CN112843251A - 细胞穿膜肽修饰的药物载体及其制备方法和应用 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了一种细胞穿膜肽修饰的药物载体及其制备方法和应用，属于药物制剂技术领域。所述药物载体为可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物和长链两亲性嵌段共聚物自组装形成的聚合物胶束；所述可活化细胞穿膜肽为HE‑CPP，其氨基酸序列为C(HE)10G5‑CPP，CPP为一段含有精氨酸、赖氨酸或其组合的氨基酸序列。在正常生理条件下，该细胞穿膜肽HE‑CPP呈“发夹”闭合结构，长链两亲性嵌段共聚物能够将“发夹”状的HE‑CPP完全包埋，从而进一步降低CPP活性。

Description

细胞穿膜肽修饰的药物载体及其制备方法和应用
技术领域
本发明属于药物制剂技术领域，具体涉及一种细胞穿膜肽修饰的药物载体及其制备方法和应用。
背景技术
靶向递送系统一直是纳米药物研究的热点，传统的单一机制靶向系统在实际应用中往往靶向效率较低、疗效不理想。近年来，研究人员开始研究基于肿瘤微环境的多重靶向递送技术。肿瘤微环境是一个复杂的综合系统，主要由肿瘤细胞、脉管系统、成纤维细胞、免疫细胞及细胞外基质组成。肿瘤组织具有较高的细胞密度，血管分布不均匀。由于肿瘤组织的挤压导致其血流量低于正常组织，具有较高间质压，阻碍了药物跨过血管壁。此外，肿瘤细胞间质中胶原纤维含量较高，间质黏度的增大阻碍了纳米药物扩散，使药物难以递送至肿瘤深部发挥疗效。在实体瘤中，其细胞外的pH值(6.5～6.8)普遍低于正常组织和血液的pH值(7.2～7.4)。因此，目前很多研究利用肿瘤组织这一特殊的微环境构建pH敏感型药物递送系统。
细胞穿膜肽(Cell penetrating peptides，CPPs)是一段具有细胞膜穿透作用的短肽，其序列中通常含有较多碱性氨基酸(如精氨酸和赖氨酸)，因此，CPPs一般呈正电性，从而能够发挥对不同类别细胞的穿透作用，这一特点也决定了CPPs的穿膜作用不具有靶向性，难以实现药物的精准递送。
2004年，Roger Y.Tsien团队提出了可活化细胞穿膜肽(Activatable cell-penetrating peptides，ACPPs)概念(Tao Jiang,et al.PNAS,DOI:10.1073/pnas.0408191101)。经过近20年发展，ACPPs已发展成为对细胞穿膜肽(Cell-penetratingpeptides，CPPs)进行靶向性改造的重要手段，具体来讲，ACPPs是通过物理化学手段对CPPs的正电荷进行有效屏蔽，实现其在正常生理条件下的完全或部分失活，在靶组织或细胞内则利用特异性的酶切、酸水解、光激活等技术手段，使CPPs重新恢复活性。然而，ACPPs通常不具有可逆性，无法实现CPPs在“非激活态”和“激活态”之间的自由切换。
针对上述问题，Wei-Chiang Shen和Chunmeng Sun课题组设计了一种可活化细胞穿膜肽(Reversibly activatable cell-penetrating peptides，RACPPs)。该系统由3部分组成：①由组氨酸-谷氨酸重复序列组成的一段HE掩蔽肽，②由5个甘氨酸构成的一段柔性肽，和③一段CPPs，包括但不限于R6、Model Amphipathic Peptide(MAP)和ArginineDeiminase(ADI)；能够响应其所处环境pH变化而发生构象变化，从而实现“非激活态”和“激活态”之间的自由切换(Jennica L.Zaro,Journal of Controlled Release,DOI:10.1016/j.jconrel.2012.01.039；Tzyy-Harn Yeh,Molecular Pharmaceutics,DOI:10.1021/acs.molpharmaceut.5b00706；Baoqiang Tang,Journal of Controlled Release,DOI:10.1016/j.jconrel.2018.04.016；Yinglan Yu,Journal of Colloid and InterfaceScience,DOI:10.1016/j.jcis.2020.10.103)。
然而，上述研究仅在一定程度上实现对CPPs阳离子特性的掩蔽作用，因此，设计一种具有更高掩蔽效果的药物递送系统有利于进一步降低CPPs介导的非特异性摄取，提高安全性。
发明内容
针对上述现有设计的不足，本发明的目的是提供一种细胞穿膜肽修饰的药物载体。
为了实现上述发明目的，本发明采用以下技术手段：
一种细胞穿膜肽修饰的药物载体，所述药物载体为可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物和长链两亲性嵌段共聚物自组装形成的聚合物胶束；
所述可活化细胞穿膜肽为HE-CPP，其氨基酸序列为C(HE)10G5-CPP，其中：C为半胱氨酸，(HE)10为10个组氨酸-谷氨酸相连的肽链，G5为5个甘氨酸相连的肽链，CPP为一段含有精氨酸、赖氨酸或其组合的氨基酸序列，净电荷为6～8。
具体可以包括但不限于：RRRRRR、KKKKKK、RKRKRK、KRKRKR、RRRRRRDR、RRRRRRER、RRRRRRGDK。
本发明的一个实施例中，采用RRRRRRGDK作为CPP；对比例中，采用RRRRRR作为CPP。
进一步地，所述短链两亲性嵌段共聚物的亲水链为短链PEG，其分子量可选自400～18000，优选400～10000。
进一步地，所述长链两亲性嵌段共聚物的亲水链为长链mPEG，其分子量可选自2000～20000，优选2000～12000。
进一步地，所述可活化细胞穿膜肽与短链两亲性嵌段共聚物的亲水链通过巯基与马来酰亚胺相连接得到，且短链PEG与HE-CPP的链长之和应短于长链mPEG的链长，从而实现良好的双重掩蔽作用，即HE对CPP的电荷掩蔽作用和长链mPEG对CPP的物理掩蔽作用。
进一步地，所述短链两亲性嵌段共聚物和长链两亲性嵌段共聚物的疏水链可选自PLA、PLGA、PBLG、DSPE或PCL中的一种或多种。
在本发明的一个实施例中，采用的短链两亲性嵌段共聚物为PEG2000-PLA，采用的长链两亲性嵌段共聚物为mPEG5000-PLA。
进一步地，在所述聚合物胶束中包载有抗肿瘤药物。
上述药物载体的制备方法，包括以下步骤：
步骤1，将可逆活化穿膜肽HE-CPP与短链两亲性嵌段共聚物的亲水链相连接，得到修饰的短链两亲性嵌段共聚物；
步骤2，将长链两亲性嵌段共聚物和可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物经自组装，即可得到所述药物载体。
在本发明的一个实施例中，采用脂溶性抗肿瘤药物紫杉醇为模型药物，先将长链两亲性嵌段共聚物和可逆细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物溶于有机溶剂，然后加入模型药物紫杉醇，通过旋蒸去除有机试剂，再用PBS缓冲液(pH 7.4)水化后，经透析，得到包载脂溶性药物的聚合物胶束。优选地，所述有机溶剂为氯仿。
上述药物载体在制备肿瘤治疗药物中的应用。
有益效果：本发明采用可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物CPP-HE-PEG2000-PLA和长链两亲性嵌段共聚物mPEG5000-PLA自组装形成的聚合物胶束作为药物载体。如图1和图2所示，可活化细胞穿膜肽HE-CPP，在正常生理(pH 7.2～7.4)条件下，CPP由于组氨酸-谷氨酸肽链(HE)10的静电吸附作用使可活化细胞穿膜肽HE-CPP呈“发夹”闭合结构，R6正电性被部分掩蔽；进一步地，长链mPEG能够将“发夹”状的HE-CPP完全包埋，从而进一步降低CPP在正常生理环境中的活性。
附图说明
图1为本发明中细胞穿膜肽的结构图。
图2为本发明中药物载体的示意图。
图3为实施例1中mPEG5000-PLA的核磁谱图。
图4为实施例1中HE-CPP的红外谱图。
图5为实施例1中Mal-PEG2000-PLA的红外谱图。
图6为实施例1中CPP-HE-PEG2000-PLA的红外谱图。
图7为对比例1中mPEG2000-PLA的核磁谱图。
图8为药物载体PTX/PM(5k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-CPP和PTX/PM(2k)的粒径结果。
图9为药物载体PTX/PM(5k)-HE-CPP的电镜图。
图10为药物载体PTX/PM(5k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-CPP和PTX/PM(2k)在pH 7.4和6.5条件下的Zeta电位结果。
图11为实施例2中在不同pH环境下MCF-7细胞对药物载体的摄取量结果。
图12为实施例3中在不同pH环境下4T1细胞对药物载体的摄取量结果。
图13为测试例3中不同pH环境下4T1细胞对药物载体的摄取量结果。
图14为测试例4中不同pH环境下4T1细胞对药物载体的胞内转运结果。
具体实施方式
下面结合附图和具体实施例对本发明作进一步详细说明，但不应理解为对本发明的限制。在不背离本发明精神和实质的情况下，对本发明方法、步骤或条件所作的修改或替换，均属于本发明的范围。实施例中未注明具体条件的实验方法及未说明配方的试剂均为按照本领域常规条件。
在本发明的以下实施例中，采用的短链两亲性嵌段共聚物为PEG2000-PLA，采用的长链两亲性嵌段共聚物为mPEG5000-PLA；细胞穿膜肽HE-CPP的氨基酸序列为C(HE)10G5-CPP，CPP的氨基酸序列为RRRRRRGDK，并采用RRRRRR作为对比例。因此，所述药物载体为CPP-HE-PEG2000-PLA【KDGRRRRRR-G5(HE)10C-PEG2000-PLA】和mPEG5000-PLA自组装形成的聚合物胶束，并在其中包载紫杉醇(PTX)。
实施例1
1、mPEG5000-PLA的合成与表征：取mPEG5000(5g)和丙交酯(4g)，置于50mL的干燥二颈瓶中，通过反复抽真空充氮气除去反应体系中的水和氧气，缓慢升温至130℃，待mPEG5000和丙交酯完全熔融后，在磁力搅拌下快速加入20％(W/V)辛酸亚锡的甲苯溶液作为催化剂，其中辛酸亚锡的加入量为反应物总重量的0.2％，反复抽真空至反应液无气泡产生(以除去甲苯、残留的水分和氧气)，升温至140℃，在氮气保护下反应6h。反应结束后，将二颈瓶冷却至室温，加入适量的二氯甲烷溶解，在剧烈搅拌下以冰无水乙醚沉淀产物，减压抽滤，得到白色滤饼。反复提纯3次后将所得产物在室温下真空干燥24h。
通过核磁对产物结构进行检测，结果如图3所示。所得的mPEG5000-PLA的氢核磁光谱(1H-NMR)，δ＝3.39(a)和δ＝3.66(b)分别对应mPEG的甲基和亚甲基质子峰，δ＝5.18(c)和δ＝1.57(d)分别对应PLA的次甲基和甲基质子峰，δ＝7.28对应氘代氯仿(CDCl3)的溶剂峰，通过峰面积的计算表明成功合成了聚合物mPEG5000-PLA。
2、CPP-HE-PEG2000-PLA的合成与表征：将Mal-PEG2000-PLA和HE-CPP以摩尔比1:1.2的比例溶解于DMF中，将两溶液混合，反复抽真空通氮气以除去反应体系中的水和氧气，在氮气保护下25℃搅拌反应48h，将反应后溶液置于超纯水中透析24h，冻干，即得CPP-HE-PEG2000-PLA。采用红外对HE-CPP、Mal-PEG2000-PLA和CPP-HE-PEG2000-PLA进行表征，结果如图4-6所示，与结构中的相应特征峰相吻合。
3、聚合物胶束的制备：将CPP-HE-PEG2000-PLA和mPEG5000-PLA载体按照摩尔比1:9的比例溶解于氯仿中，得到载体混合溶液；将紫杉醇(PTX)溶解于氯仿中，得到药物溶液。将两溶液混合均匀，其中载体总质量与药物的比例为10:3，将有机试剂旋干，用PBS缓冲液(pH7.4)水化，过0.22水膜，即得基于双重抑制的可逆活化细胞穿膜肽修饰的紫杉醇聚合物胶束PTX/PM(5k)-HE-CPP。
对比例1
本实施例与实施例1的区别在于：长链两亲性嵌段共聚物中mPEG-PLA中mPEG为mPEG2000。
1、mPEG2000-PLA的合成与表征：反应物为mPEG2000(5g)和丙交酯(7g)，合成方法与实施例1中的合成方法相同，通过核磁对产物结构进行检测，结果如图7，通过峰面积的计算表明成功合成了聚合物mPEG2000-PLA。
2、采用与实施例1相同的方法制备CPP-HE-PEG2000-PLA和CPP-PEG2000-PLA。
3、聚合物胶束的制备：
PM(2k)-HE-CPP使用的载体为mPEG2000-PLA和CPP-HE-PEG2000-PLA；
PM(2k)-CPP使用的载体为mPEG2000-PLA和CPP-PEG2000-PLA；
PM(2k)使用的载体为mPEG2000-PLA。
胶束的制备方法与实施例1中相同。
测试例1
考察不同pH值对实施例1和对比例1中各聚合物胶束粒径和多分散系数的影响。分别取PTX/PM(5k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-HE-CPP、PTX/PM(2k)-CPP和PTX/PM(2k)的溶液适量，通过氢氧化钠和盐酸溶液将溶液pH分别调至7.4和6.5，用Malvern激光粒度仪测定两种pH下实施例1和对比例1中各制剂中胶束的粒径和多分散系数(Polydispersity index,PDI)。如表1和图8所示，有HE电荷掩蔽序列的聚合物胶束在pH 6.5环境下粒径显著增大，无HE电荷掩蔽序列的聚合物胶束在pH 6.5和pH 7.4环境下的粒径没有显著性差异，且各制剂组中胶束的粒径随修饰的多肽序列的增长呈现增大的趋势，粒径分布较为均一。长链PEG包埋的制剂组PTX/PM(5k)-HE-CPP的粒径略大于对比例1中各对照组的粒径。
表1
Figure BDA0002931722000000061
用TEM透射电镜观察制剂组PTX/PM(5k)-HE-CPP形成的胶束的形貌，如图9所示。图A为pH 7.4环境下PTX/PM(5k)-HE-CPP胶束的形貌，图B为pH 6.5环境下PTX/PM(5k)-HE-CPP胶束的形貌。
测试例2
考察不同pH值对实施例1和对比例1中各聚合物胶束Zeta电位的影响。分别取PM(5k)-HE-CPP、PM(2k)-HE-CPP、PM(2k)-CPP和PM(2k)的缓冲盐溶液适量，通过氢氧化钠和盐酸溶液将溶液pH分别调至7.4和6.5，用Malvern Zeta Plus电位粒径分析仪测定Zeta电位。结果见图10，普通聚合物胶束PM(2k)在不同pH环境中表面均带负电荷；修饰有非电荷掩蔽多肽的聚合物胶束PM(2k)-CPP在不同pH环境中表面均带正电荷；修饰有可逆活化细胞穿膜肽的聚合物胶束PM(5k)-HE-CPP和PM(2k)-HE-CPP在生理环境下由于HE序列的电荷掩蔽作用使粒子表面带上负电荷，在肿瘤微酸性环境下，由于组氨酸的质子化，HE电荷掩蔽序列的负电荷减弱，干扰HE序列和CPP静电结合的稳定性，导致折叠结构展开，HE序列与CPP分离，使CPP恢复激活状态。
实施例2
以荧光物质香豆素6(C6)模拟药物，分别制备C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)。取对数生长期的MCF-7细胞以2.5×105个/孔接种于12孔板中，完全培养液37℃培养48h，移除培养基，用PBS(pH 7.4)洗3次，每孔加入1mL分别用pH6.5和pH 7.4的不含血清的培养基稀释成C6浓度为100ng/mL的C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)，于37℃孵育2h和3h后，除去含有制剂的基础培养液，用4℃的PBS洗3次，加入300μL胰蛋白酶消化，加入600μL完全培养液终止消化，轻吹打细胞后转移至离心管，加入600μL完全培养液洗涤12孔板，转移后合并，1500r×3min离心后弃去上清液，用1mL 4℃的PBS洗涤3次，最后加入500μL 4℃的PBS重悬，用流式细胞仪进行测定(Ex＝466nm；Em＝504nm)，计算平均荧光强度，结果见图11。MCF-7对各制剂组的摄取量呈一定时间依赖性。在不同pH环境下MCF-7细胞对C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)的摄取量没有显著差异，而C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP在MCF-7细胞中的摄取量在生理环境和肿瘤微酸性环境中存在极显著性差异，3h时pH 6.5条件下MCF-7细胞对C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP的摄取量分别是相应pH 7.5条件下的2.93倍和1.66倍。由于长链PEG的物理包埋作用，pH 7.4环境下，MCF-7细胞对C6/PM(5k)-HE-CPP的摄取量较C6/PM(2k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-CPP更少。
实施例3
以荧光物质香豆素6(C6)模拟药物，分别制备C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)。取对数生长期的4T1细胞以2.5×105个/孔接种于12孔板中，完全培养液37℃培养48h，移除培养基，用PBS(pH 7.4)洗3次，每孔加入1mL分别用pH6.5和pH 7.4的不含血清的培养基稀释成含有C6浓度为100ng/mL的C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)，于37℃孵育2h和3h后，除去含有制剂的基础培养液，用4℃的PBS洗3次，加入300μL胰蛋白酶消化，加入600μL完全培养液终止消化，轻吹打细胞后转移至离心管，加入600μL完全培养液洗涤12孔板，转移后合并，1500r×3min离心后弃去上清液，用1mL 4℃的PBS洗涤3次，最后加入500μL 4℃的PBS重悬，用流式细胞仪进行测定(Ex＝466nm；Em＝504nm)，计算平均荧光强度，结果见图12。4T1细胞对各制剂组的摄取量呈一定时间依赖性。在不同pH环境下，4T1细胞对C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)的摄取量没有显著差异，而C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP在4T1细胞中的摄取量在生理环境和肿瘤微酸性环境中存在极显著性差异，3h时pH 6.5条件下C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP的摄取量分别是相应pH 7.5条件下的倍3.74倍和1.86倍。由于长链PEG的物理包埋作用，pH 7.4环境下，4T1细胞对C6/PM(5k)-HE-CPP的摄取量较C6/PM(2k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-CPP更少。
测试例3
以荧光物质香豆素6(C6)模拟药物，分别制备C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)。取对数生长期的4T1细胞以2.5×105个接种于共聚焦皿中，完全培养液37℃培养48h，移除培养基，用PBS(pH 7.4)洗3次，每孔加入1mL分别用pH6.5和pH 7.4的不含血清的培养基稀释成含有C6浓度为100ng/mL的C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)，于37℃孵育3h后，除去含有制剂的基础培养液，用4℃的PBS洗3次，用一定工作浓度的Hoechst 33342的无血清培养液孵育20min，用4℃的PBS洗3次，于激光共聚焦显微镜下观察并拍照。如图13所示，图A为pH 7.4条件下4T1细胞对各组制剂的摄取情况，图B为pH 6.5条件下4T1细胞对各组制剂的摄取情况。C6/PM组在pH6.5和pH 7.4条件下在4T1细胞内的摄取较弱，不具备pH敏感性的C6/PM-CPP组在pH 6.5和pH 7.4条件下均在4T1细胞内摄取较强，C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP制剂组在pH6.5条件下细胞内摄取量明显高于pH 7.4条件下细胞内摄取量，细胞内呈较强的绿色荧光，表明PM(5k)-HE-CPP和PM(2k)-HE-CPP具有良好的pH敏感性，在肿瘤微酸性条件下细胞穿膜肽被激活，细胞摄取量显著增强，且长链PEG的包埋策略未阻碍可逆活化细胞穿膜肽在酸性条件下的激活。
测试例4
考察实施例1中PM(5k)-HE-CPP和对比例1中PM(2k)-HE-CPP、PM(2k)-CPP和PM(2k)在细胞内转运情况。取对数生长期的4T1细胞以2.5×105个接种于激光共聚焦培养皿中，用完全培养液于37℃培养24h，去除完全培养液，用PBS(pH 7.4)洗3次，每孔加入1mL用不含血清的基础培养液稀释成C6浓度为100ng/mL的C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)，于37℃分别孵育1h、3h和8h后，除去含有制剂的基础培养液，用4℃的PBS洗3次，用一定工作浓度的Lyso-Tracker Red的无血清培养液孵育1h，用4℃的PBS洗3次，用一定工作浓度的Hoechst 33342的无血清培养液孵育20min，用4℃的PBS洗3次，于激光共聚焦显微镜下观察并拍照。如图14所示，图A为PM(5k)-HE-CPP在细胞内转运情况，图B为PM(2k)-HE-CPP在细胞内转运情况，图C为PM(2k)-CPP在细胞内转运情况,图C为PM(2k)在细胞内转运情况。在给药3h时四组图中绿色荧光与红色荧光重叠，呈黄色荧光，表明C6/PM(5k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-HE-CPP、C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)均进入了溶酶体中。8h时图C和图D中绿色荧光依然与红色荧光重叠，呈较大范围的黄色荧光，表明非pH敏感的C6/PM(2k)-CPP和C6/PM(2k)不具备溶酶体逃逸能力，较难穿过溶酶体膜释放入胞浆内。8h时图A和图B中绿色荧光大部分与红色荧光分离，表明pH敏感的C6/PM(5k)-HE-CPP和C6/PM(2k)-HE-CPP在溶酶体中均发生了质子海绵效应，在8h后几乎全部从溶酶体中逃逸，药物释放并扩散入胞浆内。

Claims (8)

1.一种细胞穿膜肽修饰的药物载体，其特征在于：所述药物载体为可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物和长链两亲性嵌段共聚物自组装形成的聚合物胶束；
所述可活化细胞穿膜肽为HE-CPP，其氨基酸序列为C(HE)10G5-CPP，其中：C为半胱氨酸，(HE)10为10个组氨酸-谷氨酸相连的肽链，G5为5个甘氨酸相连的肽链，CPP为一段含有精氨酸、赖氨酸或其组合的氨基酸序列，净电荷为6~8。
2.根据权利要求1所述的药物载体，其特征在于：所述短链两亲性嵌段共聚物的亲水链为短链PEG，其分子量为400~18000。
3.根据权利要求1所述的药物载体，其特征在于：所述长链两亲性嵌段共聚物的亲水链为长链mPEG，其分子量为2000~20000。
4.根据权利要求1-3任一项所述的药物载体，其特征在于：所述可活化细胞穿膜肽与短链两亲性嵌段共聚物的亲水链通过巯基与马来酰亚胺相连接得到，且短链PEG与HE-CPP的链长之和短于长链mPEG的链长。
5.根据权利要求1所述的药物载体，其特征在于：所述短链两亲性嵌段共聚物和长链两亲性嵌段共聚物的疏水链选自PLA、PLGA、PBLG、DSPE或PCL中的一种或多种。
6.根据权利要求1所述的药物载体，其特征在于：在所述聚合物胶束中包载有抗肿瘤药物。
7.权利要求1所述的药物载体的制备方法，其特征在于：包括以下步骤：
步骤1，将可活化细胞穿膜肽HE-CPP与短链两亲性嵌段共聚物的亲水链相连接，得到修饰的短链两亲性嵌段共聚物；
步骤2，将长链两亲性嵌段共聚物和可活化细胞穿膜肽修饰的短链两亲性嵌段共聚物经自组装，即可得到所述药物载体。
8.权利要求1所述的药物载体在制备肿瘤治疗药物中的应用。
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