CN109671346A

CN109671346A - 肝脏模型及其制备方法和应用

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Publication number: CN109671346A
Application number: CN201910042221.8A
Authority: CN
Inventors: 郭琼玉; 高雅楠; 陈梓健
Original assignee: Southern University of Science and Technology
Current assignee: Southern University of Science and Technology
Priority date: 2019-01-17
Filing date: 2019-01-17
Publication date: 2019-04-23
Anticipated expiration: 2039-01-17
Also published as: CN109671346B

Abstract

本发明涉及一种肝脏模型及其制备方法和应用，该肝脏模型的制备方法包括以下步骤：将肝脏去细胞化，得到去细胞化的肝脏；及用交联剂加固所述去细胞化的肝脏，得到上述肝脏模型。该肝脏模型的制备方法时间短，制得的肝脏模型的血管系统排布和力学特性贴近真实肝细胞，并保留了肝脏内血管系统的三维结构，且整体透明，其内部血管清晰可见，不需借用数字减影血管造影仪等设备即可直接观察到栓塞的过程、栓塞剂的分布及栓塞效果，保存时间久。

Description

肝脏模型及其制备方法和应用

技术领域

本发明涉及组织工程领域，特别是涉及一种肝脏模型及其制备方法和应用。

背景技术

经导管肝动脉化疗栓塞术(Transarterial Chemoembolization,TACE)是目前治疗肝细胞癌最常用的介入治疗手段之一。经导管肝动脉化疗栓塞术中所用到的栓塞剂是一类普遍使用的常规医疗器械，如碘油、明胶海绵微粒以及聚乙烯醇微球。目前常使用以下两种模型来研究栓塞剂的试剂栓塞效果：

(1)微流控体外模型,该模型基于微流控芯片模拟肝脏的多级血管分布，将栓塞剂注入其中以观察、评价其栓塞效果。比如以两片或以上的微流控芯片并联组成微血管模拟区，当栓塞剂注入后监测系统压力以评价栓塞剂栓塞强度。

(2)动物体内模型，使用肝脏带有肿瘤的动物或正常动物作为体内模型，对其进行经导管血管栓塞术将栓塞剂注入体内目标血管。常用动物有兔、大鼠和猪。比如在正常或携带VX2肿瘤的新西兰兔体内通过经导管血管栓塞术，将栓塞剂递送到目标血管进行栓塞，术后观察小动物约两周，结合核磁共振成像、电子计算机断层扫描、数字减影血管造影等技术评价术后栓塞效果。

目前栓塞剂效果的评估手段有一定的局限性。首先，对于体外微流控模型，使用微流控芯片模拟肝脏各级血管与实际肝脏的血管系统仍有较大区别，且微流控芯片材质常为聚二甲基硅氧烷等人造高分子材料，与实际血管的力学性能存在一定的差异。其次，若使用动物来评价栓塞剂栓塞效果，进行栓塞手术及术后动物的饲养护理需要耗费大量的金钱、时间，且该过程需要大量昂贵的配套设施以及多名专业人士参与。另外，体内实验的结果不直观，需要昂贵的仪器如核磁共振成像仪、数字减影血管造影仪等进行观察评价栓塞效果，或术后一段较长时间(如两周)后取出肝脏观察评价栓塞效果。此外，目前微粒或微球栓塞剂大多不具备显影能力，术中及术后评价需要额外打入造影剂进行显影观测，加大手术操作难度及成本。

发明内容

基于此，有必要提供一种可视化程度高的肝脏模型。

此外，还提供一种可视化程度高的肝脏模型的制备方法及应用。

一种肝脏模型的制备方法，包括以下步骤：

将肝脏去细胞化，得到去细胞化的肝脏；以及

用交联剂加固所述去细胞化的肝脏，得到所述肝脏模型。

与体外微流控模型相比，用上述肝脏模型的制备方法制得的肝脏模型的血管系统排布和力学特性更为贴近真实肝细胞癌病人的病变肝脏，尤其能够保留肿瘤的内部血供系统，这种肿瘤血管系统是目前微流控模型无法模拟的。

与使用动物来研究栓塞效果相比，用上述肝脏模型的制备方法制得的肝脏模型的制备成本低廉、制备所需时间短，可节省大量时间与成本，具有可观的经济价值。另外，用上述肝脏模型的制备方法制得的肝脏模型完整地保留了肝脏内血管系统的三维结构，且整体透明，其内部血管清晰可见，不需借用数字减影血管造影仪等昂贵设备即可直接观察到栓塞的过程、栓塞剂的分布及栓塞效果，能够适用于不具备显影能力的栓塞剂。再者，上述肝脏模型的制备方法中所使用的肝脏来源不受限制，可以是小鼠、大鼠、兔、猪、猴、狗和羊等或人的尸肝，丰富的动物种类能为栓塞剂的研究提供更多的选择。并且按照上述肝脏模型的制备方法制得的肝脏模型因去细胞化后肝脏不易腐烂，不容易出现坍塌、能够冷冻条件下能较长时间保存。与直接采用动物相比，易于携带、存放，且无感染疾病等风险。

一种肝脏模型，由上述肝脏模型的制备方法制得。

上述肝脏模型在检测栓塞剂的效果中的应用。

附图说明

图1为实施例6的新鲜肝脏；

图2为冷冻24h后实施例6的肝脏；

图3为经纯水清洗后实施例6的肝脏；

图4为经TritonX-100处理后的实施例6的肝脏；

图5为经0.5％SDS处理后的实施例6的肝脏；

图6为实施例1的肝脏模型；

图7为实施例4及实施例5的肝脏模型；

图8为实施例6的经去细胞化的肝脏的切片染色结果图；

图9为实施例6的经去细胞化的肝脏的电镜结果图；

图10为实施例6的经去细胞化的肝脏的体式显微镜图；

图11为实施例6的去细胞肝脏中的DNA含量与空白对照的对比图；

图12为实施例6的肝脏模型的栓塞效果图；

图13为将碘油注入实施例6的肝脏模型后的效果图；

图14为直接使用长针头将栓塞剂注入实施例6的肝脏模型的血管内部进行栓塞的操作图。

具体实施方式

为了便于理解本发明，下面将参照相关附图对本发明进行更全面的描述。附图中给出了本发明的部分实施例。但是，本发明可以以许多不同的形式来实现，并不限于本文所描述的实施例。相反地，提供这些实施例的目的是使本发明公开内容更加透彻全面。

除非另有定义，本文所使用的所有的技术和科学术语与属于本发明的技术领域的技术人员通常理解的含义相同。本文中在本发明的说明书中所使用的术语只是为了描述具体的实施例的目的，不是旨在于限制本发明。

一实施方式的肝脏模型的制备方法，包括以下步骤：

S110、冷冻离体肝脏。

本实施方式所使用的肝脏是指离体的肝脏。离体肝脏可以是小鼠、大鼠、兔、猪、猴、狗和羊等动物的肝部具有病变或损伤的肝脏。比如携带肿瘤的肝脏，进一步如携带VX2肿瘤的新西兰兔肝脏，或根据相应的国家法律和伦理原则获得的肝癌病人的尸肝等等。离体肝脏还可是小鼠、大鼠、兔、猪、猴、狗和羊等动物健康肝脏。在本实施方式中，所使用的肝脏是指整个肝脏。当然，可以理解的是，在其他一些实施方式中，可以根据实际需求而使用肝脏的一部分。

具体地，冷冻的温度为-70℃～-80℃，时间为6小时以上。进一步地，冷冻温度为-80℃，冷冻时间为8小时或12小时。

将肝脏冷冻便于肝脏中的细胞的损坏，有助于去细胞化。当然，在其他实施方式中，还可以采用超声处理或高强度聚焦超声(HIFU)等方式辅助去细胞化，只要能够破坏肝脏组织的细胞而不会影响细胞外基质即可。可以理解的是，在一些实施方式中，步骤S110可以省略，此时，直接用未冷冻处理的肝脏进行后续的步骤。

S130、将离体肝脏去细胞化，得到去细胞化的肝脏。

具体地，先将冷冻之后的肝脏解冻，然后去细胞化，得到去细胞化的肝脏。去细胞化的方法包括物理方法、化学方法及酶解法。其中，去细胞的方法中化学方法及酶解法可以联合使用，当然也可以单独使用。

在其中一个实施例中，采用清洗剂清洗肝脏，清洗剂包括离子型表面活性剂、非离子型表面活性剂及两性表面活性剂中的至少一种。

具体地，清洗剂包括TritonX-100、TritonX-200、十二烷基硫酸钠、脱氧胆酸钠、聚乙二醇、EDTA、EGTA、CHAPS(3-[3-(胆酰胺丙基)二甲氨基]丙磺酸内盐)、硫代甜菜碱-10(sulfobetaine-10)、硫代甜菜碱-16(sulfobetaine-16)、烷基酚聚氧乙烯醚(APEO)、高碳脂肪醇聚氧乙烯醚(AEO)、脂肪酸聚氧乙烯酯(AE)、脂肪酸甲酯乙氧基化物(FMEE)、聚醚型非离子表面活性剂、聚氧乙烯化的离子型表面活性剂、多元醇型表面活性剂及磺酸盐型阴离子表面活性剂中的至少一种。

进一步地，烷基酚聚氧乙烯醚包括辛基酚聚氧乙烯醚和壬基酚聚氧乙烯醚中的至少一种。聚醚型非离子表面活性剂包括聚丙二醇的环氧乙烷加成物。磺酸盐型阴离子表面活性剂包括烷基磺酸钠、烷基芳基磺酸钠、烷基硫酸钠及仲烷基硫酸钠中的至少一种。聚氧乙烯化的离子型表面活性剂包括醇醚硫酸盐(AES)。多元醇型表面活性剂包括失水山梨醇酯。

具体地，清洗剂包括第一清洗剂及第二清洗剂。进一步地，第一清洗剂选自TritonX-100及聚乙二醇中一种。第二清洗剂选自十二烷基硫酸钠(SDS)、脱氧胆酸钠及TritonX-200中的一种。进一步地，第一清洗剂为0.1％～10％的TritonX-100。更进一步地，第一清洗剂为1％的TritonX-100、2％的TritonX-100或4％的TritonX-100。第二清洗剂为0.1％～10％的十二烷基硫酸钠，更进一步地，第二清洗剂为0.1％的十二烷基硫酸钠、0.5％的十二烷基硫酸钠或1％的十二烷基硫酸钠。经证实，按照上述的第一清洗剂及第二清洗剂的配比清洗肝脏，能够大大缩短制备肝脏模型的时间，提高制备效率。

具体地，第一清洗剂的清洗时间为0.1小时～100小时。进一步地，第一清洗剂的清洗时间为1小时～12小时。更进一步地，第一清洗剂的清洗时间为1小时、2小时或4小时。第二清洗剂的清洗时间为0.1小时～100小时。进一步地，第二清洗剂的清洗时间为1小时～10小时。更进一步地，第二清洗剂的清洗时间为3小时、4小时或6小时。

具体地，第一清洗剂的流速为0.1mL/min～100mL/min。进一步地，第一清洗剂的流速为5mL/min～12mL/min。更进一步地，第一清洗剂的流速为6mL/min、7mL/min或10mL/min。第二清洗剂的流速为0.1mL/min～100mL/min。进一步地，第二清洗剂的流速为5mL/min～10mL/min。更进一步地，第二清洗剂的流速为6mL/min、7mL/min或10mL/min。在其中一个实施例中，第一清洗剂的流速与第二清洗剂的流速相同。

进一步地，先用第一清洗剂清洗肝脏，然后用第二清洗剂清洗肝脏，得到去细胞化的肝脏。

在其中一个实施例中，在使用清洗剂冲洗肝脏之前，还包括用水冲洗肝脏的步骤。该步骤能够去除红细胞，裂解肝脏中的细胞。具体地，用纯水冲洗10min～30min。

另一个实施方式中，采用蛋白酶处理肝脏以使肝脏去细胞化。其中酶选自胰蛋白酶、核酸内切酶及核酸外切酶中的至少一种。

在其中一个实施例中，用清洗剂冲洗肝脏；以及用蛋白酶处理肝脏。

可以理解的是，也可以采用其他本领域其他常用的方式将肝脏去细胞化。

S150、用交联剂加固去细胞化的肝脏，得到肝脏模型。

具体地，以流速为0.1mL/min～100mL/min将交联剂加入去细胞化的肝脏中，经0.1h～10h得到肝脏模型。进一步地，加入交联剂的流速为5mL/min、7mL/min或10mL/min，通入交联剂的时间为2h、1.5h或1h。交联剂可以有效提高去细胞肝脏的机械稳定性，防止肝脏内部结构坍塌。交联剂也防止大分子运动和水分子渗透而易失水变形、缩小，更利于保存和重复使用。

具体地，交联剂包括亚氨酸酯类交联剂、N-羟基琥珀酰亚胺酯类交联剂(比如NHS酯，N-羟基琥珀酰亚胺(NHS))、马来酰亚胺类交联剂、卤乙酰基类交联剂(比如SIA、SIAB和硫化SIAB)、二硫代联吡啶交联剂(比如LC-SPDP、硫化LC-SPDP和PDPH)、酰肼类交联剂、碳二亚酰胺类交联剂(比如EDC〔1-乙基-3-(3-二甲基氨丙基)-碳二亚胺〕)、有机过氧化物类交联剂、硅烷类交联剂、叠氮类交联剂、二乙烯基砜类交联剂、1,4-丁二醇二缩水甘油醚类交联剂、含两个以上个不饱和键类交联剂、胺类、肟类、有机硫化物、酚树脂类、有机二元酸、多元醇、戊二醛、甲醛、乙酸酐、二缩水甘油基乙醚、辛二亚氨酸甲酯、碳化二亚胺、氧化海藻酸钠、明胶、壳聚糖、氮丙啶、氨基树脂、京尼平及N-羟基琥珀酰亚胺中的至少一种。进一步地，有机硫化物包括含两个以上巯基类交联剂。需要说明的是，本文中的“两个以上”包括两个。

在其中一个实施例中，交联剂包括N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐。进一步地，交联剂为N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的混合物，其中，N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的摩尔浓度之比为1:1～10。进一步地，N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的摩尔浓度之比为1:1～10。更进一步地，N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的摩尔浓度之比为1:4、1:6或1:8。

在其中一个实施例中，静置时间为0.1小时～24小时。进一步地，静置1小时、2小时或4小时。

在其中一个实施例中，交联剂加入去细胞化的肝脏的流速为1mL/min～20mL/min。进一步地，交联剂加入去细胞化的肝脏的流速为4mL/min～15mL/min。更进一步地，交联剂加入去细胞化的肝脏的流速为5mL/min、7mL/min或10mL/min。

上述肝脏模型的制备方法操作简便，能够规模化生产。

一种肝脏模型，由上述肝脏模型的制备方法制得。

上述肝脏模型至少具有以下优点：

(1)透明、可视化程度高，无需使用数字减影血管造影仪等仪器辅助就可直观地观察到栓塞剂在模型内部的分布及栓塞效果，特别适用于不具备显影能力的栓塞剂。

(2)不容易坍塌，保存时间长，冷藏保存7天，冷冻保存(-20摄氏度至-80摄氏度)保存30天以上。加入扫描电镜固定液既可维持去细胞肝脏形状，又可延长保存时间，保存三个月以上。

(3)能够应用于带有肿瘤的肝脏，可真实地在体外再现肿瘤肝脏的内部血管系统的三维结构。

(4)与动物相比，易于携带、存放，且无感染疾病等风险。

(5)制备成本低廉、制备所需时间短，可节省大量时间与成本，具有可观的经济价值。

上述肝脏模型在检测栓塞剂的效果中的应用。

一种检测栓塞剂的效果的方法，包括以下步骤：

将栓塞剂加入上述肝脏模型；以及检测栓塞剂的栓塞效果。

具体地，将栓塞剂加入上述肝脏模型的步骤包括以下操作：将药物与栓塞剂充分混匀，得到混合物；以及将混合物导入肿瘤位置进行栓塞。

上述栓塞剂的效果评价方法，可对栓塞剂的多种性能进行评价，以达到筛选或研发栓塞剂的目的。上述栓塞剂的效果评价方法具有但不限于以下所列性能：

(1)评价栓塞剂在肝脏血管系统的分布及递送深度。由于上述去细胞肝脏体外模型透明，在进行栓塞术后可使用显微镜观察栓塞剂在肝脏血管系统的分布及递送深度，尤其是肿瘤内部血管及外部供给动脉的情况，可评估栓塞剂的递送性能及栓塞术中是否存在误栓情况。如可观察到碘油在该模型的肿瘤内部血管中致密沉积。

(2)栓塞剂在各级血管系统中的形貌。使用上述去细胞模型，可观察到栓塞剂在血管中的真实形状，如具有弹性聚乙烯醇微球受血管壁挤压产生的形变，碘油在血管中的断流现象，可用于研究栓塞剂的机械性能。

(3)评价栓塞剂的栓塞能力。栓塞术后用蠕动泵将生理盐水、纯水或其它溶液从肝动脉或门静脉灌注至该去细胞肝脏，观测栓塞剂在模型中会否被冲刷洗脱。

(4)筛选栓塞微粒或微球的粒径范围。根据所观察到的栓塞剂在该肝脏模型中的分布情况及递送深度，可评价出不同粒径大小的栓塞剂的递送能力。

具体实施例

以下结合具体实施例进行详细说明。实施例中采用药物和仪器如非特别说明，均为本领域常规选择。实施例中未注明具体条件的实验方法，按照常规条件，例如文献、书本中所述的条件或者生产厂家推荐的方法实现。

实施例1～5

(1)按照表1所示，提供各实施例及空白对照(未经处理的肝脏)的肝脏，其中，实施例1～6及空白对照的肝脏来自于广州省实验动物中心，实施例1～6及空白对照的肝脏生物大小相同。其中，实施例6的新鲜肝脏如图1所示。将各实施例及空白对照(未经处理的肝脏)的肝脏冷冻24h。其中实施例6冷冻24h后的肝脏如图2所示。

表1

(2)将各实施例的肝脏的肝动脉和门静脉用针头插好固定，门静脉针头封好用于后期辅助测试。根据需要将不同的洗液注入肝门静脉，逐步地清洗肝脏，清洗过程避免气泡在肝脏内部产生。具体的清洗过程为；用纯水分别将各实施例的肝脏清洗30min，去除红细胞后分别按照表1所对应的去细胞化条件对各实施例进行去细胞化，得到各实施例的去细胞化肝脏。其中，实施例1～3及实施例5的去细胞化肝脏即为其肝脏模型。第一清洗剂及第二清洗剂的流速均为7mL/min(流速由蠕动泵控制)。其中，经纯水清洗后的实施例6的肝脏如图3所示。经TritonX-100处理后的实施例6的肝脏如图4所示。

(3)分别取各实施例的部分去细胞化的肝脏进行切片、染色及检测DNA的含量，观察去细胞情况。结果发现，实施例1～3需要更长的制备时间才能达到与实施例4、5或6相同的可视效果。其中实施例6的切片、染色及检测DNA的含量结果如图8～图11所示。其中，图8的第一排的左到右依次是空白对照组(未经去细胞化的新鲜肝脏)的苏木精—伊红染色(H&E染色)结果图、免疫荧光(Collagen I)结果图、免疫荧光(Fibronectin)结果图、免疫荧光(Collagen IV)结果图、免疫荧光(Laminin)结果图；图8中的标尺为100μm的第二排从左的到依次是实施例6的去细胞肝脏切片的苏木精—伊红染色(H&E染色)结果图、免疫荧光(Collagen I)结果图、免疫荧光(Fibronectin)结果图、免疫荧光(Collagen IV)结果图、免疫荧光(Laminin)结果图。图9中，第一排从左到右依次是正常肝脏的电镜扫描100X图、正常肝脏的电镜扫描400X图及正常肝脏的电镜扫描1000X图；第二排从左到右依次是实施例6的去细胞肝脏的电镜扫描100X图、实施例6的去细胞肝脏的电镜扫描400X图及实施例6的去细胞肝脏的电镜扫描1000X图。图10是实施例6的去细胞肝脏的体式显微镜图。图11是实施例6的去细胞肝脏中的DNA含量与空白对照的对比图。

(4)对步骤(2)得到的实施例4及实施例6的去细胞化的肝脏分别按照表1的所对应的加固条件进行加固，得到实施例4及实施例6的肝脏模型。其中，交联剂作用的时间均为1小时。其中，经0.5％SDS处理后的实施例6的肝脏如图5所示。实施例1得到的肝脏模型如图6所示，实施例4及实施例5得到的肝脏模型如图7所示。图7中从左到右依次是实施例5的肝脏模型、实施例4的肝脏模型及保存在保存液中的实施例4的肝脏模型。由图6可以看出，实施例1的肝脏模型出现坍塌和萎缩。由图7可以看出，实施例5的肝脏模型与实施例4的肝脏模型相比出现萎缩。

(4)使用实施例6的肝脏模型评价栓塞剂栓塞效果：

A)对于血管较粗的肝脏模型(比如离体肝脏来源于兔、猪、狗、猴、人的肝脏)用微导管按常规TACE操作，超选择插管至肿瘤邻近动脉，将栓塞剂递送到目标动脉中。栓塞效果如图12～14所示。在图12的肝脏来源于大鼠，在图12中，a图和b图分别为大鼠血管经FITC染色处理的荧光显微镜图；c图和d图分别为液态碘油栓塞剂经尼罗红处理的荧光显微镜图；e图和f图分别为PDLLA微球经罗丹明染料处理的荧光显微镜图。图13为将油性染料注入实施例6的肝脏模型后效果图。

B)如图14所示，对于血管较细的肝脏模型(比如离体肝脏来源于小鼠、大鼠等的肝脏模型)，直接使用长针头(22G)将栓塞剂注入肝脏血管内部进行栓塞。图中的肝脏模型为实施例6的肝脏模型，其中的肝脏来源于大鼠。

以上所述实施例的各技术特征可以进行任意的组合，为使描述简洁，未对上述实施例中的各个技术特征所有可能的组合都进行描述，然而，只要这些技术特征的组合不存在矛盾，都应当认为是本说明书记载的范围。

以上所述实施例仅表达了本发明的几种实施方式，其描述较为具体和详细，但并不能因此而理解为对发明专利范围的限制。应当指出的是，对于本领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明构思的前提下，还可以做出若干变形和改进，这些都属于本发明的保护范围。因此，本发明专利的保护范围应以所附权利要求为准。

Claims

1.一种肝脏模型的制备方法，其特征在于，包括以下步骤：

将离体肝脏去细胞化，得到去细胞化的肝脏；及

用交联剂加固所述去细胞化的肝脏，得到所述肝脏模型。

2.根据权利要求1所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述将离体肝脏去细胞化的步骤包括：

用清洗剂冲洗肝脏，所述清洗剂包括离子型表面活性剂、非离子表面活性剂和两性表面活性剂中的至少一种；及/或

用酶处理肝脏。

3.根据权利要求1所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述将肝脏去细胞化的步骤包括：

用清洗剂冲洗肝脏，其中，清洗剂包括TritonX-100、TritonX-200、十二烷基硫酸钠、脱氧胆酸钠、聚乙二醇、EDTA、EGTA、3-[3-(胆酰胺丙基)二甲氨基]丙磺酸内盐、硫代甜菜碱-10、硫代甜菜碱-16、烷基酚聚氧乙烯醚、高碳脂肪醇聚氧乙烯醚、脂肪酸聚氧乙烯酯、脂肪酸甲酯乙氧基化物、聚醚型非离子表面活性剂、聚氧乙烯化的离子型表面活性剂、多元醇型表面活性剂及磺酸盐型阴离子表面活性剂中的至少一种。

4.根据权利要求3所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述清洗剂包括第一清洗剂及第二清洗剂，所述用清洗剂冲洗肝脏的步骤包括：

用所述第一清洗剂冲洗所述肝脏，其中，所述第一清洗剂为0.1％～10％的TritonX-100；以及

用所述第二清洗剂清洗所述肝脏，其中，所述第二清洗剂为0.1％～10％的十二烷基硫酸钠。

5.根据权利要求4所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述第一清洗剂冲洗的时间为0.1小时～100小时，所述第一清洗剂冲洗的流速为0.1mL/min～100mL/min；所述第二清洗剂冲洗的时间为0.1小时～100小时，所述第二清洗剂冲洗的流速为0.1mL/min～100mL/min。

6.根据权利要求1所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述交联剂包括亚氨酸酯类交联剂、N-羟基琥珀酰亚胺酯类交联剂、马来酰亚胺类交联剂、卤乙酰基类交联剂、二硫代联吡啶交联剂、酰肼类交联剂、碳二亚酰胺类交联剂、有机过氧化物类交联剂、硅烷类交联剂、叠氮类交联剂、二乙烯基砜类交联剂、1,4-丁二醇二缩水甘油醚类交联剂、含两个以上不饱和键类交联剂、胺类、肟类、有机硫化物、酚树脂类、有机二元酸、多元醇、戊二醛、甲醛、乙酸酐、二缩水甘油基乙醚、辛二亚氨酸甲酯、碳化二亚胺、氧化海藻酸钠、明胶、壳聚糖、氮丙啶、氨基树脂、京尼平及过氧硫酸铵类无机交联剂中的至少一种。

7.根据权利要求1所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，所述交联剂为N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的混合物，其中，所述N-羟基琥珀酰亚胺和1-乙基-(3-二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐的摩尔浓度之比为1:1～10。

8.根据权利要求1～7任一项所述的肝脏模型的制备方法，其特征在于，在所述将肝脏去细胞化的步骤之前，还包括将所述肝脏冷冻的步骤。

9.一种肝脏模型，其特征在于，由权利要求1～8任一项所述的肝脏模型的制备方法制得。

10.权利要求9所述的肝脏模型在检测栓塞剂的效果中的应用。