DE102014207184A1

DE102014207184A1 - Verfahren zum Herstellen einer Elektrodenanordnung für eine Sequenziervorrichtung

Info

Publication number: DE102014207184A1
Application number: DE102014207184.4A
Authority: DE
Inventors: Tim Albrecht; Oliver Hayden
Original assignee: Siemens AG
Current assignee: Siemens AG
Priority date: 2014-04-15
Filing date: 2014-04-15
Publication date: 2015-10-15

Abstract

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum Herstellen einer Elektrodenanordnung (10) mit einer ersten Elektrode (12) zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls (32), umfassend die Schritte: Bereitstellen der ersten Elektrode (12) und eines der ersten Elektrode (12) gegenüberliegenden Bauteils (14), wobei eine Oberfläche (O) der ersten Elektrode (12) und eine Oberfläche (O) des Bauteils (14) einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal (17), der einen ersten Sequenzierbereich als Eintrittsbereich (20) mit einem weiteren Sequenzierbereich als Austrittsbereich (22) verbindet, begrenzen; und Anordnen einer Opferschicht (19) auf der den Sequenzierkanal (17) bildenden Oberfläche (O) der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14). Das Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass das Anordnen der Opferschicht (19) durch ein chemisches Beschichten der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14) mittels einer chemischen Reaktion mit mindestens zwei Reaktanten erfolgt. Die Erfindung betrifft ebenfalls eine entsprechend hergestellte Elektrodenanordnung (10).

Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum Herstellen einer Elektrodenanordnung für eine Sequenziervorrichtung, zum Beispiel für ein Sequenziergerät, mit einer ersten Elektrode zum Sequenzieren eines biologischen Moleküls. Ein Sequenzierkanal zwischen einer Elektrode und einem der ersten Elektrode gegenüberliegenden Bauteil wird dabei eine Opferschicht angeordnet.
Bei der Sequenzierung von Biopolymeren mittels Nanoporen passiert beispielsweise eine Nukleinsäure, z.B. eine DNA, RNA oder ein Oligonukleotid, einen Sequenzierkanal. Bei der Sequenzierung von z.B. Nukleinsäuren können dabei einzelne Basen des Nukleinsäurestrangs durch eine Veränderung der Ionenleitfähigkeit in der Pore (also ein elektrischer Porenwiderstand) beim Passieren der Nukleinsäure durch die Nanopore analysiert werden. Eine Probe der Nukleinsäure wird dabei über ein elektrisches Feld, z.B. mittels Elektrophorese, durch den Sequenzierkanal geführt. Beim Passieren des Sequenzierkanals von unterschiedlichen Nukleotiden ändert sich der Ionen-Strom, so dass das Nukleotid detektiert und die Sequenz der Nukleinsäure ermittelt werden kann.
Alternativ kann ein Tunnelstrom, der beim Passieren des Biopolymers auftritt, in dem Sequenzierkanal quer zur Transportrichtung des Biopolymers gemessen werden, wobei die Höhe des Tunnelstroms abhängig ist von z.B. dem Nukleotid oder der Aminosäure, welche sich in dem Sequenzierkanal befindet. Der Sequenzierkanal, der beispielsweise als biologische oder künstliche Nanopore oder als Nanoschlitz ausgestaltet sein kann, weist vorzugsweise eine Ausdehnung von unter 100 Nanometer zwischen zwei Sequenzierelektroden auf.
Lemay et al. (2013) (S.G. Lemay, S. Kang, K. Mathwig, P.S. Singh: Single-Molecule Electrochemistry: Present Status and Outlook, Accounts of Chemical Research, 2013, 46: 2, pp. 369–377) zeigen die Herstellung von Nanoschlitzen und eine elektrochemische Redox-Cycling-Aktivität von Analyten in Nanoschlitz-Bauteilen mit einer Breite von unter 100 Nanometern. Dabei wird üblicherweise ein Dünnfilm aus Chrom als Opferschicht auf die Elektroden aufgetragen, die selektiv gegenüber der Redoxelektroden gelöst werden kann (K. Mathwig, S.G. Lemay: Pushing the Limits of Electrical Detection of Ultralow Flows in Nanofluidic Channels, Micromachines 2013, 4: pp. 138–148). Die Chromschichten werden dabei physikalisch aufgedampft oder gesputtert. Goluch et al. (2009) stellen auf diese Weise Nanokanäle her, die eine Beabstandung von 75 Nanometer aufweisen (E.D. Goluch, B. Wolfrum, P.S. Singh, M.A.G. Zevenbergen, S.G. Lemay: Redox Recycling in nanofluidic Channels using Interdigitated Electrodes, Anal. Bioanal. Chem. 2009, 394: 447–456).
Die Beabstandung der Elektroden ist einer der wichtigsten Faktoren bei der elektronischen Sequenzierung mit einem Sequenzierkanal. Je geringer die Beabstandung, desto höher ist ein möglicher integraler Stromfluß durch Redox Cycling bzw. desto höher ist die Wahrscheinlichkeit eines Tunnelstromevents durch den Analyten, und desto geringer ist die Gefahr, dass sich mehrere Biomoleküle gleichzeitig zwischen den Elektroden befinden.
Lemay et al. (2013) beschreiben dabei Nanoschlitze, die eine Beabstandung der Elektroden von 20 bis 50 Nanometern zulassen. Im Falle von ultradünnen Schichten (also Schichten kleiner als 10 Nanometer) lässt die Technik von Lemay et al. (2013) jedoch nur unzureichend isotrope Schichten für kontrollierte Tunnelelektrodenabstände zu. Zudem muss bei ultradünnen Opferschichten für einen Sequenzierer gewährleistet sein, dass die cis- und trans-Seite des Bauteiles, an dem eine jeweilige Elektrode angeordnet ist, frei liegen, um elektrophoretisch und selektiv die Reaktionsprodukte (also beispielsweise markierte Pyrophosphate) bei einem „Sequencing-by-Synthesis“ durch den Schlitz zu translozieren. Dies bedeutet, dass bei ultradünnen Opferschichten eine durchgehende Wasserschicht vorhanden sein muss trotz der partiell hydrophoben Eigenschaften der aus Edelmetallen bestehenden Tunnelelektroden, die gängigerweise aus Gold, Platin oder Palladium bestehen.
Nach Bewig & Zisman (1966) (K. W. Bewig, W. A. Zisman: The Wetting of Gold and Platinum by Water, J. Phys. Chem. 1966, 69: 13, pp. 4238–4242) sind nur hoch-reinste Metalloberflächen hydrophil. Sobald sie in Kontakt mit Flüssigkeiten oder sogar nicht hochreinen Gasen kommen, adsorbieren organische Verunreinigungen, die die Oberflächen hydrophob machen. Des Weiteren muss sichergestellt sein, dass in dem ultradünnen Nanoschlitz die Diffusionszeit keine wesentliche Limitation beim schnellen Ätzen der Opferschicht darstellt.
Eine der Erfindung zugrunde liegenden Aufgabe ist das Bereitstellen eines sensitiveren Sequenziersystems zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls, beispielsweise einer Nukleinsäure oder eines Peptids.
Die Aufgabe wird von dem erfindungsgemäßen Verfahren und der erfindungsgemäßen Vorrichtung gemäß den unabhängigen Patentansprüchen gelöst. Vorteilhafte Weiterbildungen der Erfindung sind durch die Unteransprüche gegeben.
Der Erfindung basiert auf dem Gedanken, eine Elektrodenanordnung mit einem ultradünnen Sequenzierkanal zum kontaminationsfreien Sequenzieren des biologischen Makromoleküls bereitzustellen. Dies wird mithilfe einer ultradünnen Opferschicht, also einer Opferschicht von zehn Nanometern Dicke oder unter zehn Nanometern Dicke erreicht, die keinen aggressiven Ätzaufwand benötigt. Zudem wird auch eine Metallionen/-oxid-Kontamination von Tunnelelektroden durch Aufdampfen, Sputtern bzw. Ätzen der Opferschicht ausgeschlossen. Die Opferschicht ist damit eine grundsätzliche Bauteileigenschaft für einen CMOS basierten Sequenzierer, um definierte Tunnelelektrodenabstände zu erhalten.
Das erfindungsgemäße Verfahren zum Herstellen einer Elektrodenanordnung mit einer ersten Elektrode zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls, umfassend die Schritte:

– Bereitstellen der ersten Elektrode und eines der ersten Elektrode gegenüberliegenden Bauteils, wobei eine Oberfläche der ersten Elektrode und eine Oberfläche des Bauteils einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal, der einen ersten Sequenzierbereich als Eintrittsbereich mit einem weiteren Sequenzierbereich als Austrittsbereich verbindet, begrenzen, und
– Anordnen einer Opferschicht auf der den Sequenzierkanal bildenden Oberfläche der ersten Elektrode und/oder des Bauteils.

Das Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass das Anordnen der Opferschicht durch ein chemisches Beschichten der ersten Elektrode und/oder des Bauteils mittels einer chemischen Reaktion mit mindestens zwei Reaktanten erfolgt.
Ein chemisches Beschichten mittels einer chemischen Reaktion mit mindestens zwei Reaktanten kann bei Temperaturen unter 300 Grad Celsius durchgeführt werden, wodurch eine Legierungsbildung des Opferschichtbestandteils mit einem Bestandteil einer Elektrode an der Grenzschicht zwischen Opferschicht und Elektrodenoberfläche reduziert oder nahezu vollständig verhindert wird. Das Reduzieren einer Wahrscheinlichkeit einer Legierungsbildung reduziert die Wahrscheinlichkeit einer Reduktion der Leitfähigkeit der Elektrode, da Legierungen eine geringe Leitfähigkeit aufweisen. Die Elektrode liegt nach einem Entfernen der Opferschicht folglich auch in einem reineren Zustand vor, wodurch letztendlich ein Wasserfluss zwischen der Elektrode und dem weiteren Bauteil gefördert wird.
Der Sequenzierkanal kann dabei als biologische oder künstliche Nanopore, Spalt, Schlitz oder Nanokanal mit beispielsweise 0,1 bis 100 Nanometer, vorzugsweise kleiner als 20 Nanometer oder kleiner als 10 Nanometer, ausgestaltet sein. Vorzugsweise ist der Sequenzierkanal als Nanoschlitz mit einer Höhe von zehn Nanometern oder weniger als zehn Nanometern ausgestaltet. Hierdurch verbessern sich die Spezifität und die Sensitivität der Messung, da ein elektronisches Erfassen eines Analyten erfolgen kann.
In einer bevorzugten Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens erfolgt das Anordnen der Opferschicht durch ein chemisches Beschichten der ersten Elektrode und/oder des Bauteils mit einem Metalloxid, insbesondere ein Oxid eines Übergangsmetalls oder ein Halbmetalls. Ein Metalloxid, insbesondere ein Oxid eines Übergangsmetalls oder ein Halbmetalls haben sich als besonders geeignet erwiesen. Eine Opferschicht aus einem der genannten Oxide ist isotrop und kann unter milden Ätzbedingungen entfernt werden. Dies ermöglicht ein schnelles Entfernen der Opferschicht und ein Bereitstellen von sehr dünnen Sequenzierkanälen, zum Beispiel eines Schlitzes mit einer Höhe von zehn Nanometern oder darunter, mit geringeren Abhängigkeiten von den Lösungseigenschaften der Metalle in beispielsweise einer Ätzlösung. Weiterhin wird durch das Verwenden eines Metalloxids eine Legierungsbildung mit der Elektrode und/oder dem Bauteil reduziert und sogar nahezu vollständig verhindert. Das Verwenden eines Metalloxids fördert eine Isotropie der Opferschicht in sehr hohem Maße.
Aus den genannten Gruppen der Metalloxide hat sich eine Titanoxidschicht, Zinkoxidschicht, Aluminiumoxidschicht, Germaniumoxidschicht oder Siliziumoxidschicht als besonders geeignet erwiesen. Insbesondere eine Germaniumoxidschicht als Opferschicht weist eine besonders Prozessfähigkeit auf. Germaniumoxid hat sich als besonders gut wasserlöslich erwiesen. Bei beispielsweise einer Anwesenheit einer organischen Beschichtung (zum Beispiel einer sogenannten „Monolayer“ aus beispielsweise Phosphonat) kann die Opferschicht selektiv entfernt werden.
Vorzugsweise umfasst eine weitere bevorzugte Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens, dass das der ersten Elektrode gegenüberliegenden Bauteil eine weitere Elektrode umfasst, sodass ein elektronisches Erfassen eines Analyten die beispielsweise eine Tunnelstrommessung, eine Impedanzmessung oder ein Erfassen eines Redoxrecyclings ermöglicht wird.
Als besonders geeignete chemische Beschichtungsverfahren haben sich ein chemisches Gasphasenabscheiden umfasst, insbesondere ein Atomlagenabscheiden erwiesen. Hierbei wird eine geringe Temperatur verwendet. Diese Verfahren werden unter niedrigen Temperaturen durchgeführt und fördern die bereits oben genannten Vorteile eines chemischen Beschichtungsverfahrens in erheblichen Masse.
Ein zumindest teilweises oder vollständiges Entfernen der Opferschicht durch Ätzen gemäß einer bevorzugten Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens begünstigt das Bilden eines Wasserflusses zwischen der ersten Elektrode und dem Bauteil. Vorzugsweise wird dieser Verfahrensschritt direkt vor einem Sequenziervorgang durchgeführt.
Ein Anordnen einer organischen Schicht als Schutzschicht auf der den Sequenzierkanal bildenden Oberfläche der ersten Elektrode und/oder des Bauteils vor dem Anordnen der Opferschicht bewirkt vorteilhafterweise einen Schutz der Oberfläche.
In einer weiteren Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden die Oberflächen der ersten Elektrode und des Bauteils so angeordnet, dass sie innerhalb eines Toleranzbereichs von 0,1 Nanometer bis fünf Nanometer gleiche Abstände voneinander entlang des Sequenzierkanals aufweisen. Dadurch wird eine Tunnelmessung eines den Sequenzierkanal passierenden Analyten begünstigt. Für eine Tunnelmessung sind folgende Bedingungen besonders vorteilhaft: gleiche Abstände der Oberflächen (oder innerhalb eines Toleranzbereichs) für mehrfache Tunnelmessungen (ein Analyt weist zwischen zwei Elektroden unterschiedliche Orientierungen auf), möglichst keine Legierungsbildung an der Grenzschicht („Interface“) zur Elektrodenoberfläche unter Niedertemperaturbedingungen wie beispielsweise einem ALD- oder CVD-Prozess, und ein schnelles Ätzen von sehr dünnen Sequenzierkanälen (mit einer Höhe von vorzugsweise zehn Nanometer oder darunter) mit den bereits erwähnten geringeren Abhängigkeiten von Lösungseigenschaften des Operschichtbestandteils.
Die oben gestellte Aufgabe wir ebenfalls gelöst von einer Elektrodenanordnung, die durch eine der oben beschriebenen Ausführungsformen eines erfindungsgemäßen Herstellungsverfahrens hergestellt ist, sowie durch eine Sequenziervorrichtung zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls, umfassend mindestens eine erfindungsgemäße Elektronenanordnung. Es ergeben sich jeweils die bereits oben beschriebenen Vorteile. Eine erfindungsgemäße Elektronenanordnung umfasst folglich eine erste Elektrode und eines der ersten Elektrode gegenüberliegendes Bauteil, das vorzugsweise eine weitere Elektrode umfasst. Dabei begrenzen eine Oberfläche der ersten Elektrode und eine Oberfläche des Bauteils einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal, der einen ersten Sequenzierbereich als Eintrittsbereich mit einem weiteren Sequenzierbereich als Austrittsbereich verbindet. Auf der den Sequenzierkanal bildenden Oberfläche der ersten Elektrode und/oder des Bauteils ist eine isotrope Opferschicht, vorzugsweise aus einem der oben genannten Metalloxide angeordnet. Vorzugsweise ist der Sequenzierkanal mit der isotropen Opferschicht ausgefüllt.
Die Erfindung wird anhand der beigefügten Zeichnungen noch einmal durch konkrete Ausführungsbeispiele näher erläutert. Die gezeigten Beispiele stellen bevorzugte Ausführungsformen der Erfindung dar. Funktionsgleiche Elemente weisen in den Figuren dieselben Bezugszeichen auf. Es zeigt:
1 eine schematische Darstellung zu einer Ausführungsform der erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung mit einer Elektrodenanordnung,
2, 3, 4 jeweils eine schematische Darstellung eines Querschnitts einer erfindungsgemäßen Elektrodenanordnung, zum Erläutern einer Ausführungsform des erfindungsgemäßen Herstellungsverfahrens,
5 eine schematische Darstellung zu einer Verwendung einer Ausführungsform einer erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung mit einer Elektrodenanordnung,
6 eine schematische Darstellung zu einer Verwendung einer Ausführungsform einer erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung mit einer Elektrodenanordnung,
7, 8, 9 jeweils eine schematische Darstellung zu einer weiteren Ausführungsform der erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung mit mehreren Elektrodenanordnungen in einer Seitenansicht (5) und jeweils in einer Aufsicht (6 und 7).
In dem in der 1 dargestellten Beispiel ist das der erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung zugrunde liegende Prinzip veranschaulicht:
Die 1 zeigt ein Ausführungsbeispiel einer Elektrodenanordnung 10 zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls, z.B. einer Nukleinsäure oder eines beliebigen Proteins, mit einer ersten Elektrode 12 und einer weiteren Elektrode 14, die miteinander über eine Spannungsquelle 16 (in der 1 nicht gezeigt) verbunden sind. Diese beispielhafte Elektrodenanordnung 10 kann durch ein erfindungsgemäßes Herstellungsverfahren hergestellt werden. Im vorliegenden Beispiel ist die Elektrodenanordnung 10 dabei so in beispielsweise einem Sequenziergerät als Sequenziervorrichtung 1 (in der 1 nicht gezeigt) angeordnet, dass die erste Elektrode 12 über einem Bauteil 14 angeordnet ist. In den folgenden Ausführungsbeispielen der 1 bis 7 umfasst das Bauteil 14 beispielsweise eine weitere Elektrode. Der Anschaulichkeit wegen wird in allen Beispielen eine „weitere Elektrode 14“ als Bauteil 14 angenommen, generell kann jedoch auch ein anderes Bauteil 14 stellvertretend angenommen werden.
Die erste Elektrode 12 und/oder die weitere Elektrode 14 können dabei teilweise, vorzugsweise vollständig, aus einem Edelmetall, vorzugsweise Gold, Platin oder Palladium, bestehen. Im Beispiel der 1 weist die erste Elektrode 12 dabei eine erste Kantenlänge b von beispielsweise 100 Nanometern auf. Diese kann jedoch für ein Sequenzierverfahren je von einer Enzymgeschwindigkeit eines Proteins 28 zum Replizieren oder Spalten des biologischen Makromoleküls 30 (im Folgenden verkürzt als „Protein 28“ bezeichnet), z.B. einer Polymerasegeschwindigkeit oder Verdauungsrate einer Exonuklease (vorzugsweise zehn Nukleotide pro Sekunde), einer Prozessivität des Proteins 28 (zum Beispiel zehn Kilobasen oder mehr, beispielsweise 30 Kilobasen), und einer Translokationsgeschwindigkeit, also derjenigen Geschwindigkeit, in der in einem Sequenzierverfahren mit einer erfindungsgemäßen Elektrodenanordnung 10 ein Analyt 30 durch den Sequenzierkanal 17 geleitet wird, angepasst werden.
Jede der Elektroden 12, 14 weist dabei vorzugsweise eine planare Oberfläche O auf, wobei die Ebenen, in der die planaren Oberflächen O liegen, vorzugsweise parallel zueinander liegen. Eine „planare Oberfläche O“ schließt dabei auch eine Oberfläche ein, die fabrikationsbedingte Unebenheiten umfasst, also beispielsweise punktuelle oder flächige Abweichungen von beispielsweise 0,1 Nanometern bis beispielsweise 10 Nanometern. Die Oberfläche O der weiteren Elektrode 14 kann eine größere Fläche aufweisen als die erste Elektrode 12, sodass nur ein Teilbereich der Oberfläche O der weiteren Elektrode 14 der ersten Elektrode 12 gegenüberliegend angeordnet ist, sodass der Teilbereich die erste Elektrode 12 überlappt. Vorzugsweise weist die weitere Elektrode 14 dabei eine Überlappung von beispielsweise 30 Nanometern bei beispielsweise einem 90 Nanometer bis 130 Nanometer großen Elektrodenanordnungskern („130/90 Node“) auf, also dem Bereich, an dem beide Elektroden einander gegenüberliegen.
Die beiden Oberflächen O sind einander zugewandt und begrenzen einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal 17, der sich dadurch auszeichnet, dass er als Spalt, also als Schlitz, ausgebildet ist. Die Oberflächen O der Elektroden 12, 14 bilden somit jeweils eine Innenwandung des Spalts oder Schlitzes, oder liegen an einer Pore, insbesondere einer Nanopore, als Sequenzierkanal 17 an. Der Sequenzierkanal 17 weist dabei vorzugsweise eine Höhe von zehn Nanometern oder weniger als zehn Nanometern, beispielsweise zwei Nanometern, auf, die dem Abstand der beiden Elektrodenoberflächen O entspricht. Idealerweise weist der Sequenzierkanal 17 Maße von zehn Nanometern Breite (als eine zu einer Länge senkrechten Erstreckung), zehn Nanometern Höhe (als Abstand zwischen den Elektroden 12, 14) und 100 Nanometern Länge (als Erstreckung von einem cis-Bereich-seitigen Ende zu einem trans-Bereichseitigen Ende) auf und/oder hat eine quaderförmige, spaltartige Ausgestaltung.
Die Innenwandungen der Oberflächen O sind nach dem erfindungsgemäßen Herstellungsverfahren mit einer Opferschicht 19 beschichtet, vorzugsweise mit einer Opferschicht aus einem Metalloxid, wie z.B. Germaniumoxid, Aluminiumoxid, Siliziumoxid, Zinkoxid oder Titanoxid. Als besonders vorteilhaft hat sich Germaniumoxid erwiesen. Idealerweise ist der Sequenzierkanal 17 vollständig mit der Opferschicht 19 ausgefüllt, die direkt vor einem Sequenziervorgang durch ein mildes Ätzverfahren entfernt wird (siehe unten, zu den 5 und 6). Der Sequenzierkanal 17 verbindet einen Eintrittsbereich 20 der Sequenziervorrichtung 1, der im Folgenden als „cis-Bereich“ 20 bezeichnet wird, mit einem Austrittsbereich 22, der Sequenziervorrichtung 1, der im Folgenden als „trans-Bereich“ 20 bezeichnet wird. Der cis-Bereich 20 ist dabei derjenige Bereich, in dem ein Replizieren oder Spalten des biologischen Makromoleküls erfolgt, z.B. bei einem „Sequencing-by-synthesis“ Ansatz, also einem Sequenzierverfahren, bei dem das Sequenzieren durch eine Synthese des biologischen Makromoleküls, z.B. durch eine DNA-Replikation, ermöglicht wird. Beide Bereiche 20, 22 können vorzugsweise durch einen anisotropischen Prozess geätzt werden
Mindestens eine der beiden Elektroden, vorzugsweise eine in der Sequenziervorrichtung 1 unterhalb der ersten Elektrode 12 angeordneten Elektrode 14, kann optional für ein besonderes Sequenzierverfahren, wie es beispielhaft in den 3 und in der 4 veranschaulicht ist, eine Proteinbindungsstelle B auf, die beispielsweise an die Elektrodenoberfläche kovalent gebundene Thiolgruppen T umfasst. Die Proteinbindungsstelle B ist in dann dazu ausgelegt, ein Protein 28 zum Replizieren oder Spalten des biologischen Makromoleküls, beispielsweise eine DNA-Polymerase, DNA-Exonuklease oder eine Proteinase, zu binden. Die Proteinbindungsstelle ist auf der dem cis-Bereich 20 zugewandten Seite der Elektrode 14 angeordnet. Geeignete Proteine 28 sind dem Fachmann aus dem Stand der Technik bekannt, ebenso ein Verfahren zum Binden des Proteins 28 an eine Oberfläche, wobei die im Stand der Technik bekannten Techniken auf das Anbringen an eine Elektrodenoberfläche übertragen werden kann.
Jede Elektrode 12, 14 ist vorzugsweise an einem die jeweilige Elektrode 12, 14 tragendenden Bauteil 18, einem sogenannten „Foundry“, angeordnet. Das die weitere Elektrode 14 tragendende Bauteil 18 kann im Beispiel der 1 beispielsweise einen planaren Silizium-Wafer und beispielsweise zusätzlich eine Ausleseelektronik, beispielsweise ein CMOS, zum Auslesen der von der weiteren Elektrode 14 erfassten Signale umfassen.
Die erste Elektrode kann beispielsweise eine Schutzschicht 26, die die erste Elektrode 12 während dem Entfernungsschritt, vorzugsweise einem milden Ätzvorgang, der Opferschicht 19 schützt, umgeben sein und in einem die erste Elektrode 12 tragenden Bauteil 18 aus beispielsweise Aluminiumoxid und/oder Siliziumoxid angeordnet sein. Die Schutzschicht 26 ist vorzugsweise eine Schicht, an der ein Binden des Proteins 28 reduziert oder sogar nahezu vollständig verhindert wird.
Zusätzlich kann eine Passivierungsschicht 24, beispielsweise aus einer selbstorganisierenden Monoschicht („Self-assembled monolayer“, „SAM“) aus z.B. Phosphonaten, das die erste Elektrode 12 tragenden Bauteil 18 zumindest teilweise umgeben und/oder zumindest teilweise auf dem die weitere Elektrode tragenden Bauteil 18 angebracht sein.
Gängige Herstellungsverfahren zum Anordnen von Elektroden in einem die Elektroden 12, 14 tragenden Bauteil 18 sowie dem Anbringen einer Passivierungsschicht 24 sind aus dem Stand der Technik bekannt, beispielsweise aus Lemay et al. (2013) (S. G. Lemay, S. Kang, K. Mathwig, P. S. Singh: Single-Molecule Electrochemistry: Present Status and Outlook, Accounts of Chemical Research, 2013, 46: 2, pp. 369–377).
Die 2, 3 und 4 zeigen schematisch einen Ausschnitt einer erfindungsgemäßen Elektrodenanordnung 10 im Querschnitt und erläutern dabei das erfindungsgemäße Herstellungsverfahren.
In einem in der 2 dargestellten Verfahrensschritt S1 werden eine erste Elektrode 12 und eine beispielhafte weitere Elektrode 14 als Bauteil 14 bereitgestellt. Beide Elektroden 14 können beispielsweise zumindest teilweise aus Gold, Platin oder Palladium bestehen. Die erste Elektrode 12 kann auf einer Seite von einer Passivierungsschicht 24 umgeben sein. Die weitere Elektrode 14 kann an einem Bauteil 18 angeordnet sein, beispielsweise einem Siliziumwafer. Die beiden Elektroden werden so angeordnet, dass sie einen Zwischenraum Z bilden.
Die Oberflächen der ersten Elektrode 12 und der weiteren Elektrode 14 werden vorzugsweise so angeordnet, dass sie innerhalb eines Toleranzbereichs von 0,1 Nanometer bis fünf Nanometer gleiche Abstände voneinander entlang des Sequenzierkanals aufweisen.
Im Verfahrensschritt S2 der 3 ist das Anordnen einer Opferschicht dargestellt, wobei die Oberflächen O der beiden Elektroden 12, 14 durch ein chemisches Beschichtungsverfahren beschichtet werden. Zuvor kann eine organische Schicht aus zum Beispiel Phosphonat auf eine oder beide Elektroden 12, 14 aufgetragen werden (in der 3 nicht gezeigt).
Idealerweise erfolgt das Beschichten mittels eines chemischen Gasphasenabscheidens („CVD“), insbesondere eines Atomlagenabscheidens („ALD“). Ein Überblick über eine gängige Methode eines ALD-Verfahrens wird von Puurunen (2005) zur Verfügung gestellt (R. L. Puurunen: „Surface Chemistry of Atomic Layer Deposition: a Case Study for the Trimethylaluminium/Water Process", Journal of Applied Science 2005, 97 (12) 121301/1–55).
Der Doppelpfeil d kennzeichnet damit eine Schichtdicke d, die dem Abstand der beiden Elektroden 12, 14, vorzugsweise zehn Nanometer oder weniger als zehn Nanometer, entspricht.
Die Opferschicht 19 kann zumindest teilweise, vorzugsweise vollständig aus einem Metalloxid, insbesondere einem Oxid eines Übergangsmetalls oder ein Halbmetalls, bestehen. Bevorzugte Metalloxide sind dabei Titanoxid, Zinkoxid, Aluminiumoxid, Germaniumoxid oder Siliziumoxid, wobei Germaniumoxid allen anderen Metalloxiden bevorzugt wird.
Die 4 zeigt die Elektrodenanordnung 10 nach einem zumindest teilweisen Entfernen der Opferschicht 19 (S3). Im vorliegenden Beispiel wurde die Opferschicht 19 vollständig entfernt. Aufgrund der Eigenschaften der Opferschicht 19 ist hierzu ein mildes Ätzverfahren ausreichend, zum Beispiel unter Verwendung von Wasserstoffperoxid oder Wasser (siehe zum Beispiel K. R. Williams, K. Gupta, M. Wasilik: „Etch Rates for Micromachining Processing – Part II", Journal of Microelectronical Systems (2003), 22 (6): 761–778).
Die Oberflächen O der Elektroden 12, 14 bilden nun einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal 17, der einen ersten Sequenzierbereich als Eintrittsbereich 20 mit einem weiteren Sequenzierbereich als Austrittsbereich 22 verbindet.
Die 5 und die 6 zeigen jeweils ein Beispiel eines Sequenzierverfahrens zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls 32, beispielsweise einer Nukleinsäure (z.B. ein Oligonukleotid, eine doppelsträngige oder einzelsträngige Ribonukleinsäure („RNA“) oder Desoxyribonukleinsäure („DNA“)), für das eine erfindungsgemäße Elektrodenanordnung 10 besonders geeignet ist. Vorzugsweise ist dabei ein Verfahren zum Sequenzieren einer DNA als biologisches Makromolekül 32 gezeigt. Dazu kann beispielsweise eine erfindungsgemäße Sequenziervorrichtung 1, mit einer wie bereits zu der 1 beschriebenen Elektrodenanordnung 10, verwendet werden.
Die in der 5 gezeigte Elektrodenanordnung 10 umfasst dabei eine erste Elektrode 12, die Kantenlängen a, b von beispielsweise 100 Nanometern aufweist. Die weitere Elektrode 14 weist zumindest in einer lateralen Ausdehnung eine größere Kantenlänge auf, sodass die weitere Elektrode 14 in beispielsweise zwei Teilbereichen die erste Elektrode 12 überlappt, also zwei Teilbereiche aufweist, die die erste Elektrode 12 überragen.
Die in dem Sequenzierkanal 17 vorliegende Opferschicht 19 aus idealerweise einem Metalloxid kann durch zum Beispiel einem milden Ätzen mit beispielsweise Wasserstoffperoxid oder Wasser entfernt werden. Geeignete milde Ätzverfahren sind dem Fachmann aus dem Stand der Technik bekannt (siehe zum Beispiel K. R. Williams, K. Gupta, M. Wasilik: „Etch Rates for Micromachining Processing – Part II", Journal of Microelectronical Systems (2003), 22 (6): 761–778).
Bei dem beispielhaften Verfahren zum Sequenzieren des biologischen Makromoleküls 32, beispielsweise eines einzel- oder doppelsträngigen DNA-Stranges von z.B. unter 100 Kilobasen, kann das Protein 28 zum Replizieren oder Spalten des biologischen Makromoleküls, beispielsweise eine DNA-Polymerase, eine Proteinase oder ein ribosomaler Komplex, an die Proteinbindungsstelle B einer beispielhaften Platin- oder Palladiumelektrode 14 gebunden und damit immobilisiert werden. Im vorliegenden Beispiel kann exemplarisch eine T7-DNA-Polymerase von circa 100 Kilodalton mit einer Polymerisationsrate von 300 Nukleotiden pro Sekunde und einer Prozessivität von zwei Kilobasen verwendet werden. Weitere Alternativen sind dem Fachmann aus dem Stand der Technik bekannt. Über eine Poisson-Statisik kann beispielsweise ein Beladen von einem Drittel oder zwei Drittel der in der Sequenziervorrichtung 1 vorhandenen Elektrodenanordnungen 10 mit dem Protein 28 erfolgen. Dadurch wird ermöglicht, dass an jede der Elektrodenanordnungen 10 einer Sequenziervorrichtung 1 nur ein Protein 28 gebunden wird.
Bei Zugeben des zu sequenzierenden biologischen Makromoleküls 32 (Verfahrensschritt S4) wird dieses im cis-Bereich 22 mit dem Protein 28 in Kontakt gebracht und bindet an dieses. Im vorliegenden Beispiel beginnt z.B. eine Replikation der beispielhaften DNA, sobald biologische Teilmoleküle 34 als Bausteine für ein biologisches Makromolekül, die zum Synthetisieren des Replikats notwendig sind, hier im Beispiel redoxmarkierte Desoxyribonukleosidtriphosphate („dNTPS“), und gegebenenfalls entsprechende Oligonuleotide („Primer“) in einem geeigneten Puffer (beispielsweise 40 Millimolar Tris/HCl, pH 7,5, 10 Millimolar Magnesiumchlorid (MgCl₂, 1 Millimolar DDT) zugegeben werden. In der 5 sind beispielhaft die vier verschiedenen redoxmarkierten dNTPs Desoxyadenosintriphosphat („dATP“), Desoxycytidintriphosphat („dCTP“), Desoxyguanosintriphosphat („dGTP“) und Desoxythymidintriphosphat („dTTP“) mit jeweils unterschiedlichen Schraffuren gezeigt. Um einen elektrophoretischen Transport von überschüssigen, nichtgebundenen biologischen Makromolekülen 32 zu vermeiden, können diese in einem Waschschritt mit einem dem Fachmann für diesen Zweck geläufigen Waschpuffer entfernt werden.
Die biologischen Teilmoleküle 34 sind im Falle des beispielhaften „Sequencing-by-Synthesis“-Verfahrens an einen für das jeweilige Teilmolekül 34 spezifischen Redoxmarker gebunden, der bei einem Einbau in ein neusynthetisiertes biologisches Makromolekül abgespalten wird und durch das Abspalten zum Beispiel einer durch ein Komplexieren einer alpha- und einer beta-ständigen Phosphatgruppe von anorganischem Phosphat (PPi) eine Ladungsumkehr erfährt. Der abgespaltene Marker wird hier als „Analyt“ 30 bezeichnet.
Ein Nettoladungsunterschied zwischen einem Reaktionsprodukt, zum Beispiel anorganischem Pyrophosphat, und den beispielhaften Nukleotidtriphosphaten durch geladene Markierungen kann so erzeugt werden. Der Nettoladungsunterschied erlaubt, selbst die beispielhaft genannten markierten anorganischen Pyrophosphate und überschüssige Nukleotidtriphosphate zu diskriminieren (siehe auch G. Bashford, D. Lamb, D. Grone, B. Eckles, K. Kornelsen, L. Middendorf, J. Williams, „Automated bead-trapping apparatus and control system for singlemolecule DNA sequencing", Optics Express 2008, 16 (5): 3445–3455).
Im Beispiel einer DNA-Replikation können die dNTPS beispielsweise sogenannte „charge switching“-Nukleotide, also Nukleotide, die mit einem genannten Redoxmarker markiert sind, verwendet werden, wie sie beispielsweise in der US 6,869,764 B2 beschrieben sind, oder von Bashford et al. (2008). Die genannten Referenzen gehen ebenfalls auf geeignete Konzentrationen von Kofaktoren in der Lösung ein, wie z.B. Magnesium, beispielsweise eine Magnesiumkonzentration von zwei Millimolar.
Alternativ zu einem Replizieren kann ein Spalten oder Abspalten des biologischen Makromoleküls 32 erfolgen. Das Protein 28 umfasst dann beispielsweise eine DNA-Exonuklease, die das biologische Makromolekül 32 in einzelne dNTPs spaltet. In diesem Fall kann das biologische Makromolekül 32 ein Replikat, z.B. ein Produkt einer Polymerasekettenreaktion umfassen, das redoxmarkierte Teilmoleküle 34 umfasst. In diesem Fall bedarf es lediglich einer Zugabe von Kofaktoren für die Exonuklease. Bei Abspalten der beispielhaften Teilmoleküle 34 wird der Analyt 30 freigegeben und erfährt eine Ladungsumkehr.
Zum kontinuierlichen Sequenzieren einer Probe kann das biologische Makromolekül 32 nach erfolgtem Spalten oder Replizieren von dem Protein 28 gelöst und ein weiteres biologisches Makromolekül 32 an das Protein 28 gebunden werden, es kann folglich eine Regenerieren des biologischen Makromoleküls 32 erfolgen. Hierbei müssen keine neuen Farbstoffe vor einem etwaigen Ausbleichen erneuert werden, da es sich nicht um ein optisches Nachweisverfahren handelt. Der Assay ist somit wieder verwendbar.
Die isotrope Opferschicht 19 kann gegenüber einer metallischen Opferschicht unter milderen Ätzbedingungen entfernt werden. Die kontaminationsfreien Elektrodenoberflächen O begünstigen das Bilden eines Wasserfilms, sodass in dem Sequenzierkanal 17 ein Wasserstrom entsteht. mit dem der Analyt 30 in Kontakt mit den Elektroden 12, 14 gebracht werden kann.
Der Analyt 30 wird nach der Ladungsumkehr mittels eines elektrophoretischen Feldes durch zwei Elektrophoreseelektroden 36, 38 (in der 5 nicht gezeigt) in die Bewegungsrichtung P durch den Sequenzierkanal 17, der einen Abstand d von zum Beispiel 10 Nanometern aufweist, transloziert, das heißt durch den Sequenzierkanal 17 in den trans-Bereich 22 geführt (S5). Die in der 5 dargestellte Bewegungsrichtung P verdeutlicht einen mehrfachen Kontakt mit jeweils einer der Elektroden 12, 14, wobei eine Impedanzmessung oder ein Redox-Recycling des Analyten 30, vorzugsweise jedoch eine Tunnelstrommessung des Analyten 30, erfolgen kann.
Alternativ oder zusätzlich ist beispielsweise ein Erfassen eines Redox-Recyclings möglich, beispielsweise in einem zehn Nanometer unter weniger als zehn Nanometer hohen Sequenzierkanal 17 (wobei die Höhe den Abstand der Elektroden 12, 14 bemisst), was beispielsweise ein integriertes Signal von einem Picoampere ergeben würde. Ein beispielhafter geeigneter Sensor ist dabei in der WO 2013/100949A1 beschrieben. Einen Überblick über gängige elektronische Messverfahren findet sich bei Zwolak (2008) gegeben (M. Zwolak: „Colloquim: Physical Approaches to DNA Sequencing and Detection", Reviews of Modern Physics 30: 141–165; insbesondere Seiten 155–161).
Ein Gleichgewicht zwischen der beispielhaften Polymerasegeschwindigkeit, der Bandbreite des Verstärkers und/oder der Translokationsgeschwindigkeit kann beispielsweise bei einer beispielhaften Polymerasegeschwindigkeit von einem bis 100 Nukleotiden pro Sekunde (regulierbar durch die Art und Kinetik des Enzyms), vorzugsweise einem Nukloetid pro 10 Millisekunden, einer Bandbreite von etwa 100 Kilohertz und einer Translokationsgeschwindigkeit von unter zehn Millisekunden, die über eine Feldstärke eingestellt werden kann, erreicht werden.
Die 6 verdeutlicht noch einmal den Vorgang der Ladungsumkehr und der Translokation bei z.B. des bereits zur 5 beschriebenen Sequenzierverfahrens. Die beispielhaften dNTPS als Teilmoleküle 34 und das biologische Makromolekül 32 liegen im cis-Bereich 20 beispielsweise mit einer negativen Ladung („–“) vor.
Der Analyt 30 wird nach der Ladungsumkehr von dem cis-Bereich 20 über den Sequenzierkanal 17 in den trans-Bereich 22 geleitet. Dies erfolgt durch ein Bereitstellen eines elektrischen Felds durch den Sequenzierkanal 17 durch die von den Elektroden 12, 14 unabhängigen Elektrophoreseelektroden 36, 38 zum Aufbau einer elektrophoretischen Spannung, von denen eine im cis-Bereich 20 und eine im trans-Bereich 22 angeordnet ist, beispielsweise in einem Bereich von zehn hoch fünf bis zehn hoch neun Volt pro Meter (10⁵ V/m–10⁹ V/m), vorzugsweise von zehn hoch sieben Volt pro Meter (10⁷ V/m) bei einer Länge des Sequenzierkanals 17 von 100 Nanometern, oder von über zehn hoch sieben Volt pro Meter (10⁷ V/m). Der Einzug kann verstärkt werden, wenn das optionale Protein 28 an der beispielhaften überlappenden Elektrode 14 immobilisiert ist.
Der nach der Ladungsumkehr vorzugsweise positiv geladene Analyt 30, in der 6 durch ein „+“ gekennzeichnet, wird also mittels des elektrophoretischen Feldes in die Bewegungsrichtung P durch den Sequenzierkanal 17 transloziert.
Beispielhaft kann eine elektrophoretische Kraft über zwei Elektrophoreseelektroden 36, 38 aus Silber oder Silberchlorid angelegt werden. Eine kapazitive Ladung und eine Drift für eine Transimpedanzverstärkung werden dabei vorzugsweise minimal gewählt, beispielsweise mit einem Stromrauschen von ungefähr 10 Femtoampere pro Wurzel Hertz (10 fA/√Hz), um eine Stromstärke von einem Picoampere bei einer Bandbreite von einem Kilohertz zu detektieren.
Als Verstärker kann ein dem Fachmann für diese Zwecke gängiger Verstärker verwendet werden. Beispielhaft kann ein CMOS-Verstärker mit einem Stromrauschen von 25 Femtoampere pro Wurzel Hertz (25 fA/√Hz) oder 3 Femtoampere pro Wurzel Hertz (3 fA/√Hz) verwendet werden. Dies ermöglicht Mehrfachmessungen eines Analyten 30 mit einer ausreichend geringen Rauschleistung, sodass eine besonders gute Diskriminierung einzelner Analyten 30 – und damit einzelner Teilmoleküle 34 – ermöglicht wird.
Ein anschließendes Auswerten der erfassten Daten, zum Beispiel kinetischer Daten oder erfassten Signalstärken eines Tunnelstroms, kann durch eine dem Fachmann geläufige Ausleseelektronik (in den 1–9 nicht gezeigt) durchgeführt werden.
Aufgrund der – in diesem Beispiel – negativen Gesamtladung des biologischen Makromoleküls 32 und den Teilmolekülen 34 entsteht, entsteht an der weiteren Elektrode 14, die vorzugsweise eine positive Elektrode ist, eine repulsive Kraft (S3), die ein Eintreten des biologischen Makromoleküls 32 und der Teilmoleküle 34 in den Sequenzierkanal 17 reduziert oder nahezu vollständig verhindert. Freie Teilmoleküle 34 werden folglich „abgefiltert“, wodurch ein Hintergrundrauschen innerhalb des Zwischenraumes 17 vermindert wird.
Bei einer beispielhaften Tunnelstrommessung in einem beispielhaften zwei Nanometer hohen Sequenzierkanal 17 mit zum Beispiel positiv geladenen Analyten 30 kann eine hohe Grenzfrequenz erreicht werden, wodurch Mehrfachmessungen eines jeweiligen Analyten 30 bei Kontakt mit einer der Elektroden 12, 14 unabhängig von der Orientierung des jeweiligen Analyten ermöglicht werden.
Eine weitere Ausführungsform der erfindungsgemäßen Sequenziervorrichtung 1 umfasst mehrere Elektrodenanordnungen 10. Die 7 zeigt hierzu ein Ausführungsbeispiel mit zwei Elektrodenanordnungen 10 in einer Seitenansicht. Ein Bauteil 18 kann dabei beispielsweise an gegenüberliegenden Enden zwei erste Elektroden 12 umfassen, sodass sich die Bauteile 18 mit der jeweils weiteren Elektrode 14 gegenüberliegen. Dadurch entsteht ein zentral angeordneter trans-Bereich 22, den sich beide Elektrodenanordnungen 10 teilen, während jede Elektrodenanordnung einen eigenen cis-Bereich 20 aufweist.
Die 8 zeigt eine Aufsicht mehrerer Elektrodenanordnungen 10, wobei in der 8 der Übersicht halber nur die Bereiche 20 und 22 sowie die Zwischenräume 17 schematisiert sind.
Ebenso wie in der 5 ist ein gemeinsamer trans-Bereich 22 durch eine entsprechende Anordnung der Bauteile zentral ausgelegt, hier im Beispiel mit vier Zwischenräumen 17 und folglich vier Elektrodenanordnungen.
Die 9 zeigt eine „Reihenschaltung“ von Elektrodenanordnungen 10, wobei die beispielhaften acht Zwischenräume 17 aufgrund der Anordnung der jeweiligen Bauteile so nebeneinander angeordnet sind, dass die jeweiligen Eintrittsbereiche 20 nebeneinander angeordnet sind und durch die jeweiligen Zwischenräume 17 mit einem einzigen trans-Bereich 22 verbunden sind.
Die obigen Ausführungsbeispiele veranschaulichen die erfindungsgemäße Idee, eine Elektrodenanordnung mit einem ultradünnen Sequenzierkanal zum kontaminationsfreien Sequenzieren des biologischen Makromoleküls bereitzustellen. Dies wird mithilfe einer ultradünnen Opferschicht, also einer Opferschicht von zehn Nanometern Dicke oder unter zehn Nanometern Dicke erreicht, die keinen aggressiven Ätzaufwand benötigt. Dabei wird und eine Metallionen/-oxid-Kontamination von Tunnelelektroden durch Aufdampfen, Sputtern bzw. Ätzen der Opferschicht ausgeschlossen. Die Opferschicht ist damit eine grundsätzliche Bauteileigenschaft für einen CMOS basierten Sequenzierer, um definierte Tunnelelektrodenabstände zu erhalten.
Um definierte Abstände zwischen der ersten Elektrode 12 und dem gegenüberliegenden Bauteil 14 sicherzustellen, also zum Beispiel um definierte Abstände zwischen zwei Tunnelelektroden 12, 14 beispielsweise im Bereich von unter 10 Nanometern an Flächen von zum Beispiel über 200 Quadratnanometern sicherzustellen, wird eine isotrope Metalloxidschicht durch ein Beschichten mindestens einer Elektrode 12 mittels einer chemischen Reaktion mindestens zweier Reaktanten, insbesondere einem CVD- oder ALD-Prozess, aufgebracht (beispielsweise Aluminiumoxid (Al₂O₃), Siliziumoxid (SiO₂), Germaniumoxid (GeO₂), Zinkoxid (ZnO), Titanoxid (TiO₂); siehe 2, 3, 4).
Diese isotrope Opferschicht 19 kann gegenüber einer metallischen Opferschicht unter milderen Ätzbedingungen entfernt werden. Bevorzugt würde isotropes GeO₂ als Opferschicht 19 herangezogen, da GeO₂ nicht wasserstabil ist unter zum Beispiel leicht oxidierenden Bedingungen (Wasserstoffperoxid (H₂O₂) oder Sauerstoff (O₂) angereichertes Wasser) sich schnell auflöst. GeO₂ hat daher den Vorteil, das Bauteil unmittelbar vor einem Sequenziereinsatz unter sanften Bedingungen zu lösen, die es erlauben, die Opferschicht 19 beispielsweise in Anwesenheit von einer organischen Beschichtung (zum Beispiel eine Monolayer) auf Teilen des Bauteils selektiv zu entfernen.
Um beispielsweise definierte Tunnelbedingungen zu haben, sind (1) gleiche Abstände entlang des Sequenzierkanals 17, beispielsweise entlang eines Nanoschlitzes, für mehrfache Tunnelmessungen (Analyt 30 hat unterschiedliche Orientierungen zwischen den beispielhaften Elektroden 12, 14) erforderlich, (2) keine Legierungsbildung von zB Gold (Au)/Germanium (Ge) am Interface zum Edelmetall unter Niedertemperaturbedingungen (<300°C), beispielsweise bei einem CVD- oder ALD-Prozess als chemischen Beschichtungsprozess (Gold (Au)/Chrom (Cr) beispielsweise würde legieren), (3) schnelles Entfernen, beispielsweise Ätzen, von einer ultradünnen Opferschicht 19 (vorzugsweise kleiner als 10 Nanometer) mit geringeren Abhängigkeiten von Lösungseigenschaften von Metallen in beispielsweise einer Ätzlösung (Oxide können einfacher geätzt werden).
ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Zitierte Patentliteratur

US 6869764 B2 [0056]
WO 2013/100949 A1 [0061]

Zitierte Nicht-Patentliteratur

Lemay et al. (2013) (S.G. Lemay, S. Kang, K. Mathwig, P.S. Singh: Single-Molecule Electrochemistry: Present Status and Outlook, Accounts of Chemical Research, 2013, 46: 2, pp. 369–377) [0004]
(K. Mathwig, S.G. Lemay: Pushing the Limits of Electrical Detection of Ultralow Flows in Nanofluidic Channels, Micromachines 2013, 4: pp. 138–148) [0004]
Goluch et al. (2009) [0004]
(E.D. Goluch, B. Wolfrum, P.S. Singh, M.A.G. Zevenbergen, S.G. Lemay: Redox Recycling in nanofluidic Channels using Interdigitated Electrodes, Anal. Bioanal. Chem. 2009, 394: 447–456) [0004]
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Bewig & Zisman (1966) (K. W. Bewig, W. A. Zisman: The Wetting of Gold and Platinum by Water, J. Phys. Chem. 1966, 69: 13, pp. 4238–4242) [0007]
Lemay et al. (2013) (S. G. Lemay, S. Kang, K. Mathwig, P. S. Singh: Single-Molecule Electrochemistry: Present Status and Outlook, Accounts of Chemical Research, 2013, 46: 2, pp. 369–377) [0039]
R. L. Puurunen: „Surface Chemistry of Atomic Layer Deposition: a Case Study for the Trimethylaluminium/Water Process“, Journal of Applied Science 2005, 97 (12) 121301/1–55 [0044]
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G. Bashford, D. Lamb, D. Grone, B. Eckles, K. Kornelsen, L. Middendorf, J. Williams, „Automated bead-trapping apparatus and control system for singlemolecule DNA sequencing”, Optics Express 2008, 16 (5): 3445–3455 [0055]
M. Zwolak: „Colloquim: Physical Approaches to DNA Sequencing and Detection“, Reviews of Modern Physics 30: 141–165; insbesondere Seiten 155–161 [0061]

Claims

Verfahren zum Herstellen einer Elektrodenanordnung (10) mit einer ersten Elektrode (12) zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls (32), umfassend die Schritte: – Bereitstellen der ersten Elektrode (12) und eines der ersten Elektrode (12) gegenüberliegenden Bauteils (14), wobei eine Oberfläche (O) der ersten Elektrode (12) und eine Oberfläche (O) des Bauteils (14) einen einen Zwischenraum bildenden Sequenzierkanal (17), der einen ersten Sequenzierbereich als Eintrittsbereich (20) mit einem weiteren Sequenzierbereich als Austrittsbereich (22) verbindet, begrenzen, und – Anordnen einer Opferschicht (19) auf der den Sequenzierkanal (17) bildenden Oberfläche (O) der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14), dadurch gekennzeichnet, dass das Anordnen der Opferschicht (19) durch ein chemisches Beschichten der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14) mittels einer chemischen Reaktion mit mindestens zwei Reaktanten erfolgt.
Verfahren nach Anspruch 1, wobei das Anordnen der Opferschicht (19) durch ein chemisches Beschichten der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14) mit einem Metalloxid, insbesondere ein Oxid eines Übergangsmetalls oder ein Halbmetalls, erfolgt.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei das Anordnen der Opferschicht (19) das Beschichten einer oder beider Oberflächen (O) mit einer Titanoxidschicht, Zinkoxidschicht, Aluminiumoxidschicht, Germaniumoxidschicht oder Siliziumoxidschicht umfasst.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei das der ersten Elektrode (12) gegenüberliegenden Bauteil (14) eine weitere Elektrode umfasst.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei das Anordnen der Opferschicht (19) ein chemisches Gasphasenabscheiden umfasst, insbesondere ein Atomlagenabscheiden.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, gekennzeichnet durch – zumindest teilweises Entfernen der Opferschicht (19) durch Ätzen.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, gekennzeichnet durch – Anordnen einer organischen Schicht auf der den Sequenzierkanal (17) bildenden Oberfläche (O) der ersten Elektrode (12) und/oder des Bauteils (14) vor dem Anordnen der Opferschicht (19).
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Oberflächen (O) der ersten Elektrode (12) und des Bauteils (14) so angeordnet werden, dass sie innerhalb eines Toleranzbereichs von 0,1 Nanometer bis fünf Nanometer gleiche Abstände voneinander entlang des Sequenzierkanals (17) aufweisen.
Elektronenanordnung (10), die durch ein Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8 hergestellt ist.
Sequenziervorrichtung (1) zum Sequenzieren eines biologischen Makromoleküls (32), umfassend mindestens eine Elektronenanordnung (10), die durch ein Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8 hergestellt ist.