ausführungsbeispiele werden im Zusammenhang mit einer Vielzahl von Details beschrieben. Ausführungsbeispiele können jedoch auch ohne diese detaillierten Merkmale implementiert werden. Des Weiteren werden Ausführungsbeispiele der Verständlichkeit wegen unter Verwendung von Blockschaltbildern als Ersatz einer Detaildarstellung beschrieben. Ferner können Details und/oder Merkmale einzelner Ausführungsbeispiele ohne Weiteres mit einander kombiniert werden, solange es nicht explizit gegenteilig beschrieben ist.
Hierin beschriebene Ausführungsbeispiele beziehen sich auf das Funktionalisieren von Kohlenstoffnanoröhrchen-Materialien bzw. Kohlenstoffnanoröhren, CNT (engl.: carbon nanotube). Besonders bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung beziehen sich dabei auf sogenannte einwandige CNT (engl.: single walled CNT, SWCNT), wobei die hierin beschriebenen positiven Aspekte, insbesondere im Hinblick auf die kovalente Bindung, auch bei mehrwandigen CNT erhalten werden können. Auch wenn im Nachfolgenden allgemein von CNT gesprochen wird und Ausführungsbeispiele sich auf CNT beziehen, werden die hierin beschriebenen Vorteile aber in besonders vorteilhafter Weise bei SWCNT erhalten, so dass sämtliche Ausführungen hierin insbesondere auf SWCNT anzuwenden sind.
1 zeigt ein schematisches Flussdiagramm eines Verfahrens 100 gemäß einem Ausführungsbeispiel. Das Verfahren 100 umfasst einen Schritt 110 zum Bereitstellen eines CNT-Materials mit zumindest einer CNT. Vorteilhafterweise werden aber eine Vielzahl von CNT bereitgestellt, die beispielsweise in pulverisierter Form vorliegen können. Ein Schritt 120 des Verfahrens 100 umfasst ein Bereitstellen eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist. Die Ankersequenz und die Fängersequenz sind dabei bevorzugt miteinander verbunden und in besonders vorteilhafterweise werden eine Vielzahl von Sequenz-Paaren mit jeweils einer Ankersequenz und einer Fängersequenz bereitgestellt. Die Ankersequenz weist dabei eine Guanin-Base auf.
Ein Schritt 130 umfasst ein Vermischen des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials. In Ausführungsformen der Erfindung werden die einzelnen Bestandteile während oder im Zusammenhang mit dem Vermischen auch in Lösung gebracht. Dies geschieht beispielsweise durch Tipsonication. Anschließend kann das Material aufgereinigt werden wobei sich hierzu eine bekannte Zentrifugation und/oder eine bekannte durch Zentrifugation erhaltene Phasen-Separation eignen kann. Ein Beispiel für ein derartiges Verfahren ist und die einzelnen Schritte ist in Anal. Chem. 2021, 93, 16, 6446-6455.
Im Rahmen der hierin beschriebenen Ausführungseispiele kann anstelle der dort genannten Sequenzen eine hierin beschriebenen Fänger-Anker-Sequenz eingesetzt werden. Für die in der Referenz beschriebene Tipsonication: können auch andere Parameter gewählt werden, so sind unter anderem Veränderungen der Zeit und der Amplitude von ca. 20-60% anstelle der in der Referenz beschriebenen 30%, sowie eine Modifikation der Zentrifugationsschritte denkbar.
Die Phasenseparation kann als ein zusätzlicher Schritt ausgeführt werden, um die Reinheit der SWCNTs zu erhöhen.
Ein Schritt 140 des Verfahrens 100 umfasst ein Erzeugen einer kovalenten Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz durch ein Erzeugen eines Guanin-Defekts.
Einzelheiten zum Erzeugen des Guanin-Defekts werden im Zusammenhang mit hierin erörterten Ausführungsbeispielen erläutert.
2 zeigt ein schematisches Flussdiagramm eines Verfahrens 200 gemäß einem Ausführungsbeispiel. Das Verfahren 200 umfasst einen Schritt 210 zum Bereitstellen des CNT-Materials mit zumindest einer CNT. Dabei kann das gleiche CNT-Material verwendet werden wie im Verfahren 100, so dass der Schritt 210 teilweise oder ganz dem Schritt 110 entsprechen kann.
Das Verfahren 200 umfasst einen Schritt 220 zum Bereitstellen eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist. Hierbei kann es sich optional um das in Schritt 120 bereitgestellte Funktionalisierungsmaterial handeln, es ist aber nicht notwendig, dass die Ankersequenz eine Guanin-Base aufweist. Alternativ hierzu können Sequenzen umfassend eine Kombination aus Guanin (G) und anderen Basen (A/T/C/U) verwendet werden wie beispielsweise (G)x, (GA)x, (GC)x, (GU)x, (G)x(T/C/A/U)y(G)z und dergleichen.
In einem Schritt 230 des Verfahrens 200 erfolgt ähnlich wie im Schritt 130 ein Vermischen des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials.
Ein Schritt 240 des Verfahrens 200 umfasst ein Erzeugen einer Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz. Die Bindung kann dabei eine kovalente oder eine nicht-kovalente Bindung sein. Im Falle einer kovalenten Bindung steht beispielsweise eine sp²- und/oder sp³-basierte kovalente Bindung oder eine Guanin-Basen-basierte kovalente Bindung als Möglichkeit zur Verfügung. Gemäß anderen Ausführungsformen kann eine nicht-kovalente Bindung gemäß bekannten Verfahren genutzt werden.
Ein Schritt 250 des Verfahrens 200 umfasst ein Binden eines Aptamer-Materials an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz. Das Aptamer-Material kann so gewählt werden, dass eine Sensitivität oder Empfindlichkeit gegenüber bestimmter Analyten, etwa Proteine oder dergleichen, erhalten werden kann. Der Schritt 250 zum Binden eines Aptamer-Materials an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz kann auch im Zusammenhang mit dem Verfahren 100 ausgeführt werden, um ein besonders hohes Maß an Bio-Funktionalisierung zu erhalten.
Ausführungsbeispiele beziehen sich auf eine neuartige Art und Weise, Kohlenstoffnanoröhren, insbesondere SWCNTs, mit Erkennungseinheiten für bestimmte Moleküle zu versehen, was auch als Bio-Funktionalisierung verstanden werden kann. Diese Funktionalisierung kann durch kovalente Wechselwirkung mit der Oberfläche der SWCNTs besonders stabil ausgeführt werden und beinhaltet ein sogenanntes „Anker-Fänger-Konzept“, was weitere chemische Modifikationen und damit Methoden zur Herstellung stabiler optischer Nanosensoren ermöglichen kann.
Hierin beschriebene Ausführungsbeispiele stellen eine kovalente Funktionalisierungsmethode bereit, etwa aufbauend auf dem Verfahren 100, welche das Anbringen verschiedener Moleküle an SWCNTs umfassen kann, wie es beispielsweise im Zusammenhang mit dem Verfahren 200 beschrieben ist. Sowohl das Verfahren 100 als auch das Verfahren 200 und insbesondere eine Kombination hiervon kann als allgemeine Nutzungsmöglichkeit zur Herstellung von Biosensoren genutzt werden. Durch die kovalente Chemie kann diese neuartige Oberflächen-Modifizierung von SWCNTs nachweislich stabiler in den komplexen biologischen Umgebungen sein als mit bekannten Verfahren hergestellte.
Das hierin beschriebene kovalente Funktionalisierungskonzept des Verfahrens 100 oder eines entsprechend ausgestalteten Verfahrens 200 basiert auf der Einbringung von Guanin-Defekten in einen SWCNT-DNA-Komplex, etwa durch eine Radikalreaktion der Guanin-Basen in der DNA mit der Oberfläche der Nanoröhren. Die Guanin-Defekte können für eine stabile kovalente Bindung zwischen der sogenannten „Ankersequenz“ und der SWCNT-Oberfläche sorgen. Dadurch kann eine höhere Stabilität der Nanosensoren in komplexen Medien erreicht werden als mit bisherigen Biosensoren. Die Ankersequenz kann in eine Fänger- bzw. Hybridisierungssequenz übergehen, die eine allgemeine Konjugation von verschiedenen Erkennungsmotiven ermöglicht, wie es im Zusammenhang mit der 3a-b beschrieben ist.
Anders als bei den weniger stabilen nicht-kovalenten Methoden werden die SWCNTs bei der erfindungsgemäßen Erzeugung von Guanin-Defekten nicht ausschließlich durch die Adsorption von Polymeren funktionalisiert. Die Fängersequenz kann im ungebundenen Zustand adsorbieren und/oder das Funktionalisierungsprotokoll kann, bevor die kovalente Bindung erzeugt wird, einen Zwischenschritt mit nicht-kovalenten SWCNT-Sensoren beinhalten, so dass eine teilweise nicht-kovalente Bindung für Ausführungsbeispiele nicht ausgeschlossen wird. Die kovalente Modifizierung durch Guanin-Defekte unterscheidet sich zudem konzeptionell von der Funktionalisierung durch Einbringung von sp³-Defekten, wie sie beispielsweise in [2] oder [3] beschrieben sind.
3a zeigt eine schematische Darstellung einer funktionalisierten Kohlenstoffnanoröhre 30, insbesondere als SWCNT ausgeführt. Hierfür kann eine CNT 12 und eine Ankersequenz 14 betrachtet werden, wobei die Ankersequenz 14 an einer oder mehreren Defektstellen 16₁-16_n mit n≤1 eine kovalente Bindung mit der CNT 12 eingeht.
Ferner ist in 3a eine modifizierte Form 30' der funktionalisierten CNT dargestellt, bei der die Ankersequenz 14 in eine Hybridisierungssequenz 18 übergehen kann, an welcher die Ankersequenz 14 zumindest stellenweise losgelöst von der CNT 12 sein kann und mit einer Fängersequenz 22 verbunden sein kann. An der Fängersequenz 22 kann optional ein Aptamer 24 gebunden sein, der zum Interagieren mit einem Analyten 26 eingerichtet ist.
Eine Interaktion zwischen Aptamer 24 und Analyt 26 kann eine Veränderung in einer Fluoreszenz der CNT 12 bewirken. Zum Herstellen eines funktionalisierten Materials ist das Anordnen oder Binden des Aptamers 24 aber noch nicht erforderlich, dies kann ggf. auch noch zu einem späteren Zeitpunkt erfolgen, ausgehend von einem Zwischenprodukt, das auf der funktionalisierten CNT 30 basieren kann.
Anstelle des optionalen Aptamers 24 können auch andere Stoffe, Materialien oder Sequenzen zur Funktionalisierung angeordnet werden. Es sind prinzipiell alle biologischen Erkennungseinheiten denkbar, die mit einer der Fängersequenz komplementären oder einer in einer anderen Weise interagierenden Nukleinsäuresequenz verknüpft werden können oder verknüpft sind, etwa Antikörper, Nanobodies, oder vergleichbare Moleküle, die mit einer Einheit verbunden sind, welche mit der Fängereinheit interagiert. Eine solche Einheit kann unter anderem eine komplementäre Nukleinsäuresequenz oder ein anderes an die Fängersequenz bindendes Molekül beinhalten. Anders ausgedrückt können die funktionalisierte CNT 30 und/oder 30' kann eine einfache Konjugation von biologischen Erkennungseinheiten ermöglichen.
Als Aptamer können prinzipiell alle Aptamere geeignet sein, die mit einer der Fängersequenz komplementären oder einer in einer anderen Weise interagierenden Nukleinsäuresequenz verknüpft werden können oder verknüpft sind.
3b zeigt eine schematische Darstellung eines Teils einer funktionalisierten CNT 35 gemäß einem Ausführungsbeispiel, die beispielsweise vermittels des Verfahrens 200 hergestellt werden kann.
Die CNT 12 steht dabei in Verbindung mit einer Ankersequenz 28. Diese kann beispielsweise durch Adsorption, einen sp³-Defekt oder einen Guanin-Defekt an die CNT 12 angebracht sein, wobei im Falle eines Guanin-Defekts möglicherweise, aber nicht notwendigerweise eine Struktur in Übereinstimmung mit der funktionalisierten CNT 30 erhalten werden kann. Die Ankersequenz 28 kann in eine Hybridisierungssequenz 18' übergehen, welche ebenfalls die Fängersequenz 22 aufweisen kann. An diese ist das Aptamer 24 gebunden. Ohne eine kovalente Bindung kann die Ankersequenz 28 möglicherweise eine losere Verbindung zur CNT 12 aufweisen, was aber in Anbetracht des Aptamers 24 immer noch einen Vorteil gegenüber bekannten Konzepten bereitstellen kann. Das Ablösen der Ankersequenz 28 kann unter Einwirkung einer Vielzahl von konkurrierenden Prozessen erfolgen. 3c zeigt eine schematische Darstellung der Interaktion zwischen Ankersequenz 14/28 und der Fängersequenz 22 durch die Hybridisierungssequenz 18/18", um letztendlich das Aptamer 24 mit der nicht dargestellten CNT zu verbinden. Das Aptamer 24 dient dabei als Erkennungsmotiv für den Analyten.
In anderen Worten zeigen die 3a-c eine schematische Gegenüberstellung der hier vorgestellten kovalenten Modifikation durch Guanin-Defekte 16 und einer nicht-kovalenten Funktionalisierung in 3b, beide für SWCNT-Nanosensoren.
4 zeigt eine Gegenüberstellung einer klassischen nicht-kovalenten Anbindung an eine CNT gegenüber den Vorteilen von sp³-Defekten und der Verwendung von Guanin-Defekten, wie sie beispielsweise durch das Verfahren 100 erhalten werden können.
Die Funktionalisierung erfolgt in klassischer nicht-kovalenter Weise beispielsweise durch eine Adsorption eines Interaktionspartners auf der SWCNT. Demgegenüber können sp³-Defekte eine kovalente Reaktion von sp³-Defekten auf der SWCNT mit dem Interaktionspartner umfassen. Hierzu kann ein Tensid zur Vermittlung der Löslichkeit verwendet werden. Demgegenüber kann gemäß Ausführungsbeispielen eine kovalente Verbindung der SWCNT-Oberfläche mit einer ssDNA (Einzelstrang-DNA, single stranded DNA) genutzt werden, an der eine Fängersequenz hängt, die eine komplementäre DNA zum Target/Ziel-Analyten aufweisen kann.
In allen drei Fällen kann eine Detektion des Zielstoffs, Target, basierend auf einer Interaktion mit dem Analyten erfolgen, was eine Fluoreszenzmodulation der Nanoröhre zur Folge haben kann.
Die Sensorinformation kann in allen drei Fällen dazu genutzt werden, zu bestimmen, ob der Analyt im Extrakt enthalten ist, etwa im Sinne einer Ja/Nein-Information und/oder zur Bestimmung einer Konzentration.
Auch wenn die Konzepte der nicht-kovalenten Bindung und der sp³-Defekte etabliert sein mögen, so weist die nicht-kovalente Bindung prinzipiell das Problem auf, dass die kolloidale Stabilität der SWCNT in komplexen Medien beispielsweise durch ein kompetives Binden auf die Oberfläche der Nanoröhre und dem daraus resultierenden Ablösen der Funktionalisierung limitiert sein kann. Es mangelt ferner an einem allgemeinen Herstellungskonzept. Verglichen mit dem Verfahren 100, wo das in Lösung bringen für den Schritt 130 als vorteilhaft beschrieben ist, ist ein derartiges Herangehen für das Verfahren 200 besonders vorteilhaft oder empfehlenswert und damit die einzelnen Bestandteile nicht nur gemischt, sondern auch in Lösung gebracht.
Demgegenüber können zwar sp³-Defekte eine größere Stabilität aufweisen, das verwendete Tensid kann aber zu einer Abschirmung der SWCNT-Oberfläche durch dieses Tensid führen. Aus diesem Grund leiden diese Strukturen häufig unter einer schlechten Signaltransduktion. Aufgrund limitierender Effekte in Bezug auf die Fluoreszenz gibt es darüber hinaus in der Regel eine geringe Zahl an stabilitätsbereitstellenden Defekten. Zudem kann die Eignung entsprechender Sensoren für biologische Systeme eingeschränkt oder verhindert sein, wenn diese nicht mit dem Tensid kompatibel sind.
Wie in der Tabelle der 4 dargestellt, bietet das hierin beschriebene Funktionalisierungsprinzip über Guanin-Defekte und die Kombination aus Anker- und Fängersequenz einen erheblichen Vorteil für die Herstellung und Funktionalität von SWCNT-basierten Nanosensoren gegenüber bekannten Verfahren.
Umsetzung
SWCNTs können mit DNA (umfassend eine Guanin-enthaltende Ankersequenz und eine Fänger- bzw. Hybridisierungssequenz, ggf. ohne Guanin, modifiziert werden. Die kovalente Verbindung erfolgt beispielsweise über eine Lichtreaktion, etwa unter Verwendung von Bengalrosa (RB), bei der die Guanin-Basen der Ankersequenz über ein Zwischenprodukt mit Singulett-Sauerstoff mit der Nanoröhre reagieren [4]. Die Nukleotidsequenzen zur Funktionalisierung können aus Einzelstrang-DNA oder deren Derivaten bestehen oder diese umfassen. Die so modifizierten SWCNTs reagieren mit einer Erhöhung oder Erniedrigung der Fluoreszenzintensität oder mit einer Verschiebung der Fluoreszenzwellenlänge auf die Zugabe des Zielmoleküls/Targets.
Gemäß Ausführungsbeispielen kann ein hierin beschriebenes Verfahren so ausgeführt werden, dass das Funktionalisierungsmaterial ein DNA-Material umfasst. Das Funktionalisierungsmaterial kann beispielsweise Nukleinsäuren umfassen. Eine derartige Nukleinsäure kann einen ersten Teil und einen zweiten Teil umfassen, wie es beispielsweise in den 3a und 3b dargestellt ist. Ein Teil, etwa die Ankersequenz, kann kovalent mit der CNT verbunden sein, wobei gemäß dem Verfahren auch eine nicht-kovalente Verbindung erhalten werden kann. Ein anderer, zweiter Teil kann zum Interagieren mit einem Analyten oder einer Erkennungseinheit ausgestaltet sein, etwa die Fängersequenz. Die hierin beschriebenen Derivate, insbesondere die Nukleinsäure des Funktionalisierungsmaterials, kann dabei eine RNA, eine verbrückte Nukleinsäure (engl.: locked nucleic acid) LNA, eine Glykol-Nukleinsäure, GNA, eine Therose-Nukleinsäure, TNA oder eine Peptid-Nukleinsäure, PNA, umfassen.
Wie es anhand der 3a schematisch dargestellt ist, kann das Verfahren 100 so ausgeführt werden, dass eine Mehrzahl von kovalenten Bindungen für eine Ankersequenz 14 erhalten wird. Alternativ oder zusätzlich kann anstelle einer einzigen Ankersequenz auch eine Mehrzahl von Ankersequenzen an eine einzige CNT angebunden werden. Hierzu kann eine Mehrzahl von kovalenten Bindungen für eine korrespondierende Mehrzahl von Ankersequenzen an unterschiedlichen Stellen der CNT angebunden werden. Jede dieser Ankersequenzen kann an einer oder mehreren Stellen eine Verbindung mit der CNT bereitstellen.
Das Verfahren 100 wird dabei derart ausgeführt, dass das Funktionalisierungsmaterial eine Guanin-Base in der Ankersequenz aufweist, wobei Orte der Guanin-Basen mögliche Orte für eine kovalente Verbindung definieren können. Guanin weist den Vorteil auf, dass es gegenüber anderen Nukleotiden vergleichsweise selektiv reagiert. Für die hierin beschriebene Anwendung sind dabei insbesondere (G)x Sequenzen vorteilhaft. Dabei ist für die Bindung an die CNT die Länge der Ankersequenz weniger relevant als eine Länge der Fängersequenz für die Reaktion mit dem Analyten. So wurde beispielsweise gezeigt, dass eine (GT)5-Sequenz als Ankersequenz bereits funktioniert. Andere Sequenzen mit Guanin, etwa (G)x, (GA)x, (GC)x, (GU)x, (G)x(T/C/A/U)y(G)z und dergleichen, eignen sich ebenfalls als Ankersequenz. Dies ist in besonders vorteilhafter Weise einfach im Verfahren 100 einstellbar, wenn beispielsweise unter Verwendung von RB im Schritt 140 eine jeweils andere RB-Konzentration eingestellt wird, um ähnliche Defektdichten zu erreichen. Dabei ist die Verwendung von Bengalrosa lediglich eines der möglichen Ausführungsbeispiele. Hierin beschriebene Verfahren basieren im Zusammenhang mit dem Verfahren 100 darauf, dass ein kovalente Bindung zwischen CNT und Ankersequenz erhalten wird. Das Verfahren 100 kann ferner den Schritt aufweisen, dass ein Auslösen einer chemischen Reaktion unter Einwirkung der Guanin-Base und einer Oberfläche der CNT erfolgt, so dass ein Guanin-Defekt an der Oberfläche der CNT erhalten wird, an dem die kovalente Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz erzeugt wird.
Hierzu kann beispielsweise ein Bereitstellen eines zur Erzeugung von Singulett-Sauerstoff ausgelegten Stoffes erfolgen, der beispielsweise im Schritt 130 dem CNT-Material und dem Funktionalisierungsmaterial beigegeben wird.
Ein derartiges Verfahren kann ein Erzeugen eines Materialgemisches basierend auf einem Vermischen des zur Erzeugung von Singulett-Sauerstoff ausgelegten Stoffes mit dem CNT-Material und dem Funktionalisierungsmaterial aufweisen. Möglicherweise kann dies beispielsweise unter Zugabe einer Flüssigkeit, etwa Wasser oder dergleichen, erfolgen. Das Verfahren kann ein Bestrahlen des Materialgemisches mit einer Lichtquelle zum Erzeugen einer Lichtreaktion umfassen, bei der die Guanin-Base der Ankersequenz über ein Zwischenprodukt mit Singulett-Sauerstoff mit der CNT reagiert, um die kovalente Bindung herzustellen.
Aus der Reaktion des Stoffes zum Bereitstellen von Singulett-Sauerstoff (¹O₂) und der Guanin-Base ergibt sich, dass in vorteilhafter Ausgestaltung das Funktionalisierungsmaterial zumindest für das Verfahren 100 so bereitgestellt wird, dass die Fängersequenz keine Guanin-Base aufweist. Hierdurch kann vermieden werden, dass die Fängersequenz mit der CNT reagiert. Alternativ sind aber auch Ausführungsformen vorstellbar, bei denen eine entsprechende Reaktion tolerierbar oder gewünscht ist. Es ist alternativ oder zusätzlich möglich, dass in einem Bereich von zumindest 10 Nukleotiden, zumindest 12 Nukleotiden oder zumindest 14 Nukleotiden keine Guanin-Base vorkommt, abseits eines solchen Bereichs, insbesondere in an einem oder beiden Endbereichen der Ankersequenz aber schon. Damit können auch sogenannte Loops erzeugt werden, bei denen etwa Guanin am Anfang und am Ende der Sequenz zur kovalenten Bindung angeordnet ist, in einem Mittenbereich genannter Länge die Sequenz aber nicht kovalent gebunden ist.
Ein als zur Erzeugung von Singulett-Sauerstoff ausgelegter Stoff kann insbesondere ein Photosensitizer verwendet werden. Hierzu kann sich insbesondere Bengalrosa, aber auch ein anderer Singulett-Sauerstoff-erzeugender Stoff, etwa:

Fluorescein; Eosin B; Methylenblau (Thiazine) oder Erythrosin. Porphyrine, Phthalocyanine, und zugehörige Tetrapyrrole. Als Stoff vermittels dessen durch das Bestrahlen Singulettsauerstoff erzeugt wird eignet sich insbesondere zumindest einem aus:
1. a) einem Übergangsmetallkomplex wie: [RuL₃].²⁺ mit L = 2,2'-Bipyridin (bpy) 1,10-Phenathrolin (phen), 2,2'-Bipyrazin (bpz), 4,7-Diphenyl-1,10-phenanthrolin (dip), Diphenyl-1,10-phenanthrolin-4,7-disulfonat (dpds), und 1,10-Phenanthrolin-5-octadecanamid (poda); Cr(bpy)₃ ³⁺, (NN)Pt(II)(SS), mit N-N=Bipyridin und 4,4'-Ditert-butyl-2,2`-bipyridin, und S-S=3,4-Toluoldithiolat (tdt), meso-1,2-Diphenyl-1,2-ethanedithiolat oder 1,2-Ethanedithiolat; 2,2`-Dipyridylamin (DPA) Komplexe von Pt(II) und Pd(II) mit Dioxolenen; Pt(DHBA)(DPA), wo DHBA=3,4- Dihydroxybenzoesäure; Pt(II) und
2. b) einem Pd(II) Komplex mit M(DHB)(N-N), mit DHB=3,4-Dihydroxybenzaldehyd, und N-N=2,2`-Bipyridin (bpy), 2,2'-Bichinolin (biq), 4,7-Diphenyl-1,10-Phenanthrolin (dpp) oder 1,10-Phenanthrolin (phen), und [{M(bpy)}2-(THB)], mit THB=3,3,4,4-Tetrahydroxybenzaldehyd; und
3. c) einem anderen Singulettsauerstoff erzeugenden Stoff, wobei auch Kombinationen möglich sind.

Die Wellenlänge einer zur Bestrahlung gewählten Lichtquelle kann dabei in Übereinstimmung mit dem gewählten zur Erzeugung des Singulett-Sauerstoffs eingerichteten Stoffs gewählt werden. Das bedeutet, das Bestrahlen kann mit einer Wellenlänge des Lichts ausgeführt werden, welche innerhalb eines Absorptionsspektrums des zur Erzeugung von Singulett-Sauerstoff ausgelegten Stoffes liegt. Bei der Verwendung von Bengalrosa kann dies beispielsweise eine Wellenlänge von 560 nm oder 527 nm oder ein Wert dazwischen innerhalb eines Toleranzbereichs von ± 150 nm, ± 120 nm oder ± 100 nm sein. So kann bspw. eine Funktionalisierung unter Verwendung einer Bestrahlungswellenlänge von ca. oder exakt 527 nm, einer Stromaufnahme pro LED von ca. oder exakt 25 mA entsprechend einer Leistung von ca. 5,75 mW verwendet werden, wobei eine Wellenlänge von 560 nm auch geeignet ist.
Das Bestrahlen kann über einen Zeitraum von zumindest 2 min, zumindest 5 min oder zumindest 10 min erfolgen. Hierbei besteht ein Zusammenhang mit einer Wahl einer Konzentration des Stoffes zum Bereitstellen des Singulett-Sauerstoffs bzw. des erhaltenen Singulett-Sauerstoffs. Bei einer höheren Konzentration und/oder einer höheren Bestrahlungsleistung kann aufgrund höherer Mengen erhaltenen Sauerstoffs auch eine vergleichsweise kurze Bestrahlungsdauer gewählt werden.
In dem Beispiel der Verwendung von Bengalrosa als Stoff zur Bereitstellung des Singulett-Sauerstoffs kann bei gleichzeitiger Gültigkeit auch für andere Stoffe innerhalb eines Toleranzbereichs von 50 % eine Stoffmenge von 18 µM des zur Erzeugung von Singulett-Sauerstoffs ausgelegten Stoffes in das Materialgemisch bezogen auf 10 nM CNT-Material gemischt werden, um eine Defektdichte von Guanin-Defekten an dem CNT-Material einzustellen. Das bedeutet, es besteht ein Zusammenhang zwischen Probenvolumen und dem erzeugten Sauerstoff bzw. seiner Konzentration und der Bestrahlungsstärke und weiteren Parametern. Es können auch andere Stoffmengen oder Konzentrationen verwendet werden, die geeignet sind, um eine Rotverschiebung des Absorptionsmaximums, etwa eine Verschiebung um 20 nm mit einem Toleranzbereich von 50%, eine Rotverschiebung des Fluoreszenzmaximums, etwa eine Verschiebung um 25 nm mit einem Toleranzbereich von 50% und/oder eine Erhöhung der D/G-Ratio, also eine Höhe des D-Peak um 12% zum G-Peak (normiert auf 100%) mit einem Toleranzbereich von 50%) zu erhalten.
Ein derartiges Merkmal kann auch auf die durch die Defekte ausgelösten Veränderungen im Absorptionsspektrum, dem Fluoreszenzspektrum und/oder dem Ramanspektrum bezogen werden. Diese können ein Maß für die Defektdichte liefern, wie es unter anderem in den 11a-c dargestellt ist.
Aus den genannten Werten ergibt sich, dass die Konzentration beispielsweise proportional zu den 18 µM erhöht oder reduziert werden kann.
Das Materialgemisch kann gemäß Ausführungsformen insbesondere im Zusammenhang mit dem Verfahren 100 in eine Flüssigkeit, besonders vorteilhaft in Wasser, eingebracht werden. Nach dem Bestrahlen kann das Verfahren das Ausführen einer Dialyse umfassen, um das Materialgemisch aufzuarbeiten. In diesem Schritt kann verbleibender Stoff zum Bereitstellen von Singulett-Sauerstoff und freie DNA entfernt werden.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel wird das Funktionalisierungsmaterial so gewählt, dass die Guanin-Base an einem Ende der Ankersequenz angeordnet ist. Wie es im Zusammenhang mit hierin beschriebenen Ausführungsbeispielen noch erörtert wird, wird in vorteilhaften Ausführungsbeispielen das Funktionalisierungsmaterial so gewählt, dass eine Länge der Fängersequenz zumindest 10 Nukleotide beträgt.
Anwendung 1: DNA-Sensing
Es wurde gezeigt, dass die Fixierung der Ankersequenzen durch Guanin-Defekte das Sensing von DNA-Molekülen ermöglicht. Verglichen mit Sensoren, die nach bekannten Konzepten nicht-kovalent modifiziert waren und keine spezifische Fluoreszenzantwort zeigten, reagierten die Sensoren mit Guanin-Defekten mit einer Fluoreszenzänderung auf die Zugabe komplementärer DNA-Sequenzen, siehe hierzu die 5a-d. Dieser gezeigte Effekt ist abhängig von der Defektdichte. Für den Einsatz in fluoreszenten Sensoren ist eine höhere Defektdichte besonders geeignet. Für den Einsatz in erfindungsgemäße fluoreszenten Sensoren ist eine Defektdichte, vergleichbar mit einer in 5b und/oder 13b, dort Kurve 96₃, sowie den 13f-g gezeigten Funktionalisierung besonders geeignet. In diesen Figuren wird deutlich, dass sich anhand der Breite des Maximums, also der Peakbreite und der Verschiebung Rückschlüsse auf die Defektdichte gezogen werden können.
Aus den genannten Darstellungen wird ebenfalls deutlich, dass es eine materialabhängige Obergrenze für das Optimum gibt, denn da ab einer gewissen Defektdichte kann die Fängersequenz nicht mehr interagieren, da sie in ungewollter Weise auch kovalent an die CNT gebunden wird.
5a zeigt eine schematische Darstellung einer Ausgestaltung der funktionalisierten CNT 30, die durch das Verfahren 100 erhalten werden kann. Die Ankersequenz 14 kann, wie in 3a beschrieben, an Defektstellen 16 mit der CNT 12 verbunden sein, wobei dies unter Ausnutzen eines Guanin-Defekts 32 erfolgen kann, der an einer oder mehreren Stellen vorliegen kann.
Die Fängersequenz 22 kann ebenfalls ein oder mehrere Nukleotide aufweisen, bevorzugt mehr als sechs Nukleotide, die mit der Ankersequenz 14 verbunden sein können.
Eine Zielsequenz 36, im Englischen als target bezeichnet, kann DNA aufweisen, die vermittels der funktionalisierten CNT 30 detektiert werden soll. Diese kann mit der Fängersequenz 22 eine Verbindung eingehen und dadurch das Fluoreszenzverhalten der CNT 12 verändern, womit die funktionalisierte CNT 30 als Sensor wirken kann. Die Zielsequenz 36 kann dabei zumindest eines aus einem DNA-Molekül, einem Protein und einem Aptamer-bindenden Komplex umfassen.
In 5b ist zu der Struktur aus 5a eine Gegenüberstellung von Messungen der Fluoreszenz gezeigt. Während eine Kurve 38₁ eine Referenz bezüglich der Wellenlänge λ in Nanometern zeigt, die bei etwa 1020 nm ihr Maximum aufweist und die sich auf die Fluoreszenz der funktionalisierten CNT 30 ohne Zugabe der Zielsequenz 36 bezieht, ist anhand von Kurven 38₂, 38₃ und 38₄ ein Vergleichszustand gezeigt, der die Zugabe der Targetsequenz 36 für einen Zeitraum von 30 min, 60 min bzw. 90 min zeigt. In 5b ist gezeigt, dass sich die Verläufe der Kurven 38₂, 38₃ und 38₄ vergleichsweise wenig bis nicht voneinander unterscheiden, dass aber ein deutlicher Unterschied für Kurven 38₂, 38₃ und 38₄ mit dem Target verglichen mit der Kurve 38₁ ohne das Target erhalten werden, indem die Fluoreszenzintensität durch Zugabe des Targets abnimmt. Die Ordinate des Graphen zeigt beispielsweise die Fluoreszenzintensität, die, in an diesem Messkonfiguration bei einer Größenordnung von 10⁴ gezählten Signalen lag.
Da die Zielsequenz 36 abhängig von der Ausgestaltung der Fängersequenz 22 ist, kann unter Auswertung der Fluoreszenz in einem Verfahren zum Detektieren eines Stoffes erkannt werden, ob die gesuchte Targetsequenz in der Probe vorliegt.
Ein derartiges Verfahren zum Detektieren eines Stoffes ist beispielsweise in der 6 gezeigt. Ein darin schematisch anhand eines Flussdiagramms beschriebenes Verfahren 600 umfasst einen Schritt 610 zum Kontaktieren einer Probe mit einer erfindungsgemäß funktionalisierten CNT. Die Probe kann bspw. ein Protein, einen Molekül-Komplex (Teile hiervon oder als Gesamtkomplex) und/oder ein mit dem Molekül-Komplex interagierendes Molekül umfassen. In einem Schritt 620 erfolgt ein Hybridisieren des Stoffes und der Fängersequenz, um eine hybridisierte CNT zu erhalten. In einem Schritt 630 erfolgt ein Auswerten einer Fluoreszenz des hybridisierten CNTs.
In 5c ist ein Verlauf der Fluoreszenzintensität nach Zugabe der Zielsequenz 36 (Kurve 42₁) mit einer Konzentration von 100 µM gegenüber einer unspezifischen DNA-Sequenz als Kontrollkurve gezeigt. Während sich die Intensität bei einer Zugabe über 30, 60 und 90 min, korrespondierend zu den Zeitdauern in der 5b, der Zielsequenz basierend auf einer Hybridisierung oder Verbindung mit der Trägersequenz 22 verringert, bleibt sie im Wesentlichen und innerhalb von Messtoleranzen in einer Kurve 42₂ für die unspezifische DNA, also nicht zur Trägersequenz 22 passend, konstant.
Die Abnahme der Intensität ist anhand von Kurven 42₁ und 42₂ bezogen auf die Referenz I₀ gezeigt. Es zeigt sich, dass mit zunehmender Zeit die Intensität weiter abnimmt (Kurve 42₁), sofern die Zielsequenz 36 beigegeben wird. Eine Kontrollsequenz (Kurve 42₂) führt zu keiner nennenswerten Verringerung der Fluoreszenz.
5d zeigt eine bekannte nicht-kovalente Bindung einer bekannten Ankersequenz 44, zum Anhängen der Fängersequenz 22, um mit der Zielsequenz 36 eine Verbindung einzugehen.
Anhand der 5e und 5f wird deutlich, dass die nicht-kovalente Bindung keinen relevanten Beitrag zur Veränderung der Fluoreszenz liefert, auch nicht über eine zunehmende Zeitdauer, siehe Kurven 38'₂-38'₄ sowie 42'₁.
In anderen Worten zeigen 5a-f ein DNA-Sensing, also ein Sensing einer DNAenthaltenen Zielsequenz, durch kovalente Fixierung der Ankersequenz auf der Nanoröhrenoberfläche. Das hier vorgestellte Funktionalisierungskonzept der 5a-c bietet erhebliche Vorteile gegenüber bekannten und in den 5d-f gezeigten Konzepten, da die Zugabe von Ziel-DNA eine Veränderung der Fluoreszenzintensität bewirken kann
Die Fluoreszenzänderung der SWCNT bei Zugabe von DNA-Sequenzen, die komplementär zu der an der SWCNT angebrachten Fängersequenz sind, kann aus einer Hybridisierung (Verbindung) der komplementären DNA-Stränge resultieren. Die Hybridisierung kann durch Messung der Fluoreszenzanisotropie fluoreszenzmarkierter DNA (beispielsweise Cy3-DNA) nachgewiesen werden, siehe hierzu die 7a-d. Die Zeitskala der Reaktion kann hier im Minutenbereich liegen und kann bei längerer Fängersequenz zu stabileren Hybridisierungszuständen führen als bei kürzeren Fängersequenzen, siehe insbesondere 7b.
In anderen Worten zeigen die 7a-d Ergebnisse eines Nachweises der Interaktion von Fluorophoren mittels Fluoreszenzanisotropie. Mit Verweis auf 7a, bei einer Hybridisierung von komplementären Sequenzen kommt es zu einer Verringerung der Freiheitsgrade, die sich in einem Anstieg Fluoreszenzanisotropie ausdrücken kann. Unter Verweis auf 7b kann ein Einfluss der Fängersequenzlänge auf die Interaktion mit komplementären DNA-Sequenzen (Zielanalyt, A₆-A₂₀) und nicht komplementären DNA-Sequenzen (zur Kontrolle, T₆-T₂₀) eingesehen werden. Die 7c zeigt den Einfluss der SWCNT-Konzentration für verschiedene Längen der d(GT)-Ankersequenzen auf das Anisotropie-Signal, siehe 7c und 7d. Gezeigt wird in den 7a-d eine beispielhafte Fluoreszenzanisotropie-Charakterisierung von DNA-Hybridisierung auf SWCNTs. 7a: Vereinfachtes Interaktionsschema zwischen (fluoreszierend markierter) DNA und SWCNT-basierten DNA-Sensoren. 7b: Einfluss von Fängersequenzen auf SWCNT-Sensoren und Interaktionen mit entsprechenden Cy3-markierten Oligonukleotiden (Linien stellen visuelle Führung dar, Mittelwert ± SD). 7c: Entwicklung von Anisotropie-Änderungen in Abhängigkeit von der Länge, Zeit und Komplementarität von interagierenden Sequenzen (Anisotropie-Änderungen zwischen den freien und gebundenen Zuständen (r_b - r_f) sind auf den freien Zustand r_f normalisiert, Linien stellen visuelle Führung dar). 7d: Abhängigkeit der DNA- und SWCNT-Interaktion von Variation der Ankerlänge und Konzentration.
In anderen Worten zeigen 7a-d eine Charakterisierung der Interaktionen mittels Fluoreszenzanisotropie. Dargestellt ist,

→ Eine Zunahme der Anisotropie gleichbedeutend mit einer Abnahme der Rotation des Moleküls in Lösung worüber sich auf den Bindungszustand rückschließen lässt. Die Hybridisierung komplementärer DNA-Stränge, welche mit der Länge der Fängersequenz ansteigt (20 > 10 >> 6 Basen)
→ Für die dargestellten Sensoren ist ein gewisses Maß an Stabilität vorteilhaft. Es eignen sich also Fängersequenzen von mehr als 6, bevorzugt >10 Basen.
→ 7c basiert auf denselben Daten in anderer Darstellung, man sieht, dass längere Fängersequenzen entweder gebunden sind (für zur Fängersequenz komplementäre Stränge) oder nicht - für Stränge die nicht komplementär sind.
→ In 7d ist der Einfluss der Ankersequenzlänge auf die Interaktion dargestellt: Dieser ist vergleichbar, in beiden Fällen hat man einen ähnlichen Trend, d. h., man kann mehrere Sequenzlängen benutzen.

Sensing/Detektion von Proteinen und anderen Biomolekülen
Zur Demonstration der hierin beschriebenen Funktionalisierung als generelles Konzept zur Konjugation von Biomolekülen wurden Sensing-Experimente mit verschiedenen Molekülklassen durchgeführt.
Im ersten Ansatz wurde ein Hämin bindendes Aptamer über eine komplementäre Sequenz an die Fängersequenz gebunden. Hämin ist ein Molekül, das bei vielen biologischen Prozessen eine Rolle spielen kann, beispielsweise als Cofaktor bei Proteinen wie Hämoglobin oder Myoglobin, beim Gastransfer und -speicher, aber auch als intrazellulärer Messenger bei der Genexpression und bei der Signalweiterleitung bei lonenkanälen. Das erfindungsgemäße Konzept ist ohne Weiteres auch auf andere Analyt bindende Komplexe in einem Aptamer übertragbar. Dabei können einzelne Bestandteile des Komplex schon vor dem Binden an die Erkennungseinheit gebunden sein, oder erst im an die CNT gebundenen Zustand miteinander interagieren.
Es ist bekannt, dass die Interaktion von Hämin mit traditionell funktionalisierten SWCNTs zu einer Verminderung der SWCNT-Fluoreszenz führt, während die Chelatierung des Eisens im Hämin die Fluoreszenz wieder erhöht. Die Fluoreszenzänderungen konnten qualitativ mit dem vorgestellten System reproduziert werden, siehe 8a-i. Die 8a zeigt eine schematische Darstellung einer funktionalisierten CNT 80 gemäß einem Ausführungsbeispiel, die beispielsweise eine Ausführungsform der funktionalisierten CNT 30 sein kann. Die CNT 12 ist dabei mit einer Ankersequenz 48 verbunden, die als d(GT)₁₅-Sequenz ausgeführt ist. Die Fängersequenz 52 kann als T₂₀-Sequenz ausgeführt sein. Die 8a-c zeigen dabei die Übertragung des generellen Sensorkonzepts auf die vorgestellte Funktionalisierung. In 8a ist ein Hämin (He) 54 bindendes Aptamer 56 (HeApt) über eine komplementäre DNA-Sequenz 58 (A₁₅) an die SWCNT 12 gebunden.
In 8b ist die Zugabe von Hämin gezeigt, die zu einer Fluoreszenzerniedrigung führen kann. Eine Chelatierung des Eisens im Hämin durch Deferoxamin (DFO) kann dahingegen zu einer Fluoreszenzerhöhung führen, was in 8b anhand einer Kurve 62₃ gezeigt ist, deren Fluoreszenzintensität gegenüber einer Kurve 62₂ nach Zugabe von Hämin gegenüber dem Ursprungszustand in Kurve 62₁ wieder angestiegen ist. Wie es anhand der 8c gezeigt ist, ist dieser Effekt konzentrationsabhängig. Die 8d-i zeigen, dass das Konzept auch auf Oberflächen übertragbar ist.
Anhand der 8a-i wird gezeigt, dass allgemeine Sensorkonzepte von traditionellen SWCNT-Sensoren auf die vorgestellte Funktionalisierung mit Guanin-Defekten übertragbar sind. Da die kolloidale Stabilität durch die kovalent gebundene DNA gegeben ist und das System die Transduktion von Signalen ermöglicht, stellt dies die Grundlage für eine neue Klasse allgemeiner SWCNT-Sensoren dar. Durch die Möglichkeit des rationalen Designs können mit reduziertem Arbeitsaufwand, etwa gegenüber Screening, verschiedene spezifische Erkennungsmotive über eine komplementäre DNA-Sequenz an die SWCNTs gebunden werden. Gemäß einem Ausführungsbeispiel werden Verfahren bereitgestellt, bei dem ein Analyt bindender Komplex in einem Aptamer, etwa Hämin, an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz oder einer weiteren an der CNT angebundenen Fängersequenz gebunden wird. Mit dem der CNT abgewandten Ende ist dabei ein Ende der Sequenz gemeint, welche dem Ort der (kovalenten) Bindung abgewandt ist.
Hierbei können jeweils gleiche oder unterschiedliche analytbindende Komplexe angeordnet werden, insbesondere bei Befestigung mehrerer Anker an einer CNT. So kann beispielsweise Hämin einen Komplex mit Metallen, etwa Eisen, bilden. Dieser Komplex quencht die Fluoreszenz der SWCNT. Mit einem derartigen Sensor kann beispielsweise Eisen nachgewiesen werden, das in dem Komplex bindet. Durch Wahl eines anderen zu bildenden Komplexes und entsprechender Materialien und/oder durch einen anderen, etwa stärkeren Chelator, wie zum Beispiel bakterielle Siderophore, welcher das Eisen wieder herauslöst, können vergleichbare Effekte erhalten werden.
In anderen Worten zeigen die 8a-i im Zusammenhang mit Ausführungsbeispielen, dass Guanin-Defekte die Einbindung von Erkennungseinheiten bei gleichzeitiger Wahrung von Signal-transduzierenden Eigenschaften ermöglichen. 8a) zeigt ein generelles Reaktionsschema, das die Funktionalisierung der Nanoröhre mit einem Aptamer zeigt. Hybridisierung eines Hämin-bindenden Aptamers (HeApt) an die Fängersequenz auf SWCNTs fügt eine Fluoreszenz-quenchende Gruppe Hämin, He) zu der SWCNT-Corona hinzu. Ein Chelator (Deferoxamin, DFO) entfernt die quenchende Gruppe aus dem Komplex in dem Aptamer. 8b) zeigt eine Reduktion der Fluoreszenzintensität nach der Hinzufügung des Komplexes He@HeApt und Fluoreszenzerhöhung nach der Hinzufügung von DFO Mittelwert ± SD), c) Konzentrations-abhängiges Dequenching der SWCNT-Fluoreszenz. 8d-i) zeigen eine NIR-Fluoreszenz von beschichteten SWCNTs nach der Hinzufügung von He@HeApt-A₁₅ und DFO oder PBS. Bilder einzelner SWCNTs sind Vergrößerungen der markierten Bereiche mit „*“ markiert.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel kann ein Protein-bindendes Aptamer an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz oder einer weiteren an der CNT angebundenen Fängersequenz angebunden werden. Auch in diesem Fall kann das Anbinden über eine der Fängersequenz komplementäre Sequenz mit mehr als 6, bevorzugt zumindest 10 oder zumindest 15 Nukleotiden erfolgen. Ein Aptamer kann mit einem entsprechenden Part/Teil an einem der beiden Enden synthetisiert werden. Prinzipiell lassen sich mit hierin beschriebenen Verfahren alle Aptamere als Sensorelemente nutzen, was einen Vorteil des hierin beschriebenen Konzepts darstellt und prinzipiell ein Sensieren/Sensing aller an das Aptamer bindender Proteine ermöglicht. Das Protein, welches vermittels des Aptamers gebunden wird, kann beispielsweise ein Spike-Protein von einem Virus (hier SARS CoV-2) sein.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel wird das Funktionalisierungsmaterial so gewählt, dass die Fängersequenz komplementär zu einem sensierenden Target ist. Unter Verweis auf das rationale Design kann dies dergestalt erfolgen, dass beispielsweise ein Aptamer oder eine andere Erkennungseinheit gewählt wird und diese mit einer entsprechenden Sequenz an die Fängersequenz gebunden wird. Damit kann ein Sensor erhalten werden.
Um zu demonstrieren, dass sich das Konzept auf andere Molekülklassen übertragen lässt, wurden auch zwei Spike-Protein-bindende Aptamere an die Nanoröhren gebunden, siehe hierzu 9a-g. Dort wird ein Protein-bindendes Aptamer 64 zur Bindung eines Proteins 66, beispielsweise ein Spike-Protein, zur Funktionalisierung der CNT genutzt, um das Protein 66 sensieren zu können. Das Konzept ist auf andere Proteine ohne weiteres übertragbar, da beide Aptamere mit einer Fluoreszenzmodulation reagierten, die sich von einem unspezifischen Protein unterschied, siehe 9b. Daher eignen sich die Sensoren zur instantanen Quantifizierung von Proteinen.
In anderen Worten ist ein Protein-Sensing mit der vorgestellten Funktionalisierung gezeigt. Gemäß 9a wird ein Spike-Protein-bindendes Aptamer über eine komplementäre DNA-Sequenz an die SWCNT gebunden. In 9b ist die Zugabe von Spike-Proteinen gezeigt, die zu einer Fluoreszenzerniedrigung führt. Durch die Änderung der Fluoreszenz lassen sich bindende und unspezifische Proteine (BSA) unterscheiden. Das Sensing geschieht im Minutenbereich und es wurde gezeigt, dass sich verschiedene Aptamere nutzen lassen, siehe hierzu die Tabelle 3 samt Erläuterungen.
In anderen Worten zeigen die 9a-g Darstelllungen zu einer Spike-Protein-Erfassung unter Verwendung von DNA-verankerten Aptameren. 9a zeigt ein allgemeines Reaktionsschema, das die Funktionalisierung eines SARS-CoV-2-Spike (Spike)-bindenden Aptamers über eine komplementäre Sequenz an den Nanoröhrensender mit Guanin-Defekten zeigt. Fluoreszenzänderungen einer Nanoröhre (0,5 nM), die gemäß 9b mit einem Aptamer1 oder gemäß 9c mit einem Aptamer2 funktionalisiert ist, nach der Hinzufügung von BSA oder Spike-Protein (10 nM) nach 30 Minuten (normalisiert auf Zustand 1, Mittelwert ± SE (Standard Error)). 9d und 9e zeigen konzentrationsabhängige Änderungen der SWCNT-Fluoreszenz (Mittelwert ± SE). 9f und 9g zeigen zeitabhängige Änderungen nach der Hinzufügung von BSA oder Spike-Protein (10 nM; Mittelwert ± SE). In dem Ausführungsbeispiel der 9a-g handelt es sich um ein Beispiel um zu zeigen, dass man Aptamer-Erkennungseinheiten an die Fängersequenz binden kann und damit Sensing betreiben kann. Hier wurde eine andere Molekülklasse (Protein) gewählt und es wird gezeigt, dass der erfindungsgemäße Ansatz auf verschiedenste Molekülklassen (Biomarker etc.) übertragbar ist.
Allgemeine Verbesserung der kolloidalen Stabilität der Nanoröhre
Einen ggf. sogar bedeutenden Vorteil für die Anwendung der hierin beschriebenen Konzepte kann die Stabilität der Guanin-Modifizierungen in komplexeren Medien darstellen. Als Beispiel wurde die Stabilität der DNA-Sensoren in einer phosphatgepufferten Salzlösung (PBS) und einem komplexeren Zellmedium untersucht, siehe 10a und 10b. In PBS, wie in 10a gezeigt, waren die Nanosensoren über den Messzeitraum von 21 Tagen stabil. Im Zellmedium nimmt die Absorption der SWCNTs ab, was für eine Abnahme der kolloidalen Stabilität der Sensoren spricht. Vor allem bei längeren Inkubationszeiten und in komplexerem Zellmedium weisen die mit Guanin-Defekten kovalent-funktionalisierten SWCNT eine höhere Stabilität gegenüber den SWCNTs mit nicht-kovalenter Funktionalisierung auf, siehe Kurve 72₁ gegenüber Kurve 72₂ in 10b.
In anderen Worten zeigen die 10a und 10b die Ergebnisse einer Evaluierung der kolloidalen Stabilität von nicht-kovalent modifizierten und mittels Guanin-Defekten modifizierten Nanoröhren durch Absorptionsspektroskopie in einer phosphatgepufferten Salzlösung (PBS) in 10a und in einem komplexeren Zellmedium in 10b. Die dargestellten Ergebnisse zum Absorptionsmaxima (E₁₁-Übergang) beziehen sich bspw. auf nicht-kovalent ((GT)₁₅T₂₀) und kovalent (d(GT)₁₅T₂₀) modifizierte Nanoröhren, insbesondere (GT)₁₅T₂₀@SWCNT in 1x PBS und Zellmedium. d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT in 1x PBS und Zellmedium. Das verwendete Zellmedium war DMEM mit 10 % FCS und 1 % / 1 % (v/v) Penicilin/Streptomycin. Mittelwert ± SD. Die Absorptionsmessungen zeigen, wie die Guanin-Defekte oder Guanin-Modifikationen auf der SWCNT die Stabilität erhöhen. Bleibt die Absorption gleich, sind die SWCNT stabil, nimmt sie ab deutet das auf eine Reduktion der Stabilität hin. Die Daten sind über die Zeit dargestellt.
Hierin beschriebene Ausführungsformen und hierin beschriebene SWCNTs sind mit einer einzelsträngigen DNA modifiziert, die aus zwei Teilen besteht. Die kovalent gebundene Ankersequenz kann Guanin aufweisen und sorgt für die kolloidale Stabilität der Nanoröhre, während eine Fängersequenz (bevorzugt ohne Guanin) mit anderen Nukleinsäuren oder anderen Analyten interagieren kann. Gemäß einem Ausführungsbeispiel kann somit das Funktionalisierungsmaterial Nukleinsäuren umfassen und eine Nukleinsäure kann zwei Sequenzteile aufweisen. Einer der beiden Teile kann kovalent mit der CNT verknüpft sein und der andere kann frei zum Interagieren mit Analyten oder Erkennungseinheit sein. Diese Interaktion kann dazu genutzt werden, die Hybridisierung von komplementären Nukleinsäuren über eine Fluoreszenzmodulation (Intensitätserhöhung oder Intensitätserniedrigung und/oder Verschiebung der Absorptions- und/oder Fluoreszenzwellenlänge) nachzuweisen. Darüber hinaus besteht die Möglichkeit, biologische Erkennungseinheiten, etwa Aptamere, über eine kovalente DNA an die Nanoröhre zu binden. Es konnte gezeigt werden, dass, wie bei nicht-kovalent funktionalisierten SWCNTs, auf einer Kohlenstoff-Nanoröhre mehrere Bindungsplätze liegen und die Anzahl der Bindungsplätze mit der Sequenz korreliert. Die kovalente Modifikation der SWCNTs mit Guanin-Defekten kann eine Signaltransduktion zulassen, wodurch sich die SWCNTs als Biosensoren eignen. Darüber hinaus wurden konzentrationsabhängige Fluoreszenzänderungen für mehrere Molekülklassen gezeigt, siehe 9a-g und 10a-b, so dass ein gezieltes, sogenanntes „rationales“ Design der SWCNT-Funktionalisierung als Sensoren möglich ist.
Der Vorteil der Detektion mit Guanin-Modifizierungen besteht darin, dass mit vergleichsweise niedrigem Aufwand verschiedene Erkennungseinheiten an die Nanoröhren gebunden werden können. Damit ist diese Modifizierung allgemein für verschiedenste Molekülklassen einsatzbar. Die Sensoren könnten z. B. zur schnellen Quantifizierung von Proteinen oder von DNA benutzt werden. Alternativ oder zusätzlich kann eine höhere Stabilität der SWCNT-DNA-Komplexe in komplexen Medien erreicht werden. Die Stabilität lässt sich anhand der Länge der Fängersequenz anpassen. Dadurch kann die Menge der nötigen Materialien und damit Kosten reduziert werden und gleichzeitig die Reproduzierbarkeit verbessert werden.
Verglichen mit sichtbaren Fluorophoren besitzen Kohlenstoffnanoröhren darüber hinaus weitere Vorteile, darunter einen großen Stokeshift, eine Absorption/Fluoreszenz im nahen Infrarot und die Vermeidung von Bleichen.
Die hierin genannten Vorteile der höheren Stabilität, der Anbindung spezifischer Erkennungsmotive und dergleichen bei Verfahren der optischen Molekular-Sensorik können möglicherweise auch durch andere Funktionalisierungen oder Nanomaterialien erhalten werden, ebenso wie der Einsatz von SWCNTs anderer Größe und Chiralität als die hier genannten. Für Anwendungen bei denen es zu einem optischen Auslesen kommt, sind insbesondere halbleitende SWCNTs interessant. Diese beinhalten unter anderem Nanotubes der Chiralitäten: (5,4); (6,4); (9,1); (8,3); (7,5); (10,2); (9,4); (8,4); (7,6); (9,2); (12,1); (8,6); (11,3); (9,5); (10,3); (10,5); (11,1); (8,7); (13,2); (9,7); (12,2); (10,6); (11,6); (9,8); (15,1); (10,8); (13,5); (12,5); (13,3); (10,9). Für elektronische Anwendungen sind aber auch metallische SWCNTs interessant.
Die Nutzung von Kohlenstoffnanoröhren lässt sich mittels Absorptions-, Fluoreszenz- oder Ramanmessung nachweisen. Analog lassen sich auch die Funktionalisierung von Guanin-Defekten nachweisen, da diese zu charakteristischen Features in den jeweiligen Spektren führen, siehe hierzu 11a-c. Dabei ist in 11a die normierte Absorption, in 11b die normierte Fluoreszenz und in 11c die normierte Intensität über die Wellenlänge λ (nm) bzw. Wellenzahl (cm^-1) gezeigt. Mit dem Index 1 ist für die jeweilige 74, 76 bzw. 78 jeweils der Zustand einer nicht-kovalenten Funktionalisierung gezeigt. Der Index 2 bezieht sich jeweils auf eine geringe Defektdichte von Guanin-Defekten und die Kurven mit dem Index 3 auf Ergebnisse bei einer hohen Defektdichte. Die Abweichungen in den jeweiligen Kurven liefern einen Indikator für die Funktionalisierung.
Für den Nachweis der Verwendung der entsprechenden Erkennungseinheiten eigenen sich verschiedene instrumentelle Verfahren. Eine Charakterisierung der Funktionalisierung kann je nach Format beispielsweise über eine Isolation der Sensoren in Kombination mit chromatographischen und massenspektroskopischen Verfahren erreicht werden.
In 11a-c sind charakteristische optische Absorptions-/Fluoreszenz- und Raman-Features von Nanoröhren und der Nachweis von Guanin-Defekten dargestellt. In 11a ist gezeigt, dass Guanin-Defekte zu einer Peakverbreiterung und einer Rotverschiebung der Absorptions- und Fluoreszenzsignale führen, siehe auch 11 b. In 11c ist gezeigt, dass darüber hinaus die Guanin-Defekte über die D-Raman-Mode nachgewiesen werden können.
Hierin beschriebene Ausführungsbeispiele können in unterschiedlichen Anwendungsgebieten eingesetzt werden und sind breit gefächert. Einige Beispiele sind

• die Diagnostik und Quantifizierung: ein hochsensitiver Nachweis auf molekularer Ebene wird ermöglicht;
• Assay-Entwicklung: eine Herstellung hochspezifischer Assays wird ermöglicht;
• in der Wirkstoff-Forschung und -Testung, etwa im Bereich der Hochdurchsatz-Screenings;
• der Forschung im Labor vermittels multiparametrischer Sensorik;
• der Sensorik in der Lebensmittel- und Agrarindustrie; und/oder
• im Wasser- und/oder Umweltmonitoring

12 zeigt eine schematische Darstellung einer funktionalisierten CNT 120 gemäß einem Ausführungsbeispiel, bei dem einerseits mehrere Fängersequenzen 22₁ bis 22₄ in einer Anzahl von zumindest 2, zumindest 3, zumindest 4 oder mehr vermittels damit verbundener Ankersequenzen 14₁ bis 14₄ kovalent angebunden sind und unabhängig hiervon unterschiedliche Mechanismen zur Sensierung vorgesehen sind, indem zur Signaltransduktion für die Bindung eines Proteins 82 eingerichtetes Aptamer 84 an die Fängersequenz 22₄ gebunden ist. Alternativ oder zusätzlich kann an der Fängersequenz 22₃ das Hämin 54 gebunden sein, um mit einem Chelator 86 zu reagieren. Die hierin beschriebenen Mechanismen erlauben eine Aptamer-basierte Unterscheidung von Proteinen, da die Wechselwirkung 88₂ mit einem unspezifischen Protein, sofern überhaupt eintretende, von den spezifischen Wechselwirkungen 88₁, 88₃ und/oder 88₄ verschieden ist was in der Fluoreszenz erkennbar sein kann. 12 zeigt kovalente DNA-Anker für SWCNT-basierte Sensoren (SWCNT = Single Wall Carbon Nanotube bzw. einwandige Kohlenstoffnanoröhre). Dargestellt sind DNA-Fängersequenzen 22 auf kovalent modifizierten, im nahen Infrarotbereich fluoreszierenden Kohlenstoff-Nanoröhren 12. Guanin-Basen in der Ankersequenz 14 werden unter Verwendung von ¹O₂ (Singulettsauerstoff) kovalent an die SWCNT 12 gebunden. Die Einführung von Guanin-Defekten ermöglicht eine DNA-Erfassung, verbessert eine kolloidale Stabilität und ermöglicht eine Signaltransduktion. Die Signaltransduktion wird gezeigt durch Hinzufügen eines Quencher-Chelator-Systems, das mit einem Aptamer auf der Fängersequenz interagiert. Unterschiedliche Aptamere werden über die Fängersequenz eingeführt, um die Unterscheidung zwischen bindenden und nicht bindenden Proteinen zu ermöglichen.
13a zeigt eine schematische Darstellung zur Erläuterung einer Funktionalisierung einer CNT gemäß hierin beschriebener Ausführungsbeispiele. Die CNT 12 kann ausgehend von einem Zustand 1 mit Funktionalisierungsmaterial vermengt werden, etwa im Rahmen des Schritts 130. Als Teil des Schritts 130 und/oder des Schritts 140 kann eine Beschallung (engl.: Tipsonication) und/oder ein Zentrifugieren erfolgen, um ausgehend vom Zustand 1 ein Materialgemisch 94 in einem Zustand 2 zu erhalten. Das Erzeugen der kovalenten Bindung, etwa im Schritt 140 kann die Zugabe des zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegten Stoffes umfassen, etwa RB. Eine Bestrahlungsdauer beträgt bei Raumtemperatur RT beispielhaft 15 min ± 5 min bei einer Bestrahlungsleistung von 25 mW ± 10 mW grünen Lichts. Das Verfahren kann ferner das Ausführen einer Dialyse umfassen, um in einem Zustand 3 das funktionalisierte CNT-Material 30 zu erhalten, die in einem beispielhaften Zustand 4 mit einer Zielsequenz 34 (A₂₀) reagiert hat, um die Fluoreszenzeigenschaft der CNT 12 verglichen mit dem Zustand 3 zu verändern.
Die 13a-g zeigen ein Design einer DNA-erfassenden SWCNT-Funktionalisierung unter Verwendung von Guanin-Defekten. Während 13a ein allgemeines Reaktionsschema für die Einführung unterschiedlicher Guanin-Defekte und die Reaktion mit komplementären Sequenzen 34 zeigt und die Nutzung einer Guanin-enthaltenden Ankersequenz eine spezifische Bindung/Reaktion der Ankersequenz der SWCNT ermöglicht, während die bevorzugt kein Guanin enthaltende Fängersequenz mit komplementären DNA-Strängen interagieren kann, zeigt 13b ein Fluoreszenzspektrum vor (Kurve 96₁, Zustand 2) und nach der Reaktion, wobei vermittels Kurve 96₂ eine Zugabe von 5 µM RB und vermittels Kurve 96₃ eine Zugabe von 18 µM dargestellt ist.
Eine Auswertung geeigneter Defektendichten für fluoreszierende DNA-Erfassung erfolgt in den 13c-e. In 13c ist eine Zugabe von 0 µM RB dargestellt (Zustand 2), in 13d eine Zugabe von 5 µM RB korrespondierend zu Kurve 96₂ und in 13e eine Zugabe von 18 µM RB gemäß Kurve 96₃. In 13c-e ist jeweils eine Referenzkurve R dargestellt, die einen Zustand ohne Zielsequenz 34 zeigt (Zustand 3) und eine Sensorkurve S, die eine Überlagerung von Ergebnissen der Fluoreszenzauswertung nach 30 min, nach 60 min, nach 90 min, nach 120 min, nach 150 min und nach 180 min zeigt nach einer Zugabe der Zielsequenz 34 zeigt (Zustand 4). Während die zeitliche Abweichung gering ist und eine Darstellung als gemeinsame Kurve S rechtfertigen kann, zeigt sich, dass bei der Konzentration von 5 µM RB ein geringer, bei der höheren bei einer Konzentration von 18 µM erhaltenen Defektdichte eine starke Fluoreszenzänderung bei Zugabe der Zielsequenz 34 erhalten wird. Aus Komplexitätsgründen sind hier lediglich 30-minütige Zeitintervalle gezeigt. Alle Spektren sowie Kontrollen mit nicht-komplementären DNA-Strängen sind in 14a-c, 15a-c, 16a-c und 17a-c gezeigt. (Mittelwert ± SD (Standard Deviation))
In den 13a-e ist eine Synthese von in dieser Studie verwendeten SWCNT-Biosensoren gezeigt. In 13a ist ein allgemeines Reaktionsschema dargestellt. 13b zeigt eine Rotverschiebung und Spitzenverbreiterung der Absorptionsmerkmale (normalisiert auf E₂₂), beobachtet bei Einführung von Guanin-Defekten mit 5 und 18 µM RB. 13c-e zeigen die Detektorantworten nach Zugabe von einer, der Fängersequenz komplementären DNA bei den jeweiligen Defektdichten.
NIR-Fluoreszenz
14a-c zeigen eine Antwort im Nahinfrarotbereich von SWCNT-Sensoren, funktionalisiert mit unterschiedlichen Guanin-Dichten nach der Hinzufügung von komplementärer (A₂₀) und nicht-komplementärer (T₂₀) DNA in PBS. SWCNTs wurden mit (GT)₁₅T₂₀-ssDNA funktionalisiert. 14a) Antwort ohne Guanin-Defekte. 14b) Antwort mit Guanin-Defekten, die mit 5 µM eingeführt wurden, und 14c) 18 µM Bengalrosa, Mittelwert ± SD.
In anderen Worten ist ein Vergleich der Sensorantworten mit unterschiedlichen Defektdichten (Charakterisierung in 9) dargestellt. A₂₀ ist das Zielmolekül, T₂₀ und PBS sind negativ-Kontrollen. Die Abnahme der Fluoreszenzintensität (I, I₀ ist die Anfangsfluoresenz) mit der Zeit stellt die Sensorantwort dar. Für das DNA-Sensing und andere Sensingapplikationen kann die richtige Defektdichte wichtig sein, etwa die für DNA Sensing beschriebene Defektdichte von ca. 18 µM. Details zur Defektdichte wurden im Zusammenhang den Erörterungen zum Absorptionsspektrum, dem Fluoreszenzspektrum und/oder dem Ramanspektrum erörtert, wozu erneute auf die 11 a-c als nicht einschränkendes Beispiel hingewiesen wird.
15a-c zeigen die Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren nach der Hinzufügung von DNA. 15a) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von komplementärer DNA (1 µM in PBS). 15b) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von nicht-komplementärer DNA (1 µM in PBS). 15c) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von PBS. Mittelwert ± SD.
16a-c zeigen die Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren (Guanin-Defekte aus 5 µM Bengalrosa) nach der Hinzufügung von DNA. 16a) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von komplementärer DNA (1 µM in PBS). 16b) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von nicht-komplementärer DNA (1 µM in PBS). 16c) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von PBS. Mittelwert ± SD.
17a-c zeigen die Ergebnisse einer DNA-Erfassung unter Verwendung von (GT)₁₅T₂₀-funktionalisierten SWCNT-Sensoren (Guanin-Defekte aus 18 µM Bengalrosa) nach der Hinzufügung von DNA. 17a) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von komplementärer DNA (1 µM in PBS). 17b) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von nicht-komplementärer DNA (1 µM in PBS). 17c) Fluoreszenzspektren nach der Hinzufügung von PBS. Mittelwert ± SD.
Experimentelle Verfahren
Allgemein
Sofern nicht anders angegeben, wurden die Experimente mit handelsüblich verfügbaren (6,5)-angereicherten einwandigen Kohlenstoffnanoröhren (SWCNTs; Sigma Aldrich) und in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS; Carl Roth) ausgeführt.
DNA-Sequenzen wurden von Sigma Aldrich erworben und in PBS rekonstituiert.
SWCNT-Oberflächenmodifizierung
Nicht-kovalente SWCNT-Oberflächenmodifizierungen wurden unter Verwendung einer Modifizierung eines zuvor veröffentlichten Protokolls erzeugt. Kurz gesagt: SsDNA (100 µL, 2 mg/mL in PBS) wurden mit PBS (100 µL) und SWCNTs (100 µL, 2 mg/mL in PBS) gemischt und einer Spitzenbeschallung (bzw. Tipsonication) für 20 Minuten bei einer Amplitude von 35 % (42 W, gepulst: 9 s an, 1 s aus, Fisher Scientific Model 120 Sonic Dismembrator) unterzogen. Die daraus resultierende Suspension wurde für 30 Minuten bei 21.000 x g zentrifugiert und der Überstand wurde in ein anderes Reaktionsgefäß überführt, bevor dieser Zentrifugierungsschritt wiederholt wurde.
Für Stabilitäts- und DNA-erfassende Experimente wurde freie DNA unter Verwendung einer Filtration nach Molekülgewicht (MWCO bzw. Molecular Weight Cut-Off) (100 kDa, Sigma Aldrich) entfernt, und die SWCNT-Konzentration wurde gemäß den jeweiligen Absorptionsspektren auf 5 nM eingestellt.
Zur kovalenten Funktionalisierung von Guanin-enthaltender SsDNA mit den SWCNTs wurden die DNA-funktionalisierten SWCNTs (189 µL, 10,6 nM in PBS) mit Bengalrosa (bzw. Rose Bengal) (10,1 µL, 330 µM in H₂O) in einer 96-Well-Platte gemischt und bei 25 mA bestrahlt (-550 nm, Analytical Sales Lumidox 96-Well Green LED Array + LED Controller). Nach 10 Minuten wurde Luft durch die Gemische geblasen und die jeweiligen Wells wurden zusätzlich für 5 Minuten beleuchtet. Freie DNA und Bengalrosa wurden über Dialyse unter Verwendung von SpectraPor-Membranen (Maximales Molekülgewicht: 300 kDa, Spectrum Laboratories) für fünf Tage mit zweimaligem Pufferwechsel pro Tag entfernt.
NIR-Spektroskopie
Sofern nicht anders angegeben, wurden Absorptionsspektren bei Zimmertemperatur mit einem „JASCO V-670“-Gerät von 400 bis 1350 nm in Schritten von 0,5 nm in einer Küvette mit einer Pfadlänge von 10 mm aufgezeichnet.
NIR-Fluoreszenzspektren wurden auf einer speziell angefertigten Anlage bei Zimmertemperatur aufgezeichnet. Kurz gesagt: Ein Dioden-gepumpter Festkörperlaser (561 nm, Laser Quantum gem-561) wurde verwendet für die Anregung der Probe mit einem Objektiv mit 20-facher Vergrößerung (LCPLN-IR, NA: 0,45, Olympus) auf einem IX73-Mikroskop (Olympus), verbunden mit einem „Shamrock 193i“-Spektrographen (Andor Technology Ltd.), welcher mit einem „Andor iDus InGaAs 491“-Detektor ausgerüstet ist.
Raman-Spektroskopie
Raman-Spektren wurden auf einem konfokalen Raman-Mikroskop inVia™ (Renishaw) mit einem Objektiv mit 5-facher Vergrößerung aufgezeichnet. Nanoröhren-Proben wurden auf 10 nM verdünnt, in eine Well-Platte mit Glasboden (#1-Abdeckglas: 0,13 - 0,16 mm, Cellvis) übertragen und mit einem auf eine Laserleistung von 100% eingestellten 532-nm-Laser (Renishaw RL-08 Series) angeregt. Das Signal wurde über 3 Akkumulationen aufgezeichnet, wobei die Belichtungszeit auf 10 Sekunden eingestellt war.
NIR-Bildgebung
Sofern nicht anders angegeben, wurden NIR-Fluoreszenz-Bilder von SWCNTs mit einem Ölimmersionsobjektiv mit 100-facher Vergrößerung (PLAN APO λD, NA: 1,45, Nikon) auf einem „ECLIPSE Ti2“-Mikroskop (Nikon) aufgezeichnet, das mit einer InGaAs-Kamera (Xenics, Xeva) verbunden war. Eine LED wurde dazu verwendet, die Probe anzuregen. Die Anregungswellenlängen wurden unter Verwendung des dichroitischen Hauptspiegels ausgewählt.
VIS-Fluoreszenz-Messungen
VIS-Fluoreszenzspektren wurden auf einem FP-8500 (Jasco) mit einer "FDP-837 „Automatic Polarisation“-Einheit (FWAP-875-Softwareerweiterung, Jasco) mit einer Küvette mit einer Pfadlänge von 10 mm (Hellma Analytics) aufgezeichnet.
Die Fluoreszenzanisotropie wurde mit demselben Instrument gemäß den Herstellerempfehlungen bei Zimmertemperatur mit λ_ex = 545 nm, λ_em = 560 nm, Photovervielfacher-Spannung = 700 V sowie auf 5 nm eingestellten Anregungs- und Emissionsschlitzen aufgezeichnet. Die gemeldeten Signale für die Variation der Fängersequenz (zeitabhängig) sind die Mittelwerte von 3 Akkumulationen mit einer Antwortzeit von 0,5 s. Die gemeldeten Signale für die Variation der Ankersequenz (konzentrationsabhängig) sind die Mittelwerte für 15 Akkumulationen mit einer Antwortzeit von 0,5 s. Vor der Messung wurde Cy3-markierte SsDNA (Sigma Aldrich) dazu verwendet, den g-Faktor des Instruments zu bestimmen. Um die Änderungen von SsDNA zu bestimmen, wurden funktionalisierte SWCNTs und die Cy3-markierte DNA in einer Quarz-Küvette (Hellma Analytics) gemischt. Für konzentrationsabhängige Messungen durfte das System sich für zumindest 5 Minuten äquilibrieren.
SWCNT-Stabilitätsmessungen
SWCNT-Stabilitätsmessungen wurden in PBS oder Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM, ThermoFisher) ergänzt mit 10 % (Volumenprozent bzw. v/v) fötalem Kälberserum (FBS, Fetal Bovine Serum, Sigma Aldrich) und 1 % (v/v) 10.000 U/mL Penicilin / 10.000 µg/mL Streptomycin (Gibco™) ausgeführt. Kovalent (d(GT)₁₅T₂₀) oder nicht-kovalent modifizierte ((GT)₁₅T₂₀) SWNCTs (5 nM, 100 µL) wurden mit 900 µL des jeweiligen Mediums oder Puffers gemischt und bei Zimmertemperatur in einer abgedichteten Küvette mit einer Pfadlänge von 10 mm inkubiert. Die Änderungen der Absorption der SWCNTs wurden über 21 Tage auf einem „JASCO V-670“-Gerät mit Schritten von 0,1 nm gemessen.
Hämin-Erfassung
Hämin-Erfassung in Lösung. Das Hämin-bindende Aptamer (HeApt-A₁₅) wurde bei 95°C für 5 Minuten rückgefaltet und über 15 Minuten auf Zimmertemperatur abgekühlt. Wenn Hämin zur selben Zeit wie sein Aptamer (He@HeApt) hinzugefügt wurde, wurden Hämin (0,1 mM, 10 % DMSO 90 % PBS, 1 Äquivalent) und das Aptamer (0,1 mM, PBS, 1 Äquivalent) 1:1 vor der Aptamer-Rückfaltung gemischt.
Hämin-Erfassung auf Oberflächen. Sofern nicht anders angegeben, wurden die verwendeten Analyten analog zu den jeweiligen Lösungsexperimenten vorbereitet. Petrischalen mit Glasboden (µ-Dish 35 mm, #1,5H, Ibidi) wurden mit (3-Aminopropyl)triethoxysilan (APTES; 1 Gew.-% APTES/H₂O, Sigma Aldrich) für 1 Stunde behandelt, zweimal mit H₂O gewaschen und getrocknet. Kovalent funktionalisierte SWCNTs (1 nM, 198 µL) wurden in der behandelten 96-Well-Platte für zumindest 2 Stunden inkubiert. Vor der Messung wurde die Oberfläche dreimal mit MilliQ-Wasser gewaschen, bevor PBS (592,5 µL) hinzugefügt wurde. Die SWCNT-Fluoreszenz wurde aufgezeichnet und zu spezifischen Zeitpunkten wurden He@HeApt-A₁₅ (vorgemischt 7,5 µL) und Deferoxamin (DFO; 5 mM, 5 µL, Sigma Aldrich) oder PBS (5 µL) zu der Well-Platte hinzugefügt.
Protein-Erfassung
Protein-Unterscheidung unter Verwendung von SARS-CoV-2-bindenden Aptameren. Das Spike-bindende Aptamer1 (SP34) und Aptamer2 (MSA52) wurde für 5 Minuten in PBS bei 95°C rückgefaltet und über 15 Minuten auf Zimmertemperatur abgekühlt. Das rückgefaltete Aptamer wurde inkubiert mit SWCNT, kovalent funktionalisiert mit Guanin-Defekten bei (GT)₁₂T₂₀-ssDNA, in einer 96-Well-Platte (Gesamtvolumen: 199 µL). Das SARS-CoV-2-S-Protein (Spike; His Tag, Super Stable Trimer, Produktnummer: SPN-C52H9, Chargennummer: C591P1-215JF1-X2, AcroBiosystems) wurde gemäß dem Rekonstitutionsprotokoll des Herstellers in 1 x PBS rekonstruiert. Bovines Serumalbumin (BSA; Produktnummer: A7030, Chargennummer: SLCG3467, Sigma Aldrich) wurde analog dazu in 1 x PBS rekonstituiert. Die SWCNT-Fluoreszenz wurde vor und nach der Zugabe der Analyten (sofern nicht anders angegeben, 2 µM, 1 µL) zu den jeweiligen Wells aufgezeichnet. Vor den Fluoreszenzmessungen wurden die Proben für 5 Minuten sanft geschüttelt.
DNA-Sequenzen

Tabelle 1 zeigt Für die Funktionalisierung von SWCNTs und DNA-Hybridisierung verwendete Sequenzen:

Name	Sequenz (5'→3')
(GT)₁₅T₆	GTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTTTTTTT
(GT)₁₅T₁₀	GTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTTTTTTTTTTT
(GT)₁₅T₂₀	GTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTGTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTT
(GT)₅T₂₀	GTGTGTGTGTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTT
A₂₀	AAAAAAAAAAAAAAAAAAAA
T₂₀	TTTTTTTTTTTTTTTTTTTT

Tabelle 2 zeigt für Fluoreszenzanisotropie-Studien verwendete Cyanin-3-(Cy3)-modifizierte Sequenzen.

Name	Sequenz [+Modification] (5'→3')
Cy3-A₆	[Cyanine3]AAAAAA
Cy3-T₆	[Cyanine3]TTTTTT
Cy3-A₁₀	[Cyanine3]AAAAAAAAAA
Cy3- T₁₀	[Cyanine3]TTTTTTTTTT
Cy3-A₂₀	[Cyanine3]AAAAAAAAAAAAAAAAAAAA
Cy3-T₂₀	[Cyanine3]TTTTTTTTTTTTTTTTTTTT

Tabelle 3 zeigt in Ausführungsbeispielen verwendete Aptamere.

Name	Hybridizing sequence [+Aptamer] (5'→3')
HeApt	AGTGTGAAATATCTAAACTAAATGTGGA GGGTGGGACGGGAAGAAGTTTATTTTTC ACACT
HeApt-A₁₅ (5'-A₁₅ sequence wurde an das Hämin-Aptamer aus R. Nißler, O. Bader, M. Dohmen, S. G. Walter, C. Noll, G. Selvaggio, U. Groß, S. Kruss, Nat. Commun. 2020, 11, 5995.	AAAAAAAAAAAAAAAAGTGTGAAATATCT AAACTAAATGTGGAGGGTGGGACGGGA AGAAGTTTATTTTTCACACT
Bzw. H. Wu, R. Nißler, V. Morris, N. Herrmann, P. Hu, S.-J. Jeon, S. Kruss, J. P. Giraldo, Nano Lett. 2020, 20, 2432.
Bzw. J. Pan, H. Zhang, T.-G. Cha, H. Chen, J. H. Choi, Anal. Chem. 2013, 85, 8391. gehängt)
Aptamer1-A₂₀ (5'-A₂₀ sequence wurde an SP34-Aptamer aus A. Schmitz, A. Weber, M. Bayin, S. Breuers, V. Fieberg, M. Famulok, G. Mayer, Angewandte Chemie 2021, 133, 10367; b) A. Schmitz, A. Weber, M. Bayin, S. Breuers, V. Fieberg, M. Famulok, G. Mayer, Angew. Chem. Int. Ed. 2021, 60, 10279. gehängt)	AAAAAAAAAAAAAAAAAAAACCCATGGT AGGTATTGCTTGGTAGGGATAGTGGG
Aptamer2-A₂₀ (5'-A₂₀ sequence wurde an MSA52-Aptamer aus Z. Zhang, J. Li, J. Gu, R. A-mini, H. D. Stacey, J. C. Ang, D. White, C. D. M. Filipe, K. Mossman, M. S. Miller et al., Chemistry 2022, 28, e202200078 gehängt)	AAAAAAAAAAAAAAAAAAAATTACGTCAA GGTGTCACTCCGTAGGGTTTGGCTCCG GGCCTGGCGTCGGTCGTCTCTCGCGAA GCATCTCTTTGGCGTG

Einflüsse von DNA-Längen für die Hybridisierung
Absorptionsspektren von SWCNT-Funktionalisierungen
18a und 18 b zeigen schematische Graphen zu Absorbanzspektren von SWCNTs mit Variationen der Fängersequenz zur Charakterisierung erfindungsgemäß funktionalisierter CNTs. 18a zeigt dabei eine Darstellung zu nicht-kovalent funktionalisierten SWCNTs in einem Wellenlängenbereich von 400 nm bis ca. 1400 nm und einem Ausschnitt zwischen 980 nm und 1010 nm. 18b zeigt eine Darstellung von SWCNTs nach der Einbringung von Guanin-Defekten. Die Spektren wurden unter Verwendung eines gleitenden Durchschnitts geglättet und auf den E₁₁-Übergang normalisiert, was unten vergrößert dargestellt ist.
19a und 19b zeigen Absorbanzspektren von SWNTs mit Variationen in der Ankersequenz zur Charakterisierung erfindungsgemäß funktionalisierter CNTs. 19a zeigt dabei Graphen von nicht-kovalent funktionalisierte SWCNTs. 19b zeigt SWCNTs nach der Einbringung von Guanin-Defekten. Die Spektren wurden auf den En-Übergang normalisiert, was unten vergrößert dargestellt ist.
Fluoreszenzspektren von markierten Oligonukleotiden
20a und 20b zeigen beispielhafte Darstellungen von Fluoreszenzeigenschaften von Cy3-markierten Oligonukleotiden vor und zwei Stunden nach der Zugabe von SWCNT-Sensoren mit Fängersequenzen. In 20a sind normierte Anregungsspektren gezeigt, die derart aufgezeichnet wurden, dass die Emission auf den Wert gesetzt wurde, der in den Fluoreszenzanisotropie-Messungen (560 nm) aufgezeichnet wurde. In 20b sind normierte Emissionsspektren dargestellt, die aufgezeichnet wurden mit einer Anregung, die in den Anisotropie-Messungen (545 nm) verwendet wurde.
21 zeigt eine Tabelle zur Angabe von Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₆ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₆@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS), wobei das Zeichen „@“ als „gebunden an“ zu verstehen ist. Die Abkürzungen I_par, I_perp, F_[545/560], P_[545/560], r_[545/560] stehen für die Fluoreszenzintensität gemessen mit parallel (par) angeordneten Polarisationsfiltern, die Fluoreszenzintensität gemessen mit orthogonal (per) angeordneten Polarisationsfiltern, die Gesamtintensität, die Fluorezenzpolarisation berechnet aus I_par und I_perp und die Fluorezenzanisotropie berechnet aus I_par und I_perp. Es sind die Ergebnisse eines Kontrollexperiments für die Anisotropie dargestellt.
Anisotropiedaten
22 zeigt eine Tabelle zur Angabe Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-T₆ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₆@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS). Die Tabellen der 22-28 zeigen dabei Rohdaten.
23 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₁₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₁₀@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS).
24 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-T₁₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₁₀@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS).
25 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₂₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS).
26 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-T₂₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT-Nanosensoren (1 nM, PBS).
27 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₂₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT-Nanosensoren (1 - 2500 pM).
28 zeigt eine Tabelle zur Änderungen der Fluoreszenzanisotropie nach der Hinzufügung von Cy3-A₂₀ (10 nM, PBS) zu d(GT)₁₅T₅@SWCNT-Nanosensoren (1 - 2500 pM).
29a und 29b zeigen beispielhafte Graphen zur Auswertung der kolloidalen Stabilität von nicht-kovalent ((GT)₁₅T₂₀) (29a) und kovalent (d(GT₁₅T₂₀) (29b) modifizierten Nanoröhren über 21 Tage. Die dargestellten Absorptionsspektren sind Hintergrund-korrigiert, und der Nanoröhren-E₁₁-Übergang ist vergrößert dargestellt. 29a zeigt (GT)₁₅T₂₀@SWCNT in 1x PBS und Zellmedium. 29b zeigt d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT in 1x PBS und Zellmedium. Verwendetes Zellmedium: DMEM mit 10 % FCS und 1 % / 1 % (v/v) Penicilin/Streptomycin. Mittelwert ± SD. Die Absorptionsmessungen verdeutlichen, wie die Guanin-Defekte oder Guanin-Modifikationen auf der SWCNT die Stabilität erhöhen. Bleibt die Absorption gleich, sind die SWCNT stabil, nimmt sie ab deutet das auf eine Reduktion der Stabilität hin. Es sind die Rohdaten gezeigt.
30a-d zeigen Auswertungen einer DNA-Hybridisierung nach einer dreiwöchigen Inkubation auf Nanoröhrensensoren. 30a zeigt Ergebnisse für (GT)₁₄T₂₀@SWCNT in 1 x PBS. 30b zeigt Ergebnisse für d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT in 1x PBS, in einer Kurve „1“ nach einer Inkubation von 3 Wochen und in einer Kurve „2“ bei einer Zeit von 2 Stunden nach Zugabe von A₂₀. 30c zeigt Ergebnisse für (GT)₁₅T₂₀@SWCNT in Zellmedium. 30d zeigt Ergebnisse für d(GT)₁₅T₂₀@SWCNT in Zellmedium. Zellmedium: DMEM mit 10 % FCS und 1 % / 1 % (v/v) Penicilin/Streptomycin. Mittelwert ± SD. Auch nach drei Wochen in Zellmedium und Puffer sind die Sensoren noch funktionstüchtig. Die Ergebnisse mit Guanin-Defekten sind konstanter.
Signaltransduktion
31 zeigt einen beispielhaften Plot im Zusammenhang mit einem konzentrationsabhängigen Dequenching der SWCNT-Nanoröhrenfluoreszenz bei Hinzufügung von Deferoxamin (DFO). Die Daten korrespondieren mit der 9c, Datenpunkte stellen den Mittelwert ± SD dar. Der Fit wurde in Origin Pro 2022 unter Verwendung von y=A₁*exp(x/t₁)+y₀ angepasst.
Erfassung
32a-f zeigen zeitabhängige Fluoreszenzänderungen nach Proteininteraktion (10 nM) unter Verwendung von SARS-CoV-2-Spike-bindenden Aptameren auf Fängersequenzen. Spike-bindende Aptamere 1 und 2 wurden an die Nanoröhrenfunktionalisierung unter Verwendung einer 5'-(A)₂₀-Modifizierung gebunden, die mit der T₂₀-Sequenz interagiert, welche mit der kovalent funktionalisierten d(GT)₁₅-Ankersequenz verbunden ist. Mittelwert ± SE. Auch hier werden die Rohdaten zu 9 gezeigt.
Das Spike-Protein ist der Analyt, der an das Aptamer auf der CNT bindet, BSA ist ein Protein, dass nicht an ihn bindet, um kein oder zumindest ein geringeres Signal auszulösen; PBS ist der Puffer und somit auch eine Form der Negativ-Kontrolle.
33a-b zeigen Daten zu einem Vergleich von Aptamersensoren, die auf Funktionalisierungen mit (Defekten, d((GT)₁₅T₂₀) und ohne (defektfrei, (GT)₁₅T₂₀) Defekte hybridisiert sind. Die Antwort der Sensoren wurde 30 Minuten nach der Inkubation des Sensors mit 2,5 nM des jeweiligen Proteins gemessen. Mittelwert ± SE. Hier wird der Vorteil der Guanin-Defekte für Proteinsensoren gezeigt. Je nach Aptamer ist das bindungsverhalten unterschiedlich. Der generelle Trend ist, dass die Sensorantwort bei Negativkontrollen (die eigentlich keine Sensorantwort auslösen sollten) reduziert ist. Dadurch wird die Performance des Sensors erhöht. Negativkontrollen: BSA als nicht spezifisches Protein dass nicht an das Aptamer bindet; PBS als Puffer.
Hierin beschriebene Ausführungsbeispiele beziehen sich auf Verfahren zum funktionalisieren von CNT-Material und auf funktionalisiertes CNT-Material, wie es bspw. durch solche Verfahren hergestellt werden kann. Weiterhin beziehen sich Ausführungsbeispiele auf Sensoren, die möglicherweise ein derartiges Material umfassen.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel wird ein Sensor mit einer Kohlenstoffnanoröhre, CNT, bereitgestellt, an die vermittels einer kovalenten Bindung an zumindest einer Stelle eine eine Guanin-Base aufweisende Ankersequenz angeordnet ist, welche mit einer Fängersequenz verbunden ist, und die zum Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten oder einer oder mehreren Erkennungseinheiten konfiguriert ist, um basierend auf dem Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre zu beeinflussen.
Gemäß einem Ausführungsbeispiel wird ein Sensor mit einer Kohlenstoffnanoröhre, CNT, bereitgestellt, an die vermittels einer Bindung an zumindest einer Stelle eine möglicherweise aber nicht notwendigerweise kovalente Bindung mit einer Ankersequenz aufweist, wobei die Ankersequenz mit einer Fängersequenz verbunden ist; und an einer der Bindungs-Stelle abgewandten Ende der Fängersequenz ein Erkennungseinheit-Material, etwa ein Aptamer gebunden ist, und zum Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten konfiguriert ist, um basierend auf dem Wechselwirken eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre zu beeinflussen. Als Analyt kommt bspw. ein Protein, eine Nukleinsäure, ein Metall, ein Kofaktor, ein Lipid und/oder ein (Makromolekül)-Komplex in Betracht.
Obwohl manche Aspekte im Zusammenhang mit einer Vorrichtung beschrieben wurden, versteht es sich, dass diese Aspekte auch eine Beschreibung des entsprechenden Verfahrens darstellen, sodass ein Block oder ein Bauelement einer Vorrichtung auch als ein entsprechender Verfahrensschritt oder als ein Merkmal eines Verfahrensschrittes zu verstehen ist. Analog dazu stellen Aspekte, die im Zusammenhang mit einem oder als ein Verfahrensschritt beschrieben wurden, auch eine Beschreibung eines entsprechenden Blocks oder Details oder Merkmals einer entsprechenden Vorrichtung dar.
Die oben beschriebenen Ausführungsbeispiele stellen lediglich eine Veranschaulichung der Prinzipien der vorliegenden Erfindung dar. Es versteht sich, dass Modifikationen und Variationen der hierin beschriebenen Anordnungen und Einzelheiten anderen Fachleuten einleuchten werden. Deshalb ist beabsichtigt, dass die Erfindung lediglich durch den Schutzumfang der nachstehenden Patentansprüche und nicht durch die spezifischen Einzelheiten, die anhand der Beschreibung und der Erläuterung der Ausführungsbeispiele hierin präsentiert wurden, beschränkt sei.
ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Zitierte Nicht-Patentliteratur

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Claims

Verfahren zum Funktionalisieren einer Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, CNT-Materials, mit folgenden Schritten Bereitstellen (110) des CNT-Materials mit zumindest einer CNT; Bereitstellen (120) eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist; Vermischen (130) des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials; Erzeugen (140) einer kovalenten Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz.
Verfahren gemäß Anspruch 1, bei dem das Funktionalisierungsmaterial ein DNA-Material umfasst.
Verfahren gemäß Anspruch 2, bei dem das Funktionalisierungsmaterial eine Nukleinsäure mit zwei Sequenzteilen umfasst, bei der ein Teil kovalent mit der CNT verknüpft ist, und der andere frei zum Interagieren mit Analyten oder Erkennungseinheit ist.
Verfahren gemäß Anspruch 3, bei dem das Funktionalisierungsmaterial zumindest ein Nukleinsäure-Derivat, so zum Beispiel eine Ribonukleinsäure (RNA), eine verbrückte Nukleinsäure, LNA, eine Glykol-Nukleinsäure, GNA, eine Therose-Nukleinsäure, TNA, oder eine Peptid-Nukleinsäure, PNA, umfasst.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, bei dem eine Mehrzahl von kovalenten Bindungen für eine korrespondierende Mehrzahl von Ankersequenzen (14) CNT an unterschiedlichen Stellen der CNT (12) angebunden wird.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, bei dem das Funktionalisierungsmaterial mit einer Guanin-Base in der Ankersequenz (14) eingesetzt wird.
Verfahren gemäß Anspruch 6, bei dem das Funktionalisierungsmaterial so bereitgestellt wird, dass die Fängersequenz (22) keine Guanin-Base aufweist, oder zumindest in einem Bereich von zumindest 10 Nukleotiden keine Guanin-Base vorkommt.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 6 oder 7, bei dem das Erzeugen der kovalenten Bindung folgende Schritte umfasst: Auslösen einer chemischen Reaktion unter Einwirkung der Guanin-Base und einer Oberfläche der CNT (12), so dass ein Guanin-Defekt (32) an der Oberfläche der CNT (12) erhalten wird, an dem die kovalente Bindung zwischen der CNT (12) und der Ankersequenz (14) erzeugt wird.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 5 bis 7, ferner mit Bereitstellen eines zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegten Stoffes. Erzeugen eines Materialgemisches basierend auf einem Vermischen des zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegten Stoffes mit dem CNT-Material und dem Funktionalisierungsmaterial; Bestrahlen des Materialgemisches mit einer Lichtquelle] zum Erzeugen einer Lichtreaktion bei der die kovalente Bindung, bei der die Guanin-Base der Ankersequenz (14) über ein Zwischenprodukt mit Singulett-Sauerstoff mit der CNT (12) reagieren, um die kovalente Bindung herzustellen.
Verfahren gemäß Anspruch 9, bei dem der zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegte Stoff ein Photosensitizer ist, insbesondere Bengalrosa, RB; Fluorescein; Eosin B; Methylenblau (Thiazine) oder Erythrosin. Porphyrine, Phthalocyanine, und zugehörige Tetrapyrrole.
Verfahren gemäß Anspruch 9 oder 10, bei dem durch das Bestrahlen Singulettsauerstoff erzeugt wird, insbesondere mithilfe von zumindest einem aus: a) einem wie: [RuL₃]²⁺ mit L = 2,2'-Bipyridin (bpy) 1,10-Phenathrolin (phen), 2,2'-Bipyrazin (bpz), 4,7-Diphenyl-1,10-phenanthrolin (dip), Diphenyl-1,10-phenanthrolin-4,7-disulfonat (dpds), und 1,10-Phenanthrolin-5-octadecanamid (poda); Cr(bpy)₃ ³⁺, (NN)Pt(II)(SS), mit N-N=Bipyridin und 4,4'-Ditert-butyl-2,2'-bipyridin, und S-S=3,4-Toluoldithiolat (tdt), meso-1,2-Diphenyl-1,2-ethanedithiolat oder 1,2-Ethanedithiolat; 2,2'-Dipyridylamin (DPA) Komplexe von Pt(II) und Pd(II) mit Dioxolenen; Pt(DHBA)(DPA), wo DHBA=3,4- Dihydroxybenzoesäure; Pt(II) oder b) einem Pd(II) Komplex mit M(DHB)(N-N), mit DHB=3,4-Dihydroxybenzaldehyd, und N-N=2,2`-Bipyridin (bpy), 2,2'-Bichinolin (biq), 4,7-Diphenyl-1,10-Phenanthrolin (dpp) oder 1,10-Phenanthrolin (phen), und [{M(bpy)}2-(THB)], mit THB=3,3,4,4-Tetrahydroxybenzaldehyd; und c) einem anderen Singulettsauerstoff erzeugenden Stoff.
Verfahren gemäß Anspruch 8, bei dem das Bestrahlen mit einer Wellenlänge des Lichts ausgeführt wird, welche innerhalb eines Absorptionsspektrums des zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegten Stoffes liegt, insbesondere mit einer Wellenlänge von 560 nm innerhalb eines Toleranzbereichs von 150 nm und einer Verwendung von Bengalrosa als zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegten Stoff.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 12, bei dem das Bestrahlen über einen Zeitraum von zumindest 10 min erfolgt.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 13, bei dem der zur Erzeugung von Singulettsauerstoff ausgelegte Stoff in das Materialgemisch bezogen auf CNT-Material gemischt wird, um eine Defektdichte von Guanin-Defekten (32) an dem CNT-Material so einzustellen, dass eine Rotverschiebung im Absorptionsmaximums (etwa eine Verschiebung um 20 nm mit einem Toleranzbereich von 50%), eine Rotverschiebung des Fluoreszenzmaximas (Verschiebung um 25 nm mit einem Toleranzbereich von 50%) und/oder eine Erhöhung der D/G-Ratio (Höhe D-Peak: 12% zu G-Peak (normiert auf 100%) mit einem Toleranzbereich von 50%) erfolgt.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 14, bei dem das Materialgemisch in eine Flüssigkeit, insbesondere Wasser, eingebracht wird und das Verfahren nach dem Bestrahlen umfasst: Ausführen einer Dialyse, um das Materialgemisch aufzuarbeiten.
Verfahren gemäß einem der Ansprüche 6 bis 15, bei dem das Funktionalisierungsmaterial so gewählt ist, dass die Guanin-Base an einem Ende der Ankersequenz (14) angeordnet ist.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, bei dem das Funktionalisierungsmaterial so gewählt wird, dass eine Länge der Fängersequenz (22) zumindest 10 Nukleotide beträgt.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, ferner mit: Anordnen eines reaktiven Moleküls an ein der CNT abgewandtes Ende der Fängersequenz (22) oder einer weiteren an der CNT angebundenen Fängersequenz.
Verfahren gemäß Anspruch 18, bei dem ein Analyt bindender Komplex in einem Aptamer an ein einem Ort (16) der kovalenten Bindung abgewandtes Ende der Fängersequenz (22) oder einer weiteren an der CNT (12) angebundenen Fängersequenz gebunden wird.
Verfahren gemäß Anspruch 18 oder 19, bei dem ein Protein-bindende Erkennungseinheit an ein einem Ort (16) der kovalenten Bindung abgewandtes Ende der Fängersequenz (22) oder einer weiteren an der CNT (12) angebundenen Fängersequenz gebunden wird.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, bei der die CNT eine einwandige Nanoröhre ist.
Verfahren gemäß einem der vorangehenden Ansprüche, bei dem das Funktionalisierungsmaterial so gewählt wird, dass die an die komplementäre Fängersequenz (22) mit einem zu sensierenden Target wechselwirkt; oder bei dem das Funktionalisierungsmaterial so gewählt wird, dass an die Fängersequenz (22) eine Erkennungseinheit, etwa ein Aptamer, gebunden wird, und funktionalisiertes CNT-Material erhalten wird, bei dem die Erkennungseinheit und eine an die Erkennungseinheit bindende Substanz wechselwirkt, um eine Veränderung einer Fluoreszenzeigenschaft des funktionalisierten CNT-Materials zu bewirken.
Verfahren gemäß Anspruch 22, bei dem das Target zumindest eines aus einem DNA-Molekül, einem Protein oder einem an ein Aptamer-bindenden Komplex, oder einen anderes an das Aptamer bindende Molekül umfasst.
Verfahren (200) zum Funktionalisieren einer Kohlenstoffnanoröhrchen-Materials, CNT-Materials, mit folgenden Schritten Bereitstellen (210) des CNT-Materials mit zumindest einer CNT; Bereitstellen (220) eines Funktionalisierungsmaterials, das eine Ankersequenz und eine Fängersequenz aufweist; Vermischen (230) des CNT-Materials und des Funktionalisierungsmaterials; Erzeugen (240) einer Bindung zwischen der CNT und der Ankersequenz zum Funktionalisieren der CNT vermittels der Ankersequenz; Binden (250) eines Aptamer-Materials an ein einem Ort der Bindung abgewandtes Ende der Fängersequenz.
Verfahren gemäß Anspruch 24, bei dem die Bindung als kovalente Bindung erzeugt wird.
Verfahren (600) zum Detektieren eines Stoffes mit folgenden Schritten: Kontaktieren (610) einer Probe, mit einer durch ein Verfahren gemäß den vorangehenden Ansprüchen funktionalisierten CNT; Hybridisieren (620) des Stoffes und der Fängersequenz, um eine hybridisierte CNT zu erhalten; und Auswerten (630) einer Fluoreszenz des hybridisierten CNT.
Funktionalisiertes Kohlenstoffnanoröhrchen-Material (30), CNT-Material, mit: einer CNT (12), die an zumindest einer Stelle eine kovalente Bindung mit einer Ankersequenz (14) aufweist, wobei die Ankersequenz (14) an eine Fängersequenz (22) gebunden ist.
Funktionalisiertes CNT-Material gemäß Anspruch 27, das vermittels eines Verfahrens nach einem der Ansprüche 1 bis 23 hergestellt ist.
Funktionalisiertes Kohlenstoffnanoröhrchen-Material, CNT-Material, mit: einer CNT (12), die an zumindest einer Stelle eine Bindung mit einer Ankersequenz (14) aufweist, wobei die Ankersequenz (14) an eine Fängersequenz (22) gebunden ist; und an einer der Bindung abgewandten Ende der Fängersequenz ein Aptamer-Material gebunden ist.
Funktionalisiertes CNT-Material gemäß Anspruch 29, das vermittels eines Verfahrens nach einem der Ansprüche 24 oder 25 hergestellt ist.
Sensor mit einem funktionalisierten CNT-Material gemäß einem der Ansprüche 27 bis 30.
Sensor gemäß Anspruch 31, bei dem die Ankersequenz (22) eine Länge von mehr als sechs Nukleotiden aufweist.
Sensor mit einer Kohlenstoffnanoröhre, CNT, (12) an die vermittels einer kovalenten Bindung an zumindest einer Stelle eine eine Guanin-Base aufweisende Ankersequenz (14) angeordnet ist, welche mit einer Fängersequenz (22) verbunden ist, und die zum Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten oder einer oder mehreren Erkennungseinheiten konfiguriert ist, um basierend auf dem Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre (12) zu beeinflussen.
Sensor mit einer Kohlenstoffnanoröhre, CNT, (12) an die vermittels einer Bindung an zumindest einer Stelle eine Bindung mit einer Ankersequenz (14) aufweist, wobei die Ankersequenz (14) mit einer Fängersequenz (22) verbunden ist; und an einer der Stelle abgewandten Ende der Fängersequenz (22) ein Erkennungseinheit-Material gebunden ist, und zum Wechselwirken mit einem oder mehreren Analyten konfiguriert ist, um basierend auf dem Wechselwirken eine Fluoreszenzeigenschaft der Kohlenstoffnanoröhre (12) zu beeinflussen.