CN113831911A - 一种基于细胞外囊泡的缺氧响应共组装体系及其制备方法 - Google Patents
一种基于细胞外囊泡的缺氧响应共组装体系及其制备方法 Download PDFInfo
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Abstract
本公开涉及一种基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系，所述共组装体系包括细胞外囊泡和附着在所述细胞外囊泡上的Pc/C5A，所述Pc/C5A含有杯芳烃QAC5A‑6C和铝酞菁AlPcS4；将杯芳烃QAC5A‑6C(C5A)和铝酞菁AlPcS4(Pc)混合并进行的第一孵育得到Pc/C5A；将其与细胞外囊泡混合进行的第二孵育，得到用于缺氧响应成像的共组装体系。
Description
技术领域
本公开涉及生物技术领域，具体地，涉及一种基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系、一种制备基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系的方法和一种目的在于缺氧响应成像的基于与细胞外囊泡共组装的自组装体Pc/C5A。
背景技术
氧作为所有生命体能量代谢过程中必须的重要元素，许多生理过程都是受氧调控的，使得机体对环境中对氧浓度的变化的感知和调控是十分精密的。缺氧是引起许多疾病的关键病因，例如肿瘤、贫血、心脑血管疾病等。实际上，轻度缺氧主要引起生命体的代偿性反应，低氧信号通路对一些组织氧化损伤和炎症具有保护作用。但过度的低氧信号可以导致机体损伤，甚至引起机体死亡。鉴于目前人们对低氧对疾病越来越深入的认知，研究人员也越来越重视示踪组织缺氧在临床上的应用，如磁共振成像(MRI)和正电子发射断层成像(PET)等，但是由于特殊设备的复杂性以及其在空间上的限制，这些大型仪器在科研上的使用还是有一定的不便利性。
发明内容
本公开的目的是提供一种简便快捷的示踪组织缺氧的方法。
本公开的发明人发现：细胞外囊泡可以靶向富集到目标器官或目标组织；杯芳烃C5A与铝酞菁Pc结合后可以淬灭铝酞菁Pc的荧光；在缺氧条件下，杯芳烃C5A的偶氮基团被选择性还原，导致铝酞菁Pc释放并恢复其荧光；杯芳烃C5A与铝酞菁Pc结合所形成自组装体Pc/C5A可以稳定高效地被细胞外囊泡装载，并不改变细胞外囊泡的结构和细胞外囊泡内组成成分，也不影响细胞外囊泡的生物功能，由此得到了本发明。
为了实现上述目的，本公开第一方面提供一种基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系，所述共组装体系包括细胞外囊泡和附着在所述细胞外囊泡上的杯芳烃C5A和铝酞菁Pc的自组装体Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
可选地，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3：1，优选为 2：1。
可选地，相对于每μg的所述共组装体系，所述自组装体Pc/C5A的含量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
可选地，所述细胞外囊泡的来源为脐带间充质干细胞。
本公开第二方面提供一种制备基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系的方法，该方法包括如下步骤：
S1、将杯芳烃C5A和铝酞菁Pc混合并进行第一孵育，得到自组装体Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
S2、将所述自组装体Pc/C5A与细胞外囊泡混合并进行第二孵育。
可选地，在步骤S1中，所述第一孵育条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为25-35min，优选为30min；所述第一孵育在黑暗避光条件向下进行。
可选地，在步骤S2中，相对于每μg的所述共组装体系，所述自组装体 Pc/C5A的用量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
可选地，在步骤S2中，所述第二孵育条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为1.5-2.5h，优选为2h。
本公开第三方面提供一种目的在于缺氧响应成像的基于与细胞外囊泡的共组装的自组装体Pc/C5A，所述自组装体Pc/C5A含有杯芳烃C5A和铝酞菁Pc；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
可选地，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3：1，优选为2：1。
通过上述技术方案，本公开能够实有效地在体内体外示踪细胞外囊泡在缺氧部位富集。
本公开的其他特征和优点将在随后的具体实施方式部分予以详细说明。
附图说明
附图是用来提供对本公开的进一步理解，并且构成说明书的一部分，与下面的具体实施方式一起用于解释本公开，但并不构成对本公开的限制。在附图中：
图1为杯芳烃C5A和铝酞菁Pc结合形成自组装体Pc/C5A及自组装体自组装体结合细胞外囊泡形成共组装体系图。
图2A为细胞外囊泡和缺氧响应成像共组装体系的冷冻投射电镜照片，标尺为100nm。
图2B为细胞外囊泡标志蛋白的Western blot鉴定。
图2C为细胞外囊泡的粒径的共组装体系的跟踪分析仪分析结果(该细胞外囊泡为脐带来源的间充质干细胞分泌的细胞外囊泡)。
图2D为细胞外囊泡的Zeta电位的共组装体系的跟踪分析仪分析结果 (该细胞外囊泡为脐带来源的间充质干细胞分泌的细胞外囊泡)。
图3A为在不同时间间隔通过紫外-可见分光光度法分析PBS溶液中检测缺氧响应成像共组装体系的稳定性。
图3B为在PBS和含10％FBS的PBS中孵育72h(n＝5)的Pc/C5A@EVs 的Zeta电位变化。
图3C为在PBS和含10％FBS的PBS中孵育72h(n＝5)的Pc/C5A@EVs 的平均大小变化。
图4A为Xenogen IVIS Lumina活体成像系统分别对商业化染料Pc、 Pc/C5A缺氧探针、缺氧响应成像共组装体系在常氧状态下血清中进行成像分析荧光强度。
图4B为A的荧光强度定量分析。
图5A-B为激光共聚焦显微镜观察缺氧响应成像共组装体系和PKH26 荧光探针标记的细胞外囊泡被细胞内化后分别在缺氧条件下的成像效果。
图5C为激光共聚焦显微镜观察缺氧响应成像共组装体系和PKH26荧光探针标记的细胞外囊泡被细胞内化后分别在缺氧条件下荧光信号的比值。
图6A为体内示踪缺氧响应成像共组装体系在体内呈时间依赖性分布；
图6B-C为缺氧肾脏和正常肾脏离体的荧光成像结果及荧光信号统计；
图6D-E为体外D3取材各个重要组织的体外成像以及荧光信号统计。
图7A为Pc、C5A、Pc/C5A、缺氧响应成像共组装体系处理HK-2细胞的活力，证明Pc/C5A缺氧探针并不影响细胞外囊泡促进细胞增殖的能力；
图7B为免疫组化染色显示缺氧响应成像的共组装体系可促进缺氧肾脏HIF-1α表达的染色图像。
图7C为免疫组化染色显示缺氧响应成像的共组装体系可促进缺氧肾脏 HIF-1α表达的降低。
图8A为注射共组装体系后第1、3和7天的肾脏切片的代表性H&E染色图像。
图8B-C为透明管铸型形成和肾小管坏死的统计。
图8D-E为第1、3和7天的血清肌酐SCr和尿素氮BUN的肾功能数值。
具体实施方式
以下结合附图对本公开的具体实施方式进行详细说明。应当理解的是，此处所描述的具体实施方式仅用于说明和解释本公开，并不用于限制本公开。
本公开第一方面提供一种基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系，所述共组装体系包括细胞外囊泡和附着在所述细胞外囊泡上的杯芳烃C5A和铝酞菁Pc的自组装体Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
本公开所述的共组装体(Pc/C5A@EVs)不改变细胞外囊泡的形态、直径和细胞外囊泡内的组成成分，也不影响细胞外囊泡的生物功能；所述细胞外囊泡的形态为杯状囊泡结构；所述附着在细胞外囊泡上的自组装体Pc/C5A 具有稳定性；本公开使用的杯芳烃为偶氮杯芳烃(QAC5A-6C，简称C5A)，与铝酞菁(AlPcS4，简称Pc)染料结合并猝灭其荧光，在缺氧条件下，偶氮基被选择性还原，导致Pc释放并恢复其荧光的缺氧探针，稳定高效的被细胞外囊泡装载。
根据本公开，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3：1，优选为2：1。
根据本公开，相对于每μg的所述共组装体系，所述自组装体Pc/C5A的含量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
根据本公开，所述细胞外囊泡的来源为脐带间充质干细胞。
本公开第二方面提供一种制备基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系的方法，该方法包括如下步骤：
S1、将杯芳烃C5A和铝酞菁Pc混合并进行第一孵育，得到自组装体 Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
S2、将所述自组装体Pc/C5A与细胞外囊泡混合并进行第二孵育。
本公开所述的共组装体系和自组装体Pc/C5A只在缺氧的下特异性的释放荧光；当自组装体Pc/C5A与细胞外囊泡在缺氧的条件下组装成共组装体，低氧响应性启动，从而达到检测示踪细胞外囊泡的目的。
根据本公开，在步骤S1中，所述第一孵育条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为25-35min，优选为30min；所述第一孵育在黑暗避光条件下进行。
根据本公开，在步骤S2中，相对于每μg的所述缺氧响应成像共组装体系，所述自组装体Pc/C5A的用量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
根据本公开，在步骤S2中，所述第二孵育条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为1.5-2.5h，优选为2h。
本公开第三方面提供一种目的在基于与细胞外囊泡的缺氧响应共组装自组装体Pc/C5A，所述自组装体含有杯芳烃C5A和铝酞菁Pc；其中，自组装体Pc/C5A具有较强的稳定性。
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
本公开所述的共组装体的生物功能可以包括共组装体对细胞活力的影响、共组装体对损伤组织的修复情况；本公开所述的共组装体不影响细胞活力且能够促进细胞增殖能力；本公开所述的共组装体还可以缓解肾脏损伤程度、减少损伤肾脏管型数量、修复坏死的肾小管以及保护损伤的肾脏组织。
根据本公开，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3：1，优选为2：1。
本公开所述的自组装体Pc/C5A的最大特点是采用了超分子宿主客体的方法，该方法基于缺氧响应性大环化合物与商业染料的复合，应用了非公价策略，降低了合成的困难程度。且在缺氧条件下发光显著增强。
下面通过实施例来进一步举例说明本公开，但是本公开并不因此而受到任何限制。
细胞培养基、双抗、胰酶等试剂均购于Gibco公司；
细胞培养耗材均购于Corning公司；
细胞培养所需血清为去除细胞外囊泡的胎牛血清，购于BI公司。
实施例1
本实施例用于说明一种脐带来源间充质干细胞来源的细胞外囊泡提取方法。
处理步骤如下：将胎牛血清置于超速离心管中，100000g在4℃离心2h，在超净台中取上清，并用0.22μm的针式滤器过滤，保存于-80℃冰箱备用。
细胞传代培养、冻存及复苏等细胞生物学实验操作步骤详见《动物细胞培养(第六版)》。
收集含有细胞外囊泡的人脐带来源间充质干细胞(hP-MSCs)的条件培养基：当培养于75cm2的细胞培养瓶中的hP-MSCs处于对数增长期，细胞汇合度达到80％时，吸尽培养基，用PBS洗两次，每瓶加入10ml配置好的含有10％无细胞外囊泡的FBS的完全培养基，继续培养24h-48h后，将培养基收集至离心管中，该培养基为富含细胞外囊泡的条件培养基。
超速离心法分离提取细胞外囊泡：
(1)将上述步骤获得的条件培养基于4℃，300g离心10min，去除细胞碎片。
(2)将所得上清于4℃，12000g离心20min，去除凋亡小体等大的细胞碎片。
(3)用0.22μm的针式滤器过滤所得上清，去除直径大于200nm的微囊泡。
(4)把过滤后的上清置于超速离心管中，4℃，100000g离心70min，弃上清，加入适量PBS重悬管底沉淀，于-80℃保存。
实施例2
本实施例用于说明一种制备基于细胞外囊泡(EVs)的用于缺氧响应成像的共组装体系的方法。
(1)分别取铝酞菁Pc,杯芳烃C5A混合之后，于暗室中37℃孵箱处理 30min。
(2)将Pc/C5A添加入提取好的含200-300μg蛋白质的100μL EVs样品中，以PBS补足至500μL，此时Pc/C5A终浓度为10μM/20μM，颠倒混匀，在37℃下温育2h。
(3)将上述混合液移入超速离心管中，以PBS补满，4℃，100000g离心120分钟后去除上清，获取已经染成绿色的细胞外囊泡。
(4)用50μl PBS重悬细胞外囊泡，分装并储存于-80℃冰箱备用。
实施例3
本实施例用于说明一种基于细胞外囊泡(EVs)的缺氧响应成像共组装体系的鉴定方法。
(1)使用透射电子显微镜鉴定细胞外囊泡形态
将实施例1提取的细胞外囊泡和实施例2的缺氧响应成像共组装体系分别滴于200目的样品铜网上，室温静止2min，用滤纸吸干多余液体；在样品网上滴加20mg/mL醋酸铀溶液，室温静置1min，对样品进行负染，用滤纸吸干多余液体，并将样品网晾干；将制备好的样品置于透射电镜下观察，并采集照片。如图1所示，细胞外囊泡形态和直径均不发生改变，形态为杯状囊泡样结构，直径约为70-120nm左右。
(2)通过Western blot检测细胞外囊泡标志蛋白ALIX、CD9和CD63
1)蛋白样品制备：在实施例1提取的细胞外囊泡和实施例2的缺氧响应成像共组装体系中加入RIPA裂解液裂解，反复吹打后移入洁净1.5mL EP 管中，在冰上裂解30min，每10min涡旋振荡一次，于4℃，100000rpm离心15min，将上清移入新的EP管中；使用BCA法测定细胞外囊泡蛋白浓度，其余蛋白液中加入5×上样缓冲液，在沸水中煮10min，保存于-80℃冰箱中备用。
2)聚丙烯酰胺凝胶电泳：将洁净晾干的玻璃板装于制胶架上，使底边吻合严密，用蒸馏水验漏。按照分离胶配方配制10％的分离胶溶液，充分混匀，用移液器加入4.5ml分离胶溶液至玻璃板缝隙中，立即轻柔加入蒸馏水将分离胶液面压平，约20min后分离胶凝固。按照配方配制5％的浓缩胶溶液，灌注1.5ml浓缩胶溶液到分离胶的上方，立即插入梳子，待浓缩胶凝固后便可使用。将配好的胶板放置到电泳槽内，注意短玻板向内侧，在两块玻板中间加入电泳液，将梳子拔出，按照测定蛋白浓度统一上样量，将蛋白样品加入上样孔中，添加电泳液至电泳槽标记处，盖好电泳槽盖，注意连接正负极，90V开始电泳，待溴酚蓝跑至分离胶时，将电压调至120V，直至溴酚蓝接近玻板底部时停止电泳。
3)转膜：将转膜夹与海绵及滤纸浸泡于预冷的转膜缓冲液中，把聚丙烯酰胺凝胶置于黑色夹板一侧，剪取适宜大小的PVDF膜，置于甲醇中活化 60s，放置于胶上，除尽气泡，覆盖滤纸和海绵，按照转膜夹负极(黑色)- 海绵-滤纸-胶-膜-滤纸-海绵-正极(白色)顺序夹好转膜夹，放置于转膜槽中，添加转膜液，冰浴恒压120V转膜2h。
4)封闭：将转膜完成的PVDF膜取出，用TBST溶液洗尽凝胶残渣，置于5％的脱脂牛奶(封闭液)中，水平摇床100rpm室温封闭1h。
5)抗体杂交：①一抗孵育：用封闭液按照说明书稀释一抗(ALIX 1： 1000稀释、CD91:1000稀释以及CD63 1:1000稀释)，吸取2ml一抗置于抗体孵育盒中，对照蛋白Marker将目的条带剪下，浸泡于对应一抗中，4℃孵育过夜；②二抗孵育：将条带用TBST溶液清洗3次，每次5min，然后加入对应二抗，水平摇床100rpm室温孵育2h，孵育完成后用TBST洗3次，每次5min。
6)发光检测：把发光液A/B按1:1比例进行混合配成工作液，在暗室中将发光液滴加在膜上，待目的条带发出绿色荧光时，用胶片进行曝光、显影及定影。
(3)用纳米颗粒跟踪分析仪检测细胞外囊泡粒径，Zeta电位和浓度
将实施例1提取的细胞外囊泡和实施例2的缺氧响应成像共组装体系用双蒸水稀释，加入到纳米颗粒跟踪分析仪样品池中进行检测，通过子体积的扫描，来自于数以千计的颗粒的Zeta电位和粒径柱状图的结果就可以计算出来。此外，颗粒浓度也可以通过视频计数分析得到。如图1显示，装载Pc/C5A 后细胞外囊泡的粒径分布没有发生显著改变，尽管Zeta电位稍有变化，可能是因为带正电的Pc/C5A附着其表面所致。
实施例4
本实施例用于说明缺氧响应成像共组装体系的稳定性的检测。
对缺氧响应成像共组装体系的稳定性进行评价：
(1)通过紫外-可见分光光度计检测缺氧响应成像共组装体系超离之后在D1、D2、D3中缺氧响应成像共组装体系沉淀和上清的紫外吸收光谱。
(2)通过Zeta电位检测与粒径分析分别检测72h内缺氧响应成像共组装体系在PBS和含有10％FBS的血清中的电位和粒径大小果表明缺氧响应成像共组装体系具有较强的稳定性，可以继续用于后续的实验研究。
实施例5
本实施例用于说明检测缺氧响应成像共组装体系在缺氧条件下成像的方法。
通过体外成像技术检测缺氧响应成像共组装体系在常氧血清中的荧光成像效果：
(1)取6个相同的EP管，分别放入1ml体积的浓度为游离Pc(10μM)， Pc/C5A(10/20μM)，实施例2中的缺氧响应成像共组装体系(10/20μM； MSC-EVs，100μg)，Pc的荧光图像+EVs(Pc，10Μm；MSC-EVs，100μg；孵育后不进行超速离心)和Pc/C5A+EVs(10/20Μm；MSC-EVs，100μg；孵育后不进行超速离心)。
(2)使用Xenogen IVIS Lumina活体成像系统进行成像，设置激发光通道为606nm，发射通道为Cy5.5。上机检测，并对得到的荧光值进行定量统计。
实施例6
本实施例用于说明通过激光共聚焦显微镜观察HK-2细胞对细胞外囊泡装载Pc/C5A分别在常氧和缺氧条件下的内化成像效果。
(1)人肾小管上皮细胞(HK-2)的培养：将HK-2培养于24孔板的细胞爬片上。待细胞贴壁后，更换为不加血清的培养基，将细胞放入缺氧培养箱以模拟体外缺氧条件。
(2)细胞外囊泡以及缺氧响应成像共组装体系的内化：待融合度达到 70％左右时，加入实施例2的缺氧响应成像共组装体系，37℃恒温培养24-48 小时。然后弃去培养基，PBS清洗之后用4％多聚甲醛固定10min，然后用 PBS洗3次，再用细胞核荧光染料DAPI染色15min，PBS洗3次，在激光共聚焦显微镜下观察被内化的细胞外囊泡与缺氧响应成像共组装体系。
作为对比，最常用商业化荧光探针PKH 26标记细胞外囊泡后同样与 HK-2共培养24-48小时，观察细胞外囊泡的内化，并进行亮度统计。如图4B 所示，PKH 26标记的细胞外囊泡的荧光强度在缺氧条件下远不如缺氧响应成像共组装体系亮度高，更重要的是Pc/C5A缺氧探针以及缺氧响应成像共组装体系只在缺氧条件下特异性的释放荧光，常氧条件下几乎没有荧光亮度。
实施例7
本实施例用于说明一种基于细胞外囊泡的缺氧响应杯芳烃释放荧光分子的体内示踪方法
1)6-8周健康雄性C57小鼠尾静脉注射100μL缺氧响应成像共组装体系。
2)在不同时间点利用Xenogen IVIS Lumina活体成像系统监测缺氧响应成像共组装体系在体内体外的分布。注射72h内荧光信号几乎全部聚集在缺氧肾脏部位。
实施例8
本实施例用于说明一种检测缺氧响应成像共组装体系生物功能的方法
1、缺氧响应成像共组装体系对细胞活力的影响：
1)HK-2以10000cells/孔的密度接种于96孔板中，预培养24小时。
2)向细胞培养基中分别加入10μM Pc、20μM C5A、10μM/20μM的 Pc/C5A和实施例2的缺氧响应成像共组装体系(10μM/20μM、100μg/ml)(每个组有5个平行孔)，培养基组作为对照。
3)于24小时后，弃掉原有培养基，每孔中加入100μL新培养基，然后每孔加入20μLMTT溶液，持续培养4小时。
4)弃掉培养基，用PBS冲洗细胞3次，然后在每孔中加入100μl的DMSO 溶液，室温孵育15min。
5)吸取每孔溶液50μL至新96孔板中，酶标仪490nm波长下，测量吸光度值。
结果表明，缺氧响应成像共组装体系不影响细胞的活力，同样具有促进细胞增殖的能力。
2、损伤组织修复情况：
1)小鼠急性肾损伤模型的构建：单侧肾脏缺血再灌注，称取小鼠体重，小鼠按1ml/kg体重腹腔注射4％的水合氯醛溶液进行麻醉，待小鼠麻醉后，使用动物脱毛器脱去背部毛发，碘伏消毒，小心剪开背部皮肤以及粘膜，暴露右肾。使用微型动脉夹夹闭肾动脉血管45min后，将动脉夹取下，待肾脏血流恢复正常后，使用无紫外吸收的缝合线将伤口缝好，碘伏消毒。假手术组不做肾动脉夹闭处理，只暴露肾脏，然后进行缝合。损伤小鼠随机分为3组：PBS组、Pc/C5A缺氧探针组和Pc/C5A@EVs组，尾静脉给药治疗。此外，假手术组的小鼠作为对照组。
2)免疫组化染色评价损伤组织中缺氧诱导因子-1(HIF-1α)表达情况：使用缺氧响应成像共组装体系治疗缺氧肾损伤模型小鼠，在第3天时，处死小鼠对损伤组织取材，制作冰冻切片，并对其进行免疫组化染色，对损伤肾脏组织中HIF-1α表达情况进行评估，如图5B所示缺氧响应成像共组装体系可以显著降低缺血缺氧肾脏组织的HIF-1α的表达，促进损伤组织结构的恢复。
评价损伤组织修复情况：分别在缺氧处理后1、3、7天分别取材缺氧肾脏。然后进行H&E染色，进而分析缺氧响应成像共组装体系对肾脏组织修复的作用。结果显示在D1时，缺氧组的肾脏出现了严重的肾小管坏死，蛋白管型和肾小管刷状缘丢失现象，但是缺氧响应成像共组装体系组的修复结果最好，这表明缺氧响应成像共组装体系可以缓解肾脏损伤的程度，减少损伤肾脏管型的数量，修复坏死的肾小管，保护损伤的肾脏组织。分别检测肾功能指标血清肌酐SCr与尿素氮BUN来表征肾功能。其中，Pc/C5A@EVs 处理组有明显的改善肾功能的作用。
以上结合附图详细描述了本公开的优选实施方式，但是，本公开并不限于上述实施方式中的具体细节，在本公开的技术构思范围内，可以对本公开的技术方案进行多种简单变型，这些简单变型均属于本公开的保护范围。
另外需要说明的是，在上述具体实施方式中所描述的各个具体技术特征，在不矛盾的情况下，可以通过任何合适的方式进行组合，为了避免不必要的重复，本公开对各种可能的组合方式不再另行说明。
此外，本公开的各种不同的实施方式之间也可以进行任意组合，只要其不违背本公开的思想，其同样应当视为本公开所公开的内容。
Claims (10)
1.一种基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系，其特征在于，所述共组装体系包括细胞外囊泡和附着在所述细胞外囊泡上的杯芳烃C5A和铝酞菁Pc的自组装体Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
2.根据权利要求1所述的共组装体系，其中，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3:1，优选为2：1。
3.根据权利要求1或2所述的共组装体系，其中，相对于每μg的所述共组装体系，所述自组装体Pc/C5A的含量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
4.根据权利要求1所述的共组装体系，其中，所述细胞外囊泡的来源为脐带间充质干细胞。
5.一种制备基于细胞外囊泡的用于缺氧响应成像的共组装体系的方法，其特征在于，该方法包括如下步骤：
S1、将杯芳烃C5A和铝酞菁Pc混合并进行第一孵育，得到自组装体Pc/C5A；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
S2、将所述自组装体Pc/C5A与细胞外囊泡混合并进行第二孵育。
6.根据权利要求5所述的方法，其中，在步骤S1中，所述第一孵育的条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为25-35min，优选为30min；所述第一孵育在黑暗避光条件下进行。
7.根据权利要求5所述的方法，其中，在步骤S2中，相对于每μg的所述共组装体系，所述自组装体Pc/C5A的用量为0.114-0.120μg，优选为0.117μg；所述共组装体系的重量以细胞外囊泡的蛋白重量计算。
8.根据权利要求5所述的方法，其中，在步骤S2中，所述第二孵育条件包括：温度为35-40℃，优选为37℃；时间为1.5-2.5h，优选为2h。
9.一种目的在于缺氧响应成像的基于与细胞外囊泡共组装的自组装体Pc/C5A，其特征在于，所述自组装体Pc/C5A含有杯芳烃C5A和铝酞菁Pc；
所述杯芳烃C5A的结构式为
所述铝酞菁Pc的结构式为
10.根据权利要求9所述的自组装体Pc/C5A，其中，所述杯芳烃C5A和所述铝酞菁Pc的摩尔比为1-3:1，优选为2：1。
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