CN115353460A - 一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用 - Google Patents
一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用 Download PDFInfo
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Abstract
本发明属于内质网成像的技术领域,公开了一种含苯酚的酮基‑水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用。所述含苯酚的酮基‑水杨醛联肼类化合物的结构为式I,其中,Ar表示芳香基团或其衍生结构,R1‑R10分别选自氢或羟基中的一种,R11选自氢、苯氰基、N‑咔唑基苯基、二苯胺基苯基或萘基中的一种。所述含苯酚的酮基‑水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用,用于制备内质网靶向型荧光探针。本发明的化合物能够实现对细胞中内质网的靶向识别;还能实现不同的进细胞速度及荧光量子产率。本发明的化合物,具有显著的聚集诱导发光性质产生活性氧的能力,表现出优异的内质网靶向性及良好的光动力抗癌效果,具有很好的应用前景。
Description
技术领域
本发明属于分析检测材料的技术领域,具体涉及一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用。
背景技术
内质网是真核细胞中最大的膜细胞器,外与细胞膜相连,内与核膜的外膜相通,将细胞内的各种结构有机地联结成一个整体,具有承担细胞内物质运输的作用。因此,内质网在细胞代谢过程中承担着重要角色,包括蛋白质合成和折叠、蛋白质翻译和修饰、钙信号转导和脂质合成等。还原剂或氧化剂、缺血缺氧、钙离子紊乱等因素均会诱导内质网功能障碍,从而引起内质网应激,导致进一步的细胞代谢紊乱和凋亡。有报道称内质网应激的发生会诱发神经退行性疾病、糖尿病、心脏病和癌症的病理变化。与此同时,内质网应激已被证明可以调控多种癌前特征及动态重编程免疫细胞的功能,因此内质网应激感受器及下游信号通路被认为是肿瘤生长和转移以及对化疗、靶向治疗和免疫治疗响应的关键调控因子。由于内质网的状态和结构是动态的,受环境因素影响很大,所以内质网的实时成像对研究内质网的生理学功能和病理学机制至关重要。发展灵敏和专一性的内质网探针,通过定位研究内质网动力学,分析内质网应激过程中内质网内化学环境和物质的改变对攻克上述疾病有重要的研究意义。
目前,已经发展许多用于内质网选择性成像和治疗的分子。常见的内质网靶向探针的构建策略是(1)插入内质网靶向肽序列;(2)构建具有适当亲疏水性的阳离子分子(3)引入对甲苯磺酰胺基团。此外,内质网靶向纳米药物的开发与应用逐渐成为生物工程、材料化学等领域的研究热点,在癌症靶向治疗、免疫调节等诸多方面具有广泛的应用前景。因此,开发内质网靶向探针,特别是基于现有荧光分子的改造,对于相关的治疗与应用具有重要的研究意义。
发明内容
为了克服现有技术存在的上述不足,本发明的目的在于提供一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用。本发明化合物能够较好的实现内质网靶向荧光成像,同时具有较好的光动力治疗肿瘤的效果。
本发明的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物作为荧光探针材料在生物分析和临床医学检测等领域中的应用。所述化合物用于制备内质网靶向型荧光探针和光动力治疗肿瘤药物。
本发明的目的至少通过如下技术方案之一实现。
酮基-水杨醛联肼类化合物,其结构通式为式I:
其中,Ar表示芳香基团或其衍生结构,取代基R1-R10分别选自氢或羟基中的一种,取代基R11分别选自氢、苯氰基、N-苯基咔唑基、二苯胺基或萘基中的一种。
优选地,所述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物,其结构式为
其中Ar表示芳香基团或其衍生结构,取代基R1,R2分别选自氢或羟基中的一种,取代基R3选自氢、苯氰基、N-咔唑基苯基、二苯胺基苯基或萘基中的一种。
所述R3分别选自氢或以下结构式中的一种:
进一步地,所述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物,具有如下任意一项结构式:
本发明提供一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物的制备方法,包括以下步骤:以有机溶剂为反应介质,将含苯酚的二苯基肼衍生物与水杨醛衍生物进行反应,分离提纯,获得含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物。
所述分离提纯的方式为层析柱分离。
所述含苯酚的二苯基肼衍生物的结构为
其中,取代基R1,R2分别选自氢或羟基中的一种。
进一步地,所述二苯基肼衍生物为以下结构式中的一种:
其中,取代基R3选自氢、苯氰基、N-咔唑基苯基、二苯胺基苯基或萘基中的一种。
进一步地,所述水杨醛衍生物以下结构式中的一种:
所述含苯酚的二苯基肼衍生物与水杨醛衍生物的摩尔比为1:1-1:5。
所述溶剂为甲醇、乙醇、乙酸、四氢呋喃、甲苯、苯、氯仿、二氯甲烷、N,N-二甲基甲酰胺,N,N-二甲基乙酰胺和N-甲基吡咯烷酮中的一种以上。
所述反应的温度为70-150℃,反应的时间为4-24h。
本发明提供的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网靶向成像中应用。所述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物用于制备内质网靶向型荧光探针。
一种内质网靶向荧光探针,包括上述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物。
所述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物用于制备光动力治疗肿瘤药物,通过光照实现抗肿瘤。一种光动力治疗肿瘤药物包括上述含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物。
所述内质网靶向成像,测试:在细胞培养基中加入所述的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物,在荧光显微镜或激光扫描共聚焦显微镜下观察,仅能在细胞的内质网上观测到荧光信号。
所述光动力治疗抗癌药物,测试:在细胞培养基中加入所述的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物,加入化合物无光照对肿瘤细胞活性基本无影响,而光照后能杀死多数肿瘤细胞。
本发明的化合物能够实现荧光光谱的有效红移,并通过抑制其分子内运动提高荧光量子产率;同时本发明的化合物具有显著聚集诱导发光性质;而且能够增强分子与细胞膜蛋白及内质网膜蛋白的相互作用,使分子定位在细胞的内质网中,实现内质网的靶向成像。本发明利用酮基-水杨醛联肼类结构良好的吸光能力实现能量转移,敏化周围的氧气分子产生活性氧,实现肿瘤细胞的光动力治疗。
与现有技术相比,本发明具有如下优点和有益效果:
(1)本发明提供的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物,选择联肼结构作为共轭桥联基元,一方面利用单双键交替的形式保持探针分子的共轭程度,另一方面N原子的孤对电子能够进一步增加共轭程度,降低单线态跟三线态之间的能极差,提高敏化产生活性氧的能力;
(2)本发明提供的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类,在联肼一端引入酚羟基结构,与N的孤对电子形成ESIPT态(激发态下分子内的质子转移),有效的增加斯托克斯位移,防止分子的自吸收现象;二苯基的自由转动引入RIR(分子内受限旋转)机制,强化了此类分子的AIE性能并提高了分子的荧光量子产率;
(3)本发明提供的含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物与细胞膜及内质网膜蛋白有较强的结合能力,实现对细胞中内质网的靶向识别;在水杨醛端引入不同的取代基,实现不同的进细胞速度及荧光量子产率。
附图说明
图1为p-DPAS的氢谱图;
图2为p-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图3为p-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图4为p-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图5为pb-DPAS的氢谱图;
图6为pb-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图7为pb-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图8为pb-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图9为mb-DPAS的氢谱图;
图10为mb-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图11为mb-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图12为mb-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图13为p-CN-DPAS的氢谱图;
图14为p-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图15为p-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图16为p-CN-DPAS在不同溶剂(环己烷、甲苯、异丙醇、四氢呋喃、乙醇、乙腈)中的荧光发射光谱;
图17为p-CN-DPAS产生活性氧的能力表征;
图18为p-CN-DPAS产生单线态氧的能力表征;
图19为p-CN-DPAS产生自由基型活性氧的能力表征;“light”表示光照;
图20为p-CN-DPAS分别与Lyso-Tracker Green,Mito-Tracker Green,ER-TrackerGreen及BODIPY 493/503的激光共聚焦成像结果;
图21为p-CN-DPAS与ER-Tracker Green分别在4T1,T24及L929细胞中共培养后的激光共聚焦成像结果;
图22为p-CN-DPAS在不同浓度下的光暗毒性;
图23为p-CN-DPAS的细胞凋亡结果分析;
图24为p-CN-DPAS在活体治疗肿瘤的效果图;
图25为pb-CN-DPAS的氢谱图;
图26为pb-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图27为pb-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图28为pb-CN-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图29为mb-CN-DPAS的氢谱图;
图30为mb-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图31为mb-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图32为mb-CN-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图33为p-Cz-DPAS的氢谱图;
图34为p-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图35为p-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图36为p-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果;
图37为pb-Cz-DPAS的氢谱图;
图38为pb-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图39为pb-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图40为pb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果
图41为mb-Cz-DPAS的氢谱图;
图42为mb-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;
图43为mb-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱;
图44为mb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。
具体实施方式
以下结合实例对本发明的具体实施作进一步说明,但本发明的实施和保护不限于此。需指出的是,以下若有未特别详细说明之过程,均是本领域技术人员可参照现有技术实现或理解的。所用试剂或仪器未注明生产厂商者,视为可以通过市售购买得到的常规产品。
实施例1
p-DPAS的制备:
(1)化合物2的合成
在回流条件下将化合物1(2mmol)和过量水合肼(40mmol)的混合物搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,旋蒸除去溶剂和剩下的水合肼,得到透明油状化合物2,产率为100%。
(2)化合物p-DPAS的合成
化合物2(1mmol)和化合物3(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到黄色固态化合物p-DPAS(含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物),产率为80%。
图1为p-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性;图2为p-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱;图3为p-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[p-DPAS]=10μM;λex=355nm。由图中可以看出,p-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在355nm,550nm左右,具有大的Stokes位移(195nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。p-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例2:实施例1中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的p-DPAS在37℃下共染16小时,之后再用磷酸盐缓冲液(PBS,10mM,pH=7.4)清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图4为p-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,p-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.97,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例3
pb-DPAS的合成:
(1)化合物5的合成
在回流条件下将化合物4(2mmol)和过量水合肼的混合物搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,旋蒸除去溶剂和剩下的水合肼,得到化合物5,产率为95%。
(2)化合物pb-DPAS的合成
化合物5(1mmol)和化合物3(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到黄色固态化合物pb-DPAS,产率为80%。
图5为pb-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图6为pb-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图7为pb-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[pb-DPAS]=10μM;λex=360nm。由图中可以看出,p-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在360nm,545nm左右,具有大的Stokes位移(185nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。pb-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例4:实施例3中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的pb-DPAS在37℃下共染16小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图8为pb-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,pb-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.97,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例5
mb-DPAS的合成:
(1)化合物7的合成
在回流条件下将化合物6(2mmol)和过量水合肼的混合物搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,旋蒸除去溶剂和剩下的水合肼,得到化合物6,产率为93%。
(2)化合物mb-DPAS的合成
化合物7(1mmol)和化合物3(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到黄色固态化合物mb-DPAS,产率为80%。
图9为mb-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图10为mb-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图11为mb-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[mb-DPAS]=10μM;λex=360nm。由图中可以看出,p-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在360nm,545nm左右,具有大的Stokes位移(185nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。mb-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例6:实施例5中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的mb-DPAS在37℃下共染16小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图12为mb-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,mb-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.96,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例7
p-CN-DPAS的合成:
(1)化合物10的合成
化合物8(2mmol)和化合物9(3mmol)在回流条件下搅拌4小时(溶剂CF3COOH的用量为50ml)。在反应完成后,用饱和氯化钠水溶液和二氯甲烷(DCM)进行萃取分液,用层析硅胶柱进行分离,得到化合物10,产率为60%。
(2)化合物p-CN-DPAS的合成
化合物10(1mmol)和化合物2(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到橘红色固态化合物p-CN-DPAS,产率为90%。
图13为p-CN-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图14为p-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图15为p-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[p-CN-DPAS]=10μM;λex=370nm。由图中可以看出,p-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在370nm,569nm左右,具有大的Stokes位移(199nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。p-CN-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
图16为p-CN-DPAS在不同溶剂(环己烷、甲苯、异丙醇、四氢呋喃、乙醇、乙腈)中的荧光发射光谱。[p-CN-DPAS]=10μM;λex=370nm。由图中可以看出,p-CN-DPAS的发射波长在不同极性的溶剂中变化不大,保持了优异的稳定性。
图17为p-CN-DPAS产生活性氧的能力表征。随着光照时间的延长,相比于空白组,混有p-CN-DPAS的活性氧探针二氯荧光素(DCFH)荧光强度逐渐增加,说明p-CN-DPAS具有较强的敏化产生活性氧的能力。
图18为p-CN-DPAS产生单线态氧的能力表征。随着光照时间延长,混有p-CN-DPAS的单线态氧探针9,10-蒽二基-二(亚甲基)二丙二酸(ABDA)吸收强度基本无变化,说明p-CN-DPAS基本不具有产生单线态氧的能力。
图19为p-CN-DPAS产生自由基型活性氧的能力表征。混有p-CN-DPAS的自由基型活性氧探针二氢罗丹明123(DHR123)在光照5min后荧光强度明显增加,加入自由基猝灭剂维C后荧光强度显著降低,说明p-CN-DPAS具有较强的敏化产生自由基型活性氧的能力。
实施例8:实施例7中化合物用于内质网靶向荧光成像及光动力抗癌治疗
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela),小鼠乳腺癌细胞(4T1),人膀胱癌细胞(T24),小鼠上皮样成纤维细胞(L929)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.Hela细胞在完全培养基中与10μM浓度的p-CN-DPAS在37℃下共染1小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green,溶酶体染料Lyso-Tracker Green,线粒体染料Mito-Tracker Green,脂滴染料BODIPY 493/503分别共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
c.4T1细胞,T24细胞及L929细胞分别在完全培养基中与10μM浓度的p-CN-DPAS在37℃下共染1小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
(2)光动力治疗肿瘤实验
a.将消化的细胞稀释至8万每毫升后接种于96孔板中,每孔100μl即8000个细胞,按上述培养方法培养24小时。待细胞贴壁后,将原始培养基替换为等量含不同浓度p-CN-DPAS的培养基,继续培养4小时后在光照密度为30mW/cm2的白光灯下光照30分钟后继续培养20小时或者44小时(光照组),或者在黑暗条件下孵育24小时或者48小时(黑暗组)后,再次将含样品的培养基替换为等量含MTT检测液的培养基继续培养2小时。最后将含MTT检测液的培养基替换为等量DMSO,通过酶标仪测定各孔的吸收数值,计算细胞存活率。
b.将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,待细胞贴壁后,加入40μM浓度的p-CN-DPAS培养2小时后,在光照密度为30mW/cm2的白光灯下光照30分钟,之后分别继续培养1,2,4,12小时后用PBS清洗3次,再加入异硫氰酸荧光素标记的膜联蛋白-V(Annexin V-FITC)及1mg/ml浓度的碘化吡啶(PI)共培养30分钟,用PBS清洗3次后通过激光共聚焦荧光显微镜进行拍摄。
图20为p-CN-DPAS分别与Lyso-Tracker Green,Mito-Tracker Green,ER-TrackerGreen及BODIPY 493/503的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,p-CN-DPAS分别与Lyso-Tracker Green,Mito-Tracker Green,ER-Tracker Green及BODIPY 493/503的共定位系数为0.67,0.72,0.97,0.66,实现了p-CN-DPAS对内质网的优异靶向性。
图21为p-CN-DPAS与ER-Tracker Green分别在4T1,T24及L929细胞中共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,p-CN-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数在3种细胞中均高于0.9,实现了p-CN-DPAS靶向不同细胞内质网的荧光成像。
图22为p-CN-DPAS在不同浓度下的光暗毒性。从图中可以看出,黑暗条件下,40μM浓度的p-CN-DPAS基本对细胞没有毒性,但是在光照条件下其对于细胞的毒性非常显著,说明了p-CN-DPAS对于肿瘤细胞优异的杀伤效果。
图23为p-CN-DPAS的细胞凋亡结果分析。从图中可以看出,光照后2小时,细胞膜呈现明亮的绿色荧光,说明磷脂酰丝氨酸外翻到了细胞膜外侧,这是细胞早期凋亡的标志之一;而光照后12小时,不仅细胞膜呈现明亮的荧光,细胞核也发出红色荧光,这是细胞晚期凋亡的标志之一,说明p-CN-DPAS是通过细胞凋亡的方式让肿瘤细胞死亡。
图24为p-CN-DPAS在活体治疗肿瘤的应用效果图。从图20中可以看出,仅用磷酸缓冲液(PBS)处理的荷瘤小鼠与无光照的p-CN-DPAS组的荷瘤小鼠的肿瘤的生长趋势一致;而在白光照射后,经光照处理的p-CN-DPAS组的小鼠表现出明显的肿瘤生长抑制作用,证实了p-CN-DPAS在体内具有较好的光动力治疗效果。
实施例9
pb-CN-DPAS的合成:
(1)化合物pb-CN-DPAS的合成
化合物8(1mmol)和化合物5(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到橘红色固态化合物pb-CN-DPAS,产率为80%。
图25为pb-CN-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图26为pb-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图27为pb-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[pb-CN-DPAS]=10μM;λex=370nm。由图中可以看出,pb-CN-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在370nm,561nm左右,具有大的Stokes位移(191nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。pb-CN-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例10:实施例9中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的pb-CN-DPAS在37℃下共染1小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图28为pb-CN-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,mb-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.94,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例11
mb-CN-DPAS的合成:
(1)化合物mb-CN-DPAS的合成
化合物8(1mmol)和化合物7(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到黄色固态化合物mb-CN-DPAS,产率为80%。
图29为mb-CN-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图30为mb-CN-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图31为mb-CN-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[mb-CN-DPAS]=10μM;λex=370nm。由图中可以看出,mb-CN-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在370nm,566nm左右,具有大的Stokes位移(196nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。mb-CN-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例12:实施例11中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的mb-CN-DPAS在37℃下共染1小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图32为mb-CN-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,mb-CN-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.95,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例13
p-Cz-DPAS的合成:
(1)化合物13的合成
化合物11(5mmol)、化合物12(5mmol)、Pd(P(Ph3)4)(0.1mmol)和K2CO3(2M)溶于二氧六环/水的混合物(V/V=12/4)。在100℃下N2气氛下反应24h,冷却后加入饱和硫代硫酸钠水溶液,使反应淬灭。之后用层析硅胶柱进行分离,对纯化产物进行层析,得到化合物13。
(2)化合物p-Cz-DPAS的合成
化合物13(1mmol)和化合物2(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到橘红色固态化合物p-Cz-DPAS,产率为80%。
图33为p-Cz-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图34为p-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图35为p-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[p-Cz-DPAS]=10μM;λex=368nm。由图2中可以看出,p-Cz-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在368nm,591nm左右,具有大的Stokes位移(223nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。p-Cz-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例14:实施例13中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的p-Cz-DPAS在37℃下共染4小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图36为p-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,p-Cz-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.91,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例15
pb-Cz-DPAS的合成:
(1)化合物pb-Cz-DPAS的合成
化合物13(1mmol)和化合物5(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到橘红色固态化合物pb-Cz-DPAS,产率为85%。
图37为pb-Cz-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图38为pb-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图39为pb-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[pb-Cz-DPAS]=10μM;λex=369nm。由图中可以看出,pb-Cz-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在369nm,584nm左右,具有大的Stokes位移(215nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。pb-Cz-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例16:实施例15中化合物用于内质网靶向荧光成像
(1)细胞成像实验
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的pb-Cz-DPAS在37℃下共染4小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图40为pb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,pb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.96,实现了靶向内质网的荧光成像。
实施例17
mb-Cz-DPAS的合成:
(1)化合物mb-Cz-DPAS的合成
化合物13(1mmol)和化合物7(1.5mmol)在回流条件下搅拌4小时(反应的温度为75℃,溶剂乙醇的用量为50ml)。在反应完成后,用层析硅胶柱进行分离,得到橘红色固态化合物mb-Cz-DPAS,产率为80%。
图41为mb-Cz-DPAS的氢谱,证明了其结构的正确性。图42为mb-Cz-DPAS在DMSO溶液中的归一化的紫外吸收光谱和荧光发射光谱。图43为mb-Cz-DPAS在不同水和DMSO比例下的荧光发射光谱。[mb-Cz-DPAS]=10μM;λex=368nm。由图2中可以看出,mb-Cz-DPAS的最大吸收峰及发射峰位置分别在368nm,583nm左右,具有大的Stokes位移(215nm)的强发光,源于激发态分子内质子转移过程(ESIPT)过程,而且由于分子内氢键被保护且其自由运动受到抑制,因此它可以发射强的酮式发光。mb-Cz-DPAS随着水(不良溶剂)含量的不断增加,其酮式荧光强度也不断增加,清楚地证实了其AIE性质。
实施例18:实施例17中化合物用于内质网靶向荧光成像
a.人宫颈癌细胞(Hela)在含有10%胎牛血清,100IU/ml青霉素,100μg/ml链霉素的DMEM完全培养基中培养,细胞培养箱温度设置为37℃,二氧化碳含量为5%。细胞培养每两天更换一次培养基,在细胞密度生长至约80%时,消化细胞并用培养基稀释到合适密度转移至新的培养皿中继续培养或进行下一步实验。
将消化的细胞稀释至20万每毫升,接种于激光共聚焦培养皿中,在上述条件下培养至细胞贴壁后进行给药实验并通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
b.细胞在完全培养基中与10μM浓度的mb-Cz-DPAS在37℃下共染4小时,之后再用PBS清洗三次,再加入500nM浓度的商业化内质网染料ER-Tracker Green共孵育30分钟后用PBS清洗3次,然后通过激光共聚焦荧光显微镜进行细胞成像实验。
图44为mb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green共培养后的激光共聚焦成像结果。从图中可以看出,mb-Cz-DPAS与ER-Tracker Green的皮尔森共定位系数高达0.97,实现了靶向内质网的荧光成像。
Claims (10)
7.根据权利要求4所述的应用,其特征在于:所述含苯酚的二苯基肼衍生物与水杨醛衍生物的摩尔比为1:1-1:5;
所述有机溶剂为甲醇、乙醇、乙酸、四氢呋喃、甲苯、苯、氯仿、二氯甲烷、N,N-二甲基甲酰胺,N,N-二甲基乙酰胺和N-甲基吡咯烷酮中的一种以上;
所述反应的温度为70-150℃,反应的时间为4-24h。
9.根据权利要求8所述内质网靶向型荧光探针在制备光动力治疗抗癌药物中的应用。
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CN202210800302.1A CN115353460B (zh) | 2022-07-08 | 2022-07-08 | 一种含苯酚的酮基-水杨醛联肼类化合物在内质网成像中的应用 |
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CN105541660A (zh) * | 2016-01-15 | 2016-05-04 | 华南理工大学 | 一种芳基水杨醛-二苯基-吖嗪联肼类化合物及制备与应用 |
CN106146342A (zh) * | 2015-04-17 | 2016-11-23 | 香港科技大学深圳研究院 | 芴基水杨醛联肼类衍生物及其制备方法和应用 |
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CN105541660A (zh) * | 2016-01-15 | 2016-05-04 | 华南理工大学 | 一种芳基水杨醛-二苯基-吖嗪联肼类化合物及制备与应用 |
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Title |
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XU, DAZHUANG ET AL.: "A new strategy for fabrication of water dispersible and biodegradable fluorescent organic nanoparticles with AIE and ESIPT characteristics and their utilization for bioimaging" * |
张晟曦等: "内质网靶向生物活性小分子探针研究进展" * |
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