CN111973606A - 一种化合物治疗血管增生以及糖尿病视网膜病变的新用途 - Google Patents

Abstract

本发明提供一种具有式I结构的化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备治疗血管增生相关疾病以及糖尿病视网膜病变的药物中的应用，该化合物可明显抑制视网膜内皮细胞迁移、增殖和管道形成，对糖尿病视网膜病变有良好效果；

Description

一种化合物治疗血管增生以及糖尿病视网膜病变的新用途

技术领域

本申请涉及一种化合物的新用途，具体涉及该化合物治疗血管增生相关疾病以及糖尿病视网膜病变的应用，属于化学领域。

背景技术

糖尿病是目前世界上对人类健康造成严重威胁的重大疾病之一，患病率高达10％，约50-60％糖尿病患者死于糖尿病的大、小血管并发症。糖尿病视网膜病变(DR)就是糖尿病微血管并发症中最重要的病变之一，目前已占失明和视力致残第一位。如何延缓DR的发生和发展已经成为当今医学界关注和研究的重点。

大量临床和实验研究表明，高血糖引起的血管内皮功能破坏是糖尿病视网膜病以及其它糖尿病并发症的关键始动因素。在此基础上，并发症不断发展和加重。因此，保护血管内皮、减轻高血糖引起的微血管损伤损伤，一直被认为是预防和治疗糖尿病视网膜病等并发症的重要策略。

目前，用于治疗糖尿病视网膜病变的药物有糖皮质激素类(如曲安奈德、地塞米松)、抗血管内皮生长因子药物(如贝伐单抗、阿柏西普、雷珠单抗)[李雪，张萍.糖尿病视网膜病变的临床治疗新进展[J].国际眼科杂志，2019，19(01)：69-72]。但这些药物副作用较大。

鸡胚绒毛尿囊膜(CAM)模型与氧诱导视网膜病变小鼠(OIR)模型是目前研究新生血管性疾病最常用的动物模型。目前，癌症、子宫内膜异位症以及类风湿性关节炎三类疾病常应用CAM模型来进行实验研究；OIR模型则常用于癌症与糖尿病视网膜病变的研究中。

发明内容

为解决现有技术存在的问题，本申请提供一种具有式I结构的化合物在制备治疗血管增生相关疾病以及糖尿病视网膜病变的药物中的应用。

作为本申请的一个方面，本申请提供一种具有式I结构的化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备治疗血管增生相关疾病的药物中的应用，

进一步，所述血管增生相关疾病包括癌症、子宫内膜异位症、类风湿性关节炎。

作为本申请的另一个方面，本申请提供一种具有式I结构的化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备治疗糖尿病视网膜病变的药物中的应用，

进一步，本申请提供所述式I化合物、其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮细胞迁移的药物中的应用。

进一步，本申请提供所述式I化合物、其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮细胞增殖的药物中的应用。

进一步，本申请提供所述式I化合物、其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮管道形成的药物中的应用。

作为本申请的另一个方面，本申请提供了一种药物组合物，其包含本申请上述的式I化合物、其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物，和药学上可接受的载体。

所述药物组合物包括但不限于口服剂型、胃肠外给药剂型、外用剂型和直肠给药剂型。在一些实施方式中，所述药物组合物可以是口服的片剂、胶囊剂、丸剂、散剂、缓释制剂、溶液剂和悬浮液，用于胃肠外注射的无菌溶液、悬浮液或乳液，用于外用的软膏或乳膏，或者用于直肠给药的栓剂。在一些实施方式中，所述药物组合物和至少一种治疗剂分别以独立的剂型组合成组合产品，如药剂盒。

本申请所述“药学上可接受的盐”是指保留了指定化合物的游离酸和游离碱的生物效力，并且在生物学或其他方面没有不良作用的盐。本申请中的盐指用有机酸/无机酸形成的酸式盐，以及用有机碱/无机碱形成的碱式盐。

本申请所述“同位素标记物”是指由同位素标记的本申请化合物。例如本申请的化合物中的同位素包括H、C、O的各种同位素，如²H，³H，¹³C，¹⁴C，¹⁸O，¹⁷O。

本申请所述“立体异构体”是指由分子中原子在空间上排列方式不同所产生的异构体。

本发明研究结果表明，式I化合物能够有效抑制视网膜内皮细胞的迁移、增殖和管道形成，对糖尿病视网膜病变有良好效果。

具体实施方式

实施例1式I化合物的制备

取鬼箭羽药材5kg，用75％乙醇(10倍量)回流提取3次，提取时间分别为3h、2h、2h，合并提取液，蒸干，得浸膏405g。取400g浸膏用适量的水分散后，先用石油醚萃取至萃取液呈无色，再用乙酸乙酯萃取至萃取液呈无色，蒸干得乙酸乙酯萃取部位的浸膏约105g。乙酸乙酯部位用不同比例的二氯甲烷-甲醇进行洗脱，合并化学组成成分相似的流分，对合并得到的流分进行反复柱层析：Frc-2进行硅胶柱色谱，以石油醚-乙酸乙酯进行洗脱，分离得到Frc-2-6进行C-18色谱柱(洗脱剂：甲醇-水1∶1)，分离得到化合物(100mg)。

结构鉴定：白色结晶性粉末，1H-NMR(500MHz，DMSO)δ：0.73(3H，s，H-18)，0.84(9H，d，H-21、26、27)，0.93(3H，d，H-29)，1.20(3H，s，H-19)，5.74(1H，s，H-4)。13C-NMR(125MHz，CDCl₃)：δ：12.0(C-18)，17.4(C-29)，18.7(C-21)，19.0(C-19)，19.8(C-27)，21.0(C-26)，23.1(C-11)，24.2(C-28)，26.1(C-15)，28.2(C-23)，29.1(C-25)，29.7(C-16)，32.1(C-7)，33.0(C-6)，33.9(C-2)，34.0，(C-22)，35.6(C-1)，35.7(C-8)，36.1(C-20)，38.6(C-10)，39.6(C-12)，42.4(C-13)，45.8(C-24)，53.8(C-9)，55.9(C-14)，56.0(C-17)，123.7(C-4)，171.8(C-5)，199.8(C-3)。上述数据与文献[Wang XH，Han GQ.The chemical constituentsof Ariustolochia kunmingensis[J].Acta Bot Yunnan，1993，15(3)：306-308]报道的24s-豆甾-4-烯-3-酮的氢谱以及碳谱数据一致，故确定该化合物为24s-豆甾-4-烯-3-酮，分子式为C₂₉H₄₈O。化合物结构如下：

实施例2式I化合物对视网膜内皮细胞的影响(体外细胞实验)

1实验方法

1.1实验分组

首先将细胞分为5组：正常对照组(5.5mM glucose，NG)，高糖组(25mM glucose，HG)，化合物不同剂量组(25mM glucose+不同剂量化合物组)。

1.2实验方法

1.2.1Transwell法检测细胞迁移

将5×10⁴个/ml的细胞接种到24孔transwell双层小室的上室中。下室中加入含有10％血清的不同组分培养基。培养箱中培养24h后，用棉签擦拭上室未迁移的细胞，在4％的多聚甲醛中固定。固定后将PBS加入上下室进行洗涤。最后应用DAPI染色后，在倒置荧光显微镜检测拍照。

1.2.2EdU法检测细胞增殖

将RF/6A细胞从培养瓶中消化，制备成单细胞悬液。将细胞悬液充分吹打均匀后，取10μL细胞悬液进行细胞计数，将细胞浓度调整至2*10⁴个/mL，种入24孔板，制备细胞爬片。37℃，5％CO2细胞培养箱培养。24h细胞贴壁后，更换RPMI 1640基础培养基进行细胞饥饿。饥饿24h后，将不同组分培养基与EdU以1∶1000的比例混合加入到细胞中。刺激72h后，4％多聚甲醛固定，3％BSA洗涤2次；Triton打孔，3％BSA洗涤2次，EdU染色，甘油封片，使用激光共聚焦显微镜FV1000观察细胞。使用Image J计数细胞增殖个数。

1.2.3内皮细胞管道形成实验

向96孔板中加入40μl/孔的基质胶，培养箱中凝固30min。不同组分稀释的细胞接种到96孔板。培养箱中培养12h后，在倒置荧光显微镜下拍照，应用Image J软件统计管道的总长度。

1.3统计方法

采用SPSS 20.0统计软件进行数据分析，所有数据皆以均数±标准差

表示，首先检验数据的正态性，当数据为正态时，组间比较采用单因素方差分析(one-wayANOVA)，符合方差齐性时两组间差异比较采用LSD法，不符合方差齐性时两组间差异比较采用Tamhane法，当P≤0.05为差异有统计学意义。

2实验结果

2.1化合物对视网膜内皮细胞迁移的影响

结果见表1。

表1化合物对视网膜内皮细胞迁移的影响(

n＝5)

注：1.与正常组比较**P＜0.01；与模型组比较^#P＜0.05，^##P＜0.01。

2.抑制率＝[(给药组细胞迁移个数-模型组细胞迁移个数)/(正常组细胞迁移个数-模型组细胞迁移个数)]*100

表1实验结果显示，高糖环境下能够促进视网膜内皮细胞的迁移，相较于正常组，模型组迁移的细胞个数显著增多，且差异具有统计学意义(P＜0.01)。而110、55、27.5、13.75μmol/L的化合物组明显减少了视网膜内皮细胞的迁移数量，与模型组相比，差异具有统计学意义(P＜0.05或P＜0.01)。实验结果表明，化合物能够有效抑制视网膜内皮细胞的迁移。

2.2化合物对视网膜内皮细胞增殖的影响

结果见表2。

表2化合物对视网膜内皮细胞增殖的影响(

n＝4-6)

注：1.与正常组比较**P＜0.01；与模型组比较##P＜0.01。

2.阳性细胞率＝(EdU细胞个数/DAPI细胞个数)*100％

表2实验结果显示，高糖环境下能够促进视网膜内皮细胞的增殖，相较于正常组，模型组阳性细胞率由32％增加至63％，结果差异具有统计学意义(P＜0.01)。使用化合物处理视网膜内皮细胞72h后，阳性细胞率明显降低，与模型组相比差异具有统计学意义(P＜0.01)。实验结果表明化合物能够有效抑制视网膜内皮细胞的增殖。

2.3化合物对视网膜内皮细胞成管能力的影响

结果见表3。

表3化合物对视网膜内皮细胞成管能力的影响(

n＝3-4)

注：1.与正常组比较**P＜0.01；与模型组比较##P＜0.01。

2.抑制率＝[(给药组细胞成管总长度-模型组细胞成管总长度)/(正常组细胞成管总长度-模型组细胞成管总长度)]*100％

3.结果以(药物组/正常组)*100％表示。

表3实验结果显示，模型组相对与正常组小管形成的总长度明显增加(P＜0.01)；但化合物各组较模型组小管形成总长度明显减少，差异具有统计学意义(P＜0.01)，提示化合物可以抑制视网膜内皮细胞的小管形成。

实施例3式I化合物对视网膜内皮细胞蛋白表达的影响

1实验方法

1.1细胞蛋白制备

(1)从培养箱中取出细胞，PBS冲洗2次，胰酶将细胞消化下来，转移至1.5ml离心管，800rpm，离心3min；

(2)PBS冲洗2次，倒出液体，加入50μl的RIPA裂解液，静置30min(在30min期间，反复用涡旋震荡仪涡旋，使细胞样品充分裂解)；

(3)12000rpm 4℃，离心10min，将上清液转移至新的离心管中，-20℃保存备用；

(4)使用BCA法检测样品蛋白质浓度，并进行计算；

(5)将蛋白样品、PBS及5×蛋白上样缓冲液配置成蛋白上样量为30μg的样品，并将离心管放入95℃的水中变性10min，-20℃保存；

1.2蛋白上样及垂直电泳

(1)将预制胶放入电泳槽中，加入1×电泳缓冲液到指定位置，水平垂直拔出梳子，用10ml注射器冲洗每一个上样孔，使用10μl移液器依次加入样品，上样时要保持缓慢均匀垂直加样手法，加样后室温静置10min；

(2)将装置连接好，先用100V恒压电泳，当Marker分离出红色条带时电压调制120V继续电泳，观测到溴芬蓝达到预制胶底部时停止电泳。

1.3蛋白质电转移及PVDF膜封闭

(1)切胶：从电泳槽中取出预制胶，将预制胶的短板一侧去除，用切胶板切除无目的蛋白及内参的胶，并标记好，缓慢轻柔取出凝胶，放入电转移缓冲液的平皿内；

(2)转膜：裁剪适宜大小的PVDF膜及6张同等尺寸的滤纸。PVDF膜提前放入甲醛溶液内，滤纸及海绵放入另一盛有电转移缓冲液的平皿内，浸泡10min。将电转移槽夹板放好，依次放置物品(负极-海绵-3张滤纸-预制胶-PVDF膜-3张滤纸-海绵-正极)，在放置期间切勿产生气泡，放置过程可以在电转移缓冲液内进行。将转移槽夹板置于电转槽内，倒入电转移缓冲液，并在槽内放置冰袋达到降温的效果。最后将整个电转槽放入装满冰的冰盒内，使其维持在4℃，300mA恒流电转1.5h；

(3)封闭：将电转后的PVDF膜放入PBS内浸泡5min，将PVDF膜转移至5％的脱脂奶粉内进行封闭，37℃生化培养箱封闭1h。

(4)吸出孵育盒内封闭液，加入TBST漂洗3次，每次15min

1.4抗体孵育

(1)孵育一抗：抗体稀释液稀释：TEAD1(1∶500)、TAZ(1∶500)、MST1(1∶500)、YAP1(1∶1000)、VEGF(1∶500)；VEGFR(1∶500)、β-actin(1∶2000)。将稀释后的抗体加入抗体孵育盒中，在摇床上4℃孵育过夜；

(2)洗膜：吸出孵育盒内一抗，加入TBST漂洗3次，每次15min；

(3)孵育二抗：倒出TBST加入用封闭液稀释的二抗(1∶5000)，在摇床上室温孵育2h；加入用抗体稀释液稀释的二抗(1∶2000)，在摇床上室温孵育1h；

(4)洗膜：吸出孵育盒内二抗，加入TBST漂洗3次，每次15min；

1.5曝光、膜再生及图像处理

(1)曝光：将易杰膜平铺与凝胶成像仪内，将PVDF膜从孵育盒中取出，用滤纸将液体吸干，将膜正面平铺于易杰膜上，均匀的加入ECL发光液，待ECL发光液孵育1min后进行曝光。

(2)将曝光后的膜取出放入TBST内，再将其转移至膜再生液，摇床上漂洗30min；将膜放入TBST内漂洗3次，每次5min；将漂洗后的膜重新加入封闭液进行封闭，孵育一抗及二抗，最后进行曝光。

(3)图像分析：将凝胶成像仪拍照后的照片进行分析，用目的蛋白与内参蛋白的灰度比值作为相对蛋白定量进行分析。

1.6统计方法

采用SPSS 20.0统计软件进行数据分析，所有数据皆以均数±标准差

表示，首先检验数据的正态性，当数据为正态时，组间比较采用单因素方差分析(one-wayANOVA)，符合方差齐性时两组间差异比较采用LSD法，不符合方差齐性时两组间差异比较采用Tamhane法，当P≤0.05为差异有统计学意义。

2实验结果

结果见表4-5。

表4化合物对视网膜内皮细胞中YAP1、VEGF、VEGFR蛋白表达水平的影响(

n＝3)

注：1.与正常组比较*P＜0.05；与模型组比较#P＜0.05，##P＜0.01。

2.结果以(药物组/正常组)*100％表示。

表5化合物对视网膜内皮细胞中TEAD1、TAZ、MST1蛋白表达水平的影响(

n＝3)

注：1.与正常组比较*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较#P＜0.05，##P＜0.01。

2.结果以(药物组/正常组)*100％表示。

以上结果显示，与正常组相比，模型组YAP1，VEGF，VEGFR，TEAD1，TAZ，MST1蛋白表达显著上调(P＜0.05或P＜0.01)；化合物组细胞中YAP1，VEGF，VEGFR，TEAD1，TAZ，MST1蛋白表达水平明显低于模型组，差异具有统计学意义(P＜0.05或P＜0.01)。

实施例4鸡胚实验

1实验方法

白皮种蛋用75％酒精擦拭消毒后，将种蛋气室向上，于温度38℃，湿度60％，每6h转蛋一次的孵化箱内孵育7天。选取7日龄活胚蛋，随机分为6组，每组6个。于胚头气室端用弯镊打孔，去除蛋壳以及壳膜。开窗后用一次性注射器在气室膜上滴一滴生理盐水，当下层CAM(鸡胚尿囊膜)与上层气室膜分离并向下凹陷时，轻轻揭去气室膜，将CAM暴露。分别将浸有5μL生理盐水、沙利度胺溶液(2μg/μL)、化合物高(8μg/μL)、化合物低剂量(2μg/μL)、豆甾醇高(8μg/μL)、豆甾醇低剂量(2μg/μL)的直径为6mm的无菌明胶海绵圆片放置于近胚头1cm处的两条前卵黄静脉之间的相对无血管区。然后用无菌透明胶带封贴使形成假气室，并放置于温度38℃，湿度60％的孵化箱内孵育3天。加药孵育3天后，去掉CAM平面以上的胶带以及卵壳使CAM暴露，并加入适量的甲醇∶丙酮＝1∶1的固定液，固定30分钟后，剪下CAM，平铺于载玻片上，于解剖显微镜下拍照并保存图片。用Image-Pro Plus 6.0软件处理保存的图片，计算图片中新生血管面积。

2实验结果

结果见表6。

表6化合物对CAM新生血管面积的影响

组别	例数	药物浓度	新生血管面积	抑制率
					空白对照组	6	-	44.86％±2.67％	-
沙利度胺组	6	2μg/μL	20.96％±1.07％*	53.27％
					化合物高浓度组	6	8μg/μL	26.39％±1.05％*	41.17％
化合物低浓度组	6	2μg/μL	33.63％±1.46％*	25.03％
					豆甾醇高浓度组	6	8μg/μL	41.54％+0.47％	7.40％
豆甾醇低浓度组	6	2μg/μL	43.53％+0.98％	2.96％

实验结果显示，化合物不同浓度组和沙利度胺组的新生血管面积显著低于生理盐水组，组间差异有统计学意义(P＜0.05)。在两组不同浓度化合物中，随着药物浓度的增加，对新生血管的抑制作用更加显著，呈现剂量依赖性。虽然与相同浓度的沙利度胺组相比，化合物抑制血管生成的能力较弱，但通过增加化合物的浓度也可以实现相同的抑制血管生成的效果。而同为甾体化合物的豆甾醇则不具有该效果。

实施例5小鼠实验

1实验方法

1.1设置高氧舱，实时监测仓室内氧气浓度，使舱室内氧气水平保持在75％。

1.2取所有哺乳期母鼠与生长第六天的乳鼠，将母鼠和乳鼠分别混合饲养2h，随机取出乳鼠以及母鼠，一只母鼠喂养6只乳鼠，喂养2h；再次混合，重复3次，每次2h，使其气味融合。最后随机将乳鼠分为正常组、模型组、化合物高浓度组(4.32mg/kg)以及化合物低浓度组(0.86mg/kg)。

1.3在第七天时，将模型组以及各加药组乳鼠和母鼠暴露于75％氧气的氧舱内直至第12天。每24h，更换室内空气中饲养的哺乳期备用母鼠、垫料、饲料和水。

1.4第12天时，将氧仓内的各组乳鼠取出，返回室内空气中，饲养至第17天。每天将各组小鼠进行称重，具有异常表型的发育不全或体重低的乳鼠，应从数据中除去。第12天时，各组乳鼠以灌胃的方式给药，每只乳鼠分别灌胃40μL生理盐水或者化合物溶液，直至第17天。

1.5第十七天时，脱臼处死乳鼠，将乳鼠置于解剖显微镜下，保持眼睛张开，使用弯镊，向眼眶施加压力，直至眼球突出。弯镊跨过眼球，接触到视神经后，用弯镊夹在视神经上，快速移动并摘除眼球。将摘除的眼球转移到装有多聚甲醛的1.5ml离心管中，做好标记，室温下固定12h。固定好的眼球与PBS于漂洗2-3次，每次5min。

1.6将漂洗好的眼球置于装有PBS的玻璃平皿中，用一支带齿勾的眼科微镊夹住视神经基部，用另一支镊子夹住角膜。角膜固定后，松开视神经后，夹住角膜，将角膜撕开一个开口。从开口处，用镊子将巩膜剥离视神经，并除去角膜、巩膜、视神经、晶状体和色素层，只留下视网膜。将剥离的完整视网膜置于96孔板中，用多聚甲醛，室温下固定过夜。

1.7固定好的视网膜于PBS中漂洗3次，每次5分钟。将96孔板中的PBS吸出后，每孔加入500μL凝集素溶液中进行染色并用铝箔覆盖，避光。并于4℃条件下，震荡过夜。将染色后的视网膜，置于PBS中漂洗5次，每次5min。

1.8取出视网膜置于含PBS的载玻片上，除去视网膜上残留的色素层。首先用解剖镊固定视网膜，使其不能移动。然后，用手术刀以视神经为中心，朝周边视网膜的方向，进行第一次切口。以视神经为中心，将视网膜旋转180°，从中心到外围重复切第二个口。将视网膜旋转90°，重复切第三个口。再将视网膜旋转180°，重复切第四个口。这四个切口，将视网膜平均分为相同大小的四块。

将视网膜平铺在载玻片上，光感面向下，盖上盖玻片。将处理好的样本进行拍照处理。4倍镜条件下将视网膜分为四部分，而获得整个视网膜图像。再将视网膜图像进行拼接，并将拼贴的图像转换为单个图像，以供进一步分析。

2实验结果

结果见表7。通过荧光显微镜观察各组小鼠视网膜铺片，结果显示：正常组小鼠的视网膜血管呈放射状发出，整个视网膜血管的分级均匀，形成均匀的视网膜血管网；模型组小鼠视网膜后极部视网膜中央区可见明显的大片视网膜血管无灌溉区，同时出现新生血管簇。化合物组小鼠视网膜血管发育较好，视网膜血管无灌溉区明显减少，视网膜各级血管生长趋于正常，分布均匀。其中化合物高剂量组效果最好。

表7化合物对模型小鼠视网膜的影响

注：1.与正常组比较**P＜0.01；与模型组比较##P＜0.01。

实施例6

取实施例1制备的化合物，加入注射剂(包括冻干粉针剂和无菌分装干粉针剂)适当辅料，按注射剂(包括冻干粉针剂和无菌分装干粉针剂)工艺制备成注射剂。

实施例7

取实施例1制备的化合物，加入片剂(包括缓控释片、骨架片、包衣片、分散片等)适当辅料，按片剂(包括缓控释片、骨架片、包衣片、分散片等)工艺制备成片剂。

实施例8

取实施例1制备的化合物，加入胶囊剂适当辅料，按胶囊剂工艺制备成胶囊剂。

实施例9

取实施例1制备的化合物，加入乳剂(包括微乳、纳米乳等)适当辅料，按乳剂(包括微乳、纳米乳等)工艺制备成乳剂。

实施例10

取实施例1制备的化合物，加入颗粒剂适当辅料，按颗粒剂工艺制备成颗粒剂。

实施例11

取实施例1制备的化合物，加入缓释控释剂适当辅料，按缓释控释剂工艺制成缓释控释剂。

实施例12

取实施例1制备的化合物，加入口服液适当辅料，按口服液工艺制备成口服液。

实施例13

取实施例1制备的化合物，加入脂质体剂型适当辅料，按脂质体工艺制备成脂质体剂型。

Claims (7)

1.具有式I结构的化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备治疗血管增生相关疾病的药物中的应用，

2.如权利要求1所述的应用，其特征在于，所述血管增生相关疾病包括癌症、子宫内膜异位症、类风湿性关节炎。

3.如权利要求1所述化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备治疗糖尿病视网膜病变的药物中的应用。

4.如权利要求3所述的应用，其特征在于，所述化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮细胞迁移的药物中的应用。

5.如权利要求3所述的应用，其特征在于，所述化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮细胞增殖的药物中的应用。

6.如权利要求3所述的应用，其特征在于，所述化合物或其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物在制备抑制血管内皮管道形成的药物中的应用。

7.一种药物组合物，其特征在于，所述组合物包含权利要求1所述的式I化合物、其药学上可接受的盐、立体异构体或同位素标记物，和药学上可接受的载体。