DE102016008326A1 - Chemo-enzymatische Katalyse zur Herstellung von Pyruvat und anderen α-Keto-Säuren - Google Patents

Chemo-enzymatische Katalyse zur Herstellung von Pyruvat und anderen α-Keto-Säuren Download PDF

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Abstract

1. Verfahren zur chemo-enzymatisch katalysierten Herstellung von Pyruvat und anderen α-Keto-Säuren. 2. α-Keto-Säuren werden großtechnisch auf Basis von petrochemischen Ausgangsstoffen hergestellt. Die Reaktionen finden unter hohen Temperaturen und Verwendung von giftigen Katalysatoren statt. 3. Mittels des chemo-enzymatischen Verfahrens lassen sich Substrate effizienter verwenden und die Reaktion läuft unter sehr einfachen Bedingungen ohne Druck bei Temperaturen zwischen 25–70°C ab. Das Verfahren kombiniert chemische Katalysatoren mit Biokatalysatoren und erlaubt damit eine sehr effiziente Nutzung der Ausgangssubstrate. Auf den Einsatz von Nicotinamidadenindinukleotid oder Nicotinamidadenindinukleotidphosphat in der oxidierten oder reduzierten Form kann verzichtet werden.

Description

  • Hintergrund der Erfindung
  • Gebiet der Erfindung
  • Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zur Herstellung von α-Keto-Säuren, wie z. B. Pyruvat oder 2-Keto-3-deoxygluconat, aus Aldosen unter Verwendung mehrerer Katalysatoren, dadurch gekennzeichnet, dass oxidative Schritte unter Verwendung von Sauerstoff als Oxidationsmittel erfolgen und eine im Prozess direkt sich anschließende Defunktionalisierung durch eine enzymkatalysierte Dehydratisierung erfolgt.
  • Stand der Technik
  • α-Keto-Säuren und ihre Salze stellen wichtige Intermediate für Synthesen und als Nahrungsergänzungsmittel dar. Eine der wichtigsten ist die neben Glyoxylat kleinste α-Keto-Säure, die Brenztraubensäure bzw. ihr Salz das Pyruvat. Eine α-Keto-Säure, die für Synthese von biobasierten Monomeren wesentlich ist, ist α-Keto-3-Desoxygluconat (KDG).
  • KDG kann z. B. durch die Dehydratisierung von Gluconat erhalten werden (K. Matsubara, R. Kohling, B. Schonenberger, T. Kouril, D. Esser, C. Grasen, B. Siebers, R. Wohlgemuth; (2014): One-step synthesis of 2-keto-3-deoxy-D-gluconate by biocatalytic dehydration of D-gluconate. J Biotechnol., 191, 69–77).
  • Die chemische Darstellung von Pyruvat erfolgt auf Basis von Weinsäure und deren Dehydratisierung und Decarboxylierung. Hierbei handelt es sich um eine Pyrolyse, welche z. B. Kaliumhydrogensulfat und Schwermetalle als Katalysator benötigt, und bei Temperaturen um 220°C durchgeführt wird. Die Ausbeuten bewegen sich hierbei jedoch nur bei circa 50% (Römpp Chemie Lexikon).
  • Weiterhin sind verschiedene chemische Prozesse beschrieben, welche das Salz der Milchsäure (Laktat) oder den Milchsäureethylester als Substrat für die Herstellung von Pyruvat nutzen. Die Nutzung von Milchsäureethylester als Substrat unter Einsatz verschiedener heterogener Katalysatoren, z. B. V2O2-Mischoxidkatalysatoren, binäre Oxide (TeO2-MoO3), Pd/Pt-basierte Katalysatoren oder Phosphate oder Polyphosphate von Molybdän oder Vanadium immobilisiert auf Kieselgel, in der Dampfphase sind beschrieben ( JP-Patent 5619854 ; Hayashi, H.; Shigemoto, N.; Sugiyama, S.; Masaoka, N.; Saitoh, K.; (1993): X-ray photoelectron spectra for the oxidation state of TeO2-MoO3 catalyst in the vapor-phase selective oxidation of ethyl lactate to pyruvate. Catal. Let., 19, 273–277; US-Patent 4242525 ; DE19756584 ). Bei Temperature zwischen 250–300°C lassen sich Ausbeuten von 80% erreichen. Die direkte Oxidation von Laktat zu Pyruvat ist schwieriger, da es leicht zu einer Abspaltung von CO2 kommt und dadurch Acetaldehyd entsteht. Mittels des Einsatzes von Eisenphosphaten P/Fe (diese schließen FePO4, Fe2P2O7 und Fe3(P2O7)2 ein) als Katalysator konnte eine direkte Umsetzung von Laktat zu Pyruvat bei 220°C bei einer Ausbeute von 60% erreicht werden (Mamoru, A.; (2002): Catalytic activity of iron phosphate doped with a small amount of molybdenum in the oxidative dehydrogenation of lactic acid to pyruvic acid. Appl. Catal., A, 234. 235–243).
  • Weiterhin existieren verschiedene biotechnologische Verfahren zur Herstellung von Pyruvat. Mehrere Prozesse sind beschrieben, welche auf Basis von Lactat die Herstellung von Pyruvat erlauben. Ein Ganzzell-Ansatz unter Verwendung von Hansenula polymorpha oder Pichia pastoris, welche das Gene für eine (S)-Hydroxysäure-Oxidase heterolog exprimieren (DiCosimo, R; Eisenberg, A.; Seip, J. E.; Gavagan, J. E.; Payne, M. S.; Anton, D. L.; (1997): Pyruvic acid production using methylotrophic yeast transformants as catalyst. J. Mol. Cat. B: Enzymatic Volumen 2, 223–232; US5538875A ). Hierbei entsteht Wasserstoffperoxid, das durch eine endogene Katalase direkt in H2O und O2 umgewandelt wird. Dieses Enzymsystem kann auch zellfrei verwendet werden (Burdick, B. A.; Schaeffer, J. R.; (1987): Co-immobilized coupled enzyme systems on nylon mesh capable of gluconic and pyruvic acid production. Biotechnol. Lett. 9: 253–258). Mikroorganismen der Gattung Proteus können unter anaerober Anzucht ebenfalls für die Produktion von Pyruvat aus Lactat verwendet werden (Simon, H.; Schinschel, C.; (1993): Preparation of pyruvate from (R)-lactate with Proteus species. J. Biotechnol. 31: 191–203). In den hierbei beschriebenen Systemen konnte eine Ausbeute von mehr als 90% erreicht werden. Ein Nachteil dabei ist die Notwendigkeit eines Redoxmediators, welcher unter Einsatz eines Cosubstrats (Dimethylsulfoxid Reduktion zu Dimethylsulfid) regeneriert werden muss.
  • Als Stoffwechsel-Intermediat der Glykolyse ist es möglich, unter Verwendung von Glucose mittels Mikroorganismen Pyruvat herzustellen. Durch den Einsatz von auxotrophen Stämmen kann eine gezielte Steuerung des Stoffwechsels erfolgen, wodurch eine Akkumulation von Pyruvat möglich wird. Mehrere Verfahren unter Verwendung von Vertretern der Gattung Torulopsis, welche mehrere Vitamin-Auxotrophien aufweisen, sind in der Literatur beschrieben (Yonehara, T.; Miyata, R.; (1994): Fermentative production of pyruvate from gucose by Torulopsis glabrata. J. Ferm. Bioeng. 78: 155–159). Daneben sind Produktionsprozesse unter Verwendung von Liponsäure-auxotrophen Stämmen von Enterobacter aerogenes sowie Escherichia coli beschrieben Yokota, A.; (1989): Pyruvic acid production by lipoic acid auxotrophs of Enterobacter aerogenes. Agric. Biol. Chem. 53: 705–711; Yokota, A.; Shimizu, H.; Terasawa, Y.; Takaoka, N.; Tomita, F.; (1994a): Pyruvic acid production by lipoic acid auxotroph of Escherichia coli W1485. Appl. Micorbiol. Biotechnol. 41: 638–643). Mit Glucose als Substrat konnte mit Stämmen von Enterobacter aerogenes während der Fermentation eine Ausbeute von 0,8 Mol Pyruvat pro Mol Glucose erreicht werden. Für Escherichia coli sind Ausbeuten von 1,2 Mol Pyruvat/Mol Glucose beschrieben (Yokota, A.; Shimizu, H.; Terasawa, Y.; Takaoka, N.; Tomita, F.; (1994a): Pyruvic acid production by an F1-ATPase-defective mutant of Escherichia coli W14851ip2. Biosci. Biotechnol. Biochem. 58: 2164–2167;. Weitere Optimierungen wurden für Escherichia coli durchgeführt. Mittels dem gezielten Regulieren von Enzymaktivitäten und durch Knock-Outs konnte ein Escherichia coli Stamm YYC202 erzeugt werden, der eine höhere Ausbeute an Pyruvat erlaubt (1,9 Mol Pyruvat/Mol Glucose) (Zelic, B.; Gerharz, T.; Bott, M.; Vasic-Racki, D.; Wandrey, C.; Takors, R.; (2003): Fed-Batch Process for pyruvate production by recombinant Escherichia coli YYC202 strain. Eng. Life Sci. 7: 299–305; DE-Patent 10129711 , DE-Patent 10220234 ).
  • Die bekannten chemischen Verfahren sind nicht wirtschaftlich umzusetzen. Alle Verfahren benötigen sehr hohe Temperaturen und sind somit sehr energie-intensiv. Zusätzlich sind die Ausbeuten nicht immer ausreichend und die Bildung von unerwünschten Nebenprodukten ist teilweise schwer zu regulieren.
  • Die biotechnologische Herstellung von Pyruvat weist ebenfalls noch mehrere Nachteile auf. Eine teilweise niedrige Ausbeute in Bezug auf den genutzten Mikroorganismus in Verbindung mit inhibierenden Effekten bei steigenden Pyruvat-Konzentrationen stellt besondere Ansprüche an die Produkt-Aufarbeitung. Der Prozess mit Escherichia coli YYC202 ermöglicht verbesserte Produktausbeuten benötigt jedoch eine in-situ Abtrennung des Produktes sowie ein in zwei Stufen getrenntes Verfahren, da in der Wachstumsphase nur eine niedrigere Produktausbeute erreicht werden kann.
  • Patent WO2014/029761 beschreibt die Herstellung von Pyruvat mit vier Enzymen als Zwischenprodukt der Herstellung von Ethanol und Isobutanol. Allerdings wird dabei mit Cofaktoren (Nikotinamide) gearbeitet, die für einen technischen Prozess nicht ausreichend stabil sind.
  • Die Aufgabe der Erfindung ist, ein Verfahren bereitzustellen, das eine Pyruvat-Produktion bei nahezu theoretischer Ausbeute von 2 mol Pyruvat pro mol Glucose in Verbindung mit einer vereinfachten Aufarbeitung und ohne Notwendigkeit instabiler Cofaktoren zulässt.
  • Die Figuren zeigen eine Übersicht über den chemo-enzymatischen Prozess, Einzelansicht der jeweiligen Schritte mit verwendeten (Bio-)Katalysatoren sowie experimentelle Ergebnisse des erfindungsgemäßen Verfahrens.
  • Es zeigt:
  • 1: Übersicht über den Prozess und die darin enthaltenen Schritte. Exemplarisch ist hierbei Pyruvat als Produkt aufgeführt.
  • 2: Erster katalysierter Schritt ausgehend von dem Beispielsubstrat Glucose. Oxidation der terminalen Aldehydfunktion an Position C1.
  • 3: Zweiter Schritt in der Prozessabfolge katalysiert durch eine Dehydratase ist die Abspaltung von Wasser und der Generierung einer α-keto Säure.
  • 4: Im dritten Schritt erfolgt die Spaltung des Moleküls zwischen dem dritten und vierten Kohlenstoffatomunter Bildung von Pyruvat und Glyceraldehyd.
  • 5: Oxidation von Glyceraldehyd zu Glycerat.
  • 6: Unter Einsatz einer Dehydratase erfolgt die Umsetzung von Glycerat zu Pyruvat unter Wasserabspaltung.
  • 7: Oxidation von Glyceraldehyd durch einen heterogenen Katalysator.
  • 8: Gleichzeitige Umsetzung von zwei Substraten am Beispiel von Glucose und Glyceraldehyd mit einem heterogenen Katalysator.
  • 9: Oxidation von Glucose in unterschiedlichen -Konzentrationen mittels eines heterogenen Katalysators.
  • 10: Oxidation von Glyceraldehyd durch eine Xanthin Oxidase.
  • 1 zeigt einen möglichen Gesamtprozess für die Herstellung von Pyruvat ausgehend von Glucose.
    • Gold-Katalysator: z. B. 0,5% Gold auf Al2O3 (A. Mirescu, U. Prüße, (2007), A new environmental friendly method for the preparation of sugar acids via catalytic oxidation on gold catalysts, Appl. Catal., B, 70, 644–652
    • DHAD: Dihydroxysäure-Dehydratase aus Sulfolobus sulfataricus (J. M. Carsten, J. M., A. Schmidt, V. Sieber, (2015). Characterization of recombinantly expressed dihydroxy-acid dehydratase from Sulfobus solfataricus-A key enzyme for the conversion of carbohydrates into chemicals. J Biotechnol 211, 31–41)
    • KDGA: Keto-deoxy-Glukonat-Aldolase aus Sulfolobus acidocaldarius (S. Wolterink-van Loo, A. van Eerde, M. A. Siemerink, J. Akerboom, B. W. Dijkstra, J. van der Oost., (2007) Biochemical and structural exploration of the catalytic capacity of Sulfolobus KDG aldolases. Biochem. J. 403: 421–430.)
  • 7 zeigt experimentell gewonnene Ergebnisse bei der Umsetzung von D/L-Glyceraldehyd unter Verwendung eines Edelmetallkatalysators, hier im spezifischen Beispiel eines Goldkatalysators. Es wurde eine Katalysatormenge von 1:160 (Gold:Substrat,) bei einer Substratkonzentration von 25 mM, eingesetzt. Die Bedingungen während der Durchführung waren pH 7, T = 50°C, O2-Durchfluss 20 ml/min.
  • 8 zeigt experimentell gewonnene Ergebnisse bei der gleichzeitigen Umsetzung von Glucose und D/L-Glyceraldehyd durch den Goldkatalysator. Es wurde eine Katalysatormenge von 1:160 (Gold:Substrat), bei einer Substratkonzentration von 25 mM für jedes Substrat, eingesetzt. Die Bedingungen während der Durchführung waren pH 7, T = 50°C, O2-Durchfluss 20 ml/min.
  • 9 zeigt experimentell gewonnene Ergebnisse bei der Umsetzung von Glucose durch den Goldkatalysator. Es wurde eine Katalysatormenge von 1:734 (Gold:Substrat), bei unterschiedlichen Substratkonzentration von 500 und 1000 mM für das Substrat, eingesetzt. Die Bedingungen während der Durchführung waren pH 7, T = 50°C, O2-Durchfluss 20 ml/min.
  • 10 zeigt experimentell gewonnene Ergebnisse bei der Umsetzung von D/L-Glyceraldehyd durch eine Xanthin Oxidase. Es wurde eine Katalysatormenge von 1 U/50 μmol Glyceraldehyd eingesetzt. Bei einer Pufferkonzentration von 50 mM Kaliumphosphatpuffer und einem pH-Wert von 7,5 erfolgte bei einer Temperatur von 35 C ein Umsatz von 15 mM innerhalb von 24 h.
  • Folgenden soll die Erfindung beispielhaft beschrieben werden.
  • Beispiel 1: Zur Bereitstellung der Biokatalysatoren wurden die Gene für die Dihydroxysäure-Dehydratase und die Keto-deoxygluconat Aldolase synthetisch hergestellt und für die Expression in Escherichia coli BL21 (DE3) codonoptimiert. Jedes Gen wurde in ein Derivat des Expressionsplasmids pET28a(+), mit den zusätzlichen Schnittstellen BsaI und BfuAI, integriert. Die Enzymproduktion erfolgte mittels Autoinduktions-Medium nach F. W. Studier (F. W. Studier, (2005), Protein production by auto-induction in high-density shaking cultures, Protein Expr Purif, 41, 207–234) bei 37°C für 24 h in Schüttelkolben bei 180 rpm. Im Anschluss daran wurden die Zellen durch Zentrifugation vom Medium getrennt und in 100 mM HEPES-Puffer pH 7,35 resuspendiert. Ein Gramm Zellmasse wurde in 10 ml Puffer resuspendiert und anschließend durch Ultraschall aufgeschlossen. Die Abtrennung von E. coli spezifischen Enzymen erfolgte mit einem anschließenden Inkubationsschritt bei 80°C für 30 min. Im Anschluss erfolgte ein weiterer Zentrifugationsschritt zur Abtrennung von präzipitierten Proteinen und Zelltrümmern. Im Anschluss wurde der Überstand mittels FPLC-System und dem Einsatz einer Größenausschlusssäule (HiPrep Desalting 26/10) von verbliebenen Zellmetaboliten unter Verwendung eines 100 mM HEPES-Puffer pH 7,35 gereinigt. Im Anschluss erfolgte die Konzentrationsbestimmung mittels Bradford-Nachweis.
  • Beispiel 2: Der Prozess verwendet einen heterogenen Edelmetallkatalysator (0,5% Gold auf Al2O3). Der Gesamtprozess wurde mit einem Volumen von 30 ml an einem Titrator durchgeführt. Es erfolgte eine konstante Begasung mit einem Sauerstoff-haltigen Gas mit einer Rate von 20 ml min–1. Der pH-Wert wurde durch das Zudosieren von NaOH konstant auf pH 7 gehalten. Für die gesamte Prozesslaufzeit wurde bei 50°C gearbeitet. Die Ausgangskonzentration von Glucose betrug 25 mM und es wurden jeweils 20 Units der Keto-deoxygluconat Aldolase und der Dihydroxysäure-Dehydratase eingesetzt. Der heterogene Edelmetallkatalysator wurde im Verhältnis 1:160 (mg/ml Gold: mg/ml Substrat verwendet. Eine räumliche Trennung zwischen Biokatalysatoren und chemischen Katalysator erfolgte durch die Verwendung eines Dialyseschlauches, welcher die Biokatalysatoren enthielt. Der Prozess wurde für 1470 min durchgeführt. Es konnte eine Ausbeute an Pyruvat von 5,28% erzielt werden.
  • Beispiel 3: Der Prozess besteht aus fünf Enzymen, Glucose Oxidase (kommerzielles Präparat Sigma-Aldrich Bestellnummer G2133), Xanthine Oxidase (kommerzielles Präparat Sigma-Aldrich Bestellnummer X4500), Katalase (kommerzielles Präparat Sigma-Aldrich Bestellnummer 60635), Keto-deoxygluconat Aldolase und Dihydroxysäure-Dehydratase. Der Gesamtprozess wurde mit einem Volumen von 30 ml an einem Titrator durchgeführt. Es erfolgte eine konstante Begasung mit einem sauerstoff-haltigen Gas mit einer Rate von 20 ml min–1. Der pH-Wert wurde durch das Zudosieren von NaOH konstant auf pH 7 gehalten. Für die gesamte Prozesslaufzeit wurde bei 40°C gearbeitet. Die Ausgangskonzentration von Glucose betrug 25 mM und es wurden jeweils 20 Units von jedem Enzym eingesetzt. Um eine bessere Stabilität der Biokatalysatoren während des Prozesses durch die Begasung zu gewährleisten, erfolgte eine räumliche Trennung durch die Verwendung eines Dialyseschlauches, welcher die Biokatalysatoren enthielt. Der Prozess wurde für 1400 min durchgeführt. Es konnte eine Ausbeute an Pyruvat von 4,93% erzielt werden.
  • Beispiel 4: Der Prozess besteht aus den Enzymen Glucose Oxidase, Katalase und Dihydroxysäure-Dehydratase. Der Gesamtprozess wurde mit einem Volumen von 30 ml an einem Titrator durchgeführt. Es erfolgte eine konstante Begasung mit einem Sauerstoffhaltigen Gas mit einer Rate von 20 ml min–1. Der pH-Wert wurde durch das Zudosieren von NaOH konstant auf pH 7 gehalten. Für die gesamte Prozesslaufzeit wurde bei 50°C gearbeitet. Die Ausgangskonzentration von Glucose betrug 25 mM und es wurden 20 Units des Enzyms eingesetzt. Um eine bessere Stabilität des Biokatalysators während des Prozesses durch die Begasung zu gewährleisten, erfolgte eine räumliche Trennung durch die Verwendung eines Dialyseschlauches, welcher den Biokatalysator enthielt. Der Prozess wurde für 1200 min durchgeführt. Es konnte eine Ausbeute an 2-keto-3-deoxy-D-Gluconat von 95,4% erzielt werden.
  • Beispiel 5: Der Prozess besteht aus einem heterogenen Edelmetallkatalysator, mit 0,5% Gold auf Al2O3) und der Dihydroxysäure-Dehydratase. Der Gesamtprozess wurde mit einem Volumen von 30 ml an einem Titrator durchgeführt. Es erfolgte eine konstante Begasung mit einem Sauerstoff-haltigen Gas mit einer Rate von 20 ml min–1. Der pH-Wert wurde durch das Zudosieren von NaOH konstant auf pH 7 gehalten. Für die gesamte Prozesslaufzeit wurde bei 50°C gearbeitet. Die Ausgangskonzentration von Glucose betrug 25 mM und es wurden 20 Units des Enzyms eingesetzt. Um eine bessere Stabilität des Biokatalysators während des Prozesses durch die Begasung zu gewährleisten erfolgte eine räumliche Trennung durch die Verwendung einer Cross-Flow Filtrationseinheit, wodurch der Biokatalysator zurückgehalten wurde. Der Prozess wurde für 1200 min durchgeführt. Es konnte eine Ausbeute an 2-keto-3-deoxy-D-Gluconat von 96,8% erzielt werden. Dihydroxysäure-Dehydratase (DHAD) aus Sulfolobus sulfataricus Accession: WP 009990927.1
    Figure DE102016008326A1_0002
    Nukleinsäuresequenz codierend für DHAD aus Sulfolobus sulfataricus optimiert für die Expression in Escherichia coli
    Figure DE102016008326A1_0003
    Figure DE102016008326A1_0004
    Ketodeoxy-Gluconat Aldolase aus Sulfolobus acidocaldarius Accession: WP 011277145.1
    Figure DE102016008326A1_0005
    Figure DE102016008326A1_0006
    Nukleinsäuresequenz codierend für KDGA aus Sulfolobus sacidocaldarius optimiert für die Expression in Escherichia coli
    Figure DE102016008326A1_0007
  • ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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  • Zitierte Patentliteratur
    • JP 5619854 [0005]
    • US 4242525 [0005]
    • DE 19756584 [0005]
    • US 5538875 A [0006]
    • DE 10129711 [0007]
    • DE 10220234 [0007]
    • WO 2014/029761 [0010]
  • Zitierte Nicht-Patentliteratur
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    • Hayashi, H.; Shigemoto, N.; Sugiyama, S.; Masaoka, N.; Saitoh, K.; (1993): X-ray photoelectron spectra for the oxidation state of TeO2-MoO3 catalyst in the vapor-phase selective oxidation of ethyl lactate to pyruvate. Catal. Let., 19, 273–277 [0005]
    • Mamoru, A.; (2002): Catalytic activity of iron phosphate doped with a small amount of molybdenum in the oxidative dehydrogenation of lactic acid to pyruvic acid. Appl. Catal., A, 234. 235–243 [0005]
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    • Burdick, B. A.; Schaeffer, J. R.; (1987): Co-immobilized coupled enzyme systems on nylon mesh capable of gluconic and pyruvic acid production. Biotechnol. Lett. 9: 253–258 [0006]
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    • F. W. Studier, (2005), Protein production by auto-induction in high-density shaking cultures, Protein Expr Purif, 41, 207–234 [0030]

Claims (4)

  1. Verfahren zur Herstellung von α-Keto-Säuren auf Basis von Aldosen, dadurch gekennzeichnet, dass mindestens zwei katalytische Reaktionen a) O2-abhängige Oxidation durch einen Edelmetallkatalysator (chemischer Katalysator) oder eine Oxidase (Biokatalysator) sowie, b) eine Dehydratisierung durch eine Dehydratase (Biokatalysator), in einer Reaktionseinheit mit einander verknüpft werden.
  2. Ein Verfahren nach Anspruch 1, in dem die Katalysatoren im selben Reaktionsraum vorliegen oder durch eine sequentielle Anordnung voneinander getrennt sind und das satzweise oder kontinuierlich betrieben werden kann.
  3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass weder Nicotinamidadenindinukleotid noch Nicotinamidadenindinukleotidphosphat in der oxidierten oder reduzierten Form als Reduktions/Oxidationssystem benötigt werden.
  4. Ein Verfahren nach Anspruch 1–3 in dem die umzuwandelnden Aldosen in situ erzeugt werden.
DE102016008326.3A 2016-07-07 2016-07-07 Chemo-enzymatische Katalyse zur Herstellung von Pyruvat und anderen α-Keto-Säuren Withdrawn DE102016008326A1 (de)

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