Die cyclischen Nucleotide cGMP und cAMP gehören zu den wichtigsten
intrazellulären Botenstoffen. Bei der Regulation der Konzentrationen von cGMP und cAMP
spielen Phosphodiesterasen (PDEs) eine wesentliche Rolle. Bisher sind 11
Phosphodiesterase-Isoenzymgruppen bekannt (PDE 1-7: Beavo et al. Mol. Pharmacol.
1994, 399-405; PDE 8-10: Soderling und Beavo Curr. Opin. Cell Biol. 2000, 12,
174-179; PDE 11: Fawcett et al. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2000, 97,
3702-3707).
Die PDE 10A hydrolysiert sowohl cAMP als auch cGMP. Transkribierte PDE 10A
wurde vor allem in den Putamen- und Caudate Nucleus-Regionen des Gehirns sowie
in Schilddrüsen- und Hodengewebe identifiziert. Im Vergleich zu normalem Gewebe
wird die PDE 10A-mRNA außerdem verstärkt in bestimmten Tumorgeweben, wie
beispielsweise in Geweben von Brust-, Leber-, Colon- und Lungentumoren
exprimiert.
Das Parkinson-Syndrom ist eine chronische, progressive Erkrankung des zentralen
Nervensystems. Sie wird verursacht durch die Degeneration dopaminerger Neurone
in der Substantia nigra, welche den Neurotransmitter Dopamin produzieren und
freisetzen. Die daraus resultierende Verringerung der dopaminergen
Neurotransmission führt zu massiven Dysfunktionen des extrapyramidalen Systems der
Bewegungskontrolle. Diese Störungen betreffen nicht nur die Basalganglien sondern
auch andere eng verknüpfte Gehirnareale.
Mehrere Formen des Parkinson-Syndroms werden unterschieden: das idiopathische
oder primäre Parkinson-Syndrom, das symptomatische oder sekundäre Parkinson-
Syndrom sowie Sonderformen des Parkinson-Syndroms wie beispielsweise der
Parkinson-Demenz-ALS-Komplex oder das Parkinson-plus-Syndrom (Pschyrembel
Klinisches Wörterbuch, 257. Aufl., de Gruyter; Berlin, 1994; 5.1153, Stichwort
"Parkinson-Syndrom").
Die Ätiologie des idiopathischen Parkinson-Syndroms ist immer noch weitgehend
unbekannt. Zunehmende Evidenzen deuten jedoch darauf hin, dass der Zelltod
dopaminerger Neurone der Substantia nigra durch Apoptose in Folge mitochondrialer
Fehlfunktionen zustande kommt. Neben genetischen Störungen, werden auch erhöhte
Glutamatspiegel und/oder eine defiziente Versorgung mit neurotrophen Faktoren als
Ursache für die mitochondrialen Fehlfunktionen diskutiert.
Die derzeit klinisch verwendeten Therapeutika für das Parkinson-Syndrom verfolgen
in der Mehrzahl einen rein symptomatischen Ansatz. Ziel dieser Therapien ist
entweder die direkte Substitution des fehlenden Dopamins durch ein
Dopaminvorläufermolekül (L-DOPA), das im Körper zu Dopamin metabolisiert wird, oder aber
die Stimulation defizitärer dopaminerger Neurotransmissionsprozesse mittels
Agonisten an Dopaminrezeptoren oder durch Verminderung des Dopaminabbaus (MAO-
Inhibitoren, COMT-Inhibitoren). Alle derzeitigen Therapien sind jedoch durch starke
Nebenwirkungen (z. B. Dyskinesien, Psychosen, Schlafstörungen) oder langfristigen
Wirkungsverlust gekennzeichnet.
Über einen nicht näher spezifizierten Zusammenhang zwischen PDE 10A und
juvenilem Parkinsonismus hat bereits Fujishige (J. Biol. Chem. 1999, 274, 18438-18445)
spekuliert.
Aus der WO 01/29199 ist eine als 22045 bezeichnete, zu PDE 10A homologe,
cyclische Nucleotid-Phosphodiesterase bekannt. Gemäß der WO 01/29199 können
mit Modulatoren der Konzentration oder Aktivität dieser PDE bestimmte
Erkrankungen untersucht werden. Unter einer Vielzahl von Krankheiten sind
Gehirnerkrankungen, u. a. auch Parkinsonismus, aufgelistet (S. 19, Z. 32).
Die WO 01/24781 (S. 33) schlägt die Behandlung von neuronalen Dysfunktionen,
wie beispielsweise der Huntingtonschen Krankheit, durch Hochregulierung der
PDE 10A-Aktivität vor. Als weitere behandelbare, neuronale Erkrankung wird u. a. die
Parkinsonsche Krankheit genannt. Pharmakologisch entspricht jedoch die
Hochregulierung der PDE 10A-Aktivität dem Gegenteil einer PDE 10A-Inhibition.
Unerwarteterweise wirken aber gerade selektive PDE 10A-Inhibitoren in
Tiermodellen für neurodegenerative Erkrankungen, insbesondere das Parkinson-
Syndrom.
Außerdem wird zum ersten Mal gezeigt, dass selektive PDE 10A-Inhibitoren in
Tiermodellen für das Parkinson-Syndrom wirken.
Die vorliegende Erfindung betrifft daher die Verwendung von PDE 10A-Inhibitoren
zur Herstellung eines Arzneimittels zur Behandlung und/oder von
neurodegenerativen Erkrankungen, insbesondere des Parkinson-Syndroms, insbesondere des
idiopathischen Parkinson-Syndroms.
Dabei werden solche PDE 10 A-Inhibitoren bevorzugt, welche im unten angegebenen
Test PDE 10A mit einem IC50 von weniger als 1 µM, bevorzugt weniger als 0,1 µM
inhibieren.
Vorzugsweise sind die erfindungsgemäßen PDE 10A-Inhibitoren auch selektiv
gegenüber anderen PDEs, besonders bevorzugt gegenüber PDE 1C, 2A, 3B, 4B, 5A
und 7B. Ganz besonders bevorzugt hemmen die erfindungsgemäßen Verbindungen
PDE 10A mindestens um den Faktor 10 stärker als die anderen PDEs, d. h. der IC50-
Wert liegt für PDE 10A um mindestens den Faktor 10 niedriger als der für die
anderen PDEs gemessene IC50-Wert.
Die Messungen der IC50-Werte für die PDEs erfolgt nach den unten angegebenen
Bedingungen. PDE 10A-Inhibitoren mit dem oben beschriebenen Eigenschaftsprofil
können mit diesen Assays identifiziert werden.
Inhibition der PDE 10A
PDE 10A (WO 01/29199, Fig. 1A) wird in Sf9 Insektenzellen (Invitrogen, Carlsbad,
CA) mit Hilfe des Bac-to-BacTM Baculovirus Expressionssystems von Life
Technologies (Gaithersburg, MD) rekombinant in voller Länge exprimiert. 48 h nach der
Infektion werden die Zellen geerntet und in 20 mL (pro 1 L Kultur) Lysispuffer
(50 mM Tris-HCl, pH 7.4, 50 mM NaCl, 1 mM MgCl2, 1.5 mM EDTA, 10%
Glycerin plus 20 µL Protease Inhibitor Cocktail Set III [CalBiochem, La Jolla, CA
USA]) suspendiert. Die Zellen werden bei 4°C für 1 Minute mit Ultraschall
behandelt und anschließend für 30 Minuten bei 4°C mit 10000 Upm zentrifugiert. Der
Überstand (PDE 10A-Präparat) wird gesammelt und bei -20°C aufbewahrt.
Die Testsubstanzen werden zur Bestimmung ihrer in vitro Wirkung an PDE 10A in
100% DMSO aufgelöst und seriell verdünnt. Typischerweise werden
Verdünnungsreihen von 200 µM bis 1.6 µM hergestellt (resultierende Endkonzentrationen im
Test: 4 µM bis 0.032 µM). Jeweils 2 µL der verdünnten Substanzlösungen werden
in die Vertiefungen von Mikrotiterplatten (Isoplate; Wallac Inc., Atlanta, GA)
vorgelegt. Anschließend werden 50 µL einer Verdünnung des oben beschriebenen
PDEIOA Präparates hinzugefügt. Die Verdünnung des PDE 10A-Präparates wird so
gewählt, dass während der späteren Inkubation weniger als 70% des Substrates
umgesetzt wird (typische Verdünnung: 1 : 10000; Verdünnungspuffer: 50 mM
Tris/HCl pH 7.5, 8.3 mM MgCl2, 1.7 mM EDTA, 0.2% BSA). Das Substrat,
[5',8-3H]-cAMP (1 µCi/µL; Amersham Pharmacia Biotech., Piscataway, NJ) wird
1 : 2000 mit Assaypuffer (50 mM Tris/HCl pH 7.5, 8.3 mM MgCl2, 1.7 mM EDTA)
auf eine Konzentration von 0.0005 µCi/µL verdünnt. Durch Zugabe von 50 µL
(0.025 µCi) des verdünnten Substrates wird die Enzymreaktion schließlich gestartet.
Die Testansätze werden für 60 min bei Raumtemperatur inkubiert und die Reaktion
durch Zugabe von 25 µL einer Suspension mit 18 mg/mL Yttrium Scintillation
Proximity Beads (Amersham Pharmacia Biotech., Piscataway, NJ.) gestoppt. Die
Mikrotiterplatten werden mit einer Folie versiegelt und für 60 min bei
Raumtemperatur stehengelassen. Anschließend werden die Platten für 30 s pro Vertiefung
in einem Microbeta Szintillationzähler (Wallac Inc., Atlanta, GA) vermessen. IC50-
Werte werden anhand der graphischen Auftragung der Substanzkonzentration gegen
die prozentuale Inhibition bestimmt.
Beispiel 1 inhibiert unter diesen Bedingungen PDE 10A mit einem IC50-Wert von
35nM.
Inhibition der PDEs 1-5 und 7
Rekombinante PDE 1C (GenBank/EMBL Accession Number: NM_005020), PDE
2A (Rosman et al. Gene 1997 191, 89-95), PDE 3B (Miki et al. Genomics 1996 36,
476-485), PDE 4B (Bolger et al. Mol. Cell. Biol. 1993 13, 6558-6571), PDE 5A
(GenBank/EMBL Accession Number: AJ004865) und PDE 7B (Hetman et al. Proc.
Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2000 97, 472-476) werden mit Hilfe des pFASTBAC
Baculovirus Expressionssystems (GibcoBRL) in Sf9 Zellen exprimiert.
Die in vitro Wirkung von Testsubstanzen an rekombinanter PDE 3B, PDE 4B, und
PDE 7B wird nach dem oben für PDE 10A beschriebenen Testprotokoll bestimmt.
Für die Bestimmung einer entsprechenden Wirkung an rekombinanter PDE1C,
PDE2A und PDE5A wird das Protokoll wie folgt angepasst: Bei PDE1C werden
zusätzlich Calmodulin 107 M und CaCl2 3 mM zum Reaktionsansatz gegeben. PDE 2A
wird im Test durch Zugabe von cGMP 1 µM stimuliert und mit einer BSA
Konzentration von 0,01% getestet. Für PDE 5A wird als Substrat [8-3H]-cGMP
(Amersham Pharmacia Biotech., Piscataway, NJ) eingesetzt.
Beispiel 1 inhibiert die PDE 1C, 2A, 3B, 4B, 5A und 7B mit IC50-Werten von 2 µM,
>10 µM, >4 µM, 2,5 µM, 10 µM bzw. 3,8 µM.
Die Eignung der erfindungsgemäßen Verbindungen zur Behandlung des Parkinson-
Syndroms kann in folgenden Tiermodellen gezeigt werden:
6-Hydroxydopamine (6-OH-DA)-Läsion an der Ratte
Das Krankheitsbild des Parkinson-Syndroms kann zu großen Teilen simuliert
werden, indem Ratten das Neurotoxin 6-OH-DA intracerebral injiziert wird.
30 Minuten vor der Läsion wird den Tieren Pargyline (50 mg/kg i.p.) und
Desmethylimipramine HCl (25 mg/kg i.p.) verabreicht, um den Metabolismus von 6-
Hydroxydopamin zu unterbinden, bzw. um die Aufnahme von 6-Hydroxydopamin in
noradrenerge Strukturen zu verhindern. Unter Narkose erfolgt dann die Läsion der
nigrostriatalen Neurotransmission indem die Versuchstiere eine einmalige
stereotaktische Injektion von 8 µg 6-OH-DA erhalten. Die Koordinaten der Injektion lauten
nach König und Klippel: 2.4 mm anterior, 1.49 mm lateral, -2.7 mm ventral. In der
Verum-Gruppe wurden die Tiere einen Tag nach der Operation bis zum
Versuchsende 28 Tage nach der Operation mit Testsubstanz behandelt.
Die motorischen Ausfälle der läsionierten Ratten wurden mit den folgenden Tests
wie in der jeweiligen Literatur beschrieben quantifiziert:
- a) Staircase Test (Motorik-Test der Vorderextremität): Barnéoud et al. Effects of
complete and partial lesions of the dopaminergic mesotelencephalic system
on skilled forelimb use in the rat. Neuroscience 1995, 67, 837-848.
- b) Accelerating Rotarod Test (Balancier-Test): Spooren et al.: Effects of the
prototypical mGlu5 receptor antagonist 2-methyl-6-(phenylethinyl)-pyridine
on rotarod, locomotor activity and rotational responses in unilateral 6-OHDA-lesioned
rats. Eur. J. Pharmacol. 2000, 406, 403-410.
- c) Zugkraftmessung der Vorderextremitäten: Dunnet et al.: A laterised grip
strength test to evaluate unilateral nigrostriatal lesions in rats. Neurosci. Lett.
1998, 246, 1-4.
Beispiel 1 verbesserte die Motorik der Vorderextremitäten im Staircase-Test in
einem Dosisbereich von 0,3 bis 3,0 mg/kg bid p.o. In einem vergleichbaren
Dosisbereich wurden auch die anderen Versuchparameter, nämlich Balanciertest und
Zugkraftmessung, positiv beeinflusst.
MPTP-Maus-Modell
Die neuroprotektive in vivo-Wirkung der erfindungsgemäßen Verbindungen wurde
in einem Mausmodell für das Parkinson-Syndrom, dem sogenannten MPTP-Modell
gezeigt. MPTP ( = 1-Methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridin) ist ein Neurotoxin,
das bei Menschen und Tieren die für das Parkinson-Syndrom charakteristische
Degeneration dopaminerger Neurone in der Substantia nigra und die
Parkinsonismustypischen Motorsymptome verursacht.
Den Mäusen wurde an 3 aufeinanderfolgenden Tagen je 4 mg/kg MPTP i.p.
appliziert (Methode modifiziert nach Bezard E. et al., Kinetics of nigral degeneration in a
chronic model of MPTP-treated mice, Neurosci. Lett. 1997, 234, 47-50). Die
Versuchstiere zeigen danach eine verringerte Anzahl dopaminerger Neurone in der
Substantia nigra pars compacta.
Durch eine histologische Untersuchung am zehnten Tag nach MPTP-Injektion wird
das Ausmaß der Zellschädigung quantifiziert. Dopaminerge Neurone werden dazu
immunhistochemisch sichtbar gemacht als Zellen, die das im Dopamin-Stoffwechsel
essentielle Enzym Tyrosinhydroxylase enthalten und schliesslich mit Hilfe eines
Computerprogrammes quantitativ erfasst (Nelson E. L. et al., Midbrain dopaminergic
neurons in the mouse: computer assisted mapping J. Comp. Neurol. 1996, 369,
361-371).
Mäuse, die ab dem ersten Tag der MPTP-Intoxikation über 10 Tage hinweg
Beispiel 1 in einer Dosis von 3 mg/kl; bid p.o. erhielten, besaßen signifikant mehr
dopaminerge Neurone in der Substantia nigra pars compacta als Kontrolltiere, die nur
MPTP erhalten hatten.
Die Wirkstoffe können in bekannter Weise in die üblichen Formulierungen überführt
werden, wie Tabletten, Dragees, Pillen, Granulate, Aerosole, Sirupe, Emulsionen,
Suspensionen und Lösungen, unter Verwendung inerter, nicht toxischer, pharmazeutisch
geeigneter Trägerstoffe oder Lösungsmittel. Hierbei soll die therapeutisch wirksame
Verbindung jeweils in einer Konzentration von etwa 0,5 bis 90 Gew.-% der
Gesamtmischung vorhanden sein, d. h. in Mengen, die ausreichend sind, um den angegebenen
Dosierungsspielraum zu erreichen.
Die Formulierungen werden beispielsweise hergestellt durch Verstrecken der
Wirkstoffe mit Lösungsmitteln und/oder Trägerstoffen, gegebenenfalls unter Verwendung
von Emulgiermitteln und/oder Dispergiermitteln, wobei z. B. im Fall der Benutzung
von Wasser als Verdünnungsmittel gegebenenfalls organische Lösungsmittel als
Hilfslösungsmittel verwendet werden können.
Die Applikation erfolgt in üblicher Weise, vorzugsweise oral, transdermal oder
parenteral, insbesondere perlingual oder intravenös. Sie kann aber auch durch Inhalation über
Mund oder Nase, beispielsweise mit Hilfe eines Sprays erfolgen, oder topisch über die
Haut.
Im Allgemeinen hat es sich als vorteilhaft erwiesen, Mengen von etwa 0,001 bis
10 mg/kg, bei oraler Anwendung vorzugsweise etwa 0,005 bis 3 mg/kg Körpergewicht
zur Erzielung wirksamer Ergebnisse zu verabreichen.
Trotzdem kann es gegebenenfalls erforderlich sein, von den genannten Mengen
abzuweichen, und zwar in Abhängigkeit vom Körpergewicht bzw. der Art des
Applikationsweges, vom individuellen Verhalten gegenüber dem Medikament, der Art von dessen
Formulierung und dem Zeitpunkt bzw. Intervall, zu welchen die Verabreichung erfolgt.
So kann es in einigen Fällen ausreichend sein, mit weniger als der vorgenannten
Mindestmenge auszukommen, während in anderen Fällen die genannte obere Grenze
überschritten werden muss. Im Falle der Applikation größerer Mengen kann es
empfehlenswert sein, diese in mehreren Einzelgaben über den Tag zu verteilen.
2-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5,7-dimethyl-4-(3,4,5-trimethoxyphenoxy)imidazo[5,1-f]-
[1,2,4]triazin (Beispiel 1) wurde wie folgt hergestellt:
a) 3,4-Dimethoxybenzolcarboximidamid-Hydrochlorid
21,4 g (400 mmol) Ammoniumchlorid werden in einem Dreihalskolben mit
Thermometer, Kühler, Tropftrichter und mechanischen Rührer unter Argonatmosphäre in
200 ml wasserfreiem Toluol suspendiert und auf 0°C gekühlt. 400 mmol
Trimethylaluminium (200 ml 2 M Lösung in Hexan) werden zugetropft, und der Ansatz wird
bei Raumtemperatur gerührt, bis keine Gasentwicklung mehr beobachtet wird (ca.
1,5 h). Eine Lösung von 33,6 g (200 mmol) 3,4-Dimethoxybenzonitril in 100 ml
trockenem Toluol wird zugetropft und die Reaktionsmischung 18 h bei 80°C gerührt.
Nach dem Abkühlen wird die Mischung bei -10°C tropfenweise mit 60 ml Methanol
versetzt und im Anschluss 90 min bei RT kräftig gerührt. Der Ansatz wird abgesaugt
und der Rückstand mit Methanol (5 × 200 ml) gewaschen. Das Filtrat wird eingeengt,
der Rückstand mit Methanol/Diethylethergemisch und Diethylether gewaschen und
der erhaltene Feststoff (Ausbeute: 28,2 g) getrocknet. Die Waschphasen werden
eingeengt, in Ethanol aufgenommen und mit Aktiv-Kohle entfärbt. Die Aktiv-Kohle
wird abfiltriert und das Filtrat eingeengt. Der erhaltene Rückstand wird mit
Diethylether versetzt und abgesaugt. Man erhält weitere 11,2 g Produkt.
Gesamtausbeute 92% d. Th.
1H-NMR (200 MHz, DMSO-d6): δ = 3.85 (s, 3H), 3.86 (s, 3H), 7.17 (d, 1H), 7.45 (d,
1H), 7.47-7.53 (m, 1H).
b) Ethyl 3-(acetylamino)-2-oxobutanoat
N-Acetyl-Alanin (4,92 g, 37, 5 mmol), 9,10 ml Pyridin und 150 mg DMAP werden
in 200 ml THF gelöst und die Lösung zum Sieden gebracht. In der Siedehitze werden
8,6 ml (10,5 g, 75 mmol) Ethyloxalylchlorid zugetropft, nach beendeter Zugabe wird
für weitere 3 h in der Siedehitze gerührt. Nach dem Abkühlen wird die
Reaktionsmischung auf 600 ml Eiswasser gegeben, mit Essigsäureethylester (4 × 150 ml)
extrahiert, die vereinigten organischen Phasen mit 200 ml ges. NaCl-Lösung
gewaschen, über Natriumsulfat getrocknet und eingeengt. Das erhaltene Material wird
ohne Verzögerung in Ethanol gelöst weiter umgesetzt.
c) N-{1[3-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5-oxo-4,5-dihydro-1,2,4-triazin-6-yl]ethyl}-
acetamid
3,4-Dimethoxybenzolcarboximidamid-Hydrochlorid (5,42 g, 25 mmol) wird in
100 ml Ethanol vorgelegt. 1,34 ml Hydrazinhydrat (1,34 g, 27,5 mmol) werden
zugegeben und der Ansatz 3 h bei 45°C gerührt. Nach dieser Zeit wird Ethyl
3-(acetylamino)-2-oxobutanoat in 50 ml Ethanol zugegeben und die Reaktionsmischung 6 h
bei 80°C Badtemperatur, anschließend 12 h bei Raumtemperatur gerührt. Der Ansatz
wird eingeengt und der Rückstand flash-chromatographisch (Laufmittelgradient
Dichlormethan/Methanol 40 : 1 bis 20 : 1) gereinigt.
Ausbeute: 2,85 g (35% d. Th.), amorpher Feststoff.
Fp.: 218°C
1H-NMR (300 MHz, DMSO-d6): δ = 1.35 (d, 3H), 1.84 (s, 3H), 3.84 (s, 3H), 3.85 (s,
3H), 5.00 (quint, 1H), 7.16 (d, 1H), 7.59-7.77 (m, 2H), 8.24 (d, 1H), 13.93 (s, 1H).
d) 2-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5,7-dimethylimidazo[5,1-f][1,2,4]triazin-4(3H)-on
N- {1-[3-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5-oxo-4,5-dihydro-1,2,4-triazin-6-yl]ethyl}acetamid
(2,60 g, 8,13 mmol) wird in 100 ml 1,2-Dichlorethan vorgelegt und die Lösung mit
0,19 ml (2,04 mmol) Phosphorylchlorid versetzt. Der Ansatz wird 24 h in der
Siedehitze gerührt. Nach dem Abkühlen wird der Niederschlag abgesaugt der Rückstand
mit Wasser (2 × 50 ml) und Diethylether (50 ml) gewaschen und getrocknet.
Ausbeute: 1,90 g (77% d. Th.)
1H-NMR (300 MHz, DMSO-d6): δ = 2.55 (s, 3H), 2.64 (s, 3H), 3.84 (s, 3H), 3.86 (s,
3H), 7.13 (d, 1H), 7. 5 8-7.62 (m, 1H), 7.64-7.71 (m, 1H).
e) 2-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5,7-dimethyl-4-(1H-1,2,4-triazol-1-yl) imidazo[5,1-
f][1,2,4]triazin
0,53 ml (879 mg, 5,67 mmol) Phosphorylchlorid werden unter Argon zu einer
Lösung von 568 mg (1,89 mmol)
N-{1-[3-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5-oxo-4,5-dihydro-1,2,4-triazin-6-yl]ethyl}acetamid in 80 ml trockenem Pyridin bei 0°C
zugetropft und der Ansatz für 20 min gerührt. Anschließend wird bei 0°C eine Lösung
von 3,33 g (47 mmol) 1,2,4-Triazol in 80 ml trockenem Pyridin zugegeben und der
Ansatz nach beendeter Zugabe bei RT für 16 h gerührt. Die dunkelrote
Reaktionsmischung wird eingeengt, der Rückstand mit 150 ml Eiswasser versetzt, und die
Mischung mit Dichlormethan extrahiert (3 × 100 ml). Die vereinigten organischen
Phasen werden getrocknet (Natriumsulfat) und das Lösungsmittel im Vakuum
entfernt. Der Rückstand wird flash-chromatographisch gereinigt (Laufmittel
Dichlormethan/Methanol 40 : 1). Man erhält 238 mg (36% d. Th.) an Produkt.
MS (ESI): 352 [M+H]+
1H-NMR (400 MHz, CDCl3): δ = 2.81 (s, 3H), 2.87 (s, 3H), 3.98 (s, 3H), 4.02 (s,
3H), 6.99 (d, 1H), 7.88 (d, 1H), 8.00 (q, 1H), 8.26 (s, 1H), 9.36 (s, 1H).
Fp.: 220°C
f) 2-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5,7-dimethyl-4-(3,4,5-trimethoxyphenoxy)imidazo[5,1-
f]-(1,2,4]triazin
Eine Lösung von 208 mg (1,85 mmol) Kalium-tert.-Butylat, 682 mg (3,70 mmol)
3,4,5-Trimethoxyphenol und 650 mg (1,85 mmol) 2-(3,4-Dimethoxyphenyl)-5,7-
dimethyl-4-(1H-1,2,4-triazol-1-yl)imidazo[5,1-f][1,2,4]triazin in 120 ml Pyridin
werden für 16 h in der Siedehitze gerührt. Nach dem Abkühlen wird das
Lösungsmittel entfernt und der Rückstand in 200 ml Dichlormethan aufgenommen. Man
wäscht mit 2 N Salzsäure (3 × 50 ml) und ges. Natriumchlorid-Lsg. (50 ml), trocknet
über Natriumsulfat und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Man reinigt zunächst
flash-chromatographisch (Laufmittelgradient
Dichlormethan-Dichlormethan/Methanol 20 : 1), anschließend durch HPLC, und trocknet in Hochvakuum.
Ausbeute: 525 mg (61% d. Th.)
Fp.: 184°C;
MS (DCI): 467 [M+H]+;
1H-NMR (200 MHz, DMSO-d6): δ = 2.61 (s, 3H), 2.66 (s, 3H), 3.69 (s, 3H), 3.71 (s,
3H), 3.78 (s, 9H), 6.84 (s, 2H), 7.06 (d, 1H), 7.59-7.68 (m, 2H).