DE102010060923A1 - Vorrichtung zur Abgabe von Pheromonen und dessen Verwendung - Google Patents

Abstract

Die Erfindung betrifft eine Vorrichtung zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen aus einer Kautschukmatrix, in die ein Trägermaterial, das mit Pheromonen beladen ist, eingearbeitet ist, wobei die Beladungsmenge aller Pheromone in Bezug auf die Gesamtmenge aus Trägermaterial und Pheromon 20 bis 60 Gew.-% beträgt. Ferner betrifft die Erfindung einen Verbund aus mehreren dieser Vorrichtungen zum Anlocken von schädigenden Insekten sowie die Verwendung der Vorrichtung in Fallen zur Arretierung von schädigenden Insekten. Für eine gleichmäßige Abgabe von Pheromonen über einen möglichst langen Zeitraum beträgt das Massenverhältnis von Kautschukmatrix zu Trägermaterial mit Pheromon 1:0,1 bis 1:0,18.

Description

• Die Erfindung betrifft eine Vorrichtung zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen aus einer Kautschukmatrix, in die ein Trägermaterial, das mit Pheromonen beladen ist, eingearbeitet ist, wobei die Beladungsmenge aller Pheromone in Bezug auf die Gesamtmenge aus Trägermaterial und Pheromon 20 bis 60 Gew.-% beträgt. Ferner betrifft die Erfindung einen Verbund aus mehreren dieser Vorrichtungen zum Anlocken von schädigenden Insekten sowie die Verwendung der Vorrichtung in Fallen zur Arretierung von schädigenden Insekten.
• Pheromone als Mittel zur Bekämpfung von Insekten sind seit Jahren bekannt. Sie werden z. B. im Waldschutz im Rahmen der integrierten Bekämpfung von Schädlingen, bevorzugt von Borkenkäfern, eingesetzt (s. z. B. DE 2800479 C2 , EP 390074 B1 ). Die Pheromone als Lockstoffe sind optimal wirksam, wenn sie aus den Dispensern in den Insektenfallen in der für das entsprechende Insekt passenden Zusammensetzung gleichmäßig abgegeben werden. Die Abgabedauer wird dabei wesentlich von den klimatischen Verhältnissen des Standortes beeinflusst.
• Bekannte Ausgestaltungen von Pheromondispensern bestehen in Folienbeuteln aus Polyethylen, in denen sich ein saugfähiger, zelluloseartiger Stoff befindet, der mit Pheromon getränkt ist. Außerdem sind auch Hohlkammerdispenser aus thermoplastischen Kunststoffen mit speziellen Wandstärken bekannt, bei denen durch die Permeabilität der Kunststoffe die Pheromone durch die Behälterwände diffundieren (s. z. B. EP 273 197 A1 ). Der zelluloseartige Stoff und die Hohlkammern können nur eine begrenzte Menge an Pheromon aufnehmen und weisen daher eine begrenzte Wirkdauer auf. Außerdem hat sich herausgestellt, dass eine höhere Befüllung derartiger Dispenser mit Pheromon nicht zu einer verlängerten Wirkdauer, sondern eher zu einer erhöhten Abgabemenge pro Tag führt.
• Eine gleichmäßige Abgabe von Pheromonen über einen möglichst langen Zeitraum ist damit nicht in jedem Fall gegeben. Zudem bewirkt eine unzureichende und/oder ungleichmäßige Abgabe von Pheromonen bzw. deren Komponenten im Extremfall zwar noch, dass die Insekten angelockt werden, jedoch nicht mehr in Fallen arretiert werden können.
• In der WO 2006/037546 A1 werden Pheromondispenser beschrieben, bei denen in eine Matrix aus einem Polymerwerkstoff, wie beispielsweise Kautschuk, ein Trägermaterial, das mit Pheromon beladen ist, eingearbeitet ist. Bei dem Trägermaterial kann es sich um ein Molekularsieb oder ein Silica-Gel handeln, wobei die Beladungsmenge aller Pheromone in Bezug auf die Gesamtmenge aus Trägermaterial und Pheromon 20 bis 60 Gew.-% beträgt. Auch dieses Trägermaterial ist in seiner Beladungsmenge mit Pheromonen begrenzt. Als Massenverhältnis von Matrix (Kautschukmatrix) zur Summe der Trägermaterial/Pheromon-Addukte werden Werte von 1:0,5 bis 1:3 angegeben. Es hat sich gezeigt, dass bei diesen Verhältnissen eine optimale gleichmäßige Pheromonabgabe über eine möglichst langen Zeitraum nicht in jedem Fall gegeben ist.
• Der Erfindung liegt die Aufgabe zu Grunde, eine Vorrichtung zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen bereitzustellen, die auch unter ungünstigen klimatischen Verhältnissen unter Beachtung von ökonomischen Gesichtspunkten über einen möglichst langen Zeitraum eine gleichmäßige Abgabe von Pheromonen aufweist.
• Gelöst wird diese Aufgabe erfindungsgemäß dadurch, dass das Massenverhältnis von Kautschukmatrix zu Trägermaterial mit Pheromon 1:0,1 bis 1:0,18 beträgt.
• Es wurde überraschenderweise gefunden, dass bereits diese geringe Menge an Pheromon auf dem Trägermaterial eingearbeitet in eine Kautschukmatrix eine längere Fangdauer aufweist als Folienbeutel- oder Hohlkammer-Dispenser. Insbesondere ermöglicht die erfindungsgemäße Vorrichtung auch unter ungünstigen Klimaverhältnissen, wie wechselnden Temperatur- und Lichtbedingungen, eine zuverlässige Kontrolle und Arretierung von Insekten.
• Gemäß einer bevorzugten Weiterbildung der Erfindung basiert die Kautschukmatrix auf zumindest einem Kautschuk mit einer Mooney-Viskosität von 45 bis 90 ML₁₊₄(100°C). Es kommen z. B. Nitril- oder Naturkautschuk in Frage. Die Matrix weist dadurch eine Klebrigkeit auf, die es ermöglicht, mehrere Vorrichtungen der vorgenannten Art zu einem Verbund zusammen zu kleben. Es gelingt so, durch die Kombination mehrerer Vorrichtungen die Wirkintensität und -dauer auf einfache Art und Weise signifikant zu beeinflussen. Außerdem können so mehrere Vorrichtungen, die mit unterschiedlichen Pheromonen beladen sind, zu einem Dispenser verbunden werden. Eine derartige vergleichbar einfache Variation und Kombination von Pheromonen in einem einzigen Verbund als Dispenser ist bisher noch nicht realisiert worden.
• Um die Klebrigkeit der Kautschukmatrix gezielt einzustellen, basiert die Kautschukmatrix auf zumindest zwei verschiedenen Kautschuken mit unterschiedlichen Mooney-Viskositäten. So ist es beispielsweise möglich zwei Kautschuke zu verwenden, wobei der erste eine Mooney-Viskosität von 45 ML₁₊₄(100°C) und der zweite eine Mooney-Viskosität von 90 ML₁₊₄(100°C) aufweist. Für stark klebende Systeme werden dann der Kautschuk mit der Mooney-Viskosität von 45 ML₁₊₄(100°C) und der Kautschuk mit der Mooney-Viskosität von 90 beispielsweise im Verhältnis von 3:1 eingesetzt. Für weniger stark klebende Vorrichtungen kann das Verhältnis umgekehrt werden.
• Die Vorrichtung zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen kann bis zu 25 Gew.-% zumindest eines inerten hellen Füllstoffes enthalten. Damit lassen sich die Festigkeit und die Klebrigkeit der Vorrichtung steuern. Bei dem inerten hellen Füllstoff kann es sich beispielsweise um gefällte Kieselsäure (amorphes SiO₂), Kreide (CaCO₃) oder Talkum (Magnesiumsilikat) handeln.
• Die Mooney-Viskosität und damit die Klebrigkeit der Kautschukmatrix kann gemäß einer vorteilhaften Weiterbildung der Erfindung auch über die Vernetzung der Kautschukmatrix gesteuert werden. So kann z. B. zur Reduzierung der Klebrigkeit bzw. Erhöhung der Festigkeit ein vernetzendes Harzsystem wie Vulkadur^® A eingesetzt werden.
• Die Kautschukmatrix kann außerdem weitere Zuschlagstoffe wie Trockenmittel (Molekularsiebe, Calciumoxid) oder Weißpigmente (Titandioxid in Rutil- oder Anatasmodifikation) enthalten.
• Die genannten Zuschlagstoffe der Kautschukmatrix beeinträchtigen überraschenderweise die kontinuierliche Freigabe der Pheromone aus der Vorrichtung nicht.
• Als Trägermaterial für das Pheromon können z. B. Silica-Gele (Kieselgele) eingesetzt werden. Bevorzug ist der Einsatz von Molekularsieben als Trägermaterial. Diese haben sich hinsichtlich der Aufnahme und späteren Abgabe der Pheromone als besonders effektiv herausgestellt. Ihre Wirkweise beruht vermutlich darauf, dass die Pheromone gleichmäßig im Verlauf der Fangdauer im Molekularsieb durch Wassermoleküle ausgetauscht werden.
• Als besonders geeignete Molekularsiebe haben sich solche mit der allgemeinen Formel M_2/nO·Al₂O₃·xSiO₂·yH₂O mit M = Alkali-, Erdalkali-Ionen, n = Kationenwertigkeit, x = 1,8 bis 12, y = 0 bis 300 herausgestellt. Typische Porenweiten von Molekularsieben sind 3, 4, 5, 10 und 13 Angstrom, wobei eine Porenweite von 5 bis 15 Angstrom, speziell 8 bis 3 Angstrom, bevorzugt ist. Die Molekularsiebe können in Kugelform oder in Pulverform eingesetzt werden, wobei die Pulverform bevorzugt ist.
• Gemäß einer vorteilhaften Weiterbildung der Erfindung weist die Kautschukmatrix bis zu 10 Gew.-% zumindest eines Indikators auf Trocknungsmittel auf, der nach Aufnahme von Wassermolekülen einen Farbumschlag zeigt. Dadurch wird es möglich, den Verlauf der Pheromonfreisetzung und insbesondere das Ende der Abgabe von außen sichtbar zu machen. Die Farbindikatoren zeigen dabei zunächst eine Farbänderung an der Oberfläche und im weiteren Verlauf einen Farbumschlag in der gesamten Vorrichtung an. Der Abgabestatus an Pheromon wird dadurch von außen gut sichtbar. Dies bewahrt den Anwender vor einem unnötigen zu frühen Austausch und damit unnötigen Kosten. Als Indikatoren können übliche Farbindikatoren, die auf Wasser reagieren, eingesetzt werden, beispielsweise CuSO₄ wasserfrei, Co(II)Cl₂, NH₄Fe(SO₄)₂. Diese sind auf ein Trocknungsmittel, wie Kieselgel, aufgebracht.
• Für eine optimale Pheromonfreisetzung, insbesondere bei Pheromonen für schädigende Insekten, hat es sich als vorteilhaft erwiesen, wenn die Materialdichte der erfindungsgemäßen Vorrichtung zwischen 0,95 und 1,40 g/cm³ liegt.
• Vorzugsweise werden durch das in der erfindungsgemäßen Vorrichtung vorhandene Pheromon bzw. die vorhandenen Pheromone schädigende Insekten angelockt. Diese können dann in geeigneten Fangeinrichtungen arretiert werden und ermöglichen so eine umweltfreundliche Bekämpfung von Schadinsekten.
• Geeignete Pheromone sind beispielsweise bekannt aus T. D. Wyatt, „Pheromones and Animal Behaviour: Communication by Smell and Taste" Cambridge 2003: Cambridge University Press. Beispiele für Pheromone umfassn flüchtige Alkanole und Alkenole mit 5 bis 10 C-Atomen, Alkanone mit 6 bis 10 C-Atomen, 1,7-Dioxaspirononan, 3- oder 4-Hydroxy-1,7-dioxaspiroundecan, Benzylalkohol, Z(9)Tricosene (Muscalure), Heneicosene, Diacetyl, Alkansäuren mit 5 bis 10 C-Atomen, wie Caprylsäure, Laurylsäure, α-Pinen, Methyleugenol, Ethyldodecanoat, tert-Butyl 4-(oder 5-)chloro-2-ethylcyclohexancarboxylat, Mycrenon, Cucurbitacin, Trimedlure (kommerziell erhältlich als Capilure^®), und (E, E)-8,10-Dodecadien-1-ol(Codlemone), cis-Verbenol, Ipsdienol, 2-Methylbut-3-en-2-ol. Mischungen von Pheromonen sind ebenfalls geeignet.
• Die erfindungsgemäßen Vorrichtungen aus Kautschukmatrix mit Trägermaterial, welches mit Pheromonen beladen ist, können in ihrer Form unterschiedlich ausgebildet sein. So können sie beispielsweise die Form von Kugeln haben. Vorzugsweise sind die Vorrichtungen jedoch in Form von Platten einer Stärke von 0,5 bis 2 cm und Kantenlängen von 2 bis 15 cm ausgebildet. Diese lassen sich gut untereinander verbinden und können einfach in geeigneten Fangeinrichtungen platziert werden.
• Die erfindungsgemäßen Vorrichtungen zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen mit einer Kautschukmatrix, die zumindest auf einem Kautschuk mit einer Mooney-Viskosität von 45 bis 90 ML₁₊₄(100°C) basiert, können in vorteilhafter Weise zu einem Verbund zusammengeführt werden. Dadurch, dass die Kautschukmatrix eine Klebrigkeit aufweist, ist eine Anpassung des Oberflächen/Volumenverhältnisses über ein Aneinanderkleben (Huckepack) von mehreren Vorrichtungen, insbesondere in Plattenform, möglich. Dadurch kann eine variable Wirkdauer einfach eingestellt werden. Es ist auch möglich, Vorrichtungen, die mit unterschiedlichen Pheromonen beladen sind, zu kombinieren. Der Verbund stellt eine sehr einfach und praktisch gut umsetzbare Lösung zu einer mannigfaltigen Variation und Kombination von Pheromonen in einem Verbund zur Verfügung.
• Sowohl die erfindungsgemäßen Vorrichtungen als auch der Verbund aus mehreren Vorrichtungen wird vorzugsweise in Fallen zur Arretierung von schädigenden Insekten eingesetzt.
  Der Begriff schädigende Insekten (auch Schadinsekten genannt) umfasst erfindungsgemäß neben Insekten im eigentlichen Sinne auch schädliche, insbesondere als Vektor für die Übertragung von Krankheiten verantwortliche Spinnentiere (Arachnida).
• Beispiele für Schadinsekten sind Insekten (Insecta) aus den Ordnungen Diptera, Siphonaptera, Blattaria, Blattodea, Dermaptera, Hemiptera, Hymenoptera, Orthoptera, Isoptera, Thysanura, Phthiaraptera, Araneida, Lepidoptera, Coleoptera und Acarina, sowie den Klassen Chilopoda und Diplopoda. Bevorzugt sind Schadinsekten der Ordnung Diptera, Hemiptera, Hymenoptera, Acarina, Lepidoptera, Coleoptera und Siphonaptera. Ganz besonders bevorzugt sind Schadinsekten der Ordnung Lepidoptera und Coleoptera.
• Beispiele für Schadinsekten sind:
  Insekten der Ordnung Lepidoptera, wie Agrotis ypsilon, Agrotis segetum, Alabama argillacea, Anticarsia gemmatalis, Argyresthia conjugella, Autographa gamma, Bupalus piniarius, Cacoecia murinana, Cameraria ohridella, Capua reticulana, Cheimatobia brumata, Choristoneura fumiferana, Choristoneura occidentalis, Cirphis unipuncta, Cydia pomonella, Dendrolimus pini, Diaphania nitidalis, Diatraea grandiosella, Earias insulana, Elasmopalpus lignosellus, Estigmene acrea, Eupoecilia ambiguella, Evetria bouliana, Feltia subterranea, Galleria mellonella, Grapholitha funebrana, Grapholitha molesta, Heliothis armigera, Heliothis virescens, Heliothis zea, Hellula undalis, Hibernia defoliaria, Hyphantria cunea, Hyponomeuta malinellus, Keiferia lycopersicella, Lambdina fiscellaria, Laphygma exigua, Leucoptera coffeella, Leucoptera scitella, Lithocolletis blancardella, Lobesia botrana, Loxostege sticticalis, Lymantria dispar, Lymantria monacha, Lyonetia clerkella, Malacosoma neustria, Mamestra brassicae, Orgyid pseudotsugata, Ostrinia nubilalis, Panolis flammea, Pectinophora gossypiella, Peridroma saucia, Phalera bucephala, Phthorimaea operculella, Phyllocnistis citrella, Pieris brassicae, Plathypena scabra, Plutella xylostella, Pseudoplusia includens, Rhyacionia frustrana, Scrobipalpula absoluta, Sitotroga cerealella, Sparganothis pilleriana, Spodoptera frugiperda, Spodoptera littoralis, Spodoptera litura, Thaumatopoea pityocampa, Thaumatopoea processionea; Tortrix viridana, Trichoplusia ni und Zeiraphera canadensis.
• Käfer (Coleoptera), wie Agrilus sinuatus, Agrilus viridis, Agrilus bigutattus, Agrilus planipennis, Agriotes lineatus, Agriotes obscurus, Amphimallus solstitialis, Anisandrus dispar, Anoplophora glabripennis, Anoplphora chinensis, Anoplpophora sp.., Anthonomus grandis, Anthonomus pomorum, Aphthona euphoridae, Athous haemorrhoidalis, Atomaria linearis, Blastophagus piniperda, Blitophaga undata, Bruchus rufimanus, Bruchus pisorum, Bruchus lentis, Byctiscus betulae, Cassida nebulosa, Cerotoma trifurcata, Cetonia aurata, Ceuthorrhynchus assimilis, Ceuthorrhynchus napi, Chaetocnema tibialis, Conoderus vespertinus, Crioceris asparagi, Ctenicera ssp., Diabrotica longicornis, Diabrotica semipunctata, Diabrotica 12-punctata Diabrotica speciosa, Diabrotica virgifera, Epilachna varivestis, Epitrix hirtipennis, Eutinobothrus brasiliensis, Hylobius abietis, Hypera brunneipennis, Hypera postica, Ips typographus, Lema bilineata, Lema melanopus, Leptinotarsa decemlineata, Limonius californicus, Lissorhoptrus oryzophilus, Melanotus communis, Meligethes aeneus, Melolontha hippocastani, Melolontha melolontha, Oulema oryzae, Ortiorrhynchus sulcatus, Otiorrhynchus ovatus, Phaedon cochleariae, Phyllobius pyri, Phyllotreta chrysocephala, Phyllophaga sp., Phyllopertha horticola, Phyllotreta nemorum, Phyllotreta striolata, Popillia japonica, Sitona lineatus und Sitophilus granaria,
  Fliegen, Moskitos (Diptera), wie Aedes aegypti, Aedes albopictus, Aedes vexans, Anastrepha ludens, Anopheles maculipennis, Anopheles crucians, Anopheles albimanus, Anopheles gambiae, Anopheles freeborni, Anopheles leucosphyrus, Anopheles minimus, Anopheles quadrimaculatus, Calliphora vicina, Ceratitis capitata, Chrysomya bezziana, Chrysomya hominivorax, Chrysomya macellaria, Chrysops discalis, Chrysops silacea, Chrysops atlanticus, Cochliomyia hominivorax, Contarinia sorghicola Cordylobia anthropophaga, Culicoides furens, Culex pipiens, Culex nigripalpus, Culex quinquefasciatus, Culex tarsalis, Culiseta inornata, Culiseta melanura, Dacus cucurbitae, Dacus oleae, Dasineura brassicae, Delia antique, Delia coarctata, Delia platura, Delia radicum, Dermatobia hominis, Fannia canicularis, Geomyza Tripunctata, Gasterophilus intestinalis, Glossina morsitans, Glossina palpalis, Glossina fuscipes, Glossina tachinoides, Haematobia irritans, Haplodiplosis equestris, Hippelates spp., Hylemyia platura, Hypoderma lineata, Leptoconops torrens, Liriomyza sativae, Liriomyza trifolii, Lucilia caprina, Lucilia cuprina, Lucilia sericata, Lycoria pectoralis, Mansonia titillanus, Mayetiola destructor, Musca domestica, Muscina stabulans, Oestrus ovis, Opomyza florum, Oscinella frit, Pegomya hysocyami, Phorbia antiqua, Phorbia brassicae, Phorbia coarctata, Phlebotomus argentipes, Psorophora columbiae, Psila rosae, Psorophora discolor, Prosimulium mixtum, Rhagoletis cerasi, Rhagoletis pomonella, Sarcophaga haemorrhoidalis, Sarcophaga sp., Simulium vittatum, Stomoxys calcitrans, Tabanus bovinus, Tabanus atratus, Tabanus lineola, und Tabanus similis, Tipula oleracea, und Tipula paludosa
  Fransenflüger (Thysanoptera), wie Dichromothrips corbetti, Dichromothrips ssp, Frankliniella fusca, Frankliniella occidentalis, Frankliniella tritici, Scirtothrips citri, Thrips oryzae, Thrips palmi und Thrips tabaci,
  Termiten (Isoptera), wie Calotermes flavicollis, Leucotermes flavipes, Heterotermes aureus, Reticulitermes flavipes, Reticulitermes virginicus, Reticulitermes lucifugus, Termes natalensis, and Coptotermes formosanus,
  Schaben (Blattaria – Blattodea), wie. Blattella germanica, Blattella asahinae, Periplaneta americana, Periplaneta japonica, Periplaneta brunnea, Periplaneta fuligginosa, Periplaneta australasiae, und Blatta orientalis;
  echte Käfer (Hemiptera einschließlich Homoptera), wie Acrosternum hilare, Blissus leucopterus, Cyrtopeltis notatus, Dysdercus cingulatus, Dysdercus intermedius, Eurygaster integriceps, Euschistus impictiventris, Leptoglossus phyllopus, Lygus lineolaris, Lygus pratensis, Nezara viridula, Piesma quadrata, Solubea insularis, Thyanta perditor, Acyrthosiphon onobrychis, Adelges laricis, Aphidula nasturtii, Aphis fabae, Aphis forbesi, Aphis pomi, Aphis gossypii, Aphis grossulariae, Aphis schneideri, Aphis spiraecola, Aphis sambuci, Acyrthosiphon pisum, Aulacorthum solani, Bemisia argentifolii, Brachycaudus cardui, Brachycaudus helichrysi, Brachycaudus persicae, Brachycaudus prunicola, Brevicoryne brassicae, Capitophorus horni, Cerosipha gossypii, Chaetosiphon fragaefolii, Cryptomyzus ribis, Dreyfusia nordmannianae, Dreyfusia piceae, Dysaphis radicola, Dysaulacorthum pseudosolani, Dysaphis plantaginea, Dysaphis pyri, Empoasca fabae, Hyalopterus pruni, Hyperomyzus lactucae, Macrosiphum avenae, Macrosiphum euphorbiae, Macrosiphon rosae, Megoura viciae, Melanaphis pyrarius, Metopolophium dirhodum, Myzus persicae, Myzus ascalonicus, Myzus cerasi, Myzus varians, Nasonovia ribis-nigri, Nilaparvata lugens, Pemphigus bursarius, Perkinsiella saccharicida, Phorodon humuli, Psylla mali, Psylla pin, Rhopalomyzus ascalonicus, Rhopalosiphum maidis, Rhopalosiphum padi, Rhopalosiphum insertum, Sappaphis mala, Sappaphis mali, Schizaphis graminum, Schizoneura lanuginosa, Sitobion avenae, Trialeurodes vaporariorum, Toxoptera aurantiiand, Viteus vitifolii, Cimex lectularius, Cimex hemipterus, Reduvius senilis, Triatoma spp., und Arilus critatus.
• Ameisen, Bienen, Wespen, Pflanzenwespen (Hymenoptera), wie Athalia rosae, Atta cephalotes, Atta capiguara, Atta cephalotes, Atta laevigata, Atta robusta, Atta sexdens, Atta texana, Crematogaster spp., Hoplocampa minuta, Hoplocampa testudinea, Monomorium pharaonis, Solenopsis geminata, Solenopsis invicta, Solenopsis richteri, Solenopsis xyloni, Pogonomyrmex barbatus, Pogonomyrmex californicus, Pheidole megacephala, Dasymutilla occidentalis, Bombus spp. Vespula squamosa, Paravespula vulgaris, Paravespula pennsylvanica, Paravespula germanica, Dolichovespula maculata, Vespa crabro, Polistes rubiginosa, Camponotus floridanus, und Linepithema humile, Grillen, Grashüpfer, Heuschrecken (Orthoptera), wie Acheta domestica, Gryllotalpa gryllotalpa, Locusta migratoria, Melanoplus bivittatus, Melanoplus femurrubrum, Melanoplus mexicanus, Melanoplus sanguinipes, Melanoplus spretus, Nomadacris septemfasciata, Schistocerca americana, Schistocerca gregaria, Dociostaurus maroccanus, Tachycines asynamorus, Oedaleus senegalensis, Zonozerus variegatus, Hieroglyphus daganensis, Kraussaria angulifera, Calliptamus italicus, Chortoicetes terminifera, und Locustana pardalina,
  Arachnoidea, wie arachnids (Acarina), beispielsweise die Familien Argasidae, Ixodidae und Sarcoptidae, wie Amblyomma americanum, Amblyomma variegatum, Ambryomma maculatum, Argas persicus, Boophilus annulatus, Boophilus decoloratus, Boophilus microplus, Dermacentor silvarum, Dermacentor andersoni, Dermacentor variabilis, Hyalomma truncatum, Ixodes ricinus, Ixodes rubicundus, Ixodes scapularis, Ixodes holocyclus, Ixodes pacificus, Ornithodorus moubata, Ornithodorus hermsi, Ornithodorus turicata, Ornithonyssus bacoti, Otobius megnini, Dermanyssus gallinae, Psoroptes ovis, Rhipicephalus sanguineus, Rhipicephalus appendiculatus, Rhipicephalus evertsi, Sarcoptes scabiei, und Eriophyidae spp. wie Aculus schlechtendali, Phyllocoptrata oleivora and Eriophyes sheldoni; Tarsonemidae spp. wie Phytonemus pallidus und Polyphagotarsonemus latus; Tenuipalpidae spp. wie Brevipalpus phoenicis; Tetranychidae spp. wie Tetranychus cinnabarinus, Tetranychus kanzawai, Tetranychus pacificus, Tetranychus telarius und Tetranychus urticae, Panonychus ulmi, Panonychus citri, und Oligonychus pratensis; Araneida, e. g. Latrodectus mactans, und Loxosceles reclusa, Flöhe (Siphonaptera), wie Ctenocephalides felis, Ctenocephalides canis, Xenopsylla cheopis, Pulex irritans, Tunga penetrans, und Nosopsyllus fasciatus,
  Silberfische, Ofenfischchen (Thysanura), wie Lepisma saccharina und Thermobia domestica,
  Hundertfüßer (Chilopoda), wie Scutigera coleoptrata,
  Tausendfüßer (Diplopoda), wie Narceus spp.,
  Ohrenkriecher (Dermaptera), wie forficula auricularia,
  Läuse (Phthiraptera), wie Pediculus humanus capitis, Pediculus humanus corporis, Pthirus pubis, Haematopinus eurysternus, Haematopinus suis, Linognathus vituli, Bovicola bovis, Menopon gallinae, Menacanthus stramineus and Solenopotes capillatus,
  Nematoden wie Heterodera glycines, H. avenae, H. schachtii, H. trifolii, H. gottingiana, H. cajani, H. zeae, Globodera rostochiensis, G. pallida, G. tabacum., Meloidogyne arenaria, M. incognita, M. javanica, M. hapla, M. chitwoodi, Dilylenchus destructor, D. dipsaci, D. angustus, Anguina tritici, A. agrostis, Afrina/Anguina wevelli, Prarylenchus penetrans, P. brachyurus, P. coffeae, P. zeae, P. goodeyi, P. thornei, P. vulnus, Radopholus similis, Hirschmanniella oryzae, H. mucronata, H. spinicauda, Hoplolaimus columbus, H. seinhorsti, H. indicus, Rotylenchulus reniformis, Tylenchulus semipenetrans, Helicotylenchus multicinctus, H. multicinctus, H. mucronatus, H. dihystera, H. pseudorobustus, Criconemella C. xenoplax axestis, C. spharocephalum.
• In einer bevorzugten Ausführungsform sind Schadinsekten der Ordnung Lepidoptera solche der Familie Gracillariidae, speziell die Unterfamilien Thaumetopoeinae, Cossinae, Zeuzerinae, Larentinae, Ennominae. Besonders bevorzugte Schadinsekten der Ordnung Lepidoptera sind Eichenprozessionsspinner (Thaumetopoea processionea), Pinienprozessionsspinner (Thaumetopoea pityocampa), Weidenbohrer (Cossus cossus), Blausieb (Zeuzera pyrina), Schwammspinner (Lymantria dispar), Rosskastanienminiermotte (Cameraria ohridella), Eichenwickler (Tortrix viridana), Kleiner Frostspanner (Operophtera brumata), und Großer Frostspanner (Erannis defoliaria).
• In einer bevorzugten Ausführungsform sind Schadinsekten der Ordnung Coleoptera solche der Familie Curculionidae, Bupraestoidae, Cerambycidae, Scarabaeidae, und Hemiptera, speziell die Unterfamilien Scolytinae, Molytinae, Rhynchophorinae, Agrilinae; Buprestinae, Lamiinae, Melonthinae und Tinginae. Besonders bevorzugte Schadinsekten der Ordnung Coleoptera sind Buchdrucker (Ips typographus), Eichensplintkäfer (Scolytus intricatus), Große Ulmensplintkäfer (Scolytus scolytus), Kupferstecher (Pityogenes chalcographus), Riesenbastkäfer (Dentroctonus micans), Bergkiefernkäfer (Dendroctonus ponderosae), Großer Brauner Rüsselkäfer (Hylobius abietis), Grünrüssler (Phyllobius spec.), Palmenrüsselkäfer (Rhynchophorus ferrugineus), Buchenprachtkäfer (Agrilus viridis), Laubholzprachtkäfer (Agrilus spec.), Wellenbindiger Eichenprachtkäfer (Coraebus undatus), Pappelbock (Saperda spec.), Asiatischer Laubholzbockkäfer (Anoplophora glabripennis), Zitrusbockkäfer (Anopolophora chinensis), Eichenbock (Cerambyx cerdo), Bäckerbock (Monochamus galloprovincialis), Nadelholzböcke (Monochamus spec.), Waldmaikäfer (Melolontha hippocastani), Feldmaikäfer (Melolontha melolontha), Platanennetzwanze (Corythucha ciliata).
• Speziell bevorzugte Schadinsekten sind Buchdrucker (Ips typographus).
• Anhand von Ausführungsbeispielen soll die Erfindung näher erläutert werden, ohne auf diese Beispiele beschränkt zu sein.
• Vergleichsbeispiel A
• Als Vergleich wurde ein kommerziell erhältlicher Pheromondispenser eingesetzt (Pheroprax Ampulle, BASF SE). Diese Kunststoffampulle (verpackt in einer Aluminiumfolie) mit zwei Kammern enthält 3,0 g artspezifischen Lockstoff des Buchdruckers (Ips typographus) (3,56 Gew.-% cis-Verbenol, 0,36 Gew.-% Ipsdienol und 96,08 Gew.-% 2-Methylbut-3-en-2-ol). Die Wirkungsweise der Ampulle lässt sich mit der Funktion eines sehr feinporigen Schwammes vergleichen. Bei geöffneter Verpackung läuft folgender Vorgang ab: Das Kunststoffmaterial der Ampulle saugt die flüssigen Locksubstanzen auf und gibt diese in Abhängigkeit von der Umgebungstemperatur über die gesamte Ampullenoberfläche nach außen ab bis der Inhalt erschöpft ist.
• Herstellung der Vorrichtungen B bis D (erfindungsgemäß)
• Variante B
• Die Pheromonmischung zum Anlocken des Buchdruckers (3,56 Gew.-% cis-Verbenol, 0,36 Gew.-% Ipsdienol und 96,08 Gew.-% 2-Methylbut-3-en-2-ol) und ein Molekularsieb des Typs Sylosiv^® A10 (Porenweite 1 nm) der Firma W. R. Grace & Co., USA, wurden in einem Gewichtsverhältnis von 50:67 bei –40°C miteinander vermischt. 117 g dieses nun mit Pheromon beladenen Molekularsiebs wurden in einem Mischer mit 857,1 g Naturkautschuk (Crepe 1) mit einer Mooney-Viskosität von 70–90 ML₁₊₄(100°C) (Markenname oder Quelle), 25,7 g Titandioxid als Weißpigment, 17,1 g CaO als Trockenmittel und 25 g CuSO₄ (wasserfrei) als Farbindikator gemischt, extrudiert und zu Platten mit einem Gewicht von 52,1 g entsprechend einer Menge von 2,5 g Pheromonmischung pro Platte geschnitten. Die Platten sind nach der Herstellung und vor der Verwendung vor Feuchtigkeit und Pheromonverlust z. B. durch ein sofortiges Verpacken in Aluminiumfolie zu schützen.
• Die Tabelle 1 gibt die Zusammensetzung für die Vorrichtung B sowie mögliche Zusammensetzungen mit hohem oder niedrigem Füllstoffanteil und auch ohne Indikator wieder, wobei die Angaben in Gew.-% bezogen auf die gesamte Kautschukmischung angegeben sind. Die unterschiedlichen Füllgrade ermöglichen dabei die Einstellung unterschiedlicher Dichten. Tabelle 1

  Inhaltsstoffe	Mischung für Vorrichtung B [Gew.-%]	Mischung mit hohem Füllstoffanteil [Gew.-%]	Mischung mit niedrigem Füllstoffanteil [Gew.-%]
  Naturkautschuk	82,26	50,60	87,99
  Titandioxid	2,47	4,99	-
  Trockenmittela )	1,65	4,99	-
  Molekularsiebb )	6,43	6,69	6,88
  Pheromonmischungc)	4,80	4,99	5,13
  Farbindikatord)	2,40	4,99	-
  Kreide	-	22,46	-
  Dichte der Mischung [g/cm3]	1,001	1,292	0,956

  a) CaO
  b) Sylosiv^® A10 der Firma W. R. Grace & Co., USA
  c) Pheromonmischung zum Anlocken des Buchdruckers (3,56 Gew.-% cis-Verbenol, 0,36 Gew.-% Ipsdienol und 96,08 Gew.-% 2-Methylbut-3-en-2-ol)
  d) CuSO₄, wasserfrei
• Alternativ kann die Menge an Pheromon und Molekularsieb je Mischungsansatz auch erhöht, z. B. verdoppelt, werden, um bei gleicher Pheromonmenge ein geringeres Vorrichtungsgewicht zu erzielen.
• Varianten C und D
• Die Vorrichtungen aus Variante B wurden zweifach (Variante C) oder dreifach (Variante D) aufeinandergeklebt, so dass die Pheromonmenge je Verbund 5,0 g bzw. 7,5 g betrug.
• Mit dem Vergleichsdispenser A und den Vorrichtungen B bis D wurden die im Folgenden beschriebenen Freilandversuche durchgeführt:
• Biologische Testung an Standort A
• Die biologische Testung wurde im Revier Heimburg im Harz (ein Mittelgebirge in Deutschland, 480 m über Meereshöhe) an 80–90 Jahre alten Fichten durchgeführt. Der Standort war gekennzeichnet durch starke Windwürfe und Brüche durch den Sturm "Kyrill" vom 18./19. Januar 2007. Der Vergleichsdispenser A und den Vorrichtungen B bis D wurden am 26. April 2007 als Köder in Theyson-Schlitzfallen ausgehängt und vom 9. Mai bis 6. September 2007 ausgewertet. An neun verschiedenen Terminen wurde die Anzahl Buckdrucker in den Fallen ausgezählt (Tabelle 2). Tabelle 2: Anzahl der Buchdrucker in den Fallen

  Köder	9.5.	22.5.	11.6.	26.6.	10.7.	26.7.	8.8.	24.8.	6.9.	Summe	relativ
  A	3334	10481	5925	1666	55	71	17	0	0	21549	100%
  B	5670	9555	6220	500	85	256	43	0	0	22329	104%
  C	6552	10518	7407	1740	125	605	203	178	7	27335	127%
  D	5964	8962	7148	1703	96	1026	426	180	53	25558	119%

• In Tabelle 2 wurden die Gesamtsummen über alle neun Zählungen der gefangenen Buckdrucker gebildet, wobei die Summe für Variante A auf 100% gesetzt wurde. Der Vergleich von A (3,0 g Pheromon) und B (2,5 g Pheromon) zeigte, dass die Pheromonabgabe bei B trotz geringerer Pheromonmenge über einen längeren Zeitraum erfolgt. Insbesondere in der zweiten Hälfte der Anwendung zeichnen sich die erfindungsgemäßen Varianten B bis D durch eine deutlich höhere Fängigkeit aus, so wurden beispielsweise im Zeitraum vom 10.07. bis zum 06.09. durch die herkömmliche Pheromonampulle nur noch 143 Buchdrucker arretiert, während durch die erfindungsgemäßen Vorrichtungen mit 2,5 g Pheromonen noch 384 Buchdrucker, mit 5 g Pheromonen 1118 Buchdrucker und mit 7,5 g Pheromonen sogar 1781 Buchdrucker arretiert wurden.
• Varianten C und D zeigten, dass durch Kombination von zwei oder drei einzelnen Vorrichtungen eine noch längere Wirkungsdauer erreicht werden kann. Während der handelsübliche Dispenser A während der Saison alle 6–8 Wochen gewechselt werden sollten, war mit den erfindungsgemäßen Vorrichtungen eine einzige Anwendung pro Saison ausreichend.
• Biologische Testung an Standort B
• Die biologische Testung wurde im Revier Blankenburg im Harz (ein Mittelgebirge in Deutschland, 400 m über Meereshöhe) an 80–90 Jahre alten Fichten durchgeführt. Der Standort war gekennzeichnet durch starke Windwürfe und Brüche durch den Sturm "Kyrill" vom 18./19. Januar 2007. Die Durchführung wurde analog der Testung am Standort A mit den Varianten B bis D durchgeführt. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3 zusammengefasst. Tabelle 3: Anzahl der Buchdrucker in den Fallen

  Köder	9.5.	22.5.	11.6.	26.6.	10.7.	26.7.	8.8.	24.8.	6.9.	Summe	relativ
  B	3528	7333	3330	925	126	179	35	0	0	15456	100%
  C	2898	7111	5550	1666	176	367	52	41	8	17869	115%
  D	1386	8555	7185	2037	140	999	154	87	46	20589	133%

• Es wurde gezeigt, dass sich durch das Aneinanderkleben der einfachen Vorrichtung B mit jeweils 2,5 g Lockstoff zu zwei (C) oder drei (D) Lagen die Fängigkeit und Wirkungsdauer steuern lassen.
• Auch über den gesamten Zeitraum wurden im Vergleich zum einfachen Variante B (100%) beim Verbund C aus zwei einfachen Vorrichtungen 115% und beim dreifachen Verbund D 133% arretiert. Das sog. Huckepack-System steigerte also gegenüber der einfachen Variante B sowohl die Fängigkeit insgesamt als auch die Wirkungsdauer ab Juni-September.
• ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
• Diese Liste der vom Anmelder aufgeführten Dokumente wurde automatisiert erzeugt und ist ausschließlich zur besseren Information des Lesers aufgenommen. Die Liste ist nicht Bestandteil der deutschen Patent- bzw. Gebrauchsmusteranmeldung. Das DPMA übernimmt keinerlei Haftung für etwaige Fehler oder Auslassungen.
• Zitierte Patentliteratur
• DE 2800479 C2 [0002]
• EP 390074 B1 [0002]
• EP 273197 A1 [0003]
• WO 2006/037546 A1 [0005]
• Zitierte Nicht-Patentliteratur
• T. D. Wyatt, „Pheromones and Animal Behaviour: Communication by Smell and Taste” Cambridge 2003: Cambridge University Press. [0020]
• Sturm ”Kyrill” vom 18./19. Januar 2007 [0038]
• Sturm ”Kyrill” vom 18./19. Januar 2007 [0041]

Claims (12)

1. Vorrichtung zur kontrollierten Abgabe von Pheromonen aus einer Kautschukmatrix, in die ein Trägermaterial, das mit Pheromonen beladen ist, eingearbeitet ist, wobei die Beladungsmenge aller Pheromone in Bezug auf die Gesamtmenge aus Trägermaterial und Pheromon 20 bis 60 Gew.-% beträgt, dadurch gekennzeichnet, dass das Massenverhältnis von Kautschukmatrix zu Trägermaterial mit Pheromon 1:0,1 bis 1:0,18 beträgt.
2. Vorrichtung nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Kautschukmatrix auf zumindest einem Kautschuk mit einer Mooney-Viskosität von 45 bis 90 ML₁₊₄(100°C) basiert.
3. Vorrichtung nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Kautschukmatrix auf zumindest zwei verschiedenen Kautschuken mit unterschiedlichen Mooney-Viskositäten basiert.
4. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung bis zu 25 Gew.-% zumindest eines inerten hellen Füllstoffs enthält.
5. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Mooney-Viskosität über die Vernetzung der Kautschukmatrix gesteuert wird.
6. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das Trägermaterial ein Molekularsieb ist.
7. Vorrichtung nach Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, dass das Molekularsieb die allgemeine Formel M_2/nO·Al₂O₃·xSiO₂·yH₂O mit M = Alkali-, Erdalkali-Ionen, n = Kationenwertigkeit, x = 1,8 bis 12, y = 0 bis 300 aufweist.
8. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Kautschukmatrix bis zu 10 Gew.-% zumindest eines Indikators auf Trocknungsmittel aufweist, der nach Aufnahme von Wassermolekülen einen Farbumschlag zeigt.
9. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Materialdichte zwischen 0,95 und 1,40 g/cm³ liegt.
10. Vorrichtung nach zumindest einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass Pheromon schädigende Insekten anlockt.
11. Verbund aus mehreren Vorrichtungen gemäß Anspruch 2 bis 10 zum Anlocken von schädigenden Insekten.
12. Verwendung der Vorrichtung gemäß Anspruch 1 in Fallen zur Arretierung von schädigenden Insekten.