CN108445200A - 一种基于微流控芯片检测己酮可可碱对冠心病患者红细胞变形能力及生物化学指标的影响 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种基于微流控芯片检测己酮可可碱对冠心病患者红细胞变形能力及生物化学指标的影响。本发明基于微流控芯片可实现个体化检测己酮可可碱对红细胞变形性的影响及改善红细胞变形能力创新药物的检测和筛选；本发明发现Na⁺‑K⁺‑ATPase、超氧化物歧化酶活性和胆固醇含量这三个主要的有效生化指标对冠心病患者红细胞变形性的改变起重要作用。

Description

一种基于微流控芯片检测己酮可可碱对冠心病患者红细胞变 形能力及生物化学指标的影响

技术领域

本发明涉及一种基于微流控芯片检测己酮可可碱对冠心病患者红细胞变形能力及生物化学指标的影响。

背景技术

人体红细胞(RBCs)是一种有弹性的直径约8μm的双凹圆盘状细胞，主要负责氧和二氧化碳的输送。红细胞变形性指红细胞通过改变其形状穿过直径小至3μm的微循环毛细血管以维持微循环的能力。红细胞变形性降低可导致微循环障碍，血液粘度增加，变形性降低的红细胞会阻塞毛细血管血液流动而导致局部缺血组织坏死。红细胞变形性降低也是某些潜在疾病的标志。考虑到红细胞变形性的重要性，迄今为止，已经开发了多种技术来定量RBC的变形性，如微孔滤膜法，激光衍射法，微管吸吮法，原子力显微镜技术和光学镊子技术等，但这些技术只能提供总体细胞或者仅仅单个红细胞的变形特性，并不能同时揭示单细胞和细胞群体水平的信息，且存在低通量，耗时，仪器存在价格昂贵且操作较繁琐等缺点。

冠心病由于其发病率和死亡率极高，严重威胁人类的生命健康。而己酮可可碱(PTX)是一种黄嘌呤衍生物，已有几项研究提出了PTX对体外RBC变形性的作用，而DoyleM.Cummings认为PTX不能提高体外培养的RBC变形能力。而Karolina小组认为PTX有效地增加了红细胞的可塑性。然而，据我们所知，至今PTX在个体化RBC变形性上的作用机制尚未被揭示和全面理解。另外由于个体间对PTX的敏感性不同，具有相同病理学的不同患者对相同处方剂量的PTX有不同的反应，而PTX体外诱导红细胞变形能力的个体依赖效应的原因尚不清楚。

现有的测量红细胞变形性的技术仅仅揭示总体红细胞的变形特性，或只适用于单细胞测量，给出单细胞变形性参数，而不能同时提供单细胞和细胞群整体水平的变形信息，且低通量限制了其发展。此外，这些方法大多繁琐而耗时，且不能排除白细胞的干扰，需要血液样品前处理步骤。因此，发明一种动态，高通量，简单快捷的RBC变形性力学性能测定方法是十分迫切的。虽然已有几项研究提出了PTX体外对RBC变形性的作用，但系统深入的探讨PTX对体外冠心病患者红细胞的变形性个体化差异及原因，并且通过将红细胞的力学性质与生物化学指标参数，包括Na⁺-K⁺-ATPase，超氧化物歧化酶活性(SOD)，丙二醛含量(MDA)，胆固醇含量，唾液酸含量(SA)，血红蛋白含量(Hb)以及膜蛋白骨架成分相结合进行分析，找到主要影响的生化指标的研究还未报道。

发明内容

为了解决上述存在的问题，本申请通过将微流控芯片技术与生化指标测定二者相结合，找出重要的指标参数，为临床个体化治疗提供新的指标和理论支持，而且为提高红细胞变形能力的创新药物研发提供新的筛选方法。

本发明的目的在于提供一种基于微流控芯片检测己酮可可碱对冠心病患者红细胞变形能力及生物化学指标的影响。

本发明所采取的技术方案是：

一种判定红细胞变形能力的方法，包括以下步骤：将待测红细胞样品加入到微流控芯片中，检测待测红细胞的移动速率，与对照组红细胞的移动速率进行比较，判定待测红细胞变形能力的强弱。

进一步的，所述微流控芯片中含有若干个进样口和出样口，进样口与出样口之间连有微通道。

进一步的，所述微通道入口处有挡板，防止非红细胞进入并堵塞微通道，微通道内为重复并列排列的三棱柱结构，三棱柱结构间隔为2.8～3.2μm，只允许红细胞变形通过；微通道中三棱柱结构的列数为10列以上。

进一步的，红细胞样品加入到微流控芯片之前，将红细胞加入到含18～22％FBS的RPMI培养基中稀释使压积为0.8～1.2％。

进一步的，所述红细胞为冠心病患者红细胞。

进一步的，所述红细胞为经己酮可可碱处理后的冠心病患者红细胞。

一种检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力的方法，将经己酮可可碱处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经己酮可可碱处理的对照组进行比较，判定经己酮可可碱处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明己酮可可碱能够改善红细胞变形性能力；上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

一种检测药物是否具有改善红细胞变形性能力的作用的方法，将经药物处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经药物处理的对照组进行比较，判定经药物处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明该药物具有改善红细胞变形能力的作用；

上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

微流控芯片在检测己酮可可碱药效中的应用。

微流控芯片在检测己酮可可碱改善红细胞变形能力作用中的应用。

定量检测Na⁺-K⁺-ATPase活性、超氧化物歧化酶活性或/和胆固醇含量的试剂在制备辅助检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力作用的试剂盒中的应用。

本发明的有益效果是：

(1)本申请发现PTX对冠心病患者红细胞变形性作用有很强的个体依赖；

(2)本申请基于此微流控芯片方法建立了体外个体化探究己酮可可碱(PTX)对冠心病患者红细胞变形性的影响，通过对红细胞生化指标的测定，发现PTX影响红细胞变形性的主要因素有Na⁺-K⁺-ATPase活性、超氧化物歧化酶活性、胆固醇含量，且相关系数分别为0.514，0.405和-0.409；而血红蛋白，丙二醛，唾液酸及膜骨架蛋白含量变化影响较小。

(3)本发明不仅可以为个体化治疗提供新的指标和理论支持，而且为提高红细胞变形能力的创新药物研发提供了新的检测和筛选方法。由于PTX对红细胞变形性对影响有很强对个体依赖性，因此基于变形性的检测和筛选可实现个性化医疗的潜在临床益处。由于个体间红细胞对药物敏感性差异大，因此本发明红细胞变形性检测可为临床用药提供新的诊断指标，从而实现个性化医疗的潜在临床益处。

(4)本申请能够动态监测红细胞变形性，同时提供单细胞及群体红细胞的变形性参数指标，排除白细胞的干扰。本申请方法具有对样品消耗量少，高通量，便携性好，可视化，易操作等优点，不仅可提供整体的可变形性信息，而且可以提供单细胞的变形性信息。

(5)本发明基于微流控芯片个体化检测己酮可可碱对红细胞变形性的影响及改善红细胞变形能力创新药物的检测和筛选；本发明发现Na⁺-K⁺-ATPase和超氧化物歧化酶活性和胆固醇含量这三个主要的有效生化指标对冠心病患者红细胞变形性的改变起重要作用。

附图说明

图1为微流控芯片的实验原理示意图；A为所制作的芯片图；B是微流控芯片的微观示意图；C是荧光染色的红细胞在微通道中穿过的变形图；

图2为不同浓度PTX对红细胞变形能力个体差异的研究。A-P分别代表不同的血液样本。P值代表药物组与对照组(PTX浓度为0μg/mL)之间红细胞迁移速率是否有显着差异：*代表P<0.05，***代表P<0.001。

图3为变形性显着提高组(样本B,C,F,K,L和N)中不同浓度PTX对红细胞各生化指标的影响。(A)Na⁺-K⁺-ATP酶，(B)胆固醇含量，(C)丙二醛含量，(D)超氧化物歧化酶活性，(E)唾液酸含量和(F)血红蛋白含量。P指药物组与对照组(PTX浓度为0μg/mL)之间是否有显著性差异：*代表P<0.05，***指P<0.001。

图4为变形性无显著提高组(样本A，D，E，G，H，I,J，M，O和P)中不同浓度PTX对红细胞各生化指标的影响。(A)Na⁺-K⁺-ATPase，(B)胆固醇含量，(C)丙二醛含量，(D)超氧化物歧化酶活性，(E)唾液酸含量和(F)血红蛋白。P指药物组与对照组(PTX浓度为0μg/mL)之间是否有显著性差异：*P<0.05，***P<0.001。

图5为变形显著提高组红细胞膜蛋白及骨架蛋白含量变化的直方图。

图6为变形性无显著提高组红细胞膜蛋白及细胞骨架蛋白含量变化的直方图。

图7为不同浓度PTX作用后的红细胞Na⁺-K⁺-ATPase活性变化的折线图。A-P分别代表不同的血液样本。

图8为不同浓度PTX作用后的红细胞样品胆固醇含量变化的折线图。A-O分别代表不同的血液样本。

图9为不同浓度PTX作用后的红细胞样品丙二醛含量变化的折线图。A-O分别代表不同的血液样本。

图10为不同浓度PTX作用后的红细胞样品超氧化物歧化酶活性变化的折线图。A-P分别代表不同的血液样本。

图11为不同浓度PTX作用后的红细胞样品唾液酸含量变化的折线图。A-O分别代表不同的血液样本。

图12为不同浓度PTX作用后的红细胞样品血红蛋白含量变化的折线图。A-P分别代表不同的血液样本。

图13为所有红细胞样本经不同浓度PTX孵育后，各生化指标的检测。(A)Na⁺-K⁺-ATPase，(B)胆固醇含量，(C)丙二醛含量，(D)SOD超氧化物歧化酶活性，(E)唾液酸含量和(F)血红蛋白。P指药物组与对照组(PTX浓度为0μg/mL)之间是否有显著性差异：*P<0.05，***P<0.001。

具体实施方式

一种判定红细胞变形能力的方法，包括以下步骤：将待测红细胞样品加入到微流控芯片中，检测待测红细胞的移动速率，与对照组红细胞的移动速率进行比较，判定待测红细胞变形能力的强弱。

优选的，所述微流控芯片中含有若干个进样口和出样口，进样口与出样口之间连有微通道；优选的，所述微通道入口处有挡板，防止非红细胞进入并堵塞微通道，微通道内为重复并列排列的三棱柱结构，三棱柱结构间隔为2.8～3.2μm，只允许红细胞变形通过；微通道中三棱柱结构的列数为10列以上。

优选的，所述进样口和出样口的直径为1.2～1.7mm。

优选的，所述档板为直径8～12μm的圆柱形档板，所述挡板间的间隙为8～12μm。

优选的，红细胞样品加入到微流控芯片之前，将红细胞加入到含18～22％FBS的RPMI培养基中稀释使压积为0.8～1.2％。

优选的，红细胞样品加入到微流控芯片之前，对红细胞进行荧光染色，染色的红细胞加入到微流控芯片后，能够根据荧光捕捉红细胞的迁移图像，从而测定红细胞的移动速率。

优选的，微流控芯片需进行如下预处理：将含有18～22％FBS溶液的RPMI 1640培养基注入微流控芯片中，室温孵育15～25min以涂布微流控芯片，防止非特异性粘附。

优选的，将红细胞样品加入到微流控芯片中后，将含有RPMI培养基的注射器垂直固定到微流控芯片进样口处，产生0.3～0.4Pa/μm的恒定压力。

优选的，所述红细胞为冠心病患者红细胞。

优选的，所述红细胞为经己酮可可碱处理后的冠心病患者红细胞。

一种检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力的方法，将经己酮可可碱处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经己酮可可碱处理的对照组进行比较，判定经己酮可可碱处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明己酮可可碱能够改善红细胞变形性能力；上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

优选的，所述红细胞为冠心病患者红细胞。

一种检测药物是否具有改善红细胞变形性能力的作用的方法，将经药物处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经药物处理的对照组进行比较，判定经药物处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明该药物具有改善红细胞变形能力的作用；

上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

微流控芯片在检测己酮可可碱药效中的应用。

微流控芯片在检测己酮可可碱改善红细胞变形能力作用中的应用。

定量检测Na⁺-K⁺-ATPase活性、超氧化物歧化酶活性或/和胆固醇含量的试剂在制备辅助检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力作用的试剂盒中的应用。

下面结合具体实施例对本发明作进一步的说明。

实施例1微流控芯片的制作

微流控芯片的制作：使用SU-8光刻胶和标准湿法刻蚀工艺在硅片上制备PDMS微通道的模板，采用浇铸法制备PDMS微通道芯片，制备方法包括以下步骤：

首先将硅片模板用25mL三甲基氯硅烷溶液中在真空泵中硅烷化1小时处理以防止PDMS粘附，且更容易撕下PDMS胶，并用丙酮、乙醇及超纯水超声清洗，再氮气吹干并干燥。然后取PDMS与固化剂，重量比为10：1充分混合均匀，放入真空干燥器中真空脱气至气泡完全消失后，缓慢浇注在硅片上，避免产生气泡。然后在95℃的加热板上固化3小时，然后将PDMS从硅片上剥离，这样硅片上的微结构就转移到了具有弹性的PDMS上。在进样口和出样口处打孔(直径1.5mm)，然后将PDMS芯片与干净的玻片放入等离子清洗机中进行表面改性处理后，将PDMS芯片不可逆地粘合到载玻片上。微通道芯片的实验原理示意图如图1所示。图1-A为所制作的芯片图，一芯片上有四个平行的微通道，可以一组实验4个实验组同时在一个芯片上进行测量以减少芯片的个体误差。图1-B是微流控芯片的微观示意图。入口处的圆柱形柱直径10μm，高为4.2μm、间隙为直径10μm，可防止白血球进入并阻塞微通道，即可直接测量全血，通道内为三棱柱结构重复并列的排列允许高通量，三棱柱结构的间隔为3μm，只允许红细胞变形通过。当红细胞变形性降低时，红细胞通过的速度将减慢甚至堵塞通道。图1C是荧光染色的红细胞在微通道中穿过的变形图，0s时显示红细胞正开始变形通过三棱柱结构间的间隙，红细胞的大部分体积还在三棱柱结构间隙左侧，未通过间隙；0.2s和0.4s时表示红细胞正在通过三棱柱结构间的间隙，大部体积已通过三棱柱结构间隙，少部分体积还在间隙左侧；0.6s时表示红细胞已全部通过三棱柱结构间隙，准备进入下一个三棱柱结构间隙。

实施例2

实验方法：

1.血液样本的准备

从冠心病患者静脉抽取收集血液样品，将新鲜血液以300g离心3分钟去上清。然后将其等分成四份，加入到含有20％胎牛血清(FBS)的RPMI 1640培养基中，使得最终的RBC溶液压积为1％。接着向RBC溶液中分别加入PTX使其终浓度为0,2,20,200μg/mL,37℃孵育2小时。孵育完成后，用含20％FBS的RPMI溶液洗涤RBC样品3次以去除过量的PTX，然后在4℃下保存备用。

2.红细胞变形性的测量

各取10μL孵育过药物(PTX)的红细胞，用终浓度为10μM的DilC18(3)细胞橙红荧光染料混匀37℃孵育15min，对红细胞进行染色，染色结束后300g离心洗涤三次以除去多余染料，将红细胞加入到含20％FBS的RPMI培养基中稀释得到压积为1％的红细胞样品。

将大约3μL的血液样品加载到微流体装置的进样储液槽中。同时，在测量红细胞变形性之前，将含有20％FBS溶液的RPMI 1640培养基注入微通道中，室温下孵育20分钟以涂布PDMS壁以防止其非特异性粘附。为了在微通道上保持恒定的压力梯度，我们将一个垂直固定的60mL注射器里填充部分20％FBS缓冲液的RPMI培养基连接到入口储液器，使得恒定压力为0.36Pa/μm。将变形能力装置安装在配备有CCD照相机的Leica荧光倒置显微镜上，以捕捉红细胞的迁移图像。LAXS软件每250ms自动获取荧光图像，并使用metlab和image J软件进行后期分析。细胞变形性被定义为移动速率，指单个RBC的位移距离除以移动时间。为了更好地阐述PTX引起的红细胞速度变形性的变化，采用“归一化速度”。归一化速度的定义是将各种实验条件下单个红细胞的速度除以对照组整体红细胞的平均速度。PTX对冠心病患者红细胞变形性的影响见图2，显示出RBC变形性对PTX的剂量和个体依赖性。

4.红细胞生化参数测定

与PTX孵育后的各组血样同时进行红细胞生化分析。分别对红细胞血红蛋白(Hb)，超氧化物歧化酶(SOD)活性和Na⁺-K⁺-ATP酶(Na⁺-K⁺-ATPase)活性，红细胞总胆固醇，膜蛋白含量，丙二醛含量(MDA)，唾液酸含量(SA)的变化进行测定，按照南京建成生物工程研究所购买的各指标试剂盒进行操作测定。红细胞膜骨架蛋白的含量通过聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)测定。

5.为进一步探讨PTX对红细胞变形能力的影响机制，我们将生化指标数据分为两组，分别为红细胞变形性显著增加组(受试者B，C，F，K，L和N)，变形性无显著增加组。同时对二组中各生化指标进行统计差异分析，得到图3和图4，以及对膜蛋白骨架成分的含量分析见图5和图6。同样为了呈现个体多样性，PTX对所有受试者的效果分别在图7～12中显示。

6.统计分析

实验所有数据均表示为平均值±标准差。运用SPSS 17.0软件，采用单因素方差分析和最小显着性差异检验分析各实验组与对照组的统计学意义。P值小于0.05为具有显著性差异。

结果

(1)不同浓度PTX对不同个体红细胞变形能力的影响

本实验结果表明，PTX于红细胞变形性有强烈的个体差异和剂量依赖性。在临床推荐剂量(20μg/mL)的处理时，观察到样品B，F，K和N的移动速度显著增加(图2，受试者F和N，P<0.001；受试者B和K，P<0.05，LSD检验)，说明其红细胞变形能力明显增强，其中即使PTX浓度增高至200μg/mL，受试者K和N也显示出显著的增加(图2，受试者K和N，P<0.001，LSD检验)。有2个样本，即使给予2μg/mL的PTX时，RBC变形性也发生显著增加(图2，受试者C和L，P<0.001，LSD检验)，但观察到这两个样本在临床剂量(20μg/mL)PTX浓度时的细胞变形性反而降低，表明这两个受试者对PTX更敏感；在最高PTX浓度(200μg/mL)下，血液样品D和I显示明显的硬化，变形性显著降低(图2，受试者D，P<0.001；I，P<0.05，LSD检验)。这可能是因为高浓度PTX产生副作用，而对样品D和I中的红细胞变形性产生损害。在16个样品中有8个，与对照组相比，在各个PTX水平上没有统计学显著差异性(图2，A，E，G，H，J，M，O和P，P>0.05，LSD检验)。红细胞变形性的剂量依赖差异性反应可能与个体对PTX的敏感性有关。PTX对红细胞变形能力的明显个体差异暗示药物个体化治疗应引起注意，以提高患者的药物依从性。

(2)PTX对不同个体红细胞各生化指标的影响

图3A和图4A均显示N⁺-K⁺-ATPase活性显著上升，表明PTX可增加患者的Na⁺-K⁺-ATPase活性。

PTX对膜胆固醇含量的影响见图3B和图4B。结果显示，两组红细胞总胆固醇含量均有所下降，特别是红细胞变形能力显著增加的组。

在本研究中，我们观察到冠心病患者红细胞膜丙二醛水平下降的趋势，其变形性显著增加，并且红细胞膜SOD活性显着增加(图3C和D)。相反，在变形性没有显著增加组，冠心病患者的红细胞MDA含量增加，SOD活性几乎不变(图4C和D)。这些结果显示PTX在变形性显著变化组及变形性无显著变化组间对SOD活性和MDA含量的影响明显不同。

我们的数据表明PTX对两组红细胞的SA含量有不同的影响，如图3E和图4E所示。对变形性显著增加组分析显示，与对照组相比，红细胞的SA含量没有显著变化，但有明显下降的趋势(图3E)，然而，对于变形性没有显著增加组，发现在20μg/mL的PTX浓度下出现相反结果而呈上升趋势(图4E)。因此，本研究中个体依赖的SA含量反应可能与个体细胞对变形的敏感性有关。

在图3F和4F中显示了PTX对血红蛋白含量的影响，发现PTX对冠心病患者血红蛋白影响较小。

图5和6显示了经PTX孵育后，16名受试者红细胞的主要膜蛋白和骨架蛋白含量与其他组相比变化不明显。

为了探究6例冠心病患者红细胞经PTX孵育后变形能力显著改善的机制，我们考察了红细胞生物化学指标与变形性间的相关性，结果显示SOD酶活性，胆固醇含量，Na⁺-K⁺-ATPase活性与PTX诱导的红细胞变形性变化有较好的相关性且R值分别为0.405，-0.409和0.514。红细胞中唾液酸含量与丙二醛含量的相关系数分别为-0.228和-0.102，相关性较弱。而无显著差异组中Na⁺-K⁺-ATPase，SOD和T-CHO与变形性的相关系r值分别为0.270，-0.193和-0.106，相关性较弱。基于上述结果，可以认为SOD酶活性，胆固醇含量和Na⁺-K⁺-ATP活性是影响红细胞变形性能力的关键因素，SOD酶活性、胆固醇含量或/和Na⁺-K⁺-ATP活性可以作为辅助检测红细胞变形性能力的检测指标；尤其是作为辅助检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力作用的试剂盒中的应用。同样为了呈现个体多样性，PTX对所有受试者的效果分别在图7～12中显示。

为了体现亚组分析的优势，我们合并所有受试者的数据，并检测红细胞变形性与生化参数之间的相关性(图13)。结果表明，超氧化物歧化酶活性和丙二醛含量及唾液酸含量的影响均被掩盖。

上述实施例为本发明较佳的实施方式，但本发明的实施方式并不受上述实施例的限制，其他的任何未背离本发明的精神实质与原理下所作的改变、修饰、替代、组合、简化，均应为等效的置换方式，都包含在本发明的保护范围之内。

Claims (10)

1.一种判定红细胞变形能力的方法，其特征在于，包括以下步骤：将待测红细胞样品加入到微流控芯片中，检测待测红细胞的移动速率，与对照组红细胞的移动速率进行比较，判定待测红细胞变形能力的强弱。

2.根据权利要求1所述的方法，其特征在于，所述微流控芯片中含有若干个进样口和出样口，进样口与出样口之间连有微通道；所述微通道入口处有挡板，防止非红细胞进入并堵塞微通道，微通道内为重复并列排列的三棱柱结构，三棱柱结构间隔为2.8～3.2μm，只允许红细胞变形通过；微通道中三棱柱结构的列数为10列以上。

3.根据权利要求1所述的方法，其特征在于，红细胞样品加入到微流控芯片之前，将红细胞加入到含18～22％FBS的RPMI培养基中稀释使压积为0.8～1.2％。

4.根据权利要求1所述的方法，其特征在于，所述红细胞为冠心病患者红细胞。

5.根据权利要求1所述的方法，其特征在于，所述红细胞为经己酮可可碱处理后的冠心病患者红细胞。

6.一种检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力的方法，其特征在于，将经己酮可可碱处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经己酮可可碱处理的对照组进行比较，判定经己酮可可碱处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明己酮可可碱能够改善红细胞变形性能力；

上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

7.一种检测药物是否具有改善红细胞变形性能力的作用的方法，其特征在于，将经药物处理后的红细胞样品加入到微流控芯片中，检测红细胞的移动速率，与未经药物处理的对照组进行比较，判定经药物处理后，红细胞变形能力是否发生显著差异；若是，说明该药物具有改善红细胞变形能力的作用；

上述方法不用于疾病的诊断和治疗。

8.微流控芯片在检测己酮可可碱药效中的应用。

9.微流控芯片在检测己酮可可碱改善红细胞变形能力作用中的应用。

10.定量检测Na⁺-K⁺-ATPase活性、超氧化物歧化酶活性或/和胆固醇含量的试剂在制备辅助检测己酮可可碱改善红细胞变形性能力作用的试剂盒中的应用。