CN111803653A

CN111803653A - 可脱混合细胞膜包被的基因递送体系及其制备方法与应用

Info

Publication number: CN111803653A
Application number: CN202010593728.5A
Authority: CN
Inventors: 殷黎晨; 梁秋君
Original assignee: Suzhou University
Current assignee: Suzhou University
Priority date: 2020-06-27
Filing date: 2020-06-27
Publication date: 2020-10-23
Anticipated expiration: 2040-06-27
Also published as: CN111803653B

Abstract

本发明提供了一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系及制备方法与应用。该体系利用螺旋聚多肽材料包载基因药物（Sav1 siRNA）形成二元纳米复合物内核，然后包裹一层聚合物材料形成三元纳米复合物，最后包被一层血小板‑巨噬细胞混合细胞膜，形成最终的纳米复合物体系。该体系具有损伤部位靶向和血清稳定性，并且在弱酸性条件下实现外层包被细胞膜的脱落，暴露出内部二元纳米复合物，通过增强与细胞膜之间的相互作用增加细胞摄取，实现靶基因的高效转染。该体系成功实现了两种细胞膜的混合包被，以及在损伤部位特异性脱膜的过程，在基因递送领域中具有巨大的应用前景。

Description

可脱混合细胞膜包被的基因递送体系及其制备方法与应用

技术领域

本发明涉及基因负载和递送领域，具体涉及一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系的构建与应用，并用于siRNA的转染。

背景技术

基因载体是用于负载核酸分子，将其递送入靶细胞并成功表达的重要工具。阳离子聚合物是非病毒基因载体的重要分类之一，可以实现基因药物的高效跨膜递送。然而阳离子聚合物表面带有正电荷，会吸附血液中带负电荷的蛋白质造成纳米复合物的聚集，因此不可应用于系统给药方式。近年来，生物细胞膜包被的纳米复合物不仅保留了所合成纳米颗粒内核的理化性质，还具有所包细胞膜特有的生物功能。然而，这种细胞膜包被技术也存在一定问题，即在病灶部位累积后，由于膜表面呈负电荷，膜本身也会成为纳米复合物被靶细胞内化及药物释放的阻碍。

发明内容

本发明的目的是提供一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系的构建，该体系可以用作核酸药物的载体，且具有良好的血清稳定性、损伤部位靶向性以及高基因转染能力；并提供上述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系结合核酸分子的制备方法和在核酸药物递送系统中的应用。

本发明提供一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，通过超声法进行细胞膜混合以及细胞膜包被的纳米粒子的构建。

本发明采用如下技术方案：

一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，以包载药物的阳离子材料为核，聚合物材料为中间层，细胞膜为外层；其制备方法为，以药物、阳离子材料、聚合物材料、细胞膜为原料，通过超声法制备可脱混合细胞膜包被的基因递送体系。

一种可脱混合细胞膜包被的基因递送载体，以阳离子材料为核，聚合物材料为中间层，细胞膜为外层；其制备方法为，以阳离子材料、聚合物材料、细胞膜为原料，通过超声法制备可脱混合细胞膜包被的基因递送载体。

本发明中，包载药物的阳离子材料可为阳离子聚多肽、聚乙烯亚胺（PEI）、聚β氨基酯（PBAE）、树枝状大分子（PAMAM）等，优选阳离子聚多肽。

本发明中，阳离子聚多肽具有如下化学结构式：

其中，R₁为带正电的亲水基团，如胍基，其结构如下：

R₂为芳香基团，其结构如下：

其中，n代表聚多肽主链的重复单元数，即聚合度，n = 20～300；y为α-螺旋聚多肽的疏水侧基接枝率，y = 0.05～0.2。

本发明中，聚合物材料具有如下化学结构式：

其中，R₃为酸酐，其结构如下：

其中，m代表聚合物的聚合度，m = 50～200。

本发明的复合体系在病灶部位脱去外层所包被的细胞膜，构建刺激响应型可特异性脱膜的基因递送体系，可以在实现稳定包载核酸药物的同时，解决现有技术矛盾。

本发明中，细胞膜为生物源性细胞膜，或是两种细胞的混合膜，例如红细胞膜，血小板细胞膜，炎症性细胞膜，癌细胞膜，或血小板膜-巨噬细胞膜，红细胞膜-血小板细胞膜，红细胞膜-肿瘤细胞膜等，比如细胞膜为血小板膜和/或巨噬细胞膜。

本发明中，药物为核酸分子，所述核酸药物为siRNA，可以特异性降解靶基因，抑制靶基因的表达。

本发明中，超声法具体方法是，将阳离子聚多肽溶液与药物溶液混合孵育，再加入聚合物材料溶液，孵育后加入细胞膜溶液，超声得到可脱混合细胞膜包被的基因递送体系；比如将螺旋聚多肽溶解于DEPC水中，再加入核酸溶液，然后于37 ℃孵育，再加入聚合物材料溶液，然后于37 ℃孵育，再加入混合细胞膜溶液，超声得到纳米药物。

上述技术方案中，孵育为37℃孵育20～30分钟；超声时间为2～4分钟。本发明制备的纳米药物的粒径为190～210 nm；所述纳米药物的Zeta电势为-12～-16 mV；所述药物为核酸分子。

本发明中，药物、阳离子聚多肽、聚合物材料、细胞膜的质量比为1∶（10～20）∶（50～200）∶（10～20）。

本发明公开了上述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系在制备纳米药物中的应用或者上述可脱混合细胞膜包被的基因递送载体在制备基因药物中的应用。药物载体优选为基因药物载体，纳米药物为基因药物。

本发明的主要优势在于：

（1）本发明将血小板膜与巨噬细胞膜进行融合，该混合膜具有以下优点：①细胞膜包被有利于提高纳米粒子的血清稳定性，延长血液循环时间；

混合细胞膜包被的纳米粒子具有来自供体细胞膜的生物学特性，及损伤部位靶向性。

（2）本发明在二元复合物内核与外层包被的细胞膜之间引入了一层聚合物材料，在炎症部位实现外层细胞膜的特异性脱落。

（3）本发明中的螺旋聚多肽促进了材料与细胞膜之间的相互作用，进而大幅提高了细胞对材料的内吞效率。

附图说明

附图用来对本发明进行进一步说明，并且构成说明书的一部分，与下面的具体实施方式一起用于解释本发明，但并不构成对本发明的限制。在附图中：

图1为阳离子聚多肽PPLG的GPC谱图；

图2为阳离子聚多肽P-Ben的核磁氢谱；

图3为中间层聚合物PLL-CA和PLL-SA的核磁氢谱；

图4为实施例一（血小板-巨噬细胞混合细胞膜）的示意图；

图5为实施例一（血小板-巨噬细胞混合细胞膜）染色后的激光共聚焦图；

图6为实施例二（无细胞膜包被的基因递送体系BSPC）的示意图；

图7为实施例三（可脱混合细胞膜包被的基因递送体系BSPC@HM）的示意图；

图8为实施例二与实施例三的TEM图；

图9为实施例二与实施例三的粒径和电势图；

图10为酸处理后，实施例三的荧光光谱图；

图11为实施例三、对比例三在心肌细胞中的细胞摄取效率；

图12为实施例三、对比例三在心肌细胞中的内吞途径；

图13为复合物处理后，细胞中的Sav1的基因表达水平；

图14为复合物经大鼠尾静脉注射后的血液循环时间；

图15为复合物给药后大鼠心脏损伤部位的细胞内吞效率；

图16为复合物处理后大鼠受损心肌组织处的Sav1基因表达水平；

图17为复合物给药后大鼠受损心肌组织处的细胞增殖情况；

图18为复合物给药后大鼠受损心肌组织处的细胞凋亡率；

图19为复合物给药后大鼠心脏的TTC染色图；

图20为复合物给药后大鼠心脏超声检测图。

具体实施方式

下面结合具体实施例，进一步阐述本发明。这些实施例仅用于说明本发明而不用于限制本发明的范围。下列实施例中未注明具体条件的实验方法，通常按照常规条件，或按照制造厂商所建议的条件。此外，本发明的各种不同的实施方式之间也可以进行任意组合，只要其不违背本发明的思想，其同样应当视为本发明所公开的内容。

本发明的可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其内部螺旋聚多肽经芳香基团和胍基共修饰后，可以与带负电的核酸分子通过静电吸附形成二元纳米复合物，同时芳香基团可以与细胞膜产生相互作用，促进细胞内吞；中间层为聚合物材料，可以实现细胞膜的脱落；外层为血小板-巨噬细胞混合细胞膜，并且可以通过中间层材料进行损伤部位的特异性脱膜。研究表明，该体系可以用于核酸分子的靶向、高效递送。

本发明实施例中，涉及的具体操作以及测试为本领域常规方法，所有原料都是市购产品，其中Sav1 siRNA购自吉玛基因，SD雄性大鼠购自上海斯莱克动物实验有限公司。

实施例一

制备阳离子聚多肽材料，具体如下：

首先通过六甲基二硅烷（HMDS）引发五元环N-羧酸酐（N-carboxyanhydride，NCA）的开环聚合反应，合成了具有α螺旋结构的聚多肽（聚γ-炔丙基-L-谷氨酸，PPLG），并通过凝胶色谱仪（GPC）表征了PPLG的分子量（图1）。随后在手套箱中，将PPLG（20 mg，0.06 mmol）、胍基小分子叠氮化合物N₃-HG（85 mol%，0.204 mmol）、含苯环的小分子叠氮化合物（15 mol%，0.036 mmol）、五甲基二乙烯三胺（PMDETA，126 μL，0.604 mmol）溶于二甲基甲酰胺（DMF，4mL）中，然后加入溴化亚铜（CuBr，0.12 mmol，17.56 mg）。在室温条件下搅拌反应48 h后，加入盐酸溶液（1 M，1 mL），在去离子水中透析3天（MWCO = 3.5 kDa），经冷冻干燥后得到白色固体状产物。400 M核磁共振氢谱（¹H NMR）表征所得聚多肽的结构（图2）。

制备中间层聚合物，具体如下：

线性聚赖氨酸（PLL，20 mg，0.14 mmol）溶于去离子水（4 mL，pH 8.5）中，缓慢加入顺式乌头酸酐（CA，44 mg，0.28 mmol）或丁二酸酐（SA，28 mg，0.28 mmol），室温条件下反应12h。在去离子水（pH为8~9）中透析12 h（MWCO = 1 kDa），冻干，得到产物PLL-CA和PLL-SA。400M核磁共振氢谱（¹H NMR）表征化合物结构。

制备血小板-巨噬细胞融合细胞膜，具体如下：

新鲜血液样品在室温条件下以100 g转速离心20 min，去除红细胞和白细胞。将得到的富含血小板的血浆以100 g离心20 min，去除剩余的红细胞和白细胞，然后加入含有1 mMEDTA的PBS以抑制血小板活化。以800 g离心20 min收集血小板，并用含1 mM EDTA和蛋白酶抑制剂的PBS重悬。采用反复冻融法获得血小板膜（PM），冻干保存。巨噬细胞（RAW 264.7cells）在含10% FBS的DMEM中培养，吸取培养基后用PBS洗涤3次，收集细胞至含有蛋白酶抑制剂的PBS中，采用反复冻融法提取巨噬细胞膜（RM），冻干保存。用BCA试剂盒测定血小板和巨噬细胞膜蛋白的浓度，细胞膜的质量是膜蛋白质量的两倍。

将两种细胞膜溶液（2 mg/mL溶于0.1ⅹPBS中）以1:1的质量比进行混合，37 ^oC超声处理10 min促进膜融合，形成混合细胞膜（HM），具有图4所示结构。

为了验证两种细胞膜的融合情况，将血小板膜和巨噬细胞膜分别用DiO（λ_ex /λ_em= 484/501 nm）和DiD（λ_ex/λ_em = 644/663 nm）标记。将DiO标记的血小板膜加入到DiD标记的巨噬细胞膜中（质量比为1:1），超声处理10 min促进膜融合。通过激光共聚焦扫描显微镜（CLSM）观察两种细胞膜的共定位情况（图5）。

实施例二

将聚多肽P-Ben（1 mg/mL）和siRNA（0.1 μg/mL）溶于DEPC水中，按照P-Ben/siRNA质量比为15进行混匀，室温条件下孵育30 min形成二元纳米复合物P-Ben/siRNA（BS）。PLL-CA（2mg/mL）溶于DEPC水中（pH = 8，氢氧化钠调），按照PLL-CA/P-Ben质量比为2、5、10加入到BS复合物溶液中，混匀，室温孵育30 min形成三元纳米复合物PLL-CA/P-Ben/siRNA（BSPC），具有图6所示结构。

实施例三

将实施例一的混合膜溶液（HM）按照细胞膜/PLL-CA为0.2的质量比加入到实施例二的BSPC复合物溶液中，然后超声3 min（超声频率40 kHZ）得到可脱混合细胞膜包被的基因递送体系（BSPC@HM），具有图7所示结构，细胞膜、聚合物材料、阳离子聚多肽、药物质量比为15∶75∶15∶1。

对比例一

将血小板膜溶液（PM）按照细胞膜/PLL-CA为0.2的质量比加入到BSPC复合物溶液中，然后超声3 min得到可脱血小板膜包被的基因递送体系（BSPC@PM）。即与实施例三相比，采用血小板细胞膜替换混合细胞膜，其余不变。

对比例二

将巨噬细胞膜溶液（RM）按照细胞膜/PLL-CA为0.2的质量比加入到BSPC复合物溶液中，然后超声3 min得到酸响应电荷反转材料介导的、可脱巨噬细胞膜包被的基因递送体系（BSPC@RM）。即与实施例三相比，采用巨噬细胞膜替换混合细胞膜，其余不变。

对比例三

将实施例二中的PLL-CA替换为聚合物PLL-SA（具有式（VI）所示结构），得到BSPS；再采用实施例三的方法将混合膜溶液（HM）按照细胞膜/PLL-SA为0.2的质量比进行混合，然后超声3 min得到不可脱混合细胞膜包被的基因递送体系（BSPS@HM）。

实施例四包载siRNA的纳米药物的制备、表征及其应用

按照实施例三的BSPC@HM基因递送体系，通过透射电镜（TEM）观察复合物形态，通过纳米粒度/电位仪测定其粒径和表面电势。

用Cy5标记的PLL-CA和Cy3标记的siRNA（Cy3-siRNA，购自吉玛基因）构建实施例三的BSPC@HM基因递送体系，通过FRET实验研究不同pH值下BSPC@HM复合物的细胞膜脱落情况。

图8为实施例二与实施例三的TEM图；图9为实施例二与实施例三的粒径和电势图；图10为酸处理后，实施例三的荧光光谱图。如果将实施例二中PLL-CA/P-Ben质量比为5替换为PLL-CA/P-Ben质量比为2，其余不变，得到的BSPC电位为正，不可用于实施例三；如果将实施例二中PLL-CA/P-Ben质量比为5替换为PLL-CA/P-Ben质量比为10，其余不变，得到的BSPC粒径大，超过230 nm。

将H9C2细胞接种于96孔板（1×10⁴细胞/孔），培养24 h后，将培养基换成不含血清的DMEM（100 μL/孔）并调整其pH值（pH = 6.5）。用FAM标记的siRNA（FAM-siRNA，购自吉玛基因）构建实施例三的BSPC@HM基因递送体系，加入到细胞中（1 μg FAM-siRNA/mL）孵育4 h，吸去培养基，并用含肝素钠的PBS（20 IU/mL）润洗三次。随后将细胞收集到流式管中，进行流式细胞仪检测（Blank为未染色细胞，调试仪器用）。

细胞内吞途径通过CLSM进行探究。将H9C2细胞接种于24孔板中（1×10⁴细胞/孔），培养24 h后，将培养基换成无血清DMEM（500 μL/孔）并调整其pH值（pH = 6.5）。用DiO标记的混合膜（DiO-HM）和Cy5标记的siRNA（Cy5-siRNA，购自吉玛基因）构建实施例三的BSPC@HM基因递送体系，加入到细胞中（1 μg Cy5-siRNA/mL）孵育4 h，Hoechst（5 μg/mL）染色30min后，用CLSM观察细胞。

将H9C2细胞接种于6孔板中（5×10⁵细胞/孔），在常氧条件下培养24 h。将培养基换成无血清DMEM，加入实施例三的BSPC@HM基因递送体系（1 μg siRNA/mL）处理4 h。随后将培养基换成含10% FBS的DMEM继续培养20 h，再将细胞置于缺氧培养箱中培养6 h以诱导炎症。Trizol试剂提取细胞中的RNA，并用Nanodrop 2000测定其浓度。通过反转录试剂盒和real-time PCR试剂盒测得各样品中Sav1 siRNA的相对表达量（GAPDH为内参）。

对大鼠尾静脉注射含有Cy3-siRNA（购自吉玛基因）的实施例三的BSPC@HM基因递送体系（250 μg Cy3-siRNA/kg）。在注射后不同时间点（1、2、4、8、12和24 h）进行剪尾取血，以100 g离心30 min得到上层血清，通过酶标仪检测血清中的Cy3-siRNA含量，并计算半衰期（t_1/2）。

根据常规方法，通过结扎大鼠心脏左冠状动脉以诱导缺血再灌注损伤模型，以150μg/kg的剂量尾静脉注射各复合物。在给药24 h后处死大鼠并取出心脏，PBS洗净，Trizol试剂提取心脏缺血组织总RNA，并通过实时PCR系统和Western Blot实验分析目的基因（Sav1）的表达量；在给药7天后处死大鼠并取出心脏，PBS洗净，切成约2 mm厚的片状，置于1% TTC磷酸盐染色液中，37 ^oC水浴20 min，4%甲醛溶液固定过夜。扫描仪扫描片状组织，ImageJ分析扫描图，计算心肌梗死面积；在给药3天后，腹腔注射戊巴比妥钠（5%，1.5 mL/kg）麻醉并固定大鼠，胸部去毛，进行心脏超声诊断，检测大鼠心脏射血分数（EF）和左室短轴缩短率（FS）评估心脏的左心室收缩功能。

将实施例三的可脱混合细胞膜包被的基因递送体系（BSPC@HM）更换为对比例一的可脱血小板细胞膜包被的基因递送体系（BSPC@PM）和对比例二的可脱巨噬细胞膜包被的基因递送体系（BSPC@RM），以及对比例三的不可脱混合细胞膜包被的基因递送体系（BSPS@HM），并与现有基因递送体系进行比较，进行平行对比实验；结果如下：

图11为不同pH条件下，实施例三、对比例三和PEI在心肌细胞中的细胞摄取效率。经数据分析可得，实施例三可以显著促进H9C2细胞对FAM-siRNA的摄取，而对比例三处理的细胞的摄取效率很低，说明本发明的膜脱落过程导致BS内核的暴露，从而促进了siRNA的跨膜递送，对比例三无此效果。

图12为实施例三、对比例三在心肌细胞中的内吞途径。经数据分析可得，经实施例三处理4 h后，H9C2细胞内出现大量绿色荧光（Cy5-siRNA），红色荧光（DiO标记的融合细胞膜）则大多分布在细胞外。而对比例三处理后，绿色荧光和红色荧光大量重叠，且多分布于细胞外。这一结果验证了实施例三可以将融合膜脱落于细胞外弱酸性环境中，暴露的BS内核则可促进细胞对siRNA的内吞。

图13为复合物处理后，细胞中的Sav1的基因表达水平。经数据分析可得，所有聚多肽构建的纳米复合物，无论是否有细胞膜包裹，都展现出比PEI更高的基因沉默效率。此外，pH值也是影响Sav1沉默效率的因素。在弱酸性条件下（pH = 6.5），实施例三介导的基因沉默效率具有显著提升，而对比例三则无明显变化。这一结果进一步说明了本发明的膜脱落过程促进了细胞对复合物的摄取，从而提高了基因转染效率。

图14为复合物经大鼠尾静脉注射后的血液循环时间。经数据分析可得，与实施例二和游离的Cy3-siRNA相比，所有细胞膜包被的基因递送体系的半衰期（t_1/2）均有显著延长，且通过计算可得实施例三的t_1/2为27.9 h，远远高于游离的Cy3-siRNA（0.4 h）和未包膜的实施例二（7.2 h），说明生物源性细胞膜包被对于延长纳米复合物的体内循环具有重要作用。

图15为复合物给药后大鼠心脏损伤部位的细胞内吞效率。经数据分析可得，66.5%的心脏细胞摄取了含有Cy3-siRNA的实施例三的基因递送体系，显著高于对比例三（2.0%）。此外，单种膜包被的对比例一和对比例二处理的大鼠心脏细胞摄取率分别为24.6%和25.3%，略低于实施例三的BSPC@HM，说明混合膜对于炎症部位的靶向siRNA递送具有协同作用。

图16为复合物处理后大鼠受损心肌组织处的Sav1基因表达水平。经数据分析可得，实施例三给药组的Sav1 mRNA沉默效率为66.8%，显著高于对比例一（36.1%）和对比例二（37.8%），而对比例三几乎没有沉默效果（2.0%）。这些结果充分说明了混合细胞膜具有显著的协同靶向能力。与此同时，脱膜过程对于促进基因药物的跨膜递送也是至关重要的。

图17为复合物给药后大鼠受损心肌组织处的细胞增殖情况。经数据分析可得，相较于PBS组，实施例三给药后，Ki67阳性细胞比例（黄色荧光）大幅增加，说明部分心肌细胞在siSav1介导的Hippo信号通路下调后，进入增殖周期，进行细胞的再生修复。

图18为复合物给药后大鼠受损心肌组织处的细胞凋亡率。经数据分析可得，在实施例三给药组的大鼠心肌损伤部位中，棕色细胞（凋亡）的比例显著降低，凋亡率仅为15.7%。这一结果表明该复合物可以有效地递送siSav1进入受损心肌细胞，改善细胞凋亡情况。

图19为复合物给药后大鼠心脏的TTC染色图。经数据分析可得，实施例三给药后，大鼠心脏的白色区域显著减小，心脏梗死面积为16.4%，显著低于实施例二和对比例三。这一结果说明该体系递送siSav1有助于损伤后梗死面积的减小和组织修复。

图20为复合物给药后大鼠心脏超声检测图。经数据分析可得，经实施例三给药后，大鼠左心室运动变化较正常组不明显。并且，反应心脏功能的两个重要参数，射血分数（EF，%）和缩短分数（FS，%）的显著提高，进一步说明了实施例三的基因递送体系可以有效地递送Sav1 siRNA，抑制细胞损伤凋亡，促进心肌细胞增殖，从而改善心脏功能。

本发明提供的可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，具有损伤部位靶向性和显著提高的血清稳定性，并且通过弱酸响应的电荷反转材料实现损伤部位的特异性脱膜，可以用作核酸的靶向递送载体，且具有高效的基因转染效率以及良好的生物相容性，在核酸药物，特别是siRNA药物递送系统中具有良好的应用前景。

Claims

1.一种可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其特征在于，以包载药物的阳离子材料为核，聚合物材料为中间层，细胞膜为外层。

2.根据权利要求1所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其特征在于，阳离子材料包括阳离子聚多肽、聚乙烯亚胺、聚β氨基酯、树枝状大分子。

3.根据权利要求1所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其特征在于，细胞膜为生物源性细胞膜，或是两种细胞的混合膜；药物为核酸药物。

4.根据权利要求1所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其特征在于，以药物、阳离子材料、聚合物材料、细胞膜为原料，通过超声法制备可脱混合细胞膜包被的基因递送体系。

5.根据权利要求4所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系，其特征在于，药物、阳离子材料、聚合物材料、细胞膜的质量比为1∶（10～20）∶（50～200）∶（10～20）。

6.权利要求1所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系的制备方法，其特征在于，以药物、阳离子材料、聚合物材料、细胞膜为原料，通过超声法制备可脱混合细胞膜包被的基因递送体系。

7.根据权利要求6所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系的制备方法，其特征在于，孵育为37℃孵育20～30分钟；超声时间为2～4分钟。

8.一种可脱混合细胞膜包被的基因递送载体，其特征在于：以阳离子材料为核，聚合物材料为中间层，细胞膜为外层。

9.权利要求8所述可脱混合细胞膜包被的基因递送载体在制备基因药物中的应用。

10.权利要求1所述可脱混合细胞膜包被的基因递送体系在制备纳米药物中的应用。