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Die
Erfindung betrifft ein Verfahren für die Aufnahme, den Transport
und die Ablage – zusammenfassend
den Transfer – mikroskopischer
Proben. In der biologischen und biomedizinischen Forschung, aber
auch in der Forensik müssen
kleinste Einheiten biologischen Materials an einem Probenort isoliert werden,
vom Probenort zu einem Ablageort transportiert und anschließend analysiert
werden. Häufig
werden die Proben aus Laborpräparationen
wie Gewebeschnitten entnommen, die sich beispielsweise auf für die Mikroskopie
geeigneten Objektträgern
befinden können.
Gerade in der Forensik muß eine
Probe jedoch oft von unregelmäßigen oder
undurchsichtigen Oberflächen – wie beispielsweise
von Teilen eines Kleidungsstücks
oder einer Zigarettenkippe – aufgenommen
werden. Die Proben müssen
dabei möglichst
punktgenau aufgenommen werden, d. h. aus einer Vielzahl von räumlich dicht
beieinander liegenden Proben muß eine
bestimmte herausgegriffen und isoliert werden. Diese Probe muß dann ohne Kontamination
zu einem Abgabeort gebracht werden, wobei dies idealerweise auch
dokumentiert oder mindestens kontrolliert wird. Die Ablage der Proben an
einem Abgabeort – beispielsweise
einem Eppendorf-Gefäß oder einem
Biochip – muß dabei
in Abhängigkeit
von dem Abgabeort bzw. dem Gefäß möglichst
punktgenau erfolgen.
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Im
Stand der Technik existieren dazu mehrere Lösungsansätze, die jedoch alle nicht
befriedigend sind. Viele Aufnahmetechniken wurden im Zusammenhang
mit der Mikrodissektion mittels Laserstrahlen entwickelt. Dabei
werden vor der Probenentnahme mit einem Laserstrahl Schnitte im
Gewebe, welches auf einem Probenträger plaziert ist, durchgeführt. Für das ausgeschnittene
Gewebe wurden Aufnahmetechniken entwickelt, die überwiegend auf der Anwendung
adhäsiver
Folienschichten basieren.
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In
der nicht vorveröffentlichten
DE 10 2005 026 540
A1 wird ein laserinduzierter Transportprozeß beschrieben,
bei dem das Objekt vermittelt durch einen Laser zu einem Auffangmedium
transportiert wird. Zuvor wird das Objekt beispielsweise mittels
Laserinduktion aus einem größeren Objekt
herausgeschnitten. Das Auffangmedium befindet sich in einem flüssigen Zustand.
Die Probe wird mittels der Laserinduktion katapultartig zum Auffangmedium
transportiert, ohne das ein Absenken eines Greifwerkzeuges auf die
Probe notwendig wäre.
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In
der
WO 2004/074424
A2 wird ein Zelltransferverfahren beschrieben, wobei der
Transfer zwischen einer Sonde und einem Träger stattfindet. Die Sonde
weist dabei einen Hohlkanal auf, in welchem sich ein kugelförmiges Aufnahmewerkzeug
befindet. Die Oberfläche
dieses kugelförmigen
Aufnahmewerkzeuges bildet eine Aufnahmefläche. Das Werkzeug kann darüber hinaus
auch im Sondenkörper
verschoben werden. Zur Aufnahme einer Zelle wird die Sonde in eine
Kultivierungsflüssigkeit
gesetzt, das Werkzeug wird aus dem Kanal gefahren und setzt auf
der Oberfläche
des Trägers
mit der Flüssigkeit
auf. Dabei findet eine Verdrängung
von Zellmaterial statt, eine oder mehrere Zellen wandern auf die
Aufnahmefläche.
Das Verfahren ist insbesondere geeignet, vitale Zellen aus einem
Gewebe zu entfernen, ohne das Gewebe zu beeinträchtigen. Die Eigenbewegung
der Zelle wird daher aktiv in den Transferprozeß einbezogen, sowohl bei der
Aufnahme als auch bei der Abgabe der Zellen. Sobald sich die Zelle
vollständig
auf der Aufnahmefläche
befindet, kann die Sonde abgehoben und die Zelle transferiert werden.
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In
der
WO 03/048786
A2 wird im Zusammenhang mit einem Meßverfahren bzw. einer Meßanordnung
eine Pipette beschrieben, wie sie in der sogenannten Patch-Clamp-Technik
verwendet wird. Dabei werden Änderungen
innerhalb einer Zellmembran – beispielsweise
beim Öffnen
von Ionenkanälen, in
denen Substanzen in die Zelle geschleust werden können – elektrisch
nachgewiesen. Dazu wird eine Blasenpipette verwendet, die in eine
Zellkultur gehalten wird. Die von der Pipette gebildete Blase ist
dabei so ausgestaltet, daß eine
Zelle an der Oberfläche haften
bleibt, in dem beispielsweise an der Öffnung ein Unterdruck erzeugt
wird.
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In
der
DE 698 12 625
T2 wird eine beschichtete Sammelspitze mit einer unten
liegenden, konvexen Oberfläche
dargestellt. Die Beschichtung kann haftend ausgebildet sein und
muß gegebenenfalls aktiviert
werden. Die Spitze kann auch kugelförmig ausgestaltet sein. Eine
Aktivierung der Beschichtung der Sammelspitze kann beispielsweise
mittels eines Lasers erfolgen. Die Beschichtung der Sammelspitze erfolgt
in einem Flüssigkeitsbad,
wo die Spitze mit einem Klebefilm überzogen wird.
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In
der
DE 199 32 032
C2 wird eine Vorrichtung zur Mikrodissektion von Gewebe
beschrieben. Dazu wird eine Nadel verwendet, die in allen drei Raumrichtungen
verfahren werden kann. Das besondere bei dieser Nadel ist der Schwingantrieb,
der die Nadel in Mikrovibrationen versetzen kann. Die Mikrodissektion
erfolgt rein mechanisch: Die Nadelspitze zertrümmert das Gewebe ohne dieses
aufzunehmen.
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In
der
WO 2005/1231227
A2 wird ein Verfahren zur Manipulation mikroskopischer
Teilchen beschrieben. Dabei wird auf eine Prüfspitze ein Adhäsionsmittel
aufgebracht. Mit Hilfe der Adhäsionskräfte wird
ein zu untersuchendes Partikel aufgenommen. Als Adhäsionsmittel
kommen verschiedene Stoffe in Frage, die als Gemeinsamkeit einen
niedrigen Dampfdruck aufweisen müssen.
Grund dafür
ist, daß die
Stoffe in einer Umgebung mit niedrigem Druck, beispielsweise im
Zusammenhang mit der Herstellung von Wafern und deren Inspektion,
eingesetzt werden. Als Beispiele werden Vakuum-Wachse mit niedrigem
Schmelzpunkt oder Klebstoffe mit niedrigem Dampfdruck genannt.
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In
der
WO 02/1289 A1 wird
ein Verfahren beschrieben, welches im Biochip-Bereich angewendet wird.
Ein solcher Biochip ist mit einer speziellen Struktur ausgestattet,
die mit Hilfe einer externen Struktur dazu dient, physikalische
Kräfte
zu erzeugen. Diese Kräfte
können
auf verschiedene Arten realisiert werden. Neben dielektrophoretischen
Kräften,
akustischen Kräften,
elektrischen Kräften,
mechanischen Kräften,
wie durch Strömung
verursacht, werden auch optische Strahlungskräfte, wie sie mittels Laserpinzetten
erzeugt werden können,
oder thermische Konvektionskräfte
genannt. Diese Kräfte wirken
auf Mikropartikel, die generell so ausgestaltet sind, daß die zu
untersuchenden Moleküle
sich an die Mikropartikel binden. Dies kann durch eine spezielle
Beschichtung der Mikropartikel erreicht werden.
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In
der
WO 97/13838 A1 wird
eine selektiv aktivierbare Transferoberfläche beschrieben: Der Gewebeschnitt
auf einem Objektträger
wird mit einem durchsichtigen Transferfilm bedeckt, der sich wiederum
selbst an einem Träger
befindet. Der Transferfilm ist polymer und hat thermoplastische
Eigenschaften, d. h. er schmilzt bei Wärmebehandlung. Mittels Infrarot-Laserbestrahlung
läßt sich
der Film dann punktgenau an die zu isolierenden Gewebeteile haften,
so daß nach
der Mikrodissektion, wenn der Film mitsamt dem Träger von
der Probe abgehoben wird, nur diese Gewebeteile daran haften bleiben.
Die ausgeschnittenen Probenteile können dann mit oder ohne den Transferfilm
in einem Reaktionsgefäß abgelegt
werden.
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Ein ähnlicher
Ansatz wird in der
WO 98/36261
A1 und der
WO
98/35215 A1 verfolgt. Hier wird ein mehrschichtiger Transferfilm
beschrieben, der ebenfalls thermoplastische Eigenschaften hat und
mindestens einen Metallfilm sowie eine Stützschicht enthält. Dieser
Film ist auf einen Träger
gezogen, wobei der Träger
als Deckel eines Eppendorfgefäßes ausgestaltet
ist. Der Deckel mit dem Film wird in Kontakt mit der Probe gebracht,
durch die Laserbehandlung bleiben die interessierenden Probenteile am
Deckel haften. Nach Abheben des mikrodissektierten Materials kann
der Deckel auf das Gefäß gesetzt
werden, so daß das
Eppendorfgefäß schlossen wird
und die Probe unmittelbar in Kontakt mit einer Reaktionslösung gebracht
werden kann.
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In
der
EP 1 250 583 B1 ist
ein Verfahren beschrieben, bei dem die Probe mit einer Folie bedeckt wird.
Das Aufnahmewerkzeug, ein adhäsiv
beschichteter Träger,
wird auf die Folie aufgesetzt. Anschließend werden mittels Laser-Mikrodissektion
die interessierenden Teile der Probe isoliert, wobei der Laser das
Gewebe und die Folie durchtrennt. Beim Abheben des Aufnahmewerkzeugs
von der Probenoberfläche
bleibt auf diese Weise nur das ausgeschnittene Material am Träger haften.
Auch hier ist der Träger vorzugsweise
als Deckel eines Eppendorfgefäßes ausgestaltet,
alternativ kann auch ein Klebeband benutzt werden.
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Eine
andere Lösung
ist in der
EP 0 879
408 B1 beschrieben. Auch hier wird zunächst eine Mikrodissektion durchgeführt. Das
mikrodissektierte Material wird anschließend durch einen Laserpuls
vom Objektträger
gelöst,
nach oben katapultiert und trifft dann auf den Deckel eines Eppendorfgefäßes. Vorzugsweise
ist der Deckel adhäsiv
beschichtet, so daß das
Material am Deckel haften bleibt. Alternativ kann auch ein adhäsives Folienscheibchen
als Auffangfläche
verwendet werden, welches anschließend in einem Eppendorfgefäß abgelegt
wird.
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Die
vorangehend beschriebenen Lösungsansätze weisen
jedoch einige Nachteile auf. So ist der Aufbau der Trägerschichten
für das
adhäsive
Material aufwendig, die Verfahren setzen darüber hinaus zwingend den Einsatz
eines Lasers voraus, entweder zu Mikrodissektion mit gleichzeitiger
Aktivierung der adhäsiven
Eigenschaften des Trägermaterials
oder zur anschließenden
Katapultierung des dissektierten Materials vom Objektträger auf
einen entsprechenden Träger.
Solche Methoden sind beispielsweise in der Forensik nur bedingt
einsatzfähig, da
eine Mikrodissektion auf den dort vorkommenden Probenträgern nicht
ohne weiteres möglich
ist. Zudem ist die Herauskatapultierung eines Objektes von der Probe
ein mit einer gewissen Ungenauigkeit behafteter Schritt, jedoch
muß gerade
in der Forensik sicher gestellt sein, daß auch tatsächlich die gewünschte Probe
entnommen wurde. Da zudem für die
Laser-Mikrodissektion inverse Mikroskope eingesetzt werden, ist
insgesamt die Kontroll- und Dokumentierfähigkeit stark beeinträchtigt.
Eine exakte Ablage der Objekte am dafür vorgesehenen Ablageort ist
nicht gewährleistet.
Falls zudem die Proben sehr klein sind, es sich beispielsweise um
einzelne Zellen handelt, sind die oben beschriebenen Methoden, bei denen
das isolierte Material im Eppendorf-Deckel aufgenommen wird, nicht
mehr anwendbar, da das Volumen der Reaktionsflüssigkeit so gering ist, daß ein sicheres
Ablösen
der Zelle vom Deckel unwahrscheinlich ist, so daß bei der folgenden Analyse
nicht die notwendige Kettenreaktion zur Vervielfältigung des Materials ausgelöst werden
kann.
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Im
Stand der Technik sind außerdem
weitere Verfahren bekannt, bei denen anstelle von Trägerfilmen
o. ä. diverse
Werkzeuge benutzt werden, um das isolierte Material aufzunehmen.
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So
wird in der
WO 97/13838
A1 eine Haftspitze beschrieben, mit der Gewebeteile von
Objektträgern
aufgenommen werden können.
Die Spitze wird dabei in eine Mischung aus einem kommerziellen Harz
auf Polyterpenbasis und Xylen getaucht. Diese Lösung dient als Klebemittel.
Anschließend wird
mit der Spitze die Probe aufgenommen, die an der Mischung aus Harz
und Xylen haften bleibt. Das aufgenommene Material wird in ein Analysegerät transferiert.
In diesem Gefäß befindet
sich eine Reaktionslösung,
die die Klebewirkung der Spitze bzw. der Mischung aus Harz und Xylen
aufhebt. Das aufgenommene Material löst sich somit von der Spitze
und verbleibt in der Lösung.
Zum nächsten
Einsatz wird die Spitze wiederum in die Klebelösung getaucht. Da mit derselben
Haftspitze weitergearbeitet wird, ist eine Kontaminationsfreiheit
nicht gewährleistet.
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Mit
dem gleichen Nachteil ist die in der
WO 97/13838 A1 beschrieben Vorgehensweise
behaftet. Hier wird eine Glaspipette mit scharfem Rand beschrieben,
mit der Gewebeteile ausgestochen werden können. Anschließend können sie
durch Sog am Eingang der Kapillare festgehalten werden. Wird der Sog
abgestellt, so kann Probe wieder abgelegt werden. Nachteilig dabei
ist jedoch, daß insbesondere sehr
kleine Proben – wie
einzelne Zellen – leicht
an der Kapillare haften bleiben. Läßt der Sog nach, so lösen sie
sich deshalb nicht von der Kapillare. Auch hier ist eine Kontaminationsfreiheit
deshalb nicht gewährleistet.
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In
der
EP 0 539 888 B1 wird
eine Selektiervorrichtung für
Zellcluster und in Gelkörnchen
eingeschlossene Zellen beschrieben. Die Einrichtung umfaßt u. a.
eine Kapillare zur Aufnahme der Objekte. Diese Kapillare wird in
ein stärkeähnliches
Haftmittel getaucht, welches die Haftung der Zelle an der Spitze der
Kapillare vermittelt. Zur Abgabe der Zelle wird die Kapillare mit
der an ihr haftenden Zelle über
ein Auffanggefäß mit Flüssigkeit
geführt.
Mit Hilfe von Druckluft, die durch Kapillare geblasen wird, lösen sich
Haftmittel und Zelle von der Spitze ab und fallen in die Flüssigkeit.
Abgesehen davon, daß das
Verfahren nur für
größere Proben
geeignet ist, läßt sich
der Vorgang der Abgabe nicht reproduzieren – ist somit nur schwer dokumentierbar – und erlaubt
zudem keine präzise
Positionierung des Zellclusters. Beim Ausblasen der Zelle wird darüber hinaus
auch Klebemittel mit abgeblasen, welches die Zelle bedecken kann und
somit die Analyse erschweren oder sogar verhindern kann.
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In
der
DE 198 04 800
A1 wird eine Lösung beschrieben,
bei der eine Nadel als Transferwerkzeug dient. Die Aufnahme und
Abgabe wird durch Sog oder Druck, elektrostatische oder magnetische Wechselwirkungen
unterstützt.
Auch in der
WO 97/13838
A1 wird eine Nadel beschrieben, an der biologisches Material
aufgrund elektrostatischer Wechselwirkung haften bleibt. Ein wesentlicher
Nachteil bei der Verwendung einer Nadel als Transferwerkzeug besteht
darin, daß beim
Ablösen
der Zelle von der Nadel die Zelle nicht genau positioniert werden kann.
Dies ist insbesondere nachteilig bei der Verwendung von Eppendorfgefäßen, bei
denen es auf die punktgenaue Positionierung in den Bereich mit der
Reaktionsflüssigkeit
von der Menge eines Tropfens ankommt. Wird die Zelle beispielsweise
durch Ausschalten der magnetischen Wirkung in ein Eppendorfgefäß fallen
gelassen, so besteht durchaus die Möglichkeit, daß die Zelle
an der Gefäßwand haften
bleibt und der Analyse nicht zugeführt wird, da sie nicht in Kontakt
mit der Reaktionsflüssigkeit
getreten ist. Aufgrund der elektrostatischen Kräfte kann eine ungewollte Aufnahme
von weiterem Material ebenfalls nicht ausgeschlossen werden. Die
Wahrscheinlichkeit dafür
ist insbesondere dann hoch, wenn – wie bei forensischen Untersuchungen – beispielsweise Proben
von Kleidungsstücken
genommen werden und diese Kleidungsstücke aus Kunstfasern bestehen,
die sich elektrostatisch leicht aufladen.
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In
der
WO 2005/033668
A1 wird eine weitere Mikrodissektionsmethode beschrieben,
bei der das ausgeschnittene Gewebe am Objektträger elektrostatisch fixiert
wird. Das ausgeschnittene Gewebe kann dann entweder elektrostatisch über eine
Elektrode oder über
eine mit Luftkanälen
versehene relative breite Kontaktfläche mit einem Durchmesser von ca.
500 μm aufgenommen
bzw. angesaugt werden. Die Luftkanäle selbst haben nur einen Durchmesser von
8 μm. Eine
Ablage des Gewebeschnitts erfolgt wiederum auf eine klebende Unterlage.
Ebenso wie bei den vorangehend beschriebenen Nadeln ist bei der
Verwendung einer Elektrode der Transfer kleinster biologischer Einheiten – wie einzelner
Zellen – nicht
reproduzierbar. Verwendet man andererseits die Kontaktfläche, so
ist aufgrund des hohen Durchmessers diese Fläche eine punktgenaue Ablage nicht
realisierbar. Aufgrund der Ausdehnung der Kontaktfläche besteht
ebenfalls Kontaminationsgefahr.
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Schließlich wird
in der
WO 2004/046734
A1 eine Vorrichtung zur Ernte von Zellen und Zellkolonien
aus Flüssigkulturen
und halbfesten Medien beschrieben. Dabei wird eine Zelle durch eine
Glaskapillare eingesaugt, ein Roboterarm bewegt die Glaskapillare
anschließend
zu einem geeigneten Analyseträger,
beispielsweise einer Mikrotiterplatte, und gibt sie dort ab. Die
in der
WO 2004/046734
A1 beschriebene Methode ist für hohe Durchsätze ausgelegt
und ist somit nur schlecht für
die Untersuchung von Einzelproben geeignet. Außerdem wird bei dem offenbarten
Verfahren zwangsweise eine Flüssigkeit als
Aufnahme- und Abgabemedium benötigt.
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Aufgabe
der Erfindung ist es, ein Verfahren zu entwickeln mit dem Proben
von der Größe einer Zelle
von einer Vielzahl verschiedenen Trägermaterialien aufgenommen
werden können
und anschließend möglichst
exakt an einem dafür
vorgesehenen Ort abgelegt werden können. Der Transport soll dabei
kontaminationsfrei erfolgen. Vorzugsweise lassen sich die Aufnahme,
der Transport und die Ablage der Probe dokumentieren.
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Die
Aufgabe wird durch ein Verfahren, mit dem eine biologische, mikroskopische
Probe von einem Probenort zu einem Ablageort transferiert wird, gelöst, bei
dem ein Greifwerkzeug einen festen, auswechselbaren und als Kugel
ausgestalteten Haftkörper
aus Kunststoff, Cellulose, Cellulosederivat oder Glas mit einer
Oberfläche,
die in bezug auf die Probe zumindest teilweise haftend ausgestaltet
ist, aufnimmt, das Greifwerkzeug den Haftkörper über die Probe führt und
auf diese abgesenkt wird, die Oberfläche des Haftkörpers mit
der Probe in Kontakt gebracht wird und beim Entfernen vom Probenort
die Probe an der Oberfläche
des Haftkörpers
haften bleibt, und der Haftkörper
mit der Probe am Ablageort abgelegt wird.
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Zunächst nimmt
also ein Greifwerkzeug, beispielsweise eine Pinzette, einen Haftkörper auf.
Der Haftkörper
ist als Kugel ausgestaltet. Die Oberfläche ist in bezug auf die Probe
zumindest teilweise haftend ausgestaltet. Das Greifwerkzeug, welches
beispielsweise von einem Mikromanipulator geführt werden kann, führt den
Haftkörper über die
Probe – dies kann
entweder manuell oder automatisch erfolgen. Auch manuelle Führung ist
möglich.
Auch die Probenauswahl kann manuell oder automatisch erfolgen, wenn
entsprechende Bildverarbeitungsalgorithmen zur Verfügung stehen.
Das Greifwerkzeug mit dem Haftkörper
wird dann auf die Probe abgesenkt, die mindestens teilweise gekrümmte Oberfläche des Haftkörpers wird
so mit der Probe in Kontakt gebracht. Beim Entfernen des Greifwerkzeuges
mit dem Haftkörper
vom Probenort bleibt die Probe an der Oberfläche des Haftkörpers haften.
Um die Ablösung
der Probe von der Probenoberfläche
zu erleichtern, kann es vorteilhaft sein, das Greifwerkzeug in harmonische
Schwingungen mit einer Amplitude von wenigen Mikrometern, sogenannter
Mikrovibrationen, zu versetzen.
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Wird
das Greifwerkzeug beispielsweise von einem Mikromanipulator gehalten,
so kann die Mikrovibration im Manipulator erzeugt werden. Dieser kann
beispielsweise piezoelektrisch oder mittels anderer geeigneter Antriebe
in Schwingungen mit Amplituden von wenigen Mikrometern versetzt
werden. Diese Einrichtung kann auch im Manipulator selbst vorgesehen
sein, so daß nur
das Greifwerkzeug in Schwingungen versetzt wird. Schließlich kann
auch das Greifwerkzeug selbst so ausgestaltet sein, daß es über einen
entsprechenden piezoelektrischen, elektromotorischen oder anderen
Mechanismus zur Schwingungserzeugung verfügt. Im Falle einer Pinzette
als Greifwerkzeug kann der Mechanismus beispielsweise zwischen den
beiden Schenkeln angeordnet sein und diese in parallele Schwingungen
versetzen, so daß die
Enden der Pinzette parallel aus ihren Ruhepositionen ausgelenkt
werden.
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Schließlich wird
die Probe am Ablageort abgelegt. Dabei wird – je nach Probenort oder vorgesehener
Analyseart – die
Probe mit dem Haftkörper
abgelegt. Zur Erleichterung der Abgabe kann vorteilhaft das Greifwerkzeug – auch mehrfach – in eine
Stoßschwingung
versetzt werden. Die Ablage kann beispielsweise auf einem Biochip
erfolgen oder auf magnetischen Oberflächen oder auch in Eppendorfgefäße.
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Die
Erzeugung einer Stoßamplitude
im Greifwerkzeug ist insbesondere bei der Ablage hilfreich, um das
Ablegen des Haftkörpers – mit Probe – an einer
dafür vorgesehenen
Stelle zu erleichtern, da der Haftkörper u. U. die Neigung hat,
am Greifwerkzeug haften zu bleiben. Diese Stoßamplitude kann beispielsweise
mit einem kleinen Hämmerchen
auf piezoelektrischer Basis erzeugt werden. Das Hämmerchen
kann beispielsweise in den Mikromanipulator oder in das Greifwerkzeug
selbst integriert sein.
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Die
Bewegung des Greifwerkzeuges kann dabei im Blickfeld eines zugeschalteten
Mikroskops durch eine entsprechende Steuerung so angepaßt werden,
daß sich
das Greifwerkzeug für
einen Betrachter immer mit einer im wesentlichen gleichen Geschwindigkeit
bewegt, d. h. bei großer
Vergrößerung mit
einer entsprechend geringeren Geschwindigkeit als bei einer kleinen
Vergrößerung.
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In
einer bevorzugten Ausgestaltung des Verfahrens wird die Aufnahme
der Probe kontrolliert, indem das Greifwerkzeug mit Haftkörper und
Probe gedreht und/oder verfahren und in eine Kamera abgebildet wird.
Auf diese Weise wird der Haftkörper
mit der Probe, die sich an der Unterseite des Haftkörpers für einen
Beobachter nicht sichtbar befindet, sichtbar gemacht. Es kann so
verhindert werden, daß bei nicht
erfolgreichen Probenaufnahmen Analysegefäße nur scheinbar befüllt werden.
Im Stand der Technik führt
diese fehlende Möglichkeit
der Kontrolle zu häufigen
Fehlanalysen, d. h. beispielsweise ausbleibenden Vervielfältigungsreaktionen.
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Die
Aufnahme der Probe kann dabei auch dokumentiert werden, indem das
Greifwerkzeug mit Haftkörper
und Probe über
mindestens einen Spiegel in eine Kamera abgebildet wird. Auf diese
Weise kann auch auf die Drehung verzichtet werden, wenn die Fläche, von
der die Probe entnommen wird, der Spiegel und die Kamera in entsprechenden
Positionen zueinander anordnet sind.
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In
einer besonderen Ausgestaltung des Verfahrens wird die Probe vor
dem Entfernen mittels des Haftkörpers
zur Durchführung
einer Probenmanipulation, insbesondere einer Mikrodissektion fixiert. Dies
ist insbesondere dann vorteilhaft, wenn eine Zelle aus einem Zellverbund
gelöst
werden soll. Das Greifwerkzeug mit dem Haftkörper wird also auf die Probe
abgesenkt, durch Ausübung
einer entsprechenden geringen Kraft vom Greifwerkzeug über den Haftkörper auf
die Probe kann diese fixiert werden. Der Druck bzw. die Kraft kann
auch durch den Mikromanipulator erzeugt werden. Ist die Probe fixiert,
so kann mittels eines weiteren Probenmanipulators, beispielsweise
einem Laser, eine entsprechende Mikrodissektion durchgeführt werden.
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Anstelle
einer Kugel kann auch ein Haftkörper
verwendet werden, der nur teilweise eine gekrümmte Oberfläche aufweist. Abgesehen von
der gekrümmten
Oberfläche
kann der Haftkörper
beliebig geformt sein. Mittels der nach außen gekrümmten Oberfläche des
Haftkörpers
wird es möglich,
zielgerichtet kleinste Mengen biologischen Materials von der Größe einer
Zelle aufzunehmen. Die gekrümmte Oberfläche ist
zumindest teilweise in bezug auf die Probe haftend ausgestaltet.
Die Art der Haftung kann dabei von Probe zu Probe variiert werden,
beispielsweise können
verschieden beschichtete Haftkörper zur
Verfügung
gestellt werden, von denen jeweils einer in Abhängigkeit von der Probe durch
das Greifwerkzeug oder einen Bearbeiter, der das Greifwerkzeug führt, ausgewählt wird.
Dabei kann die haftende Ausgestaltung der Oberfläche auf einen sehr kleinen Bereich
beschränkt
sein. Auf diese Weise kann die Sicherheit, daß nur die gewünschte Probe
aufgenommen wird, erhöht
werden. Der Haftkörper
bzw. seine gekrümmte
Oberfläche
können
jedoch auch ganzflächig
haftend ausgestaltet sein. Die haftende Oberfläche des Haftkörpers ist
idealerweise so ausgestaltet, daß zwar eine einzelne Zelle
an ihr haftend bleibt, nicht jedoch ein größerer Zellverbund, und eine
entsprechend leichte Loslösung
von der Oberfläche
möglich
ist. Der Haftkörper
ist auswechselbar, d. h. für
die Entnahme der nächsten
Probe wird der benutzte Haftkörper
gegen einen unbenutzten ausgetauscht, so daß die Probenentnahme immer
kontaminationsfrei erfolgen kann. Da der Bereich, in dem die gekrümmte Oberfläche mit
der Probe an einem Probenort in Kontakt tritt, sehr klein ist, wird
neben einer punktgenauen Aufnahme auch eine punktgenaue Ablage ermöglicht,
wenn die Krümmung
der Oberfläche
entsprechend stark ist. Auch die Verwendung nicht gekrümmter, sondern
ebener Oberflächen
ist möglich,
erlaubt jedoch keine so genau plazierte Aufnahme/Abgabe, wenn die
Fläche
zu groß ist.
Ist die ebene Fläche
klein genug, so kann sie äquivalent verwendet
werden, bei gekrümmten
Flächen
sind die entsprechenden Haftkörper
jedoch leichter herzustellen und zu verwenden, da sie größer dimensioniert werden
können.
Schließlich
sind auch nach innen gekrümmte
Oberflächen
verwendbar. Bei leichter Krümmung
ist die Wirkung ähnlich
der einer ebenen Fläche,
bei stärkeren
Krümmungen
wird der Kontakt – invers
zur nach außen
gekrümmten
Fläche – vorzugsweise
am Rand stattfinden, wenn die Fläche
beispielsweise einer nach innen gestülpten Membran entspricht.
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Vorteilhaft
wird ein als Pinzette ausgestaltetes Greifwerkzeug verwendet. Diese
Pinzette kann auch als inverse Pinzette ausgestaltet sein, bei der im
Grundzustand die Schenkel geschlossen sind. Außerdem kann die Pinzette aus
einem einzigen Werkstück
gefertigt sein, wobei in diesem Fall ein Festkörpergelenk die Beweglichkeit
der Schenkel gewährleistet.
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Vorteilhaft
wird ein auswechselbares Greifwerkzeug verwendet, auf diese Weise
ist es möglich, beispielsweise
verschiedene Pinzettentypen zu verwenden, die an die Größen verschiedener
Haftkörper angepaßt sind.
Auch lassen sich so Pinzetten aus verschiedenen Materialien einsetzen.
Zur Ausübung der
Greiffunktion, bei einer Pinzette also zum Öffnen und Schließen der
Schenkel, verfügt
das Greifwerkzeug zweckmäßig über einen
Greifmechanismus, der beispielsweise piezoelektrisch, elektromechanisch,
magnetisch oder pneumatisch angetrieben sein kann. Auch andere Antriebsarten
sind denkbar, sofern sich mit ihnen die notwendigen kleinsten Stellwege
erreichen lassen.
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Bevorzugt
ist das Greifwerkzeug zumindest teilweise mit einer fluoreszierenden
Materialschicht versehen. Dies ermöglicht beispielsweise auch
die Entnahme einer fluoreszierenden oder mit Fluoreszenzmarkern
versehenen Proben ohne den Einfluß von störendem Umgebungslicht. Je nach
Probe können
verschiedene Greifwerkzeuge vorgesehen sein, die mit bei verschiedenen
Frequenzen fluoreszierenden Schichten versehen sind und bei Bedarf
ausgewechselt werden können.
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In
einer besonders bevorzugten Ausgestaltung weist der als Kugel ausgestaltete
Haftkörper
einen Durchmesser zwischen 10 μm
und 500 μm
auf. Die Oberfläche
kann dann vollständig
haftend ausgestaltet sein. Der Vorteil von Kugeln liegt in ihrer
Form, die kleinste Auflageflächen
ermöglicht.
Darüberhinaus
sind sie einfach herzustellen und einfach zu lagern. Ist die Kugel
vollständig
mit einer haftenden Oberfläche
ausgeführt,
so spielt es darüber
hinaus keine Rolle, wie die Kugel vom Greifwerkzeug aufgenommen
wird, die Handhabung wird also vereinfacht. Eine Vielzahl anderer
Formen eignet sich selbstverständlich
ebenfalls als Haftkörper,
beispielsweise Linsen, Ellipsoide, zylinderförmige Körper mit abgerundeter Kopf-
und/oder Fußflächen.
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Auch
der Haftkörper
kann aus fluoreszierenden Material bestehen oder zumindest mit einer
fluoreszierenden Materialschicht versehen sein, so daß die Aufnahme
von Material, was anhand seiner Fluoreszenz ausgewählt wird,
möglich
wird.
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Die
Haftkörper
sind mindestens teilweise aus Kunststoff gefertigt, bevorzugt aus
Polystyrol. Alternativ können
sie auch aus Zellulose oder einem Zellulosederivat gefertigt sein.
Die Herstellung solcher Kugeln ist besonders preiswert, zudem sind
die Materialien inaktiv bzgl. Reaktionen mit den üblicherweise
aufzunehmen biologischen Materialien. Alternativ können die
Haftkörper
auch mindestens teilweise aus einem magnetischen oder zumindest
magnetisierbaren Material bestehen. Dies kann beispielsweise dann
von Vorteil sein, wenn die Ablage der Kugel auf einer magnetisierten
Oberfläche
erfolgt. Dies kann zum einen ein Ablageort sein, wo die Probe für die weitere
Analyse vorbereitet wird, oder aber nach dem Ablegen der Probe ein
Behälter,
in dem benutzte Haftkörper
gesammelt und anschließend gereinigt werden.
Dabei muß nicht
der ganze Haftkörper
aus magnetischen Material bestehen, es reicht, wenn er einen Kern
aus magnetischem oder magnetisierbarem Material aufweist. Es muß jedoch
gewährleistet sein,
daß eine
magnetische Wechselwirkung zwischen der Oberfläche, auf der der Haftkörper abgelegt
wird und dem Kern des Haftkörpers
möglich
ist. Eine weitere Alternative ist die Beschichtung mit einer magnetischen
oder magnetisierbaren Oberfläche.
Auch andere Materialien sind denkbar, beispielsweise kann die Verwendung
von Glaskugeln sinnvoll sein, da bei diesen die Abgabe von einer
an der Oberfläche
der Glaskugel haftenden Probe in Wasser besonders leicht fällt.
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In
einer besonders bevorzugten Ausgestaltung des Verfahren ist die
Oberfläche
des Haftkörpers
mindestens teilweise mit einer Haftschicht aus einem Polypeptid
oder einem Polymer versehen. Beispielsweise können biosynthetische Polypeptide nichttierischer
Herkunft, oder Zellulosederivate verwendet werden. Eine solche Beschichtung
hat den großen
Vorteil, daß die
Schicht in Bezug auf übliche Oberflächen wie
Metall, Glas etc., also solchen Oberflächen, wie sie bei einem Objektträger oder
beim Greifwerkzeug zu finden sind, keinerlei Haftwirkung zeigt,
die Haftwirkung also selektiv ist. Sie beschränkt sich nur auf biologische
Proben, insbesondere auf Zellen. Dies erleichtert die Handhabung
der Kombination aus Greifwerkzeug und Haftkörper erheblich. Auch alle anderen
Beschichtungen, die diese selektive Haftwirkung aufweisen, sind
ebenfalls geeignet und als äquivalent
anzusehen. Der Haftkörper
kann außerdem
auch die Eigenschaften von Hydrogelen aufweisen und vorteilhaft
durch Wärme-
und/oder Krafteinwirkung mindestens lokal verflüssigt werden, was wiederum
die Aufnahme von Zellen erleichtern kann.
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Da
die Haftkörper
nach einmaligen Gebrauch kontaminiert sind, muß für jeden Probentransfer – dies umfaßt die Aufnahme
der Probe, den Transport der Probe sowie die Ablage der Probe – ein neuer
Haftkörper
verwendet werden. Dafür
kann zweckmäßig ein
Reservoir mit einer Vielzahl von Haftkörpern verwendet werden. Dann
kann mit dem Greifwerkzeug aus dem Reservoir ein neuer Haftkörper entnommen
werden. Im einfachsten Fall handelt es sich bei dem Reservoir um
eine Schale. Vorzugsweise ist das Reservoir jedoch mit einer Dosiereinrichtung
zur Dosierung jeweils eines Haftkörpers versehen. Auf diese Weise
kann die Entnahme des Haftkörpers
auch automatisiert werden, wenn das Greifwerkzeug durch eine entsprechende
Steuereinrichtung geführt
wird, da der Aufnahmeort für
einen Haftkörper
in diesem Fall immer der gleiche Ort ist.
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Zur
Beobachtung von Aufnahme, Transport und ggf. auch der Ablage der
Probe wird vorteilhaft ein Mikroskop, bevorzugt ein Stereomikroskop
verwendet. Dies erlaubt die ständige
Kontrolle des Ablaufes.
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In
einer weiteren bevorzugten Ausgestaltung die Verfahren, wird ein
Mikromanipulator verwendet, mit dem das Greifwerkzeug geführt wird.
Ein solcher Mikromanipulator verfügt über eine Halterung, in der das
Greifwerkzeug befestigt und mit dem Mikromanipulator verbunden wird.
Idealerweise ist ein solcher Mikromanipulator in allen drei Raumrichtungen
beweglich, so daß das
Greifwerkzeug in einem begrenzten Raumbereich beliebig geführt werden
kann. Wird außerdem
ein Mikroskop verwendet, so ist es sinnvoll, den Mikromanipulator
in unmittelbarer Nachbarschaft vorzusehen, so daß das Greifwerkzeug mit dem
Haftkörper
ins Bildfeld des Mikroskops geführt
werden kann. Der Mikromanipulator ist bevorzugt mit einer Steuerungseinrichtung
verbunden, so daß eine
manuelle Steuerung beispielsweise über einen Joystick möglich ist,
um das Greifwerkzeug mit dem Haftkörper über die Probe zu führen, die
Probe aufzunehmen und zum Ablageort zu transportieren. Dieser Vorgang
kann auch teilweise automatisiert werden, wenn die räumliche
Position des Haftkörpers in
bezug auf den Ablageort bekannt ist. Die Position kann beispielsweise
mit einer Positionsmeßeinrichtung,
wie sie in der
DE 10 2005
053 669.7 beschrieben ist, bestimmt werden. Nach Aufnahme
der Probe kann der Transport zum Ablageort, beispielsweise einem
Biochip, der an einem dafür
vorgesehenen Platz angeordnet ist und dessen Koordinaten bekannt sind,
automatisch erfolgen. Falls die Probe ohne Haftkörper abgegeben wird, kann die
Ablage des benutzten Haftkörpers
und die Aufnahme eines neuen Haftkörpers ebenso automatisch erfolgen.
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Aufnahme,
Transport und/oder Ablage der Probe werden bevorzugt mindestens
teilweise kontrolliert. Im einfachsten Fall kann der Transfer auch durch
das Mikroskop beobachtet werden. Ein Beobachter, beispielsweise
ein zertifizierter Gutachter, kann dann bestätigen, daß tatsächlich eine Probe aufgenommen
wurde und am entsprechenden Ort abgelegt. Zweckmäßig wird zur Kontrolle jedoch
eine Kamera verwendet. Mit einer solchen Kamera kann dann kontinuierlich
oder in Intervallen der ganze Prozeß des Transfers, d. h. von
der Probenaufnahme bis hin zur Ablage dokumentiert und kontrolliert
werden. Die Kamera kann dabei beispielsweise an einen eigenen Ausgang
am Tubus anschlossen sein, dies ist insbesondere dann vorteilhaft,
wenn die Aufnahme der Probe überwacht
werden soll. Die Kamera kann auch extern angeordnet sein. Auf diese
Weise ist es möglich,
auch die Ablage der Probe am Ablageort, der sich in der Regel nicht
im Bildfeld des Mikroskops befindet, zu kontrollieren und zu dokumentieren. Falls
die Kamera über
einen Tubusausgang zur erreichen ist, so kann sie insbesondere dazu
verwendet werden, unter Verwendung geeigneter Bildverarbeitungsalgorithmen
auch Proben automatisch auszuwählen
aufzunehmen. Mittels einer entsprechenden Steuerung, die das von
einem Mikromanipulator geführte
Greifwerkzeug steuert, kann dann der gesamte Prozeß des Transfers
automatisch ablaufen. Der Mikromanipulator verfügt dazu selbstverständlich über die
Möglichkeit,
das Greifwerkzeug zu öffnen und
zu schließen,
also die Greiffunktion auszuüben. Vorzugsweise
ist die Steuerung des Mikromanipulators dabei so ausgelegt, daß – bei automatischer Führung oder
bei manueller Führung,
beispielsweise über
eine Joystick – die
Geschwindigkeit des Manipulators, mit der er sich durch das Bildfeld,
welches im Mikroskop oder in der Kamera zu betrachten ist, bewegt,
von der am Mikroskop gewählten
Vergrößerung abhängt. Der
Antrieb des Mikromanipulators wird also in Abhängigkeit von der gewählten Vergrößerung gesteuert.
Vorzugsweise wird die Abhängigkeit
so gewählt,
daß bei
kleiner Vergrößerung der Manipulator
mit einer größeren Geschwindigkeit
bewegt wird, bei einer großen
Vergrößerung mit
einer entsprechend kleineren Geschwindigkeit. In einer bevorzugten
Ausgestaltung ist die im Bildfeld beobachtete Geschwindigkeit unabhängig von
der eingestellten Vergrößerung des
Mikroskops.
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Zur
Dokumentation und Kontrolle des Transfers ist es darüber hinaus
vorteilhaft, wenn das Greifwerkzeug mindestens um seine Längsachse
drehbar ausgestaltet ist, so daß der
Haftkörper
mit der anhaftenden Probe in Richtung des Beobachters oder der Kamera
gedreht werden kann. Dies kann einerseits der Kontrolle dienen,
daß tatsächlich die
Probe aufgenommen wurde, andererseits aber auch der Dokumentation,
daß tatsächlich eine
vorher ausgewählte Probe
aufgenommen wurde. Die Drehung kann dabei auch vom Manipulator,
der mit einer entsprechenden Drehvorrichtung ausgestaltet sein kann,
ausgeführt
werden. Wird beispielsweise eine Probe aufgenommen, so ist sie zunächst für einen
Beobachter, der den Vorgang durch ein aufrechtes Stereomikroskop
beobachtet, nicht sichtbar an der der Entnahmefläche zugewandten Unterseite
des Haftkörpers
fixiert. Durch die Drehung des Greifwerkzeuges wird die Unterseite
nun in das Blickfeld des Beobachters gedreht, dieser kann erkennen,
ob tatsächlich
eine Probe am Haftkörper
haftet. Über
eine Kamera, die über
den Tubus zugänglich
ist, kann der ganze Vorgang dokumentiert werden. Ist die Kamera
unterhalb des Probenträgers
angebracht, so kann auf die Drehung auch verzichtet werden, sofern
der Probenträger
durchsichtig ist. Die Probe kann mit Hilfe des Mikromanipulators
auch an eine entsprechende Stelle verfahren werden, wo eine Kamera
installiert ist.
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Ergänzend kann
zur Kontrolle auch mindestens ein Spiegel verwendet werden, der
Haftkörper kann
dann mit der anhaftenden Probe über
den mindestens einen Spiegel in Richtung eines Beobachters oder
der Kamera abgebildet werden. Auch hier kann u. U. auf die Drehung
verzichtet werden, je nachdem, wo die Spiegel und die Kamera relativ
zu der Fläche,
von der die Probe entnommen wird, angeordnet sind.
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Das
Verfahren soll im folgenden anhand eines Ausführungsbeispiels näher erläutert werden.
In den dazugehörigen
Zeichnungen zeigt
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1 die
Prinzipskizze einer erfindungsgemäßen Anordnung,
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2a–c die Aufnahme
einer Probe,
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3 die
direkte Kontrolle bzw. Dokumentation der Aufnahme der Probe,
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4 eine
indirekte Kontrolle der Probenaufnahme und
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5a,
b die gezielte Ablage des Haftkörpers
mit der Probe an einem dafür
vorgesehenen Ablageort.
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In 1 ist
zunächst
eine Vorrichtung gezeigt, mit der auch das erfindungsgemäße Verfahren durchgeführt werden
kann. Die Vorrichtung umfaßt zweckmäßig ein
Stereomikroskop 1, mit dem insbesondere bei manueller Bedienung
des Greifwerkzeuges die Probenaufnahme räumlich beobachtet und durchgeführt werden
kann. Der üblicherweise
vorhandene Objektivrevolver ist hier durch ein Objektiv 2 symbolisch
dargestellt. Beobachterseitig befinden sich am Stereomikroskop 1 zwei
Okulare 3, mit denen ein Beobachter die Probenaufnahme
und mindestens einen Teil des Transfers beobachten kann. Bei dem
Stereomikroskop 1 ist außerdem eine Umschaltmöglichkeit
für den
Strahlengang vorgesehen, so daß der
Strahlengang anstelle in die Okulare 3 auf eine Kamera 4 gelenkt
wird. Der Strahlengang im Stereomikroskop ist durch die beiden schwarzen
Linien, die von den Okularen 3 ausgehen und auf einem Probenträger 5 zusammenlaufen,
skizziert. Auf dem Probenträger 5 befindet
sich eine Probe 6. Links vom Stereomikroskop 1 befindet
sich ein Mikromanipulator 7, der in allen drei Raumrichtungen
begrenzt bewegt werden kann. Die dazu vorgesehene Halterung – vorteilhaft
am Mikroskopkörper – ist nicht
eingezeichnet. In den Mikromanipulator 7 ist als Greifwerkzeug
eine Pinzette 8 eingespannt. An der Spitze der Pinzette 8 wird
von ihren Schenkeln ein Haftkörper,
der hier die Form einer Kugel 9 hat, gehalten. Bei dem
Probenträger 5 kann
es sich beispielsweise um einen Objektträger, aber auch um ein Kleidungsstück handeln.
Als Probe 6 kommen beispielsweise einzelne Zellen in Frage.
Das Stereomikroskop 1 kann darüber hinaus fluoreszenzfähig sein,
entsprechend können
auch Pinzette 8 und Kugel zumindest teilweise mit einer
fluoreszierenden Schicht versehen sein. Die Kugel 9 dient
der Aufnahme der Zelle und gleichzeitig ihrem Transport. Bei der
Kugel 9 handelt es sich vorzugsweise um eine Mikrokugel
aus Kunststoff, wie beispielsweise Polystyren oder Biopolymeren.
In anderen Fällen
kann es vorteilhaft sein, als Haftkörper 9 eine Glaskugel
einzusetzen, da bei diesen die Abgabe in einen Wassertropfen mit
entsprechender Oberflächenkrümmung günstiger
verläuft. Der
Durchmesser der Kugel kann zwischen 10 μm und 500 μm betragen. Kleinere und größere Durchmesser
sind ebenfalls möglich
und in Abhängigkeit von
der Größe der Probe
u. U. auch vorteilhaft. Nicht gezeigt ist ein Reservoir für die Kugeln 9,
aus dem vor jeder Probenaufnahme eine neue Kugel 9 entnommen
wird. Das Reservoir ist dazu zweckmäßig mit einer Dosiereinrichtung
versehen. Wenn es auf die Kontamination der Probe nicht ankommt,
kann auch dieselbe Kugel 9 immer wieder verwendet werden.
Dies wird jedoch eher die Ausnahme sein.
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In
den 2a bis 2c ist
die Aufnahme einer Probe, hier eine von mehreren Zellen, mit der Pinzette 8 dargestellt.
Zunächst
wird mit der Pinzette 8, die durch den Mikromanipulator 7 geführt wird, eine
Kugel 9 aus der Dosiervorrichtung genommen und an die zu
isolierende Zelle 10 herangeführt. Dieser Zustand ist in 2a gezeigt.
In 2b ist gezeigt, wie die Kugel 9 in Kontakt
mit der Zelle 10 tritt. Beim Kontakt mit der Kugel 9 bleibt
die Zelle 10 an der Kugel 9 haften. Um das Ablösen der
Zelle vom Probenträger 5 zu
erleichtern, kann dieser zuvor mit einer geeigneten Flüssigkeit,
beispielsweise fünfzigprozentigem
Ethanol besprüht
werden. Die Haftung der Zelle 10 auf der Kugel 9 kann
außerdem
dadurch begünstigt
werden, das die Kugel 9 mindestens teilweise mit einer
sehr dünnen
Haftschicht versehen ist. Bei der Haftschicht kann es sich beispielsweise
um ein biosynthetisch hergestelltes Polypeptid nichttierischer Herkunft
oder alternativ um ein Zellulosederivat-Polymer handeln. Geeignet
sind solche Beschichtungen, deren Haftwirkung sich auf biologisches
Material beschränkt,
nicht jedoch beispielsweise auf die Pinzette erstreckt. In 2c schließlich ist gezeigt,
wie beim Entfernen der Pinzette 8 und der Kugel 9 die
Zelle 10 an der Kugel 9 haften bleibt.
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In
den 3 und 4 ist gezeigt, wie die Aufnahme
der Zelle 10 dokumentiert wird. Dazu kann beispielsweise
die Pinzette 8 im Mikromanipulator 7 oder der
Mikromanipulator 7 als Ganzes um die Längsachse gedreht werden, wie
durch den Pfeil in 3 angedeutet. Die Zelle 10,
die an der Kugel 9 haftet, ist nun im Blickfeld des Objektivs 2 des
Stereomikroskops 1. Das Bild kann von einem Beobachter beobachtet
oder auf eine Kamera abgebildet werden. Eine Alternative bei der
Verwendung eines aufrechten Mikroskops oder Stereomikroskops ist
in 4 gezeigt. Dort ist ein Spiegel 11 auf
dem Probenträger 5 angebracht.
Nach der Aufnahme der Zelle 10 wird der Probenträger 5 in
der Objektebene verfahren, bis sich der Spiegel im Bildfeld des
Mikroskops befindet. Der Probenträger 5 symbolisiert
dabei alle möglichen Arten
von Arbeitsflächen,
beispielsweise einen Tisch mit einer Aussparung für durchsichtige
Objektträger, auf
denen die Proben angeordnet sind.
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In
den 5a und 5b schließlich ist
gezeigt, wie die Kugel 9 mit der Zelle 10 zu einem
weiteren Probenträger 12 geführt wird
und dort abgelegt wird. Die Kugel 9 wird dort mitsamt der
Zelle 10 abgelegt. Diese Art der Abgabe ist leichter zu
realisieren als die Abgabe der bloßen Zelle. Sie gewährleistet
darüber
hinaus auch Kontaminationsfreiheit. Die Zelle kann dabei punktgenau
abgelegt werden, beispielsweise auf dem Boden eines Eppendorfgefäßes, auf
einer bestimmten Position einer Transfereinheit für anschließende massenspektrometrische
Untersuchunen wie einer MALDI-Platte (MALDI = Matrix assisted Laser
desorption and ionization), oder auf einem bestimmten Punkt eines
Biochips. Der Ablagepunkt auf dem Probenträger 12 ist vorzugsweise
mit einem dünnen
Haftfilm 13 beschichtet, welcher beispielsweise besondere
Aushärtungseigenschaften besitzt,
so daß der
Ablagepunkt Wochen oder Monate vor seiner Verwendung mit dem Haftfilm 13 beschichtet
werden kann. Alternativ kann die Ablage der Kugel 9 auch
auf einer magnetisierten Oberfläche erfolgen.
Die Kugel besteht dafür
günstigerweise ebenfalls
aus magnetischen Material, oder besitzt mindestens einen magnetischen
Kern. Auch eine Abgabe der Kugel 9 in einen Flüssigkeitstropfen
ist möglich,
bzw. eine Abgabe allein der Zelle 10 ohne die Kugel 9.
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Mit
dem oben beschriebenen Verfahren lassen sich kleinste Objekte aus
Präparaten
isolieren, punktgenau aufnehmen, zu einem Ablageort transportieren
und dort punktgenau ablegen. Der Transfer ist dabei kontaminationsfrei
und kann entsprechend dokumentiert werden, weshalb sich eine Vielzahl
von Anwendungen ergibt, beispielsweise sowohl in der biologischen
Grundlagenforschung als auch in der Forensik.