CN101002960A - 微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法 - Google Patents

Abstract

本发明涉及一种可用于细胞生长支架或者引导组织再生的材料的制备方法。微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，其特征在于它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N－二甲基乙酰胺或N，N－二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.01～0.2g/ml；然后将聚合物溶液在0℃～95℃恒温陈化；再将陈化后的聚合物溶液在温度为－200℃～0℃的低温下冷冻淬火，产生凝胶；将凝胶在温度为－100℃～0℃的低温下用萃取溶剂萃取直到有机溶剂被完全置换，在室温下真空干燥得产品。该方法制备的多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一，且该方法孔的大小能够控制、适合制备大尺寸细胞生长支架或者引导组织再生材料。

Description

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法

技术领域

本发明属于生物医用材料领域，具体地涉及一种可用于细胞生长支架或者引导组织再生的材料的制备方法。

背景技术

1990年，De Ponti等人通过气体发泡过程制备了可生物降解聚醇酸(如PLLA，PDLLA，PGA和PLGA)支架材料^[1]。

1992年，A.GA.Coombes和J.D.Heckman^[2，3]通过凝胶浇铸技术制备了多孔支架材料。他们在46～52℃下将半结晶PLLA溶于丙酮形成浓度为7％(w/v)的溶液，在室温(22～24℃)下静置30min，得到强度较大的凝胶，然后将凝胶在甲醇中浸泡三天除去溶剂，室温下常压干燥，即得孔径＜5μm的不规则多孔结构；他们还在52℃下将PLLA和PLGA50的混合物(25∶75，wt)溶于丙酮中形成浓度为24％(w/v)的溶液，室温下静置24h，然后将凝胶浸入甲醇中三天，再浸入水中四天，室温下常压干燥，得到孔径＜2μm的不规则多孔结构材料。

1993年，Mikos A.G等^[4]首次提出通过热处理过程将PGA纤维网粘结起来，得到孔隙率为81％的多孔支架。Mikos A.G等将PGA纤维网浸入PLLA的氯仿溶剂中，待溶剂挥发后分段加热到两种聚合物的熔点之上，使PGA纤维在其相交处粘结在一起，然后选择一种只能溶解PLLA的溶剂将其溶解，即可得到多孔网状结构。

1994年，Mikos A.G等^[5]又提出以盐粒子作为致孔剂，通过致孔剂沥滤技术制备PLLA多孔膜，此法通常称作溶液浇铸/粒子沥滤技术(solution casting/particulate leaching)。也就是将一定量筛选过的盐粒子(NaCl、酒石酸钠或柠檬酸钠)加入到PLLA的氯仿(或二氯甲烷)溶液中，搅拌使粒子分散均匀后浇注到培养皿上。将混合物蒸发48h除去溶剂，然后在0.1mmHg、25℃条件下真空干燥24h除去残留溶剂。将PLLA/盐混合物在25℃蒸馏水中浸泡48h除去盐粒子，再在常压下干燥24h，在0.1mmHg条件下继续干燥48h。如果需要特定结晶度的产品，可以将除去溶剂后的PLLA/盐混合物加热至PLLA的熔点以上，然后通过退火或淬火过程得到不同结晶度的样品。通过上述方法制备多孔材料时，盐的除去率可达99.9％，膜的孔隙率高达93％，中值孔径可达150μm。

1995年，K.Whang^[6]等利用乳液冷冻干燥技术制备了PLGA多孔支架。将PLGA(85/15)溶于二氧甲烷中，加入一定量超纯水，搅拌使其形成均匀的乳状液，放入液氮中淬火，然后在-55℃、30mTorr条件下真空干燥除去溶剂并在室温下真空干燥除去残留溶剂，得到孔高度连通的支架。通过调节过程参数，如水的体积分数、聚合物的质量分数和聚合物的分子量等，可得到平均孔径在15～35μm范围(大孔孔径大于200μm)、孔隙率高于90％、比孔面积在58～102m²g^-1范围的支架。

1996年，D.J.Mooney等^[7]提出通过喷雾(spray casting)的方法将PGA无纺纤维网粘结起来，得到多孔管状结构。他们将PGA无纺纤维网围绕在聚四氟乙烯圆柱上形成管状物，缝合边界。PLLA和PLGA分别溶于氯仿形成一定浓度的溶液，将溶液以氮气为载体喷涂到旋转的PGA纤维网上。喷涂结束后，将预制管冷冻干燥除去残留溶剂，然后卸去聚四氟乙烯圆柱，即可得到多孔支架。PGA在氯仿中的溶解度很低，因此在这一过程中PGA纤维的形态基本保持不变。

同年，D.J.Mooney等^[8]又提出以CO₂气体物质作为致孔剂制备PLGA多孔支架，此法可避免使用有机溶剂，防止支架中残留的有机溶剂对细胞产生毒性；并且CO₂无毒、价廉、性质稳定、无污染，具有经济价值。他们将PLGA粉末压成片状，在室温、5.5MPa的CO₂中浸润72h，然后降至常压，溶解在聚合物中的CO₂迅速成核生长，形成了孔径约为100μm、孔隙率高于93％的多孔支架。但是此法也有一定的缺陷：不能精密控制支架的内部形态、有闭合的孔存在、对聚合物的类型有一定的限制——只能使用无定型聚合物，这在制备机械强度较高的支架时受到了限制。

Ch.Schungens等^[9，10]首次利用热诱导相分离技术中的固-液相分离技术和液-液相分离技术制备微孔泡沫。他们分别将一定量的PDLLA和PLLA溶于二氧六环中，形成澄清的聚合物溶液后迅速浸入液氮中淬火2h，然后在0℃的冰/水浴中真空(约10^-2Torr)干燥至无二氧六环后，升温至室温再真空干燥24h。或者将聚合物溶于一定比例的二氧六环/水的混合物中，形成澄清的溶液后在浊点以上20℃恒温30min，然后和上述过程相同，分别经过淬火、冷冻干燥和真空干燥等步骤得到多孔支架。以纯二氧六环作溶剂时，聚合物溶液发生固-液相分离，所得多孔材料的孔径在10～100μm范围，孔隙率最高达到91％。以二氧六环/水的混合物作溶剂时，发生液-液相分离，所得多孔材料的孔径在1～10μm范围，孔隙率高达93％。

P.van de Witte等^[11]利用非溶剂诱导相分离技术制备了PLA多孔膜，并研究了聚乳酸结晶过程对于膜的形成和形态的影响。将L-乳酸和D-乳酸摩尔比不同的PLA(聚L-95/D5-乳酸，PLA95；聚L80/D20-乳酸，PLA80；聚L-50/D-50-乳酸，PDLLA)分别溶于氯仿中形成溶液，将溶液浇注到医用刀片上并浸入甲醇中，在22±2℃的甲醇中保持3天除去溶剂，然后常压下干燥1天、真空干燥1天除去不良溶剂甲醇。PLA80溶液只能缓慢结晶，而PDLLA不能结晶，只有结晶速度快的聚合物(PLA95和PLLA)才能得到性质稳定的膜。低浓度PLLA溶液制备的膜呈蜂窝状结构，高浓度溶液制备的膜呈多孔微球状结构。他们还在其它溶剂-非溶剂体系(二氧六环-水、N-甲基吡咯烷酮-水和二氧六环-甲醇)中研究了制备的聚乳酸膜的性质，其中聚乳酸-N-甲基吡咯烷酮-水体系沉淀速度最快，得到的膜性质最稳定^[12]。

1997年，Park Y.J.等^[13]利用常压干燥相转化技术制备PLLA多孔膜。将PLLA溶于二氯甲烷-乙酸乙酯的混合物中，然后浇注到PGA编织网上，常压干燥即可。三组分聚合物溶液(PLLA-二氯甲烷-乙酸乙酯)通过溶剂蒸发形成PLLA多孔膜，支撑PLLA膜的PGA纤维网在形成表面孔的时候起到重要作用。

同年，P.M.Kaufmann等^[14]通过采用与MikosA.G.^[5]相同的方法即致孔剂沥滤技术制备了PLLA多孔支架，所得支架的平均孔径为180μm、孔隙率高达95％。

K.F.Leong等^[15]在其综述文章中介绍了1998年Kim等通过快速成型技术(rapidprototyping，RP)中的三维打印技术(3-dimensional printing，3DP)制备了PLGA多孔支架的方法。快速成型技术又称固体自由成型技术(solid free-form，SFF)，是根据所需支架的形状首先利用CAD系统制造支架的三维模型，再通过数据处理将三维模型横截成一系列二维平面模型，用计算机控制材料层的重复沉积和加工的方法制备3D支架的技术。Kim等将含有盐粒的PLGA溶液注入“打印机”中，“打印机”按照平面模型的形状进行扫描，使聚合物材料逐层固化，通过逐步叠加二维薄层最终形成直径为8mm、高为7mm的圆柱形支架，滤出盐粒后，支架的孔径在45～150μm，孔隙率为60％。

1998年，Harris LD等^[16]将气体发泡技术和致孔剂沥滤技术相结合制备了PLGA多孔支架。这种研究方法的复合旨在避免各种单一制备方法的缺点。Harris LD)等将PLGA和粒状NaCl混合，室温下压成片状，在高压CO₂中浸泡直至平衡，降至常压后将样品浸入蒸馏水中滤出NaCl颗粒，即可得到多孔支架。通过调节聚合物/盐粒的比例和盐粒的大小可改变聚合物支架的孔隙率、孔径以及孔的连通性。

Yoshiaki Kawashima等^[17]利用新的乳化剂分散技术(novel emulsion solvent diffusionmethod)在两种不同的分散介质(水和油)中制备了负载缩氨酸(peptide)(TRH和elcatonin)的PLGA纳米微球，其中以在油中进行乳化溶剂分散方法制备的纳米微球性能最佳。具体的制备方法是：将PLGA和一定量药物溶于丙酮、甲醇和失水山梨糖醇单油酸酯(Span80)混合物中，再将聚合物-药物溶液倒入含有2％(w/w)蓖麻醇酸甘油酯(HGCR，Hexaglycerincondensed ricinoleate)的辛酸和癸酸甘油三酸酯(caprylate and caprate triglyceride，TriesterF-810)中，快速搅拌使其乳化，然后进行离心分离。再将沉淀物依次在正己烷、聚乙烯醇水溶液和蒸馏水中洗涤沉淀，最后将沉淀物冷冻干燥，即可得到平均直径为700nm的粉末状纳米微球。

Markus S.Widmer等^[18]结合溶液浇铸和挤出技术(extrusion technique)，制备了PLGA和PLLA管道。首先利用溶液浇铸技术制备聚合物(PLGA75或PLLA)/盐(NaCl)混合物圆片(方法同MikosA.G.^[5])。将混合物圆片放入特定的挤出装置中，在设定的温度下加热，8min后挤出PLLA/盐混合物或在20min后挤出PLGA/盐混合物，控制挤出压力使挤出速率在10mms^-1。所得管道的内径为1.6mm，外径为3.2mm。滤出盐粒后干燥，即可得到有开放孔的结构。如此得到的开放孔径在150～300μm范围，材料孔隙率达到83％。

1999年，Y.S.Nam和T.G. Park^[19，20]以热诱导相分离技术(thermally induced phaseseparation)制备了PLGA、PLLA和PDLLA多孔泡沫。他们将聚合物溶解在不同比例的二氧六环/水体系中，然后分别在液氮和-15℃下快速冷却(淬火)，研究聚合物类型和浓度、溶剂/非溶剂的比例以及淬火温度对支架孔结构的影响。通过改变淬火温度可调节粗化过程，得到了具有开放结构的支架，支架中大孔的孔径超过100μm。缓慢冷却无定型聚合物(PDLLA和PLGA)，可以得到开放的大孔结构，孔径主要分布在20～170μm之间，孔隙率最高可达90.3％；而快速冷却半结晶聚合物(PLLA)，得到闭合的微孔结构，孔径主要分布在3μm左右。将具有开放大孔的支架用于负载重组体人生长激素(recombinant human growth hormone，rhGH)，支架对于控制释放rhGH表现出良好的性能。他们还通过在淬火之前将聚合物溶液在浊点温度以下陈化，得到平均孔径在1～30μm、孔隙率最高可达92％的微孔泡沫。另外，添加表面活性剂(聚乙二醇-聚丙二醇-聚乙二醇，Pluronic F127)，可使孔径增大至50μm，并且使孔更圆、连通性更好。

同年Peter X.Ma和Ruiyun Zhang^[21]也对利用热诱导相分离技术制备多孔材料的方法进行了研究。他们分别将PLLA、PLGA85和PDLLA加热溶于四氢呋喃中，在60℃搅拌2h得到均匀的溶液。将溶液在50℃预热后迅速降温使其凝胶化，并在凝胶温度保持2h。然后将凝胶置于蒸馏水中萃取出溶剂，并在-18℃冷冻2h，再在-5～-10℃的冰盐浴中真空(0.5mmHg)干燥1星期。制得三维连续多孔网状结构，纤维直径范围为50～500nm，孔隙率高达98.5％。

Hideki Murakami等^[22]利用改进的自发乳化剂分散法(modified spontaneous emulsification)制备了PLGA纳米颗粒。将PLGA溶于丙酮-二氯甲烷-乙醇(或甲醇)混合物中，然后向溶液中添加聚乙烯醇水溶液，搅拌使其形成乳液，再加入纯净水超滤三次，最后进行冷冻干燥即可。

2000年，Y.Senuma等^[23]首次使用涡流盘雾化器(spinning disk atomization)制备PLA多孔支架，孔径在100～400μm范围。这种非商业用途的涡流盘雾化器由蠕动泵、马达、圆盘和温度控制装置组成。用蠕动泵将聚合物溶液打入圆盘中，用热空气将圆盘温度保持在100℃以上，液滴从圆盘中流到装置底部，在底部用液氮将液滴冷却到-10℃，收集所需尺寸的液滴。蒸发除去溶剂，即可得到多孔微球。

David D.Hile等^[24]利用超临界CO₂制备PLGA多孔支架，并研究了支架释放活性生长因子的能力。将PLGA溶于二氯甲烷中形成一定浓度的溶液，然后加入含有纤维原细胞生长因子(bFGF)和牛血清白蛋白(BSA)的磷酸缓冲液(PBS)。将混合物放入超声波降解器中处理成均匀的乳液，注入自制模具中，加入压力为80bar、温度为35℃的CO₂，在此压力下保持24h以便萃取出二氯甲烷并让聚合物中的CO₂达到饱和。然后快速降压，即可得到多孔聚合物泡沫。活性bFGF在泡沫上以相对恒定的速率释放。使用超临界CO₂可以大大缩短聚合物在CO₂中的浸润时间，提高生产效率，然而，直接通过CO₂除去二氯甲烷时残留溶剂的量超过了美国药检局的规定，需要采取措施进一步除去溶剂。

Lichun Lu等^[25]以PLGA85和PLGA50为原料、NaCl为致孔剂，通过溶液浇铸-粒子沥滤技术^[5]制备了不同形态的PLGA多孔泡沫，并研究了各种泡沫在体外和体内的降解性能。发现PLGA中PGA的含量对泡沫的降解性能有显著影响。而且，由于降解产物的自身催化作用，PLGA50泡沫的体内降解速率比体外降解速率要快。

Y.S.Nam等^[26]以碳酸盐为致孔剂，采用气体发泡技术中的化学发泡法制备了PLLA多孔支架。他们将NH₄HCO₃颗粒均匀分散在PLLA-溶剂凝胶中，然后将混合物放入热水中使NH₄HCO₃分解生成氨气和CO₂，即可得到连通性好的多孔支架，支架的孔径为300～400μm。将鼠的肝细胞植入支架中，成活率达到95％，1天后细胞生存能力提高40％。

除了无机盐以外，还可用水溶性聚合物作为制备多孔支架的致孔剂。Tsuji Hideto等^[27]就曾将PLLA和水溶性聚氧化乙烯(PEO)混合物溶于二氯甲烷并浇注成膜，溶剂蒸发后，用水滤出PEO得到PLLA多孔膜。多孔膜的孔径随PLLA质量分数的增加而减少，随PEO分子量的增加而增加。

为了进一步促进细胞的吸附、物质的传递以及新组织的生长，Ruiyun Zhang和Peter X.Ma^[28]以自制的具有一定三维结构的糖致孔剂制备了PLLA大孔支架。致孔剂的制备方法如下，将糖粒在120～130℃下加热至完全熔化，用刀片沾取熔融的糖并拉成纤维状，室温下使纤维固化，通过控制拉伸速度使纤维直径在100～500μm范围。将糖纤维摆放成一定的形状，即可得到实验所需的致孔剂。多孔支架的制备方法是，将一定浓度的PLLA/THF溶液滴入致孔剂中，在一定温度下冷冻使溶液形成凝胶，然后用蒸馏水萃取出溶剂和致孔剂，再进行冷冻和冷冻干燥，即可得到具有特定形态的PLLA多孔支架。

2001年，Peter X.Ma等人^[29，30]又用粘结成型的石蜡微球作为致孔剂，制备了PLLA多孔支架。将熔融的石蜡倒入聚乙烯醇(PVA)溶液中，用分散的方法得到蜡球。将一定粒径的蜡球放入塑料瓶中，用平板压住上表面，在37℃加热瓶子40min，使蜡球粘结形成内部相互连续的模型。待瓶子温度降至室温后，向蜡球团中逐滴加入PLLA的二氧六环/吡啶(1∶1，v/v)溶液，然后迅速在250mmHg、约37℃条件下加热2～3min以便除去蜡球团中的空气。将聚合物/蜡球团在-70℃放置一夜使聚合物溶液发生相分离，然后将分相的凝胶/蜡球混合物分别在环己烷中浸泡除去溶剂和蜡球，再用环己胺萃取出环己烷，并将凝胶进行冷冻和冷冻干燥，即可得到具有相互连续的球形孔结构的纳米纤维细胞外基质。

Zhuo Xiong等^[31]以快速成型技术中的精确拉伸技术(precise extrusion manufacturing)制备了PLLA多孔支架。用CAD软件设计出三维数据，将PLLA注入加热至160℃的挤压喷头中并在整个成型过程中都保持160℃。在成型过程前，先将PLLA在喷头中保持30min，以便得到均匀的半液态PLLA。通过电脑控制喷涂移动，将熔融的聚合物挤出并堆积成所需的三维结构。制备的PLLA支架孔径可以控制在200～500μm范围；

Arnaldo R.Santos等^[32]以柠檬酸钠为致孔剂，用致孔剂沥滤技术制备了PLLA多孔膜，并对其进行了生物评价。根据盐粒粒径的不同，得到三种孔径(＜45μm，180～250μm和250～350μm)的膜，孔隙率约为80％。体外测试结果显示，各种PLLA膜在促进细胞外基质(如IV型骨胶原和粘连蛋白)生长方面都表现出相似的性能。

Jun Jin Yoon和T.G. Park^[33]将气体发泡技术中的化学发泡法和致孔剂沥滤技术相结合，制备了PLGA多孔支架。首先将PLGA的氯仿溶液在乙醇中沉淀，将PLGA-乙醇凝胶和NH4HCO3粒子混合均匀并铸模，然后在柠檬酸水溶液中沉淀，冷冻干燥后得到平均孔径为200μm、孔隙率超过90％的多孔支架。

然而，使用致孔剂沥滤技术时，都存在残留的致孔剂对细胞产生毒性的问题，为解决这一难题，Guoping Chen等尝试用冰粒作致孔剂进行研究。Guoping Chen等^[34，35]通过向液氮中喷射去离子水得到冰粒，然后将冰粒分散在PLLA或PLGA的氯仿溶液中，冷冻干燥后得到平均孔径为237μm、孔隙率为95％的多孔支架。

2002年，Li Wanjun等^[36]利用电纺丝技术(electrospinning)制备了PLGA纳米纤维支架。支架的纤维直径为500～800nm、孔隙率高、机械性能合适，和细胞外间质的形态类似。

Xinhua Zong等^[37]研究了电纺丝技术对无定形PDLLA支架和半结晶PLLA支架纳米结构形态的影响，并证明这种支架可以用于负载药物。将PDLLA和PLLA分别溶于N，N-二甲基甲酰胺(DMF)和二氯甲烷-DMF混合物中，加入盐类致孔剂，并且加入抗生素类药物Mefoxin和弱离子化合物，然后将聚合物溶液注入静电纺丝器中，在一定条件下纺丝。通过调节溶液粘度(溶液浓度和聚合物分子量)、电场强度、溶液的注入速度和离子盐的含量，可以调节纤维的直径和纳米结构的形态。支架对于抗生素药物的负载率超过90％。

2003年，Catbryn Sundback等^[38]结合铸模和热诱导相分离技术，制备了特殊结构形态的聚合物支架。室温下将D，L-PLGA溶于冰醋酸中，将溶液注入已经冷却至-40℃的特殊模具中，溶液发生固-液相分离，低温干燥后得到和末梢神经结构类似的管道状多孔支架。管状支架的结构可以是一个直径为1.35mm的管道，也可以是100个直径为0.08mm的管道。

罗丙红^[39]对溶液浇铸/粒子沥滤技术进行了改进，发展了一种新的多孔支架制造方法——低热高压技术。将PLGA75/25在液氮中冷冻后，经高速粉碎机粉碎，筛取粒径为200～250μm的颗粒，与同样粒径范围的粒状NaCl按一定质量比混合。将搅拌均匀的混合物在75℃、6.5MPa条件下模压成型，然后浸入蒸馏水中反复洗涤，待完全除去NaCl后减压干燥，得到多孔PLGA支架。此方法制备的支架孔壁非常薄，孔的连通性很好，孔洞分布均匀，孔径在200～250μm之间，孔隙率在90％以上。此法无需使用有机溶剂，有利于在支架中负载活性因子。用酒精和藻酸钙对支架进行处理可明显改善其亲水性和生物力学性能。

Qingpu Hou等^[40]结合凝固、模压和盐沥滤技术制备了聚合物多孔支架。在一定浓度的PDLLA-氯仿溶液加入一定量筛选过的盐粒子，快速搅拌使盐粒子均匀分散在溶液中，然后将其倒入到乙醇中，使聚合物-盐沉淀出来。干燥后，将沉淀出的混合物切成一定形状，并在120℃、3.5MPa下模压成型，然后快速降温至15℃。将成型后的聚合物-盐放入去离子水中滤出盐，真空干燥后即可得到多孔支架，孔径在250～425μm范围，孔隙率为95.7％。和传统的致孔方法(如烧结微球、模压-盐沥滤、冷冻干燥)相比，这种方法能更好的控制支架的孔径和孔隙率，孔的形态更均一。

为了进一步控制多孔支架的内部结构，陈际达^[41]通过溶液分散和离心粘结技术制备了新型水溶性球形致孔剂。以这种致孔剂制备的PDLLA多孔支架，孔径在220～600μm范围，孔隙率在83％～95％范围，孔之间相互连通且连通通道为圆形，通道直径可由粘结程度控制。这种致孔剂的制备方法是：将甲基硅油加热至240～250℃，分次加入一定量氯酸钠后，继续升温至270℃，此时氯酸钠在甲基硅油中呈液态微球：迅速冷却甲基硅油使氯酸钠液态微球迅速固化成固态微球；除去甲基硅油即可得到球形致孔剂。依次用氯仿和乙醚洗涤致孔剂微球，然后干燥。将球形致孔剂放入自制模具中，在一定条件下粘结，在1000r/min条件下离心5min，重复多次粘结、离心过程，使致孔剂微球充分干燥，即可得到致孔剂微球粘结块。

R.M.Luciano等^[42]在制备PLLA膜的过程中加入增塑剂，得到了适合细胞生长的多孔结构。将PLLA溶于二氯甲烷并加入一定量柠檬酸三乙酯，然后将溶液浇注在玻璃板上，于室温下干燥除去溶剂。膜由直径在60～100μm范围的大球组成，大球上有相互连续的孔。增塑剂能增强细胞的吸附性和生长能力，但是会使膜变脆。

Angela S.P. Lin等^[43]利用溶液涂覆和致孔剂分解(solution coating and porogendecomposition)的方法，制备具有轴向取向的大孔和无规则分布的微孔的聚(L-丙交酯-co-D，L-丙交酯，70∶30)(PLDL)支架。将偶氮二碳酰胺(C₂H₄N₄O₂)和PLDL颗粒按一定比例混合并溶于无水丙酮中，将溶液涂覆在100μm的316不锈钢丝表面，涂覆量约为75mgPLDL-偶氮二碳酰胺/m不锈钢丝。将55～65根长100mm的涂覆后的不锈钢丝放入收缩管内，于125℃加热25min使其融合，脱模后浸入260℃的花生油中20～30s使发泡剂分解。将发泡后的样品立即放入水中淬火，用己烷萃取出花生油，抽出不锈钢丝即可得到多孔支架。用此法制备的支架孔的连通率大于99％，孔隙率可达80％。

Jong Hoon Lee等^[44]也将盐沥滤技术和化学发泡法相结合制备PLLA多孔支架，并表征了支架的热性能和机械性能。他们在PLLA-氯仿溶液中加入颗粒状NH₄HCO₃/NaCl(粒径在150～300μm范围)混合物和2M2HT-MMT黏土。将聚合物/盐/溶剂混合物浇注到自制的玻璃片模具上，常压干燥。当混合物半固化后，将其浸入90℃的水中，NH₄HCO₃分解生成氨气和CO₂，待不再有气泡产生后，将混合物浸入60℃的水中，滤出残留的NaCl，然后冷冻干燥。所得支架的孔隙率为91～92％，孔高度连通，孔径在100～300μm范围。在PLLA支架中加入黏土，可以使支架的结晶度降低、拉伸模量增加，以便得到硬度和降解速度都合适的支架。

2004年，李世荣等^[45]提出通过PLLa/二氧六环(DO)/四氢呋喃(THF)三元体系的相分离过程，制备PLLA多孔泡沫。将PLLA溶于一定量组成不同的DO/THF混合物(50/50，70/30，90/10，v/v)中，并在50℃恒温1h，然后浸入-70℃的干冰/酒精混合物中淬火。将得到的凝胶依次浸入蒸馏水和酒精中，萃取出溶剂，然后在-10℃冷冻干燥，即可得到多孔支架。在三元体系中，DO作为良溶剂，而THF作为不良溶剂，DO和THF的比值决定了溶剂的溶解能力。所得支架的形态和结晶度取决于溶剂的溶解能力，当DO的含量为70％时，支架的孔径最小(在1～3μm范围)且相对结晶度最低；当DO的含量为50％或90％时，平均孔径较大，在3～10μm范围。选用THF作为不良溶剂，是因为和水相比，它能将PLLA水解的可能性降到最小，并且更容易在低温下除去。

Pierre Sarazin等^[46]利用熔融技术，由两种可生物降解聚合物的共连续混合物制备PLLA多孔支架。将干燥后的PLLA和聚己内酯(PCL)在200℃下搅拌混合，5min后放入液氮中淬火以保持其形态，然后将不同组成的PLLA/PCL混合物在200℃以不同的速度退火。用醋酸萃取出PCL，然后将样品干燥至恒重，即可得到孔高度连续的PLLA支架。通过控制混合物中两组分(PLLA和PCL)的浓度和退火时间，可以得到不同形态的多孔支架，平均孔径在1.5～88μm范围，孔隙率在50％～60％范围。随后他们又利用类似方法，通过PLLA-聚苯乙烯(PS)体系制备了PLLA多孔支架。他们将PS、PLLA和PS-co-PLLA(含45wt％PS)混合物熔融，经过淬火、退火等步骤得到一定形态度PLLA/PS混合物。用环己胺萃取出PS即可得到PLLA大孔支架。通过控制退火条件可以得到孔径范围在1至几百微米的网状结构^[47]。

V.Mapuet等^[48，49]通过热诱导相分离技术制备了用于骨组织工程的聚(α-羟基乙酸)/生物玻璃多孔泡沫。向PDLLA或PLGA (75∶25)的碳酸二甲酯溶液中加入一定量的生物玻璃粉末(Bioglass)，将混合物浇铸到培养皿上，在液氮中冷冻使其发生固-液相分离，然后真空干燥至恒重。将干燥后的多孔膜旋转放入一个管中，用氯仿缓慢溶解其边缘并将相对的两边粘在一起，即可得到管状多孔泡沫。通过改变聚合物的浓度和浇铸的聚合物溶液的体积，可以调节管的内径和管壁的厚度在1.5～3mm范围。泡沫的孔呈放射状分布，孔的连续性好，并且有两种不同孔径的孔——平均孔径在100μmm的大孔和平均孔径在10～50μm的微孔。添加生物玻璃可增加泡沫的生物活性，并且可以改变泡沫的降解速率。

Hyun Do Kim等^[50]利用热诱导相分离技术制备了PLLA多孔支架，并研究了添加剂PEG(聚乙二醇)-PLLA对支架性质的影响。将PLLA溶于二氧六环/水混合物中(87∶13，w/w)，加入PEG或PEG-PLLA二元共聚物，经过陈化、淬火、冷冻干燥等步骤得到PLLA支架。添加PEG-PLLA可以防止在较长的陈化过程中聚合物溶液发生离析和沉淀现象，得到的孔规整且高度相连，孔径很容易控制在50～300μm。将添加了PEG-PLLA的PLLA支架用于培养MC3T3-E1细胞，四星期后细胞成功增殖。

Takaaki Tanaka和Douglas R.Lloyd^[51]也利用热诱导相分离技术制备了PLLA微量过滤膜。使用G&S金属制品公司生产的装置制备PLLA多孔膜，该装置由三个不锈钢盘组成。将PLLA的二氧六环-水(87/13，wt)溶液在80℃的密闭瓶中放置30min以上，然后将溶液倒入底层圆盘中于80℃放置5min。将第三个圆盘放在最上面，然后将溶液在80℃放置10min。上层圆盘可以阻止中间圆盘和空气之间的热传导。将装置放入50℃的水浴中冷却5min，然后放入0℃的冰水浴中淬火1h，这样溶液就会形成凝胶，用冷却水洗涤凝胶三次，即可得到多孔膜。膜的有效孔径介于酵母细胞(椭圆形，短径长度为4.4μm)和E大肠杆菌细胞(棒形，直径为0.6μm)之间。

Lakhwant Singh等^[52]以超临界CO₂为发泡剂，利用气体发泡技术制备了PLGA多孔泡沫，并研究了过程条件对CO₂在PLGA中的吸收速率和平衡浓度的影响。将干燥后的PLGA小球压成片状，放入高压瓶中，在一定温度(35℃或40℃)、一定压力(10、14、15或20MPa)下使样品达到饱和，减压释放CO₂即可得到多孔泡沫。泡沫中有明显的相互连续的孔，孔隙率为89％，孔径在30～100μm范围。

继2001年Peter X.Ma等^[29]研制出石蜡球致孔剂之后，2004年他们又用这种致孔剂制备了PLLA三维支架，支架的孔径在250～500μm范围，孔隙率高达99％^[30]。

M.Navarro等^[53]将磷酸钙玻璃和PLA混合，通过致孔剂沥滤技术制备了PLA多孔支架。得到的支架具有相互连续的孔结构，孔隙率高达97％。添加磷酸钙玻璃可显著提高支架的耐压性和生物灵敏性。

在1996年P.van de Witte^[11，12]等利用非溶剂诱导相分离技术制备了PLA多孔膜技术的基础上，2004年Hwa-Chang Liu等^[54]又利用非溶剂诱导相分离技术制备了不同形态的PLLA多孔膜，他们将这些膜用于培养MG-63细胞，发现不仅可以促进成骨细胞的吸附和生长，还能促进成骨细胞的显型。

Takashi Sato等^[55]以PLLA和骨胶原为原料制备了混合多孔材料。首先利用致孔剂沥滤技术制备PLLA多孔材料，然后在真空条件下将其浸入牛的I型骨胶原酸性溶液(0.5％，pH3.2)中，在-80℃冷冻，冷冻干燥后即可形成PLLA-骨胶原混合多孔支架。和PLLA支架相比，软骨组织更易于在PLLA-骨胶原支架上生长，并且分布更均匀。将PLLA支架和骨胶原支架结合，能促进细胞的植入、防止支架塌陷并且能促进软骨组织在体内的成型。

Haiyan Li等^[56]利用溶液浇铸/盐沥滤技术制备具有生物活性的硅灰石/聚乳酸复合支架。在PDLLA的氯仿溶液中加入硅灰石和粒状NaCI，经过溶液浇铸、盐沥滤、真空干燥等步骤，得到海绵状支架。支架具有相互连续的大孔结构，孔径从几十微米到几百微米，孔隙率最高可达95％。将支架浸入模拟体液中，7天后在支架表面生成一层羟基磷灰石；复合支架释放的Ca和Si离子可以限制PDLLA降解副产物的酸性，3个星期内可以保持模拟体液的酸性在6.7～7.2之间；另外，复合支架中的硅灰石能够增强支架的亲水性。

Richard M.Day等^[57]利用热诱导相分离技术制备管状PLGA泡沫材料并将其用作组织工程支架材料。将PLGA75溶于碳酸二甲酯中形成一定浓度的溶液，通过热诱导相分离、冷冻干燥等步骤，得到聚合物多孔膜。将膜卷成管状，边缘处用氯仿缓慢溶解并压在一起，得到长20mm，内径约为3mm，管壁厚度约为1.5mm的管状泡沫材料。泡沫内的孔相互连续且呈放射状分布，孔径分布较宽(50～300μm)，孔隙率大于93％。将这种支架植入成年的公鼠体内，表现出良好的生物相容性。

同年，F.Yang等^[58，59]又以静电纺丝技术分别制备了定向和随机取向的PLLA纳米纤维支架，并且将两种支架分别用于神经组织工程。将PLLA溶于二氯甲烷/N，N-二甲基甲酰胺(DMF)(70∶30)中形成一定浓度的溶液，将聚合物溶液以1.0mL/h的速度注入仪器中，针对不同浓度的溶液选择不同内径的纺针。在转盘的转速为1000rpm、12kV直流电条件下喷出聚合物溶液，在收集器上收集PLLA纤维。用转盘收集具有一定取向的纤维，而用平铝板收集随机取向的纤维。对于定向支架，平均纤维直径为300mm至1.5μm；对于随机取向的支架，纤维直径为700nm至3.5μm。从细胞培养实验的结果可以看出，在定向支架中，神经干细胞和神经突沿纤维的方向生长；支架的纤维直径为纳米级时，更易于神经干细胞的分化和神经突的生长，而且还能促进神经干细胞的粘附。

2005年，Kyu Chul Shin等^[60]以PLGA/PLLA的混合物为原料，利用热诱导相分离技术中的液-液相分离法制备了聚合物大孔支架。将PLGA/PLLA混合物溶于二氧六环/水(87/13，wt/wt)中，并加入一定量聚乙二醇(PEG)或PEG-PLLA二聚物，通过陈化、退火、冷冻干燥等步骤，得到孔规整且相互连续的大孔支架，支架的孔径在50～200μm范围。加入PLLA可增加PLGA/PLLA溶液的粘度，使多孔支架的机械强度增加，并且可以升高浊点温度，使热力学驱动力增大。添加两性共聚物PEG可以降低界面张力，得到孔连续性好且机械强度高的大孔支架。

Anita W.T.Shum等^[61]以分散的石蜡球为致孔剂，利用致孔剂沥滤技术制备了PLGA多孔支架。采用边搅拌边将熔融的石蜡加入PVA水溶液中的办法，然后将混合物倒入冷水中得到石蜡球，同时也得到PVA沉淀。用筛子除去大部分PVA沉淀和大尺寸的石蜡球，然后用水洗去石蜡球中残留的PVA，再筛出粒径小于100μm的石蜡球，用二次蒸馏水洗涤三至五次。将石蜡球放入自制装置中形成一定形状的石蜡泡沫，挤出过量的水，在30℃干燥1星期，再在37℃加热30min，然后冷却至室温。将PLGA50/50的吡啶溶液滴加到石蜡泡沫上使其充满石蜡球间的孔隙，先将石蜡泡沫和聚合物溶液置于真空度较低(60mmHg)的环境中，除去泡沫中的空气，再置于真空度较高(压力＜0.5mmHg)的环境中，除去溶剂。在室温将石蜡/聚合物样品在正己烷中浸泡2天除去石蜡，再在环己胺中浸泡除去正己烷。将样品在-20℃下冷冻6h后于-10℃下冷冻干燥两天，再在室温下真空干燥一星期。以上述方法得到了四种不同孔径(150～180μm，180～250μm，250～280μm，280～400μm)的多孔支架材料，孔隙率均达到90％。

Min Lee等^[62]利用间接三维打印技术(indirect three-dimensional printing)制备具有特定形状的PLGA多孔支架。即先通过三维打印技术制得石膏模具，然后将混有致孔剂的PLGA溶液注入模具中，冷冻干燥除去溶剂。用蒸馏水滤出模具和致孔剂，干燥后即得所需的多孔支架。这种支架具有开放的、连续性好的孔结构。将制得的PLGA支架用于肠上皮细胞(IEC6)的体外培养，细胞在支架上均匀吸附并且生长良好。直接三维打印技术对支架的结构有一定限制，所得支架的孔径通常小于150μm，而骨生长的最佳孔径为200～400μm；而且使用直接三维打印技术，聚合物溶液中的有机溶剂通常也会溶解打印机的喷头。这种间接三维打印技术的优点在于可以制备形状复杂的多孔支架，还可解决直接打印技术中的不足。

Xinhua Zong等^[63]在利用静电纺丝技术制备了PDLLA和PLLA支架以后^[36]，又以此法制备了以PLGA为基础的无纺纤维，并将其用于心脏组织工程。所得支架的平均纤维直径为0.9～1.0μm，孔隙率最高可达78％。在进行细胞培养实验之前，将静电纺丝膜进行单轴拉伸，可以得到各向异性的纤维结构。这种无纺纤维支架能够引导心肌细胞的生长，并且可以得到结构和功能合适的心肌组织结构。

2006年，You Young等^[64]研究了溶液性质对PLGA静电纺丝纳米纤维结构的影响。将PLGA溶于氯仿或1，1，1，3，3，3-六氟-2-丙醇(HFIP)中，形成浓度为15wt％的溶液，通过静电纺丝技术得到平均纤维直径在270～760nm范围的支架。在PLGA/氯仿溶液中加入少量苄基三乙基氯化铵(BTEAC)，平均纤维直径从760nm降到450nm；使用极性溶剂HFIP制备的纳米纤维平均纤维直径为270nm，比用氯仿为溶剂制备的纤维平均直径(760nm)小得多。

Ho Joon Shin等^[65]以不同组成的PLGA(75/25，50/50，75/25和50/50的混合物)为原料，通过静电纺丝技术制备PLGA纳米纤维支架，并研究了支架的机械性能、降解速度以及在机械刺激下细胞对支架的反应。这种纳米纤维支架的机械稳定性较好，植入体内后不会塌陷，而且可以支撑软骨组织的再生。

Shanta Raj Bhattarai等^[66]利用静电纺丝技术制备了亲水性的PLLA纳米纤维无纺织物，并且研究了纤维原细胞NIH3T3在这种无纺纤维上的增殖、形态以及细胞间质的相互作用。添加聚乙二醇(PEG)能够增加PLLA纤维的亲水性，当PLLA/PEG＝80/20时，最符合NIH3T3纤维原细胞的生物活性要求，此时纤维直径在540～850μm范围，大多数孔的孔径小于100μm，拉伸强度为8MPa，延长率为150％，孔隙率高于90％，随着水解降解过程的发生，纤维的亲水性逐渐增加。

Xiaoxi Wang等^[67]结合气体发泡和超声波技术探讨制备组织工程多孔支架的方法。他们首先通过气体发泡技术^[52]得到了PLLA多孔泡沫，然后根据ASTM标准测量样品的相对密度，选择相对密度最低(9％)的样品在21℃用超声波处理60s，超声波的频率为20kHz，最大功率为750W。研究结果表明，使用超声波处理样品，能显著增加支架中闭合孔之间的连通性，但是对孔径的改变不显著——处理前闭合孔的孔径在30～70μm，处理后相互连续的孔的孔径在30～90μm。

I.Tsivintzelis等^[65]采用CO₂为反溶剂的办法制备了PLLA多孔支架。将一定浓度的PLLA-二氯甲烷溶液放入自制装置中，在一定温度、一定压力的超临界CO₂中浸泡2.5h，然后在相同温度和压力下不断充入新鲜的CO₂，以便萃取出有机溶剂，2.5h后以恒定速率(1bar/min)缓慢降压。由于PLLA是半结晶聚合物，不能利用气体发泡技术得到PLLA多孔结构，然而，以CO₂为反溶剂则可解决这个问题。通过调整温度、初始浓度和压力，可以很容易地改变多孔支架的结构。

Taek Kyoung Kim等^[69]用改进的水-油-水(W₁/O/W₂)双乳液溶剂蒸发技术制备了PLGA微球，W₁中溶解的泡腾盐(NH₄HCO₃)在溶剂挥发过程中会自发生成CO₂和NH₃，不但可以使乳液更稳定，还可以在得到的微球中产生连续的孔。具体方法如下：将一定量PLGA溶于二氯甲烷中，再加入一定浓度的NH₄HCO₃水溶液，搅拌均匀后即得第一种水/油乳液。将这种乳液迅速倒入浓度为0.1％(w/v)的PVA的水溶液中，搅拌均匀后即得双乳液。当溶剂蒸发完后，用离心法分离微球，然后用蒸馏水洗涤，最后进行冷冻干燥。PLGA微球的直径在343～535μm范围，表面上的孔的平均孔径为20μm。将这种多孔微球用作培养NIH3T3细胞的微载体，第1天细胞在微球表面上均匀地吸附，7天后细胞成功地在微球内部增殖。

Se Heang Oh等^[70]利用熔融铸模-粒子沥滤技术制备了疏水性的PLGA多孔支架和亲水性的PLGA/聚乙烯醇(PVA)多孔支架。将PLGA和PVA在液氮中冷冻并碾成粒状，将粒状PLGA和PVA(0或5wt％)混合均匀，在30MPa、80℃条件下压成片状混合物。将片状PLGA/PVA混合物放入模具内，并在混合物上下表面都覆盖上一定量盐粒子(粒径在200～300μm)。将模具在20～30MPa、180℃下模压1min，在50～60MPa、180℃下模压30s，脱模后将混合物浸入水中滤出盐粒，最后进行冷冻干燥。所得支架表面和内部的孔隙率一致，均达到90％，孔径为200～300μm，呈开放性孔结构。此法不需使用有机溶剂，且制得的支架中孔的分布均匀。体内和体外降解实验结果显示，周围环境和体外、体内条件都会影响PLGA支架的降解行为；添加少量PVA(5wt％)即可改变PLGA/PVA支架的亲水性，由此可以加快PLGA支架的降解速度。

Junchuan Zhang等^[71]将室温模压技术和蜡球致孔技术相结合，制备了具有球形大孔的三维PLGA支架。在400mL去离子水中加入20g石蜡和1g凝胶，80℃搅拌使其混合均匀。2h后在搅拌状态下向混合物中加入300mL冰水，使熔融的石蜡固化，过滤得到蜡球，用去离子水洗涤数次后真空干燥。将1g PLGA85溶于5mL丙酮中，向聚合物溶液中加入蜡球使其形成半固态混合物。将混合物压入模具中，在一定压力下保持4h，然后脱模并在真空箱中放置48h除去残留溶剂。待溶剂挥发完后，用正己烷萃取出蜡球，再在室温下真空干燥，即可得到多孔支架。支架的孔隙率高达97％；当支架的孔隙率为90％时，压缩模量超过3MPa，压缩强度超过0.2MPa。将这种支架用于培养3T3纤维原细胞，支架无细胞毒性。

Xiaohua Liu、Peter X.Ma等^[72]又以凝胶球为致孔剂，在进行热诱导相分离的同时将凝胶球嵌入纤维表面，得到了表面改性的PLLA纳米纤维支架。制备凝胶球的方法是：将45℃的凝胶-水溶液加入到45℃的矿物油中，快速搅拌10min后迅速冷却，当混合物的温度降至0℃以下后，加入冷却至-18℃的乙醇，停止搅拌后即可看到在混合物的底部有凝胶球沉淀。用丙酮洗涤凝胶球数次除去矿物油，滤出凝胶球，再用二氧六环进行溶剂交换，然后冷冻干燥。将得到的凝胶球用标准筛过滤，即可得到实验所需的凝胶球。纳米纤维PLLA支架的制备方法是，取直径在250～425μm范围的凝胶球放入模具中，保持上表面水平，用37℃的水汽加热一段时间。将PLLA-水-四氢呋喃溶液逐滴加入到经过预热的凝胶球团中，然后迅速冷却至-76℃，使溶液发生相分离并且使凝胶嵌入分相的溶液中。用环己胺萃取出凝胶/聚合物中的溶剂并进行冷冻干燥，再用蒸馏水滤出凝胶并进行冷冻干燥，即可得到PLLA纳米纤维支架。和使用相同粒径范围的不规则凝胶制备的支架相比，使用凝胶球制备的支架压缩模量要高三倍。这种经过表面改性的支架还可促进细胞的吸附和增殖。

上述制备多孔支架材料的方法均存在着不足之处，如致孔剂沥滤技术制备多孔材料容易在多孔材料中残留盐、气体发泡法得到的多孔材料的连通性不好、冷冻干燥法耗费大量能源，同时在冷冻干燥过程中，由于干燥时间长，材料容易变形。有些通过将聚合物溶液冷冻淬火、常温溶剂交换的办法可以得到多孔材料，但局限性很大，因为聚合物在这些使用的有机溶剂中低温时可以凝胶，而在常温时又会溶解或部分溶解导致多孔材料塌陷或变形。上述文献中介绍的另外一些办法要么只能制备多孔薄膜、要么所制备的多孔材料的孔径大小不能控制。

发明内容

本发明的目的是提供一种微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，该方法制备的多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一，且该方法孔的大小能够控制、适合制备大尺寸细胞生长支架或者引导组织再生材料。

为了实现上述目的，本发明的技术方案是：微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，其特征在于它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺或N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.01-0.2g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸(PLLA)或聚羟基乙酸(PGA)或聚己内酯(PCL)或者它们的共聚物(聚-L-乳酸的共聚物、聚羟基乙酸的共聚物、聚己内酯的共聚物)；然后将聚合物溶液在0℃-95℃恒温陈化，陈化时间为0.5-2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-200℃-0℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度5min-4h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-100℃-0℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇或者95％的乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

所述的有机溶剂为N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂时，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为：0.5∶9.5-9.5∶0.5。

本发明在多孔支架材料制备过程中采用相分离和低温溶剂交换相结合的方法，由于相分离法不需要特殊的设备，通过控制相分离的条件，可以控制所得聚合物多孔材料的孔径大小及其孔径分布、孔的形貌，而采用低温溶剂交换法，即在较低的温度进行溶剂交换，在干燥之前从聚合物-溶剂体系中提取出溶剂；之后，聚合物被非溶剂包围，干燥过程不会发生聚合物的再溶解。因此本发明制备的多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一。本发明既可以方便制备大尺寸、结构均匀的多孔支架材料或者引导组织再生材料，该方法孔的大小能够控制，又可以根据对多孔支架材料孔径大小、机械强度等的要求，选用不同的溶剂和工艺条件来制备多孔支架材料。

附图说明

图1为本发明的实施例1的多孔支架的扫描电镜图像

图2为本发明的实施例2的多孔支架的扫描电镜图像

图3为本发明的实施例3的多孔支架的扫描电镜图像

图4为本发明的实施例4的多孔支架的扫描电镜图像

图5为本发明的实施例5的多孔支架的扫描电镜图像

具体实施方式

为了更好地理解本发明，下面结合实施例进一步阐明本发明的内容，但本发明的内容不仅仅局限于下面的实施例。

实施例1：

取0.6g聚-L-乳酸加入到带回流装置的单口烧瓶中，然后加入10mL的N，N-二甲基乙酰胺溶剂，在磁力搅拌下于95℃加热微回流使聚-L-乳酸完全溶解，制备浓度为0.06g/mL的聚-L-乳酸溶液。然后将所得溶液转移到模具中，在95℃保持0.5h(恒温陈化)。再将含有聚-L-乳酸溶液的模具迅速转移到-10℃恒温池中淬火，并在淬火温度保持2h。在此过程中，溶液变成凝胶。然后将此凝胶脱模放入0℃的恒温池中用0℃、95％的乙醇进行溶剂交换，直到用气相色谱检测不到N，N-二甲基乙酰胺为止。所得样品在室温下真空干燥至恒重，得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。本实施例1得到的多孔支架的扫描电镜图像如图1所示，该多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一；平均孔径为0.51μm。

实施例2：

取0.4g聚-L-乳酸加入到带回流装置的单口烧瓶中，然后加入10mL的N，N-二甲基乙酰胺溶剂，在磁力搅拌下于95℃加热微回流使聚-L-乳酸完全溶解，制备浓度为0.04g/mL的聚-L-乳酸溶液。然后将所得溶液转移到模具中，在95℃保持0.5h(恒温陈化)。再将含有聚-L-乳酸溶液的模具迅速转移到-20℃恒温池中淬火，并在淬火温度保持2h。在此过程中，溶液变成凝胶。然后将此凝胶脱模放入0℃的恒温池中用0℃、95％的乙醇进行溶剂交换，直到用气相色谱检测不到N，N-二甲基乙酰胺为止。所得样品在室温下真空干燥至恒重，得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。本实施例2得到的多孔支架的扫描电镜图像如图2所示，该多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一；平均孔径为0.39μm。

实施例3：

取0.5g聚-L-乳酸加入到带回流装置的单口烧瓶中，然后加入10mL的N，N-二甲基乙酰胺溶剂，在磁力搅拌下于95℃加热微回流使聚-L-乳酸完全溶解，制备浓度为0.05g/mL的聚-L-乳酸溶液。然后将所得溶液转移到模具中，在95℃保持0.5h(恒温陈化)。再将含有聚-L-乳酸溶液的模具迅速转移到-30℃恒温池中淬火，并在淬火温度保持2h。在此过程中，溶液变成凝胶。然后将此凝胶脱模放入0℃的恒温池中用0℃、95％的乙醇进行溶剂交换，直到用气相色谱检测不到N，N-二甲基乙酰胺为止。所得样品在室温下真空干燥至恒重，得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。本实施例3得到的多孔支架的扫描电镜图像如图3所示，该多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一；平均孔径为0.52μm。

实施例4：

取0.8g聚-L-乳酸加入到带回流装置的单口烧瓶中，然后加入10mL的N，N-二甲基乙酰胺、二氧六环混合溶剂，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为9∶1，在磁力搅拌下于95℃加热微回流使聚-L-乳酸完全溶解，制备浓度为0.08g/mL的聚-L-乳酸溶液。然后将所得溶液转移到模具中，在95℃保持0.5h(恒温陈化)。再将含有聚-L-乳酸溶液的模具迅速转移到-30℃恒温池中淬火，并在淬火温度保持2h。在此过程中，溶液变成凝胶。然后将此凝胶脱模放入0℃的恒温池中用0℃、95％的乙醇进行溶剂交换，直到用气相色谱检测不到N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环为止。所得样品在室温下真空干燥至恒重，得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。本实施例4得到的多孔支架的扫描电镜图像如图4所示，该多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一；平均孔径为0.49μm。

实施例5：

取0.7g聚-L-乳酸加入到带回流装置的单口烧瓶中，然后加入10mL的N，N-二甲基乙酰胺、二氧六环混合溶剂，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为7∶3，在磁力搅拌下于95℃加热微回流使聚-L-乳酸完全溶解，制备浓度为0.07g/mL的聚-L-乳酸溶液。然后将所得溶液转移到模具中，在95℃保持0.5h(恒温陈化)。再将含有聚-L-乳酸溶液的模具迅速转移到-30℃恒温池中淬火，并在淬火温度保持2h。在此过程中，溶液变成凝胶。然后将此凝胶脱模放入0℃的恒温池中用0℃、95％的乙醇进行溶剂交换，直到用气相色谱检测不到N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环为止。所得样品在室温下真空干燥至恒重，得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。本实施例5得到的多孔支架的扫描电镜图像如图5所示，该多孔支架材料孔贯通性良好、孔的大小比较均一；平均孔径为0.64μm。

实施例6：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.01g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸；然后将聚合物溶液在0℃恒温陈化，陈化时间为0.5h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-200℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度5min，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-100℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例7：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺上加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.2g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸；然后将聚合物溶液在95℃恒温陈化，陈化时间为2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为0℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度4h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为0℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例8：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.01g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为：0.5∶9.5；然后将聚合物溶液在0℃恒温陈化，陈化时间为0.5h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-200℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度5min，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-100℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例9：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.2g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为：9.5∶0.5；然后将聚合物溶液在95℃恒温陈化，陈化时间为1.5h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为0℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度4h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为0℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例10：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.08g/mL，所述的聚合物为聚羟基乙酸；然后将聚合物溶液在80℃恒温陈化，陈化时间为1.5h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-100℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度1h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-100℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例11：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.03g/mL，所述的聚合物为聚己内酯；然后将聚合物溶液在35℃恒温陈化，陈化时间为2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-20℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度50min，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-20℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例12：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.04g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸的共聚物(PLGA80)；然后将聚合物溶液在20℃恒温陈化，陈化时间为2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-20℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度1h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-20℃的低温下用萃取溶剂95％的乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例13：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.1g/mL，所述的聚合物为聚羟基乙酸(PGA)；然后将聚合物溶液在25℃恒温陈化，陈化时间为2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为0℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度2h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为0℃的低温下用萃取溶剂95％的乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

实施例14：

微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.2g/mL，所述的聚合物为聚己内酯的共聚物(PLLA-PCL)，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为：1∶1 ；然后将聚合物溶液在35℃恒温陈化，陈化时间为2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-80℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度4h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-50℃的低温下用萃取溶剂95％的乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品(微孔双连续结构的多孔支架材料)。

参考文献

[1]Robin A.Quirk，Richard M.France，Kevin M.Shakesheff，Steven M.Howdle.Supercriticalfluid technologies and tissue engineering scaffolds[J].Current Opinion in Solid State andMaterials Science，2004，8：323-321。

[2]A.G.A.Coombes，J.D.Heckman.Gel casting of resorbable polymers：1.Processing andapplications[J].Biomaterials，1992，13(4)：217-224。

[3]A.G.A.Coombes，J.D.Heckman.Gel casting of resorbable polymers：2.In-vitro degradetion ofbone graft substitutes[J].Biomaterials，1992，13(5)：297-307。

[4]Mikos Antonios G.，Bao Yuan，Cima Linda G，Ingber Donald E.，et al.Preparation ofpoly(glycolic acid)bonded fiber structures for cell attachment and transplantation[J].Journalof Biormedical Materials Research，1993，27(2)：183-189。

[5]Mikos A.G.，Thorsen AJ，Czerwonka LA，et al.Preparation and characterization ofpoly(L-lactic acid) foams[J].Polymer，1994，35(5)：1068-1077。

[6]K.Whang，C.H.Thomas，K.E.Healy.A novel method to fabricate bioabsorbable scaffolds[J].Polymer，1995，36(4)：837-842。

[7]D.J.Mooney，C.L.Mazzoni，C.Breuer，K.McNamara，et al.Stabilized polyglycolic acidfibrebased tubes for tissue engineering[J].Biomaterials，1996，17：115-124。

[8]Mooney D.J.，Baldwin D.F.，Suh N.P.，Vacanti J.P.Novel approach to fabricate poroussponges of poly(D，L-lactic-co-glycolic acid)without the use of organic solvents[J].Biomaterials，1996，17(14)：1417-1422。

[9]Ch.Schugens，V.Maquet，C.Granddfils，R.Jerome,et al.Biodegradable and macroporouspolylactide implants for cell transplantation：I.Preparation of macroporous polylactidesupports by solid-liquid phase separation[J].Polymer，1996，37(6)：1027-1038。

[10]Ch.Schugens，V.Maquet，C.Granddfils，R.Jerome，et al.Polylactide macroporousbiodegradable implants for cell transplantation.II. Preparation of polylactide foams byliquid-liquid phase separation[J].Journal of Biomedical Materials Research，1996，30：449-461。

[11]P.van de Witte，H.Esselbrugge，P.J.Dijkstra，J.W.A van de Berg，et al. Phase transitions duringmembrane formation of polylactide.1.A morphological study of membranes obtained from thesystem polylactide-chloroform-methanol[J].Journal of Membrane Science，1996，113：223-236。

[12]P.van de Witte，Neth Enschede.Morphological study of membranes obtained from the systemspolylactide-dioxane-methanol，polylactide-dioxane-water and polylactide-N-methylpyrrolidone-water[J].Journal of Polymer Science，Part B：Polymer Physics，1996，34(15)：2569-2578。

[13]Park Y.J.，Nam K.H.，Ha S.J.，Pai C.M. Porous poly(L-lactide)membranes for guided tissueregeneration and controlled drug delivery：Membrane fabrication and characterization[J].Journal of Conotrolled Release，1997，43：151-160。

[14]P.M.Kaufmann，S.Heimrath，B.S.Kim，D.J.Mooney.Highly porous polymer matrices as athree-dimensional culture system for hepatocytes[J].Cell transplanation，1997，6(5)：463-468。

[15]K.F.Leong，C.M.Cheah C.K.Chua.Solid freeform fabrication of three-dimensional scaffoldsfor engineering replacement tissues and organs[J].Biomaterials，2003，24：2363-2378。

[16]Harris leatrese D，Kim Byung-Soo，Mooney David J.Open pore biodegradble matricesformed with gas foaming[J].Journal of Biomedical Materials Research 1998，42(3)：396-402。

[17]Yoshiaki Kawashima，Hiromitsu Yamamoto，Hirofumi Takeuchi，Tomaoaki Hino，et al.Properties of a peptide containing DL-lactide/glycolide copolymer nanosphered prepared bynovel emulsion solvent diffusion method[J].Europeam Journal of Pharmaceutics andBiopbarmaceutics，1998，45：41-48。

[18]Markus S.Widmer，Puneet K.Gupta，Lichun Lu，Rudolf K.Meszlenyi，et al.Manufacture ofporous biodegradable polymer conduits by an extrusion process for guided tissueregeneration[J].Biomaterials 1998，19：1945-1955。

[19]Yoon Sung Nam，Tae Gwan Park.Porous biodegradable polymeric scaffolds prepared bythermally induced phase separation[J].J Biomed Mmater Res，1999，47：8-17。

[20]Yoon Sung Nam，Tae Gwan Park.Biodegradable polymeric microcellular foams by modifiedthermally induced phase separation method[J].Biomaterials，1999，20：1783-1790。

[21]Pter X.Ma，Ruiyun Zhang.Synthetic nano-scale fibrous extracellular matrix[J].J BiomedMater Res，1999，20：60-72。

[22]Hideki Murakami，Masao Kobayashi，Hirofumi Takeuchi，Yoshiaki Kawashima.Preparation ofpoly(DL-lactide-co-glycolide)nanoparticles by modified spontaneous emulsification solventdiffusion method[J].International Journal of Pharmceutics，1999，187：143-152。

[23]Y.Senuma.S.Franceschin，J.G Hilborn.P.Tissieres.et al.Bioresorbable microspheres byspinning disk atomization as injectable cell carrier：from preparation to in vitro evaluation[J].Biomaterials，2000，21：1135-1144。

[24]David D.Hile，Mary Lee Amirpour，Aydin Akgerman，Michael V.Pishko.Active growth factordelivery from poly(D，L-lactide-co-glycolide)foams prepared in supercritical CO2[J].Journalof Controlled Release，2000，66：177-185。

[25]Lichun Lu，Susan J.Peter，Michelle D.Lyman，Hui-Lin Lai，et al.In vitro and in vivodegradation of porous poly(DL-lactic-co-glycolic acid)foams[J].Biomaterials，2000，21：1937-1845。

[26]Y.S.Nam，J.J.Yoon，T.G.Park.Novel Fabrication Method of Macroporous BiodegradablePolymer Scafolds Using Gas Foaming Salt as a Porogen Additive[J].Journal of BiomedicalMaterials Research，2000，53(1)：1-7。

[27]Tsuji Hideto，Smith Raymond，Bonfield William，Ikada Yoshito. Porous biodegradablepolyesters.I.Preparation of porous poly(L-lactide)films by extraction of poly(ethylene oxide)from their blends[J].Journal of Applied Polymer Science：2000，75(5)：629-637。

[28]Ruiyun Zhang，Peter X.Ma.Synthetic nano-fibrillar extracellular matrices with predesignedmacroporous architectures[J].J Biomed Mater Res，2000，52：430-438。

[29]Ma P X，Choi J W. Biodegradable polymer scaffolds with well-defined interconnectedspherical pore network[J].Tissue Engineering，2001，7(1)：23-33。

[30]Victor J.Chen，Peter X.Ma.Nano-fibrous poly(L-lactic acid)scaffolds with interconnectedspherical macropores[J].Biomaterials，2004，25：2065-2073。

[31]Zhuo Xiong，Yongnian Yan，Renji Zhang，Lei Sun.Fabrication of porous poly(L-lactic acid)scaffolds for bone tissue engineering via precise extrusion[J].Scripta Materialia，2001，45：773-779。

[32]Arnaldo R.Santos，Jr.，Samuel H.Barbanti，Eliana Aparecida R.Duek，et al.Vero cell growthand differentiation on poly(L-lactic acid)membranes of different pore diameters[J].AriticialOrgams，2001，25(1)：7-13。

[33]Jun Jin Yoon，T.G. Park.Degradation behaviors of biodegradable macroporous scaffoldsprepared by gas foaming of effervescent salts[J].Journal of Biomedical Materials Research，2001，55(3)：401-408。

[34]Guoping Chen，Takashi Ushida，Tetsuya Tateishi.Preparation of poly(L-lactic acid)andpoly(DL-lactic-co-glycolic acid)foams by use of ice microparticulates[J].Biomaterials，2001，22：2563-2567。

[35]Guoping Chen，Takashi Ushida，Tetsuya Tateishi.Development of biodegndable porousscaffolds for tissue engineering[J].Materials Science and Engineering，2001，17：63-69。

[36]Li Wan-Ju，Lanrencin Cato T.，Cateron Edward J.，Tuan Rocky S.，et al.Electrospunnanofibrous structure：A novel scaffold for tissue engineering[J].Journal of BiomedicalMaterials Research，2002，60(4)：613-621。

[37]Xinhua Zong，Kwangsok Kim，Dufei Fang，Shaofeng Ran.Structure and process relationshipof electrospun bioabsorbable nanofiber membranes[J].Polymer，2002，43：4403-4412。

[38]Cathryn Sundback，Tessa Hadlock，Mack Cheney，Joseph Vacanti.Manufacture of porouspolymer nerve conduits by a novel low-pressure injection molding process[J].Biomaterials，2003，24：819-830。

[39]罗丙红.PLGA生物可降解组织工程支架材料的合成和改性研究[学位论文].中山大学，2003。

[40]Qingpu Hou，Dirk W.Grijpma，Jan Feijen.Porous polymeric structures for tissus engineeringprepared by a coagulation，compression moulding and salt leaching technique[J].Biormaterials，2003，24：1937-1947。

[41]陈际达.上海第二医科大学博士后研究报告，2003。

[42]R.M.Luciano，C.A.C.Zavaglia，E.A.R.Duek.Synthesis and characterization of poly(L-lacticacid)membranes：Studies in vivo and in vitro[J].Journal of materials science：Materials inmedicine，2003，14：87-94。

[43]Angela S.P.Lin，Thomas H.Barrows，Sarah H Cartmell.，Robert E.Guldberg.Microarchitectural and mechanical characterization of oriented porous polymer scaffolds[J].Biomaterials，2003，24(3)：481-489。

[44]Jong Hoon Lee，Tae Gwan Park，Ho Sik Park，Doo Sung Lee，et al.Thermal and mechanicalcharacteristics of poly(L-lactic acid)nanocomposite scafold[J].Biomaterials，2003，2773-2778。

[45]Shirong Li，Vincenzo La Carrubba，Stefano Piccarolo，Diana Sannino，et al.Preparation andproperties of poly(L-lactic acid)scaffolds by thermally induced phase separation from a ternarypolymer-solvent system[J].Polymer International，2004，53，2079-2085。

[46]Pierre Sarazin，Xavier Roy，Basil D.Favis.Controlled preparation and properties of porouspoly(L-lactide)obtained from a co-continuous blend of two biodegradable polymers[J].Biomaterials，2004，25：5965-5978。

[47]Zhenhua Yuan，Basil D.Favis.Macroporous poly(L-lactide) of controlled pore size derivedfrom the annealing of co-continuous polystyrene/poly(L-lactide)blends[J].Biomaterials，2004，25：2161-2170。

[48]A.R.Boccaccini，J.J.Blaker，V.Maquet，R.M.Day，et al.Preparation and characterisation ofpoly(lactide-co-glycolide)(PLGA) and PLGA/Bioglass composite tubular foam scaffolds fortissue engineering applications[J].Materials Science and Engineering，2005，25：23-31。

[49]V.Maquet，A.R.Boccaccini，L.Pravata，I.Notingher，et al.Porous poly(α-hydroxyacid)/Bioglass composite scaffolds for bone tissue engineering.I：preparation and in vitrocharacterisation[J].Biomaterials，2004，25：4185-4194

[50]Hyun Do Kim，Eun Hee Bae，Ick Chan Kwon，Ravindra Ramsurat Pal，et al.Effect ofPEG-PLLA diblock copolymer macroporous PLLA scaffolds by thermally induced phaseseparation[J].Biomaterials，2004，25：2319-2329。

[51]Takaaki Tanaka，Douglas R.Lloyd.Formation of poly(L-lactic acid)microfiltrationmermbranes via thermally induced phase separation[J].Journal of Menbrane Science，2004，238：65-73。

[52]Lakhwant Singh，Vipin Kumar，Buddy D.Ratner.Generation of porous microcellular85/15poly(DL-lactide-co-glycolide) foams for biomedical application[J].Biomaterials，2004，25：2611-2617。

[53]M.Navarro，M.P.Ginebra，J.A.Planell.Development and cell response of a new biodegradablecomposite scaffiold for giuided bone regeneration[J].Journal of Materials Science：Materials inMedicine，2004，15：419-422。

[54]Hwa-Chang Liu，I-Chi Lee，Jyh-Horng Wang，Shu-Hua Yang，et al.Prepartion of PLLAmembranes with different morphologies for culture of MG-63 Cells[J].Biomaterials，2004，25：4047-4056。

[55]Takashi Sato，Guoping Chen，Takashi Ushida，Tomoo Ishii，et al.Evaluation of PLLA-collagenhybrrid sponge as a scaffold for cartilage tissue engineering.Materials Science andEngineering2004，24：365-372。

[56]Haiyan Li，Jiang Chang.Preparation and charactization of bioactive and biodegradableWollastontie/poly(D，L-lactic acid)composite scaffolds[J].Journal of Materials Science：Materials in Midicine，2004，15：1089-1095。

[57]Richsrd M.Day，Aldor.Boccaccini，Veronique Maquet，Sandra Shurey，et al.In vivocharacterisation of a novel bioresorbable poly(lactide-co-glycolide)tubular foam scaffold fortissue engineering applications[J].Journal of Materials Science：Materials in Medicine，2004，15：729-734。

[58]F.Yang，C.Y.Xu；M.Kotaki；S.Wang.Characterization of neural stem cells on electrospunpoly(L-lactic acid)nanofibrous scaffold[J].Journal of Biomaterials Science，Polymer Edition，2004，15(12)：1483-1497。

[59]F.Yang，R.Murugan，S.Wang，S.Ramadrishna.Electrospinning of nano/micro scalepoly(L-lactic acid) aligned fibers and their potential in neural tissue engineering[J].Biomaterials，2005，26：2603-2610。

[60]Kyu Chul Shin，Bong Sup Kim，Ji Heung Kim，Tae Gwan Park，et al.A facile preparation ofhighly interconnected macroprous PLGA scaffolds by liquid-liquid phase separation II[J].Polymer，2005，46：3801-3808。

[61]Anita W.T.Shum，Jiashen Li，Arthur F.T.Mark.Fabrication and structural characterization ofporous biodegradable poly(DL-lactic-co-glycolic acid)scaffolds with controlled range of poresizes[J].Polymer Degradation and Stability，2005，87：487-493。

[62]Min Lee，James C.Y.Dunn，Benjamin M.Wu.Scaffold fabrication by indirectthree-dimensional printing[J].Biomaterials，2005，26：4281-4289。

[63]Xinhua Zong，Harold Bien，Chiung-Yin Chung，Lihong Yin，et al.Electrospun fine-texturedscaffolds for heart tissue constructs[J].Biomaterials，2005，26：533-5338。

[64]You Young，Lee Seung Jin，Min Byung-Moo，Park Won Ho.Effect of solution properties onnanofibrous structure of electrospun poly(lactic-co-glycolic acid)[J].Journal of AppliedPolymer Science，2006，99(3)：1214-1221。

[65]Ho Joon Shin；Chang Hun Lee，In Hee Cho，Young-Jick Kim，et al.Electrospun PLGAnanofiber scaffolds for articular carilage reconstruction：Mechanical stability，degradation andcellular responses under mechanical stimulation in vitro[J].Journal of Biomaterials Science，Polymer Edition，2006，17(1)：103-119。

[66]Shanta Raj Bhattarai，Narayan Bhattarai，Periasamy Viswanathamurthi，Ho Keun Yi，et al.Hydrophilic nanofibrous structure of polylactide：fabrication and cell affinity[J].Journal ofBiomedical Materials Research-Part A，2006，78(2)：247-257。

[67]Xiaoxi Wang，Wei Li，Vipin Kumar.A method for solvent-free fabrication of porous polymerusing solid-state foaming and ultrasound for tissue engineering applications[J].Biomaterials，2006，27：1924-1929。

[68]I.Tsivintzelis，E.Pavlidou，C.Pannyiotou.Porous scaffolds prepared by phase inversion usingsupercritical CO₂ as antisolvent[J].J.of Supercritical Fluids，2006。

[69]Taek Kyoung Kim；Jun Jin Yoon，Doo Sung Lee，Tae Gwan Park.Gas foarned open porousbiodegradable polymeric microspheres[J].Biomaterials，2006，27：152-159。

[70]Se Heang Oh，Soung Gon Kang，Jin Ho Lee.Degradation behavior of hydrophilized PLGAscaffolds prepared by melt-molding particulate-leaching method：Comparison with controlhydrophobic one[J].Journal of Materials Science：Materials in Medicine，2006，17：131-137。

[71]Junchuan Zhang，Hong Zhang，Linbo Wu，Jiandong Ding.Fabrication of three dimensionalpolymeric scaffolds with spherical pores[J].J.Mater.Sci.，2006，41：1725-1731。

[72]Xiaohua Liu，Youngjun Won，Peter X.Ma.Porogen-induced surface modification ofnano-fibrous poly(L-lactic acid)scaffolds for tissue engineering[J].Biomaterials，2006，27：3980-3987。

Claims (2)

1.微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，其特征在于它包括如下步骤：先将聚合物放入有机溶剂N，N-二甲基乙酰胺或N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂中加热溶解，得到聚合物溶液，聚合物在有机溶剂中的浓度为0.01-0.2g/mL，所述的聚合物为聚-L-乳酸或聚羟基乙酸或聚己内酯或者它们的共聚物；然后将聚合物溶液在0℃-95℃恒温陈化，陈化时间为0.5-2h；再将陈化后的聚合物溶液在温度为-200℃-0℃的低温下冷冻淬火，并保持在淬火温度5min-4h，使其进行相分离，产生凝胶；接着采用低温溶剂交换法，将凝胶在温度为-100℃-0℃的低温下用萃取溶剂无水乙醇或者95％的乙醇萃取直到有机溶剂被完全置换后得物质A；最后将物质A在室温下真空干燥得产品。

2.根据权利要求1所述的微孔双连续结构的多孔支架材料的制备方法，其特征在于：所述的有机溶剂为N，N-二甲基乙酰胺和二氧六环的混合溶剂时，N，N-二甲基乙酰胺与二氧六环的体积比为：0.5∶9.5-9.5∶0.5。

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